WO2001075445A1 - Verfahren und vorrichtung zur detektion von molekülen mittels impedanzspektroskopie - Google Patents

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WO2001075445A1
WO2001075445A1 PCT/EP2001/001899 EP0101899W WO0175445A1 WO 2001075445 A1 WO2001075445 A1 WO 2001075445A1 EP 0101899 W EP0101899 W EP 0101899W WO 0175445 A1 WO0175445 A1 WO 0175445A1
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WO
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carrier
molecules
layers
electrodes
membrane
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PCT/EP2001/001899
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Claus Escher
Norbert Windhab
Jochen Muth
Original Assignee
Nanogen, Inc.
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Publication date
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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • C12Q1/001—Enzyme electrodes
    • C12Q1/002—Electrode membranes
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
    • G01N33/50—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing
    • G01N33/53—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor
    • G01N33/543—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor with an insoluble carrier for immobilising immunochemicals
    • G01N33/54366—Apparatus specially adapted for solid-phase testing
    • G01N33/54373—Apparatus specially adapted for solid-phase testing involving physiochemical end-point determination, e.g. wave-guides, FETS, gratings
    • G01N33/5438—Electrodes

Definitions

  • the invention relates to a new method for the detection of molecules by means of impedance measurement and a device for carrying out such methods.
  • the possibility of detecting one or more different immobilized molecular structures is an essential part of many biochemical studies.
  • the molecular structures are typically formed from ligands which are recognized by specific receptors, such as antibodies, antigens, enzymes, enzyme inhibitors and activators, proteins, nucleic acids,
  • the detection of the presence of such molecular structures is particularly in drug development in the pharmaceutical industry, therapy tracking in medical treatment, medical diagnostics, but also in agricultural sciences and forensics.
  • Measuring chip or immobilized on a designated layer on the chip Measuring chip or immobilized on a designated layer on the chip.
  • Immobilization is limited to a very thin, usually monomolecular layer, which results in a relatively low spatial density of the immobilized molecules contributing to the measurement signal change and insensitivity of the measurement at a high background level. So far, a good signal-to-noise ratio could only be achieved by an amplification effect due to a catalytically effective marking as described in WO 97/34140.
  • the object of the invention is to provide a method for the electrical detection of molecules which has an improved signal / noise ratio and thus an increased efficiency compared to the prior art.
  • the object is achieved by using a three-dimensional, porous carrier made of electrically non-conductive material, in which the catcher molecules can be fixed.
  • the carrier is then exposed to a solution which may contain molecules or molecular complexes to be detected.
  • the loading of the carrier with molecules or molecular complexes can then be determined with the aid of impedance measurements.
  • the electrical reading is carried out by electrodes connected to each other, between which an alternating voltage of different frequency is applied.
  • the frequency of the AC voltage and the strength of the AC voltage applied are freely selectable.
  • the typical frequency range ranges from
  • 0.1 Hz to 20 MHz a range from 100 Hz to 5 MHz is preferred.
  • the typical voltage range extends from 0.1 mV to 10 V, preferably 1 to 100 mV.
  • the geometric arrangement and size of the electrodes can also be freely selected, by means of which the choice of the most advantageous frequency and voltage can also be controlled.
  • a layered structure consisting of two layers of circular shape is advantageous
  • Electrodes between which the loaded carrier is inserted are adjusted in such a way that a largely homogeneous field can form between the individual opposite electrodes.
  • the electrodes that can be switched against each other can also be coplanar in one plane. You can e.g. B. be arranged in strips, circular or concentric. In particular, regular matrix arrangements of the individual electrodes have proven successful. Depending on the problem, however, a specially adapted geometric arrangement of the electrodes can be carried out.
  • the diameter or the edge length L of the electrodes pointing in the direction of the adjacent electrode or used as counterelectrode should be approximately that
  • the optimal thickness of the carrier is then 2L to 4L. Such a geometry ensures a very good penetration of the carrier volume with the alternating field created.
  • Impedance spectroscopy eliminates a variety of previously unsolved problems.
  • a direct connection of the catcher or target structures to the electrodes is no longer necessary.
  • the individual porous supports have a large surface area, so that a high concentration of molecules to be detected is achieved in the support.
  • the carrier ensures optimal use of space above and / or between the electrodes. This increases the sensitivity of the measurement and increases the signal / noise ratio. With an increase in the sensitivity of the measurement, a quantitative determination of the carrier loading with the molecules and molecular complexes to be detected is also possible, which is impedometric Do not allow measuring methods from the prior art.
  • the carrier ensures optimal use of space above and / or between the electrodes. This increases the sensitivity of the measurement and increases the signal / noise ratio. With an increase in the sensitivity of the measurement, a quantitative determination of the carrier loading with the molecules and molecular complexes to be detected is also possible, which is impedometric Do not allow measuring methods from the prior art.
  • washing and drying steps can also be carried out simply outside the measuring device. This means that conventional media such as gels and membranes are directly accessible for impedance measurements. Consequently, reaction media can also be used which are in direct contact with the
  • Electrodes would enter undesired interactions.
  • the loading can also be carried out by pre-loading the carrier with capture molecules, in which case the subsequent accessibility of the molecules or molecular complexes to be detected to the carrier-fixed capture molecules must be ensured.
  • the pore sizes of the support are preferably in the range between 50 nm and 500 nm.
  • the degree of loading and the homogeneity of the loading can be adjusted via the pore size.
  • the carrier must also be able to fix the capture molecules. This can e.g. B. on covalent bonds but also on intermolecular interactions, such as absorption and adsorption.
  • An embodiment is preferred in which the capture molecules e.g. are immobilized by temperature control or UV treatment of the membrane and the molecules or molecular complexes to be detected are then specifically bound to the appropriate capture molecules.
  • carrier materials such.
  • So z. B. biopolymers such as cellulose, dextran or agarose, synthetic polymers such as polyamides, methacrylates, polyvinylbenzene or polystyrene, inorganic polymers such as unsubstituted or alkylated silica, membranes such as polyvinylidene fluoride
  • PVDF polypropylene
  • nylon nitrocellulose or cellulose acetate membranes
  • gels such as agarose or polyacrylamide gels can be used as carriers.
  • the carrier materials can be replaced by appropriate substitutions be functionalized to enable or support the attachment of molecules.
  • the carrier can also be loaded directly with the molecules or molecular complexes to be detected.
  • Conventional chromatographic or electrophoretic techniques may be used in connection with blot methods.
  • Glycine buffer systems are carried out using conventional gel electrophoresis.
  • the separation is based on the size of the denatured peptide chains. It is also possible to use 2D electrophoresis gels as supports.
  • the loading and the first separation step are usually carried out by isoelectric focusing under non-denaturing conditions using an immobilized pH gradient between pH 3 and pH 10. SDS polyacralamide gel electrophoresis can then be connected as a second separation step.
  • the loading of carriers with nucleic acids can also be carried out analogously.
  • DNA fragments can be electrophoretically applied to an agarose gel (usually 1-3%) and separated.
  • a buffer z B. Tris acetate or Tris borate buffer used.
  • An electrophoretic shift assay can also be used to load a
  • Carrier with DNA-protein complexes In this case, polyacrylamide gels are preferably used as carriers.
  • the buffer-containing gels can be read out electrically over an electrode layer by means of impedance measurement. But there is also
  • An advantage of the unspecific loading of gels and membranes is that a wide spectrum of molecules or molecular complexes to be detected can be examined, without having to know a specific binding partner or having to immobilize them on a support.
  • Carrier loading take place.
  • catcher molecules are selectively fixed in the carrier.
  • Catcher molecules are applied e.g. B. with the help of a dispenser, preferably laterally structured and homogeneous in depth.
  • the penetration of the gel or membrane with the capture molecules can be supported and accelerated by applying pressure differences (vacuuming) or by means of electrical fields.
  • the carrier treated in this way can then be exposed to the reaction solution which may contain target structures to be detected.
  • the carrier is then freed of non-specifically bound substances by washing, only the substances bound to the catcher molecules remain.
  • the carrier containing carrier molecules can also be loaded directly on the electrode layer. This is due to an electrical field treatment Process can be accelerated.
  • the loaded three-dimensional porous carrier is soaked in a suitable buffer solution (as described, for example, in Nucleic Acids
  • the support is brought into direct or indirect contact with an electrode matrix.
  • the points of the network that are selectively loaded with capture molecules can then be positioned over the electrodes.
  • Charged target structures such as in the case of nucleic acid fragments that carry a negative charge, can be concentrated in the carrier by applying an electric field.
  • the time required to load the carrier is thus reduced by means of a greatly accelerated catcher / target molecule detection.
  • stringency treatment can be carried out by appropriately reversing the polarity of the field (as described, for example, in Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 1119-1123, Feb. 1997).
  • the impedometric detection can then be carried out.
  • Target structures Compounds which form stable bonds with their target structures can be used as capture molecules.
  • Specifically acting capture molecules such as, for. B. mono- or polyclonal antibodies, antigens, enzymes, coenzymes, enzyme inhibitors, enzyme activators, ligands, receptors and their corresponding agonists and antagonists, hormones, hormone receptors, oligonucleotides, nucleic acids, nucleic acid binding proteins and peptides or synthetic pairing systems, such as PNA, p -RNA, p-DNA or CNA.
  • non-specific acting capture molecules such as. B. lectins, oligosaccharides can be used.
  • target structure includes all substances that bind specifically to the capture molecules, such as molecules or molecular complexes.
  • Target structure recognition such as B. in an antigen-antibody reaction or a ligand-receptor reaction
  • existing target structures can be selectively enriched on the support.
  • a membrane that does not form non-specific bonds with proteins or nucleic acids such as. B. at Cellulose acetate membranes, streptavidin covalently bound.
  • the connection can e.g.
  • Catchers containing amino groups such as. B. streptavidin can be covalently coupled. Afterwards, biotinylated antibodies are irreversibly attached to the membrane with a dispenser. So different antibodies can on a defined
  • Shape of the electrode position determined.
  • the membrane is loaded in a corresponding matrix.
  • the membrane thus prepared can then be exposed to a solution containing antigens.
  • the incubated membrane is then washed with a physiological buffer solution and placed on the electrode matrix so that the penetration of the membrane
  • antibodies are applied with a dispenser to a nitrocellulose membrane mixed with small amounts of cellulose acetate.
  • the cellulose acetate reduces the absorption capacity of the membrane with regard to the non-specifically binding proteins and nucleic acids.
  • the remaining absorption capacity of the membrane is completely filled with the corresponding capture molecules, e.g. B. saturated with antibodies, so that no further non-specific bonds to the membrane are possible.
  • Suitable blockers are e.g. B. polyamines, such as spermidine or nucleic acid free commercially available hybridization buffer.
  • the capture / target structure reaction can then be carried out.
  • the membrane is exposed to a solution containing the molecules or molecular complexes to be detected and then washed with physiological buffer solution.
  • a layered chip is preferably used as the measuring device, which chip consists at least of a layer containing electrodes and the carrier applied thereon and / or below. The chip can next to the electrode and
  • Backing layers include other functional layers, such as. B. insulation layers, permeation layers or layers that connect to
  • This example shows the high and constant loading possibility of suitable membranes.
  • nylon membrane (Nytran SuPerCharge, thickness 200 ⁇ m) was incubated at room temperature for 3 hours with a 250 ⁇ mol solution of a 20-mer oligonucleotide in 50 mmolar L-histidine buffer.
  • the oligo used was modified at the 3 'end with an amine group and at the 5' end with the fluorescent dye Cy3. After the incubation, the membrane was 1 /
  • an epoxy circuit board was provided with a copper electrode consisting of two

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Abstract

Die Erfindung beschreibt ein Verfahren zur Detektion von Zielstrukturen dadurch gekennzeichnet, daß ein dreidimensionaler, aus nicht leitfähigem Material bestehender, poröser Träger mit einer gegebenenfalls zu detektierende Moleküle enthaltenden Lösung versehen wird und anschließend die Beladung des Trägers mit diesen Molekülen durch elektrische Impedanzmessung bestimmt wird. Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist eine Vorrichtung zur Detektion von Zielstrukturen mittels Impedanzmessung bestehend aus einem schichtförmig aufgebauten Chip, der zumindest eine gegeneinander schaltbare Elektroden enthaltenden Lage und dem darauf und/oder darunter aufgebrachten, aus elektrisch nicht leitfähigem Material bestehenden, porösen Träger enthält.

Description

VERFAHREN UND VORRICHTUNG ZUR DETEKTION VON MOLEKÜLEN MITTELS IMPEDANZSPEKTROSKOPIE
Beschreibung
Die Erfindung betrifft ein neues Verfahren zur Detektion von Molekülen mittels Impedanzmessung und eine Vorrichtung zur Durchführung solcher Verfahren.
Die Möglichkeit der Detektion einer oder mehrerer unterschiedlicher immobilisierter Molekülstrukturen ist ein essentieller Bestandteil vieler biochemischer Untersuchungen. Typischerweise werden die Molekülstrukturen aus Liganden gebildet, die durch spezifische Rezeptoren erkannt werden, wie Antikörper, Antigene, Enzyme, Enzyminhibitoren und -aktivatoren, Proteine, Nukleinsäuren,
Hormone, Agonisten und Antagonisten für Zellmembranrezeptoren, Oligosaccharide, Lectine, Toxine, Pathogene, Bakterien, monoklonale Antikörper etc.. Die Erkennung der Präsens solcher Moleküistrukturen ist insbesondere in der Wirkstoffentwicklung der pharmazeutischen Industrie, der Therapieverfolgung bei medizinischer Behandlung, der medizinischen Diagnostik aber auch in den Agrarwissenschaften und der Forensik von Bedeutung.
Zum Zwecke der Detektion sind eine ganze Reihe von Verfahren entwickelt worden, wie Autoradiographie, Massenspektrometrie oder optische Auslesung z. B. mittels Fluoreszenzspektroskopie.
Die Nachteile dieser Verfahren sind vielfältig. Die meisten bedürfen einer radioaktiven oder fluoreszierenden Markierung der Moleküle, andere, wie die Massenspektrometrie sind apparativ aufwendig und schwierig zu miniaturisieren.
Aus diesem Grunde wird in zunehmendem Maße daran gearbeitet, elektrische oder elektrochemische Verfahren zur die Detektion von Molekülstrukturen zu nutzen. Beispiele für solche Verfahren und Vorrichtungen sind z. B. offenbart in WO 88/09499, EP 0543550, US 5653939, WO 97/21094 und WO 97/34140. Bei den dort beschriebenen Verfahren werden die zu detektierenden Moleküle in
Form einer dünnen Lage entweder direkt auf dem mit Elektroden bestückten
Meßchip oder auf einer dafür vorgesehenen Schicht auf dem Chip immobilisiert.
Bislang konnte noch keines dieser Verfahren in größerem Umfang demonstriert werden.
In US 4787963 und WO 96/01836 wird ein Verfahren vorgestellt, wie die Immobilisierung der Moleküle elektrisch gesteuert und beschleunigt werden kann.
Ein Nachteil der bislang vorgestellten elektrischen Detektionsverfahren ist, daß die
Immobilisierung auf eine sehr dünne, in der Regel monomolekulare Schicht beschränkt ist, daraus resultiert eine relativ geringe räumliche Dichte der zur Meßsignaländerung beitragenden immobilisierten Moleküle und Unempfindlichkeit der Messung bei hohem Hintergrundpegel. Hier konnte bislang nur durch einen Verstärkungseffekt aufgrund einer katalytisch wirksamen Markierung wie in WO 97/34140 beschrieben ein gutes Signal/Rausch Verhältnis erreicht werden.
Weitere Nachteile der bislang vorgestellten Verfahren sind mit der Anbindung von Fängermolekülen auf eine bereits auf einem mit Elektroden versehenen Träger aufgebrachte Anbindungsschicht (diese Schicht kann auch die Elektrode selbst sein) verknüpft. So erfordert die Anbindung aufgrund der vorgegebenen, sehr kleinen Elektrodenpositionen eine hohe absolute Genauigkeit bei der Dispensierpositionierung .
Aufgabe der Erfindung ist es ein Verfahren zur elektrischen Detektion von Molekülen zur Verfügung zu stellen, das gegenüber dem Stand der Technik ein verbessertes Signal/Rausch-Verhältnis und damit eine erhöhte Effizienz besitzt.
Die Aufgabe wird durch die Nutzung eines dreidimensionalen, aus elektrisch nicht leitfähigem Material bestehenden porösen Trägers gelöst, in dem Fängermoleküle fixiert sein können. Der Träger wird dann einer gegebenenfalls zu detektierende Moleküle oder Molekülkomplexe enthaltenden Lösung ausgesetzt. Die Beladung des Trägers mit Molekülen oder Molekülkomplexen kann anschließend mit Hilfe von Impedanzmessungen bestimmt werden. Die elektrische Auslesung erfolgt durch gegeneinander geschaltete Elektroden, zwischen denen eine Wechselspannung unterschiedlicher Frequenz angelegt wird. Die Frequenz der Wechsel Spannung sowie die Stärke der angelegten Wechselspannung sind frei wählbar . Der typische Frequenzbereich reicht dabei von
0,1 Hz bis 20 MHz, bevorzugt ist ein Bereich von 100 Hz bis 5 MHz. Der typische Spannungsbereich reicht von 0, 1 mV bis zu 10 V, bevorzugt ist hier 1 bis 100 mV. Ebenso frei wählbar ist die geometrische Anordnung und Größe der Elektroden, durch die auch die Wahl der vorteilhaftesten Frequenz und Spannung gesteuert werden kann. Vorteilhaft ist ein schichtförmiger Aufbau aus zwei Lagen kreisförmiger
Elektroden zwischen die der beladene Träger eingeführt wird. Die Elektrodenlagen werden so justiert das sich ein weitgehend homogenes Feld zwischen den einzelnen gegenüberliegenden Elektroden ausbilden kann. Die gegeneinander schaltbaren Elektroden können aber auch koplanar in einer Ebene liegen. Sie können z. B. streifenförmig, kreisförmig oder auch konzentrisch angeordnet sein. Insbesondere regelmäßig-matrixförmige Anordnungen der einzelnen Elektroden haben sich bewährt. Je nach Problemstellung kann allerdings eine speziell angepaßte geometrische Anordnung der Elektroden vorgenommen werden. Bevorzugt sollte der Durchmesser oder die in Richtung der benachbarten bzw. als Gegenelektrode verwendeten Elektrode zeigende Kantenlänge L der Elektroden ungefähr dem
Abstand zwischen den Elektroden entsprechen. Die optimale Dicke des Trägers beträgt dann 2L bis 4L. Eine solche Geometrie gewährleistet eine sehr gute Durchdringung des Trägervolumens mit dem angelegten Wechselfeld.
Durch die Verwendung eines Trägers in Verbindung mit der Verwendung der
Impedanzspektroskopie werden vielfältige, bisher ungelöste Probleme beseitigt. Eine direkte Anbindung der Fänger- bzw. Zielstrukturen an den Elektroden ist nicht mehr nötig. Die einzelnen porösen Träger besitzen eine große Oberfläche, so daß eine hohe Anreicherung von zu detektierenden Molekülen im Träger erreicht wird. Zusätzlich gewährleistet der Träger eine optimale Raumausnutzung über und/oder zwischen den Elektroden. Dadurch steigt die Sensitivität der Messung und das Signal/Rausch-Verhältnis wird erhöht. Mit Steigerung der Sensitivität der Messung wird auch eine quantitative Bestimmung der Trägerbeladung mit den zu detektierenden Molekülen und Molekülkomplexen möglich, was impedometrische Meßverfahren aus dem Stand der Technik nicht erlauben. Zusätzlich ermöglicht der
Einsatz eines Trägers die räumliche Trennung des Beladungsprozesses vom
Messvorgang. Wasch- und Trocknungsschritte können ebenfalls einfach außerhalb der Messvorrichtung durchgeführt werden. Somit werden herkömmliche Medien wie Gele und Membranen direkt für die Impedanzmessungen zugänglich. Es können folglich auch Reaktionsmedien verwendet werden, die in direktem Kontakt mit den
Elektroden ungewünschte Wechselwirkungen eingehen würden.
Als Träger kommen alle dreidimensionalen aus elektrisch nicht leitfähigen Materialien bestehenden porösen Stoffe in Frage. Die Permeabilität muß die
Beladung des Trägers mit Fängermolekülen oder direkt mit den zu detektierenden Molekülen oder mit Fänger-/Zielstruktur-Komplexen erlauben. Die Beladung kann ebenfalls durch eine Vorabbestückung des Trägers mit Fängermolekülen erfolgen, wobei dann die anschließende Zugänglichkeit der zu detektierenden Moleküle oder Molekülkomplexen zu den trägerfixierten Fängermolekülen gewährleistet sein muß.
Bevorzugt liegen die Porengrößen des Trägers im Bereich zwischen 50 nm und 500 nm. Über die Porengröße können der Beladungsgrad und die Homogenität der Beladung eingestellt werden. Der Träger muß darüber hinaus die Fängermoleküle fixieren können. Dies kann z. B. über kovalente Bindungen aber auch über zwischenmolekulare Wechselwirkungen, wie der Absorption und Adsorption, erfolgen. Bevorzugt ist eine Ausführung, in der die Fängermoleküle z.B. durch Temperierung oder UV-Behandlung der Membran immobilisiert werden und die zu detektierenden Moleküle oder Molekülkomplexe danach spezifisch an die passenden Fängermoleküle gebunden werden .
Als Trägermateriaiien kommen z. B. Polymere, Fasern, Membranen, Gele oder chromatographische Trennmaterialien in Frage. So können z. B. Biopolymere, wie Cellulose, Dextran oder Agarose, synthetische Polymere, wie Polyamide, Methacryiate Polyvinylbenzol oder Polystyrol, anorganische Polymere, wie unsubstituierte oder alkylierte Kieselsäure, Membranen, wie Polyvinylidenfluorid
(PVDF)-, Polypropylen-, Nylon-, Nitrocellulose- oder Celluloseacetatmembranen, Gele, wie Agarose- oder Polyacrylamidgele als Träger eingesetzt werden. Gegebenenfalls können die Trägermaterialien durch entsprechende Substitutionen funktionalisiert sein, um eine Anbindung von Molekülen zu ermöglichen oder zu unterstützen.
Die Beladung des Trägers kann auch direkt mit den zu detektierenden Molekülen oder Molekülkomplexen erfolgen. Dazu kann auf herkömmliche chromatographische oder elektrophoretische Techniken eventuell in Verbindung mit Blotverfahren zurückgegriffen werden.
So kann z. B. die Beladung eines Polyacrylamidgelträgers unter gleichzeitiger Auftrennung einer Proteine enthaltenden Lösung aus 0,1 % SDS in Tris-HCI/Tris-
Glycin-Puffersystemen mittels herkömmlicher Gelelektrophorese erfolgen. Die Auftrennung erfolgt dabei anhand der Größe der denaturierten Peptidketten. Ebenso ist die Verwendung von 2D-Elektrophoresegelen als Träger möglich. Die Beladung und der erste Trennungschritt erfolgen üblicherweise durch isoelektrische Fokussierung unter nicht denaturierenden Bedingungen anhand eines immobilisierten pH-Gradienten zwischen pH 3 und pH 10. Als zweiter Trennungsschritt kann dann eine SDS-Polyacralamid-Gelelektrophorese angeschlossen werden.
Analog kann auch die Beladung von Trägern mit Nukleinsäuren erfolgen. So können zum Beispiel DNA-Fragmente auf ein Agarosegel (in der Regel 1 - 3%ig) elektrophoretisch aufgebracht und getrennt werden. Als Puffer werden z. B. Tris- Acetat- oder Tris-Borat-Puffer eingesetzt.
Ebenso kann über einen elektrophoretischen Shift-Assay die Beladung eines
Trägers mit DNA-Protein-Komplexen erfolgen. Als Träger werden in diesem Fall bevorzugt Polyacrylamidgele verwendet.
Die pufferhaltigen Gele können direkt über einer Elektrodenschicht mittels Impedanzmessung elektrisch ausgelesen werden. Es besteht aber auch die
Möglichkeit über Blotverfahren, bevorzugt durch Elektroblotting, die Proteine oder Nukleinsäurefragmente auf eine geeignete Membran, aufzubringen und den Puffer auszuwaschen. Bei der Membranbeladung mit Proteinen werden bevorzugt Polyvinylidenfluorid (PVDF)- oder Polypropyienmembranen, bei der Beladung mit
Nukleinsäuren Nitrocellulose- oder Nylonmembranen verwendet.
Vorteilhaft ist bei der impedometrischen Auslesung der Elektrophoresegele oder der Blotmembranen, daß keine Markierung der Proteine oder Nukleinsäurefragmente mehr nötig ist. Die Detektion erfolgt direkt über einer Elektrodenmatrix. Darüber hinaus ist die Impedanzmessung sehr empfindlich, es können noch sehr geringe Molekülkonzentrationen im Gel nachgewiesen werden. Probleme können allerdings aufgrund von Inhomogenitäten im Gel selbst oder im Puffer hervorgerufen werden. Solche Inhomgenitäten können durch nachgeschaltete Blotverfahren ausgeräumt werden.
Ein Vorteil der unspezifischen Beladung von Gelen un d Membranen ist, daß ein breites Spektrum von zu detektierenden Molekülen oder Molekülkomplexen untersucht werden kann, und zwar ohne einen spezifischen Bindungspartner kennen zu müssen bzw. auf einem Träger immobilisieren zu müssen.
Neben der unspezifischen Beladung von Gelen und Membranen durch herkömmliche elektrophoretische und chromatographische Trennverfahren, gegebenenfalls mit anschließendem Blotvorgang, kann auch eine zielgerichtete
Beladung des Trägers stattfinden. Dazu werden Fängermoleküle selektiv im Träger fixiert. Die Aufbringung von Fängermolekülen erfolgt z. B. mit Hilfe eines Dispensers, bevorzugt lateral strukturiert und in der Tiefe homogen . Die Durchdringung des Gels oder der Membran mit den Fängermolekülen kann durch Anlegen von Druckdifferenzen (Saugen mit Vakuum) oder mittels elektrischer Felder unterstützt und beschleunigt werden.
Der so behandelte Träger kann dann der gegebenenfalls zu detektierende Zielstrukturen enthaltenden Reaktionslösung ausgesetzt werden. Danach wird der Träger durch Waschen von nicht spezifisch gebundenen Substanzen befreit, es bleiben nur die an den Fängermolekülen gebundenen Substanzen zurück.
Die Beladung des Fängermoleküle enthaltenden Trägers kann darüber hinaus direkt auf der Elektrodenlage erfolgen. Durch eine elektrische Feldbehandlung ist dieser Prozeß beschleunigbar. Der beladene dreidimensionale poröse Träger wird dazu in einer geeigneten Pufferlösung getränkt (wie z.B. beschrieben in Nucleic Acids
Research, 1997, 25, (24), p. 4908), die die zu detektierenden Moleküle oder
Molekülkomplexe enthält. Gleichzeitig oder nach der Tränkung mit der Pufferlösung wird der Träger in direkten oder indirekten Kontakt mit einer Elektrodenmatrix gebracht. Die selektiv mit Fängermolekülen beladenen Stellen des Netzwerks können dann über den Elektroden positioniert werden.
Geladene Zielstrukturen, wie im Falle von Nukleinsäurefragmenten, die eine negative Ladung tragen, können durch Anlegen eines elektrischen Feldes im Träger aufkonzentriert werden. Die nötige Zeit zur Beladung des Trägers wird so über eine stark beschleunigte Fänger-/Zielmoiekül-Erkennung verkürzt. In der Folge kann durch geeignetes Umpolen des Feldes eine Stringenzbehandlung erfolgen (wie z. B. beschrieben in Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 94, 1119-1123, Feb. 1997). Nach Austausch der Pufferlösung kann dann die impedometrische Detektion erfolgen.
Als Fängermoleküle können Verbindungen eingesetzt werden, die stabile Bindungen mit ihren Zielstrukturen eingehen. Besonders bevorzugt sind dabei spezifische wirkende Fängermoleküle, wie z. B. mono- oder polyklonale Antikörper, Antigene, Enzyme, Coenzyme, Enzyminhibitoren, Enzymaktivatoren, Liganden, Rezeptoren und deren korrespondierenden Agonisten und Antagonisten, Hormone, Hormonrezeptoren, Oligonukleotide, Nukleinsäuren, Nukleinsäure bindende Proteine und Peptide oder auch synthetische Paarungssysteme, wie PNA, p-RNA, p-DNA oder CNA. Aber auch unspezifisch wirkende Fängermoleküle, wie z. B. Lectine, Oligosaccharide sind verwendbar. Unter dem Begriff Zielstruktur fallen dabei alle spezifisch an die Fängermoleküle bindenden Substanzen, wie Moleküle oder Molekülkomplexe.
Über die sehr spezifisch wirkende Fängermolekül/Zielstrukturerkennung, wie z. B. bei einer Antigen-Antikörper-Reaktion oder einer Ligand-Rezeptor-Reaktion können vorhandene Zielstrukturen selektiv auf dem Träger angereichert werden.
In einer bevorzugten Ausführungsform wird an eine Membran, die keine unspezifischen Bindungen mit Proteinen oder Nukleinsäuren eingeht, wie z. B. bei Celluloseacetatmembranen, Streptavidin kovalent gebunden. Die Anbindung kann z.
B. mit Carbonsäuregruppen funktionalisiertem Trägermaterial erfolgen, an die dann
Aminogruppen enthaltende Fänger, wie z. B. Streptavidin kovalent gekoppelt werden können. Danach werden mit einem Dispenser biotinylierte Antikörper irreversibel an der Membran befestigt. So können unterschiedliche Antikörper an einem definierten
Ort auf der Membran aufgebracht werden. Die Auftragungsorte werden von der
Form der Elektrodenlage bestimmt. So wird bei Verwendung eines Elektrodenarrays eine entsprechend matrixförmige Beladung der Membran vorgenommen. Die so preparierte Membran kann dann einer Antigene enthaltenden Lösung ausgesetzt werden. Die inkubierte Membran wird dann mit einer physiologischen Pufferlösung gewaschen und so auf der Elektrodenmatrix gelegt, daß die Durchdringung der mit
Antikörpern beladenen Membranorte bei der impedometrischen Messung mit
Feldlinien möglichst groß ist.
In einer weiteren Ausführungsform werden Antikörper mit einem Dispenser auf eine mit geringen Mengen Celluloseacetat versetzten Nitrocellulosemembran aufgebracht. Durch das Celluloseacetat wird die Aufnahmekapazität der Membran bezüglich der unspezifisch bindenden Proteine und Nukleinsäuren herabgesetzt. Die verbleibende Aufnahmekapazität der Membran wird vollständig mit den entsprechenden Fängermolekülen, z. B. mit Antikörpern gesättigt, so daß keine weiteren unspezifischen Bindungen an der Membran möglich sind.
Es ist darüber hinaus möglich, auch herkömmliche Nitrocellulosemembranen oder Nylonmembranen als Träger zu verwenden . Die nach der Beladung mit Fängermolekülen nicht besetzten Bindungsstellen der Membran werden anschließend mit einer den Wechselstrom widerstand kaum oder in bekannter Weise beeinflussenden Substanz blockiert. Geeignete Blocker sind z. B. Polyamine, wie Spermidin oder auch Nukleinsäure freie käufliche Hybridisierungspuffer. Die beim Blotten üblicherweise verwendeten Blocker, wie z. B. Rinderserumalbumin oder Nukleinsäurefragmente mit unspezifischen Sequenzen können hier nicht verwendet werden. Nach der Blockierung der Membran kann dann die Fänger-/Zielstruktur Reaktion durchgeführt werden. Dazu wird die Membran einer die zu detektierende Moleküle oder Molekülkomplexe enthaltende Lösung ausgesetzt und anschließend mit physiologischer Pufferlösung gewaschen. Als Messvorrichtung wird bevorzugt ein schichtförmig aufgebauter Chip verwendet, der zumindest aus einer Elektroden enthaltenden Lage und dem darauf und/oder darunter aufgebrachten Träger besteht. Der Chip kann neben den Elektroden- und
Trägerschichten noch weitere funktionelle Schichten beinhalten, wie z. B. Isolationsschichten, Permeationsschichten oder Schichten, die zur Anbindung von
Molekülen oder weiteren Schichten funktionalisiert wurden.
Beispiel 1
Dieses Beispiel zeigt die hohe und beständige Beladungsmöglichkeit von geeigneten Membranen.
Eine kommerziell erhältliche Nylon-Membran (Nytran SuPerCharge, Dicke 200 μm) wurde bei Raumtemperatur 3 Stunden lang mit einer 250 μmolaren Lösung eines 20- mer Oligonukleotids in 50 mmolarem L-Histidin-Puffer inkubiert. Das verwendete Oligo war am 3'-Ende mit einer Am ingruppe und am 5'-Ende mit dem Fluoreszenzfarbstoff Cy3 modifiziert. Nach der Inkubation wurde die Membran 1/
Stunde lang bei 80° getempert. Danach wurde die Membran gründlich mit destilliertem Wasser gewaschen. Die anschließende Auswertung des optischen Fluoreszenzsignals erfolgt gegen eine Eichkurve, ermittelt aus der Differenz der Flureszenzemission in Lösung und dem Fluoreszenzabsorptionswert der Membran. Es wurde eine Beladungsdichte von mehr als 1 mM je Liter ermittelt. Die Dichte nimmt von außen her zur Mitte der Membran hin ab, in der Mitte auf etwa die Hälfte des Oberflächenwertes.
Im Vergleich dazu führt eine typisch erreichbare Belegungsdichte auf planaren Oberflächen von ca. 1 fMol / mm2 nur zu einer vergleichbaren, über die 200 μm dicke
Membran verteilte Dichte von ca. 1 μMol je Liter.
Beispiel 2
Eine auf ein Glassubstrat fest aufgebrachte Nylon-Membran (Cast™ Slide, Dicke 200 μm) wurde mit Tropfen 250 μmolarer Lösung eines 20-mer Oligonukleotids in 50 mmolarem L-Histidin-Puffer für 3 h in gesättigter Wasserdampfatmosphäre inkubiert. Auch hier wurde nach Waschen mit destilliertem Wasser eine Beladungsdichte von mehr als 1 mM je Liter gemessen. Auf der dem Glas zugewandten Seite war die Beladungsdichte auf etwa 30% des Wertes auf der freien Oberfläche abgefallen. Die Membran wurde im folgenden einer elektrischen Impedanzmessung unterzogen.
Dazu wurde eine Epoxy-Platine mit einer Kupferelektrode versehen, die aus zwei
Halbkreisen (Radius ca. 3 mm) mit jeweiligen Zuleitungen bestand. Die beiden
Halbkreise waren durch einen ca. 300 μm breiten Spalt voneinander getrennt. Nunmehr wurde die mit L-Histidin-Puffer getränkte, teilweise beladene Membran zur
Einstellung des Abstandes mit ihrer offenen Seite mit definierter Kraft gegen die
Kupferelektrode gedrückt, eine Wechselspannung von 0,1 bis 10 kHz und 10 mV
Amplitude appliziert und der Betrag der Impedanz gemessen. Je nachdem, ob ein unbeladener oder beladener Bereich der Membran über dem Spalt positioniert wurde, ergab sich ein um ca. 10% niedrigerer oder höherer Betrag für den
Absolutwert der gemessenen Impedanz Absolut wurde eine Impedanz von 22 kOhm im beladenen Zustand gegenüber 20 kOhm im unbeladenen Zustand ermittelt.

Claims

Patentansprüche
1. Verfahren zur Detektion von Zielstrukturen dadurch gekennzeichnet, daß ein dreidimensionaler, aus nicht leitfähigem Material bestehender, poröser Träger mit einer gegebenenfalls zu detektierende Moleküle enthaltenden Lösung versehen wird und anschließend die Beladung des Trägers mit diesen Molekülen durch elektrische Impedanzmessung bestimmt wird.
2. Verfahren nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, daß Fängermoleküle auf/im dreidimensionalem Träger fixiert sind.
3. Verfahren nach Anspruch 2 dadurch gekennzeichnet, daß die Fängermoleküle Oligonukleotide, PNA, p-RNA, p-DNA, CNA, Nukleinsäurefragmente und/oder Proteine und/oder Peptide sind.
4. Verfahren nach Anspruch 3 dadurch gekennzeichnet, daß die Fängermoleküle Antikörper und/oder Antigene und/oder Enzyme, Coenzyme und/oder Enzyminhibitoren, -aktivatoren und/oder DNA-bindende Proteine, wie z. B. Transkriptionsfaktoren und/oder Rezeptoren und/oder deren Agonisten oder
Antagonisten sind.
5. Verfahren nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, daß die Beladung des Trägers über ein Blotverfahren, insbesondere über ein Elektroblotting erfolgt.
6. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 4 dadurch gekennzeichnet, daß die Beladung des Trägers über eine Fängermolekül/Zielstruktur-Bindung erfolgt.
7. Verfahren nach einem der vorherigen Ansprüche dadurch gekennzeichnet, daß der Träger ein dreidimesionales Netzwerk, bevorzugt eine Membran, insbesondere eine Polyvinylidenfluorid (PVDF) -, Polypropylen-, Nitrocellulose-, Celluloseacetat- oder Nylonmembran ist.
8. Verfahren nach einem der vorherigen Ansprüche dadurch gekennzeichnet, daß der Träger eine Dicke von 5 μm bis 1 mm, bevorzugt von 10 μm bis 500 μm, ganz besonders bevorzugt von 20 μm bis 200 μm besitzt.
9. Verfahren nach einem der vorherigen Ansprüche dadurch gekennzeichnet, daß der Träger zwischen zwei komplementären, Elektroden enthaltenden, Lagen eingebracht wird und das elektrische Wechselfeld durch das Gegeneinander- schalten zweier sich gegenüberliegender Elektroden aufgebaut wird.
10. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 8 dadurch gekennzeichnet, daß der
Träger auf einer koplanare Elektroden enthaltenden Lage aufgebracht wird und das elektrische Wechselfeld zwischen zwei oder mehreren gegeneinander geschalteten Elektroden aufgebaut wird.
11.Verfahren nach einem der vorherigen Ansprüche dadurch gekennzeichnet, daß weitere funktionelle Schichten, wie z. B. Isolationsschichten, Permeationsschichten oder Schichten, die zur Anbindung von Molekülen oder weiteren Schichten funktionalisiert wurden, zwischen Träger und Elektrodenlage angebracht werden.
12. Verfahren nach Anspruch 11 dadurch gekennzeichnet, daß auf mindestens einer Seite des Trägers eine funktionelle Schicht aus nicht elektrisch leitfähigem Material angebracht wird, durch die nur Wasser und kleine Ionen hindurch treten können.
13. Vorrichtung zur Detektion von Zielstrukturen mittels Impedanzmessung bestehend aus einem schichtförmig aufgebauten Chip, der zumindest eine gegeneinander schaltbare Elektroden enthaltenden Lage und dem darauf und/oder darunter aufgebrachten, aus elektrisch nicht leitfähigem Material bestehenden, porösen Träger enthält.
14. Vorrichtung nach Anspruch 13 dadurch gekennzeichnet, daß der Träger eine Membran oder ein Gel ist.
15. Vorrichtung nach Anspruch 14 dadurch gekennzeichnet, daß im Träger Fängermoleküle immobilisiert sind.
16. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 13 bis15 dadurch gekennzeichnet, daß der Träger zwischen zwei Elektroden enthaltenden Lagen eingespannt ist.
17. Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 13 bis 16 dadurch gekennzeichnet, daß der Chip weitere funktionelle Schichten beinhaltet, wie z. B. Isolationsschichten, Permeationsschichten oder Schichten, die zur Anbindung von Molekülen oder weiteren Schichten funktionalisiert wurden.
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Cited By (2)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO2003078991A1 (de) * 2002-03-14 2003-09-25 Infineon Technologies Ag Vertikal-impedanz-sensor-anordnung und verfahren zum herstellen einer vertikal-impedanz-sensor-anordnung
DE102007009131A1 (de) * 2007-02-24 2008-08-28 Forschungszentrum Karlsruhe Gmbh Verfahren zum hochempfindlichen Nachweis des Vorhandenseins von Makromolekülen in einem wässrigen Medium

Citations (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO1988009499A1 (en) * 1987-05-18 1988-12-01 The Johns Hopkins University Optimized capacitive sensor for chemical analysis and measurement
WO1994028414A1 (en) * 1993-05-29 1994-12-08 Cambridge Life Sciences Plc Sensors based on polymer transformation
US5567301A (en) * 1995-03-01 1996-10-22 Illinois Institute Of Technology Antibody covalently bound film immunobiosensor
WO1997021094A1 (en) * 1995-12-01 1997-06-12 Innogenetics N.V. Impedimetric detection system and method of production thereof
WO1997044651A1 (en) * 1996-05-22 1997-11-27 Australian Membrane And Biotechnology Research Institute Nucleic acid sensor
WO1998019153A1 (en) * 1996-10-26 1998-05-07 The Victoria University Of Manchester Sensor employing impedance measurements
FR2757949A1 (fr) * 1996-12-30 1998-07-03 Commissariat Energie Atomique Microsysteme pour analyses biologiques et son procede de fabrication

Family Cites Families (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US4787963A (en) * 1987-05-04 1988-11-29 Syntro Corporation Method and means for annealing complementary nucleic acid molecules at an accelerated rate
US6017696A (en) * 1993-11-01 2000-01-25 Nanogen, Inc. Methods for electronic stringency control for molecular biological analysis and diagnostics
US5846708A (en) * 1991-11-19 1998-12-08 Massachusetts Institiute Of Technology Optical and electrical methods and apparatus for molecule detection
IL103674A0 (en) * 1991-11-19 1993-04-04 Houston Advanced Res Center Method and apparatus for molecule detection
DE19610115C2 (de) * 1996-03-14 2000-11-23 Fraunhofer Ges Forschung Detektion von Molekülen und Molekülkomplexen

Patent Citations (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO1988009499A1 (en) * 1987-05-18 1988-12-01 The Johns Hopkins University Optimized capacitive sensor for chemical analysis and measurement
WO1994028414A1 (en) * 1993-05-29 1994-12-08 Cambridge Life Sciences Plc Sensors based on polymer transformation
US5567301A (en) * 1995-03-01 1996-10-22 Illinois Institute Of Technology Antibody covalently bound film immunobiosensor
WO1997021094A1 (en) * 1995-12-01 1997-06-12 Innogenetics N.V. Impedimetric detection system and method of production thereof
WO1997044651A1 (en) * 1996-05-22 1997-11-27 Australian Membrane And Biotechnology Research Institute Nucleic acid sensor
WO1998019153A1 (en) * 1996-10-26 1998-05-07 The Victoria University Of Manchester Sensor employing impedance measurements
FR2757949A1 (fr) * 1996-12-30 1998-07-03 Commissariat Energie Atomique Microsysteme pour analyses biologiques et son procede de fabrication

Cited By (3)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO2003078991A1 (de) * 2002-03-14 2003-09-25 Infineon Technologies Ag Vertikal-impedanz-sensor-anordnung und verfahren zum herstellen einer vertikal-impedanz-sensor-anordnung
DE102007009131A1 (de) * 2007-02-24 2008-08-28 Forschungszentrum Karlsruhe Gmbh Verfahren zum hochempfindlichen Nachweis des Vorhandenseins von Makromolekülen in einem wässrigen Medium
DE102007009131B4 (de) * 2007-02-24 2008-12-04 Forschungszentrum Karlsruhe Gmbh Verfahren zum hochempfindlichen Nachweis des Vorhandenseins von Makromolekülen in einem wässrigen Medium

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