WO2022162303A1 - Detection d'une activite enzymatique des béta-lactamases - Google Patents

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WO2022162303A1
WO2022162303A1 PCT/FR2022/050133 FR2022050133W WO2022162303A1 WO 2022162303 A1 WO2022162303 A1 WO 2022162303A1 FR 2022050133 W FR2022050133 W FR 2022050133W WO 2022162303 A1 WO2022162303 A1 WO 2022162303A1
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antibiotic
intact
antibodies
sample
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PCT/FR2022/050133
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Hervé VOLLAND
Christian MOGUET
Thierry NAAS
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Commissariat A L'energie Atomique Et Aux Energies Alternatives
Universite Paris-Saclay
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    • Y02A50/00—TECHNOLOGIES FOR ADAPTATION TO CLIMATE CHANGE in human health protection, e.g. against extreme weather
    • Y02A50/30—Against vector-borne diseases, e.g. mosquito-borne, fly-borne, tick-borne or waterborne diseases whose impact is exacerbated by climate change

Definitions

  • This antibody can be used in kits and methods for detecting very quickly (in less than an hour), without using expensive equipment (a strip readable by the naked eye), the presence of bacteria producing enzymes of the type penicillinases, plasmid or hyper-produced AmpCs, ESBL or carbapenemases from colonies or in a sample.
  • Description of the prior art Following the discovery of penicillin in 1928, its use only increased, making it possible to considerably reduce the mortality linked to infectious diseases.
  • ESBL bacteria broad-spectrum ⁇ -lactamase bacteria
  • ⁇ -lactamases cause the amide bond of the ⁇ -lactam ring to open, rendering the antibiotic agent ineffective and the bacteria resistant to its deleterious effect.
  • the bacteria producing an ESBL are able to hydrolyze the ⁇ -lactam rings present in ⁇ -lactams such as penicillins, as well as the different classes of cephalosporins (C1G, C2G, C3G, C4G, C5G).
  • antibiotics are used as a last resort, in order to limit the appearance of strains resistant to them.
  • an antibiotic treatment based on cephalosporins is often prescribed, but it proves to be ineffective if the infecting bacteria produce an ESBL.
  • it is necessary to adapt the antibiotic therapy to each type of infectious bacterium, according to its antibiogram, and this as soon as possible in order to have an optimal treatment and a high rate of therapeutic success (Maugat, Berger-Carbonne, and National Agency for Food, Environmental and Occupational Health Safety (ANSES), “Consumption of antibiotics and antibiotic resistance in France: an infection avoided is an antibiotic preserved!”).
  • ESBL bacteria detection kit which is composed of a medium containing an antibiotic to kill Gram-positive bacteria, an antifungal compound, an antibiotic to kill Gram-negative bacteria not ESBL, and a colored indicator.
  • the presence of ESBL bacteria is detected by incubating the sample to be tested on said support for 18-24 hours at 36-37°C and by detecting the change in color of the pH indicator, due to the acidification of the medium. related to the bacterial growth of ESBL bacteria.
  • This colorimetric process is easy to use but the interpretation of the color change is subjective.
  • this color change is induced by acidification of a medium buffered by bacterial growth.
  • the hydrolysis of the substrate causes the appearance of a colored or fluorescent signal in the medium.
  • the incubation time can be relatively long for enzymes with low enzymatic activity.
  • some faint colorations may be difficult to interpret and a reading device is necessary for fluorogenic substrates.
  • these substrates can be light sensitive, which poses a problem if the test is to be adapted in the field.
  • WO 2013/72494 The method described in this application is aimed at the detection of bacteria producing broad-spectrum ⁇ -lactamases (broad-spectrum cephalosporin-hydrolyzing ⁇ -lactamase).
  • This method comprises the following steps: a) carrying out cell lysis of the sample; b) reacting a fraction of the suspension obtained in step a) with a kit of reagents comprising: i) a broad-spectrum ⁇ -lactamase substrate chosen from the group consisting of cephalosporins, aztreonam and cephamycins, and ii) a pH indicator which will change color when the pH of the solution is between 6.4 and 8.4. This change in pH is induced by the hydrolysis of the cephalosporin, present in the medium, which causes a carboxylic acid function to appear.
  • the color change in step b) indicates the presence of extended-spectrum ⁇ -lactamase producing bacteria in the sample.
  • This colorimetric method is easy to use but, as for WO2008/114001, the interpretation of the color change is subjective. In addition, this color change is induced by acidification of a medium buffered by bacterial growth. Therefore, a relatively long incubation time (16h-24h) is necessary to demonstrate the presence of the bacteria sought. - WO2016/156605
  • This electrochemical method makes it possible to determine the presence of ESBL bacteria thanks to their electrochemical properties, visible using an apparatus. This technique has a high cost of use (expensive equipment and qualified personnel).
  • the labeled antibody is saturated with the hydrolyzed antibiotic present in the sample in large quantity, and will therefore not bind to the immobilized antibiotic of the strip: there is then no signal on the test area of the strip. Otherwise, ie, if the sample contains non-ESBL bacteria (“negative” result), then the antibody introduced into the sample remains free to bind to the hydrolyzed antibiotics immobilized on the strip, and the signal becomes strong on the test area.
  • the presence of the active enzyme in the sample therefore results in a reduction of the signal.
  • This antibody is then used in kits and immunochromatographic tests to obtain a result very quickly (in less than an hour), without using expensive equipment (a strip readable by the naked eye).
  • the use of such an antibody makes it possible to link the presence of active enzymes / ESBL bacteria in a sample (“positive” result) to the appearance of a signal, and not the reverse as proposed by many documents. of the prior art. Indeed, thanks to the antibody of the invention (recognizing the antibiotic with the intact ⁇ -lactam ring), it is possible to measure the disappearance of the substrate (intact antibiotic which is introduced into the sample) in a reliable, specific and reproducible, by measuring the appearance of a signal (easier to observe than the decrease in a signal).
  • the test of the invention is extremely reliable: a sensitivity of 100% and a specificity of 100% were obtained for the detection of cephalosporinase activity (enzymatic activity of hydrolysis of cefotaxime) in many bacteria tested , in 40 minutes (see examples below).
  • the detection kits and methods of the present invention make it possible to: - Facilitate the detection of bacteria capable of hydrolyzing ⁇ -lactams (a colored signal is synonymous with positivity) - possibly, identify which type of enzymes is expressed by the bacteria detected, - Reduce the detection time of bacteria capable of hydrolysing ⁇ -lactams (it only takes 40 minutes to obtain a result), - Detect all bacteria producing ⁇ - lactamases whether known or unknown (they allow to conclude even in case of appearance of new mutations) - Use immunochromatography, which has many advantages in terms of speed, cost, simplicity, and sensitivity.
  • the present invention relates to new means for detecting the hydrolysis of ⁇ -lactam, and therefore for revealing the presence of bacteria producing a ⁇ -lactamase in a sample.
  • These new means are based on the use of an antibody specifically developed by the inventors, to recognize an antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring (and not its hydrolysis product).
  • This antibody can be advantageously used in the detection kits and detection methods described below.
  • these kits contain a strip (which is also an aspect of the invention in itself), on which the antibody of the invention has been deposited and dried.
  • monoclonal antibodies were produced and selected to specifically recognize the intact form of ⁇ -lactam type antibiotics (ie, comprising a ⁇ -lactam nucleus) (cf. examples 1 and 2).
  • immunogens containing an intact ⁇ lactam ring
  • selection assays have been designed and implemented. Examples 1 and 2 of the application, presented below, describe how these immunogens were designed, then produced, and how highly discriminating antibodies could then be selected.
  • antibiotics which were used in these examples are cefotaxime, a third generation cephalosporin (example 1), and meropenem, a new generation antibiotic which is hydrolyzed by certain ESBL enzymes called “carbapenemases" (example 2).
  • these monoclonal antibodies were obtained by carrying out the following steps: A) Coupling of an antibiotic containing an intact ⁇ -lactam ring, with a large immunogenic molecule (BSA or hemocyanin type), away from the ⁇ -lactam core.
  • BSA immunogenic molecule
  • This coupling was achieved by activating the antibiotic with acetyl chloride, then by grafting thiol functions onto the large molecule, then by bringing the two activated molecules (this coupling step can also be carried out by various conventional chemical means known to those skilled in the art).
  • D) Production of hybridomas producing the selected antibodies from splenocytes of immunized mice which have been fused with murine myeloma cells).
  • E Isolation of each hybridoma produced in a well and confirmation that the monoclonal antibodies produced recognize the antibiotic whose ⁇ -lactam ring is intact (cf. test of FIG. 1 and test 1 of FIG. 9).
  • F Identification and selection of hybridomas producing antibodies which do not recognize at all the antibiotic whose ⁇ -lactam ring is hydrolyzed (negative antibodies in test 2 of FIG. 2 and FIG. 9).
  • G Determination of the specificity of each selected antibody towards the antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring (tests 3 and 4 of FIG. 2 and FIG. 9) with different concentrations of the intact and hydrolyzed antibiotic).
  • the present invention therefore relates to a monoclonal antibody specifically recognizing an antibiotic molecule containing an intact ⁇ -lactam ring, this antibody not recognizing the same hydrolyzed antibiotic molecule, ie, when its ⁇ -lactam ring has been hydrolysed, for example by a ⁇ -lactamase.
  • the antibody of the invention is capable of binding only to antibiotics whose ⁇ -lactam cycle is intact. It therefore makes it possible to discriminate between the two forms of the antibiotic, since it will be complexed when it is brought into contact with the intact form of the antibiotic, but will remain free in the presence of the hydrolyzed form of the latter.
  • an “intact” is synonymous with “non-hydrolyzed”.
  • an “intact” ⁇ -lactam ring is a ⁇ -lactam ring which is closed, because it has not undergone hydrolysis by a ⁇ -lactamase.
  • an “intact” or “non-hydrolyzed” antibiotic will be called an antibiotic whose ⁇ -lactam cycle is closed and therefore functional (this cycle in fact provides the antimicrobial effect of the antibiotic).
  • the term “hydrolyzed” will designate an antibiotic whose ⁇ -lactam ring is open, because it has been hydrolyzed by a ⁇ -lactamase, naturally (in a natural sample) or artificially (for example by an enzyme of synthesis).
  • a “hydrolyzed” antibiotic is generally non-functional, ie, it has little or no antimicrobial effect.
  • the term “monoclonal antibody” refers to an antibody derived from a homogeneous antibody population. More particularly, the individual antibodies of a population of monoclonal antibodies are identical. In other words, a monoclonal antibody consists of a homogeneous antibody population derived from the growth of a single cell clone (e.g.
  • a hybridoma a eukaryotic host cell transfected with a DNA molecule encoding the antibody homogeneous, a prokaryotic host cell transfected with a DNA molecule coding for the antibody, etc.
  • It is generally characterized by heavy chains and light chains.
  • Monoclonal antibodies are highly specific and are directed against a single antigen.
  • An "antigen" is a predetermined molecule to which an antibody can bind selectively at a region called an epitope.
  • the target epitope includes the ⁇ -lactam cycle of an antibiotic.
  • the monoclonal antibody of the invention has a very strong affinity towards the target intact antibiotic and a very weak affinity towards the antibiotic which has been hydrolyzed, for example by a ⁇ -lactamase .
  • its dissociation constant K d for the target antibiotic is between approximately 10 nM and approximately 1 pM. More preferably, said K d is between about 10 pM and about 40 pM.
  • K d refers to the dissociation constant of a given antibody-antigen complex.
  • K d k off / k on with k off consisting of the “off rate” constant for the dissociation of the antibody from the antibody-antigen complex and kon being the level at which the antibody associates with the antigen (Chen Y et al., 1999, J. Mol. Biol., 293:865-881). It is also possible to measure the affinity of the antibody of the invention towards its target by measuring its affinity constant, K a , which corresponds to the inverse of K d .
  • the affinity constant K a of the antibody of the invention for the target antibiotic is greater than approximately 10 9 M -1 , more preferentially greater than 1011 M -1 and even more preferably, greater than 10 12 M ⁇ 1 .
  • Antibodies with low affinity for a target generally bind slowly to that target and tend to dissociate from it easily, while antibodies with high affinity for a target generally bind the target quickly, and tend to stay bound with it. Longer.
  • a variety of methods for measuring binding affinity are known in the art (e.g., by equilibrium dialysis, or by fluorescence, or even with Biacore assays), any of which can be used for purposes of the present invention.
  • the present invention also relates to fragments of monoclonal antibodies which are functional (ie, which specifically recognize an antibiotic molecule whose ⁇ -lactam ring is intact, but not when hydrolyzed).
  • This fragment can be, for example, chosen from Fv, Fab, (Fab′) 2 , Fab′, scFv, scFv-Fc fragments and diabodies.
  • the monoclonal antibody of the invention can be produced and isolated by conventional means using any known technique allowing the production of antibody molecules by cell lines in culture.
  • Target antibiotic designates any antibiotic known to contain, in its chemical formula, a ⁇ -lactam ring. Otherwise called “ ⁇ -lactam antibiotic” or “ ⁇ -lactam antibiotic”, it can be chosen from penicillins, cephalosporins, monobactams, and carbapenems, which all contain a ⁇ -lactam nucleus in their molecular structure.
  • the target antibiotic can in particular be a penicillin chosen from benzylpenicillin (penicillin G), phenoxymethylpenicillin (penicillin V), methicillin, dicloxacillin, fucloxacillin, amoxyicillin, ampicillin, piperacillin, ticarcillin, azlocillin, and carbenicillin.
  • the target antibiotic can in particular be a cephalosporin chosen from cephalexin, cephalotin, cephazolin, cefaclor, cefuroxime, cefamandole, cefotetan, cefoxitin, ceftriaxone, cefixin, cefotaxime, ceftazidime, cefepime, cefpirome, ceftaroline, and ceftobiprole.
  • the target antibiotic can in particular be a carbapenem chosen from thienamycin, imipenem, meropenem, ertapenem, biapenem, tebipenem and doripenem.
  • the target antibiotic can in particular be a monobactam such as aztreonam.
  • the target antibiotic can in particular be a cephamycin chosen from cefmetazole and latamoxef.
  • the discriminating antibody of the invention is characterized in that it specifically recognizes an antibiotic molecule chosen from penicillins, cephalosporins, monobactams, carbapenems, and cephamycins, whose ⁇ - ring lactam is intact.
  • the antibody of the invention is characterized in that it specifically recognizes an antibiotic molecule chosen from the group consisting of: benzylpenicillin (penicillin G), phenoxymethylpenicillin (penicillin V), methicillin , dicloxacillin, fucloxacillin, amoxyicillin, ampicillin, piperacillin, ticarcillin, azlocillin, carbenicillin, cephalexin, cephalotin, cephazolin, cefaclor, cefuroxime, cefamandole, cefotetan, cefoxitin, ceftriaxone, cefixin, cefotaxime, ceftazidime, cefepime, cefpirome, ceftaroline, ceftobirpole, thienamycin, imipenem, meropenem, ertapenem, biapenem, tebipenem, doripenem, l aztreonam, cefmetazole, and latam
  • an antibiotic molecule
  • the antibody of the invention is characterized in that it specifically recognizes an antibiotic molecule chosen from the group consisting of thienamycin, imipenem, meropenem, ertapenem, and doripenem. Conversely, said antibody does not recognize (or has a low affinity for) these antibiotic molecules when the ⁇ -lactam ring has been hydrolyzed, for example by the effect of a ⁇ -lactamase enzyme.
  • ⁇ -lactamase designates, within the framework of the invention, the following enzymes: penicillinases (eg: TEM-1, SHV-1, etc.), cephalosporinases (eg: AmpC), ⁇ -lactamases broad spectrum (eg derivatives of TEM, SHV, CTX-M, etc.), as well as carbapenemases.
  • penicillinases eg: TEM-1, SHV-1, etc.
  • cephalosporinases eg: AmpC
  • ⁇ -lactamases broad spectrum eg derivatives of TEM, SHV, CTX-M, etc.
  • ESBLs Broad-spectrum ⁇ -lactamases
  • ESBLs are a large, very heterogeneous family of bacterial enzymes discovered in the 1980s in France, then in Germany. They are induced either by plasmids (frequent) or by mutation of the natural genome in Klebsiella spp, coding for a ⁇ -lactamase SHV. Both mechanisms provide affected bacteria with the ability to hydrolyze a wide variety of penicillins and cephalosporins.
  • the majority of ESBLs are the result of genetic mutations of natural ⁇ -lactamases, in particular TEM-1, TEM-2 and SHV-1. They are very active against penicillins and moderately active against first-generation cephalosporins.
  • the antibody of the invention is preferably labeled in a detectable manner, for example in that it is coupled to a fluorochrome, a radioactive ion, a contrast agent, a metal ion, to a chromophore, an enzyme or any other marker visible to the naked eye or detectable by imaging.
  • the invention also relates to the use of a discriminating antibody according to the invention (as described above) in tests for rapidly detecting and very reliably, in any sample, the enzymatic activity of a ⁇ -lactamase enzyme and therefore the presence of bacteria having ⁇ -lactamase activity (otherwise called "bacteria resistant to ⁇ -lactam antibiotics"). More specifically, the antibody of the invention can be used to quickly and reliably detect the presence of bacteria having broad-spectrum ⁇ -lactamase (ESBL) activity in a sample.
  • ESBL broad-spectrum ⁇ -lactamase
  • the present invention therefore covers the use of the discriminating antibody of the invention, as described above, for detecting the presence of a functional ⁇ -lactamase enzyme, preferably with a broad spectrum, in a sample.
  • sample means any biological or environmental fraction, solid or liquid, capable of containing a ⁇ -lactamase enzyme as described above, or bacteria expressing such an enzyme, said enzyme being likely to be functional. It may be, for example, an environmental sample, or even a human, animal or plant biological fluid.
  • the sample used in the methods of the invention contains bacteria.
  • biological fluid refers to any sample which has been obtained from an individual human, animal, or plant and which is fluid or viscous. It may be, for example, a biological fluid produced by a human or an animal, such as urine, cerebrospinal fluid, pleural fluid, synovial fluid, peritoneal fluid, amniotic fluid, stomach, blood, serum, plasma, lymph fluid, interstitial fluid, saliva, physiological secretions, tears, mucus, sweat, milk, semen, seminal fluid, vaginal secretions, a fluid from ulcers and other surface rashes, blisters, faeces or abscesses.
  • any said sample contains bacteria.
  • the antibody of the invention can be used in any immunological test making it possible to unequivocally detect the reduction in the quantity of intact antibiotic when it is brought into contact with the sample. This decrease being due to the action of the ⁇ -lactamase enzymes present in the sample, the antibody of the invention will thus be able to reveal their presence.
  • the antibody of the invention is preferably used in a biological test by competition, ie, in a test in which the presence of a ⁇ -lactamase will be demonstrated by the appearance (and not the reduction) of a detectable signal.
  • the antibody of the invention will be either labeled or immobilized, and will be brought into contact with the cycle-intact antibiotic that it specifically recognizes, which will itself be either labeled or immobilized.
  • said test involves a labeled (but mobile) antibody of the invention, and an immobilized intact antibiotic.
  • said assay involves immobilized antibody of the invention, and unlabeled and labeled (but mobile) intact antibiotic.
  • said test is carried out entirely in the liquid phase, and involves using antibodies of the invention and associated antibiotics which will have been labeled with different detectable markers. If different fluorophores are used, it will be possible to measure the co-localization of antibodies / antibiotics by the FRET technique.
  • ⁇ -lactamase activity it is for example possible to detect the presence of ⁇ -lactamase activity by comparing the signal obtained under the following conditions: - When the sample is incubated in the presence of the intact antibiotic before being brought into contact with the antibodies of the invention immobilized in well or on a support, in the presence of an intact antibiotic labeled (with biotin or with another label). - When the antibody of the invention is brought into contact with the intact antibiotic without having been brought into contact with the sample or having been brought into contact with a sample not containing any enzyme hydrolyzing the antibiotic, before to be brought into contact with the labeled intact antibiotic (the signal is then minimal).
  • the antibody of the invention is brought into contact with the intact antibiotic after its incubation with a purified ⁇ -lactamase, before being brought into contact with the labeled intact antibiotic (the signal is then maximal).
  • the antibiotic used in intact form
  • the invention relates to methods making it possible to detect bacteria producing functional ⁇ -lactamase enzymes, using antibodies according to the invention and the antibiotics which they specifically recognize.
  • an antibiotic possessing a ⁇ -lactam ring, as described above is available in intact form, and possibly labeled, and an antibody, optionally labeled, allowing it to be detected specifically (because produced as described above using said antibiotic as an immunogen)
  • said method may advantageously comprise the following steps, in this order: a) Bringing the sample to be tested into contact with said intact antibiotic, b) Adding said antibody to the sample, c) Detecting whether said antibodies are complexed with the intact antibiotic.
  • the signal obtained can then be compared with that which is generated when the antibody and the intact antibiotic have not been brought into contact with the sample (or when they have been brought into contact with a sample not containing of enzyme hydrolyzing the antibiotic), or when the intact antibiotic has been hydrolyzed by a ⁇ -lactamase before being brought into contact with the antibody.
  • step d) is proportional to the quantity of ⁇ -lactamase enzymes present in the sample.
  • the more the enzyme is concentrated in the sample tested the faster the hydrolysis of the intact antibiotic will be, the more the antibody added to the sample will remain free to complex with the intact antibiotic which will be brought into contact later.
  • the intensity of the signal will be all the more intense as the concentration of enzyme initially present in the sample is high.
  • the invention relates to a method making it possible to detect the presence of bacteria producing a functional ⁇ -lactamase enzyme, preferably with an extended spectrum, said method using at least one antibody as defined in the invention and the antibiotic molecule containing an intact ⁇ -lactam ring specifically recognized by said antibody. More specifically, said method uses i) an antibiotic possessing an intact ⁇ -lactam ring, as described above, in a labeled form and/or in an unlabeled form, and ii) at least one antibody making it possible to specifically detect this an intact antibiotic produced as described above using said antibiotic or an intact analog as an immunogen, said antibody being immobilized on a solid or readily detectable support.
  • the method can also use, in addition to the antibody specific for the intact form, capture antibodies known to recognize the hydrolytic enzymes expressed by bacteria.
  • This step makes it possible, if the bacteria in the sample have an ESBL activity, to determine which enzyme is responsible for this activity and to classify the bacteria according to this parameter (or to detect an activity due to a type of enzyme not known). It is in particular possible, to complete the information that the sample studied contains ESBL bacteria, to use anti-CTX-M or anti-carbapenemase antibodies known in the art (for example those described in Bernabeu et al. , 2020; Boutal et al., 2018).
  • the present invention also relates to a kit making it possible to implement such methods.
  • This kit contains at least the antibody of the invention and potentially the antibiotic which was used to produce it. It also contains, optionally, means for labeling the antibiotic and/or the antibody so as to be able to detect it(these).
  • the antibody and/or the antibiotic is (are) immobilized on a solid support (for example a strip), or already labelled.
  • a method according to the invention comprises, for example, the following steps, in this order: a) bringing the sample to be tested into contact with said antibiotic containing an intact, unlabeled ⁇ -lactam ring, b) Bringing the sample into contact with said antibody which has been immobilized on a solid support (or which is detectable), c) Bringing the antibiotic containing an intact, labeled ⁇ -lactam ring into contact with said antibody, or with the sample from step b), containing said antibody, d) Detecting whether said antibody is complexed with the labeled intact antibiotic brought into contact in step c).
  • the (unlabeled) antibiotic added to the sample (step a) will remain in intact form, the antibodies of the invention will bind to this intact antibiotic and will not will not be able to bind the intact antibiotic marked in step c). Conversely, if the enzyme is present in the sample, the antibiotic (unlabeled) will be hydrolyzed in step a), and the antibody of the invention will remain free to bind to the intact antibiotic labeled l step c).
  • the signal detected in step d), when the labeled antibiotic binds to the antibody of the invention, is thus proportional to the presence of enzyme in the sample (the signal increases the more enzyme there is in the sample, since the imposed competition is to the detriment of the labeled antibiotic, which is added after the unlabeled antibiotic). It is advantageous to compare the signal obtained in the presence of the sample with that which is generated when the antibody and the intact antibiotic have not been brought into contact with the sample (or with a sample containing no enzyme hydrolyzing the antibiotic), or when the intact antibiotic has been hydrolyzed with a ⁇ -lactamase before being brought into contact with the antibody (negative and positive controls).
  • kits making it possible to implement such methods.
  • This kit contains at least the antibody of the invention and possibly the antibiotic which was used to produce it. It also contains, optionally, means for labeling the antibiotic so as to be able to detect it and/or antibodies known to recognize ⁇ -lactamase enzymes.
  • the antibody is supplied already immobilized on a solid support (for example a strip), or already labeled.
  • the invention relates to a method making it possible to detect bacteria producing functional ⁇ -lactamases, said method using at least i) an antibiotic possessing a ⁇ -lactam ring, as described above, under intact form, and ii) an antibody capable of specifically detecting this intact antibiotic, produced as described above using said antibiotic as an immunogen, said antibody being labeled so as to be detectable.
  • a method according to the invention comprises for example the following steps, in this order: a) Bringing the sample to be tested into contact with an antibiotic containing an intact ⁇ -lactam ring, b) Bringing the sample into contact after step a) with the antibody, which has been labeled, c) bringing the antibody obtained after step b) into contact with the antibiotic containing an intact ⁇ -lactam ring, which has been immobilized on a solid support, or adding labeled intact antibiotic distinctly from the antibody, d) Detecting whether said labeled antibody is complexed with the intact antibiotic brought into contact in step c).
  • the antibiotic (unlabeled added in step a) added in the sample will remain in intact form, the antibodies of the invention will bind to this intact antibiotic and will not be able to bind the intact antibiotic immobilized in step c).
  • the enzyme is present in the sample, the antibiotic (unlabeled) added in step a) will be hydrolyzed, and the labeled antibody of the invention in step b) will remain free to attach to the immobilized or labeled intact antibiotic during step c).
  • the signal detected in step d) when the immobilized antibiotic binds to the labeled antibody of the invention is thus proportional to the presence of enzyme in the sample (the signal increases the more enzyme there is in the sample, since the imposed competition is to the detriment of the immobilized antibiotic).
  • the signal obtained in the presence of the sample can advantageously be compared with that which is generated when the antibody and the intact antibiotic have not been brought into contact with the sample (or with a sample not containing of enzyme hydrolyzing the antibiotic), or when the intact antibiotic has been hydrolyzed with a ⁇ -lactamase enzyme before being brought into contact with the antibody (negative and positive controls). If the antibiotic is immobilized, it will be possible to observe the appearance of the signal where the antibiotic is immobilized.
  • FRET fluorescence resonance energy transfer
  • the method of the invention comprises, for example, the following steps: a) bringing the sample to be tested into contact with the antibiotic molecule containing an intact, unlabeled ⁇ -lactam ring, b) Bringing the sample obtained after step a) into contact with the antibody of the invention (which specifically recognizes the intact form of the antibiotic added in step a) and with at least one antibody specifically recognizing a ⁇ -lactamase enzyme (for example CTX-M or carbapenemase), said antibodies having been labeled beforehand, c) bringing the solution of step b) into contact with said antibiotic molecule containing an intact ⁇ -lactam ring and with antibodies specifically recognizing a ⁇ -lactamase enzyme (e.g.
  • CTX-M or carbapenemase which have been immobilized on a solid support, d) Detecting whether said labeled antibodies are complexed to the intact antibiotic and/or to the anti- ⁇ -lactamase antibodies complexed with the ⁇ -lactamase enzyme, brought into contact in step c).
  • the present invention also relates to a kit making it possible to implement such methods.
  • This kit contains at least the antibody of the invention and possibly the antibiotic which was used to produce it. It also contains, optionally, means for labeling the antibody so as to be able to detect it and/or antibodies known to recognize ⁇ -lactamase enzymes.
  • kits of the invention are supplied in free form (for step a)) and also in immobilized form on a solid support (for example a strip), or already labeled. Other tests, more or less complex, can be developed by using the discriminating antibody of the invention, as well as the antibiotic used to obtain it.
  • All the kits of the invention can also contain a ⁇ -lactamase enzyme which can be used to verify the specificity of the antibody of the invention.
  • All the kits of the invention can also contain a control sample not containing ⁇ -lactamase.
  • All the kits of the invention can also contain the means for detecting the labeled antibody of the invention (for example, antibodies recognizing the constant part of a mouse immunoglobulin).
  • kits of the invention may finally contain instructions making it possible to explain to users the details of the experiments to be carried out in order to detect bacteria producing functional ⁇ -lactamases in a rapid and efficient manner.
  • Strip of the Invention the immunological test of the invention is an immunochromatographic test supported by a detection “strip”.
  • the test of the invention is called “test strip” and the solid support used in the method of the invention is a strip.
  • This strip constitutes a particularly important aspect of the present invention. Indeed, the present inventors have demonstrated that the antibody of the invention can advantageously be used in a strip test.
  • the antibody of the invention is then preferably coupled to a fluorochrome or to a chromophore, or to any other marker visible to the naked eye, for example colloidal gold.
  • the “strip test” is a simple, fast, inexpensive detection system that can be used by non-specialists in the field.
  • the strips are generally formed of three distinct zones, which are fixed on a support, most often plastic: 1) an absorption zone promoting migration, 2) a reaction zone (generally formed of a nitrocellulose membrane) and 3) a deposit zone where the sample to be tested is deposited, located at the opposite end of the absorption zone (cf. figure 5).
  • said “tracer” antibody will be the discriminating antibody of the invention, described above.
  • two lines are usually present. The first of these lines, called the “test” (LT) line, will here be composed of antibiotics with a ⁇ -lactam cycle. The signal obtained at this test line will indicate the presence or absence of ⁇ -lactamase in the sample.
  • a second line, called the “control” (LC) line will consist of antibodies directed against the antibody of the invention.
  • the strip according to the invention can contain several test lines and a control line.
  • One test line will correspond to an area where the intact antibiotic coupled to BSA or another carrier structure (e.g. casein, dextran or polylysine), has been immobilized, and the other test lines will correspond to areas where antibodies anti- ⁇ -lactamase were immobilized.
  • the deposit zone will advantageously contain the antibodies of the invention as well as the anti- ⁇ -lactamase antibodies, all labeled in a detectable manner (the labels used being distinct or identical).
  • the detection of the presence of the target enzyme will be much more reliable.
  • the bacteria in the sample express a ⁇ -lactamase enzyme recognized by the labeled antibodies present on the deposit zone, these will bind to the ⁇ -lactamase enzyme, and the enzyme will also be able to bind to the anti- ⁇ -lactamase antibodies immobilized on the test area. A marking will therefore be visible on the test line corresponding to these antibodies, and it will be possible to deduce whether the bacteria carrying the ESBL activity express the enzyme recognized by the antibody immobilized on this line.
  • the reaction zone can also contain several test lines on which different antibiotics are immobilized. In this case, several tracer monoclonal antibodies specific for one of these antibiotics should advantageously be present on the deposit zone.
  • the reaction zone can contain a test line on which is fixed an antibiotic A with an intact ⁇ -lactam ring, and a test line on which is fixed an antibiotic B with an intact ⁇ -lactam ring, B being different from A.
  • monoclonal antibodies discriminating intact antibiotics A and B from antibiotics Hydrolyzed A and B have been advantageously deposited, so that the signal should appear on two lines if there are ⁇ -lactamases in the sample tested. It is also advantageous in this context to have antibodies that discriminate between the intact and hydrolyzed forms of carbapenems, these new-generation antibiotics which are known to be resistant to ESBL enzymes other than carbapenemase.
  • Example 2 describes precisely how to obtain such antibodies, which can be used in the methods and kits of the invention.
  • the antibodies discriminating between the intact and hydrolyzed forms of a carbapenem are deposited on the deposit zone, and an intact carbapenem antibiotic is immobilized on a Test line.
  • the test of the invention makes it possible to identify the presence, in the sample, of carbapenemase enzymes, and therefore potentially of bacteria expressing these enzymes.
  • the strip of the invention contains at least two test lines, on which are respectively immobilized the intact form of a non-carbapenem antibiotic (for example a cephalosporin) and the intact form of an antibiotic carbapenem, so as to identify in the sample the presence of ESBL enzymes other than carbapenemase (eg cephalosporinases, etc.) and carbapenemase.
  • a non-carbapenem antibiotic for example a cephalosporin
  • carbapenem for example a cephalosporin
  • carbapenem for example a cephalosporin
  • carbapenem eg cephalosporinases, etc.
  • carbapenemase eg cephalosporinases, etc.
  • the respective discriminating antibodies labeled (possibly with different markers), are for their part deposited on the deposit zone.
  • the strip of the invention may also contain in its reaction zone, as explained above, other test lines, on which anti- ⁇ -lactamase enzyme antibodies
  • the enzyme is not present in the sample, the antibiotic added to the sample will remain in intact form, the antibodies of the invention will bind to this intact antibiotic and will no longer be able to bind to the intact antibiotic of the LT. Conversely, if the enzyme is present in the sample, the added antibiotic will be hydrolysed, and the antibody of the invention will remain free to bind to the intact antibiotic immobilized on the LT. In these two cases, the free antibodies, ie, which have not been immobilized on the test line, will be captured at the level of the control line by the anti-antibody antibody of the invention.
  • the strip test of the invention has been designed so that the signal at the level of the test line increases with the quantity of ⁇ -lactamases present in the sample.
  • the strip test of the invention is very reliable, in that it links the appearance of a signal (and not its disappearance) to the quantity of enzyme. However, it is well known that it is easier and more reliable to detect the appearance of a signal than its decrease.
  • a strip according to the invention can be prepared in the following way: - the antibody of the invention, preferably labeled, is deposited, and for example dried, on the deposit zone, -
  • anti- ⁇ lactamase antibodies are also deposited on the deposition zone.
  • the antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring is immobilized on the LT, in the reaction zone (for example with a BSA-antibiotic system, which allows the immobilization of the antibiotic on the nitrocellulose while allowing it to interact with the labeled antibody),
  • anti- ⁇ lactamase antibodies are also immobilized on another line of the reaction zone
  • - antibodies recognizing the antibodies deposited on the strip deposit zone are immobilized, for example by adsorption, on the LC, opposite to the LT.
  • the present invention therefore relates to a strip containing (cf.
  • FIG. 5 1) a zone for depositing the sample, on which the antibody as defined above has been labeled, deposited and dried, as well as optionally labeled anti- ⁇ lactamase antibodies, 2) a reaction zone, comprising: - at least one test line on which the antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring having been used to produce at least one of the antibodies deposited in the deposit zone 1) has been immobilized, and - optionally at least one test line on which antibodies anti - ⁇ lactamase have been immobilized, - a control line on which antibodies recognizing the antibody(ies) present in zone 1) have been immobilized, and 3) an absorption zone promoting antibody migration, said zone being located at the opposite end of the deposit zone 1).
  • the labeled antibodies are deposited and stored on the surface of the strip preferably by drying. They can also be added to the sample just before depositing the latter on the strip.
  • the reaction zone is preferably made of nitrocellulose or PVDF, cellulose, fiberglass.
  • the immobilization of the antibiotic on the LT is preferably done by adsorption of the antibiotic coupled with BSA or another carrier molecule (for example casein, dextran, polylysine), which makes it possible to leaving accessible the ⁇ -lactam cycle which must capture the antibodies of the invention migrating towards the absorption zone.
  • the antibodies recognizing the antibodies used on the strip of the invention are, for example, antibodies anti-constant part of murine immunoglobulin, protein A, protein G or any other system recognizing murine antibodies.
  • the quantities of antibodies and antibiotics immobilized or labeled or as a substrate must in fact be rigorously controlled.
  • Too large an amount of antibody would require a high concentration of substrate for occupation of all the binding sites and therefore a higher concentration of ⁇ -lactamase to have a significant drop in the occupation of these sites.
  • too high a concentration of labeled or immobilized antibiotics would induce very high competition with respect to the binding of the substrate by the antibody, which would induce the appearance of a signal even in the absence of ⁇ -lactamase or then to the use of an excess of substrate in order to maintain the total occupation of the binding sites of the antibody by this same substrate. This excess of substrate would lead to a strong drop in sensitivity or to a longer incubation time. Examples illustrating these optimization steps are given below.
  • the quantity of antibody to be deposited on the deposit zone must be such that it makes it possible to saturate all the binding sites for the intact antibiotic used in the method or on the strip of the invention. Moreover, he understands that its minimum quantity is that which makes it possible to obtain a maximum signal on the test line containing the antibiotic.
  • the optimum quantity of antibody to be deposited on the deposit zone is such that 10 ⁇ L of the solution having an absorbance relative to colloidal gold – DO – is deposited. between 0.1 and 10.
  • the optimal amount of antibiotic immobilized on the LT line (1 ⁇ L/cm) is ideally between 1 ⁇ g and 1mg/mL.
  • a concentration of about 0.1 mg/mL gives excellent results.
  • K d between 1 pM and approximately 10 nM
  • kits of the invention containing the strip of the invention Before being deposited on the deposit zone, an antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring must be added to the sample to be tested, prior to bringing it into contact with the strip of the invention.
  • the present invention also relates to a kit containing, in addition to the strip of the invention, the antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring which was used to obtain the antibody of the invention, and which is immobilized on the deposit zone 1) of the strip.
  • This antibiotic is preferably contained in a separate container, isolated from the strip.
  • the kit of the invention will contain a strip on which said anti-cefotaxime antibody intact antibiotic is deposited and said intact antibiotic is immobilized, together with a vial or tube containing intact cefotaxime antibiotic.
  • the kit of the invention will contain a strip on which said anti-carbapenem antibody intact antibiotic is deposited and said intact antibiotic is immobilized, together with a vial or tube containing intact carbapenem antibiotic.
  • the kit of the invention may also contain a container comprising a functional ⁇ -lactamase.
  • the user will thus be able, for example, to compare the difference in signal obtained in the sample to be tested (ie, when the endogenous ⁇ -lactamase is optionally present), or when an exogenous enzyme is added. This step is used to check that the test is working properly.
  • this kit may also contain a control sample not containing ⁇ -lactamase, the means for detecting the labeled antibody of the invention (for example, antibodies recognizing the constant part of an immunoglobulin of mice) and/or instructions explaining to users the details of the experiments to be carried out to detect bacteria producing functional ⁇ -lactamases quickly and efficiently.
  • the present invention relates more particularly to a kit containing: - at least one strip according to the invention, and - a separate container containing the antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring used to obtain the antibody immobilized on the deposit zone 1) of the strip, - optionally, a separate container containing ⁇ -lactamase enzyme and/or a sample containing no ⁇ -lactamase enzyme.
  • the present invention relates to a method allowing the detection of ⁇ -lactamases, in a sample likely to contain them. Said sample has been described above.
  • said method uses the strip or the kit of the invention containing this strip, as described above. This method involves the following steps: a) Bringing an antibiotic with an intact ⁇ -lactam ring into contact with the sample to be tested, said antibiotic being specifically recognized by the antibody of the invention labeled and deposited on the strip, and being immobilized on the LT line of the strip.
  • the sample (containing the intact antibiotic and the bacteria) is deposited on the strip deposit area.
  • the antibiotic not having been hydrolyzed (because there is no ⁇ -lactamase activity in the sample), a complex is formed between the latter and the antibody of the invention. Having migrated to the test line, the antibody thus complexed will not be able to bind to the antibiotic which is immobilized there. On the other hand, the antibody will be immobilized at the level of the control line (LC) by the anti-antibody antibody of the invention. So only the LC will be visible. The test will be negative and it can be concluded that there are no bacteria producing ⁇ -lactamase in the sample to be tested.
  • LC control line
  • Case 2 The sample to be tested contains bacteria producing a ⁇ -lactamase enzyme. After an incubation time, the sample no longer contains intact antibiotic since the ⁇ -lactamase enzyme has hydrolyzed it. When it is deposited on the drop zone of the strip, no complex is formed between the hydrolyzed antibiotic and the antibody of the invention.
  • the antibody of the invention whose binding sites are free, migrates towards the test line where it can bind to the intact antibiotic immobilized at the level of the test line.
  • the antibody of the invention in excess is for its part immobilized at the level of the control line (LC) by the anti-antibody antibody. In this case, the two lines (the test line and the control line) are visible.
  • the test is declared positive, concluding with the presence of a bacterium producing a ⁇ -lactamase (ESBL, or other ⁇ -lactamase) in the sample.
  • a bacterium producing a ⁇ -lactamase for example LT1: intact antibiotic; LT2: anti-CTX-M (figure 10)
  • two LTs for example LT1: intact antibiotic; LT2: anti-CTX-M
  • four cases then arise, depending on what the bacterium present produces as ⁇ -lactamase (figure 11) : Case 1:
  • the sample to be tested contains bacteria that do not produce ⁇ -lactamase. After an incubation time, the sample (containing the intact antibiotic and the bacteria) is deposited on the strip deposit area.
  • the antibiotic Since the antibiotic has not been hydrolyzed (because there is no ⁇ -lactamase activity in the sample), a complex forms between it and the antibody of the invention.
  • Labeled anti-CTX-M antibodies do not bind CTX-M enzyme. Having migrated to test line 1 (LT1), the antibody of the invention thus complexed will not be able to bind to the antibiotic which is immobilized there. Since the labeled anti-CTX-M antibodies are not complexed with the enzyme, they cannot be fixed by the second anti-CTXM antibody on test line 2 (LT2). On the other hand, the antibodies will be immobilized at the level of the control line (LC) by the antibody anti- antibody. Thus, only the LC will be visible.
  • LC control line
  • the test will be negative and it can be concluded that there are no bacteria producing ⁇ -lactamase in the sample to be tested.
  • Case 2 The sample to be tested contains bacteria producing a ⁇ -lactamase but not a CTX-M enzyme. After an incubation time, the sample no longer contains intact antibiotic since the ⁇ -lactamase enzyme has hydrolyzed it. When the sample is deposited on the strip deposit zone, no complex is formed between the hydrolyzed antibiotic and the antibody of the invention. Labeled anti-CTX-M antibodies do not bind CTX-M enzyme. The antibody of the invention, the binding sites of which are free, migrates towards the test line where it can bind to the intact antibiotic immobilized at the level of test line 1 (LT1).
  • LT1 level of test line 1
  • test line 2 test line 2
  • the anti-CTX-M antibodies and the antibody of the invention in excess are for their part immobilized at the level of the control line (LC) by the anti-antibody antibody.
  • the test 1 and control lines are visible.
  • the test is declared positive, concluding with the presence of a bacterium producing a ⁇ -lactamase (ESBL, or other ⁇ -lactamase), but which is not a CTX-M enzyme, capable of hydrolyzing the antibiotic in the 'sample.
  • ESBL ⁇ -lactamase
  • CTX-M enzyme capable of hydrolyzing the antibiotic in the 'sample.
  • Case 3 The sample to be tested contains bacteria producing a CTX-M type ⁇ -lactamase enzyme.
  • the sample no longer contains intact antibiotic since the ⁇ -lactamase enzyme has hydrolyzed it.
  • the sample is deposited on the strip deposit zone, no complex is formed between the hydrolyzed antibiotic and the antibody of the invention.
  • Anti-CTX-M antibodies bind the CTX-M enzyme present.
  • the antibody of the invention migrates towards the test line where it can bind to the intact antibiotic immobilized at the level of test line 1 (LT1).
  • the anti-CTX-M antibodies present on test line 2 (LT2) bind the CTX-M enzyme complexed with the labeled anti-CTXM antibodies.
  • the anti-CTX-M antibodies and the antibody of the invention in excess are for their part immobilized at the level of the control line (LC) by the anti-antibody antibody.
  • the lines test 1, test 2 and control are visible.
  • the test is declared positive, concluding with the presence of a bacterium producing a ⁇ -lactamase (ESBL, or other ⁇ -lactamase), of the CTX-M type, capable of hydrolysing the antibiotic in the sample.
  • ESBL ⁇ -lactamase
  • the antibiotic in intact form or “substrate” is added to the sample to be tested. The amount of intact antibiotic can be adjusted to optimize test sensitivity.
  • the quantity of substrate added to the sample it is necessary for the quantity of substrate added to the sample to allow the occupation of all the binding sites of the antibodies used, without being in excess.
  • a signal appears when the quantity of the substrate is no longer sufficient to occupy all of the binding sites of the antibodies of the invention.
  • An excess of substrate would not make it possible to detect low enzyme concentrations or would require long incubation times that are incompatible with a test that is intended to be quick and simple.
  • the person skilled in the art by following the indications mentioned in the present invention (and in particular in the examples) will be able to determine the quantity of intact antibiotic to be added to the sample in the initial stage of the method, so that it allows the occupation of all the binding sites of the antibodies used, without being in excess.
  • an anti-cefotaxime antibody according to the invention it is possible to add, for example, between 10 ng/mL and 50 ng/mL of cefotaxime antibiotic in the original sample. More generally, for other antibodies with a strong affinity for the intact antibiotic that they specifically recognize (KD between 1 pM and approximately 10 nM), it will be possible to add between 1 ng/mL and 1 ⁇ g/mL, between 10ng/mL and 1 ⁇ g/mL, between 50ng/mL and 1 ⁇ g/mL, between 100ng/mL and 1 ⁇ g/mL or between 100ng/mL and 0.5 ⁇ g/mL of intact antibiotic in the initial sample (containing bacteria producing or not a ⁇ -lactamase).
  • Step b) incubation can be done at room temperature.
  • the duration of this step can be adapted so that the sensitivity of the test is optimal.
  • this incubation step can last between 10 minutes and one hour. Good results have been obtained with a duration of 30 minutes, under the conditions tested.
  • KD KD between 1 pM and approximately 10 nM
  • an incubation period between 10 minutes and one hour is optimal.
  • the antibodies should be allowed time to migrate to the test and control lines. This migration step can last between 5 minutes and 30 minutes.
  • cefotaxime is used (cf.
  • Step d) of reading the result can therefore be done, in the case where cefotaxime is used, approximately 40 minutes after bringing the sample and the antibiotic into contact.
  • KD KD between 1 pM and approximately 10 nM
  • a reading of the result can take approximately 10 minutes to 1 hour (from preferably between 20 minutes and 40 minutes) after bringing the sample into contact with the strip. All the steps of this method can be carried out at room temperature. To be exploitable, the method of the invention must be able to give reliable results in a minimum time, ideally in less than one hour.
  • the test of the invention has a specificity of 100% and a sensitivity of 100%, which is excellent. It may be advantageous to prepare the sample to be tested before using the strip of the invention, in particular if the sample is solid. If the sample is solid (for example soil), it is possible to dilute it by adding a buffer before proceeding to the step of bringing it into contact with the antibiotic.
  • This buffer can contain, for example, NaCl, a molecule known to reduce non-specific interactions (PVP, PVA, BSA) and detergent (Tween 20). Its pH is preferentially 8. The concentration of NaCl is preferentially close to 150 mM.
  • a cell lysis is carried out, in order to release the ⁇ -lactamase enzyme possibly contained in the bacteria of the sample and to make its activity visible more quickly.
  • Conventional lysis buffers can be used (cf. example below). If the sample is liquid (for example a biological fluid), it is possible to dilute it by adding a buffer before proceeding to the step of placing it in contact with the antibiotic.
  • This buffer can contain, for example, NaCl, a protein known to reduce non-specific interactions (PVP, PVA, BSA) and detergent (Tween 20). Its pH is preferentially 8. The concentration of NaCl is preferentially close to 150 mM. A person skilled in the art knows how to obtain such usable samples.
  • Figures Figure 1 describes the principle of immunoenzymatic test 1 used in the application to select the antibody of interest that can be used in the system of the invention. This test involves non-hydrolyzed Cefotaxime-biotin (NH), the antibody derived from a hybridoma or from plasma of mice immunized with cefotaxime and Streptavidin-Acetylcholinesterase (G4). Acetylcholinesterase reacts with a chromogen to produce a colored product.
  • NH Cefotaxime-biotin
  • G4 Streptavidin-Acetylcholinesterase
  • Figure 2 describes the principle of three other immunoenzymatic tests of interest used to select the antibody of interest that can be used in the system of the invention.
  • Test 2 uses: Hydrolyzed cefotaxime-biotin (H) + Antibodies from hybridoma or plasma from mice immunized with cefatoxine + Streptavidin-G4
  • Test 3 uses: Non-hydrolyzed cefotaxime-biotin (NH) + Non-hydrolyzed cefotaxime (NH) + Hybridoma or plasma antibodies from mice immunized with cefaoxime + Streptavidin-G4
  • Test 4 uses: Non-hydrolyzed cefotaxime-biotin ( NH) + Cefotaxime hydrolyzed (H) + Hybridoma or plasma antibodies from mice immunized with cefatoxime + Streptavidin-G4
  • Figures 3A and 3B represent the competition curves obtained with cefotaxime hydrolyzed or not, and the various monoclo
  • FIG. 4 represents the competition curve obtained with cefotaxime, hydrolyzed or not, with one of the unselected monoclonal antibodies.
  • FIG. 5 represents the various elements constituting the strips conventionally used for analyte detection purposes.
  • Figure 6 describes the two cases expected when the sample contains (positive test) or does not contain (negative test) ESBL bacteria or ⁇ -lactamase enzymes.
  • FIG. 7 depicts the plastic cassette that can be used to protect the tape of the invention.
  • Figure 8 depicts the structures of the carbapenem compounds used in Example 2 (B).
  • Figure 9 presents the principle of tests 1 to 4 which are described in example 2 (C).
  • FIG. 10 shows a strip according to the invention, containing two test lines and a control line.
  • the first test line corresponds to an area where Cefotaxime-BSA has been immobilized
  • the second test line corresponds to an area where anti-CTX-Ms antibodies have been immobilized.
  • the control line corresponds to an area where secondary antibodies, recognizing the other labeled antibodies used in the invention, have been immobilized.
  • anti-cefotaxime antibodies of the invention and anti-CTX-Ms antibodies, all labeled with colloidal gold, have been deposited.
  • Figure 11 describes the three cases expected when the sample does not contain bacteria with an ESBL or ⁇ -lactamase enzymes (negative test), or contains ESBL bacteria or ⁇ -lactamase enzymes other than CTX-M ( test positive on one line), or contains ESBL bacteria or CTX-M type ⁇ -lactamase enzymes (test positive on both lines).
  • Example 1 Detection of bacteria resistant to cefotaxime A. Design and production of the immunogen Cefotaxime is a small molecule incapable of inducing an immune response, essential for obtaining antibodies.
  • BSA bovine serum albumin
  • SATA N-succinimidyl S-acetylthioacetate
  • Cefotaxime-BSA was used to immunize mice. To carry out the immunizations, injections by subcutaneous route of 50 ⁇ g of cefotaxime-BSA/mouse were carried out every three weeks for three months (4 immunizations in total). After 2 months of rest for the mice, new injections of cefotaxime-BSA were carried out intravenously in the latter: 50 ⁇ g of product/mouse, once a day for three days. After two days of rest, mouse spleen cells were fused with NS1 mouse myeloma cells, and anti-cefotaxime antibodies specific in myeloma culture supernatants were detected using an enzyme immunoassay. B.
  • Non-hydrolyzed cefotaxime-biotin was obtained by coupling chloroacetamido-cefotaxime and biotin coupled to a polyethylene glycol arm (PEG) and a thiol function (Biotin-PEGx-Thiol ), using the procedure previously described for the immunogen.
  • PEG polyethylene glycol arm
  • Biotin-PEGx-Thiol a thiol function
  • Chloroacetamido-cefotaxime (31.6 mg, 0.06 mmol, 1 eq.) and Biotin-PEGx-Thiol (94 mg, 0.119 mmol, 2 eq.) were dissolved in 0.5 ml of DMF and 2 ⁇ l of triethylamine, and were then added to the mixture under Argon. The reaction was stirred for 3 days. After the reaction was complete, the mixture was evaporated under reduced vacuum. Then, the product was purified by reverse phase chromatography on a water/acetonitrile gradient from 0 to 40% (isolated peak at 26% acetonitrile).
  • the molecular weight of this tracer was checked by mass spectrometry, where a 15-minute purification cycle on a C18 column is carried out, then the sample is ionized on a quadrupole.
  • the hydrolyzed cefotaxime-biotin was obtained by enzymatic reaction with beads coupled to KPC-2 (Klebsiella pneumoniae carbapenemase), which is a recombinant ⁇ -lactamase. To do this, 5 mg of beads (tosylactivated Dynabeads M-280) were washed with 0.1 M borate buffer pH 9.5. 100 ⁇ g of the recombinant protein KPC-2 were added to the beads in a volume of 150 ⁇ l.
  • the Beads-KPC-2 were removed using a magnet.
  • the supernatant was recovered and purified by reverse phase chromatography on a water/acetonitrile gradient from 0 to 40% (isolated peak at 23% acetonitrile).
  • the molecular weight of this tracer was checked by mass spectrometry, where a 15-minute purification cycle on a C18 column is carried out, then the sample is ionized on a quadrupole.
  • Non-hydrolyzed cefotaxime (Sigma-Aldrich) was purified by reverse phase chromatography on a water/acetonitrile gradient from 0 to 20% (isolated peak at 8.5% acetonitrile). The molecular weight of this product was checked by mass spectrometry, where a 15-minute purification cycle on a C18 column is carried out, then the sample is ionized on a quadrupole. Hydrolyzed cefotaxime was also obtained by enzymatic reaction with beads coupled to KPC-2. The same bead-KPC-2 coupling protocol, cited above, was carried out.
  • mice were immunized with cefotaxime-BSA. To do this, injections by subcutaneous route of 50 ⁇ g of cefotaxime-BSA/mouse were carried out every three weeks for three months (4 immunizations in total). After 3 months of rest for the mice and in order to select the mice presenting the best immune response, their antibodies were analyzed with a first test. In this test, murine antibodies collected during the immunization protocol were captured by a first murine anti-antibody antibody (AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG + IgM (H+L); Jackson Immunoresearch LABORATORIES) immobilized on the wall of wells of a microtiter plate.
  • a first murine anti-antibody antibody AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG + IgM (H+L); Jackson Immunoresearch LABORATORIES
  • Ellman's medium comprises a mixture of 7.5 10 -4 M acetylthiocholine iodide (enzyme substrate) and 2.5 10 -4 M 5,5'-dithiobis (2-nitrobenzoic acid) (DTNB) (reagent for the colorimetric measurement of thiol) in a 0.1 M phosphate buffer, pH 7.4.
  • Enzyme activity was expressed in Ellman units (EU).
  • EU Ellman units
  • One EU is defined as the amount of enzyme producing an increase in absorbance of one unit for 1 min in 1 ml of medium, for an optical path length of 1 cm: it corresponds to approximately 8 ng of enzyme.
  • splenocytes spleen cells
  • NSI murine myeloma cells NSI murine myeloma cells
  • Test 1 In this test, the antibodies present in the culture supernatants are captured by a first anti-murine antibody antibody immobilized on the wall of the wells of a microtiter plate. Unhydrolyzed cefotaxime-biotin is added to each well. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of non-hydrolyzed cefotaxime coupled to biotin and therefore of non-hydrolyzed anti-cefotaxime antibodies.
  • Test 2 In this test, the antibodies present in the culture supernatants are captured by a first anti-murine antibody antibody immobilized on the wall of the wells of a microtiter plate. Hydrolyzed cefotaxime-biotin is added to each well. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of hydrolyzed cefotaxime coupled to biotin and therefore the presence of anti-hydrolyzed cefotaxime antibodies.
  • Test 3 In this test, non-hydrolysed cefotaxime-biotin is placed in competition with non-hydrolysed cefotaxime with respect to recognition by the specific antibodies present in the culture supernatants. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of intact cefotaxime coupled to biotin.
  • Test 4 In this test, non-hydrolyzed cefotaxime-biotin is placed in competition with hydrolyzed cefotaxime at the same concentration as the non-hydrolyzed cefotaxime used in test 3, with respect to recognition by the specific antibodies present in culture supernatants. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of intact cefotaxime coupled to biotin.
  • the wells were selected for which a signal was obtained for test 1 and no signal for test 2, a drop in the most significant signal of the signal for test 3 and no drop in signal for test 4. At the end of the selection process, 18 hybridomas were stored to produce monoclonal antibodies.
  • tests 3 and 4 were performed with different concentrations of unhydrolyzed and hydrolyzed cefotaxime as competitor.
  • the solutions were deposited in a 96-well microplate, on the wall of which an anti-mouse antibody antibody (identical to that used in the antibody selection experiments) was immobilized beforehand, at a rate of 25 ⁇ l of marker (Cefotaxime-biotin intact ) and 25 ⁇ l of competitor (non-hydrolyzed or hydrolyzed Cefotaxime). Then 50 ⁇ l of the antibody solution was added.
  • the microplates were incubated overnight at 4° C., then, after washing, 100 ⁇ l of Streptavidin-G4 were added for 1 hour at room temperature and with stirring. After washing the wells, 200 ⁇ l of chromogen (Ellman's medium) were deposited.
  • the absorbance was read after 1 hour of incubation with stirring, at 414 nm on a spectrophotometer.
  • the Bo signal corresponds to the absorbance obtained in the absence of a competitor (maximum absorbance).
  • Signal B is the absorbance obtained in the medium where competitor and marker are interacting with the antibody. In order for the figure to be readable, only the results obtained with a few antibodies have been represented (FIGS. 3A and 3B).
  • FIG. 4 demonstrates, for this non-retained antibody, a greater drop in signal for hydrolyzed cefotaxime than for non-hydrolyzed cefotaxime, which means that the latter form is less well recognized by the non-retained antibody.
  • Antibodies 1; 2; 3; 4 and 5 were then used on test strips by competition.
  • the strips are made up of 4 distinct parts:
  • PC conjugate paper
  • labeled antibody also called tracer
  • This paper can be accessory in the case where the tracer antibody is used in liquid format. In this case 10 ⁇ l of tracer antibody are added to 100 ⁇ l of sample before depositing on the strip.
  • the amount of tracer The chosen antibody is coupled to colloidal gold (colored marker), its absorbance could be measured at 530 nm. Therefore, in the results, the term absorbance (OD) relating to colloidal gold is used. Several ODs were thus tested. The objective was to determine the smallest quantity of tracer enabling a significant signal to be observed 10 minutes after depositing the sample on the strip.
  • the amount of intact BSA-cefotaxime on the LT once the antibody OD has been fixed, several concentrations of intact BSA-cefotaxime on the LT were tested (1 ⁇ L/cm). The objective was to fix the concentration, non-limiting for the signal observed at the level of the LT, the weakest.
  • the amount of non-hydrolyzed cefotaxime to add to the samples was once the two previous parameters have been determined, the objective was to set the minimum concentration of intact cefotaxime above which no signal is observed on the LT. At the same time, hydrolyzed cefotaxime was added to verify that the antibody is indeed specific for the non-hydrolyzed form. For this, a range of non-hydrolyzed cefotaxime and a range of hydrolyzed cefotaxime were prepared with strip buffer: 1000 ng/ml; 100ng/ml; 10ng/ml; 1ng/ml.
  • a color intensity scale was used to evaluate the results obtained on the test strips. This scale has been set from 1 to 10, where each value is characteristic of increasing signal strength.
  • 96-well microplates were used.
  • 10 ⁇ l of tracer in liquid form were added to 100 ⁇ l of buffer containing or not cefotaxime.
  • a strip composed of a sample paper, a nitrocellulose membrane and an absorbent paper was placed in the well. A 10 min incubation was performed, then the signal intensity was assessed with the color intensity scale.
  • the OD in tracer was first optimized. On the LT, a default concentration of 1mg/ml of intact BSA-Cefotaxime has been deposited. The test results are shown in Table 1.
  • the OD:1 was selected because it is located in the 8.5/9 intensity scale. Different concentrations of non-hydrolyzed BSA-Cefatoxime were then deposited on the LT (1 ⁇ L/cm). The DO:1 concentration previously selected for the tracer was used.
  • Table 2 Optimization of BSA-Cefotaxime concentration on LT. The intensity of the signal increases only very slightly beyond a concentration of 0.1mg/ml in BSA-Cefotaxime. This is why this concentration was selected. In order to adjust the parameters more precisely, different amounts of tracer were tested with this amount of BSA-cefotaxime. Table 1: Second tracer OD optimization.
  • the concentration of unhydrolyzed cefotaxime to be used in the samples was then determined.
  • a control is carried out (condition at ong/ml), to see the maximum signal that can be obtained on the LT (Table 4).
  • the signal is equivalent to the control (the tracers bind to the LT).
  • the hydrolyzed cefotaxime is not recognized by the tracer antibody, the binding sites of which are free to interact with the cefotaxime of LT.
  • antibodies have been tested.
  • the conditions of use of the antibodies are as follows: Antibody 1, DO0.5, 0.3mg/ml of BSA-Cefotaxime; Antibody 2, DO1, 0.3mg/ml of BSA-Cefotaxime; Antibody 3, DO0.5, 0.1mg/ml of BSA-Cefotaxime; Antibody 4, DO0.5, 0.3mg/ml of BSA-Cefotaxime; Antibody 5, DO0.5, 0.3mg/ml of BSA-Cefotaxime (Table 5).
  • Table 5 Optimization of the concentration of intact cefotaxime to be added to the samples for different antibodies. 0: No signal was observed on the LT.
  • antibody 3 showed the best performance in the strip format because it makes it possible to detect enzymatic activity for the lowest enzyme concentration.
  • this result shows that other antibodies could have been used in this method.
  • Antibody 3 was used for further developments and optimizations.
  • the concentrations used are: 10 ng/ml; 3ng/ml; lng/ml; 0.3ng/ml; 0.1ng/ml in enzymes, and are incubated with intact cefotaxime at room temperature. Two controls are also carried out containing either only intact cefotaxime (no signal should be observed on the LT because all of the tracer binding sites are occupied), or only strip buffer (maximum signal that can be obtained on the LT because all of the tracer binding sites are free).
  • the tracer is first added in liquid form (10 ⁇ l at OD:0.5 are added to 100 ⁇ l of the enzymatic solution) then, secondly, in dried format on conjugated paper (10 ⁇ l at OD:0.9 ).
  • the conjugate paper was then inserted on the strip between the sample paper and the nitrocellulose membrane. Therefore, two types of strips were used, with or without conjugate paper (PC). It was indicated, for each experiment, which type of strip was used.
  • the LT on the nitrocellulose membrane is composed of 0.1mg/ml of unhydrolyzed BSA-Cefotaxime. The different conditions were prepared and then incubated at room temperature. Once the incubation time had elapsed, 100 ⁇ l of solution were taken and deposited, either in a microplate well, or in a deposit well of a plastic cassette.
  • Table 6 Kinetics of hydrolysis at ambient temperature of cefotaxime by a CTXM-2 enzyme, liquid tracer (N: negative test, no signal at LT; P: positive test, signal visible at LT).
  • Table 7 Kinetics of hydrolysis at 37° C. of intact cefotaxime by CTXM-2, liquid tracer.
  • the tracer was dried on the PC. It has been observed that after resolubilization, part of the tracer antibody is adsorbed by the PC. To compensate for this absorption, the quantity of tracer used must be increased. The final OD in tracer on the PC was 0.9 for this first test. The tests were carried out in 96-well microplates, with 100 ⁇ l of sample. The concentration of non-hydrolyzed cefotaxime was 10 ng/ml. New hydrolysis kinetics were achieved with this protocol (Table 8).
  • Table 8 Kinetics of hydrolysis at AT of cefotaxime not hydrolyzed by CTXM-2.
  • Table 9 Kinetics of hydrolysis of intact cefotaxime by a CTXM-2 enzyme (OD:1).
  • Table 10 Kinetics of hydrolysis of cefotaxime not hydrolyzed by CTXM-2 (DO1.5).
  • the increase in tracer OD made it possible to lower the concentration of enzymes necessary to have a visible signal on the LT.
  • DO 1.5 shows better results with detection at lng/ml from 15 minutes.
  • the concentration of non-hydrolyzed cefotaxime was 10 ng/ml in strip buffer. Two controls were also carried out containing either only non-hydrolysed cefotaxime or only strip buffer. The plotter has been dried on the PC.
  • the LT was composed of 0.1mg/ml of unhydrolyzed BSA-Cefotaxime. The migration took place in a plastic cassette.
  • the incubation time of 30 minutes was selected. By applying this incubation period, all of the resistant colonies are indeed positive and the non-resistant colonies are negative.
  • the strip test is therefore well suited for use on bacterial colonies.
  • bacteria were divided into two groups: ⁇ -lactamase producers that do not hydrolyze cefotaxime and ⁇ -lactamase producers that hydrolyze cefotaxime (Table 12).
  • test strip of the invention made it possible to obtain a sensitivity of 100% and a specificity of 100% for the detection of a cephalosporinase activity in 40 minutes (incubation+migration). These performances are perfect for use in clinical and veterinary diagnostics and also in the context of environmental assessment.
  • Example 2 Detection of bacteria resistant to a carbapenem
  • Alkyne carbapenem (S. Saijalolov, Chem. Eur. J., 2021) is a small molecule incapable of inducing an immune response essential for obtaining antibodies. It was therefore necessary to couple this antibiotic to a larger molecule immunogenic, bovine serum albumin (BSA).
  • BSA bovine serum albumin
  • step 1 consisted of producing SMC-BSA, then step 2 coupled amine-carbapenem (lannazzo L et al, 2016) with SATA (N-succinimidyl S-acetylthioacetate), and step 3 coupled SMC-BSA with SATA-carbapenem.
  • step 3 coupled SMC-BSA with SATA-carbapenem.
  • Immunogen A was used to immunize mice. To carry out the immunizations, injections by subcutaneous route of 50 ⁇ g of immunogen A/mouse were carried out every three weeks for three months (4 immunizations in total).
  • mice After 2 months of rest for the mice, new injections of immunogen A were carried out intravenously in the latter: 50 ⁇ g of product/mouse, once a day for three days. After two days of rest, mouse spleen cells were fused with NSI mouse myeloma cells, and specific anti-carbapenem antibodies in myeloma culture supernatants were detected using a enzyme immunoassay.
  • Non-hydrolyzed carbapenem-biotin was obtained by coupling amine-carbapenem and biotinamidohexanoic acid N-hydroxy-succinimide ester (NHS-LC-Biotin). The chemical reaction occurs between the NH2 group of the amine carbapenem and the N-hydroxy-succinimide group of biotin. The resulting product is called tracer A.
  • HA tracer Hydrolyzed carbapenem-biotin (HA tracer) was obtained by enzymatic reaction with beads coupled to KPC-2 (Klebsiella pneumoniae carbapenemase), which is a recombinant ⁇ -lactamase.
  • KPC-2 Klebsiella pneumoniae carbapenemase
  • 50 ⁇ l of the solution of Beads-KPC-2 at 20 mg/ml were added to 1 ml of a solution of tracer A NH at 2 mg/ml. After a reaction of 16 hours at 25°C, the Beads-KPC-2 were removed using a magnet. The supernatant containing the AH tracer was recovered and purified by reverse phase chromatography. The molecular weight of this tracer was verified by mass spectrometry.
  • a second non-hydrolyzed carbapenem-biotin was produced by another chemical process. It was produced by coupling an alkyne-carbapenem and biotin coupled to a polyethylene glycol arm (PEG) and an azide function (Biotin-dPEG®7-azide). The resulting product is called tracer B NH.
  • PEG polyethylene glycol arm
  • Biotin-dPEG®7-azide Biotin-dPEG®7-azide
  • BH tracer Hydrolyzed carbapenem-biotin (BH tracer) was obtained by enzymatic reaction with beads coupled to KPC-2 (Klebsiella pneumoniae carbapenemase), which is a recombinant ⁇ -lactamase. To do this, 50 ⁇ l of the solution of Beads-KPC-2 at 20 mg/ml were added to 1 ml of a solution of tracer A NH at 2 mg/ml. After a reaction of 16 hours at 25°C, the Beads-KPC-2 were removed using a magnet. The supernatant containing the BH tracer was recovered and purified by reverse phase chromatography. The molecular weight of this tracer was verified by mass spectrometry. Production of non-hydrolyzed and hydrolyzed carbapenems
  • the non-hydrolyzed carbapenem used for antibody selection is meropenem (Sigma-Aldrich).
  • the non-hydrolysed meropenem was purified by reverse phase chromatography on a water/acetonitrile gradient from 0 to 20% (isolated peak at 7.8% acetonitrile).
  • mice were immunized with immunogen A. To do this, injections by the subcutaneous route of 50 ⁇ g of immunogen A/mouse were carried out every three weeks for three months (4 immunizations in total). After 3 months of rest for the mice and in order to select the mice presenting the best immune response, their antibodies were analyzed with a first test. In this test, the murine antibodies collected during the immunization protocol were captured by a first murine anti-antibody antibody (Aff ⁇ niPure Goat Anti-Mouse IgG + IgM (H+L); Jackson Immunoresearch LABORATORIES) immobilized on the wall of the well of a microtiter plate, by incubating for 4 hours at room temperature with gentle agitation.
  • a first murine anti-antibody antibody Aff ⁇ niPure Goat Anti-Mouse IgG + IgM (H+L); Jackson Immunoresearch LABORATORIES
  • Ellman's medium comprises a mixture of 7.5 10-4 M acetylthiocholine iodide (enzyme substrate) and 2.5 10-4 M 5,5'-dithiobis (2-nitrobenzoic acid) (DTNB) (reagent for the colorimetric measurement of thiol) in a 0.1 M phosphate buffer, pH 7.4.
  • Enzyme activity was expressed in Ellman units (EU).
  • EU Ellman units
  • One EU is defined as the amount of enzyme producing an increase in absorbance of one unit for 1 min in 1 ml of medium, for an optical path length of 1 cm: it corresponds to approximately 8 ng of enzyme.
  • mice having the best immune response received new intravenous injections of immunogen A: 50 ⁇ g of product/mouse, once a day for three days. After two days of rest, they were sacrificed and their splenocytes (spleen cells) were hybridized with NSI murine myeloma cells in order to obtain hybridomas.
  • Test 1 In this test, the antibodies present in the culture supernatants are captured by a first anti-murine antibody antibody immobilized on the wall of the wells of a microtiter plate. Incubation is carried out for 4 hours at room temperature with stirring. After washing, tracer A NH-biotin is added to each well. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of the A NH tracer and therefore of non-hydrolyzed anti-carbapenem antibodies.
  • Test 2 In this test, the antibodies present in the culture supernatants are captured by a first anti-murine antibody antibody immobilized on the wall of wells of a microtiter plate. Incubation is carried out for 4 hours at room temperature with stirring. After washing, AH tracer is added to each well. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of the AH tracer and therefore the presence of hydrolyzed anti-carbapenem antibodies.
  • Test 3 In this test, tracer A NH is placed in competition with non-hydrolyzed meropenem with respect to recognition by the specific antibodies present in the culture supernatants. To do this, the antibodies present in the culture supernatants are captured by a first anti-murine antibody antibody immobilized on the wall of the wells of a microtitration plate. Incubation is carried out for 4 hours at room temperature with stirring. After washing, tracer A NH and non-hydrolyzed meropenem are added to each well. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of the A NH tracer.
  • Test 4 In this test, tracer A NH is placed in competition with hydrolyzed meropenem at the same concentration as the non-hydrolyzed meropenem used in test 3, with respect to recognition by the specific antibodies present in the supernatants of culture. To do this, the antibodies present in the culture supernatants are captured by a first anti-murine antibody antibody immobilized on the wall of the wells of a microtitration plate. Incubation is carried out for 4 hours at room temperature with stirring. After washing, tracer A NH and hydrolyzed meropenem are added to each well. After incubation at 4° C. overnight and after washing, streptavidin-G4 is added to reveal the presence of the A NH tracer.

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Abstract

Il est crucial de disposer d'outils performants, simples, rapides, et transportables, pour identifier de manière fiable les bactéries multi-résistantes aux antibiotiques, et plus particulièrement les entérobactéries productrices de β-lactamase à spectre élargi (BLSE) qui sont les plus largement répandues chez les Entérobactéries. La présente invention répond à ce besoin, par sa simplicité d'utilisation et sa rapidité. Elle repose sur la détection de l'activité enzymatique d'hydrolyse de β-lactamines, en utilisant un anticorps capable de discriminer entre la forme intacte du cycle β-lactamase d'une β-lactamine et de son produit d'hydrolyse. Cet anticorps peut être utilisé dans des kits et des procédés permettant de détecter très rapidement (en moins d'une heure), sans utiliser un matériel couteux (une bandelette lisible à l'œil nu), la présence de bactéries produisant des enzymes de type pénicillinases, AmpC plasmidiques ou hyper-produites, de BLSE ou de carbapénèmases à partir de colonies ou dans un échantillon.

Description

DETECTION D'UNE ACTIVITE ENZYMATIQUE DES BÉTA-LACTAMASES Résumé de l'invention Il est crucial de disposer d'outils performants, simples, rapides, et transportables, pour identifier de manière fiable les bactéries multi-résistantes aux antibiotiques, et plus particulièrement les entérobactéries productrices de β-lactamase à spectre élargi (BLSE) qui sont les plus largement répandues chez les Entérobactéries. La présente invention répond à ce besoin, par sa simplicité d'utilisation et sa rapidité. Elle repose sur la détection de l'activité enzymatique d'hydrolyse de β-lactamines, en utilisant un anticorps capable de discriminer entre la forme intacte du cycle β-lactame d'une β-lactamine et de son produit d'hydrolyse. Cet anticorps peut être utilisé dans des kits et des procédés permettant de détecter très rapidement (en moins d'une heure), sans utiliser un matériel couteux (une bandelette lisible à l'œil nu), la présence de bactéries produisant des enzymes de type pénicillinases, AmpC plasmidiques ou hyper-produites, de BLSE ou de carbapénèmases à partir de colonies ou dans un échantillon. Description de l'art antérieur Suite à la découverte de la pénicilline en 1928, son utilisation n'a fait que de croître, permettant de réduire considérablement la mortalité liée par les maladies infectieuses. Mais dès 1940, la première résistance à la pénicilline a été recensée, remettant en cause son efficacité contre certains germes (Maugat, Berger-Carbonne, et Agence nationale de sécurité sanitaire de l'alimentation, de l'environnement et du travail (ANSES), « Consommation d'antibiotiques et résistance aux antibiotiques en France : une infection évitée, c'est un antibiotique préservé! », 2018). Ce phénomène survient généralement quelques années après l'introduction d'un nouvel antibiotique, du fait de son utilisation massive et répétée en santé humaine et animale, qui génère au fil du temps une augmentation des résistances (Iredell, Brown, et Tagg, « Antibiotic Resistance in Enterobacteriaceae », 2016). En effet, les antibiotiques agissent non seulement sur la bactérie responsable de l'infection à traiter, mais également, sur toutes bactéries constituant les différents microbiotes humain, animal et environnemental. Toutes les bactéries sont ainsi susceptibles de développer des résistances soit par mutations chomosomiques, soit pas acquisition de nouveaux mécanismes de résistance aux antibiotiques en complément de ceux que certaines d'entre-elles possèdent naturellement (Maugat, Berger-Carbonne, et Agence nationale de sécurité sanitaire de l'alimentation, de l'environnement et du travail (ANSES), « Consommation d'antibiotiques et résistance aux antibiotiques en France : une infection évitée, c'est un antibiotique préservé! », 2018). L'apparition et l'émergence de telles résistances ne sont pas surprenantes, car la plupart des antibiotiques sont dérivés directement ou indirectement de produits naturels microbiens (Iredell, Brown, et Tagg, « Antibiotic Resistance in Enterobacteriaceae », 2016). Au début des années 1980, le développement des céphalosporines de 3ème génération (C3G) a permis de lutter efficacement contre les entérobactéries. Toutefois, dès 1983, un premier cas de résistance a été observée en Europe avec l'apparition de bactéries β- lactamases à spectre élargi (ci-après « bactéries BLSE »), autres que les pénicillinases et les céphalosporinases à spectre étroit déjà connues. Les β-lactamases provoquent l'ouverture de la liaison amide du cycle β-lactame, rendant l'agent antibiotique inefficace et la bactérie résistante à son effet délétère. Les bactéries produisant une BLSE sont capables d'hydrolyser les cycles β-lactames présents chez les β-lactamines tels que les pénicillines, ainsi que les différentes classes de céphalosporines (C1G, C2G, C3G, C4G, C5G). Elles sont principalement exprimées par les bactéries à Gram négatif et plus particulièrement chez les entérobactéries, qui sont les principales sources d'antibiorésistances (Bonomo, « β-Lactamases », 2017). Dans les années 1990, de nouvelles BLSE de type CTX-M ont émergé et sont devenues rapidement les β- lactamases les plus répandues dans les isolats cliniques d'entérobactéries. De nos jours, elles sont principalement présentes chez Escherichia coli et Klebsiella pneumoniae (Cattoir, « Les nouvelles β-lactamases à spectre étendu (BLSE) », 2008). Ces bactéries productrices de BLSE constituent un réel problème de Santé Publique. En effet, ces dernières sont de plus en plus fréquemment isolées et nécessitent des traitements, pour les infections graves, à base d'antibiotiques de derniers recours (carbapénèmes), ce qui conduit à l'apparition de résistances aux carbapénèmes avec les carbapénémases (Perez et al., « The Continuing Challenge of ESBLs »). Cette évolution de l'antibiorésistance, a conduit à un nombre croissant d'impasses thérapeutiques, rendant ainsi les maladies infectieuses, si rien n'est fait, comme une des premières causes de mortalité à partir de 2050. Le traitement actuel des infections graves à Entérobactéries productrices de BLSE repose sur les carbapénèmes ou sur certains nouveaux inhibiteurs de β-lactamases (avibactam, relebactam, vaborbactam), car les BLSEs sont dans l'incapacité d'hydrolyser ces molécules. Cependant, ces antibiotiques sont utilisés en derniers recours, afin de limiter l'apparition de souches résistantes à ces derniers. En première intention, un traitement antibiotique à base de céphalosporines est souvent prescrit, mais il s'avère inefficace si les bactéries infectantes produisent une BLSE. Ainsi, il est nécessaire d'adapter l'antibiothérapie à chaque type de bactérie infectieuse, selon son antibiogramme, et cela le plus tôt possible afin d'avoir un traitement optimal et un taux de succès thérapeutique élevé (Maugat, Berger-Carbonne, et Agence nationale de sécurité sanitaire de l'alimentation, de l'environnement et du travail (ANSES), « Consommation d'antibiotiques et résistance aux antibiotiques en France : une infection évitée, c'est un antibiotique préservé! »). A cet effet, il est crucial de disposer d'outils performants, simples, rapides, et transportables, pour identifier de manière fiable les bactéries antibiorésistantes, et notamment les bactéries hydrolysant les C3G, et qui nécessitent un traitement à antibiotique de derniers recours. Différentes méthodes génotypiques et phénotypiques ont été développées au cours de ces dernières années pour la détection et l'identification de bactéries possédant une activité β-lactamase et donc capables de résister aux β-lactamines. Chacune de ces méthodes englobe une multitude de tests qui répondent à des besoins et à des objectifs différents. Il n'existe pas de test unique, qui soit idéal dans toutes les situations, ce qui explique la dynamique de développement de ces tests diagnostiques (Aguirre-Quiñonero et Martínez- Martínez, 2017 ). Notamment, les méthodes suivantes ont été décrites dans des documents de brevet: - WO2008/114001 Cette demande de brevet internationale décrit un kit de détection des bactéries BLSE, qui est composé d'un milieu contenant un antibiotique pour tuer les bactéries à Gram positives, un composé antifongique, un antibiotique pour tuer les bactéries à Gram négatives non BLSE, et d'un indicateur coloré. La présence des bactéries BLSE est détectée en incubant l'échantillon à tester sur ledit support pendant 18-24 heures à 36- 37°C et en détectant le changement de couleur de l'indicateur de pH, du fait de l'acidification du milieu liée à la croissance bactérienne des bactéries BLSE. Ce procédé colorimétrique est simple d'utilisation mais l'interprétation du changement de couleur est subjective. De plus, ce changement de couleur est induit par une acidification d'un milieu tamponné par la croissance bactérienne. De ce fait, un temps d'incubation relativement important (16h-24h) est nécessaire pour mettre en évidence la présence des bactéries recherchées. - WO2011/154517 La méthode décrite dans cette demande de brevet internationale requiert de mettre en contact une suspension bactérienne pendant quelques heures avec un substrat approprié (un antibiotique β-lactame ou un dérivé de β-lactame personnalisé), puis de mesurer par spectrométrie de masse (MALDI-TOF) l'apparition de pics correspondant aux produits d'hydrolyse de l'antibiotique si les bactéries contiennent des β-lactamases. En présence de β-lactamases actives, le poids moléculaire du substrat est modifié, le pic du produit d'hydrolyse apparaît tandis que le pic du substrat intact diminue. Cette méthode présente des inconvénients tels qu'un matériel coûteux, de la main d'œuvre qualifiée, une absence de logiciel d'interprétation automatique des spectres de masse (déterminer les pics et les masses exactes attendus), la non-adaptabilité sur le terrain ainsi qu'une standardisation du protocole parfois floue (temps d'incubation différents, substrats utilisés, calibration du spectromètre de masse, conditions de lyse bactérienne…). - WO2011/107703 Le procédé de détection décrit dans cette demande repose sur l'utilisation d'un substrat chromogène ou fluorogène de β-lactamases permettant de détecter la présence de bactéries BLSE. Pour la mettre en œuvre, il faut : a) concentrer les microorganismes présents dans l'échantillon biologique, éventuellement après une étape de culture des microorganismes ; b) mettre en suspension les microorganismes concentrés à l'étape a) dans une solution comprenant au moins un substrat chromogène ou fluorogène de β- lactamase susceptible de libérer un chromophore ou un fluorophore après hydrolyse par l'enzyme β-lactamase à détecter; c) détecter l'éventuelle libération du chromophore ou du fluorophore obtenue à l'étape b), la détection de la libération du chromophore ou du fluorophore étant indicative de la présence de β-lactamase et donc de bactéries BLSE. L'hydrolyse du substrat provoque l'apparition d'un signal coloré ou fluorescent dans le milieu. Toutefois, le temps d'incubation peut être relativement long pour les enzymes ayant une faible activité enzymatique. Par ailleurs, certaines colorations peu prononcées peuvent être difficilement interprétables et un appareil de lecture est nécessaire pour les substrats fluorogènes. De plus, ces substrats peuvent être sensibles à la lumière, ce qui pose problème si le test doit être adapté sur le terrain. - WO 2013/72494 La méthode décrite dans cette demande viser à la détection de bactéries produisant des ß- lactamases à spectre élargi (ß-lactamase hydrolysant la céphalosporine à spectre élargi). Cette méthode comprend les étapes suivantes : a) effectuer une lyse cellulaire de l'échantillon; b) faire réagir une fraction de la suspension obtenue à l'étape a) avec un kit de réactifs comprenant : i) un substrat de ß-lactamase à spectre élargi choisi dans le groupe constitué par les céphalosporines, l'aztréonam et les céphamycines, et ii) un indicateur de pH qui changera de couleur lorsque le pH de la solution sera compris entre 6,4 et 8,4. Ce changement de pH est induit par l'hydrolyse de la céphalosporine, présente dans le milieu, qui fait apparaitre une fonction acide carboxylique. Le changement de couleur de l'étape b) indique la présence des bactéries productrices de ß-lactamase à spectre élargi dans l'échantillon. Ce procédé colorimétrique est simple d'utilisation mais, comme pour WO2008/114001, l'interprétation du changement de couleur est subjective. De plus, ce changement de couleur est induit par une acidification d'un milieu tamponné par la croissance bactérienne. De ce fait, un temps d'incubation relativement important (16h-24h) est nécessaire pour mettre en évidence la présence des bactéries recherchées. - WO2016/156605 Cette méthode électrochimique permet de déterminer la présence de bactéries BLSE grâce à leurs propriétés électrochimiques, visibles à l'aide d'un appareillage. Cette technique présente un coût d'utilisation élevée (matériel coûteux et personnel qualifié). - US2018/156796 Cette demande de brevet américaine décrit des méthodes pour détecter la présence de bactéries résistantes aux antibiotiques à cycle β-lactame dans un échantillon, en mettant en contact l'échantillon avec des anticorps qui reconnaissent spécifiquement les molécules contenant un cycle β-lactame hydrolysé. La forme hydrolysée de l'antibiotique est quant à elle immobilisée sur un support, par exemple sur une bandelette. Dans ces méthodes, l'anticorps marqué spécifique de l'antibiotique hydrolysé est mis au contact des bactéries de l'échantillon, puis le mélange est déposé sur la bandelette sur laquelle l'antibiotique hydrolysé est immobilisé. Si l'échantillon contient des bactéries résistantes aux antibiotiques (résultat « positif »), alors l'anticorps marqué est saturé par l'antibiotique hydrolysé présent dans l'échantillon en grande quantité, et ne se fixera donc pas sur l'antibiotique immobilisé de la bandelette : il n'y a alors aucun signal sur la zone de test de la bandelette. Dans le cas contraire, i.e., si l'échantillon contient des bactéries non-BLSE (résultat « négatif »), alors l'anticorps introduit dans l'échantillon reste libre de se fixer aux antibiotiques hydrolysés immobilisés sur la bandelette, et le signal devient fort sur la zone de test. En détectant l'apparition du produit de la réaction de l'enzyme que l'on cherche à détecter (i.e., la forme hydrolysée de l'antibiotique), la présence de l'enzyme active dans l'échantillon se traduit donc par une diminution du signal. Lors du choix d'une stratégie de détection, plusieurs facteurs sont à prendre en compte tels que : le coût, le délai d'obtention des résultats, les performances du test et les informations recueillies par le test. L'identification de l'antibiorésistance doit être la plus rapide et la plus précise possible, afin d'adapter au mieux et au plus tôt la thérapie des patients infectés, et de limiter au maximum la dissémination des souches résistantes, en identifiant les patients infectés ou colonisés. Ces tests sont donc très importants pour les professionnels de santé et pour les acteurs de la prévention des infections bactériennes, tant au niveau local, régional que national (Lecour, « Détection des carbapenemases chez les entérobactéries »; Lutgring et Limbago, « The Problem of Carbapenemase-Producing- Carbapenem-Resistant-Enterobacteriaceae Detection », 2016). La présente invention répond à ce besoin, par sa simplicité d'utilisation et sa rapidité. Elle repose sur la détection de l'activité enzymatique d'hydrolyse de β-lactamine en utilisant un anticorps reconnaissant spécifiquement la forme intacte du cycle β-lactame d'un antibiotique. Cet anticorps est ensuite utilisé dans des kits et des tests immunochromatographiques permettant d'obtenir un résultat très rapidement (en moins d'une heure), sans utiliser un matériel couteux (une bandelette lisible à l'œil nu). L'utilisation d'un tel anticorps permet de lier la présence d'enzymes actives / de bactéries BLSE dans un échantillon (résultat « positif ») à l'apparition d'un signal, et non l'inverse comme le proposent de nombreux documents de l'art antérieur. En effet, grâce à l'anticorps de l'invention (reconnaissant l'antibiotique au cycle β-lactame intact), il est possible de mesurer la disparition du substrat (antibiotique intact qui est introduit dans l'échantillon) de manière fiable, spécifique et reproductible, en mesurant l'apparition d'un signal (plus facile à observer que la diminution d'un signal). De ce fait, le test de l'invention est extrêmement fiable : une sensibilité de 100% et une spécificité de 100% ont été obtenus pour la détection d'une activité céphalosporinase (activité enzymatique d'hydrolyse du céfotaxime) chez de nombreuses bactéries testées, en 40 minutes (cf. exemples ci-dessous). Les kits et procédés de détection objets de la présente invention permettent de : - Faciliter la détection des bactéries capable d'hydrolyser des β-lactamines (un signal coloré est synonyme de positivité) - éventuellement, identifier quel type d'enzymes est exprimé par les bactéries détectées, - Réduire le temps de détection des bactéries capable d'hydrolyser les β-lactamines (il n'est plus besoin que de 40 minutes pour l'obtention d'un résultat), - Détecter l'ensemble des bactéries produisant des β-lactamases qu'elles soient connues ou inconnues (ils permettent de conclure même en cas d'apparition de nouvelles mutations) - Utiliser l'immunochromatographie, qui présente de nombreux avantages en termes de rapidité, cout, simplicité, et de sensibilité. Description de l'invention La présente invention concerne des nouveaux moyens pour détecter l'hydrolyse de β- lactamine, et donc pour révéler la présence de bactéries produisant une β-lactamase dans un échantillon. Ces nouveaux moyens sont basés sur l'utilisation d'un anticorps spécifiquement mis au point par les inventeurs, pour reconnaitre un antibiotique à cycle β-lactame intact (et non son produit d'hydrolyse). Cet anticorps peut être avantageusement utilisé dans les kits de détection et les procédés de détection décrits ci- dessous. De manière très avantageuse, ces kits contiennent une bandelette (laquelle est également un aspect de l'invention en elle-même), sur laquelle l'anticorps de l'invention a été déposé et séché. Dans le cadre de la présente invention, des anticorps monoclonaux ont été produits et sélectionnés pour reconnaitre spécifiquement la forme intacte d'antibiotiques de type ß- lactamine (i.e., comprenant un noyau β-lactame) (cf. exemples 1 et 2). Pour atteindre cet objectif, des immunogènes (contenant un cycle β lactame intact) et des tests de sélection ont été conçus et mis en œuvre. Les exemples 1 et 2 de la demande, présentés ci-dessous, décrivent comment ces immunogènes ont été conçus, puis produits, et comment des anticorps très discriminants ont ensuite pu être sélectionnés. Les antibiotiques qui ont été utilisés dans ces exemples sont le céfotaxime, une céphalosporine de troisième génération (exemple 1), et le méropénème, un antibiotique de nouvelle génération qui est hydrolysé par certaines enzymes BLSE appelées « carbapénémases » (exemple 2). Comme expliqué en détail dans les exemples ci-dessous, ces anticorps monoclonaux ont été obtenus en procédant aux étapes suivantes : A) Couplage d'un antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, avec une grosse molécule immunogénique (type BSA ou hémocyanine), loin du noyau β-lactame. Ce couplage a été réalisé en procédant à une activation au chlorure acétyle de l'antibiotique, puis au greffage de fonctions thiols sur la grosse molécule, puis en mettant en contact les deux molécules activées (cette étape de couplage peut également être réalisée par différents moyens chimiques classiques connus de l'homme du métier). B) Immunisation de souris en injectant aux animaux une quantité suffisante (par exemple 50μg) de l'antibiotique intact couplé à la grosse molécule immunogénique. C) Prélèvement des anticorps produits par les animaux immunisés, et identification des anticorps reconnaissant le cycle β-lactame intact (voir le test présenté sur la figure 1). D) Production d'hybridomes produisant les anticorps sélectionnés (à partir des splénocytes des souris immunisées qui ont été fusionnées avec des cellules de myélome murin). E) Isolement de chaque hybridome produit dans un puits et confirmation que les anticorps monoclonaux produits reconnaissent l'antibiotique dont le cycle β-lactame est intact (cf. test de la figure 1 et test 1 de la figure 9). F) Identification et sélection des hybridomes produisant des anticorps qui ne reconnaissent pas du tout l'antibiotique dont le cycle β-lactame est hydrolysé (anticorps négatifs dans le test 2 de la figure 2 et figure 9). G) Détermination de la spécificité de chaque anticorps sélectionné envers l'antibiotique à cycle β-lactame intact (tests 3 et 4 de la figure 2 et figure 9) avec différentes concentrations de l'antibiotique intact et hydrolysé). En utilisant ce protocole, les inventeurs ont produit de nombreux hybridomes produisant des anticorps discriminants différents, ayant une affinité très forte pour la forme intacte du cycle β-lactame (signal plus faible en présence de l'inhibiteur dans le test 3 de la figure 2 et figure 9, pas de baisse de signal en présence de l'inhibiteur dans le test 4 de la figure 2 et figure 9). Ces anticorps sont très spécifiques de la forme intacte de l'antibiotique (pas de réactions croisées observées avec la forme hydrolysée, cf. figure 3). D'autres anticorps discriminants selon l'invention peuvent être générés en reproduisant ces étapes, à partir d'un autre antibiotique. Anticorps de l’invention Dans un premier aspect, la présente invention concerne donc un anticorps monoclonal reconnaissant spécifiquement une molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, cet anticorps ne reconnaissant pas la même molécule antibiotique hydrolysée, i.e., lorsque son cycle β-lactame a été hydrolysé, par exemple par une β-lactamase. Ainsi, l'anticorps de l'invention est capable de se fixer uniquement sur des antibiotiques dont le cycle β-lactame est intact. Il permet donc de discriminer les deux formes de l'antibiotique, puisqu'il sera complexé lorsqu'il est mis en contact avec la forme intacte de l'antibiotique, mais restera libre en présence de la forme hydrolysée de celui-ci. Il suffit ensuite de détecter l'existence de ces complexes, pour savoir si l'antibiotique était sous forme intacte ou hydrolysée. C'est pourquoi, l'anticorps monoclonal de l'invention sera ci-après appelé « anticorps discriminant » selon l'invention. Au sens de la présente invention, le terme « intact » est synonyme de « non hydrolysé ». Ainsi, un cycle β-lactame « intact » est un cycle β-lactame qui est fermé, car il n'a pas subi d'hydrolyse par une β-lactamase. Par extension, on appellera un antibiotique « intact », ou « non-hydrolysé », un antibiotique dont le cycle β-lactame est fermé et donc fonctionnel (ce cycle procure en effet l'effet antimicrobien de l'antibiotique). A l'inverse, on désignera par le terme « hydrolysé » un antibiotique dont le cycle β-lactame est ouvert, car il a été hydrolysé par une β-lactamase, naturellement (dans un échantillon naturel) ou artificiellement (par exemple par une enzyme de synthèse). Un antibiotique « hydrolysé » est généralement non fonctionnel, i.e., il n'a plus ou que peu d'effet antimicrobien. Tel qu'utilisé ici, le terme «anticorps monoclonal» se réfère à un anticorps issu d'une population d'anticorps homogène. Plus particulièrement, les anticorps individuels d'une population d'anticorps monoclonaux sont identiques. En d'autres termes, un anticorps monoclonal est constitué d'une population d'anticorps homogène issue de la croissance d'un clone monocellulaire (par exemple un hybridome, une cellule hôte eucaryote transfectée avec une molécule d'ADN codant pour l'anticorps homogène, une cellule hôte procaryote transfectée avec une molécule d'ADN codant pour l'anticorps, etc.). Elle est généralement caractérisée par des chaînes lourdes, et des chaînes légères. Les anticorps monoclonaux sont hautement spécifiques et sont dirigés contre un seul antigène. Un "antigène" est une molécule prédéterminée à laquelle un anticorps peut se lier sélectivement au niveau d'une région que l'on appelle épitope. Dans le cadre de l'invention, l'épitope cible inclut le cycle β-lactame d'un antibiotique. Par « reconnaissant spécifiquement », on entend ici que l'anticorps monoclonal de l'invention présente une affinité très forte envers l'antibiotique intact cible et une affinité très faible envers l'antibiotique qui a été hydrolysé, par exemple par une β-lactamase. De préférence, sa constante de dissociation Kd pour l'antibiotique cible est comprise entre environ 10 nM et environ 1 pM. De manière plus préférée, ledit Kd est compris entre environ 10 pM et environ 40 pM. L'expression « Kd » se réfère à la constante de dissociation d'un complexe anticorps-antigène donné. Kd = koff / kon avec koff consistant en la constante « off rate » pour la dissociation de l'anticorps du complexe anticorps- antigène et kon étant le niveau auquel l'anticorps s'associe à l'antigène (Chen Y. et al., 1999, J.Mol.Biol., 293:865-881). Il est également possible de mesurer l'affinité de l'anticorps de l'invention envers sa cible en mesurant sa constante d'affinité, Ka, qui correspond à l'inverse de Kd. De préférence, la constante d'affinité Ka de l'anticorps de l'invention pour l'antibiotique cible (ayant un cycle β-lactame intact) est supérieure à environ 109 M-1, plus préférentiellement supérieure à 1011 M-1 et de manière encore plus préférée, supérieure à 1012 M-1. Les anticorps ayant une faible affinité pour une cible se lient généralement lentement à cette cible et ont tendance à s'en dissocier facilement, tandis que les anticorps de haute affinité pour une cible lient généralement la cible rapidement, et ont tendance à rester liés avec elle plus longtemps. Une variété de méthodes de mesure de l'affinité de liaison sont connues dans l'art (par exemple par une dialyse à l'équilibre, ou par fluoresence, ou encore avec des analyses Biacore), dont l'une quelconque peut être utilisée aux fins de la présente invention. Il est également possible d'utiliser, par exemple, les tests présentés sur les figures 2 et 9. La présente invention vise également les fragments d'anticorps monoclonaux qui sont fonctionnels (i.e., qui reconnaissent spécifiquement une molécule antibiotique dont le cycle β-lactame est intact, mais pas lorsqu'il est hydrolysé). Ce fragment peut être, par exemple, choisi parmi les fragments Fv, Fab, (Fab')2, Fab', scFv, scFv-Fc et les diabodies. L'anticorps monoclonal de l'invention peut être produit et isolé par des moyens classiques en utilisant toute technique connue permettant la production de molécules d'anticorps par des lignées cellulaires en culture. Les techniques de production d'anticorps monoclonaux comprennent, sans s'y limiter, la technique des hybridomes, la technique d'hybridome par cellules B humaines et la technique EBV-hybridome. Les exemples de la demande décrivent comment obtenir des anticorps selon l'invention reconnaissant spécifiquement, comme antibiotique cible, le céfotaxime ou le méropénème. D'autres antibiotiques cibles peuvent être utilisés. Au sens de l'invention, le terme « antibiotique cible » désigne tout antibiotique connu pour contenir, dans sa formule chimique, un cycle β-lactame. Autrement appelé «antibiotique β-lactamine » ou « antibiotique β-lactame », il peut être choisi parmi les pénicillines, les céphalosporines, les monobactames, et les carbapénèmes, qui contiennent tous un noyau β-lactame dans leur structure moléculaire. L'antibiotique cible peut notamment être une pénicilline choisie parmi la benzylpénicilline (pénicilline G), la phénoxyméthylpénicilline (pénicilline V), la méticilline, la dicloxacilline, la fucloxacilline, l'amoxyicilline, l'ampicilline, la pipéracilline, la ticarcilline, l'azlocilline, et la carbénicilline. L'antibiotique cible peut notamment être une céphalosporine choisie parmi la céphalexine, la céphalotine, la céphazoline, le céfaclor, la céfuroxime, la céfamandole, le céfotétan, la céfoxitine, la ceftriaxone, la céfixine, le céfotaxime, la ceftazidime, le céfépime, la cefpirome, la ceftaroline, et le ceftobiprole. L'antibiotique cible peut notamment être une carbapénème choisi parmi la thiénamycine, l'imipénème, le méropénème, l'ertapénème, biapénème, tébipénème et le doripénème. Ces antibiotiques de nouvelle génération ne sont pas hydrolysés par toutes les BLSE, mais uniquement par certaines enzymes BLSE appelées « carbapénémases ». Il peut être avantageux d'immuniser des animaux avec ce type de molécule, afin de générer des anticorps discriminant leur forme intacte de leur forme hydrolysée, et pouvoir détecter la présence d'enzymes carbapénémases dans un échantillon. L'antibiotique cible peut notamment être un monobactame tel que l'aztréonam. L'antibiotique cible peut notamment être une céphamycine choisie parmi le cefmétazole, et le latamoxef. Dans un mode de réalisation préféré, l'anticorps discriminant de l'invention est caractérisé en ce qu'il reconnait spécifiquement une molécule antibiotique choisie parmi les pénicillines, les céphalosporines, les monobactames, les carbapénèmes, et les céphamycines, dont le cycle β-lactame est intact. Dans un mode de réalisation plus préféré, l'anticorps de l'invention est caractérisé en ce qu'il reconnait spécifiquement une molécule antibiotique choisie dans le groupe constitué par : la benzylpénicilline (pénicilline G), la phénoxyméthylpénicilline (pénicilline V), la méticilline, la dicloxacilline, la fucloxacilline, l'amoxyicilline, l'ampicilline, la pipéracilline, la ticarcilline, l'azlocilline, la carbénicilline, la céphalexine, la céphalotine, la céphazoline, le céfaclor, la céfuroxime, la céfamandole, le céfotétan, la céfoxitine, la ceftriaxone, la céfixine, le céfotaxime, la ceftazidime, la céfépime, la cefpirome, la ceftaroline, le ceftobirpole, la thiénamycine, l'imipénème, le méropénème, l'ertapénème, le biapenem, le tebipenem, le doripénème, l'aztréonam, le cefmétazole, et le latamoxef, dont le cycle β-lactame est intact. Dans un autre mode de réalisation plus préféré, l'anticorps de l'invention est caractérisé en ce qu'il reconnait spécifiquement une molécule antibiotique choisie dans le groupe constitué par la thiénamycine, l'imipénème, le méropénème, l'ertapénème, et le doripénème. A l'inverse, ledit anticorps ne reconnait pas (ou à une faible affinité pour) ces molécules antibiotiques lorsque le cycle β-lactame a été hydrolysé, par exemple par l'effet d'une enzyme β-lactamase. Le terme « β-lactamase » désigne, dans le cadre de l'invention, les enzymes suivantes : les pénicillinases (ex : TEM-1, SHV-1...), les céphalosporinases (ex : AmpC), les β- lactamases à spectre élargi (ex : dérivés de TEM, SHV, CTX-M…), ainsi que les carbapénémases. Par « enzyme β-lactamase à spectre élargi » ou « BLSE », on entend ici une enzyme ayant un spectre de penicillinase ayant élargi son spectre vis à vis des céphalosporines de 3eme génération, et restant inhibée par l'acide clavulanique. Les « β-lactamases à spectre élargi » (ou « BLSE ») sont une grande famille très hétérogène d'enzymes bactériennes découverte dans les années 80 en France, puis en Allemagne. Elles sont induites soit par des plasmides (fréquent), soit par la mutation du génome naturel chez Klebsiella spp, codant pour une β-lactamase SHV. Les deux mécanismes confèrent aux bactéries touchées la capacité d'hydrolyser une grande variété de pénicillines et de céphalosporines. La majorité des BLSE sont le résultat de mutations génétiques de β-lactamases naturelles, en particulier de TEM-1, TEM-2 et SHV-1. Elles sont très actives contre les pénicillines et moyennement actives contre les céphalosporines de première génération. Les mutations génétiques à l'origine des BLSE élargissent le spectre de ces enzymes et touchent également les céphalosporines de troisième génération (ceftazidime et céfotaxime) et les monobactames (aztréonam). Les exemples ci-dessous expliquent comment identifier l'existence d'anticorps selon l'invention, en utilisant une molécule antibiotique (ici le céfotaxime ou le méropénème) intacte ou hydrolysée au moyen d'une enzyme hydrolysant l'antibiotique concerné (ici l'enzyme CTXM-2 ou la carbapénémase de Klebsiella pneumoniae). L'affinité de l'anticorps de l'invention envers la forme hydrolysée des antibiotiques est très faible. Elle est par exemple telle que soit sa constante de dissociation Kd est très supérieure à celle pour l'antibiotique intact (par exemple 100 fois supérieure à) ou soit que sa constante d'affinité Ka est très inférieure à celle pour l'antibiotique intact (par exemple 100 fois inférieure). Les exemples de la demande démontrent comment obtenir des anticorps reconnaissant spécifiquement l'antibiotique cible céfotaxime ou méropénème intact. Ces anticorps ne reconnaissent pas le céfotaxime / méropénème lorsque celui-ci a été hydrolysé avec une enzyme β-lactamase. Les tests présentés à la figure 2 et à la figure 9 permettent de sélectionner les anticorps appropriés qui peuvent servir pour détecter les bactéries BLSE dans le cadre des méthodes de l'invention. Dans certains modes de réalisation présentés ci-dessous, il peut être avantageux de disposer de l'anticorps de l'invention sous forme détectable. C'est pourquoi l'anticorps de l'invention est de préférence marqué de manière détectable, par exemple en ce qu'il est couplé à un fluorochrome, un ion radioactif, un agent de contraste, un ion métallique, à un chromophore, une enzyme ou tout autre marqueur visible à l'œil nu ou détectable par imagerie. Utilisation de l’anticorps de l’invention pour détecter une β-lactamase hydrolysant une C3G L'invention porte également sur l'utilisation d'un anticorps discriminant selon l'invention (tel que décrit ci-dessus) dans des tests pour détecter rapidement et de manière très fiable, dans un échantillon quelconque, l'activité enzymatique d'une enzyme β-lactamase et donc la présence de bactéries ayant une activité β-lactamase (autrement appelées « bactéries résistantes aux antibiotiques β-lactame »). Plus précisément, l'anticorps de l'invention peut être utilisé pour détecter de manière rapide et fiable la présence de bactéries ayant une activité β-lactamase à spectre élargi (BLSE) dans un échantillon. L'utilisation d'un anticorps pour détecter la présence de telles bactéries n'a jamais été proposée dans l'art. Dans un second aspect, la présente invention couvre donc l'utilisation de l'anticorps discriminant de l'invention, tel que décrit ci-dessus, pour détecter la présence d'une enzyme β-lactamase fonctionnelle, de préférence à spectre élargi, dans un échantillon. Dans le contexte de l'invention, le terme « échantillon » signifie toute fraction biologique, ou environnementale, solide ou liquide, susceptible de contenir une enzyme β-lactamase telle que décrite ci-dessus, ou des bactéries exprimant une telle enzyme, ladite enzyme étant susceptible d'être fonctionnelle. Il peut s'agir, par exemple, d'un échantillon environnemental, ou encore d'un fluide biologique humain, animal ou végétal. De préférence, l'échantillon utilisé dans les procédés de l'invention contient des bactéries. Tel qu'utilisé ici, le terme «fluide biologique» se réfère à tout échantillon qui a été obtenu à partir d'un individu humain, animal, ou végétal et qui est fluide ou visqueux. Il peut s'agir par exemple d'un liquide biologique produit par un humain ou un animal, tel que l'urine, le liquide céphalo-rachidien, le liquide pleural, le liquide synovial, le liquide péritonéal, le liquide amniotique, le liquide gastrique, le sang, le sérum, le plasma, le liquide lymphatique, le liquide interstitiel, la salive, les sécrétions physiologiques, les larmes, le mucus, la sueur, le lait, le sperme, le liquide séminal, les sécrétions vaginales, un liquide des ulcères et autres éruptions de surface, cloques, fèces ou abcès. Il peut s'agir alternativement d'un fluide généré par (ou qui a été au contact d') un végétal tel que la sève, l'eau de ruissellement, la rosée. Dans un mode de réalisation préféré, ledit échantillon, quel qu'il soit, contient des bactéries. L'anticorps de l'invention peut être utilisé dans tout test immunologique permettant de détecter de manière univoque la diminution de la quantité d'antibiotique intact lorsqu'il est mis au contact de l'échantillon. Cette diminution étant due à l'action des enzymes β- lactamases présentes dans l'échantillon, l'anticorps de l'invention pourra ainsi révéler leur présence. L'anticorps de l'invention est de préférence utilisé dans un test biologique par compétition, i.e., dans un test dans lequel la présence d'une β-lactamase sera mise en évidence par l'apparition (et non la diminution) d'un signal détectable. Dans un tel test par compétition, l'anticorps de l'invention sera soit marqué, soit immobilisé, et sera mis en contact avec l'antibiotique à cycle intact qu'il reconnait spécifiquement, qui sera lui- même soit marqué, soit immobilisé. Dans un mode de réalisation préféré, ledit test implique un anticorps de l'invention marqué (mais mobile), et un antibiotique intact immobilisé. Dans un autre mode de réalisation préféré, ledit test implique l'anticorps de l'invention immobilisé, et l'antibiotique intact non-marqué et marqué (mais mobile). Dans un autre mode de réalisation préféré, ledit test est entièrement réalisé en phase liquide, et implique d'utiliser des anticorps de l'invention et des antibiotiques associés qui auront été marqués au moyen de marqueurs différents détectables. Si des fluorophores différents sont utilisés, il sera possible de mesurer la co-localisation des anticorps / antibiotiques par la technique du FRET. Il est par exemple possible de détecter la présence d'activité β-lactamase en comparant le signal obtenu dans les conditions suivantes : - Lorsque l'échantillon est incubé en présence de l'antibiotique intact avant d'être mis en contact des anticorps de l'invention immobilisés dans des puits ou sur un support, en présence d'un antibiotique intact marqué (à la biotine ou à un autre marqueur). - Lorsque l'anticorps de l'invention est mis en contact avec l'antibiotique intact sans avoir été mis en contact avec l'échantillon ou en ayant été mis en contact avec un échantillon ne contenant pas d'enzyme hydrolysant l'antibiotique, avant d'être mis en contact avec l'antibiotique intact marqué (le signal est alors minimal). - Alternativement, l'anticorps de l'invention est mis en contact avec l'antibiotique intact après son incubation avec une β-lactamase purifiée, avant d'être mis en contact avec l'antibiotique intact marqué (le signal est alors maximal). Bien entendu, pour réaliser de telles expériences, il est nécessaire que l'antibiotique utilisé (sous forme intacte) soit reconnu spécifiquement par les anticorps de l'invention. Il peut être utile, dans certains modes de réalisation préférés, d'utiliser également des anticorps qui permettent de détecter certaines enzymes CTX-M ou carbapénémases, de sorte à caractériser quel type d'enzyme est responsable de l'activité BLSE détectée grâce aux anticorps et aux méthodes décrits dans la présente invention. Cette détection de l'activité et identification de l'enzyme impliquée pourront être réalisées simultanément lors d'un même test. Procédés et kits de l’invention Dans un aspect particulier, l'invention vise des procédés permettant de détecter des bactéries produisant des enzymes β-lactamases fonctionnelles, utilisant des anticorps selon l'invention et les antibiotiques qu'ils reconnaissent spécifiquement. Lorsqu'on l'on dispose d'un antibiotique possédant un cycle β-lactame, tel que décrit ci- dessus, sous forme intacte, et éventuellement marqué, et d'un anticorps, éventuellement marqué, permettant de le détecter spécifiquement (car produit comme décrit ci-dessus en utilisant ledit antibiotique comme agent immunogène), ledit procédé peut avantageusement comprendre les étapes suivantes, dans cet ordre : a) Mettre en contact l'échantillon à tester avec ledit antibiotique intact, b) Ajouter ledit anticorps à l'échantillon, c) Détecter si lesdits anticorps sont complexés à l'antibiotique intact. On peut alors ensuite comparer le signal obtenu avec celui qui est généré lorsque l'anticorps et l'antibiotique intact n'ont pas été mis en contact avec l'échantillon (ou lorsqu'ils ont été mis en contact avec un échantillon ne contenant pas d'enzyme hydrolysant l'antibiotique), ou lorsque l'antibiotique intact a été hydrolysé par une β- lactamase avant d'être mis en contact avec l'anticorps. Il est plus précisément possible de détecter la présence d'activité β-lactamase en comparant le signal obtenu en utilisant un anticorps immobilisé, un antibiotique intact et un antibiotique marqué, dans les conditions suivantes : - Lorsque l'échantillon contenant l'enzyme hydrolysant l'antibiotique, est incubé en présence de l'antibiotique intact avant d'être mis en contact des anticorps de l'invention immobilisés (dans des puits ou sur un support), au préalable de l'ajout de l'antibiotique marqué (le signal est alors maximal). - Lorsque l'antibiotique intact est mis en contact avec des anticorps de l'invention sans avoir été mis en contact avec l'échantillon ou est mis en contact avec un échantillon ne contenant pas d'enzyme hydrolysant l'antibiotique, au préalable de l'ajout de l'antibiotique marqué (le signal est minimal). Ces procédés ont été conçus afin que le signal détecté à l'étape d) soit proportionnel à la quantité d'enzymes β-lactamases présente dans l'échantillon. Plus l'enzyme est concentrée dans l'échantillon testé, plus l'hydrolyse de l'antibiotique intact sera rapide, plus l'anticorps ajouté dans l'échantillon restera libre de se complexer à l'antibiotique intact qui sera mis en contact ultérieurement. En détectant ultérieurement la fixation de l'antibiotique intact sur l'anticorps de l'invention, l'intensité du signal sera d'autant plus intense que la concentration d'enzyme initialement présente dans l'échantillon est élevée. Ces procédés sont très avantageux, puisqu'il est bien plus facile et plus fiable de détecter l'apparition d'un signal que sa diminution. Dans un mode de réalisation particulier, l'invention vise un procédé permettant de détecter la présence de bactéries produisant une enzyme β-lactamase fonctionnelle, de préférence à spectre élargi, ledit procédé utilisant au moins un anticorps tel que défini dans l'invention et la molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact reconnue spécifiquement par ledit anticorps. Plus spécifiquement, ledit procédé utilise i) un antibiotique possédant un cycle β-lactame intact, tel que décrit ci-dessus, sous une forme marquée et/ou sous une forme non marquée, et ii) au moins un anticorps permettant de détecter spécifiquement cet antibiotique intact, produit comme décrit ci-dessus en utilisant ledit antibiotique ou un analogue intact comme agent immunogène, ledit anticorps étant immobilisé sur un support solide ou aisément détectable. Le procédé peut également utiliser, en plus de l'anticorps spécifique de la forme intacte, des anticorps de capture connus pour reconnaitre les enzymes hydrolytiques exprimées par bactéries. Cette étape permet, si les bactéries de l'échantillon possèdent une activité BLSE, de déterminer quelle est l'enzyme responsable de cette activité et de classer les bactéries en fonction de ce paramètre (ou de détecter une activité due à un type d'enzyme non connu). Il est notamment possible, pour compléter l'information selon laquelle l'échantillon étudié contient des bactéries BLSE, d'utiliser des anticorps anti-CTX-M ou anti-carbapénémases connus dans l'art (par exemple ceux décrits dans Bernabeu et al., 2020; Boutal et al., 2018). La présente invention vise également un kit permettant de mettre en œuvre de tels procédés. Ce kit contient a minima l'anticorps de l'invention et potentiellement l'antibiotique qui a été utilisé pour le produire. Il contient en outre, éventuellement, des moyens pour marquer l'antibiotique et/ou l'anticorps de manière à pouvoir le(s) détecter. Dans un kit particulier, l'anticorps et/ou l'antibiotique est (sont) immobilisé(s) sur un support solide (par exemple une bandelette), ou déjà marqué(s). Un procédé selon l'invention comprend par exemples les étapes suivantes, dans cet ordre : a) Mettre en contact l'échantillon à tester avec ledit antibiotique contenant un cycle β- lactame intact, non marqué, b) Mettre l'échantillon en contact avec ledit anticorps qui a été immobilisé sur un support solide (ou qui est détectable), c) Mettre l'antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, marqué, en contact avec ledit anticorps, ou avec l'échantillon de l'étape b), contenant ledit anticorps, d) Détecter si ledit anticorps est complexé à l'antibiotique intact marqué mis en contact à l'étape c). Si la β-lactamase n'est pas présente dans l'échantillon, l'antibiotique (non marqué) ajouté dans l'échantillon (étape a) restera sous forme intacte, les anticorps de l'invention se lieront à cet antibiotique intact et ne pourront pas fixer l'antibiotique intact marqué l'étape c). A contrario, si l'enzyme est présente dans l'échantillon, l'antibiotique (non marqué) sera hydrolysé dans l'étape a), et l'anticorps de l'invention restera libre de se fixer sur l'antibiotique intact marqué l'étape c). Le signal détecté à l'étape d), lorsque l'antibiotique marqué se fixe sur l'anticorps de l'invention, est ainsi proportionnel à la présence d'enzyme dans l'échantillon (le signal augmente plus il y a d'enzyme dans l'échantillon, puisque la compétition imposée est au détriment de l'antibiotique marqué, qui est ajouté après l'antibiotique non marqué). On peut avantageusement comparer le signal obtenu en présence de l'échantillon avec celui qui est généré lorsque l'anticorps et l'antibiotique intact n'ont pas été mis en contact avec l'échantillon (ou avec un échantillon ne contenant pas d'enzyme hydrolysant l'antibiotique), ou lorsque l'antibiotique intact a été hydrolysé avec une β-lactamase avant d'être mis en contact avec l'anticorps (contrôles négatif et positif). Il est également possible, au lieu d'utiliser des antibiotiques marqués et non marqués, d'utiliser des antibiotiques marqués de manière différente, et que l'on peut distinguer l'un de l'autre. Si l'anticorps est immobilisé, on pourra observer l'apparition du signal là où l'anticorps est immobilisé. Si l'anticorps est marqué de manière détectable, on pourra observer la colocalisation des deux marquages anticorps / antibiotique, par exemple par transfert d'énergie de fluorescence par résonance (FRET). Dans le cas où l'utilisateur souhaite identifier quelles sont les enzymes β-lactamases ou BLSE exprimées par les bactéries et qui se révèlent actives grâce aux tests de l'invention, il peut également mettre en contact l'échantillon contenant les bactéries avec des anticorps connus reconnaissant spécifiquement ces enzymes (par exemple anti-CTX-Ms ou Carbapénémases), ces anticorps ayant été marqués et/ou ayant été immobilisés, pour une meilleure détection ultérieure. La présente invention vise également un kit permettant de mettre en œuvre de tels procédés. Ce kit contient a minima l'anticorps de l'invention et éventuellement l'antibiotique qui a été utilisé pour le produire. Il contient en outre, éventuellement, des moyens pour marquer l'antibiotique de manière à pouvoir le détecter et/ou des anticorps connus pour reconnaitre des enzymes β-lactamase. Dans un kit particulier, l'anticorps est fourni déjà immobilisé sur un support solide (par exemple une bandelette), ou déjà marqué. Dans un autre mode de réalisation particulier, l'invention vise un procédé permettant de détecter des bactéries produisant des β-lactamases fonctionnelles, ledit procédé utilisant au moins i) un antibiotique possédant un cycle β-lactame, tel que décrit ci- dessus, sous forme intacte, et ii) un anticorps permettant de détecter spécifiquement cet antibiotique intact, produit comme décrit ci-dessus en utilisant ledit antibiotique comme agent immunogène, ledit anticorps étant marqué de sorte à être détectable. Un procédé selon l'invention comprend par exemple les étapes suivantes, dans cet ordre : a) Mettre l'échantillon à tester en contact avec de l'antibiotique contenant un cycle β- lactame intact, b) Mettre en contact l'échantillon après l'étape a) avec l'anticorps, qui a été marqué, c) Mettre en contact l'anticorps obtenu après l'étape b) avec l'antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, qui a été immobilisé sur un support solide, ou ajouter de l'antibiotique intact marqué de manière distincte de l'anticorps, d) Détecter si ledit anticorps marqué est complexé à l'antibiotique intact mis en contact à l'étape c). Si la β-lactamase n'est pas présente dans l'échantillon, l'antibiotique (non marqué ajouté à l'étape a) ajouté dans l'échantillon restera sous forme intacte, les anticorps de l'invention se lieront à cet antibiotique intact et ne pourront pas fixer l'antibiotique intact immobilisé à l'étape c). A contrario, si l'enzyme est présente dans l'échantillon, l'antibiotique (non marqué) ajouté à l'étape a) sera hydrolysé, et l'anticorps marqué de l'invention à l'étape b) restera libre de se fixer sur l'antibiotique intact immobilisé ou marqué, lors de l'étape c). Le signal détecté à l'étape d) lorsque l'antibiotique immobilisé se fixe sur l'anticorps marqué de l'invention est ainsi proportionnel à la présence d'enzyme dans l'échantillon (le signal augmente plus il y a d'enzyme dans l'échantillon, puisque la compétition imposée est au détriment de l'antibiotique immobilisé). Comme précédemment, on peut avantageusement comparer le signal obtenu en présence de l'échantillon avec celui qui est généré lorsque l'anticorps et l'antibiotique intact n'ont pas été mis en contact avec l'échantillon (ou avec un échantillon ne contenant pas d'enzyme hydrolysant l'antibiotique), ou lorsque l'antibiotique intact a été hydrolysé avec une enzyme β -lactamase avant d'être mis en contact avec l'anticorps (contrôles négatif et positif). Si l'antibiotique est immobilisé, on pourra observer l'apparition du signal là où l'antibiotique est immobilisé. Si l'antibiotique est marqué, on pourra observer la colocalisation avec l'anticorps de l'invention, par exemple par exemple par transfert d'énergie de fluorescence par résonance (FRET). Comme mentionné plus haut, dans le cas où l'utilisateur souhaite identifier quelles sont les enzymes β-lactamases ou BLSE, il peut également mettre en contact l'échantillon contenant les bactéries avec des anticorps connus reconnaissant spécifiquement ces enzymes (par exemple anti-CTX-Ms ou carbapénémases), ces anticorps ayant été marqués et/ou ayant été immobilisés, pour une meilleure détection ultérieure. Dans ce mode de réalisation particulier, le procédé de l'invention comprend par exemple les étapes suivantes : a) Mettre l'échantillon à tester en contact avec la molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, non marquée, b) Mettre en contact l'échantillon obtenu après l'étape a) avec l'anticorps de l'invention (qui reconnait spécifiquement la forme intacte de l'antibiotique ajouté à l'étape a) et avec au moins un anticorps reconnaissant spécifiquement une enzyme β-lactamase (par exemple CTX-M ou carbapénémase), lesdits anticorps ayant été marqués au préalable, c) Mettre en contact la solution de l'étape b) avec ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact et avec des anticorps reconnaissant spécifiquement une enzyme β-lactamase (par exemple CTX-M ou carbapénémase), qui ont été immobilisés sur un support solide, d) Détecter si lesdits anticorps marqués sont complexés à l'antibiotique intact et/ou aux anticorps anti-β-lactamase complexés avec l'enzyme β-lactamase, mis en contact à l'étape c). La présente invention vise également un kit permettant de mettre en œuvre de tels procédés. Ce kit contient a minima l'anticorps de l'invention et éventuellement l'antibiotique qui a été utilisé pour le produire. Il contient en outre, éventuellement, des moyens pour marquer l'anticorps de manière à pouvoir le détecter et/ou des anticorps connus pour reconnaitre des enzymes β-lactamase. Dans un kit particulier, l'antibiotique est fourni sous forme libre (pour l'étape a)) et également sous forme immobilisée sur un support solide (par exemple une bandelette), ou déjà marqué. D'autres tests, plus ou moins complexes, peuvent être mis au point en utilisant l'anticorps discriminant de l'invention, ainsi que l'antibiotique utilisé pour l'obtenir. Tous les kits de l'invention peuvent également contenir une enzyme β-lactamase qui pourra servir à vérifier la spécificité de l'anticorps de l'invention. Tous les kits de l'invention peuvent également contenir un échantillon témoin ne contenant pas de β-lactamase. Tous les kits de l'invention peuvent également contenir les moyens de détection de l'anticorps marqué de l'invention (par exemple, des anticorps reconnaissant la partie constante d'une immunoglobuline de souris). Tous les kits de l'invention peuvent enfin contenir des instructions permettant d'expliquer aux utilisateurs les détails des expérimentations à réaliser pour détecter des bactéries produisant des β-lactamases fonctionnelles de manière rapide et efficace. Bandelette de l’invention Dans un mode de réalisation particulier, le test immunologique de l'invention est un test immunochromatographique ayant pour support une « bandelette » de détection. Dans ce cas, le test de l'invention est appelé « test bandelette » et le support solide utilisé dans le procédé de l'invention est une bandelette. Cette bandelette constitue un aspect particulièrement important de la présente invention. En effet, les présents inventeurs ont démontré que l'anticorps de l'invention peut avantageusement être utilisé dans un test bandelette. L'anticorps de l'invention est alors de préférence couplé à un fluorochrome ou à un chromophore, ou à tout autre marqueur visible à l'œil nu, par exemple de l'or colloïdal. Le « test bandelette » est un système de détection simple, rapide, peu coûteux, qui peut être utilisé par des non spécialistes sur le terrain. Les bandelettes sont en général formées de trois zones distinctes, qui sont fixées sur un support, le plus souvent plastique : 1) une zone d'absorption favorisant la migration, 2) une zone de réaction (formée généralement d'une membrane de nitrocellulose) et 3) une zone de dépôt où l'échantillon à tester est déposé, située à l'extrémité opposée de la zone d'absorption (cf. figure 5). Sur cette dernière, un anticorps dit « traceur », car il est dirigé contre la cible à détecter et qu'il est lié à des molécules permettant d'obtenir un signal, en général colorimétrique ou fluorescent, est déposé et séché. Dans le cadre de la présente invention, ledit anticorps « traceur » sera l'anticorps discriminant de l'invention, décrit ci-dessus. Dans la zone de réaction, deux lignes sont généralement présentes. La première de ces lignes, dite ligne « test » (LT) , sera ici composée d'antibiotiques à cycle β-lactame. Le signal obtenu au niveau de cette ligne test indiquera la présence ou non de β-lactamase dans l'échantillon. Une deuxième ligne, dite ligne « contrôle » (LC), sera constituée d'anticorps dirigés contre l'anticorps de l'invention. Il peut être avantageux d'immobiliser également sur la bandelette de l'invention des anticorps reconnaissant des enzymes β-lactamases, comme proposé sur la figure 10. De préférence, ces anticorps sont marqués et déposés sur la zone de dépôt et sont également immobilisés sur une ou plusieurs lignes test distinguables de celle contenant l'antibiotique immobilisé. Dans ce cas, la bandelette selon l'invention peut contenir plusieurs lignes tests et une ligne contrôle. Une ligne test correspondra à une zone où l'antibiotique intact couplé à la BSA ou une autre structure porteuse (par exemple la caséine, le dextran ou la polylysine), a été immobilisé, et les autres lignes test correspondront à des zones où des anticorps anti- β-lactamase ont été immobilisés. Dans ce cas, la zone de dépôt contiendra avantageusement les anticorps de l'invention ainsi que les anticorps anti-β-lactamase, tous marqués de manière détectable (les marqueurs utilisés étant distincts ou identiques). Dans ce mode de réalisation particulier, il est préférable de déposer sur la zone de dépôt des anticorps anti-β-lactamase reconnaissant des épitopes de l'enzyme cible différents de ceux reconnus par les anticorps anti-β-lactamase immobilisés sur la ligne test dédiée (les deux populations d'anticorps reconnaissant cependant la même enzyme β-lactamase). Ainsi, la détection de la présence de l'enzyme cible sera bien plus fiable. Si les bactéries de l'échantillon expriment une enzyme β-lactamase reconnue par les anticorps marqués présents sur la zone de dépôt, ceux-ci vont se fixer à l'enzyme β- lactamase, et l'enzyme va également pouvoir se fixer sur les anticorps anti-β-lactamase immobilisés sur la zone de test. Un marquage sera donc visible sur la ligne test correspondant à ces anticorps, et il sera possible de déduire si les bactéries portant l'activité BLSE expriment l'enzyme reconnue par l'anticorps immobilisé sur cette ligne. La zone de réaction peut également contenir plusieurs lignes tests sur lesquelles sont immobilisés différents antibiotiques. Dans ce cas, plusieurs anticorps monoclonaux traceurs spécifiques d'un de ces antibiotiques devront avantageusement être présents sur la zone de dépôt. Par exemple, la zone de réaction peut contenir une ligne test sur laquelle est fixé un antibiotique A à cycle β-lactame intact, et une ligne test sur laquelle est fixé un antibiotique B à cycle β-lactame intact, B étant différent de A. Sur la zone de dépôt, des anticorps monoclonaux discriminant les antibiotiques A et B intacts des antibiotiques A et B hydrolysés ont été avantageusement déposés, de sorte que le signal devrait apparaître sur deux lignes s'il y a dans l'échantillon testé des β-lactamases. Il est également avantageux de disposer dans ce contexte d'anticorps discriminant les formes intactes et hydrolysées des carbapénèmes, ces antibiotiques de nouvelle génération qui sont connus pour être résistants aux enzymes BLSE autres que carbapénémases. L'exemple 2 ci-dessous décrit justement comment obtenir de tels anticorps, utilisables dans les procédés et kits de l'invention. Dans ce mode de réalisation particulier, les anticorps discriminant les formes intacte et hydrolysée d'un carbapénème sont déposés sur la zone de dépôt, et un antibiotique carbapénème intact est immobilisé sur une ligne Test. Le test de l'invention permet d'identifier la présence, dans l'échantillon, d'enzymes carbapénémases, et donc potentiellement de bactéries exprimant ces enzymes. Dans un mode de réalisation encore plus préféré, la bandelette de l'invention contient au moins deux lignes tests, sur lesquelles sont immobilisées respectivement la forme intacte d'un antibiotique non carbapénème (par exemple une céphalosporine) et la forme intacte d'un antibiotique carbapénème, de sorte à identifier dans l'échantillon la présence d'enzymes BLSE autres que carbapénémases (par exemple céphalosporinases, etc) et de carbapénémases. Les anticorps discriminants respectifs, marqués (possiblement avec des marqueurs différents), sont quant à eux déposés sur la zone de dépôt. La bandelette de l'invention peut en outre contenir dans sa zone de réaction, comme expliqué plus haut, d'autres lignes tests, sur laquelle des anticorps anti-enzyme β-lactamase ont été immobilisés. Si l'enzyme n'est pas présente dans l'échantillon, l'antibiotique ajouté dans l'échantillon restera sous forme intacte, les anticorps de l'invention se lieront à cet antibiotique intact et ne pourront plus se fixer sur l'antibiotique intact de la LT. A contrario, si l'enzyme est présente dans l'échantillon, l'antibiotique ajouté sera hydrolysé, et l'anticorps de l'invention restera libre de se fixer sur l'antibiotique intact immobilisé sur la LT. Dans ces deux cas, les anticorps libres, i.e., qui n'ont pas été immobilisés sur la ligne test, seront capturés au niveau de la ligne contrôle par l'anticorps anti-anticorps de l'invention. Le test bandelette de l'invention a été conçu afin que le signal au niveau de la ligne test augmente avec la quantité de β-lactamases présente dans l'échantillon. Plus l'enzyme est concentrée dans l'échantillon testé, plus l'hydrolyse de l'antibiotique sera rapide, moins l'anticorps se complexera à l'antibiotique ajouté, et plus il se fixera sur la LT : l'intensité du signal sur la ligne LT augmentera donc avec cette concentration. Par ailleurs, le test bandelette de l'invention est très fiable, en ce qu'il relie l'apparition d'un signal (et non sa disparition) à la quantité d'enzyme. Or il est bien connu qu'il est plus facile et plus fiable de détecter l'apparition d'un signal que sa diminution. Dans ce mode de réalisation préféré, une bandelette selon l'invention peut être préparée de la façon suivante : - l'anticorps de l'invention, de préférence marqué, est déposé, et par exemple séché, sur la zone de dépôt, - Optionnellement, des anticorps anti-β lactamase, de préférence marqués, sont également déposés sur la zone de dépôt. - l'antibiotique à cycle β-lactame intact est immobilisé sur la LT, dans la zone de réaction (par exemple avec un système de BSA-antibiotique, qui permet l'immobilisation de l'antibiotique sur la nitrocellulose tout en lui permettant d'interagir avec l'anticorps marqué), - Optionnellement, des anticorps anti-β lactamase sont également immobilisés sur une autre ligne de la zone de réaction, - des anticorps reconnaissant les anticorps déposés sur la zone de dépôt de la bandelette (anticorps de l'invention et éventuellement anticorps anti-β- lactamase) sont immobilisés, par exemple par adsorption, sur la LC, à l'opposé de la LT. Dans un aspect particulier, la présente invention vise donc une bandelette contenant (cf. figures 5 et 10): 1) une zone pour déposer l'échantillon, sur laquelle l'anticorps tel que défini ci-dessus a été marqué, déposé et séché, ainsi optionnellement que des anticorps anti-β lactamase marqués, 2) une zone de réaction, comprenant : - au moins une ligne test sur laquelle l'antibiotique à cycle β-lactame intact ayant servi à produire au moins un des anticorps déposés dans la zone de dépôt 1) a été immobilisé, et - optionnellement au moins une ligne test sur laquelle des anticorps anti-β lactamase ont été immobilisés, - une ligne contrôle sur laquelle des anticorps reconnaissant le ou les anticorps présent(s) sur la zone 1) ont été immobilisés, et 3) une zone d'absorption favorisant la migration des anticorps, ladite zone étant située à l'extrémité opposée de la zone de dépôt 1). Les anticorps marqués sont déposés et stockés sur la surface de la bandelette de préférence par séchage. Ils peuvent également être ajoutés à l'échantillon juste avant dépôt de celui- ci sur la bandelette. La zone de réaction est de préférence en nitrocellulose ou en PVDF, cellulose, fibre de verre. L'immobilisation de l'antibiotique sur la LT se fait de préférence par adsorption de l'antibiotique couplé à de la BSA ou d'une autre molécule porteuse (par exemple de la caséine, du dextran, de la polylysine), qui permet de laisser accessible le cycle β-lactame qui doit capter les anticorps de l'invention en migration vers la zone d'absorption. Il est possible également d'adsorber de la BSA-streptavidine complexé avec l'antibiotique couplé à de la biotine ou de coupler l'antibiotique à des billes dont le diamètre est supérieur à la porosité des membranes utilisées pour la zone de réaction. D'autres techniques de fixation connues de l'art pour immobiliser des petites molécules peuvent être utilisées. Sur la ligne contrôle, les anticorps reconnaissant les anticorps utilisés sur la bandelette de l'invention sont par exemple des anticorps anti-partie constante d'immunoglobuline murine, de la protéine A, de la protéine G ou tout autre système reconnaissant les anticorps murins. Comme pour les tests par compétition classiques, les quantités d'anticorps et d'antibiotiques immobilisés ou marqués ou en tant que substrat doivent en effet être rigoureusement contrôlées. Une quantité trop importante en anticorps nécessiterait une concentration importante en substrat pour une occupation de l'ensemble des sites de liaison et donc une concentration plus élevée en β-lactamase pour avoir une baisse significative de l'occupation de ces sites. De même, une concentration trop élevée en antibiotiques marqués ou immobilisés induirait une compétition très élevée vis-à-vis de la liaison du substrat par l'anticorps, ce qui induirait l'apparition d'un signal même en absence de β-lactamase ou alors à l'utilisation d'un excès de substrat afin de maintenir l'occupation totale des sites de liaison de l'anticorps par ce même substrat. Cet excès de substrat conduirait à une forte baisse de sensibilité ou à une durée d'incubation plus élevée. Des exemples illustrant ces étapes d'optimisation sont donnés ci-dessous. On observe dans le tableau 5 que la concentration en substrat permettant une disparition totale du signal n'est pas identique en fonction des quantités d'anticorps et d'antibiotiques marqués ou immobilisés, optimisées pour chacun des anticorps. Ainsi, les concentrations en substrat pour l'anticorps 2 permettant l'occupation de l'ensemble des sites de liaison (qui se traduit par la disparition du signal sur la bandelette) sont plus élevées. L'homme du métier, en suivant les indications mentionnées dans la présente invention, comprend qu'il est important d'ajuster ces paramètres en fonction des chromophores, et des analytes utilisés. Il est capable, grâce aux techniques actuelles et aux explications fournies dans les exemples ci-dessous, d'identifier quelles sont les quantités optimales de chaque analyte, pour un anticorps ayant une affinité donnée pour l'antibiotique intact qu'il reconnait. Il comprend notamment que la quantité d'anticorps à déposer sur la zone de dépôt doit être telle qu'elle permet de saturer tous les sites de fixation à l'antibiotique intact utilisé dans le procédé ou sur la bandelette de l'invention. De plus, il comprend que sa quantité minimum est celle qui permet d'obtenir un signal maximal sur la ligne test contenant l'antibiotique. Pour le céfotaxime marqué à l'or colloïdal (exemple 1), la quantité d'anticorps optimale à déposer sur la zone de dépôt est telle que l'on dépose 10µL de la solution ayant une absorbance relative à l'or colloïdal – DO – comprise entre 0,1 et 10. De plus, la quantité d'antibiotique optimale immobilisée sur la ligne LT (1µL/cm) est idéalement comprise entre 1μg et 1mg/mL. Lorsqu'un couplage par BSA-antibiotique est utilisé, une concentration d'environ 0,1mg/mL donne par exemple d'excellents résultats. De manière générale, pour d'autres anticorps possédant une affinité forte pour l'antibiotique intact qu'ils reconnaissent spécifiquement (Kd compris entre 1 pM et environ 10 nM), il est avantageux d'immobiliser sur la ligne LT de la bandelette une quantité d'antibiotique intact en déposant 1µL de solution par cm ayant des concentrations comprises entre 10μg et 1mg/mL, entre 50μg et 1mg/mL, entre 100μg et 1mg/mL, ou entre 50μg et 0.5mg/mL et de déposer sur la zone de dépôt une quantité d'anticorps en utilisant 10µL de solution ayant une DO (s'il est marqué à l'or colloïdal) comprise entre 0,1 et 10. Pour faciliter l'utilisation des bandelettes de l'invention, il est possible d'insérer les bandelettes de l'invention dans des cassettes plastiques. Kits de l’invention, contenant la bandelette de l’invention Avant d'être déposé sur la zone de dépôt, un antibiotique à cycle β-lactame intact doit être ajouté à l'échantillon à tester, au préalable de la mise en contact avec la bandelette de l'invention. Dans un troisième aspect, la présente invention concerne également un kit contenant, outre la bandelette de l'invention, l'antibiotique à cycle β-lactame intact qui a été utilisé pour obtenir l'anticorps de l'invention, et qui est immobilisé sur la zone de dépôt 1) de la bandelette. Cet antibiotique est de préférence contenu dans un contenant à part, isolé de la bandelette. Par exemple, si l'anticorps de l'invention a été produit en immunisant les animaux avec l'antibiotique céfotaxime (cf. exemple 1 ci-dessous), alors le kit de l'invention contiendra une bandelette sur laquelle ledit anticorps anti-céfotaxime intact est déposé et ledit antibiotique intact est immobilisé, ainsi qu'une fiole ou un tube contenant de l'antibiotique céfotaxime intact. Par exemple, si l'anticorps de l'invention a été produit en immunisant les animaux avec l'analogue carbapénème (cf. exemple 2 ci-dessous), alors le kit de l'invention contiendra une bandelette sur laquelle ledit anticorps anti-carbapénème intact est déposé et ledit antibiotique intact est immobilisé, ainsi qu'une fiole ou un tube contenant de l'antibiotique carbapénème intact. L'utilisateur aura ainsi tous les éléments pour réaliser le test de l'invention : il pourra ajouter extemporanément à l'échantillon à tester le réactif (l'antibiotique) qui permettra de mettre en œuvre le test de l'invention (cf. ci-dessous). Pour contrôler que le test bandelette est bien spécifique, le kit de l'invention peut également contenir un récipient comprenant une β-lactamase fonctionnelle. L'utilisateur pourra ainsi par exemple comparer la différence de signal obtenu dans l'échantillon à tester (i.e., lorsque la β-lactamase endogène est éventuellement présente), ou lorsqu'une enzyme exogène est ajoutée. Cette étape permet de contrôler que le test est bien fonctionnel. Comme indiqué ci-dessus, ce kit peut également contenir un échantillon témoin ne contenant pas de β -lactamase, les moyens de détection de l'anticorps marqué de l'invention (par exemple, des anticorps reconnaissant la partie constante d'une immunoglobuline de souris) et/ou des instructions permettant d'expliquer aux utilisateurs les détails des expérimentations à réaliser pour détecter des bactéries produisant des β- lactamases fonctionnelles de manière rapide et efficace. Ainsi, la présente invention concerne plus particulièrement un kit contenant : - au moins une bandelette selon l'invention, et - un récipient séparé contenant l'antibiotique à cycle β-lactame intact ayant servi à obtenir l'anticorps immobilisé sur la zone de dépôt 1) de la bandelette, - optionnellement, un récipient séparé contenant de l'enzyme β-lactamase et/ou un échantillon ne contenant pas d'enzyme β-lactamase. Procédé de l’invention utilisant la bandelette de l’invention Dans un dernier aspect, la présente invention concerne un procédé permettant la détection de β-lactamases, dans un échantillon susceptible d'en contenir. Ledit échantillon a été décrit ci-dessus. Dans un mode de réalisation préféré, ledit procédé utilise la bandelette ou le kit de l'invention contenant cette bandelette, tels que décrits ci-dessus. Ce procédé met en jeu les étapes suivantes : a) Mise en contact d'un antibiotique à cycle β-lactame intact avec l'échantillon à tester, ledit antibiotique étant reconnu de manière spécifique par l'anticorps de l'invention marqué et déposé sur la bandelette, et étant immobilisé sur la ligne LT de la bandelette. b) Incubation pendant un temps suffisant pour que l'enzyme éventuellement présente dans l'échantillon puisse hydrolyser le cycle β-lactame intact de l'antibiotique, c) Après cette incubation, déposer l'échantillon (par exemple 100μL) sur la zone de dépôt de la bandelette, ou tremper la bandelette dans l'échantillon, et laisser réagir pendant un temps suffisant, d) Lire le résultat sur la ligne test de la bandelette. Pour la détection avec une LT (par exemple LT : antibiotique intact) (figure 5), deux cas se présentent alors, en fonction de ce que l'échantillon à tester contient effectivement comme bactérie ou comme enzyme (figure 6) : Cas 1: L'échantillon à tester contient des bactéries ne produisant pas de β-lactamase. Après un temps d'incubation, l'échantillon (contenant l'antibiotique intact et les bactéries) est déposé sur la zone de dépôt de la bandelette. L'antibiotique n'ayant pas été hydrolysé (car il n'y a pas d'activité β-lactamase dans l'échantillon), un complexe se forme entre celui-ci et l'anticorps de l'invention. Ayant migré jusqu'à la ligne test, l'anticorps ainsi complexé ne pourra pas se fixer sur l'antibiotique qui y est immobilisé. En revanche, l'anticorps sera immobilisé au niveau de la ligne contrôle (LC) par l'anticorps anti-anticorps de l'invention. Ainsi seule la LC sera visible. Le test sera négatif et il pourra en être conclu l'absence de bactéries produisant une β-lactamase dans l'échantillon à tester. Cas 2: L'échantillon à tester contient des bactéries produisant une enzyme β-lactamase. Après un temps d'incubation, l'échantillon ne contient plus d'antibiotique intact puisque l'enzyme β-lactamase l'a hydrolysé. Lorsqu'il est déposé sur la zone de dépôt de la bandelette, aucun complexe ne se forme entre l'antibiotique hydrolysé et l'anticorps de l'invention. L'anticorps de l'invention, dont les sites de liaison sont libres, migre vers la ligne test où il peut se fixer sur l'antibiotique intact immobilisé au niveau de la ligne test. L'anticorps de l'invention en excès est quant à lui immobilisé au niveau de la ligne contrôle (LC) par l'anticorps anti-anticorps. Dans ce cas, les deux lignes (la ligne test et la ligne contrôle) sont visibles. Le test est déclaré positif, concluant à la présence d'une bactérie produisant une β-lactamase (BLSE, ou autre β-lactamase) dans l'échantillon. Pour la détection avec deux LT (par exemple LT1 : antibiotique intact ; LT2 : anti-CTX- M) (figure 10), quatre cas se présentent alors, en fonction de ce que la bactérie présente produit comme β-lactamase (figure 11) : Cas 1: L'échantillon à tester contient des bactéries ne produisant pas de β-lactamase. Après un temps d'incubation, l'échantillon (contenant l'antibiotique intact et les bactéries) est déposé sur la zone de dépôt de la bandelette. L'antibiotique n'ayant pas été hydrolysé (car il n'y a pas d'activité β-lactamase dans l'échantillon), un complexe se forme entre celui-ci et l'anticorps de l'invention. Les anticorps anti-CTX-M marqués ne fixent pas d'enzyme CTX-M. Ayant migré jusqu'à la ligne test 1 (LT1), l'anticorps de l'invention ainsi complexé ne pourra pas se fixer sur l'antibiotique qui y est immobilisé. Les anticorps anti-CTX-M marqués n'étant pas complexés avec l'enzyme ils ne pourront pas être fixés par le deuxième anticorps anti-CTXM sur la ligne test 2 (LT2). En revanche, les anticorps seront immobilisés au niveau de la ligne contrôle (LC) par l'anticorps anti- anticorps. Ainsi, seule la LC sera visible. Le test sera négatif et il pourra en être conclu l'absence de bactéries produisant une β-lactamase dans l'échantillon à tester. Cas 2: L'échantillon à tester contient des bactéries produisant une β-lactamase mais pas une enzyme une CTX-M. Après un temps d'incubation, l'échantillon ne contient plus d'antibiotique intact puisque l'enzyme β-lactamase l'a hydrolysé. Lorsque l'échantillon est déposé sur la zone de dépôt de la bandelette, aucun complexe ne se forme entre l'antibiotique hydrolysé et l'anticorps de l'invention. Les anticorps anti-CTX-M marqués ne fixent pas d'enzyme CTX-M. L'anticorps de l'invention, dont les sites de liaison sont libres, migre vers la ligne test où il peut se fixer sur l'antibiotique intact immobilisé au niveau de la ligne test 1 (LT1). Les anticorps anti-CTX-M marqués n'étant pas complexés avec l'enzyme ils ne pourront pas être fixés par le deuxième anticorps anti-CTXM sur la ligne test 2 (LT2). Les anticorps anti-CTX-M et l'anticorps de l'invention en excès sont quant à eux immobilisés au niveau de la ligne contrôle (LC) par l'anticorps anti-anticorps. Dans ce cas, les lignes test 1 et contrôle sont visibles. Le test est déclaré positif, concluant à la présence d'une bactérie produisant une β-lactamase (BLSE, ou autre β-lactamase), mais qui n'est pas une enzyme CTX-M, capable d'hydrolyser l'antibiotique dans l'échantillon. Cas 3: L'échantillon à tester contient des bactéries produisant une enzyme β-lactamase de type CTX-M. Après un temps d'incubation, l'échantillon ne contient plus d'antibiotique intact puisque l'enzyme β-lactamase l'a hydrolysé. Lorsque l'échantillon est déposé sur la zone de dépôt de la bandelette, aucun complexe ne se forme entre l'antibiotique hydrolysé et l'anticorps de l'invention. Les anticorps anti-CTX-M fixent l'enzyme CTX-M présente. L'anticorps de l'invention, dont les sites de liaison sont libres, migre vers la ligne test où il peut se fixer sur l'antibiotique intact immobilisé au niveau de la ligne test 1 (LT1). Les anticorps anti-CTX-M présents sur la ligne test 2 (LT2) fixent l'enzyme CTX-M complexée avec les anticorps anti-CTXM marqués. Les anticorps anti- CTX-M et l'anticorps de l'invention en excès sont quant à eux immobilisé au niveau de la ligne contrôle (LC) par l'anticorps anti-anticorps. Dans ce cas, les lignes test 1, test 2 et contrôle sont visibles. Le test est déclaré positif, concluant à la présence d'une bactérie produisant une β-lactamase (BLSE, ou autre β-lactamase), de type CTX-M, capable d'hydrolyser l'antibiotique dans l'échantillon. Dans l'étape a) de ce procédé, l'antibiotique sous forme intacte (ou « substrat ») est ajouté à l'échantillon à tester. La quantité d'antibiotique intact peut être adaptée pour que la sensibilité du test soit optimale. Pour que le test de l'invention soit fonctionnel, il est nécessaire que la quantité de substrat ajoutée dans l'échantillon permette l'occupation de tous les sites de liaison des anticorps utilisés, sans être en excès. Ainsi, un signal apparait lorsque la quantité du substrat n'est plus suffisante pour occuper l'ensemble des sites de liaison des anticorps de l'invention. Un excès de substrat ne permettrait pas de détecter les faibles concentrations en enzyme ou nécessiterait des temps d'incubation élevés incompatibles avec un test qui se veut rapide et simple. L'homme du métier, en suivant les indications mentionnées dans la présente invention (et notamment dans les exemples) sera en mesure de déterminer la quantité d'antibiotique intact à ajouter à l'échantillon dans l'étape initiale du procédé, de sorte qu'elle permette l'occupation de tous les sites de liaison des anticorps utilisés, sans être en excès. Lorsqu'un anticorps anti- céfotaxime selon l'invention est utilisé (cf. exemple 1 ci- dessous), il est possible d'ajouter, par exemple, entre 10 ng/mL et 50 ng/mL d'antibiotique céfotaxime dans l'échantillon initial. Plus généralement, pour d'autres anticorps possédant une affinité forte pour l'antibiotique intact qu'ils reconnaissent spécifiquement (KD compris entre 1 pM et environ 10 nM), il sera possible d'ajouter entre 1ng/mL et 1μg/mL, entre 10ng/mL et 1μg/mL, entre 50ng/mL et 1μg/mL, entre 100ng/mL et 1μg/mL ou entre 100ng/mL et 0.5μg/mL d'antibiotique intact dans l'échantillon initial (contenant les bactéries produisant ou non une β-lactamase). L'étape b) d'incubation peut se faire à température ambiante. La durée de cette étape peut être adaptée pour que la sensibilité du test soit optimale. Lorsque le céfotaxime est utilisé (cf. exemple 1 ci-dessous), cette étape d'incubation peut durer entre 10 minutes et une heure. De bons résultats ont été obtenus avec une durée de 30 minutes, dans les conditions testées. De manière générale, pour d'autres anticorps possédant une affinité forte pour l'antibiotique intact qu'ils reconnaissent spécifiquement (KD compris entre 1 pM et environ 10 nM), une durée d'incubation entre 10 minutes et une heure est optimale. Une fois que l'échantillon a été mis en contact avec la zone de dépôt, en début d'étape c), il convient de laisser aux anticorps le temps de migrer jusqu'aux lignes test et contrôle. Cette étape de migration peut durer entre 5 minutes et 30 minutes. Lorsque le céfotaxime est utilisé (cf. exemple 1 ci-dessous), de bons résultats ont été obtenus avec une durée comprise entre 10 et 20 minutes, dans les conditions testées. L'étape d) de lecture du résultat peut donc se faire, dans le cas où le céfotaxime est utilisé, environ 40 minutes après la mise en contact de l'échantillon et de l'antibiotique. De manière générale, pour d'autres anticorps possédant une affinité forte pour l'antibiotique intact qu'ils reconnaissent spécifiquement (KD compris entre 1 pM et environ 10 nM), une lecture du résultat pourra se faire environ 10 minutes à 1 heure (de préférence entre 20 minutes et 40 minutes) après la mise en contact de l'échantillon avec la bandelette. Toutes les étapes de ce procédé peuvent être réalisées à température ambiante. Pour être exploitable, le procédé de l'invention doit pouvoir donner des résultats fiables en un temps minimal, idéalement en moins d'une heure. Les inventeurs ont pu démontrer que, dans les conditions mises en œuvre dans les exemples ci-dessous, le test de l'invention a une spécificité de 100% et une sensibilité de 100%, ce qui est excellent. Il peut être avantageux de préparer l'échantillon à tester avant d'utiliser la bandelette de l'invention, notamment si l'échantillon est solide. Si l'échantillon est solide (par exemple de la terre), il est possible de le diluer en ajoutant un tampon avant de procéder à l'étape de mise en contact avec l'antibiotique. Ce tampon peut contenir par exemple du NaCl, une molécule connue pour diminuer les interactions non spécifiques (PVP, PVA, BSA) et du détergent (Tween 20). Son pH est préférentiellement de 8. La concentration de NaCl est préférentiellement proche de 150mM. De préférence, une lyse cellulaire est effectuée, afin de libérer l'enzyme β-lactamase éventuellement contenue dans les bactéries de l'échantillon et de rendre son activité visible plus rapidement. Des tampons de lyse classiques peuvent être utilisés (cf. exemple ci-dessous). Si l'échantillon est liquide (par exemple un fluide biologique), il est possible de le diluer en ajoutant un tampon avant de procéder à l'étape de mise en contact avec l'antibiotique. Ce tampon peut contenir par exemple du NaCl, une protéine connue pour diminuer les interactions non spécifiques (PVP, PVA, BSA) et du détergent (Tween 20). Son pH est préférentiellement de 8. La concentration de NaCl est préférentiellement proche de 150 mM. L'homme du métier sait comment obtenir de tels échantillons exploitables. Il n'y a pas de limite haute pour la concentration en bactérie, contrairement à d'autres tests de l'art antérieur. Ces étapes de préparation ne doivent pas affecter l'activité de l'enzyme β-lactamase éventuellement présente dans l'échantillon. Figures La Figure 1 décrit le principe du test 1 immunoenzymatique utilisé dans la demande pour sélectionner l'anticorps d'intérêt utilisable dans le système de l'invention. Ce test implique du Céfotaxime-biotine non hydrolysé (NH), l'anticorps issu d'un hybridome ou de plasma de souris immunisées avec du céfotaxime et de la Streptavidine- Acétylcholinestérase (G4). L'acétylcholinestérase réagit avec un chromogène pour produire un produit coloré. La Figure 2 décrit le principe de trois autres tests immunoenzymatiques d'intérêt utilisés pour sélectionner l'anticorps d'intérêt utilisable dans le système de l'invention. Le Test 2 utilise : Céfotaxime-biotine hydrolysé (H) + Anticorps d'hybridome ou de plasma de souris immunisées avec du cefatoxime + Streptavidine-G4 Le Test 3 utilise : Céfotaxime-biotine non hydrolysé (NH) + Céfotaxime non hydrolysé (NH) + Anticorps d'hybridome ou de plasma de souris immunisées avec de la céfatoxime + Streptavidine-G4 Le Test 4 utilise : Céfotaxime-biotine non hydrolysé (NH) + Céfotaxime hydrolysé (H) + Anticorps d'hybridome ou de plasma de souris immunisées avec du céfatoxime + Streptavidine-G4 Les Figures 3A et 3B représentent les courbes de compétition obtenues avec du céfotaxime hydrolysé ou non, et les différents anticorps monoclonaux retenus (Ligne pleine : céfotaxime non hydrolysé ; ligne pointillée : céfotaxime hydrolysé). A : Courbes de compétitions non identiques obtenues pour trois anticorps avec le céfotaxime non hydrolysé (trait plein) et le céfotaxime hydrolysé (trait pointillé). B : Courbes de compétitions similaires obtenues pour cinq anticorps avec le céfotaxime non hydrolysé (trait plein) et le céfotaxime hydrolysé (trait pointillé). La Figure 4 représente la courbe de compétition obtenues avec du céfotaxime hydrolysé ou non, avec un des anticorps monoclonaux non sélectionné. La Figure 5 représente les différents éléments constituant les bandelettes classiquement utilisées à des fins de détection d'analyte. La Figure 6 décrit les deux cas attendus lorsque l'échantillon contient (test positif) ou ne contient pas (test négatif) de bactéries BLSE ou d'enzymes β-lactamases. La Figure 7 décrit la cassette plastique qui peut être utilisée pour protéger la bandelette de l'invention. La Figure 8 décrit les structures des composés carbapénèmes utilisés dans l'exemple 2 (B). La Figure 9 présente le principe des tests 1 à 4 qui sont décrits dans l'exemple 2 (C). La figure 10 présente une bandelette selon l'invention, contenant deux lignes tests et une ligne contrôle. La première ligne test correspond à une zone où le Céfotaxime-BSA a été immobilisé, et la seconde ligne test correspond à une zone où ont été immobilisés des anticorps anti-CTX-Ms. La ligne de contrôle correspond à une zone où des anticorps secondaires, reconnaissant les autres anticorps marqués utilisés dans l'invention, ont été immobilisés. Dans la zone de dépôt, ont été déposés des anticorps anti-céfotaxime de l'invention, et des anticorps anti-CTX-Ms, tous marqués à l'or colloïdal. La figure 11 décrit les trois cas attendus lorsque l'échantillon ne contient pas de bactéries ayant une BLSE ou d'enzymes β-lactamases (test négatif), ou contient des bactéries BLSE ou d'enzymes β-lactamases autre que CTX-M (test positif sur une ligne), ou contient des bactéries BLSE ou d'enzymes β-lactamases de type CTX-M (test positif sur les deux lignes). Exemple 1 : Détection de bactéries résistantes au céfotaxime A. Conception et production de l’immunogène Le céfotaxime est une petite molécule incapable d'induire une réponse immunitaire, indispensable à l'obtention d'anticorps. Il a donc été nécessaire de coupler cet antibiotique à une plus grosse molécule immunogénique, l'albumine bovine sérique (BSA). La différence de reconnaissance des anticorps de l'invention devant se faire au niveau du noyau β-lactame, un immunogène particulier a été conçu : il permet une exposition optimale du noyau β-lactame vis-à-vis du système immunitaire. Le couplage avec la BSA a donc été réalisé au niveau de la fonction NH2, qui est la fonction la plus éloignée du noyau β-lactame. Le céfotaxime a été activé avec du chlorure de Chloroacétyle (Rodriguez, « An improved Method for preparation of cefpodoxime proxetil », 2003). Pour cela, une suspension de céfotaxime (500 mg, 1,09 mmol, 1 éq.) dissous dans 2 ml de DMA, a été ajoutée à du chlorure de chloroacétyle (128 µl, 1,65 mmol, 1,5 éq.) à 5°C- 10°C. Le mélange a ensuite été agité pendant 1 h 30 à température ambiante. Une fois l'opération terminée, la solution a été versée dans de la glace. Le précipité a été recueilli par filtration et lavé successivement avec du H2O, de l'éthanol, de l'éther diéthylique et séché pour obtenir le produit souhaité sous forme de poudre blanc-gris (349 mg, 0,66 mmol, 60 %). Cette réaction a abouti à la formation d'une fonction chloroacétamido qui peut réagir notamment avec des fonctions thiols.
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En parallèle, 35 mg de sérum albumine bovine (BSA) ont été dissous dans 1 ml de tampon au phosphate de sodium 0,1 M pH 7,4. 50 µl d'une solution de 122 mg/ml de S- acétylthioacétate de N-succinimidyle (SATA) dans du DMF ont été ajoutés (rapport molaire SATA/BSA = 50). Après une réaction de 16 heures à 4°C, le produit a été purifié par chromatographie moléculaire sur tamis en utilisant une colonne de milieu Sephadex G25. Ensuite, la fonction thiol a été déprotégée en ajoutant 100 µl d'hydroxylamine 1 M pH 7 pendant 30 minutes à 20°C. La concentration de thiol a été mesurée (SH/BSA = 20,7) par réaction avec du DTNB. Ce produit peut ainsi réagir avec la fonction chloroacétamido du céfotaxime modifié. De ce fait, 2,34 mg de chloroacétamido-céfotaxime à 6 mg/ml dans du DMSO ont été ajoutés à 2,76 mg de BSA-SH (rapport molaire chloroacétamido-céfotaxime/SH = 5). Après une réaction de 1 h 30 min à 20°C, 50 µl de tampon borate 1 M pH 9,0 ont été ajoutés et incubés pendant 1 h 30 min. Une dialyse a été effectuée avec une cassette de dialyse de 3500 MWCO. Ensuite, la concentration de BSA-Céfotaxime a été déterminée par réaction BCA.
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Le céfotaxime-BSA a été utilisé pour immuniser des souris. Pour réaliser les immunisations, des injections par voie sous-cutanée de 50µg de céfotaxime-BSA/souris ont été réalisées toutes les trois semaines pendant trois mois (4 immunisations au total). Après 2 mois de repos pour les souris, de nouvelles injections de céfotaxime-BSA ont été réalisées par voie intraveineuse à ces dernières : 50µg de produit/souris, une fois par jour pendant trois jours. Après deux jours de repos, les cellules de la rate de la souris ont été fusionnées avec des cellules de myélome de souris NS1, et des anticorps anti-céfotaxime spécifiques dans des surnageants de culture de myélome ont été détectés à l'aide d'un test immunoenzymatique. B. Production et purification des différentes formes de céfotaxime Pour la bonne réalisation de l'invention, il est indispensable que la différence d'affinité des anticorps de l'invention pour la forme intacte et hydrolysée de l'antibiotique soit maximale. Pour ce faire, il a fallu disposer de céfotaxime non-hydrolysé et de céfotaxime hydrolysé. D'autre part, il a également fallu disposer de molécules ‘traceurs' permettant de détecter les anticorps spécifiques que sont le céfotaxime-biotine non-hydrolysé et le céfotaxime-biotine hydrolysé. Ces dernières molécules peuvent ainsi être détectées par réaction avec de la streptavidine-Acétylcholinestérase (G4). L'acétylcholinestérase réagit avec le chromogène pour produire un substrat coloré. Production de céfotaxime-biotine non-hydrolysé et hydrolysé Le céfotaxime-biotine non-hydrolysé a été obtenu par couplage de chloroacétamido- céfotaxime et de biotine couplée à un bras polyéthylène glycol (PEG) et d'une fonction thiol (Biotin-PEGx-Thiol), en utilisant la procédure précédemment décrite pour l'immunogène. Du chloroacétamido-céfotaxime (31,6 mg, 0,06 mmol, 1 eq.) et de la Biotin-PEGx-Thiol (94 mg, 0.119 mmol, 2 éq.) ont été solubilisés dans 0,5 ml de DMF et 2 µl de triéthylamine, et ont ensuite été ajoutés au mélange sous Argon. La réaction a été agitée pendant 3 jours. Une fois la réaction terminée, le mélange a été évaporé sous vide réduit. Ensuite, le produit a été purifié par chromatographie en phase inverse sur un gradient eau/acétonitrile de 0 à 40% (pic isolé à 26% d'acétonitrile). Le poids moléculaire de ce traceur a été vérifié par spectrométrie de masse, où un cycle de purification de 15 minutes sur colonne C18 est réalisée, puis l'échantillon est passé en ionisation sur un quadripôle. Le céfotaxime-biotine hydrolysé a été obtenue par réaction enzymatique avec des billes couplées à KPC-2 (Klebsiella pneumoniae carbapenemase), qui est une β-lactamase recombinante. Pour se faire, 5 mg de billes (Dynabeads M-280 tosylactivées) ont été lavées avec du tampon borate 0,1 M pH 9,5.100 µg de la protéine recombinante KPC-2 ont été ajoutés aux billes dans un volume de 150 µl. Ensuite, 100 µl de tampon borate 0,1 M pH 9,5 + sulfate d'ammonium 3 M ont été ajoutés. Après 16 h de réaction à 37°C, 1 ml de tampon phosphate de sodium 0,1 M pH 7,4 + chlorure de sodium 0,15 M + BSA 0,5 % ont été ajoutés. Après 1 h de réaction à 37°C, le produit de couplage a été lavé avec du tampon de phosphate de sodium 0,1M pH 7,4 + chlorure de sodium 0,15M + BSA 0,1 % et concentrés à 20 mg/ml de billes. L'activité enzymatique de ce produit a été testée avec de la nitrocéfine. Pour cela, 20µl de nitrocéfine 0,5mM ont été ajoutés à une solution de 10 µg/ml de Billes-KPC-2, diluée dans un tampon de phosphate de sodium 50mM pH 7,4, dans un volume total de 200 µl. Après 30 minutes de réaction à 20°C, l'absorbance est mesurée à 492 nm. Par la suite, à partir du céfotaxime biotine non-hydrolysé, 50 µl de la solution de Billes-KPC-2 à 20 mg/ml ont été ajoutés à 1 ml d'une solution de céfotaxime-biotine non-hydrolysé à 2 mg/ml. Après une réaction de 16 heures à 25°C, les Billes-KPC-2 ont été éliminées grâce à un aimant. Le surnageant a été récupéré et purifié par chromatographie en phase inverse sur un gradient eau/acétonitrile de 0 à 40% (pic isolé à 23% d'acétonitrile). Le poids moléculaire de ce traceur a été vérifié par spectrométrie de masse, où un cycle de purification de 15 minutes sur colonne C18 est réalisée, puis l'échantillon est passé en ionisation sur un quadripôle.
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Production de céfotaxime non-hydrolysé et hydrolysé Le céfotaxime non-hydrolysé (Sigma-Aldrich) a été purifié par chromatographie en phase inverse sur un gradient eau/acétonitrile de 0 à 20% (pic isolé à 8.5% d'acétonitrile). Le poids moléculaire de ce produit a été vérifié par spectrométrie de masse, où un cycle de purification de 15 minutes sur colonne C18 est réalisée, puis l'échantillon est passé en ionisation sur un quadripôle. Le céfotaxime hydrolysé a été également obtenu par réaction enzymatique avec des billes couplées à KPC-2. Le même protocole de couplage des billes-KPC-2, cité ci-dessus, a été réalisée. Puis, à partir du céfotaxime non-hydrolysé, 50 µl de la solution de Billes-KPC- 2 à 20 mg/ml ont été ajoutés à 1 ml d'une solution de céfotaxime non-hydrolysé à 2 mg/ml. Après une réaction de 16 heures à 25°C, les Billes-KPC-2 ont été éliminées grâce à un aimant et la solution a été purifiée par chromatographie en phase inverse sur un gradient eau/acétonitrile de 0 à 20% (pic isolé à 2.5% d'acétonitrile). Le poids moléculaire de ce traceur a été vérifié par spectrométrie de masse, où un cycle de purification de 15 minutes sur colonne C18 est réalisée, puis l'échantillon est passé en ionisation sur un quadripôle. Purification des différentes formes de céfotaxime L'ensemble des solutions ont été purifiées par chromatographie en phase inverse sur un gradient eau/acétonitrile à 1ml/ml. Pour le céfotaxime non-hydrolysé, le pic isolé est à 8.5% d'acétonitrile. Pour le céfotaxime hydrolysé, le pic est à 2.5%. Pour le céfotaxime- biotine non-hydrolysé, il est à 26%, alors que pour le céfotaxime-biotine hydrolysé, le pic isolé est à 23.5%. L'ensemble de ces 4 composés ont été caractérisés par spectrométrie de masse. Pour cela, ils ont été purifiés sur un cycle de 15 minutes sur une colonne C18 (gradient eau/acétonitrile), puis ioniser dans un quadripôle. La masse moléculaire de chaque composé a été identifiée : m/z du céfotaxime non-hydrolysé = 456 ; m/z du céfotaxime hydrolysé = 414 ; m/z du céfotaxime-biotine non-hydrolysé = 1241,5 ; m/z du céfotaxime-biotine hydrolysé = 1283,5. Les composés suivants ont bien été obtenus :
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C. Production et sélection des anticorps d’intérêt
Quatre souris ont été immunisées avec le céfotaxime-BSA. Pour ce faire, des injections par voie sous-cutanée de 50μg de céfotaxime-BSA/souris ont été réalisées toutes les trois semaines pendant trois mois (4 immunisations au total). Après 3 mois de repos pour les souris et afin de sélectionner les souris présentant la meilleure réponse immunitaire, leurs anticorps ont été analysés avec un premier test. Dans ce test, les anticorps murins prélevés au cours du protocole d'immunisation ont été capturés par un premier anticorps antianticorps murin (AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG + IgM (H+L) ; Jackson Immunoresearch LABORATORIES) immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration. 100μl à 100 ng/ml de céfotaxime non hydro lysé-biotine a été ajoutée dans chaque puits. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, 100 μl de streptavidine-G4 à 1 UE/ml a été ajoutée pour révéler la présence de céfotaxime intact couplé à la biotine et donc la présence d'anticorps anti-céfotaxime non hydro lysé. L'activité de l'acétylcholinestérase (G4) a été mesurée par la méthode d'Ellman (Ellman et al., 1961). Le milieu d'Ellman comprend un mélange de 7,5 10-4 M iodure d'acétylthiocholine (substrat enzymatique) et de 2,5 10-4 M 5,5'-dithiobis (acide 2- nitrobenzoïque) (DTNB) (réactif pour la mesure colorimétrique du thiol) dans un tampon phosphate 0,1 M, pH 7,4. L'activité enzymatique a été exprimée en unités d'Ellman (UE). Une UE est définie comme la quantité d'enzyme produisant une augmentation de l'absorbance d'une unité pendant 1 min dans 1 ml de milieu, pour une longueur de trajet optique de 1 cm : elle correspond à environ 8 ng d'enzyme.
Après une heure d'incubation à température ambiante et après lavage, 200μl de réactif de milieu d'Ellman sont ajoutés dans les puits. Après 30 minutes et/ou une heure, l'intensité des signaux est mesurée. L'intensité des signaux obtenus lors de ce test est alors proportionnelle à la quantité d'anticorps spécifiques du céfotaxime non hydrolysé. Les souris ayant la meilleure réponse immunitaire (plus grande concentration en anticorps spécifiques) ont alors reçu de nouvelles injections de céfotaxime-BSA. Pour cela, le produit a été administré par voie intraveineuse aux souris avec les meilleures réponses : 50μg de produit/souris, une fois par jour pendant trois jours. Après deux jours de repos, elles ont été sacrifiées et leurs splénocytes (cellules de la rate) ont été hybridés avec des cellules de myélome murin NSI afin d'obtenir des hybridomes (producteurs d'anticorps et cellules immortelles) (Grassi,J., Frobert,Y., Lamourette,P. and Lagoutte,B., 1988. « Screening of monoclonal antibodies using antigens labeled with acetylcholinesterase: application to the peripheral proteins of photosystem 1”. Anal. Biochem. 168, 436).
A l'issue de la fusion, l'ensemble des cellules a été réparti dans les puits de 10 plaques de microtitration. Après une semaine, la présence d'anticorps reconnaissant le céfatoxime dans chaque puits a été analysée en utilisant le test 1 (figure 1). Ce test a permis de sélectionner et conserver les cellules de 107 puits. Afin d'affiner cette sélection et ne garder que les hybridomes produisant des anticorps ne reconnaissant que le céfotaxime non hydro lysé, les surnageants de culture des puits sélectionnés ont été analysés à l'aide de 4 tests différents (figures 1 et 2 : tests 1 à 4) :
Test 1 : Dans ce test, les anticorps présents dans les surnageants de culture sont capturés par un premier anticorps anti-anticorps murin immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration. Du céfotaxime non hydrolysé-biotine est ajoutée dans chaque puits. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine- G4 est ajoutée pour révéler la présence de céfotaxime non hydro lysé couplé à la biotine et donc d'anticorps anti-céfotaxime non hydrolysé.
Test 2 : Dans ce test, les anticorps présents dans les surnageants de culture sont capturés par un premier anticorps anti-anticorps murin immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration. Du céfotaxime hydrolysé-biotine est ajouté dans chaque puits. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine-G4 est ajoutée pour révéler la présence de céfotaxime hydrolysé couplé à la biotine et donc la présence d'anticorps anti-céfotaxime hydrolysé.
Test 3 : Dans ce test, du céfotaxime non hydrolysé-biotine est mis en compétition avec du céfotaxime non hydrolysé vis-à-vis de la reconnaissance par les anticorps spécifiques présents dans les surnageants de culture. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine-G4 est ajoutée pour révéler la présence de céfotaxime intact couplé à la biotine.
Test 4 : Dans ce test, du céfotaxime non hydrolysé-biotine est mis en compétition avec du céfotaxime hydrolysé à la même concentration que le céfotaxime non hydrolysé utilisé dans le test 3, vis-à-vis de la reconnaissance par les anticorps spécifiques présents dans les surnageants de culture. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine-G4 est ajoutée pour révéler la présence de céfotaxime intact couplé à la biotine.
Pour les tests 1 et 2, l'apparition d'un signal dans les puits indique la présence d'anticorps anti-céfotaxime non hydrolysé et anti céfotaxime hydrolysé respectivement.
Pour les tests 3 et 4, une baisse des signaux proportionnelle à la concentration en inhibiteur révèle la présence d'anticorps reconnaissant l'inhibiteur : céfotaxime non hydrolysé (test 3) ou céfotaxime hydrolysé (test 4). D'autre part, ces tests permettent d'évaluer la spécificité relative des anticorps pour le céfotaxime non hydrolysé et le céfotaxime hydrolysé. Ainsi, si la baisse du signal est similaire pour les deux formes de céfotaxime, alors les anticorps possèdent la même affinité pour ces deux molécules. Si la baisse du signal est plus faible pour l'une des deux formes de céfotaxime, alors l'anticorps possède une affinité plus faible pour cette forme.
Ont été sélectionnés les puits pour lesquels est obtenu un signal pour le test 1 et pas de signal pour le test 2, une baisse du signal la plus importante du signal pour le test 3 et pas de baisse du signal pour le test 4. A la fin du processus de sélection, 18 hybridomes ont été conservés pour produire des anticorps monoclonaux.
D. Caractérisation des anticorps monoclonaux
Pour évaluer la spécificité de chaque anticorps monoclonal, les tests 3 et 4 ont été réalisés avec différentes concentrations de céfotaxime non hydrolysé et hydrolysé comme compétiteur. La spécificité a été déterminée en calculant le pourcentage de réaction croisées entre les deux formes de céfotaxime. Pour réaliser ce calcul, la concentration de céfotaxime non hydrolysé a été divisée par la concentration en céfotaxime hydrolysé qui entraine la même baisse de signal. Par exemple, si une baisse du signal est induite par 1 nmol/ml de céfotaxime non hydrolysé et par 100 nmol/ml de céfotaxime hydrolysé, alors le pourcentage de réaction croisée est de : 1/100=0.01 donc de 1%.
Pour réaliser ces tests, l'ensemble des solutions ci-après ont été préparées dans un tampon ayant pour composition : Tampon phosphate de potassium 0.1M pH 7.4 + PVP 0.1% + NaCl 0.15M + Azide de sodium 0.01%. Le céfotaxime-biotine intact a été utilisé à 0,3 pmol/ml. Pour le céfotaxime non hydrolysé et le céfotaxime hydrolysé, une gamme de concentration a été réalisée : 210 pmol/ml ; 21 pmol/ml ; 2,1 pmol/ml ; 0,21pmol/ml et 0 pmol/ml
Les solutions ont été déposées en microplaque 96 puits, sur la paroi desquels un anticorps anti-anticorps de souris (identique à celui utilisé dans les expériences de sélection des anticorps) a été préalablement immobilisé, à raison de 25μl de marqueur (Céfotaxime- biotine intact) et 25μl de compétiteur (Céfotaxime non hydrolysé ou hydrolysé). Puis 50μl de la solution d'anticorps ont été ajoutés. Les microplaques ont été incubées pendant une nuit à 4°C, puis, après lavage, 100μl de Streptavidine-G4 ont été ajoutés pendant 1 heure à température ambiante et sous agitation. Après lavage des puits, 200μl de chromogène (milieu d'Ellman) ont été déposés. La lecture de l'absorbance a été effectuée après 1 heure d'incubation sous agitation, à 414nm au spectrophotomètre. Les graphiques obtenus sont f([Céfotaxime]) = %B/Bo. Le signal Bo correspond à l'absorbance obtenue en absence de compétiteur (Absorbance maximale). Le signal B est l'absorbance obtenue dans le milieu où compétiteur et marqueur sont en interaction avec l'anticorps. Afin que la figure soit lisible, seuls les résultats obtenus avec quelques anticorps ont été représentés (figures 3A et 3B).
Pour 16 anticorps, aucune baisse du signal n'a été observée avec la plus forte concentration en céfotaxime hydrolysé (210 pmol/ml). Les réactions croisées sont donc inférieures à 0,1% (concentration minimale de céfotaxime non hydrolysé induisant une baisse de signal/ 210 pmol/ml, multiplié par 100). Pour les deux autres anticorps, une faible baisse du signal a été observée et les réactions croisées obtenues ne sont que de 0,008% et 0,045%.
On observe sur la figure 3A que les courbes de compétition obtenues avec le céfotaxime non hydrolysé avec les différents anticorps ne sont pas identiques. Alors que pour d'autres anticorps, les courbes de compétitions obtenues avec le céfotaxime non hydrolysé sont similaires (Figure 3B).
On observe donc que les courbes de compétition obtenues avec le céfotaxime non hydrolysé avec les différents anticorps ne sont pas identiques. Cela signifie que les anticorps impliqués sont différents. Ainsi, la spécificité des anticorps de l'invention n'est pas liée à une séquence protéique particulière du site de liaison de ces anticorps. C'est la conception de l'immunogène et la stratégie de sélection retenue qui a permis de sélectionner de tels anticorps.
Parmi ces 18 anticorps, celui qui présente la plus grande affinité pour le céfotaxime non hydrolysé (anticorps 3) a été sélectionné pour le développement du test de détection de l'activité céphalosporinase.
La spécificité d'un anticorps non retenu à l'issue de la sélection a également été analysée. La figure 4 démontre, pour cet anticorps non retenu, une baisse du signal plus importante pour le céfotaxime hydrolysé que pour le céfotaxime non hydrolysé, ce qui signifie que cette dernière forme est moins bien reconnue par l'anticorps non retenu.
E. Test de détection de l’activité B-lactamase selon l’invention
Les anticorps sélectionnés (Anticorps 1 ; 2 ; 3 ; 4 et 5) ont ensuite été utilisés sur des tests bandelettes par compétition.
Comme décrit précédemment, les bandelettes sont constituées de 4 parties distinctes :
1) Le papier échantillon (PE) pour le dépôt de l'échantillon.
2) Le papier conjugué (PC) où l'anticorps marqué (appelé également traceur) est séché. Ce papier peut être accessoire dans le cas où l'anticorps traceur est utilisé en format liquide. Dans ce cas 10μl d'anticorps traceur sont ajoutés à 100μl d'échantillon avant le dépôt sur la bandelette.
3) La membrane de nitrocellulose (MbNC) avec deux lignes (Ligne Test (LT) : BSA- Céfotaxime intact ; Ligne Contrôle (LC) : Anticorps anti-anticorps traceur).
4) Le papier absorbant (PA) pour permettre la migration de l'échantillon à travers la bandelette.
Paramètres du test bandelette
L'ensemble des solutions ci-après ont été préparées dans le tampon bandelette ayant pour composition : Tampon Tris/HCL 0.1M pH8 + NaCl 0.15M + Tween 20 0.5% + Chaps 1% + Azide de sodium 0.01%. Il permet la lyse des bactéries et la libération de son contenu (enzymes par exemple).
Les trois paramètres suivants ont été optimisés :
La quantité de traceur : L'anticorps choisi est couplé à l'or colloïdal (marqueur coloré), son absorbance a pu être mesurée à 530nm. De ce fait, dans les résultats, le terme absorbance (DO) relatif à l'or colloïdal est employé. Plusieurs DO ont ainsi été testées. L'objectif était de déterminer la plus petite quantité en traceur permettant d'observer un signal significatif 10 minutes après le dépôt de l'échantillon sur la bandelette.
La quantité BSA-céfotaxime intact sur la LT : une fois la DO en anticorps fixée, plusieurs concentrations de BSA-Céfotaxime intact sur la LT ont été testées (1 μL/cm). L'objectif était de fixer la concentration, non limitante pour le signal observé au niveau de la LT, la plus faible.
L'optimisation de ces deux paramètres a été conduite pour les 5 anticorps sélectionnés mais pour simplifier les figures seuls les résultats obtenus avec l'anticorps 3 ont été reportés.
La quantité de céfotaxime non hydrolysé à ajouter dans les échantillons : une fois les deux paramètres précédents déterminés, l'objectif a été de fixer la concentration minimale en céfotaxime intact à partir de laquelle aucun signal n'est observé sur la LT. Parallèlement, du céfotaxime hydrolysé a été ajouté pour vérifier que l'anticorps est bien spécifique de la forme non hydrolysée. Pour cela, une gamme de céfotaxime non hydrolysé et une gamme de céfotaxime hydrolysé ont été préparées avec du tampon bandelette : 1000ng/ml ; 100ng/ml ; 10ng/ml ; 1ng/ml.
Pour l'ensemble de ces trois paramètres, une échelle d'intensité de couleur a été utilisée pour évaluer les résultats obtenus sur les tests bandelettes. Cette échelle a été définie de 1 à 10, où chaque valeur est caractéristique d'une intensité de signal croissante.
Pour l'ensemble de ces tests, des microplaques 96 puits ont été utilisées. Pour lancer un test, 10μl de traceur sous forme liquide ont été ajoutés à 100μl de tampon contenant ou non du céfotaxime. Puis, une bandelette composée d'un papier échantillon, d'une membrane de nitrocellulose et d'un papier absorbant, a été déposée dans le puits. Une incubation de 10 minutes a été réalisée, puis l'intensité du signal a été évaluée avec l'échelle d'intensité de couleur.
Résultats
La DO en traceur a d'abord été optimisée. Sur la LT, une concentration par défaut de lmg/ml de BSA-Céfotaxime intact a été déposée. Les résultats des tests sont indiqués dans le Tableau 1.
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Tableau 1 : Optimisation de la DO en traceur.
Afin d'obtenir une intensité en signal suffisante, la DO :1 a été sélectionnée car elle se situe dans l'échelle d'intensité 8.5/9. Différentes concentrations en BSA-Cefatoxime non hydrolysé ont ensuite été déposées sur la LT (1μL/cm). La concentration de DO : 1 précédemment sélectionnée pour le traceur a été utilisée.
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Tableau 2 : Optimisation de la concentration en BSA-Céfotaxime sur la LT. L'intensité du signal n'augmente que très faiblement au-delà d'une concentration de 0.1mg/ml en BSA-Céfotaxime. C'est pourquoi cette concentration a été sélectionnée. Afin d'ajuster plus précisément les paramètres, différentes quantités en traceur ont été testées avec cette quantité de BSA-céfotaxime.
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Tableau 1 : Seconde optimisation de la DO en traceur.
Au vu de ces résultats, la concentration de 0.1mg/ml de BSA-céfotaxime sur la LT et la DO 0.5 en traceur ont été gardées, car le signal obtenu était autour 8.5.
La concentration en céfotaxime non hydrolysé à utiliser dans les échantillons a ensuite été déterminée. Un témoin est réalisé (condition à Ong/ml), pour voir le signal maximum pouvant être obtenu sur la LT (Tableau 4).
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Tableau 4 : Optimisation de la concentration en céfotaxime intact à ajouter dans les échantillons. ∅ : aucun signal n'a été observé sur la LT. Pour le céfotaxime non hydrolysé, la concentration à partir de laquelle du signal est visible sur la LT est de lng/ml. La concentration la plus faible permettant une disparition totale du signal (tous les sites de reconnaissance des anticorps traceurs occupés) est donc de 10 ng/ml.
Pour le céfotaxime hydrolysé, le signal est équivalent au témoin (les traceurs se fixent sur la LT). Comme attendu le céfotaxime hydrolysé n'est pas reconnue par l'anticorps traceur dont les sites de liaison sont libres pour interagir avec le céfotaxime de la LT.
La concentration de 10 ng/ml de BSA-Céfotaxime a ensuite été utilisée pour étudier les cinétiques d'hydrolyse du céfotaxime. Pour la même concentration en céfotaxime hydrolysé, aucune diminution du signal n'a été observée. L'hydrolyse du céfotaxime dans l'échantillon va donc entrainer une augmentation du signal au niveau de la LT.
A titre d'exemple, d'autres anticorps ont été testés. Les conditions d'utilisation des anticorps sont les suivantes : Anticorps 1, DO0.5, 0.3mg/ml de BSA-Céfotaxime ; Anticorps 2, DO1, 0.3mg/ml de BSA-Céfotaxime ; Anticorps 3, DO0.5, 0.1mg/ml de BSA-Céfotaxime ; Anticorps 4, DO0.5, 0.3mg/ml de BSA-Céfotaxime ; Anticorps 5, DO0.5, 0.3mg/ml de BSA-Céfotaxime (Tableau 5).
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Tableau 5 : Optimisation de la concentration en céfotaxime intact à ajouter dans les échantillons pour différents anticorps. 0 : aucun signal n'a été observé sur la LT.
Au vu de ces résultats, l'anticorps 3 a montré les meilleures performances sous le format bandelette car il permet de détecter une activité enzymatique pour la plus faible concentration en enzyme. Cependant, ce résultat montre que d'autres anticorps auraient pu être utilisés dans le cadre de ce procédé. Pour la suite des développements et optimisations, seul l'Anticorps 3 a été utilisé. Cinétiques d'hydrolyse avec une enzyme recombinante
Une fois les paramètres du test bandelette définis, des cinétiques d'hydrolyse ont été réalisées. Pour cette étude, l'enzyme CTXM-2, une BLSE, de chez Escherichia coli a été utilisée. L'objectif de ces cinétiques est de réussir à obtenir un signal positif « + » (signal visible sur la LT) le plus tôt possible, et à la concentration d'enzymes la plus faible possible.
Pour réaliser ces tests, l'ensemble des solutions ci-après ont été préparées dans le tampon bandelette ayant pour composition : Tampon Tris/HCL 0.1M pH8 + NaCl 0.15M + Tween 20 0.5% + Chaps 1% + Azide de sodium 0.01%. Il permet la lyse des bactéries et la libération de son contenu.
Les concentrations utilisées sont : 10ng/ml ; 3ng/ml ; lng/ml ; 0.3ng/ml ; 0.1ng/ml en enzymes, et sont incubées avec le céfotaxime intact à température ambiante. Deux témoins sont également réalisés contenant, soit uniquement du céfotaxime intact (aucun signal ne doit être observé sur la LT car la totalité des sites de fixation des traceurs est occupée), soit uniquement du tampon bandelette (signal maximal pouvant être obtenu sur la LT car la totalité des sites de fixation des traceurs est libre).
Dans cette étude, le traceur est dans un premier temps ajouté sous forme liquide (10μl à DO :0.5 sont ajoutés à 100μl de la solution enzymatique) puis, dans un deuxième temps, sous format séché sur un papier conjugué (10μl à DO :0.9). Le papier conjugué a par la suite été inséré sur la bandelette entre le papier échantillon et la membrane de nitrocellulose. De ce fait, deux types de bandelettes ont été utilisés, avec ou sans papier conjugué (PC). Il a été indiqué, pour chaque expérience, quel type de bandelette a été utilisé. La LT sur la membrane de nitrocellulose est composé de 0.1mg/ml de BSA- Céfotaxime non hydrolysé. Les différentes conditions ont été préparées puis incubées à température ambiante. Une fois le temps d'incubation écoulé, 100μl de solution ont été prélevés et déposés, soit dans un puits de microplaque, soit dans un puits de dépôt d'une cassette plastique.
Les échantillons ont été testés après 0 minute ; 15 minutes ; 30 minutes ; 45 minutes ; 60 minutes d'incubation. La lecture sur le test bandelette s'effectue après 10 minutes de migration. Un signal sur la LT est considéré comme « P ». Une absence de signal sur la LT est définie comme « N ». Une première cinétique d'hydrolyse a été réalisée à température ambiante. Les tests ont été réalisés en microplaques 96 puits, avec 100μl d'échantillon + 10μl de traceur en format liquide. Les bandelettes sans PC ont été déposées dans les puits. La concentration en céfotaxime intact est de 10ng/ml, avec une DO en traceur de 0.5 (Tableau 6).
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Tableau 6 : Cinétique d'hydrolyse à Température Ambiante du céfotaxime par une enzyme CTXM-2, traceur liquide (N : test négatif pas de signal à la LT ; P : test positif signal visible au niveau de LT).
Un signal est visible dès 15 minutes d'incubation pour 10ng/ml d'enzyme, et à 45 minutes pour 3ng/ml d'enzymes. La même expérience a été réalisée, mais cette fois-ci avec une incubation à 37°C (Tableau 7).
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Tableau 7 : Cinétique d'hydrolyse à 37°C du céfotaxime intact par CTXM-2, traceur liquide.
On observe dans le tableau 7 que Tincubation à 37°C n'a aucun effet sur les résultats. C'est pourquoi Tincubation à température ambiante a été sélectionnée.
Pour limiter le nombre de manipulation et ainsi faciliter l'utilisation du test, le traceur a été séché sur le PC. Il a été observé qu'après resolubilisation, une partie de l'anticorps traceur est adsorbée par le PC. Pour compenser cette absorption, il faut augmenter la quantité de traceur utilisé. La DO finale en traceur sur le PC a été de 0.9 pour ce premier essai. Les tests ont été réalisés en microplaques 96 puits, avec 100μl d'échantillon. La concentration en céfotaxime non hydro lysé a été de 10ng/ml. De nouvelles cinétiques d'hydrolyse ont été réalisées avec ce protocole (Tableau 8).
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Tableau 8 : Cinétique d'hydrolyse à TA du céfotaxime non hydro lysé par CTXM-2.
Un signal a été observé dès 15 minutes à 3ng/ml d'enzymes et dès 45 minutes à lng/ml. Le passage du traceur en format séché et l'augmentation de la DO a permis d'abaisser la concentration en enzymes nécessaire pour avoir un signal visible sur la LT. Toujours dans l'optique d'améliorer les performances du test, deux autres cinétiques d'hydrolyse ont été réalisées où la quantité en traceur dans le PC a été augmentée, soit 10 μl à DO :1 (Tableau 9), soit 10 μl à DO :1.5 (Tableau 10). Pour cette étude les bandelettes ont été insérées dans des cassettes plastiques et 100μl d'échantillon ont été déposés dans le puits de dépôt. La concentration en céfotaxime non hydro lysé a été de 10ng/ml. Les résultats ont été les suivants.
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Tableau 9: Cinétique d'hydrolyse du céfotaxime intact par une enzyme CTXM-2 (DO :1).
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Tableau 10 : Cinétique d'hydrolyse du céfotaxime non hydrolysé par CTXM-2 (DO1.5). L'augmentation de la DO en traceur a permis d'abaisser la concentration en enzymes nécessaire pour avoir un signal visible sur la LT. La DO 1.5 montre de meilleurs résultats avec une détection à lng/ml dès 15 minutes.
Les résultats obtenus montrent que la DO 1.5 permet une limite de détection lng/ml d'enzymes CTXM-2 après 15 minutes d'incubation.
Finalisation de l'adaptation et validation du test bandelette sur des colonies bactériennes
Pour finaliser l'adaptation du test bandelette et réaliser sa validation sur des colonies bactériennes, deux étapes ont été réalisées :
Identification du temps d'incubation du céfotaxime non hydrolysé avec des colonies bactériennes afin d'identifier une résistance bactérienne de type BLSE.
Pour réaliser ces tests, l'ensemble des solutions ci-après ont été préparées dans le tampon bandelette ayant pour composition : Tampon Tris/HCL 0.1M pH8 + NaCl 0.15M + Tween 20 0.5% + Chaps 1% + Azide de sodium 0.01%, qui permet la lyse des bactéries et la libération de son contenu.
La concentration en céfotaxime non hydrolysé a été de 10ng/ml dans du tampon bandelette. Deux témoins ont également été réalisés contenant, soit uniquement du céfotaxime non hydrolysé, soit uniquement du tampon bandelette. Le traceur a été séché sur le PC. La LT a été composée de 0.1mg/ml de BSA-Céfotaxime non hydrolysé. La migration s'est effectuée en cassette plastique.
150 μl de solution de céfotaxime non hydrolysé ont été prélevés et déposés dans un tube eppendorf. Une colonie bactérienne a été prélevée à partir d'une gélose LB avec un ose de 1μl, puis déposée dans le tube eppendorf préalablement préparé. Le tube a été vortexé cinq secondes, puis incubé selon le temps d'incubation souhaité à température ambiante. Les échantillons ont été testés après 5 minutes ; 10 minutes ; 20 minutes ; 30 minutes d'incubation. Une fois l'incubation terminée, 100μl ont été prélevés et déposés sur la bandelette. La lecture s'est effectuée après 10 minutes de migration. Un signal sur la LT a été considéré comme « P ». Une absence de signal sur la LT a été définie comme «N». Les résultats obtenus sont affichés dans le tableau 11. Trois groupes ont été définis : le groupe des BLSE, le groupe des carbapénémases (dégrade également le céfotaxime intact), et le groupe des bactéries non résistantes au céfotaxime.
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Tableau 11 : Détermination du temps d'incubation à température ambiante du céfotaxime avec des colonies bactériennes. N : résultat négatif ; P : résultat positif
Aucun signal sur la LT n'a été visible pour le groupe des bactéries non résistantes après
30 minutes d'incubation. Pour les groupes BLSE et carbapénémases, la totalité des colonies bactériennes a été détectée dès 20 minutes d'incubation, à l'exception de deux colonies bactériennes qui ont montré des signaux sur la LT faible. A 30 minutes, toutes les colonies dites résistantes ont bien été positives dans notre test.
Au regard des résultats obtenus, le temps d'incubation de 30 minutes a été sélectionné. En appliquant cette durée d'incubation, la totalité des colonies résistantes est bien positive et les colonies non résistantes sont négatives. Le test bandelette est donc bien adapté à l'utilisation sur colonies bactériennes.
Validation du test bandelette sur un souchier de bactéries sensibles ou résistantes aux céphalosporines de 3eme generations (C3G).
Afin de valider le test bandelette sur colonies bactériennes pour son utilisation en clinique, un souchier de bactéries résistantes aux céphalosporines a été utilisé.
Pour réaliser ces tests, l'ensemble des solutions ci-après ont été préparées dans le tampon bandelette ayant pour composition : Tampon Tris/HCL 0.1M pH8 + NaCl 0.15M + Tween 20 0.5% + Chaps 1% + Azide de sodium 0.01%. La concentration en céfotaxime non hydrolysé utilisée est de 25ng/ml dans du tampon bandelette. Le traceur est en format séché sur le PC. La LT est composée de 0.1mg/ml de BSA-Céfotaxime non hydrolysé. Une LC a été réalisée, elle est constituée d'anticorps anti-traceur. La migration s'effectue en cassette plastique.
Pour réaliser les tests, 150μl de solution de céfotaxime non hydrolysé ont été transférés dans un tube eppendorf. Une colonie bactérienne a été prélevée à partir d'une gélose URI- 4 avec un ose de 1μl, puis déposée dans le tube eppendorf préalablement préparé. Le tube a été vortexé cinq secondes, puis incubé pendant 30 minutes à température ambiante. Une fois l'incubation terminée, 100μl ont été prélevés et déposés sur le test bandelette. La lecture s'effectue après 10 minutes de migration. Un signal sur la LT est considéré comme « P ». Une absence de signal sur la LT est définie comme « N ».
Pour analyser les résultats, les bactéries ont été divisées en deux groupes : les producteurs de β-lactamases qui n'hydrolysent pas le céfotaxime et les producteurs de β-lactamases qui hydro lysent le céfotaxime (Tableau 12).
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Tableau 12 : Validation du test rapide sur colonies bactériennes
Les 38 souches qui ne peuvent pas hydro lyser le céfotaxime ont été testées négatives. Il n'y a donc eu aucun faux positif. Parmi les 300 souches pouvant hydrolyser le céfotaxime, toutes les souches ont donné un signal sur la LT. Conclusion
Dans les conditions testées, la bandelette test de l'invention a permis d'obtenir une sensibilité de 100% et une spécificité de 100% pour la détection d'une activité céphalosporinase en 40 minutes (incubation + migration). Ces performances sont parfaites pour une utilisation en diagnostic clinique et vétérinaire et aussi dans le cadre d'évaluation environnementale.
Exemple 2 : Détection de bactéries résistantes à un carbapénème
A. Conception et production des immunogènes
1) L'alcyne carbapénème (S. Saidjalolov, Chem. Eur. J., 2021) est une petite molécule incapable d'induire une réponse immunitaire indispensable à l'obtention d'anticorps. Il a donc été nécessaire de coupler cet antibiotique à une plus grosse molécule immunogénique, l'albumine bovine sérique (BSA). La production de l'immunogène (carbapénème-BSA), appelé immunogène A, s'est déroulée en deux étapes : l'étape 1 a consisté à produire de l'azoture BSA, puis l'étape 2 a couplé l'azoture BSA avec l'alcyne carbapénème.
Figure imgf000072_0001
2) En parallèle, un autre immunogène (carbapénème-BSA), appelé immunogène B, a été réalisé par d'autres réactions chimiques. La production de ce second immunogène s'est déroulée en trois étapes : l'étape 1 a consisté à produire du SMC-BSA, puis l'étape 2 a couplé l'amine-carbapénème (lannazzo L et al, 2016) avec le SATA (N-succinimidyl S- acetylthioacetate), et l'étape 3 a couplé le SMC-BSA avec le SATA-carbapénème.
Figure imgf000073_0001
3) L'immunogène A a été utilisé pour immuniser des souris. Pour réaliser les immunisations, des injections par voie sous-cutanée de 50μg de l'immunogène A/souris ont été réalisées toutes les trois semaines pendant trois mois (4 immunisations au total). Après 2 mois de repos pour les souris, de nouvelles injections de l'immunogène A ont été réalisées par voie intraveineuse à ces dernières : 50μg de produit/souris, une fois par jour pendant trois jours. Après deux jours de repos, les cellules de la rate de la souris ont été fusionnées avec des cellules de myélome de souris NSI, et des anticorps anti- carbapénème spécifiques dans des surnageants de culture de myélome ont été détectés à l'aide d'un test immunoenzymatique.
B. Production et purification des différentes formes de carbapénèmes
Pour la bonne réalisation de l'invention, il est indispensable que la différence d'affinité des anticorps de l'invention pour la forme intacte et hydrolysée de l'antibiotique soit maximale. Pour se faire, il a fallu disposer de carbapénèmes non-hydrolysés et de carbapénèmes hydro lysés.
Production des carbapénèmes-biotine non-hydrolysé et hydrolysé
1) Le carbapénème-biotine non-hydrolysé a été obtenu par couplage de l'amine- carbapénème et de la biotinamidohexanoic acid N-hydroxy-succinimide ester (NHS-LC- Biotin). La réaction chimique se produit entre le groupement NH2 de l'amine carbapénème et le groupement N-hydroxy-succinimide de la biotine. Le produit résultant, est appelé traceur A.
2) Le carbapénème-biotine hydrolysé (traceur A H) a été obtenue par réaction enzymatique avec des billes couplées à KPC-2 (Klebsiella pneumoniae carbapenemase), qui est une β-lactamase recombinante. Pour se faire, 50 μl de la solution de Billes-KPC- 2 à 20 mg/ml ont été ajoutés à 1 ml d'une solution de traceur A NH à 2 mg/ml. Après une réaction de 16 heures à 25°C, les Billes-KPC-2 ont été éliminées grâce à un aimant. Le surnageant contenant le traceur A H a été récupéré et purifié par chromatographie en phase inverse. Le poids moléculaire de ce traceur a été vérifié par spectrométrie de masse.
Figure imgf000075_0001
3) En parallèle, un second carbapénème-biotine non hydrolysé a été produit par un autre processus chimique. Il a été réalisé en couplant un alcyne-carbapénème et de la biotine couplée à un bras polyéthylène glycol (PEG) et d'une fonction azide (Biotin- dPEG®7-azide). Le produit résultant, est appelé traceur B NH.
4) Le carbapénème-biotine hydrolysé (traceur B H) a été obtenue par réaction enzymatique avec des billes couplées à KPC-2 (Klebsiella pneumoniae carbapenemase), qui est une β-lactamase recombinante. Pour se faire, 50 μl de la solution de Billes-KPC- 2 à 20 mg/ml ont été ajoutés à 1 ml d'une solution de traceur A NH à 2 mg/ml. Après une réaction de 16 heures à 25°C, les Billes-KPC-2 ont été éliminées grâce à un aimant. Le surnageant contenant le traceur B H a été récupéré et purifié par chromatographie en phase inverse. Le poids moléculaire de ce traceur a été vérifié par spectrométrie de masse.
Figure imgf000076_0001
Production des carbapénèmes non-hydrolysé et hydrolysé
1) Le carbapénème non-hydrolysé utilisé pour la sélection des anticorps est le méropénème (Sigma-Aldrich). Le méropénème non hydrolysé a été purifié par chromatographie en phase inverse sur un gradient eau/acétonitrile de 0 à 20% (pic isolé à 7.8% d'acétonitrile).
2) Le méropénème hydrolysé a été également obtenu par réaction enzymatique avec des billes couplées à KPC-2. La masse moléculaire de la molécule obtenue a été vérifiée par spectrométrie de masse,
3) La même procédure a été réalisée sur les quatre autres carbapénèmes que sont l'ertapénème, le tébipénème, le doripénème et l'imipénème.
4) Les composés décrits sur la Figure 8 ont été utilisés.
C. Production et sélection des anticorps d’intérêt
Quatre souris ont été immunisées avec l'immunogène A. Pour ce faire, des injections par voie sous-cutanée de 50μg d'immunogène A/souris ont été réalisées toutes les trois semaines pendant trois mois (4 immunisations au total). Après 3 mois de repos pour les souris et afin de sélectionner les souris présentant la meilleure réponse immunitaire, leurs anticorps ont été analysés avec un premier test. Dans ce test, les anticorps murins prélevés au cours du protocole d'immunisation ont été capturés par un premier anticorps antianticorps murin (AffïniPure Goat Anti-Mouse IgG + IgM (H+L) ; Jackson Immunoresearch LABORATORIES) immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration, en réalisant une incubation de 4 heures à température ambiante sous agitation douce. Après lavage, 100μL à 50ng/ml de traceur A NH ont été ajoutés dans chaque puits et une incubation à 4°C pendant une nuit est effectué. Après lavage, 100 μL de streptavidine-G4 à 1 UE/mL ont été ajoutés pour révéler la présence du traceur A NH et donc la présence d'anticorps anti-carbapénème non hydrolysé. L'activité de l'acétylcholinestérase (G4) a été mesurée par la méthode d'Ellman (Ellman et al., 1961). Le milieu d'Ellman comprend un mélange de 7,5 10-4 M iodure d'acétylthiocholine (substrat enzymatique) et de 2,5 10-4 M 5,5'-dithiobis (acide 2-nitrobenzoïque) (DTNB) (réactif pour la mesure colorimétrique du thiol) dans un tampon phosphate 0.1 M, pH 7,4. L'activité enzymatique a été exprimée en unités d'Ellman (UE). Une UE est définie comme la quantité d'enzyme produisant une augmentation de l'absorbance d'une unité pendant 1 min dans 1 ml de milieu, pour une longueur de trajet optique de 1 cm : elle correspond à environ 8 ng d'enzyme.
Après une heure d'incubation à température ambiante et après lavage, 200 μL de réactif de milieu d'Ellman sont ajoutés dans les puits. Après une heure, l'intensité des signaux est mesurée. L'intensité des signaux obtenus lors de ce test est alors proportionnelle à la quantité d'anticorps spécifiques du traceur A NH. Les souris ayant la meilleure réponse immunitaire (plus grande concentration en anticorps spécifiques) ont reçu de nouvelles injections intraveineuses d'immunogène A: 50μg de produit/souris, une fois par jour pendant trois jours. Après deux jours de repos, elles ont été sacrifiées et leurs splénocytes (cellules de la rate) ont été hybridés avec des cellules de myélome murin NSI afin d'obtenir des hybridomes.
A l'issue de la fusion, l'ensemble des cellules a été réparti dans les puits de 10 plaques de microtitration. Après une semaine, la présence d'anticorps reconnaissant le traceur A NH dans chaque puits a été analysée en utilisant le test 1 (figure 6). Ce test a permis de sélectionner et conserver les cellules de 93 puits produisant des anticorps anti- carbapénème non hydrolysé. Afin d'affiner cette sélection et ne garder que les hybridomes produisant des anticorps spécifiques du méropénème non hydrolysé, les surnageants de culture des puits sélectionnés ont été analysés à l'aide de 4 tests différents (figure 6) :
Test 1 : Dans ce test, les anticorps présents dans les surnageants de culture sont capturés par un premier anticorps anti-anticorps murin immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration. Une incubation est réalisée pendant 4 heures à température ambiante sous agitation. Après lavage, du traceur A NH- biotine est ajouté dans chaque puits. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine- G4 est ajoutée pour révéler la présence du traceur A NH et donc d'anticorps anti- carbapénème non hydrolysé.
Test 2 : Dans ce test, les anticorps présents dans les surnageants de culture sont capturés par un premier anticorps anti-anticorps murin immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration. Une incubation est réalisée pendant 4 heures à température ambiante sous agitation. Après lavage, du traceur A H est ajouté dans chaque puits. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine-G4 est ajoutée pour révéler la présence du traceur A H et donc la présence d'anticorps anti-carbapénème hydrolysé.
Test 3 : Dans ce test, du traceur A NH est mis en compétition avec du méropénème non hydrolysé vis-à-vis de la reconnaissance par les anticorps spécifiques présents dans les surnageants de culture. Pour se faire, les anticorps présents dans les surnageants de culture sont capturés par un premier anticorps anti-anticorps murin immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration. Une incubation est réalisée pendant 4 heures à température ambiante sous agitation. Après lavage, du traceur A NH et du méropénème non hydrolysé sont ajoutés dans chaque puits. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine-G4 est ajoutée pour révéler la présence du traceur A NH.
Test 4 : Dans ce test, du traceur A NH est mis en compétition avec du méropénème hydrolysé à la même concentration que le méropénème non hydrolysé utilisé dans le test 3, vis-à-vis de la reconnaissance par les anticorps spécifiques présents dans les surnageants de culture. Pour se faire, les anticorps présents dans les surnageants de culture sont capturés par un premier anticorps anti-anticorps murin immobilisé sur la paroi de puits d'une plaque de microtitration. Une incubation est réalisée pendant 4 heures à température ambiante sous agitation. Après lavage, du traceur A NH et du méropénème hydrolysé sont ajoutés dans chaque puits. Après une incubation à 4°C pendant une nuit et après lavage, de la streptavidine-G4 est ajoutée pour révéler la présence du traceur A NH.
Pour les tests 1 et 2, l'apparition d'un signal dans les puits indique la présence d'anticorps anti-carbapénème non hydrolysé et anti-carbapénème hydrolysé respectivement (cf. Figure 9).
Pour les tests 3 et 4, une baisse des signaux proportionnelle à la concentration en inhibiteur révèle la présence d'anticorps reconnaissant l'inhibiteur : méropénème non hydrolysé (test 3) ou méropénème hydrolysé (test 4). Ces tests permettent d'évaluer la spécificité relative des anticorps pour le méropénème non hydrolysé et le méropénème hydrolysé. Ainsi, si la baisse du signal est similaire pour les deux formes de méropénème les anticorps possèdent la même affinité pour ces deux molécules. Si la baisse du signal est plus faible pour l'une des deux formes de méropénème, alors l'anticorps possède une affinité plus faible pour cette forme (cf. Figure 9).
Les puits pour lesquels est obtenu un signal pour le test 1 et pas de signal pour le test 2, une baisse du signal la plus importante du signal pour le test 3 et pas de baisse du signal pour le test 4 ont été sélectionnés. A la fin du processus de sélection, 20 hybridomes ont été conservés pour produire des anticorps monoclonaux.
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Claims

Revendications
1. Procédé pour détecter la présence d'une enzyme β-lactamase fonctionnelle, de préférence à spectre élargi, dans un échantillon, ledit procédé utilisant au moins un anticorps monoclonal reconnaissant spécifiquement une molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, ledit anticorps ne reconnaissant pas la même molécule antibiotique hydrolysée, et la molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact reconnue spécifiquement par ledit anticorps.
2. Procédé selon la revendication 1, comprenant les étapes suivantes : a) Mettre en contact ledit échantillon avec ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, b) Mettre ledit anticorps monoclonal au contact de l'échantillon obtenu à l'issue de l'étape a), c) Détecter si ledit anticorps monoclonal est complexé audit antibiotique intact.
3. Procédé selon la revendication 1 ou 2, comprenant les étapes suivantes, dans cet ordre: a) Mettre en contact l'échantillon à tester avec ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, non marquée, b) Mettre l'échantillon obtenu après l'étape a) en contact avec ledit anticorps, qui a été immobilisé au préalable sur un support solide, c) Mettre ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, marquée, en contact avec ledit anticorps, ou avec l'échantillon de l'étape b) contenant ledit anticorps, d) Détecter si ledit anticorps est complexé à ladite molécule antibiotique ajoutée à l'étape c).
4. Procédé selon la revendication 2, comprenant les étapes suivantes, dans cet ordre : a) Mettre l'échantillon à tester en contact avec ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, non marquée, b) Mettre en contact l'échantillon obtenu après l'étape a) avec ledit anticorps, qui a été marqué, c) Mettre en contact la solution de l'étape b) avec ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, qui a été immobilisée sur un support solide, d) Détecter si ledit anticorps marqué est complexé à l'antibiotique intact mis en contact à l'étape c).
5. Procédé selon la revendication 4, comprenant les étapes suivantes, dans cet ordre : a) Mettre l'échantillon à tester en contact avec ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, non marquée, b) Mettre en contact l'échantillon obtenu après l'étape a) avec ledit anticorps, et avec au moins un anticorps reconnaissant spécifiquement une enzyme β-lactamase, lesdits anticorps ayant été marqués, c) Mettre en contact la solution de l'étape b) avec ladite molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact et avec des anticorps reconnaissant spécifiquement une enzyme β-lactamase, qui ont été immobilisés sur un support solide, d) Détecter si lesdits anticorps marqués sont complexés à l'antibiotique intact et/ou aux anticorps anti-β-lactamase, mis en contact à l'étape c).
6. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que l'échantillon contient des bactéries.
7. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que ledit support solide est une bandelette.
8. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce que ledit anticorps reconnait spécifiquement le céfotaxime ou le méropénème dont le cycle β- lactame est intact.
9. Bandelette contenant :
1) une zone pour déposer l'échantillon, sur laquelle a été déposé au moins un anticorps reconnaissant spécifiquement une molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, ledit anticorps ne reconnaissant pas la même molécule antibiotique hydrolysée, ledit anticorps ayant été marqué au préalable,
2) une zone de réaction, comprenant :
- au moins une ligne test sur laquelle l'antibiotique à cycle β-lactame intact ayant servi à produire au moins un des anticorps déposés dans la zone de dépôt 1) a été immobilisé, et
- une ligne contrôle sur laquelle des anticorps reconnaissant les anticorps présents sur la zone 1) ont été immobilisés, et
3) une zone d'absorption favorisant la migration des anticorps, ladite zone étant située à l'extrémité opposée de la zone de dépôt 1).
10. Bandelette de la revendication 9, sur laquelle des anticorps reconnaissant une enzyme β-lactamase ont en outre été déposés et/ou immobilisés, de préférence sur la zone de dépôt 1) et sur une seconde ligne test dans la zone de réaction.
11. Bandelette de la revendication 10, contenant :
- la zone 1) pour déposer l'échantillon, sur laquelle ont en outre été déposés des anticorps reconnaissant une enzyme β-lactamase, lesdits anticorps ayant été marqués au préalable,
- la zone 2) de réaction, comprenant en outre au moins une ligne test sur laquelle des anticorps reconnaissant une enzyme β-lactamase ont été immobilisés, les anticorps anti-β-lactamase déposés sur la zone 1) et les anticorps anti-β-lactamase immobilisés sur la zone de réaction 2) détectant de préférence des épitopes différents des mêmes enzymes β-lactamase.
12. Bandelette selon l'une des revendications 9, 10 ou 11, caractérisée en ce que ledit anticorps reconnait spécifiquement le céfotaxime ou le méropénème dont le cycle β- lactame est intact.
13. Kit contenant :
- au moins une bandelette telle que définie dans la revendication 9, 10, 11 ou 12, et
- un récipient séparé contenant l'antibiotique à cycle β-lactame intact ayant servi à obtenir l'anticorps immobilisé sur la zone de dépôt 1) de la bandelette,
- optionnellement, un récipient séparé contenant une enzyme β-lactamase et/ou un échantillon ne contenant pas d'enzyme β-lactamase.
14. Utilisation d'un anticorps monoclonal reconnaissant spécifiquement une molécule antibiotique contenant un cycle β-lactame intact, ledit anticorps ne reconnaissant pas la même molécule antibiotique hydrolysée, pour détecter la présence d'une enzyme β- lactamase fonctionnelle, de préférence à spectre élargi, dans un échantillon.
15. Utilisation selon la revendication 14, caractérisée en ce que ledit anticorps reconnait spécifiquement une molécule antibiotique choisie parmi les pénicillines, les céphalosporines, les monobactames, les carbapénèmes, les céphamycines, dont le cycle β-lactame est intact.
16. Utilisation selon la revendication 14 ou 15, caractérisée en ce que ledit anticorps reconnait spécifiquement une molécule antibiotique choisie parmi la benzylpénicilline (pénicilline G), la phénoxyméthylpénicilline (pénicilline V), la méticilline, la dicloxacilline, la fucloxacilline, l'amoxyicilline, l'ampicilline, la pipéracilline, la ticarcilline, l'azlocilline, la carbénicilline, la céphalexine, la céphalotine, la céphazoline, le céfaclor, la céfuroxime, la céfamandole, le céfotétan, la céfoxitine, la ceftriaxone, la céfixine, le céfotaxime, la ceftazidime, la céfépime, la ceftaroline, le ceftobiprole, la cefpirome, la thiénamycine, l'imipénème, le méropénème, l'ertapénème, le doripénème, l'aztréonam, le cefmétazole, et le latamoxef, dont le cycle β-lactame est intact.
17. Utilisation selon l'une des revendications 14 à 16, caractérisée en ce que ledit anticorps reconnait spécifiquement le céfotaxime ou le méropénème dont le cycle β- lactame est intact.
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