WO2024089857A1 - 電気泳動カセット及び電気泳動方法 - Google Patents

電気泳動カセット及び電気泳動方法 Download PDF

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WO2024089857A1
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未真 小川
崇秀 横井
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株式会社日立ハイテク
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    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N27/00—Investigating or analysing materials by the use of electric, electrochemical, or magnetic means
    • G01N27/26—Investigating or analysing materials by the use of electric, electrochemical, or magnetic means by investigating electrochemical variables; by using electrolysis or electrophoresis
    • G01N27/416—Systems
    • G01N27/447—Systems using electrophoresis

Definitions

  • This disclosure relates to an electrophoresis cassette and an electrophoresis method, and to an electrophoresis cassette with a prepackaged gel and an electrophoresis method using the electrophoresis cassette.
  • Gel electrophoresis is a method for analyzing biological materials such as nucleic acids and proteins, utilizing the phenomenon in which a charged material migrates toward an electrode of opposite polarity when an electric field is applied to the material.
  • electrophoretic gels such as agarose gel and acrylamide gel are used as supports for biological materials. Since the migration speed in the electrophoretic gel differs depending on the molecular weight of the biological material, the biological material is separated into different bands according to molecular weight.
  • gel electrophoresis has high resolution for separating biological materials, it is also used to measure the length of DNA fragments and understand the condition of a specimen. It is also used to quantify DNA of a specific length by fluorescently labeling the DNA and observing its brightness.
  • electrophoresis gels are prepared and used immediately before electrophoresis.
  • preparing electrophoresis gels requires a lot of work, as agarose gels require dissolving the gel, and polyacrylamide gels require adjusting reagents and degassing.
  • Patent Documents 1 and 2 disclose a method in which a gel called a slab gel is prepared between glass plates and stored in a low pH buffer solution.
  • Patent document 3 also discloses an electrophoresis device in which a fluorescent dye is added to a pre-prepared, pre-packaged gel, eliminating the need for fluorescent staining of samples.
  • Patent Document 4 discloses an electrophoresis cassette in which gel and buffer are prepackaged.
  • prepackaged gels require structures called wells to receive the samples, and there are constraints on maintaining these structures.
  • a resin plate called a comb is inserted into the gel, and before use, the comb is removed and the sample is poured into the well formed there (Patent Documents 1, 2, and 3).
  • Patent Documents 1, 2, and 3 When using a cassette with these prepackaged gels in an automated electrophoresis device, it is necessary to install a comb removal mechanism.
  • an operator manually removes the comb before using the automated electrophoresis device the wells are exposed inside the device for a certain period of time until electrophoresis begins, which may cause contamination or drying of the buffer solution.
  • Patent Document 4 discloses an electrophoresis cassette in which the buffer solution in contact with the gel is prepackaged and wells are held without a comb, but the gel composition is limited to cross-linked gels to prevent swelling of the gel during storage. Furthermore, it is necessary to select a cross-linked gel with a composition that causes minimal swelling. Furthermore, it is necessary to match the salt concentrations of the buffer solution and the gel to prevent swelling and shrinkage due to differences in osmotic pressure.
  • the present disclosure therefore aims to provide an electrophoresis cassette and electrophoresis method that can form wells without a comb, can use gels that are convenient and highly flexible, and can prevent degradation of sample separation performance due to gel swelling.
  • the electrophoresis cassette of the present disclosure includes a gel tank that contains a gel, and a buffer tank that is connected to the gel tank and contains a buffer into which a sample to be electrophoresed in the gel is injected, and the gel and the oil that comes into contact with the gel are prepackaged.
  • the electrophoresis method disclosed herein includes preparing an electrophoresis cassette having a gel tank that contains a gel, and a buffer tank that is continuous with the gel tank and that contains a buffer into which a sample to be electrophoresed in the gel is injected, the electrophoresis cassette containing a gel and oil that contacts the gel prepackaged, injecting the buffer into the buffer tank of the electrophoresis cassette to separate the oil from the gel, injecting the sample into the buffer tank that has been injected into the buffer tank, and applying an electric field to the sample to electrophorese the sample in the gel.
  • electrophoresis cassette and electrophoresis method disclosed herein allow wells to be formed without a comb, making it possible to use a gel that is convenient and highly flexible, and preventing a decrease in sample separation performance due to gel swelling.
  • FIG. 2 is a front view of an electrophoresis cassette according to an embodiment.
  • FIG. 2 is a cross-sectional view of an electrophoresis cassette according to an embodiment.
  • 13 is a graph illustrating the results of a gel swelling experiment when a buffer solution according to a comparative example is overlaid.
  • 1 is a graph illustrating the results of a gel swelling experiment when oil according to Example 1 is overlaid.
  • FIG. 13 is a diagram showing an electrophoretic image according to Example 2.
  • FIGs. 1 and 2 are diagrams showing the configuration of an electrophoresis cassette 1 according to an embodiment.
  • a support 9 is provided to cover a gel 7.
  • the support 9 is electrically resistive (including those that are insulating and those that have a high electrical resistance (not only complete insulators but also those that conduct some electricity)).
  • the electrophoresis cassette 1 has an upper electrode 4a and a lower electrode 4b for applying a voltage.
  • a power supply (not shown) is connected to the upper electrode 4a and the lower electrode 4b, and is configured so that a voltage can be applied between the pair of electrodes 4a and 4b.
  • a voltage control device (not shown) that controls the operation of the power supply may be connected to the power supply.
  • sample to be collected is nucleic acid.
  • Gel 7 is a separation medium used to separate the target biological material from unnecessary substances.
  • a well-known gel such as agarose gel or polyacrylamide gel can be used.
  • the thickness of gel 7 is preferably 0.5 to 18 mm from the viewpoint that the bands of the biological material obtained by electrophoresis are sharp and easy to see.
  • the thickness of gel 7 does not have to be constant.
  • the electrophoresis cassette 1 includes a gel tank 2 capable of accommodating a gel 7.
  • the gel tank 2 is provided with an injection port 5 for injecting the gel 7.
  • the gel 7 is prepackaged in the gel tank 2.
  • the electrophoresis cassette 1 is equipped with a buffer tank 3 capable of containing a buffer solution into which a sample (target biological material) to be electrophoresed in a gel 7 is injected.
  • the buffer tank 3 is a tank continuous with the gel tank 2.
  • the internal space of the buffer tank 3 and the internal space of the gel tank 2 are spatially connected in a continuous manner.
  • the buffer solution is poured into the buffer tank 3. The buffer solution is not prepackaged.
  • the oil 8 comes into contact with the gel 7 contained in the gel tank 2. This oil 8 is prepackaged in the buffer tank 3.
  • the oil 8 is a liquid that undergoes phase separation from the water or gel 7, and can be, for example, a non-polar solvent, a low polarity solvent, or a lipid.
  • the oil 8 includes benzene or toluene.
  • the interfacial tension between the oil 8 and the water or gel 7 is such that the phase separation state is maintained, and can be, for example, 10 mN/m or more.
  • the surface tension of the oil 8 can be, for example, 10 mN/m.
  • the interfacial tension between the water or gel 7 and the oil 8 can be smaller than the surface tension of the oil 8.
  • the oil 8 has a smaller specific gravity than the buffer solution. This makes it easier for an interface to form between the buffer solution and the gel 7 during electrophoresis.
  • the support 9 is formed using a resin or the like. By providing an opening in the buffer tank 3 or by providing a separate piercing mechanism, it becomes possible to inject a sample containing the target biological material to be separated into the buffer tank 3. In this embodiment, an opening is formed at or near one end of the buffer tank 3 for injecting the sample toward the upper surface.
  • the target biological material is mixed with a liquid having a higher specific gravity than the buffer solution and injected into the buffer tank 3 as an injection liquid.
  • the solvent with which the target biological material is mixed include an aqueous glycerol solution and sugar water.
  • the glycerol concentration can be, for example, 6%.
  • the viscosity of the injection liquid can be, for example, 1 mPa ⁇ s.
  • the distance between the buffer solution tank 3 and the lower electrode 4 can be set as desired. This distance can be designed appropriately depending on the composition of the gel 7 (e.g., gel concentration), the molecular weight of the target biological material, etc.
  • the gel tank 2 and the buffer tank 3 are substantially rectangular parallelepipeds, but their structure, shape, size, etc. are not limited to those shown in the figure.
  • the structure, shape, size, etc. of the gel tank 2 and the buffer tank 3 can be set arbitrarily.
  • the width dimension of the gel tank 2 and the buffer tank 3 i.e., the horizontal dimension perpendicular to the direction of the electric field; not shown in FIG. 2 may be the same or different.
  • the migration direction of the biological material is vertical (Z direction in the figure), and the gel tank 2 and the buffer tank 3 are arranged successively in the vertical direction, but the migration direction is not limited to the vertical direction.
  • the electrophoresis cassette 1 includes a gel tank 2, a gel 7 contained in the gel tank 2, a buffer tank 3 that is connected to the gel tank 2 and contains a buffer solution into which a sample to be electrophoresed in the gel 7 is injected, and oil 8 that contacts the gel 7 in the gel tank 2.
  • the gel 7 and oil 8 are prepackaged in the electrophoresis cassette 1.
  • a buffer solution is poured into the buffer solution tank 3 of the electrophoresis cassette 1 to separate the oil 8 and the gel 7.
  • Tris Glycine was used as the buffer solution.
  • Methylene bisacrylamide, dihydroethylene bisacrylamide, and bisacryloylcystamine were used as the crosslinker solutions in the weight ratios shown in Figure 3.
  • the buffer solution was decanted and removed, and the gel was weighed. After the weighing, the decanted buffer solution was returned to the original tube and stored again. This process was repeated for up to 38 days.
  • oil or a buffer solution was poured into the tube to evaluate the weight swelling rate.
  • the gel was prepared by mixing acrylamide and a crosslinker at a total monomer content of 12% (w/v), and dihydroethylenebisacrylamide was used as the crosslinker at a weight ratio of 149:1 to acrylamide.
  • Tris Glycine adjusted to pH 9.5 or Bis-Tris Tricine BES adjusted to pH 6.9 was used as the buffer solution.
  • Mineral oil, silicone oil, or toluene was used as the oil.
  • Acrylamide and crosslinking agent were mixed to a total monomer content of 12% (w/v), and the gel was polymerized within a support in which a flow path structure was formed on a thin PET plate to form a gel.
  • Dihydroethylenebisacrylamide was used as the crosslinking agent at 6% (w/w) of the acrylamide.
  • Tris Glycine was used as the buffer solution.
  • a buffer solution or oil was poured into the buffer tank above the gel, and the gel was stored at 37°C for 4 days, after which electrophoresis was performed.
  • a 100 bp Ladder was used as the electrophoretic sample.
  • the electrophoretic images are shown in Figure 5.
  • Four days after the buffer solution was injected (4 days, Bubbfer), the pores in the gel were larger and the electrophoretic movement was faster than immediately after the buffer solution was injected (0 days, Bubbfer), whereas four days after the oil was injected (4 days, mineral oil and silicon oil) showed similar electrophoretic behavior compared to immediately after the buffer solution was injected (0 days, Bubbfer).
  • the wells can be formed without a comb by prepackaging the gel 7 in the gel tank 2 and prepackaging the oil 8 that contacts the gel 7 in the gel tank 2. This eliminates the need to install a comb removal mechanism. In addition, since the gel 7 and oil 8 are prepackaged, contamination and drying of the buffer solution can be prevented.
  • the composition of the gel 7 to prevent swelling of the gel 7 is not limited, so a gel 7 that is convenient and has a high degree of freedom can be used.
  • the oil 8 has a smaller specific gravity than the buffer solution, so when the electrophoresis cassette 1 is in use, the oil 8 is displaced upward by injecting the buffer solution into the buffer solution tank 3, creating a gel 7-buffer solution interface and enabling electrophoresis.
  • the buffer solution is injected immediately before electrophoresis, so it is possible to greatly change the salt concentration of the gel 7 and the buffer solution, and the difference in conductivity between the buffer solution and the gel 7 can be used to concentrate the bands and improve separation performance.

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Abstract

コームなしでウェルを形成することが可能で、利便性及び自由度の高いゲルが使用可能であり、ゲルの膨潤によるサンプルの分離性能の低下を防止する。電気泳動カセット１は、ゲル槽２と、ゲル槽２に収容されるゲル７と、ゲル槽２と連続する槽であって、ゲル７中で電気泳動するサンプル（目的生体物質）が注入される緩衝液が投入される緩衝液槽３と、ゲル槽２のゲル７に接するオイル８と、を備える。そして、ゲル７及びオイル８は、電気泳動カセット１にプレパッケージされる。

Description

電気泳動カセット及び電気泳動方法
　本開示は、電気泳動カセット及び電気泳動方法に関し、ゲルがプレパッケージされた電気泳動カセット及び電気泳動カセットを用いた電気泳動方法に関する。
　電荷を持った物質に電場を印加すると物質が逆極性の電極方向へ移動する現象を利用して、核酸やたんぱく質などの生体物質を分析するゲル電気泳動方法が知られている。一般に、生体物質の支持体として、アガロースゲルやアクリルアミドゲルなどの電気泳動ゲルが用いられる。生体物質の分子量によって電気泳動ゲル中の移動速度が異なるため、分子量毎に異なるバンドとして生体物質が分離される。ゲル電気泳動方法は、生体物質の分離に関し高い分解能を持つため、ＤＮＡの断片長を計測して検体の状態を把握するためにも使用される。また、ＤＮＡを蛍光標識してその輝度を観察することによって、特定長さのＤＮＡの定量のためにも使用される。
　通常、電気泳動ゲルは、電気泳動の直前に都度調整され、使用される。しかし、電気泳動ゲルの調製は、アガロースゲルであればゲルの溶解が必要であり、ポリアクリルアミドゲルであれば試薬の調整や脱気が必要であることから、手間が大きいという課題があった。
　電気泳動ゲルの調整が必要ではなく、すぐに電気泳動が可能なあらかじめ調製済みのプレパッケージされたポリアクリルアミドゲルとして、例えば特許文献１および２には、スラブゲルと呼ばれるガラスプレート間にゲルを作製し、それらを低いｐＨの緩衝液を用いて保存する方法が開示されている。
　また、特許文献３には、あらかじめ調製済みのプレパッケージされたゲルに蛍光色素が添加されており、サンプルの蛍光染色が不要な電気泳動装置が開示されている。
　また、特許文献４には、あらかじめゲルおよび緩衝液がプレパッケージされた電気泳動カセットが開示されている。
米国特許第７４２２６７０号明細書 米国特許第６７８３６５１号明細書 米国特許第８５６２８０２号明細書 米国特許第８５９１７１３号明細書
　しかしながら、プレパッケージされたゲルには、ウェルと呼ばれる試料を受け取るための構造が必要であり、この構造を維持するために制約があるという課題があった。
　多くのプレパッケージされたゲルでは、ゲルにコームと呼ばれる樹脂製の板が差し込まれており、使用前にコームを引き抜き、そこに形成されたウェルに試料を注いで使用する（特許文献１、２および３）。電気泳動自動化装置において、これらのプレパッケージされたゲルを備えるカセットを用いる場合には、コーム除去機構を搭載する必要がある。また、電気泳動自動化装置の使用前に作業者が手動でコームを除去する場合、電気泳動の開始まで一定時間ウェルが装置内で露出するため、コンタミや緩衝液部の乾燥がおきる可能性がある。
　ゲルに接する緩衝液をプレパッケージし、コームなしでウェルを保持する電気泳動カセットが特許文献４に開示されているが、保存中のゲルの膨潤を防ぐためにゲル組成が架橋ゲルに限定されている。また、架橋ゲルの中でも膨潤が少ない組成を選択する必要がある。また、浸透圧差による膨潤、収縮を防ぐため、緩衝液とゲルとの塩濃度を揃える必要がある。
　そこで、本開示は、コームなしでウェルを形成することが可能で、利便性及び自由度の高いゲルが使用可能であり、ゲルの膨潤によるサンプルの分離性能の低下を防止することが可能な電気泳動カセット及び電気泳動方法を提供することを目的とする。
　上記課題を解決するために、本開示の電気泳動カセットは、ゲルを収容するゲル槽と、ゲル槽と連続する槽であって、ゲル中で電気泳動するサンプルが注入される緩衝液が投入される緩衝液槽と、を備え、ゲル及びゲルに接するオイルがプレパッケージされる。
　また、上記課題を解決するために、本開示の電気泳動方法は、ゲルを収容するゲル槽と、ゲル槽と連続する槽であってゲル中で電気泳動するサンプルが注入される緩衝液が投入される緩衝液槽と、を備え、ゲル及びゲルに接するオイルがプレパッケージされた電気泳動カセットを準備すること、電気泳動カセットの緩衝液槽に緩衝液を投入して、オイルとゲルとを分離させること、緩衝液槽に投入された緩衝液にサンプルを注入すること、及びサンプルに電場を印加して、サンプルをゲル中で電気泳動させること、を有する。
　本開示に係る電気泳動カセットおよび電気泳動方法によれば、コームなしでウェルを形成することができ、利便性及び自由度の高いゲルを使用することができ、ゲルの膨潤によるサンプルの分離性能の低下を防止することができる。
実施の形態に係る電気泳動カセットの正面図である。 実施の形態に係る電気泳動カセットの断面図である。 比較例に係る緩衝液を重層した場合におけるゲルの膨潤実験の結果を説明するグラフである。 実施例１に係るオイルを重層した場合におけるゲルの膨潤実験の結果を説明するグラフである。 実施例２に係る電気泳動像を示した図である。
　本実施の形態を説明するための全図において、同一機能を有するものには同一の符号を付すようにし、その繰り返しの説明は省略する場合がある。また、本発明は、以下に示す実施の形態の記載内容に限定して解釈されるものではない。本発明は添付の特許請求の範囲によって定義されるが、その思想ないし趣旨から逸脱しない範囲で、その具体的構成を変更し得ることは当業者であれば容易に理解される。
　図面等において示す各構成の位置、大きさ、形状、範囲などは、発明の理解を容易にするため、実際の位置、大きさ、形状、範囲などを表していない場合がある。このため、本発明は、必ずしも、図面等に開示された位置、大きさ、形状、範囲などに限定されない。
本明細書において単数形で表される構成要素は、特段文脈で明らかに示されない限り、複数形を含むものとする。
　本開示の実施の形態に係る電気泳動カセット１について、図１および図２を用いて説明する。図１および図２は、実施の形態に係る電気泳動カセット１の構成を示す図である。図２の例ではゲル７を覆う支持体９が設けられる。支持体９は電気抵抗性（絶縁性であるもの、および電気抵抗が大きいもの（完全な絶縁体だけでなく多少の電気を通すもの）を含む）である。
　電気泳動カセット１は、電圧を印加するための上部電極４ａ及び下部電極４ｂを備える。上部電極４ａ及び下部電極４ｂには、図示しないが電源が接続され、１対の電極４ａ及び４ｂの間に電圧を印加できるように構成される。図示しないが、電源の動作を制御する電圧制御装置が電源に接続されてもよい。
　なお、以下において、回収の対象となるサンプル（目的生体物質）が核酸である場合を例に説明する。
　ゲル７は、目的生体物質と不要物とを分離するために用いられる分離媒体である。ゲル７として、例えばアガロースゲル又はポリアクリルアミドゲルなど公知のものを用いることができる。ゲル７の厚みに特に限定はないが、電気泳動により得られる生体物質のバンドがシャープで視認しやすいという観点から、０．５～１８ｍｍであることが好ましい。なおゲル７の厚みは一定でなくてもよい。
　電気泳動カセット１は、ゲル７を収容可能なゲル槽２を備える。ゲル槽２には、ゲル７を注入するための注入ポート５が設けられる。ゲル７は、ゲル槽２にプレパッケージされる。
　電気泳動カセット１は、ゲル７中で電気泳動するサンプル（目的生体物質）が注入される緩衝液を収容可能な緩衝液槽３を備える。緩衝液槽３は、ゲル槽２と連続する槽である。緩衝液槽３の内部空間とゲル槽２の内部空間とは、空間的に連続して繋がっている。電気泳動の直前で、緩衝液が緩衝液槽３に投入される。緩衝液は、プレパッケージされていない。
　ゲル槽２に収容されるゲル７には、オイル８が接する。このオイル８は、緩衝液槽３にプレパッケージされる。オイル８は、水やゲル７と相分離する液体であり、例えば非極性溶媒、低極性溶媒、又は脂質とすることができる。オイル８は、ベンゼンやトルエンを含む。オイル８と水やゲル７との界面張力は、相分離状態が維持される程度であり、例えば１０ｍＮ／ｍ以上とすることができる。また、オイル８の表面張力は、例えば１０ｍＮ／ｍとすることができる。また、水やゲル７とオイル８との界面張力は、オイル８の表面表力より小さくすることができる。
　オイル８は、緩衝液よりも比重が小さい。これにより、電気泳動時に緩衝液とゲル７との界面が形成されやすくすることができる。
　支持体９は、樹脂などを用いて形成される。緩衝液槽３に開口部を設けたりピアッシング機構を別に設けたりすることによって、分離すべき目的生体物質を含む試料を緩衝液槽３に注入することが可能となる。本実施の形態では、緩衝液槽３の一端またはその近傍において、上面に向かって試料を投入するための開口部が形成される。
　目的生体物質は、緩衝液より比重の大きい液体と混合した注入液として、緩衝液槽３に注入される。目的生体物質が混合される溶媒として、例えば、グリセロール水溶液や砂糖水等が挙げられる。溶媒がグリセロール水溶液である場合には、グリセロール濃度を例えば６％とすることができる。注入液の粘度は、例えば１ｍＰａ・ｓとすることができる。
　緩衝液槽３と下部電極４との間隔は、任意に設定することができる。この間隔は、ゲル７の組成（例えばゲル濃度）、目的生体物質の分子量等に応じて適宜設計することができる。
　本実施の形態において、ゲル槽２および緩衝液槽３は、略直方体であるが、その構造、形状、大きさ等は図示のものに限定されない。ゲル槽２および緩衝液槽３の構造、形状、大きさ等は、任意に設定することができる。ゲル槽２および緩衝液槽３の幅方向寸法（すなわち電場の向きと直交する水平方向の寸法。図２には表れない）は、等しくしてもよく、異なっていてもよい。
　本実施の形態において、生体物質の泳動方向は鉛直方向（図中のＺ方向）であり、ゲル槽２および緩衝液槽３は鉛直方向に連続して配置されるが、泳動方向は鉛直方向に限定されない。
　（電気泳動方法）
　次に、上記した電気泳動カセット１を用いた電気泳動方法について説明する。
　まず、電気泳動カセット１を準備する。電気泳動カセット１は、ゲル槽２と、ゲル槽２に収容されるゲル７と、ゲル槽２と連続する槽であって、ゲル７中を電気泳動するサンプルが注入される緩衝液が投入される緩衝液槽３と、ゲル槽２のゲル７に接するオイル８と、を備える。ゲル７及びオイル８は、電気泳動カセット１にプレパッケージされる。
　次に、電気泳動カセット１の緩衝液槽３に緩衝液を投入して、オイル８とゲル７とを分離させる。
　そして、緩衝液槽３に投入された緩衝液にサンプルを注入する。
　最後に、サンプルに電場を印加して、サンプルをゲル７中で電気泳動させる。
　（比較例）
　以下、比較例について説明する。
　アクリルアミドと架橋剤とを総モノマ量１２％（ｗ／ｖ）に調製し、２ｍＬチューブ内で重合させてゲルを形成した。緩衝液は、Ｔｒｉｓ　Ｇｌｙｃｉｎｅを使用した。架橋剤は、メチレンビスアクリルアミド、ジハイドロエチレンビスアクリルアミド、ビスアクリロイルシスタミンを図３に記載の重量比で使用した。上記ゲルの上に同じ濃度の緩衝液Ｔｒｉｓ　Ｇｌｙｃｉｎｅを等量注入した。
　数日おきに緩衝液をデカンテーションして取り除き、ゲルの重量を測定した。測定後、デカンテーションした緩衝液を元のチューブに戻して再度保存した。このプロセスを３８日後まで繰り返した。
　結果を図３に示した。グラフは時間に対する重量膨潤率（はじめを１００％とする）によってプロットされている。架橋剤の比率が少ない時に膨潤量が増加することが分かる。
　（実施例１）
　次に、実施例１について説明する。
　比較例と同様にゲル層を作製した後、チューブにオイルまたは緩衝液を注いで重量膨潤率を評価した。ゲルはアクリルアミドと架橋剤とを総モノマ量１２％（ｗ／ｖ）に調製し、架橋剤はジハイドロエチレンビスアクリルアミドをアクリルアミドとの重量比１４９：１で使用した。緩衝液は、ｐＨ９．５に調製したＴｒｉｓ　ＧｌｙｃｉｎｅまたはｐＨ６．９に調製したＢｉｓ－Ｔｒｉｓ　Ｔｒｉｃｉｎｅ　ＢＥＳを使用した。オイルは、ミネラルオイル、シリコンオイル、又はトルエンを使用した。
　結果を図４に示した。緩衝液をチューブに注入した場合には６日間で１５％～３５％膨潤したが、オイルをチューブに注入した場合には６日間で膨潤率が５％以下であった。
　（実施例２）
　次に、実施例２について説明する。
　アクリルアミドと架橋剤とを総モノマ量１２％（ｗ／ｖ）に調製し、ＰＥＴ薄板に流路構造を形成した支持体内でゲルを重合させてゲルを形成した。架橋剤はジハイドロエチレンビスアクリルアミドをアクリルアミドの６％（ｗ／ｗ）量使用した。緩衝液は、Ｔｒｉｓ　Ｇｌｙｃｉｎｅを使用した。ゲル上の緩衝液槽中に緩衝液またはオイルを注入し、３７℃で４日間保存し、その後電気泳動した。泳動サンプルは１００ｂｐ　Ｌａｄｄｅｒを使用した。
　泳動像を図５に示す。緩衝液を注入してから４日後の場合（４ｄａｙｓ、Ｂｕｂｂｆｅｒ）は、緩衝液を注入した直後の場合（０ｄａｙｓ、Ｂｕｂｂｆｅｒ）と比較してゲルの細孔がおおきくなって泳動が早くなったのに対し、オイルを注入してから４日後の場合（４ｄａｙｓ、Ｍｉｎｅｒａｌ　ｏｉｌ及びＳｉｌｉｃｏｎ　ｏｉｌ）は、緩衝液を注入した直後の場合（０ｄａｙｓ、Ｂｕｂｂｆｅｒ）と比較して同様の泳動状態を示した。
　（実施の形態の効果）
　本実施の形態では、ゲル槽２にゲル７をプレパッケージすると共に、ゲル槽２のゲル７に接するオイル８をプレパッケージすることによって、コームなしでウェルを形成することができる。これにより、コーム除去機構を搭載する必要がない。また、ゲル７及びオイル８がプレパッケージされているので、コンタミや緩衝液部の乾燥がおきるのを防止することができる。
　また、本実施の形態では、ゲル７の膨潤を防ぐためのゲル７の組成が限定されないので、利便性及び自由度の高いゲル７を使用することができる。
　また、本実施の形態では、ゲル７に接するオイル８を設けることによって、ゲル７の膨潤によるサンプルの分離性能の低下を防止することができる。
　また、本実施の形態では、電気泳動直前に緩衝液の注入が必要であるが、これは注入液（サンプルと溶媒との混合液）と同じ分注操作であるため、容易に行うことができる。
　また、本実施の形態では、オイル８は緩衝液よりも比重が小さいので、電気泳動カセット１の使用時に緩衝液槽３に緩衝液を注入することによってオイル８が上側に置換され、ゲル７－緩衝液界面が作られて電気泳動が可能となる。
　また、本実施の形態では、緩衝液を電気泳動の直前に注入することから、ゲル７と緩衝液との塩濃度を大きく変えることが可能で、緩衝液とゲル７の導電率の差によりバンドを濃縮して分離性能を向上することができる。
　なお、本開示は上記した実施形態に限定されるものではなく、様々な変形例が含まれる。例えば、上記した実施形態は本開示を分かりやすく説明するために詳細に説明したものであり、必ずしも説明した全ての構成を備えるものに限定されるものではない。また、各実施形態の構成の一部について、他の構成の追加・削除・置換をすることが可能である。
１…電気泳動カセット
２…ゲル槽
３…緩衝液槽
４ａ…電極
４ｂ…電極
５…注入ポート
７…ゲル
８…オイル
９…支持体

Claims (9)

  1. 　ゲルを収容するゲル槽と、
    　前記ゲル槽と連続する槽であって、前記ゲル中で電気泳動するサンプルが注入される緩衝液が投入される緩衝液槽と、を備え、
    　前記ゲル及び前記ゲルに接するオイルがプレパッケージされた
    　ことを特徴とする電気泳動カセット。
  2. 　前記ゲルと前記オイルとの界面張力が１０ｍＮ／ｍ以上である
    　ことを特徴とする請求項１に記載の電気泳動カセット。
  3. 　前記オイルの表面張力が１０ｍＮ／ｍ以上である
    　ことを特徴とする請求項１に記載の電気泳動カセット。
  4. 　前記ゲルと前記オイルとの界面張力が前記オイルの表面張力よりも小さい
    　ことを特徴とする請求項１に記載の電気泳動カセット。
  5. 　前記オイルの比重が前記緩衝液よりも小さい
    　ことを特徴とする請求項１に記載の電気泳動カセット。
  6. 　前記オイルが前記ゲルと相分離する液体である
    　ことを特徴とする請求項１に記載の電気泳動カセット。
  7. 　前記オイルが非極性溶媒又は低極性溶媒である
    　ことを特徴とする請求項１に記載の電気泳動カセット。
  8. 　前記オイルが脂質である
    　ことを特徴とする請求項１に記載の電気泳動カセット。
  9. 　ゲルを収容するゲル槽と、前記ゲル槽と連続する槽であって前記ゲル中で電気泳動するサンプルが注入される緩衝液が投入される緩衝液槽と、を備え、前記ゲル及び前記ゲルに接するオイルがプレパッケージされた電気泳動カセットを準備すること、
    　前記電気泳動カセットの前記緩衝液槽に前記緩衝液を投入して、前記オイルと前記ゲルとを分離させること、
    　前記緩衝液槽に投入された前記緩衝液に前記サンプルを注入すること、及び
    　前記サンプルに電場を印加して、前記サンプルを前記ゲル中で電気泳動させること、を有する
    　ことを特徴とする電気泳動方法。
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