WO2006048306A1 - Strukturierte copolymere träger für die massenspektrometrie - Google Patents

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WO2006048306A1
WO2006048306A1 PCT/EP2005/011834 EP2005011834W WO2006048306A1 WO 2006048306 A1 WO2006048306 A1 WO 2006048306A1 EP 2005011834 W EP2005011834 W EP 2005011834W WO 2006048306 A1 WO2006048306 A1 WO 2006048306A1
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methacrylate
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Ales Svatos
Alexander Muck
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MAX-PLANCK-Gesellschaft zur Förderung der Wissenschaften e.V.
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    • H01J49/0418—Sample holders or containers for laser desorption, e.g. matrix-assisted laser desorption/ionisation [MALDI] plates or surface enhanced laser desorption/ionisation [SELDI] plates

Definitions

  • the present invention relates to novel polymeric supports, in particular for mass spectrometry, and to processes for their preparation.
  • MALDI-MS matrix-assisted laser desorption / ionization mass spectrometry
  • SELDI-MS surface-assisted laser desorption / ionization mass spectrometry
  • Plastic carrier recommended. As suitable examples of such polymeric plastics, in the prior art e.g.
  • a first object of the present invention over this prior art has been to increase the detection sensitivity of mass spectrometric assays for biological macromolecules such as proteins and nucleic acids using such polymeric sample carriers in a simple and cost effective manner.
  • a related second object has been to provide a simpler and less expensive process for preparing polymeric supports, particularly for mass spectrometry.
  • structured polymeric supports having desired surface properties can be prepared in a simple, rapid and inexpensive manner by directly adding a polymerization solution containing the required monomer components to obtain a polymer or copolymer having the desired properties in a form corresponding to the intended three-dimensional structure of the carrier is brought to the polymerization.
  • sample carriers can also be used in small laboratories for e.g. Mass spectrometry analyzes tailored to the specific requirements of each sample to optimize the detection sensitivity of mass spectrometric assays.
  • the present invention discloses novel structured copolymer supports for spectrometry and spectroscopy, in particular specimen carriers for mass spectrometry, with improved surface properties and a particularly advantageous
  • a new process for the preparation of these structured polymeric carrier in which a polymerization solution containing the monomers or macromonomers to be polymerized, in a form comprising a negative of the desired structure is brought to polymerization and the polymers formed from the mold become.
  • the term "polymerization” is intended to encompass all types of conversion of relatively low molecular weight compounds, “monomers”, into high molecular weight compounds, “polymers”, and in addition to polymerization in the strict sense, which proceeds steplessly include polycondensation and polyaddition as step reactions.
  • the relatively low molecular weight compounds may also be oligomers or short-chain polymers (molecular weight in the range from about 100 to 100,000 daltons), so-called “macromonomers”, which are further polymerized like simple monomers.
  • Graft copolymers are prepared in which the Hauptpoly ⁇ mergerüst is provided with side chains of a particular comonomer hen.
  • the polymeric or copolymeric carriers produced can be selected from a broad spectrum of known plastics, for example polyesters, polycarbonates, polyolefins, poly (meth) acrylates, in particular polymethyl methacrylates, or copolymeric derivatives thereof, with the proviso that the basic suitability for the desired Verwen ⁇ purpose, eg as a sample carrier for mass spectrometry must be given.
  • the basic properties required in each case, for example hardness, resistance to laser action, certain solvents, etc., and the corresponding basically suitable plastics are readily apparent to the person skilled in the art.
  • the surface properties of the polymeric or copolymeric support are determined by suitable choice of the monomer components in the desired manner. For example, by using a monomer having strongly polar or charged substituents, the surface charge can be influenced and ionic interactions promoted. To generate or increase a negative surface charge and attract positively charged analytes, it is possible, for example, to use monomers with sulfo, hydroxy or carboxy groups.
  • Some non-limiting examples thereof are methacrylic acid, acrylic acid, carboxyethyl acrylate, hydroxymethyl methacrylate, hydroxyethyl methacrylate, hydroxypropyl methacrylate, acryloyl oxyhydroxypropyl methacrylate, 2- (2-ethoxyethoxy) ethyl methacrylate, monohydroxystyrene, methylpropenesulfonic acid, sulfoethyl methacrylate, sulfopropyl acrylate, 2- (methyl) - 12-crown-4-methacrylate, 2- (methyl) -15-crown-5-methacrylate, 2- (methyl) -18-crown- ⁇ -methacrylate, etc.
  • monomers with amino groups can be used. Some non-limiting examples of these are aminoethyl methacrylate, aminopropyl methacrylate, N- (3-aminopropyl) methacrylamide, N- (3-vinylbenzyl) -N, N-dimethyloctadecyl ammonium chloride, etc.
  • a base monomer having moderate hydrophobicity, such as methyl methacrylate. can be converted into a copolymer having a desired degree of hydrophobicity by copolymerization with a more hydrophobic monomer in order to enhance, for example, the binding of hydrophobic samples to the carrier surface.
  • hydrophobic comonomers are C 2 -i ⁇ 8 alkyl methacrylate, hexafluorobutylmethacrylate and subsequently more complete fluorinated alkyl methacrylates.
  • a partially aromatic comonomer the interaction of a non-aromatic base homopolymer with analytes containing an aromatic or heteroaromatic group, be strengthened.
  • analytes are, for example, proteins and peptides containing phenylalanine, tryptophan or tyrosine, aromatic fatty acids and triglycerides.
  • aromatic comonomers include benzyl acrylate, benzyl methacrylate, divinylbenzene, styrene and derivatives thereof, furfuryl methacrylate, anthracenylmethyl acrylate, N-acryloxysuccinimide, 4-chlorophenyl acrylate, 4-methacryloxy-2-hydroxybenzophenone, 2- (2 x -methacryloxy-5 * -methylphenyl) benzotriazole etc.
  • a stepless polymerization takes place and the polymerization solution used comprises at least one monomer or a macromonomer derived therefrom which comprises at least one vinyl group.
  • the polymerization solution comprises at least two different such monomers or macromonomers.
  • this monomer or these monomers are from the group of (meth) acrylic acid, (meth) acrylates, substituted (meth) acrylates, (meth) acrylamides, substituted (meth) acrylamides, (meth) acrylonitrile, substituted (Meth) acrylonitrile, styrene and substituted styrenes, divinylbenzene and substituted divinylbenzene, butadiene, ethylene glycol dimethacrylate, di (ethylene glycol) dimethacrylate, ethylene glycol diacrylate, di (ethylene glycol) diacrylate, 3- (acryloyl-oxy) -2-hydroxypropyl methacrylate and N, N "-methylenebismethacrylamide.
  • the optionally substituted (meth) acrylates are alkyl (meth) acrylates, substituted alkyl (meth) acrylates, aryl (meth) acrylates or substituted aryl (meth) acrylates.
  • the substituted alkyl (meth) acrylates or substituted aryl (meth) acrylates may have, for example, sulfo, hydroxy, carboxy or amino functionalities. Some non-limiting examples are methacrylic acid. ? PCT / EP2005 / 011834
  • acrylic acid carboxyethyl acrylate, hydroxymethyl methacrylate, hydroxyethyl methacrylate, hydroxypropyl methacrylate, acryloyloxyhydroxypropyl methacrylate, 2- (2-ethoxyethoxy) ethyl methacrylate, sulfoethyl methacrylate, sulfopropyl acrylate, 2- (methyl) -12-crown-4-methacrylate, 2- ( Methyl) -15-crown-5-methacrylate, 2- (methyl) -18-crown- ⁇ -methacrylate, aminoethyl methacrylate, aminopropyl acrylate, etc.
  • the polymerization mixture comprises, as the main monomer, ethyl or methyl methacrylate and one or more comonomers which desirably modify the surface properties of the polyethyl or polymethyl methacrylate homopolymer.
  • alkyl methacrylate comonomer having a longer alkyl chain than methyl or ethyl, preferably in the range of C 3 -C 8 , for example propyl, butyl, pentyl, hexyl, heptyl, octyl, Nonyl, decyl, undecyl, duodecyl to octadecyl, or of fluorinated alkyl methacrylates as mentioned above.
  • comonomers with sulfo, hydroxy or carboxy groups for example aryl or alkyl methacrylates, preferably alkyl methacrylates, with sulfo, hydroxy or carboxy groups ⁇ be set.
  • Some nonlimiting examples are methacrylic acid, acrylic acid, carboxyethyl acrylate, hydroxymethyl methacrylate, hydroxyethyl methacrylate, hydroxypropyl methacrylate, acryloyloxyhydroxypropyl methacrylate, 2- (2-ethoxyethoxy) ethyl methacrylate, sulfoethyl methacrylate, sulfopropyl acrylate, 2- (methyl) -12-crown-4-methacrylate, 2- (methyl) -15-crown 5-methacrylate, 2- (methyl) -18-crown-6-methacrylate.
  • comonomers having amino groups e.g. Aryl or alkyl methacrylates having amino groups, preferably aminoalkyl methacrylates, e.g. Aminoethyl methacrylate, aminopropyl methacrylate.
  • comonomers having aryl groups preferably aryl methacrylates.
  • Some non-limiting examples of these are benzyl acrylate, benzyl methacrylate, anthracenyl methyl acrylate, furfuryl methacrylate, 4-chlorophenyl acrylate.
  • the proportions of the various comonomers can vary from 0.001 to 99.999%, more particularly from 0.01 to 99.99%, typically from 0.1 to 99.9%, preferably from 1 to 99%, particularly preferably from 10 to 90%, vary.
  • the polymerization solution contains substantially only one monomer to form a homopolymer.
  • a preferred monoethylenically mer in this embodiment is a C 4 - 6 alkyl methacrylate, preferably butyl methacrylate, or a substituted, for example, hydrophilic substituted, derivative thereof.
  • the polymerization reaction used may be an ionic or radical polymerization. Accordingly, the polymerization solution in addition to the monomers and, where appropriate, solvents and / or other auxiliaries also contain a catalyst for the ionic or radical polymerization. Suitable catalysts for the respective reaction type and the respective monomer types are known in the prior art.
  • the polymerization is a radical polymerization which is e.g. X-ray or gamma radiation, UV light or thermal treatment
  • the polymerization solution contains a radical polymerization catalyst.
  • a radical polymerization catalyst for copolymers based on methacrylate in particular, benzoin methyl ether ( ⁇ -methoxy- ⁇ -phenylacetophenone) is a preferred catalyst for a radical polymerization under UV light.
  • benzoin methyl ether ⁇ -methoxy- ⁇ -phenylacetophenone
  • other known catalysts are also suitable.
  • the radical polymerization is initiated by UV light.
  • UV light for the polymerization of monomers based on methacrylate is preferably UV light of a wavelength in the range of 350- 400 nm, in particular about 365 nm used.
  • the polymerization and the formation of the structured supports may in principle be carried out under various conditions by any known and suitable method, e.g. Injection molding, pressure casting, molding under atmospheric pressure, etc., take place.
  • the preparation of the structured supports takes place under ambient conditions, ie atmospheric pressure and ambient temperature.
  • ambient conditions ie atmospheric pressure and ambient temperature.
  • the UV-induced polymerization reaction usually after a few hours, preferably about 1 to 2 hours completed.
  • the molding of the polymeric supports preferably takes place simultaneously with the polymerization, in that a polymerization solution containing the monomers or macromonomers to be polymerized is polymerized directly in a mold comprising a negative of the desired structure becomes.
  • a polymerization solution containing the monomers or macromonomers to be polymerized is polymerized directly in a mold comprising a negative of the desired structure becomes.
  • the molded part which represents the negative of the desired support structure, can in principle be made of a very wide variety of materials, e.g. Glass, metal, plastic, exist, depending on be ⁇ may have very different size and shape and be prepared in any known manner. It is, however, necessary that the desired microstructures, which in the case of carriers for mass spectrometry, typically have a depth in the range from 1 to 1000 ⁇ m, more often 10 to 100 ⁇ m, e.g. 50 ⁇ m, can be transferred to the polymerization products with great accuracy, and the resulting polymers or copolymers can be easily removed from the mold. In addition, the molding should be as simple and inexpensive to produce.
  • this molded part is a silicon wafer, and more preferably, the structure of the silicon wafer is produced by photolithography, followed by chemical and / or physical treatment of the wafer, eg, wet chemical etching.
  • the structure of the silicon wafer is produced by photolithography, followed by chemical and / or physical treatment of the wafer, eg, wet chemical etching.
  • Example 2 Minutes and is described in Example 2 as well as the actual polymerization and subsequent further treatment of the polymers formed.
  • the polymeric carriers produced according to the invention have improved surface properties compared to conventional sample carriers, which can be adjusted as a function of the analytes to be investigated specifically.
  • the analytes are preferably biomolecules, ie naturally occurring compounds in living organisms, and metabolites, ie metabolites of different types.
  • the analytes are typically proteins, peptides, nucleic acids, lipids and other small and large biomolecules, but may also include small and large molecules of non-biological origin.
  • a particular advantage of these carriers is that the sample material may contain impurities such as salts, detergents, buffers, etc., which can easily be separated from the more strongly binding analyte due to the poorer binding to the carrier surface.
  • the analyte molecule freed from impurities then delivers a comparatively stronger signal with less background noise directly in the respective detection system, preferably MALDI or SELSI mass spectrometry and / or emission spectroscopy or absorption spectroscopy (eg fluorescence spectroscopy) in lower concentrations be detected. That is, the detection sensitivity of such assays can be significantly increased.
  • sample carriers according to the invention thus permit sample purification or specific adsorption of the samples and their direct measurement on the same platform without further modification steps.
  • no pump systems and longer separation times are required, the application of an electrical voltage for desalting / sample adsorption is unnecessary, and no porous structures need to be produced which permit elution of the sample from the system (as in the case of monolithic solid-phase extraction systems, for example) and restrict the spectrum of production or application possibilities for the carriers.
  • the copolymeric supports with special surface properties can also be used advantageously for all other applications in which the preferred bonding of specific types of furniture to a support material is used. Examples of these are, above all, other spectrometry techniques, e.g. emission and absorption spectroscopy, and combinations of other spectrometry techniques with mass spectrometry, e.g. a combination of MALDI mass spectrometry and fluorescence spectroscopy.
  • other spectrometry techniques e.g. emission and absorption spectroscopy
  • combinations of other spectrometry techniques with mass spectrometry e.g. a combination of MALDI mass spectrometry and fluorescence spectroscopy.
  • copolymeric surfaces having functionalities are used, to which linker or spacer molecules can be coupled.
  • molecules of interest can be bound to these in a known manner.
  • An example of application of this principle is demonstrated by the enzymatic assay of Example 7, wherein an enzyme (alkaline phosphatase) has been bound to the surface via a spacer molecule. In this way, the free mobility of the enzyme and thus its activity was ensured with respect to a selected substrate, so that a direct and sensitive monitoring of the enzyme activity by MALDI mass spectrometry and UV / VIS spectroscopy was possible.
  • FIG. 1 is a general diagram illustrating the preparation of copolymeric supports according to the invention and their use in a spectrometric method: selected monomers (here A and B) become a chain under suitable conditions (eg catalyst, UV light) with n units of any desired (if desired ein ⁇ settable) sequence polymerized and provide on the Ober ⁇ surface of the resulting copolymer (and throughout in the entire material) different locations (a) and (b) for the interaction with the samples to be examined riding.
  • a complex sample containing analyte molecules (c) and interfering molecules (d) e.g., salts, detergents, buffers, etc.
  • d interfering molecules
  • the analyte molecule preferentially binds to the surface due to the specially adjusted surface properties of the carrier, and the contaminating molecules having a lower affinity for the surface are easily removed.
  • the liberated from impurities analyte molecule then provides in the respective detection system, a relatively stronger signal with less background noise.
  • FIG. 2 shows photographs of a silicon wafer negative (a) prepared according to Example 1 and of the polymeric carrier chip (b) produced therewith in accordance with Example 2.
  • Fig. 3 shows MALDI-TOF spectra of equine heart myoglobin in 4 M urea and 0.1% trifluoroacetic acid on a poly (butyl methacrylate-co-methyl methacrylate) support after in situ desalting on support (a) and without Desalination (b) and the corresponding comparison spectra after and before desalting on a PMMA sample carrier (c, d) and a steel sample carrier (e, f).
  • Fig. 4 shows MALDI-TOF spectra of a PAGE gel electrophoresis sample of insect ⁇ 11-desaturase membrane protein fragment (MW 15534 Da) in 100 mM phosphate, 10 mM TRIS buffer, 0.5 M NaCl salt and 10 mM EDTA elution buffer after in situ desalting on the poly (butyl methacrylate-co-methyl methacrylate) sample carrier (4b) and comparative spectra without desalting (4a).
  • FIG. 5 shows microphotographs of the enzymatic hydrolysis of p-nitrophenol phosphate (transparent) to free p-nitrophenol (dark) in two parallel batches (A, B).
  • the fields Aa and Ba correspond to wells in which phosphatase was coupled directly to the carrier surface, while the fields Ab, Ac or Bb and Bc correspond to wells in which the Phosphata ⁇ se was coupled via a linker to the copolymeric chip.
  • the method according to the invention was used to produce structured sample carriers for mass spectrometry whose structure and dimensions corresponded to those of conventional sample carriers made of steel, in order to enable their use in customary mass spectrometry devices. Specifically, chips in the dimensions 50 x 50 x 2 mm with 100 square-shaped positions of 2 mm side length were produced in 10 x 10 rows. The distance between the individual positions was 2.26 mm. EXAMPLE 1
  • the chips were produced by shaping under atmospheric pressure.
  • a p-type silicon wafer of ⁇ 100> orientation and 100 mm in diameter was first prepared by a combination of photolithography and wet chemical etching.
  • an airbrush process was used to apply the photoresist layer.
  • a reproducible coating of silicon wafers was achieved with a self-made glass
  • Airbrush consisting of an internal spray device
  • the negative tone resist SU-8 5 (Microchem, Inc., Newton, MA, USA) was diluted with acetone (50 ml, 3/2 v / v). The resist mixtures were homogenized by sonicating for ten minutes in the dark and sprayed onto the silicon wafer manually at a vertical distance of 20 cm for 10 seconds at a constant air pressure of 2 bar. Under these simple conditions, resist layers of 10-15 ⁇ m thickness could be deposited.
  • the photolithography masks were produced using commercial imaging software as negatives of the replicated structures and printed on standard PMMA transparencies for the laser printer with an optimized black and white resolution of 1200 dpi. After Coating the wafers were dried for 30 minutes at 90 0 C and then covered with the photomask for the UV exposure. The alignment was done manually in the "flat" orientation of the wafer. The wafer was then covered with a quartz glass plate (150 x 150 x 2 mm) and exposed to UV light for 30 minutes (365 nm, 8 W, 550 ⁇ W / cm 2 at a distance of 15 cm, Carl-Roth).
  • EXAMPLE 2 An open mold for the polymerization was formed by placing a square aluminum plate as a spacer between a wafer prepared as in Example 1 as a negative and a glass plate and fixing it with Teflon tape and laboratory clamps. The spacer had a 1 mm wide inlet opening for the monomer solutions. The desired monomer solutions
  • Alumina grade CG20 exempted from hydroquinone inhibitor, degassed (e.g., by sonication), and introduced into the mold.
  • the polymerization solution contained 0.3% (w / v) of benzoin methyl ether as a catalyst.
  • the polymerization was carried out by UV irradiation (365 niti, 8 W, Carl Roth) for about 1
  • the polymer carriers were used without prior surface treatment, while the sample carriers made of stainless steel were washed with concentrated nitric acid with a short amount of sound to remove any contamination, rinsed with deionized water and dried in air.
  • 1.2 ⁇ l of myoglobin solution (in 0.1% trifluoroacetic acid, TFA) was mixed with 1.2 ⁇ l of a solution solution of sinapinic acid matrix (9 mg / ml in 60/40 vol. / Vol. 0.1% TFA / acetonitrile) mixed with the aid of 10 ul Eppendorfspitzen ge and aliquots of 1.2 ul to thePhilsposi ⁇ applied.
  • the drops were allowed to air dry at ambient temperature and the carrier plates were introduced into the MALDI source.
  • the samples containing buffer salts were prepared in the same manner and dried at ambient temperature.
  • the desalting procedure was performed by simply applying 1.5 ⁇ l 0.1% TFA for 1 minute, followed by droplet removal using a new 10 ⁇ l pipette tip. The desalted coating positions were allowed to dry and introduced to the MALDI source.
  • the spectra were recorded using a TofSpec 2E-MALDI TOF instrument (Micromass, Manchester, UK) operated in both linear and reflectron delayed excursion modes.
  • the desorption / ionization was carried out with a CO 2 UV laser (337 nm, 4 ns pulses with 180 mJ).
  • the positive ions were exposed to a acceleration potential of 20 kV and detected using a dual microchannel plate (MCP) detector.
  • Matrix ions were suppressed with an exclusion of low masses (m / z 600). In each case 5 laser pulses per measurement were triggered and the spectra obtained were average values of at least 20 consecutive measurements. Smoothed and baseline corrected data were calibrated using calculated mono-isotopic masses of (M + H) peaks, if necessary, and recorded and analyzed on a PC workstation using the Mass-Lynx 3.2 software.
  • FIG. 3a shows the spectrum of a 10 pmol myoglobin sample in 4 M urea which has been treated with matrix as described above. solution was mixed and applied. After drying and desalting by incubation for one minute with 0.1% TFA solution, the salts predominantly dissolved in the aqueous phase were removed and the more hydrophobic proteins were retained on the hydrophobic sample carrier. The small amount of matrix, which also remained, was sufficient to ionize the protein. A strong molecular ion peak was observed next to the double protonated molecular ion and singly protonated dimer peaks.
  • MALDI-TOF mass spectrometry under the conditions described in Example 3 was performed with 20 pmol of the ⁇ -ll desaturase membrane protein fragment 90-180 (MW 15534 Da) in a complex buffer containing 100 mM sodium dihydrogen phosphate and 10 mM TRIS buffer , 0.5 M NaCl and 10 mM EDTA.
  • the samples were desalted as described in Example 3 and the efficient adsorption of the hydrophobic membrane protein on the sample support according to the invention resulted in an intense molecular ion peak (FIG. 4b), while the non-desalted sample of a comparison approach gave only a minimal signal (FIG. 4a).
  • such a prepolymer solution can be kept refrigerated for a relatively long period of time.
  • the viscous solutions were kept in vacuum for 1 minute in order to prevent gas from releasing gas during the polymerization process.
  • the solutions were then introduced into identical molds having the desired negative structure and polymerized for about 2 hours under UV light having a wavelength of 365 nm.
  • the liberation from the mold was carried out as described in Example 2. After rinsing the surfaces of the prepared sample carriers with 5 mM ammonium hydroxide solution, the surfaces were negatively charged as a result of the dissociation of protons of the carboxy or sulfo functionalities.
  • the sulfoethyl methacrylate modified copolymer A gave an S / R ratio of 45 for the peak of 1278.67 Da versus an S / R ratio of 2 for a sample without desalting.
  • a higher S / R value of 62 was obtained for the identical ion for Copolymer B (methacrylate-modified material) versus an S / R value of 2.5 for the undepleted sample.
  • the slightly lower value for material A is likely to be due to a partial uptake of water molecules due to the increased hydrophilicity of the material.
  • the 2-aminoethyl methacrylate was first after the following
  • the viscous aminoethyl monomer solution was mixed with an inhibitor-free methyl methacrylate solution, and the mixture was first converted under analogy to Example 5 under UV light into a prepolymer solution and then polymerized under UV light.
  • the copolymers were released from the mold as described above and stored overnight under vacuum.
  • 2 ⁇ l of a DNA ladder (containing 10, 20 and 30 bp, corresponding to about 3500, 7000 and 14000 Da, Promega) in a concentration of 60 pmol / ⁇ l in 10 mM Tris-HCl buffer, pH 4, 9, 50 mM KCl, 5 mM MgCl 2 and 0.1 mM EDTA were applied to the sample carrier to test the signal enhancement.
  • a standard steel sample carrier (Micromass, UK) was used.
  • the solutions were air dried and rinsed for 1 minute with 2 ⁇ l deionized water using a 10 ⁇ l pipette tip.
  • Negative-mode spectra of desalted DNAs on the amine-containing copolymer support assemblies were characterized by intense peaks of the two smaller oligomers of 10 and 20 bp and a weaker peak of the 30 bp DNA.
  • the signals which had been recorded for samples without the rinsing step and for samples on the steel sample carrier were not resolved with respect to the background. This may be due to preferential retention of negatively charged DNA phosphate groups by the protonated amine functionality during salt removal and elimination of remaining K + and Na + ions (resulting in peak broadening in conventional MALDI-MS with a Lead steel sample carrier) during ionization by binding to some deprotonated carboxyl groups are recycled.
  • a t-butylcarboxyaminoethyl methacrylate / methyl methacrylate copolymer chip was mixed with 2 ⁇ l of a mixture of HCl. Conc. / MeOH (1: 1 Vol. / Vol.) Activated. The surface of the chip was rinsed with copious amounts of water and redistilled in an ultrasonic bath for 5 minutes. Kept water. 2 ⁇ l of 0.1 M NaHCO 3 -Puffer, pH 9, were added to the 2x2 mm sample zone to neutralize any acid residues on the surface.
  • the chip was dried in a nitrogen stream and 2 ⁇ L N-hydroxysulfosuccinimide- (polyethyleneglycol) -biotin (NHS-PEO 4 - biotin crosslinking probe from Pierce Inc., Rockford, USA). in 0.1 M phosphate buffer, pH 7.4, were introduced into the sample well.
  • the sample well was incubated for 1 hour in a laboratory incubator Feuchtluft- at 15 0 C and light mechanical agitation at 300 rpm. The surface of the trough was then redistilled.
  • the enzyme became 15 ° C for 1 h and lighter mechanical agitation incubated at 300 rpm in a humidified air laboratory incubator.
  • the chip surface was rinsed with water.
  • FIG. 5 shows photomicrographs of the enzymatic hydrolysis of p-nitrophenyl phosphate (transparent) to free p-nitrophenol (dark) in two parallel experiments (A, B in Fig. 5).
  • the activity of the enzyme was then checked in the source of the MALDI-TOF spectrometer.
  • the chip surface was dried in air and the wells (containing alkaline phosphatase and its substrate p-nitrophenol phosphate) were covered with 0.6 .mu.l of hydroxypicolinic acid matrix (60 mg / ml in 7/3 water / acetonitrile).
  • deprotonated single charge peaks of p-nitrophenyl phosphate were measured in the negative reflectron mode.
  • the activity of the enzymatic reaction was measured by integration of the molecular peak areas of p-nitrophenyl phosphate.

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Abstract

Die Erfindung betrifft neue strukturierte copolymere Träger für die Spektrometrie, insbesondere Probenträger für die Mas­senspektrometrie, mit verbesserten Oberflächeneigenschaften und ein besonders vorteilhaftes neues Verfahren zur Herstel­lung dieser strukturierten copolymeren Träger.

Description

STRUKTURIERTE COPOLYMERE TRAGER FUR DIE MASSENSPEKTROMETRIE
Die vorliegende Erfindung betrifft neue polymere Träger, insbesondere für die Massenspektrometrie, und Verfahren zu deren Herstellung.
In den letzten Jahren gewannen massenspektrometrische Tech¬ niken als Verfahren zur Analyse ' von biologischen Makro¬ molekülen wie Proteinen und Nukleinsäuren zunehmend an Bedeutung. Insbesondere die matrix-unterstützte Laser- desorptions/Ionisations-Massenspektrometrie (MALDI-MS) und oberflächen-unterstützte Laserdesorptions/Ionisations-Massen- spektrometrie (SELDI-MS) sind grundsätzlich effiziente und in letzter- Zeit häufig eingesetzte Verfahren zur Bestimmung der Molekülmassen von Biomolekülen wie Proteinen. Trotzdem gibt es bei ihrer Anwendung zur Analyse mancher Proteine wie z.B. Membranproteine oder mit Salz verunreinigter Proteinproben nach wie vor Probleme und die Empfindlichkeit der Assays ist manchmal unzureichend.
Als Trägeroberflächen für die Proteinproben wurden bereits unterschiedlichste Materialien, z.B. Metalle, beschichtete
Metalle und polymere Kunststoffe, eingesetzt. In jüngster
Zeit wurden aufgrund ihrer preisgünstigen Herstellung und guten Signalausbeute von verschiedenen Autoren polymere
Kunststoffträger empfohlen. Als geeignete Beispiele für solche polymeren Kunststoffe wurden im Stand der Technik z.B.
Polyethylenmembranen (Worrall et al., Anal. Chem. 1998, 70,
750-756) und Träger auf Basis von PoIy(methylmethacrylat)
(PMMA) und Polycarbonat (PC) (Marko-Varga et al., Elektro- phoresis, 2001 Bd. 22, 3978-3983; Ekström et al. Elektro- phoresis 2001, Bd. 22, 3984-3992) beschrieben.
Nachteilig bei diesen Trägern des Standes der Technik ist jedoch, dass sie aus handelsüblichen Polymeren und vorgegossenen Kunstoffolien hergestellt wurden, so dass die
Oberflächeneigenschaften des polymeren Trägermaterials vorgegeben waren. Darüber hinaus wurden zur Herstellung dieser Träger relativ teure und aufwendige herkömmliche Verfahren eingesetzt, welche aus der Polymer- und
Elektronikindustrie entlehnt waren.
Eine erste Aufgabe der vorliegenden Erfindung gegenüber diesem Stand der Technik bestand in der Erhöhung der Nachweisempfindlichkeit von massenspektrometrischen Assays für biologische Makromoleküle wie Proteine und Nukleinsäuren, bei denen solche polymeren Probenträger verwendet werden, auf einfache und kostengünstige Weise.
Eine damit in Zusammenhang stehende zweite Aufgabe bestand in der Bereitstellung eines einfacheren und kostengünstigeren Verfahrens zur Herstellung von polymeren Trägern, insbesondere für die Massenspektrometrie.
Hierzu ergaben eingehende Untersuchungen der Erfinder, dass durch eine gezielte Auswahl bzw. Modifikation des polymeren Trägermaterials, um bestimmte Oberflächeneigenschaften, z.B. Hydrophobizität, Polarität etc., zu erzeugen oder zu fördern, die Nachweisempfindlichkeit eines massenspektrometrischen Assays zur Analyse von Biomolekülen, wie z.B. Proteinen, Peptiden und Nukleinsäuren, bei dem diese modifizierten Träger verwendet werden, erheblich gesteigert werden konnte. Bei den Probenträgern des Standes der Technik kann eine solche Modifikation nur durch eine nachträgliche Derivati- sierung der Oberfläche durch eine chemische und/oder physikalische Behandlung erfolgen. Eine solche Behandlung ist zeitaufwendig und führt oft zu nicht optimalen Ausbeuten an gewünschtem Produkt.
Die Erfinder stellten nun fest, dass strukturierte polymere Träger mit gewünschten Oberflächeneigenschaften auf ein¬ fache, schnelle und kostengünstige Weise hergestellt werden können, indem eine Polymerisationslösung, welche die benöti- gten Monomerkomponenten zur Erzielung eines Polymers bzw. Copolymers mit den gewünschten Eigenschaften enthält, direkt in einer Form, welche der vorgesehenen dreidimensionalen Struktur des Trägers entspricht, zur Polymerisation gebracht wird.
Aufgrund der Einfachheit und Schnelligkeit dieses Verfahren können die Probenträger auch in kleinen Labors für z.B. massenspektrometrische Analysen maßgeschneidert für die besonderen Anforderungen der jeweiligen Proben hergestellt werden, um auf diese Weise die Nachweisempfindlichkeit von massenspektrometrischen Assays zu optimieren.
Die obengenannten Aufgaben werden somit erfindungsgemäß gelöst durch die Bereitstellung strukturierter copolymerer Träger nach den Ansprüchen 1-14, insbesondere mit dem Verfahren nach Anspruch 15, und deren Verwendung in der Spektrometrie, insbesondere Massenspektrometrie, nach den Ansprüchen 16-21.
Beschreibung der Erfindung
Die vorliegende Erfindung offenbart neue strukturierte copo- lymere Träger für die Spektrometrie und Spektroskopie, insbe¬ sondere Probenträger für die Massenspektrometrie, mit verbes¬ serten Oberflächeneigenschaften und ein besonders vorteilhaf- tes neues Verfahren zur Herstellung dieser strukturierten po- lymeren Träger, bei dem eine Polymerisierungslösung, welche die zu polymerisierenden Monomere oder Makromonomere enthält, in einer Form, welche ein Negativ der gewünschten Struktur umfasst, zur Polymerisation gebracht wird und die gebildeten Polymerisate aus der Form gelöst werden.
Der Begriff "Polymerisation", wie hier gebraucht, soll alle Arten der Überführung von relativ niedermolekularen Verbin- düngen, "Monomeren", in hochmolekulare Verbindungen, "Polyme¬ re", umfassen und neben der Polymerisation im engeren Sinne, die stufenlos verläuft, auch die Polykondensation und Polyad- dition als Stufenreaktionen umfassen. Die relativ niedermole¬ kularen Verbindungen können auch Oligomere oder kurzkettige Polymere (Molekülmasse im Bereich von etwa 100 bis 100000 Dalton) sein, so genannte "Makromonomere", die wie einfache Monomere weiter polymerisiert werden. Damit können z.B. Pfropfcopolymere hergestellt werden, bei denen das Hauptpoly¬ mergerüst mit Seitenketten eines bestimmten Comonomers verse- hen ist.
Dementsprechend können die hergestellten polymeren bzw. copo- lymeren Träger aus einem breiten Spektrum bekannter Kunst¬ stoffe, z.B. Polyester, Polycarbonate, Polyolefine, Po- Iy(meth) acrylate, insbesondere Polymethylmethacrylate, bzw. copolymerer Derivate davon ausgewählt sein, mit der Maßgabe, dass die grundsätzliche Eignung für den gewünschten Verwen¬ dungszweck, z.B. als Probenträger für die Massen- spektrometrie, gegeben sein muß. Die jeweils erforderlichen Grundeigenschaften, z.B. Härte, Beständigkeit gegenüber La¬ sereinwirkung, bestimmten Lösungsmitteln etc., und die ent¬ sprechenden grundsätzlich geeigneten Kunststoffe sind für den Fachmann unschwer ersichtlich. T/EP2005/011834
5
Erfindungsgemäß werden die Oberflächeneigenschaften des poly- meren bzw. copolymeren Trägers durch geeignete Wahl der Mo- nomerkomponenten in gewünschter Weise bestimmt. Beispielswei¬ se können durch Verwendung eines Monomers mit stark polaren oder geladenen Substituenten die Oberflächenladung beeinflußt und ionische Wechselwirkungen gefördert werden. Zur Erzeugung oder Erhöhung einer negativen Oberflächenladung und Anziehung von positiv geladenen Analyten können z.B. Monomere mit SuI- fo-, Hydroxy- oder Carboxygruppen eingesetzt werden. Einige nicht-beschränkende Beispiele hierfür sind Methacrylsäure, Acrylsäure, Carboxyethylacrylat, Hydroxymethylmethacrylat, Hydroxyethylmethacrylat, Hydroxypropylmethacrylat, Acryloyl- oxyhydroxypropylmethacrylat, 2- (2-Ethoxyethoxy) ethylmeth- acrylat, Monohydroxystyrol, Methylpropensulfonsäure, Sulfo- ethylmethacrylat, SuIfopropylacrylat, 2- (Methyl) -12-krone-4- methacrylat, 2- (Methyl) -15-krone-5-methacrylat, 2- (Methyl) - 18-krone-β-methacrylat etc. Zur Erzeugung oder Erhöhung einer positiven Oberflächenladung und Anziehung von negativ gelade¬ nen Analyten können z.B. Monomere mit Aminogruppen verwendet werden. Einige nicht-beschränkende Beispiele hierfür sind Aminoethylmethacrylat, Aminopropylmethacrylat, N- (3-Aminopro- pyl)methacrylamid, N- (3-Vinylbenzyl) -N,N-dimethyloctadecyl- ammoniumchlorid etc. Ein Basismonomer mit einer mäßigen Hydrophobizität, wie z.B. Methylmethacrylat, kann durch Copo- lymerisation mit einem stärker hydrophoben Monomer in ein Co- polymer mit einem gewünschten Grad an Hydrophobizität über¬ führt werden, um damit z.B. die Bindung von hydrophoben Pro¬ ben an die Trägeroberfläche zu verstärken. Einige geeignete, nicht-beschränkende Beispiele für hydrophobere Comonomere sind C2-i8~Alkylmethacrylat, Hexafluorbutylmethacrylat und an¬ dere fluorierte Alkylmethacrylate. Durch die Verwendung eines teilweise aromatischen Comonomers kann die Wechselwirkung ei¬ nes nicht-aromatischen Basishomopolymers mit Analyten, die eine aromatische oder heteroaromatische Gruppe enthalten, verstärkt werden. Solche Analyten sind z.B. Proteine und Pep¬ tide, die Phenylalanin, Tryptophan oder Tyrosin enthalten, aromatische Fettsäuren und Triglyceride. Einige geeignete, nicht-beschränkende Beispiele für aromatische Comonomere sind Benzylacrylat, Benzylmethacrylat, Divinylbenzol, Styrol und Derivate davon, Furfurylmethacrylat, Anthracenylmethylacry- lat, N-Acryloxysuccinimid, 4-Chlorphenylacrylat, 4-Meth- acryloxy-2-hydroxybenzophenon, 2- (2x-Methacryloxy-5*-methyl- phenyl)benzotriazol etc.
In einer bevorzugten Ausführungsform der Erfindung findet ei¬ ne stufenlose Polymerisation statt und die verwendete Polyme- risierungslösung umfasst mindestens ein Monomer oder ein da¬ von abgeleitetes Makromonomer, das mindestens eine Vinylgrup- pe umfasst. Typischerweise umfasst die Polymerisierungslösung mindestens zwei verschiedene derartige Monomere oder Makromo¬ nomere. Vorzugsweise ist dieses Monomer bzw. sind diese Mono¬ mere aus der Gruppe aus (Meth) acrylsäure, (Meth) acrylaten, substituierten (Meth) acrylaten, (Meth) acrylamiden, substitu- ierten (Meth) acrylamiden, (Meth) acrylnitril, substituiertem (Meth) acrylnitril, Styrol und substituierten Styrolen, Divi¬ nylbenzol und substituiertem Divinylbenzol, Butadien, Ethy- lenglycoldimethacrylat, Di (ethylenglycol) dimethacrylat, Ethy- lenglycoldiacrylat, Di (ethylenglycol) diacrylat, 3-(Acryloyl- oxy) -2-hydroxypropylmethacrylat und N,N"-Methylenbismeth- acrylamid ausgewählt.
Spezieller handelt es sich bei den gegebenenfalls substitu¬ ierten (Meth) acrylaten um Alkyl (meth) acrylate, substituierte Alkyl (meth) acrylate, Aryl (meth) acrylate oder substituierte Aryl (meth) acrylate. Die substituierten Alkyl (meth) acrylate oder substituierten Aryl (meth) acrylate können z.B. SuIfo-, Hydroxy-, Carboxy- oder Aminofunktionalitäten aufweisen. Ei¬ nige nicht-beschränkende Beispiele hierfür sind Methacrylsäu- ? PCT/EP2005/011834
re, Acrylsäure, Carboxyethylacrylat, Hydroxymethylmethacry- lat, Hydroxyethylmethacrylat, Hydroxypropylmethacrylat, Acry- loyloxyhydroxypropylmethacrylat, 2- (2-Ethoxyethoxy) ethylmeth- acrylat, Sulfoethylmethacrylat, Sulfopropylacrylat, 2- (Methyl) -12-krone-4-methacrylat, 2- (Methyl) -15-kröne-5-meth- acrylat, 2- (Methyl) -18-krone-β-methacrylat, Aminoethylmethac- rylat, Aminopropylacrylat etc.
In einer besonders bevorzugten Ausführungsform umfasst die Polymerisierungsmischung als Hauptmonomer Ethyl- oder Methyl- methacrylat und ein oder mehrere Comonomere, welche (s) die Oberflächeneigenschaften des Polyethyl- oder Polymethyl- methacrylat-Homopolymers in gewünschter Weise modifiziert/en.
Eine Möglichkeit zur Erhöhung der Hydrophobizität ist bei¬ spielsweise die Inkorporation eines Alkylmethacrylat- Comonomers mit einer längeren Alkylkette als Methyl oder E- thyl, vorzugsweise im Bereich von C3-Ci8, z.B. Propyl, Butyl, Pentyl, Hexyl, Heptyl, Octyl, Nonyl, Decyl, Undecyl, Duodecyl bis Octadecyl, oder von fluorierten Alkylmethacrylaten wie oben genannt.
Andererseits kann durch Verwendung eines Comonomers mit stark polaren oder geladenen Substituenten die Oberflächenladung beeinflusst und die ionische Wechselwirkung mit bestimmten Proben gefördert werden.
Zur Erzeugung oder Erhöhung einer negativen Oberflächenladung und Anziehung von positiv geladenen Analyten können bei- spielsweise Comonomere mit SuIfo-, Hydroxy- oder Carboxygrup- pen, z.B. Aryl- oder Alkylmethacrylate, vorzugsweise Alkyl- methacrylate, mit SuIfo-, Hydroxy- oder Carboxygruppen, ein¬ gesetzt werden. Einige nicht beschränkende Beispiele sind Me- thacrylsäure, Acrylsäure, Carboxyethylacrylat, Hydroxymethyl- methacrylat, Hydroxyethylmethacrylat, Hydroxypropylmethacry- lat, Acryloyloxyhydroxypropylmethacrylat, 2-(2-Ethoxy- ethoxy) ethylmethacrylat, Sulfoethylmethacrylat, Sulfopropy- lacrylat, 2- (Methyl) -12-krone-4-methacrylat, 2- (Methyl) -15- krone-5-methacrylat, 2- (Methyl) -18-krone-6-methacrylat.
Zur Erzeugung oder Erhöhung einer positiven Oberflächenladung und Anziehung von negativ geladenen Analyten können Comonome- re mit Aminogruppen, z.B. Aryl- oder Alkylmethacrylate mit Aminogruppen, vorzugsweise Aminoalkylmethacrylate, z.B. Ami- noethylmethacrylat, Aminopropylmethacrylat, verwendet werden. Zur Erhöhung der π-π-Wechselwirkungen mit Analyten, die eine aromatische oder heteroaromatische Gruppe enthalten, können Comonomere mit Arylgruppen, vozugsweise Arylmethacrylate, eingesetzt werden. Einige nicht beschränkende Beispiele hier¬ für sind Benzylacrylat, Benzylmethacrylat, Anthracenylmethy- lacrylat, Furfurylmethacrylat, 4-Chlorphenylacrylat.
Die Anteile der verschiedenen Comonomere können je nach Be- darf von 0,001 bis 99,999 %, spezieller von 0,01 bis 99,99 %, typischerweise von 0,1 bis 99,9 %, vorzugsweise von 1 bis 99 %, besonders bevorzugt 10 bis 90 %, variieren.
In einem anderen Aspekt der vorliegenden Erfindung enthält die Polymerisierungslösung im wesentlichen nur ein Monomer, so dass ein Homopolymer gebildet wird. Ein bevorzugtes Mono¬ mer in dieser Ausführungsform ist ein C4-6-Alkylmethacrylat, vorzugsweise Butylmethacrylat oder ein substituiertes, z.B. hydrophil substituiertes, Derivat davon.
Die eingesetzte Polymerisationsreaktion kann eine ionische oder radikalische Polymerisation sein. Dementsprechend kann die Polymerisierungslösung neben den Monomeren sowie gegebe¬ nenfalls Lösungsmitteln und/oder anderen Hilfsstoffen auch einen Katalysator für die ionische oder radikalische Polyme¬ risation enthalten. Geeignete Katalysatoren für den jeweili¬ gen Reaktionstyp und die jeweiligen Monomertypen sind im Stand der Technik bekannt.
Vorzugsweise ist die Polymerisation eine Radikalpolymerisa¬ tion, welche z.B. durch Röntgen- oder Gammastrahlung, UV- Licht oder durch thermische Behandlung initiiert werden kann, und die Polymerisierungslösung enthält einen Radikalpolymeri- sationskatalysator. Insbesondere für Copolymere auf Methacry- latbasis ist Benzoinmethylether (α-Methoxy-α-phenylaceto- phenon) ein bevorzugter Katalysator für eine Radikalpolymeri¬ sation unter UV-Licht. Andere bekannte Katalysatoren sind je¬ doch ebenfalls geeignet.
In einer stark bevorzugten Ausführungsform wird die Radikal¬ polymerisation durch UV-Licht initiiert. Insbesondere für die Polymerisation von Monomeren auf Methacrylatbasis wird dabei vorzugsweise UV-Licht einer Wellenlänge im Bereich von 350- 400 nm, insbesondere etwa 365 nm, eingesetzt.
Die Polymerisation und das Formen der strukturierten Träger kann grundsätzlich unter verschiedenen Bedingungen nach jedem bekannten und geeigneten Verfahren, z.B. Spritzguss, Press- guss, Formen unter Atmosphärendruck etc., erfolgen.
Besonders vorteilhaft ist jedoch, dass die Herstellung der strukturierten Träger unter Umgebungsbedingungen, d.h. Atmo¬ sphärendruck und Umgebungstemperatur, erfolgt. Auf diese Wei- se sind keine aufwendigen und teuren Geräte erforderlich und die Erfinder haben festgestellt, dass die Polymerisationsre¬ aktion unter diesen Bedingungen trotzdem schnell und voll¬ ständig ablaufen kann. Für Polymere bzw. Copolymere auf Me¬ thacrylatbasis ist die UV-induzierte Polymerisationsreaktion in der Regel bereits nach wenigen Stunden, vorzugsweise etwa 1 bis 2 Stunden, abgeschlossen.
Das Formen der polymeren Träger findet vorzugsweise gleich- zeitig mit der Polymerisation statt, indem eine Polymerisie- rungslösung, welche die zu polymerisierenden Monomere oder Makromonomere enthält, direkt in einer Form, welche ein Nega¬ tiv der gewünschten Struktur umfasst, zur Polymerisation ge¬ bracht wird. Es ist jedoch auch möglich, zuerst ein unstruk- turiertes Polymerisat herzustellen und diesem in einem zwei¬ ten Schritt nach irgendeinem geeigneten Verfahren, z.B. Spritzguss oder Prägung, die gewünschte Struktur zu geben.
Das Formteil, welches das Negativ der gewünschen Trägerstruk- tur repräsentiert, kann grundsätzlich aus verschiedenstem Ma¬ terial, z.B. Glas, Metall, Kunststoff, bestehen, je nach be¬ darf sehr unterschiedliche Größe und Form aufweisen und auf jede bekannte Weise hergestellt werden. Es ist jedoch erfor¬ derlich, dass die gewünschten Mikrostrukturen, die bei Trä- gern für die Massenspektrometrie typischerweise eine Tiefe im Bereich von 1 bis 1000 μm, häufiger 10 bis 100 μm, z.B. etwa 50 μm, aufweisen, mit großer Genauigkeit auf die Polymerisa¬ tionsprodukte übertragen und die resultierenden Polymerisate bzw. Copolymerisate unschwer aus der Form gelöst werden kön- nen. Darüber hinaus sollte das Formteil möglichst einfach und kostengünstig herstellbar sein.
In einer stark bevorzugten Ausführungsform ist dieses Form¬ teil ein Silicium-Wafer und besonders bevorzugt wird die Struktur des Silicium-Wafers durch Photolithographie, gefolgt von einer chemischen und/oder physikalischen Behandlung des Wafers, z.B. nassem chemischem Ätzen, erzeugt. Ein derartiges Verfahren zur Herstellung von Silicium-Wafern als Negativ für strukturierte Mikrochips auf PMMA-Basis wurde von den Erfindern der vorliegenden Erfindung bereits beschrieben
(Anal. Chem. 2004, 76, 2290-2297) und für die erfindungs- gemäße Herstellung strukturierter copolymerer Probenträger für die Massenspektrometrie adaptiert und weiterentwickelt. Die Herstellung eines entsprechenden Silicium-Wafers nach diesem einfachen und effizienten Verfahren wird in Beispiel 1 detailliert beschrieben. Die Bildung einer geeigneten Form unter Verwendung dieses Silicium-Wafers dauert nur wenige
Minuten und wird in Beispiel 2 ebenso beschrieben wie die eigentliche Polymerisation und nachfolgende Weiterbehandlung der gebildeten Polymerisate.
Die erfindungsgemäß hergestellten polymeren Träger besitzen gegenüber herkömmlichen Probenträgern verbesserte Oberflä- cheneigenschaften, die in Abhängigkeit von den speziell zu untersuchenden Analyten eingestellt werden können. Die Analy- ten sind vorzugsweise Biomoleküle, d.h. in lebenden Organis¬ men natürlicherweise vorkommende Verbindungen, und Metaboli- te, also Stoffwechselprodukte unterschiedlicher Art. Die Ana- lyten sind typischerweise Proteine, Peptide, Nukleinsäuren, Lipide und andere kleine und große Biomoleküle, können jedoch auch kleine und große Moleküle nicht-biologischen Ursprungs umfassen. Ein besonderer Vorteil dieser Träger besteht darin, dass das Probenmaterial Verunreinigungen wie Salze, Detergen- zien, Puffer etc. enthalten kann, die sich aufgrund der schlechteren Bindung an die Trägeroberfläche unschwer von dem stärker bindenden Analyten abtrennen lassen. Das von Verun¬ reinigungen befreite Analyt-Molekül liefert dann direkt in dem jeweiligen Nachweissystem, vorzugsweise MALDI- oder SEL- DI-Massenspektrometrie und/oder Emissionspektroskopie oder Absorptionsspektroskopie (wie z.B. die Fluoreszenzspektrosko¬ pie) , ein vergleichsweise stärkeres Signal mit geringerem Hintergrundrauschen und kann in geringeren Konzentrationen nachgewiesen werden. Das heißt die Nachweisempfindlichkeit solcher Assays kann erheblich gesteigert werden.
Die erfindungsgemäßen Probenträger ermöglichen somit ohne weitere Modifikationschritte die Probenreinigung oder spezi¬ fische Adsorption der Proben und deren direkte Messung auf der gleichen Plattform. Im Gegensatz zu bekannten Systemen des Standes der Technik sind keine Pumpensysteme und längeren Separationszeiten erforderlich, das Anlegen einer elektri- sehen Spannung zur Entsalzung/Probenadsorption erübrigt sich und es müssen auch keine porösen Strukturen hergestellt wer¬ den, welche eine Elution der Probe aus dem System (wie z.B. bei den Monolithischen Festphasenxtraktionssystemen) erfor¬ dern und das Spektrum der Herstellungs- bzw. Anwendungsmög- lichkeiten für die Träger einschränken.
Diese Vorteile der erfindungsgemäßen Träger sind nicht al¬ lein auf massenspektrometrische Anwendungen beschränkt. Die copolymeren Träger mit speziellen Oberflächeneigenschaften können auch vorteilhaft für alle anderen Anwendungen einge¬ setzt werden, in denen die bevorzugte Bindung spezieller Mo¬ lekültypen an ein Trägermaterial genutzt wird. Beispiele hierfür sind vor allem andere Spektrometrietechniken, z.B. die Emissions- und Absorptionsspektroskopie, und Kombinatio- nen anderer Spektrometrietechniken mit der Massenspektro- metrie, z.B. eine Kombination von MALDI-Massenspektrometrie und Fluoreszenzspektroskopie.
In einer speziellen Ausführungsform der vorliegenden Erfin- düng werden copolymere Oberflächen mit Funktionalitäten ver¬ wendet, an die Linker- oder Spacer-Moleküle gekoppelt werden können. An diese können wiederum Moleküle von Interesse in bekannter Weise gebunden werden. Ein Anwendungsbeispiel die¬ ses Prinzip demonstriert der enzymatische Assay von Beispiel 7, worin ein Enzym (alkalische Phosphatase) über ein Spacer- Molekül an die Oberfläche gebunden wurde. Auf diese Weise wurde die freie Beweglichkeit des Enzyms und somit seine Ak¬ tivität gegenüber einem ausgewählten Substrat gewährleistet, so dass eine direkte und empfindliche Überwachung der Enzym¬ aktivität mittels MALDI-Massenspektrometrie und UV/VIS- Spektroskopie möglich wurde.
Figurenbesehreibung Fig. 1 ist ein allgemeines Schema, welches die Herstellung von erfindungsgemäßen copolymeren Trägern und deren Verwen¬ dung in einem spektrometrischen Verfahren illustriert: Ausgewählte Monomere (hier A und B) werden unter geeigneten Bedingungen (z.B. Katalysator, UV-Licht) zu einer Kette mit n Einheiten grundsätzlich beliebiger (gewünschtenfalls ein¬ stellbarer) Sequenz polymerisiert und stellen auf der Ober¬ fläche des resultierenden Copolymerisats (und durchgehend in dem gesamten Material) unterschiedliche Stellen (a) und (b) für die Wechselwirkung mit den zu untersuchenden Proben be- reit. Ein komplexe Probe, die Analyt-Moleküle (c) und stören¬ de Moleküle (d) (z.B. Salze, Detergenzien, Puffer etc.) ent¬ hält, wird auf die Oberfläche des polymeren Trägerchips auf¬ gebracht. Das Analyt-Molekül bindet aufgrund der speziell eingestellten Oberflächeneigenschaften des Trägers bevorzugt an die Oberfläche und die kontaminierenden Moleküle mit einer niedrigeren Affinität zur Oberfläche werden leicht entfernt. Das von Verunreinigungen befreite Analyt-Molekül liefert dann in dem jeweiligen Nachweissystem ein vergleichsweise stärke¬ res Signal mit geringerem Hintergrundrauschen.
Fig. 2 zeigt Photographien eines gemäß Beispiel 1 hergestell¬ ten Silicium-Wafer-Negativs (a) und des damit gemäß Beispiel 2 hergestellten polymeren Trägerchips (b) . Fig. 3 zeigt MALDI-TOF-Spektren von Pferdeherz-Myoglobin in 4 M Harnstoff und 0,1% Trifluoressigsäure auf einem Po- Iy(butylmethacrylat-co-methylmethacrylat) -Probenträger nach in situ-Entsalzung auf dem Träger (a) und ohne Entsalzung (b) und die entsprechenden Vergleichspektren nach und bevor Ent¬ salzung auf einem PMMA-Probenträger (c,d) und einem Stahl- Probenträger (e,f) .
Fig. 4 zeigt MALDI-TOF-Spektren einer PAGE-Gelelektrophorese- Probe eines Insekten-Δ-11-desaturase-Membranproteinfragments (MG 15534 Da) in 100 mM Phosphat, 10 mM TRIS-Puffer, 0,5 M NaCl-SaIz und 10 mM EDTA-Elutionspuffer nach in situ-Ent¬ salzung auf dem PoIy(butylmethacrylat-co-methyl-methacrylat) - Probenträger (4b) und Vergleichsspektren ohne Entsalzung (4a) .
Fig.5 zeigt Mikrophotographien der enzymatischen Hydrolyse von p-Nitrophenolphosphat (transparent) zu freiem p-Nitro- phenol (dunkel) in zwei Parallelansätzen (A, B) . Die Felder Aa bzw. Ba entsprechen Mulden, in denen Phosphatase direkt an die Trägeroberfläche gekoppelt wurde, während die Felder Ab, Ac bzw. Bb und Bc Mulden entsprechen, in denen die Phosphata¬ se über einen Linker an den copolymeren Chip gekoppelt war.
Das erfindungsgemäße Verfahren wurde dazu verwendet, um strukturierte Probenträger für die Massenspektrometrie herzustellen, deren Struktur und Abmessungen denen herkömm¬ licher Probenträger aus Stahl entsprach, um die Verwendung in üblichen Massenspektrometriegeräten zu ermöglichen. Konkret wurden Chips in den Abmessungen 50 x 50 x 2 mm mit 100 viereckförmigen Positionen von 2 mm Seitenlänge in 10 x 10 Reihen hergestellt. Der Abstand zwischen den einzelnen Positionen betrug 2,26 mm. BEISPIEL 1
Die Herstellung der Chips erfolgte durch Formung unter Atmosphärendruck. Als Negativ wurde zunächst ein Silicium- Wafer vom p-Typ mit <100> Orientierung und 100 mm Durchmesser durch eine Kombination von Photolithographie und nassem chemischem Ätzen hergestellt. Im Gegensatz zu früheren Berichten (Anal. Chem. 2004, 76, 2290-2297) wurde zum Aufbringen der Photolackschicht ein Airbrush-Verfahren verwendet. Eine reproduzierbare Beschichtung von Silicium- Wafern wurde erzielt mit einer selbst hergestellten Glas-
Airbrush, bestehend aus einer inneren Sprühvorrichtung
(Einlassröhrchen für die Resistlösung von 100 mm x 3,8 mm ID mit einer L-förmigen Sprühdüse von 1 mm Durchmesser) in der
Mitte eines äußeren Glasrohrs (20 mm Durchmesser) mit einem vertikalen Lufteinlass (20 mm x 3,8 mm Innendurchmesser) und einem Schliff-Verbindungsstück zu einem 100-ml-Behälter aus braunem Glas. Die Austrittsöffnung der Sprühdüse befand sich zentriert 1 mm von der Austrittsöffnung mit 3,8 mm Durchmesser in dem äußeren Glasrohr. Zur Gewährleistung einer gleichmäßigen Abscheidung von mikroskopischen Tröpfchen des Photoresists wurde der Negativton-Resist SU-8 5 (Microchem, Inc., Newton, MA, USA) mit Aceton verdünnt (50 ml, 3/2 Vol. /Vol.) . Die Resistmischungen wurden durch zehnminütige Beschallung im Dunkeln homogenisiert und manuell in einer vertikalen Distanz von 20 cm 10 Sekunden lang bei einem konstanten Luftdruck von 2 bar auf den Silicium-Wafer gesprüht. Unter diesen einfachen Bedingungen konnten Resistschichten von 10-15 μm Dicke abgeschieden werden.
Die Photolithographiemasken wurden mit Hilfe einer kommerziellen Bilderzeugungs-Software als Negative der replizierten Strukturen erzeugt und auf Standard-PMMA- Transparentfolien für den Laserdrucker mit einer optimierten Schwarzweiß-Auflösung von 1200 dpi ausgedruckt. Nach der Beschichtung wurden die Wafer 30 Minuten lang bei 90 0C getrocknet und anschließend mit der Photomaske für die UV- Belichtung bedeckt. Die Ausrichtung erfolgte manuell in der "flachen" Orientierung des Wafers. Der Wafer wurde dann mit einer Quarzglasplatte (150 x 150 x 2 mm) bedeckt und 30 Minuten lang UV-Licht ausgesetzt (365 nm, 8 W, 550 μW/cm2 in einem Abstand von 15 cm, Carl-Roth) . Es folgte eine 40minütige Wärmegradientenbehandlung von 65 bis 9O0C (5°C/min. )und anschließend wurde der Wafer 90 s lang in einer Glaspetrischale mit Entwickler (XP SU-8, Microchem, Corp.) entwickelt. Der nicht exponierte Photoresist wurde durch Tränken in 2-Propanol für 30 bzw. 10 s entfernt. Somit wurde nur die gewünschte Struktur auf dem Wafer photopolymerisiert. Anschließend geschah ein "Backen" durch Erwärmung des Wafers für 60 Minuten auf 1500C.
Das nasse chemische Ätzen erfolgte in zwei Schritten. Zuerst wurde die exponierte Siliciumoxidschicht um die mit Photoresist bedeckte Struktur isotrop in einer gepufferten Flußsäurelösung geätzt. Dabei entstand eine Siθ2-Maske, die mit der ursprünglichen Photolithographiemaske identisch war, für den zweiten Schritt der Ätzung des Siliciumsubstrats. Anschließend wurde der Wafer sorgfältig mit destilliertem Wasser gespült und in einer 40%igen KOH-Lösung (enthaltend 5% 2-Propanol) bei 600C anisostrop unter ständiger Überwachung geätzt, bis die gewünschten Strukturen in der gewünschten Tiefe bzw. Höhe vorlagen (etwa 40 min) .
BEISPIEL 2 Eine offene Form für die Polymerisation wurde gebildet, indem eine quadratische Aluminiumplatte als Spacer zwischen einen wie in Beispiel 1 hergestellten Wafer als Negativ und eine Glasplatte gelegt und mit Teflonband und Laborklemmen befes¬ tigt wurde. Der Spacer hatte eine 1 mm breite Einlassöffnung für die Monomerlösungen. Die gewünschten Monomerlösungen
(hier Methylmethacrylat und Butylmethacrylat; Verhältnis 4:6,
Vol. /Vol.) wurden durch Säulenchromatographie mit aktiviertem
Aluminiumoxid (Grad CG20) von Hydrochinon-Inhibitor befreit, entgast (z.B. durch Beschallung) und in die Form eingebracht.
Die Polymerisationslösung enthielt 0,3 % (Gew. /Vol.) Bezoin- methylether als Katalysator. Die Polymerisation erfolgte durch UV-Bestrahlung ( (365 niti, 8 W, Carl Roth) für etwa 1
Stunde in einer belüfteten Abzugshaube. Die Polymerisate wur- den durch Beschallung (10 min. in Wasser bei 400C) aus der Form befreit und in 2-Propanol gereinigt. Zur Eliminierung innerer Spannungen wurden die Polymerisate einer lOminütigen Wärmebehandlung bei etwa 70°C in einen Konvektionsofen unter¬ worfen. Nach langsamem Abkühlen auf Umgebungstemperatur wur- den die Träger über Nacht im Vakuum gelagert, um etwaige restliche Spuren von Monomeren zu entfernen. Eine Inspektion mit einem optischen Mikroskop zeigte eine hohe Replikations- genauigkeit der gebildeten Strukturen ohne Verzerrungen oder Schrumpfung.
BEISPIEL 3
Ein wie in Beispiel 2 hergestellter Probenträger aus Po- Iy(butylmethacrylat-co-methylmethacrylat) (Verhältnis MMA: BMA 4:6, Vol. /Vol.), ein auf dieselbe Weise hergestellter Proben- träger aus Polymethylmethacrylat-Homopolymer und ein herkömm¬ licher Probenträger aus Stahl wurden zur massen- spektrometrischen Analyse von Pferdeherz-Myoglobin (90 %, Sigma-Aldrich) eingesetzt. Die Polymerträger wurden ohne vor¬ herige Oberflächenbehandlung verwendet, während die Proben- träger aus rostfreiem Stahl zur Entfernung etwaiger Verunrei¬ nigungen mit konzentrierter Salpetersäure unter kurzer Be¬ schallung gewaschen, mit deionisiertem Wasser abgespült und an Luft getrocknet wurden. 1,2 μl Myoglobinlösung (in 0,l%iger Trifluoressigsäure, TFA) wurden mit 1,2 μl einer Lö- sung von Sinapinsäure-Matrix (9 mg/ml in 60/40 Vol. /Vol. 0,1 % TFA/Acetonitril) mit Hilfe von 10-μl-Eppendorfspitzen ge¬ mischt und Aliquots von jeweils 1,2 μl auf die Auftragsposi¬ tionen aufgebracht. Die Tropfen wurden an der Luft bei Umge- bungstemperatur trocknen gelassen und die Trägerplatten in die MALDI-Quelle eingeführt. Die Proben, welche Puffersalze enthielten, wurden auf dieselbe Weise hergestellt und bei Um¬ gebungstemperatur getrocknet. Die Entsalzungsprozedur wurde durch einfache Aufbringung von 1,5 μl 0,l%iger TFA für 1 Mi- nute, gefolgt von Tröpfchenentfernung mit Hilfe einer neuen 10-μl-Pipettenspitze, durchgeführt. Die entsalzten Auftrags¬ positionen wurden trocknen gelassen und in die MALDI-Quelle eingeführt.
Die Spektren wurden unter Verwendung eines TofSpec 2E-MALDI TOF-Instruments (Micromass, Manchester, UK) , das sowohl in einem Linear- als auch Reflectron-Modus mit verzögerter Ex¬ traktion betrieben wurde, aufgezeichnet. Die Desorption/- Ionisation erfolgte mit einem CO2-UV-Laser (337 nm, 4-ns- Pulse mit 180 mJ) . Die positiven Ionen wurden einem Beschleu¬ nigungspotential von 20 kV ausgesetzt und mit einem dualen Mikrokanalplatten (MCP) -Detektor nachgewiesen. Matrixionen wurden mit einem Ausschluss niedriger Massen (m/z 600) unter¬ drückt. Es wurden jeweils 5 Laserimpulse pro Messung ausge- löst und die erhaltenen Spektren waren Mittelwerte von min¬ destens 20 aufeinanderfolgenden Messungen. Geglättete und grundlinien-korrigierte Daten wurden erforderlichenfalls un¬ ter Verwendung berechneter mono-isotopischer Massen von (M+H]-Peaks kalibriert. Die Daten wurden mit Hilfe der Mass- Lynx 3.2-Software auf einer PC-Arbeitsstation aufgezeichnet und analysiert.
Fig. 3a zeigt das Spektrum einer Myoglobinprobe von 10 pmol in 4 M Harnstoff, welche wie oben beschrieben mit Matrix- lösung gemischt und aufgebracht worden war. Nach Trocknen und Entsalzen durch einminütige Inkubation mit 0,l%iger TFA- Lösung waren die vorwiegend in der wässerigen Phase gelösten Salze entfernt und die hydrophoberen Proteine auf dem hydro- phoben Probenträger zurückgehalten. Die kleine Menge an Mat¬ rix, welche ebenfalls verblieb, war ausreichend, um das Pro¬ tein zu ionisieren. Es wurde ein starker Molekülionen-Peak neben dem doppelt protonierten Molekülion und einfach proto- nierten Dimer-Peaks beobachtet.
Eine analoge Probenvorbehandlung auf einer PMMA-Oberflache resultierte in einem erheblich geringeren Grad an Protein¬ adsorption, was eine niedrigere Bindungstendenz für den un¬ tersuchten Proteintyp anzeigt, und ergab nur relativ schwache Signale von Myoglobin (Fig. 3c) , während mit dem Vergleichs¬ probenträger aus Stahl keinerlei Signal beobachtet wurde (Fig. 3e) .
Die Messung einer nicht-entsalzten Probe auf dem neuen butyl- modifizierten Probenträger ergab ebenfalls noch nachweisbare Signale (3b) , während keine Signale auf der PMMA-Oberflache (3d) oder dem Stahlträger (3f) ohne Entsalzen beobachtet wur¬ den.
BEISPIEL 4
Eine MALDI-TOF-Massenspektrometrie unter den in Beispiel 3 beschriebenen Bedingungen wurde mit 20 pmol des Δ-ll- Desaturase-Membranproteinfragments 90-180 (MG 15534 Da) in einem komplexen Puffer, enthaltend 100 mM Natriumdihydrogen- phosphat und 10 mm TRIS-Puffer, 0,5 M NaCl und 10 mM EDTA, durchführt. In einem Ansatz wurde die Proben wie in Beispiel 3 beschrieben entsalzt und die effiziente Adsorption des hyd¬ rophoben Membranproteins an den erfindungsgemäßen Probenträ¬ ger resultierte in einem intensiven Molekülionen-Peak (Fig. 4b) , während die nicht entsalzte Probe eines Vergleichsansat¬ zes nur ein minimales Signal ergab (Fig. 4a) .
BEISPIEL 5 Probenträger aus PoIy(methylmethacrylat-co-2-sulfoethyl- methacrylat) (Material A) bzw. PoIy(methylmethacrylat-co- methacrylat) (Material B) wurden als Repräsentanten von Copo- lymeren mit negativ geladenen Funktionalitäten in einer Form wie in Beispiel 2 beschrieben hergestellt.
Zunächst wurde eine Inhibitor-freie Lösung des Methylmethac- rylat-Monomers (Polysciences Inc., Warrington, PA) mit 2- SuIfoethylmethacrylat (Polysciences Inc.) in einem Verhältnis von 97:3 (Vol. /Vol.) oder mit Methacrylsäure (Polysciences Inc.) in einem Verhältnis von 94:6 (Vol. /Vol.) gemischt. Dann wurde jeweils 0.3 % (Gew. /Vol.) Benzoinmethylether (Polys¬ ciences Inc.) als UV-Katalysator zugegeben und die Lösungen wurden 1 h lang UV-Licht mit 365 nm Wellenlänge ausgesetzt, um eine viskose Präpolymer-Lösung zu erhalten. Eine solche Präpolymer-Lösung kann gewünschtenfalls über längere Zeiträu¬ me gekühlt aufbewahrt werden. Vor dem Formen wurden die vis¬ kosen Lösungen 1 Minute lang im Vakuum gehalten, um zu ver¬ hindern, dass während des Polymerisationsvorgangs Gas freige¬ setzt würde. Die Lösungen wurde dann in identischen Formen mit der gewünschten negativen Struktur eingebracht und etwa 2 h lang unter UV-Licht mit einer Wellenlänge von 365 nm po- lymerisiert. Die Befreiung aus der Form erfolgte wie in Bei¬ spiel 2 beschrieben. Nach dem Spülen der Oberflächen der her¬ gestellten Probenträger mit 5 mM Ammoniumhydroxidlösung waren die Oberflächen infolge der Dissoziation von Protonen der Carboxy- bzw. SuIfofunktionalitäten negativ geladen.
1 μl eines tryptischen Phosphorylase B-Verdaus (MassPrep, Wa¬ ters Inc.), entsprechend 100 fmol eines jeden Peptids, in 50 mM Ammoniumhydrogencarbonatpuffer, pH 8,5, wurde auf die je¬ weiligen Trägeroberflächen aufgebracht, um die Adsorptionsef¬ fizienz zu testen. Nach 1 Minute Inkubation wurden die Lösun¬ gen mit Hilfe einer 10-μl-Pipettenspitze entfernt und 1 μl α- Cyano-4-hydroxyzimtsäure-Matrix (5 mg/ml in Ethanol/Aceto- nitril/0.2 % Trifluoressigsäure 6/3,5/0,5 Vol. /Vol.) aufge¬ bracht. Nach dem Trocknen wurden die Träger in die MALDI- Ionenquelle eingeführt und Massenspektren wurden in einem Po- sitivionen-Reflektron-Modus aufgezeichnet.
Es wurden eine Reihe intensiver Peaks von einfach protonier- ten Peptiden im m/z-Bereich zwischen 800-2000 Da beobachtet. Die intensivsten Peaks wurden als [M+H]+-Peaks von T92 (SwissProt Database) bei 1278,67 Dalton, gefolgt von T86 bei 1053,65 Da und T70 bei 869,29 Da identifiziert. Dies demonst¬ rierte die Adsorption von positiv geladenen Peptiden an die Copolymer-Zieloberflachen. Zur Beurteilung der Effizienz der Puffersalzentfernung und der Nachweisempfindlichkeit für die Materialien A und B wurde das mittlere Signal-Rausch- Verhältnis (S/R) für Signale berechnet, die über 1 Minute Aufzeichnung gemittelt worden waren. Das mit Sulfoethyl- methacrylat modifizierte Copolymer A ergab ein S/R-Verhältnis von 45 für den Peak von 1278,67 Da gegenüber einem S/R- Verhältnis von 2 für eine Probe ohne Entsalzung. Ein höherer S/R-Wert von 62 wurde für das identische Ion für Copolymer B (Methacrylat-modifiziertes Material) gegenüber einem S/R-Wert von 2,5 für die nicht entsalzte Probe erhalten. Der leicht niedrigere Wert für Material A dürfte auf eine partielle Auf¬ nahme von Wassermolekülen aufgrund der erhöhten Hydrophilizi- tat des Materials zurückzuführen sein.
BEISPIEL 6
Zum Testen der Probenvorbehandlung und Signalverbesserung bei der MALDI-TOF-Analyse komplexer Nukleinsäureproben wurde ein positiv geladener Copolymer-Träger unter Verwendung einer Mi¬ schung von Methylmethacrylat und Aminoethylmethacrylat in ei¬ nem Verhältnis von 98 :2 (Vol. /Vol. ) hergestellt.
Das 2-Aminoethylmethacrylat wurde zunächst nach dem folgenden
Verfahren extrahiert: 2-Aminoethylmethacrylat-Hydrochlorid
(Polysciences Inc., Warrington, PA, USA) wurde in Wasser (0,7 g in 10 ml entionisiertem Wasser) gelöst, die Säure wurde durch Zugabe von Natriumcarbonat (Sigma) (0,7 g in 50 ml Was- ser) und 20minütiges Schütteln neutralisiert. Das freie Mono¬ mer wurde mit Ethylacetat (Sigma) extrahiert (3 x 40 ml) und das verbleibende Carbonat durch Ausschütteln mit einer gesät¬ tigten Lösung von NaCl (Sigma) (10 ml) entfernt. Die organi¬ sche Phase wurde abgetrennt und im Vakuum eingedampft. Die Ausbeute bei der Extraktion betrug etwa 20 %. Die viskose A- minoethyl-Monomerlösung wurde mit Inhibitor-freier Methyl- methacrylat-Lösung gemischt und die Mischung wurde analog zu Beispiel 5 zunächst unter UV-Licht in eine Präpolymer-Lösung überführt und dann unter UV-Licht polymerisiert. Die Copoly- merisate wurden wie bereits beschrieben aus der Form gelöst und über Nacht unter Vakuum aufbewahrt.
2 μl einer DNA-Leiter (enthaltend 10, 20 und 30 bp, entspre¬ chend etwa 3500, 7000 und 14000 Da, Promega) in einer Kon- zentration von 60 pmol/μl in 10 mM Tris-HCl-Puffer, pH 4,9, 50 mM KCl, 5 mM MgCl2 und 0,1 mM EDTA wurden auf den Proben¬ träger aufgebracht,um die Signalverbesserung zu testen. Zum Vergleich wurde ein Standard-Stahlprobenträger (Micromass, UK) verwendet. Die Lösungen wurden an Luft getrocknet und 1 Minute lang mit 2 μl entionisiertem Wasser gespült, wobei ei¬ ne 10-μl-Pipettenspitze verwendet wurde. Dann wurden 4 μl 3- Hydroxypicolinsäure-Matrix (60 mg/ml) , gelöst in einer Mi¬ schung von Acetonitril/Wasser mit einem relativ niedrigen Acetonitrilanteil (3/7) auf die Zielgebiete aufgebracht. Nach dem Trocknen wurden die Probenträger in die MALDI-Ionenquelle eingeführt und Massenspektren im Negativionen-Modus aufge¬ zeichnet.
Negativmodus-Spektren von entsalzten DNAs auf den aminhalti- gen Copolymer-Trägeranordnungen waren durch intensive Peaks der beiden kleineren Oligomeren von 10 und 20 bp und einen schwächeren Peak der 30-bp-DNA charakterisiert. Im Vergleich dazu waren die Signale, welche für Proben ohne den Spül- schritt und für Proben auf dem Stahlprobenträger aufgezeich¬ net worden waren, gegenüber dem Hintergrund nicht aufgelöst. Dies kann auf eine bevorzugte Retention von negativ geladenen DNA-Phosphatgruppen durch die protonierten Aminfunktionalitä- ten während der Salzentfernung und die Elimierung verbleiben- der K+- und Na+-Ionen (welche zu einer Peak-Verbreiterung bei der herkömmlichen MALDI-MS mit einem Stahlprobenträger füh¬ ren) während der Ionisierung durch Bindung an einige deproto- nierte Carboxylgruppen zurückgeführt werden.
Die obigen Beispiele belegen die erheblichen Vorteile, die mit dem Einsatz von erfindungsgemäßen copolymeren Trägern als Probenträger für Biomoleküle, wie z.B. Proteine und Nuklein¬ säuren, insbesondere in massenspektrometrischen Assays er¬ zielt werden können.
BEISPIEL 7
Zum Testen der Eignung von copolymeren Probenträger-Chips als Plattformen für die Durchführung enzymatischer Reaktionen und für deren schnellen Nachweis wurde ein t-Butylcarboxyamino- ethylmethacrylat/Methylmethacrylat-Copolymer-Chip (in einem Vol. /Vol. -Verhältnis von 1:9 aus Monomeren polymerisiert) hergestellt. Somit trugen Abschnitte der Polymerkette alky- lierte Aminofunktionalitäten, welche schnell zu freien Ami- nogruppen aktiviert werden konnten, um ein Enzym über ein Spacer-Molekül zu binden, womit die freie Beweglichkeit des Enzyms und somit seine Aktiviät mit einem ausgewählten Sub¬ strat sichergestellt wurde, um eine chemische Umwandlung des Substrats zu veranlassen, welche eine direkte Überwachung der Enzymaktivitäten mittels MALDI-Massenspektrometrie und UV/VIS-Spektroskopie ermöglichte.
Die Oberfläche eines t-Butylcarboxyaminoethylmethacrylat/- Methylmethacrylat-Copolymer-Chips wurde mit 2 μl einer Mi- schung von HCl. konz./MeOH (1:1 Vol. /Vol.) aktiviert. Die Oberfläche des Chips wurde mit reichlich Wasser gespült und 5 Minuten lang in einem Ultraschallbad in bidest. Wasser gehalten. 2 μl 0,1 M NaHCO3-PUffer, pH 9, wurden in die 2x2 mm große Probenzone eingebracht, um etwaige Säurerückstande auf der Oberfläche zu neutralisieren. Nach wiederholtem Spü¬ len und 5-minütiger Behandlung in einem Ultraschallbad wurde der Chip in einem Stickstoffström getrocknet und 2 μL N- hydroxysulfosuccinimid- (polyethylenglycol) -Biotin (NHS-PEO4- Biotin-Vernetzungssonde von Pierce Inc., Rockford, USA) in 0,1 M Phosphatpuffer, pH 7,4, wurden in die Probenmulde ein¬ gebracht. Die Probenmulde wurde 1 h lang in einem Feuchtluft- Laborinkubator bei 15 0C und leichter mechanischer Bewegung mit 300 UpM inkubiert. Die Oberfläche der Mulde wurde dann mit bidest. Wasser gespült und 2 μl einer Blockierungslösung (5mg/ml Rinderserumalbumin in 0,1 M Phosphat/Borat-Puffer, pH 7,4) wurden in die aktivierte Mulde eingebracht, um etwaige unspezifische Wechselwirkungen von Proteinen mit der Oberflä¬ che zu vermeiden. Die Blockierungslösung wurde in der Mulde 1 h lang bei 15 0C und leichter mechanischer Bewegung mit 300 UpM in der Feuchtluft-Inkubationskammer inkubiert. Die Mul¬ denoberfläche wurde mit reichlich Wasser gespült, in einem Stickstoffstrom getrocknet und mit 2 μl von 10 E/ml alkali¬ scher Phosphatase, vernetzt mit Streptavidin (Sigma) , über¬ schichtet. Das Enzym wurde 1 h lang bei 15 °C und leichter mechanischer Bewegung mit 300 UpM in einem Feuchtluft- Laborinkubator inkubiert. Die Chip-Oberfläche wurde mit Was¬ ser gespült. Schließlich wurden 2 μl p-Nitrophenylphosphat (0,25 M) in 0,1 M TRIS-Puffer, pH 7,4, der Probenmulde zuge- geben.
Eine schnelle enzymkatalysierte Hydrolyse wurde mit einer UV- VIS-Spektralphotometer-Kammer beobachtet, die auf 570 nm ein¬ gestellt war. Eine Extinktionsänderung von 0,001 auf einen Maximalwert von 0,09 wurde innerhalb von 2,6 Min. beobachtet. Fig. 5 zeigt Mikrophotographien der enzymatischen Hydrolyse von p-Nitrophenylphosphat (transparent) zu freiem p- Nitrophenol (dunkel) in zwei parallelen Versuchen (A, B in Fig. 5) . Referenzmulden mit Enzym, das direkt an die Copoly- mer-Oberfläche adsorbiert worden war, zeigten eine geringere Farbänderung nach Zugabe von Substrat und Inkubation, wohin¬ gegen Mulden, die alkalische Phosphatase über den Linker mit dem polymeren Chip verknüpft enthielten, eine hohe Hydrolyse¬ rate zeigten (Ab, Ac bzw. Bb, Bc in Fig. 5) .
Die Aktivität des Enzyms wurde anschließend in der Quelle des MALDI-TOF-Spektrometers überprüft. Die Chip-Oberfläche wurde an Luft getrocknet und die Mulden (enthaltend alkali¬ sche Phosphatase und deren Substrat p-Nitrophenolphosphat) wurden mit 0,6 μl Hydroxypikolinsäure-Matrix (60 mg/ml in 7/3 Wasser/Acetonitril) überschichtet. Nach Einführung des Kunst¬ stoff-Chips in die MALDI-Quelle und Etablierung des Vakuums wurden deprotonierte Einzelladungs-Peaks von p-Nitro¬ phenylphosphat im Negativ-Reflektron-Modus gemessen. Die Ak- tivität der enzymatischen Reaktion wurde durch Integration der Molekülpeakflachen von p-Nitrophenylphosphat gemessen. Im Vergleich zu den Mulden der Referenzexperimente (Fig. 5, Aa und Ba) , worin nur eine etwa 2-5%ige Abnahme der p- Nitrophenylphosphatkonzentration beobachtet wurde, zeigten die Mulden, die alle Systemkomponenten (aktivierte copolymere Oberfläche, Linker, hydrolytisches Enzym und Substrat) ent¬ hielten, eine 88-92%ige Abnahme der Peakfläche, was eine vollständig quantitative Hydrolyse des Substrats auf dem co- polymeren Chip anzeigt.

Claims

PATENTANSPRÜCHE
1. Strukturierter polymerer Träger für die Spektrometrie, dadurch gekennzeichnet, dass es sich um einen copolyme- ren Träger handelt.
2. Strukturierter copolymerer Träger nach Anspruch 1, da¬ durch gekennzeichnet, dass es sich um einen Träger für die Massenspektrometrie handelt.
3. Träger nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass es sich um einen Träger für die MALDI- oder SELDI- Massenspektrometrie handelt.
4. Träger nach einem der Ansprüche 1-3, dadurch gekenn¬ zeichnet, dass der Träger planar ist und die Struktur eine Tiefe im Bereich von 1 bis 1000 μm aufweist.
5. Träger nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass das Copolymer aus mindestens zwei verschiedenen Monomeren oder davon abgeleiteten Makromo¬ nomeren, die mindestens eine Vinylgruppe enthalten, auf¬ gebaut ist.
6. Träger nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass mindestes eines der Monomere mit mindestens einer SuI- fo-, Hydroxy-, Carboxy- oder Aminogruppe substituiert ist.
7. Träger nach Anspruch 5 oder 6, dadurch gekennzeichnet, dass die Monomere aus der Gruppe aus (Meth) acrylsäure, (Meth) acrylaten, substituierten (Meth) acrylaten, (Meth) acrylamiden, substituierten (Meth) acrylamiden, (Meth) acrylnitril, substituiertem (Meth) acrylnitril) , Styrol und substituierten Styrolen, Divinylbenzol und substituiertem Divinylbenzol, Butadien Ethylenglycoldi- methacrylat, Di (ethylenglycol) dimethacrylat, Ethylengly- coldiacrylat, Di (ethylenglycol) diacrylat, 3- (Acryloy- loxy) -2-hydroxypropylmethacrylat und N,NV-Methylenbis- methacrylamid ausgewählt sind.
8. Träger nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass die (Meth) acrylate Alkyl (meth) acrylate, substituierte Al- kyl (meth) acrylate, Aryl (meth) acrylate oder substi¬ tuierte Aryl (meth) acrylate sind.
9. Träger nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, dass die substituierten Alkyl (meth) acrylate oder substituierten
Aryl (meth) acrylate Sulfo-, Hydroxy-, Carboxy- oder Ami- nofunktionalitäten aufweisen.
10. Träger nach Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet, dass das Copolymer aus Methylmethacrylat und mindestens einem weiteren Monomer, das stärker hydrophob als Methyl¬ methacrylat ist, aufgebaut ist.
11. Träger nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, dass das weitere Monomer aus C2-Ci8-Alkylmethacrylat ausge¬ wählt ist.
12. Verfahren nach Anspruch 11, dadurch gekennzeichnet, dass das Monomer Butylmethacrylat ist.
13. Träger nach Anspruch 5 oder 6, dadurch gekennzeichnet, dass das Copolymer aus Methylmethacrylat und mindestens einem substituiertes Alkylmethacrylat, das eine Sulfo-, Hydroxy- oder Carboxyfunktionalität aufweist, aufgebaut ist.
14. Träger nach Anspruch 5 oder 6, dadurch gekennzeichnet, dass das Copolymer aus Methylmethacrylat und mindestens einem substituierten Alkylmethacrylat, das eine Amino- funktionalität aufweist, aufgebaut ist.
15. Verfahren zur Herstellung strukturierter copolymerer Träger nach einem der Ansprüche 1-14, dadurch gekenn¬ zeichnet, dass eine Polymerisierungslösung, welche min¬ destens zwei verschiedene zu polymerisierende Monomere oder Makromonomere enthält, in einer Form, welche ein Negativ der gewünschten Struktur umfasst, zur Polymeri- sation gebracht wird und die gebildeten Polymerisate aus der Form gelöst werden.
16. Verwendung des strukturierten copolymeren Trägers nach einem der Ansprüche 1-14 in einem massenspektrometri- sehen Assay zum Nachweis von Biomolekülen und Metaboli- ten, einschließlich von Proteinen, Peptiden, Nukleinsäu¬ ren und niedermolekularen Substanzen.
17. Verwendung des strukturierten copolymeren Trägers nach einem der Ansprüche 1-14 in anderen spektrometrischen
Verfahren als der Massenspektrometrie.
18. Verwendung nach Anspruch 17 in der Emissions- oder Ab¬ sorptionsspektroskopie.
19. Verwendung des strukturierten copolymeren Trägers nach einem der Ansprüche 1-14 in einem spektrometrischen Ver¬ fahren bei dem Massenspektrometrie und andere spektro- metrische Verfahren kombiniert werden.
20. Verwendung nach Anspruch 19, bei der MALDI- Massenspektrometrie und Emissions- und/oder Absorptions¬ spektroskopie kombiniert werden.
21. Verwendung nach Anspruch 20, bei der MALDI-Massen- spektrometrie und Fluoreszenzspektroskopie kombiniert werden.
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Families Citing this family (6)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US8980677B2 (en) 2009-12-02 2015-03-17 University Of South Florida Transparent contacts organic solar panel by spray
JP5654610B2 (ja) * 2009-12-02 2015-01-14 ユニヴァーシティ オブ サウス フロリダ スプレー法による透明コンタクト有機ソーラーパネル
WO2012021571A2 (en) * 2010-08-11 2012-02-16 Aushon Biosystems Method of and system for applying blocking material to assay substrates
EP3650117B1 (de) 2011-11-14 2022-07-20 Aushon Biosystems, Inc. Systeme und verfahren zur verbesserung der konsistenz der testleistung
WO2014145609A1 (en) 2013-03-15 2014-09-18 University Of South Florida Mask-stack-shift method to fabricate organic solar array by spray
KR101980863B1 (ko) 2017-02-17 2019-05-23 (주)바이오니아 Maldi 질량분석용 시료 플레이트 및 이의 제조 방법

Citations (4)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US20030207460A1 (en) * 2002-01-25 2003-11-06 Ciphergen Biosystems, Inc. Monomers and polymers having energy absorbing moieties of use in desorption/ionization of analytes
WO2004024318A1 (en) * 2002-09-13 2004-03-25 Pall Corporation Preparation and use of mixed mode solid substrates for chromatography adsorbents and biochip arrays
US20040084615A1 (en) * 2002-07-05 2004-05-06 Bruker Daltonik Gmbh Disposable sample support for mass spectrometry
US20040094705A1 (en) * 2002-11-18 2004-05-20 Wood Kenneth B. Microstructured polymeric substrate

Family Cites Families (9)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
EP0218382B1 (de) * 1985-09-12 1989-12-13 The British Library Behandlung von Archivmaterial
US5703359A (en) * 1996-07-29 1997-12-30 Leybold Inficon, Inc. Composite membrane and support assembly
US6221586B1 (en) * 1997-04-09 2001-04-24 California Institute Of Technology Electrochemical sensor using intercalative, redox-active moieties
US6783929B1 (en) * 1999-11-02 2004-08-31 Chiron Corporation Biological sample component purification and differential display
JP3876965B2 (ja) * 2000-11-17 2007-02-07 信越化学工業株式会社 液状エポキシ樹脂組成物及び半導体装置
KR20030008455A (ko) * 2001-07-18 2003-01-29 학교법인 포항공과대학교 질량분석기를 위한 시료 전처리 장치
US7361311B2 (en) * 2002-06-07 2008-04-22 Purdue Research Foundation System and method for the preparation of arrays of biological or other molecules
WO2005017487A2 (en) * 2003-06-09 2005-02-24 The Regents Of The University Of California Matrix for maldi analysis based on porous polymer monoliths
EP1580559B1 (de) * 2004-03-23 2013-12-25 Bio-Rad Laboratories, Inc. Methoden zur Verringerung der Varianz der Analytkonzentrationen von komplexen Probenmischungen

Patent Citations (4)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US20030207460A1 (en) * 2002-01-25 2003-11-06 Ciphergen Biosystems, Inc. Monomers and polymers having energy absorbing moieties of use in desorption/ionization of analytes
US20040084615A1 (en) * 2002-07-05 2004-05-06 Bruker Daltonik Gmbh Disposable sample support for mass spectrometry
WO2004024318A1 (en) * 2002-09-13 2004-03-25 Pall Corporation Preparation and use of mixed mode solid substrates for chromatography adsorbents and biochip arrays
US20040094705A1 (en) * 2002-11-18 2004-05-20 Wood Kenneth B. Microstructured polymeric substrate

Non-Patent Citations (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
FRANKEVICH VLADIMIR E ET AL: "Role of electrons in laser desorption/ionization mass spectrometry.", ANALYTICAL CHEMISTRY. 15 NOV 2003, vol. 75, no. 22, 15 November 2003 (2003-11-15), pages 6063 - 6067, XP002362033, ISSN: 0003-2700 *
KAI J. ET AL: "Protein microarray on cyclic olefin copolymer (COC) for disposable protein lab-on-a-chip", 7TH INTERNATIONAL CONFERENCE ON MINIATURIZED CHEMICAL AND BIOCHEMICAL ANALYSIS SYSTEMS, 5 October 2003 (2003-10-05), pages 1101 - 1104, XP002362032, ISSN: 1546-198X *
MARKO-VARGA G ET AL: "Disposable polymeric high-density nanovial arrays for matrix assisted laser desorption/ionization-time of flight-mass spectrometry: I. Microstructure development and manufacturing.", ELECTROPHORESIS. OCT 2001, vol. 22, no. 18, October 2001 (2001-10-01), pages 3978 - 3983, XP002362034, ISSN: 0173-0835 *
MUCK ALEXANDER ET AL: "Fast prototyping of hydrophobic disposable polymer support arrays for matrix-assisted laser desorption/ionization-time of flight-mass spectrometry of proteins by atmospheric molding", ELECTROPHORESIS, vol. 26, no. 14, July 2005 (2005-07-01), pages 2835 - 2842, XP002362035, ISSN: 0173-0835 *
PETERSON DOMINIC S ET AL: "Porous polymer monolith for surface-enhanced laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry of small molecules.", RAPID COMMUNICATIONS IN MASS SPECTROMETRY : RCM. 2004, vol. 18, no. 13, 15 July 2004 (2004-07-15), pages 1504 - 1512, XP002362030, ISSN: 0951-4198 *
TIMOFEEV E ET AL: "Binding specificity and stability of duplexes formed by modified oligonucleotides with a 4096-hexanucleotide microarray", NUCLEIC ACIDS RESEARCH, OXFORD UNIVERSITY PRESS, SURREY, GB, vol. 29, no. 12, June 2001 (2001-06-01), pages 2626 - 2634, XP002961131, ISSN: 0305-1048 *
XU YINGDA ET AL: "Non-specific, on-probe cleanup methods for MALDI-MS samples", MASS SPECTROM REV; MASS SPECTROMETRY REVIEWS NOVEMBER/DECEMBER 2003, vol. 22, no. 6, November 2003 (2003-11-01), pages 429 - 440, XP002362031 *

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