MXPA97004274A - Auxiliares de solubilizacion para macromoleculashidrofilicas - Google Patents

Abstract

La invención provee un procedimiento para la preparación de una preparación hidrofóbica de una sola fase que comprende una especie hidrofílica en un solvente hidrofóbico, en donde un compuesto, el cual es:(a) un compuesto de bajo peso molecular que tiene por lo menos algún grado de polaridad;y/o (b) unácido orgánico soluble en lípido;y/o (c) un anfífilo;y (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos;se añade durante el procedimiento para ayudar a la solubilización.

Description

AUXILIARES DE SOLUBILIZACION PARA MACROMOLECULAS HIDROF1LICAS DESCRIPCIÓN DE LA INVENCIÓN La presente invención se refiere al uso de ciertos compuestos como auxiliares de solubilización para solubilizar moléculas hidrofílicas en una fase hidrofóbica, en la cual no serán normalmente solubles. En particular, la presente invención se refiere al uso de tales auxiliares de solubilización para solubilizar macromoléculas hidrofílicas en una fase hidrofóbica, en la cual normalmente no serán solubles. Para muchas aplicaciones, v. gr., en la ciencia farmacéutica, en la tecnología alimenticia o la industria de cosméticos, el trabajo con proteínas y macromoléculas similares presenta problemas ya que su carácter hidrofílico y su alto grado de polaridad limitan el grado al cual pueden interactuar con o incorporarse a fases de lípido. Muchos sistemas naturales emplean barreras lipídicas (v. gr., piel, membranas de célula) para evitar la entrada de las moléculas hidrofílicas a los compartimientos internos; la habilidad para dispersar proteínas en vehículos lipidíeos podrá abrir una nueva ruta para la introducción de estas macromoléculas a sistemas biológicos, por lo que el medio de lípido que contiene la proteína, puede integrarse con los constituyentes hidrofóbicos de barreras, en lugar se ser excluidos por ellos.

La dispersión de substancias hidrofílicas en la fase de aceite en lugar de medios acuosos confiere otros beneficios en términos de incrementos en su estabilidad con respecto a la desnaturalización mediada por temperatura, hidrólisis, sensibilidad a la luz, etc. Los aceites pueden ser elegidos para que permanezcan fluidos sobre una escala de temperatura más amplía que las soluciones acuosas, o que tengan una viscosidad superior, dando como resultado una protección mayor contra el daño físico. En sistemas de fase compuesta, la característica de secuestro de las proteínas en aceite puede limitar mutuamente interacciones peligrosas, v. gr., oxidación, con compuestos solubles en agua. Existen ejemplos de formulaciones que contienen tanto macromoléculas como aceite y uno de tales ejemplos se describe en EP-A-0366277. La formulación descrita en este documento es una emulsión que tiene una fase tanto hidrofóbica como una hidrofílica, en donde la fase hídrofílica contiene lípidos formadores de kilomicra o kilomicrón. Sin embargo, la macromolécula se disuelve en la fase hidrofílica, no en la fase hidrofóbica. EP-A-0521994 también se refiere a una composición adecuada para el suministro oral de macromoléculas, la cual comprende un material biológicamente activo en asociación con lecitina o un compuesto capaz de actuar como un precursor para lecitina in vivo. Todas las composiciones ¡lustradas son formulaciones que comprenden una fase hidrofílica y una lipofílica. Una vez más, en este documento de la técnica anterior, la macromolécula se disuelve en la fase hidrofílica en lugar de en la fase lipofílica. Aunque las formulaciones mencionadas anteriormente contienen tanto macromoléculas como aceites, es importante que en todos los casos, la macromolécula se disuelva en la fase hidrofílica en lugar de en la fase lipofílica. Los intentos para formar soluciones verdaderas de macromoléculas en aceites han concordado con éxito limitado. Okahata y otros (J. Chem. Soc. Chem. Commun., 1988, 1392-1294) describen un procedimiento para solubilizar proteínas en un solvente hidrofóbico. Sin embargo, en la disposición de proteína rodeada por moléculas anfífilas, producidas por dicho método, los autores establecieron que las moléculas anfífilas reaccionaban con la proteína en el medio líquido a través de unión de hidrógeno o vía una interacción electrostática para formar un precipitado sólido. La solicitud de patente del Reino Unido No. 9323588.5 describe un procedimiento a través del cual una especie hidrofílica puede ser solubilizada en un solvente hidrofóbico, en el cual no será normalmente soluble. El procedimiento se basa en el descubrimiento sorprendente de que si una especie hidrofílica es mezclada con un anfífilo bajo ciertas condiciones, la composición resultante será fácilmente soluble en solventes lipofílicos tales como aceites. Sin embargo, con algunos solventes hidrofóbicos, por ejemplo, triglicéridos de cadena más larga, la solubilización algunas veces sigue siendo difícil y existe, por lo tanto, la necesidad de formas para mejorar la eficiencia de la solubilización.

Sorprendentemente, se ha encontrado que ciertos compuestos pueden ayudar a la solubilización de la especie hidrofílica y, por lo tanto, facilitan la formación de una preparación hidrofóbica de una sola fase. Esto es particularmente útil cuando el solvente hidrofóbico incluye triglicéridos de cadena media o más larga. Así, en un primer aspecto de la presente invención se provee un procedimiento para la preparación de una preparación hidrofóbica de una sola fase, que comprende una especie -hidrofílica, en un solvente hidrofóbico, el procedimiento comprendiendo: (i) asociar la especie hidrofílica con un anfífilo en un medio líquido de manera que, en el medio líquido, no exista ninguna interacción química entre el anfífilo y la especie hidrofílica; (ii) remover el medio líquido para dejar una disposición de moléculas anfífilas con sus grupos superiores hidrofílicos orientados hacia las especies hidrofílicas; y, (iii) proveer un solvente hidrofóbico alrededor de la especie hidrofílica/disposición del anfífilo; en donde un compuesto el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; se añade a una o más de las etapas anteriores (i)-(iii).

En otro aspecto, la presente invención provee un procedimiento para la preparación de una preparación hidrofóbica de una sola fase que comprende una especie hidrofílica, en un solvente hidrofóbico, el procedimiento comprendiendo: (i) asociar la especie hidrofílica con una fosforil colina que contiene un anfífilo en un medio líquido de manera que, en el medio líquido, no existe ninguna interacción química entre el anfífilo y la especie hidrofílica; (ii) remover el medio líquido para dejar una disposición de moléculas anfífilas con sus grupos superiores hidrofílicos orientados hacia la especie hidrofílica; y (iii) proveer un solvente hidrofóbico alrededor de la especie hidrofílica/disposición anfífila; en donde un compuesto el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo diferente de aquel usado anteriormente; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; se añade a una o más de las etapas anteriores (i)-(iii). Preferiblemente, (a) descrito anteriormente para ambos aspectos es un compuesto de peso molecular bajo, neutro, soluble en lípidos, que tiene por lo menos algún grado de polaridad. El uso de tales compuestos, como se describe en la presente, hace la formación más fácil de una especie de una sola fase, en la cual una especie hidrofílica es solubilizada en un solvente hidrofóbico, en el cual no será normalmente soluble. Esto es particularmente ventajoso cuando el solvente hidrófobo es uno o más triglicéridos de cadena más larga. Sin embargo, aún en situaciones en donde el solvente hidrofóbico no es un triglicérido de cadena más larga, el uso de tales compuestos facilitará la formación de una preparación de una sola fase, y pueden, por ejemplo, reducir el tiempo requerido para producir tales preparaciones de fase individual. Adecuadamente, (a) Puede ser un compuesto de peso molecular bajo tal como un ácido carboxílico, un aminoácido, alcohol bencílico, etanol, t-butanol, i-propanol, o monooleato de glicerol; (b) puede ser un ácido carboxílico, fenol, p-cresol, ácido fenil-borónico, ácido bencil-bórico, ácido fenil-sulfónico, ácido fenil-arsénico, ácido benzoico, ácido salicílico, ácido acético, ácido sórbico, ácido valeárico, ácido oleico y ácido caproico; y (c) puede ser seleccionado de hemisuccinato de colesterol (Chems), a-tocoferol, succinato de a-tocoferol (aTS), ácido fosfatídico (PA), fosfatidil-glicerol, fosfatidil-inositol y derivados liso de cualquiera de las fosfatídas. En la presente invención, el término "especie hidrofílica" se refiere a cualquier especie que generalmente es soluble en solventes acuosos, pero insoluble en solventes hidrofóbicos.

En una modalidad preferida, el auxiliar de solubilización se añade en la etapa (i) y/o se provee con el solvente hidrofóbico en la etapa (iii). Los compuestos se utilizan a concentraciones en la escala de 0.1-75% del peso total de la preparación, de preferencia en la escala de 0.5-10%, y muy preferiblemente en la escala de 1-5%. En el contexto de la presente invención, el término "interacción química" se refiere a una interacción tal como un enlace covalente o iónico o un enlace de hidrógeno. No se pretende incluir fuerzas van der Waals u otras interacciones de este tipo de magnitud. Cuando el compuesto se añade en la etapa (i), preferiblemente éste se selecciona del grupo que consiste de anf ¡filos o alcoholes polihídricos. Una amplia variedad de macromoléculas pueden ser adecuadamente solubilizadas de acuerdo con la presente invención.

En general, el compuesto macromolecular será hidrofílico o por lo menos tendrá regiones hidrofílicas, ya que usualmente existe muy poca dificultad en la solubilización de una macromolécula hidrofóbica en soluciones oleosas. Ejemplos de macromoléculas adecuadas incluyen proteínas y glicoproteínas, ácidos oligo y polinucleicos por ejemplo, ADN y ARN, polisacáridos y ensambles supramoleculares de cualquiera de éstos incluyendo, en algunos casos, células completas, organelos o virus (completos o partes de los mismos). También puede ser conveniente co-solubilizar una pequeña molécula, tal como una vitamina, en asociación con una macromolécula, particularmente un polisacárido tal como una ciclodextrina. Las moléculas pequeñas tales como la vitamina B12 también puede ser químicamente conjugada con macromoléculas y de esta manera puede ser incluida en las composiciones. Ejemplos de proteínas particulares, que pueden ser exitosamente solubilizadas a través del método de la presente invención incluyen insulina, calcitonina, hemoglobina, citocromo C, peroxidasa de rábano, aprotinina tirosinasa de hongo, eritropoietina, somatotropina, hormona del crecimiento, factor de liberación de la hormona de crecimiento, galanina, uroquinasa, Factor IX, activador de plasminógeno de tejido, dismutasa de superóxido, catalasa, peroxidasa, ferritina, interferon, Factor VIII, melanina, y fragmentos de los mismos (todas las proteínas anteriores pueden ser formadas a partir de cualquier fuente adecuada). Otras macromoléculas que pueden ser utilizadas son dextrano marcado con FITC y extracto de ARN de levadura Torulla. Además de las macromoléculas, el procedimiento de la presente invención se utiliza para solubilizar moléculas orgánicas más pequeñas. Ejemplos de las moléculas orgánicas pequeñas incluyen glucosa, ácido ascórbico, carboxifluorescina, y muchos agentes farmacéuticos, por ejemplo, agentes contra el cáncer, pero, por supuesto, el procedimiento puede ser igualmente aplicado a otras moléculas orgánicas pequeñas, por ejemplo, otras vitaminas u otros agentes farmacéutica o biológicamente activos. Además, también se pueden solubilizar moléculas tales como cloruro de calcio y fosfato de sodio, utilizando el procedimiento de la invención. En realidad, la presente invención podría ser particularmente ventajosa para agentes farmacéutica y biológicamente activos, ya que se puede variar el uso de soluciones no acuosas que puede permitir la ruta mediante la cual la molécula entra al cuerpo, por ejemplo, para incrementar la biodisponibilidad. Otro tipo de especies que pueden ser incluidas en las composiciones hidrofóbicas de la invención, es un material inorgánico tal como una molécula inorgánica pequeña o una substancia coloidal, por ejemplo, un metal coloidal. El procedimiento de la presente invención permite que sean retenidas algunas de las propiedades de un metal coloidal, tal como oro, paladio, platino, o rodio coloidal, aún en solventes hidrofóbicos en los cuales las partículas podrían, bajo circunstancias normales, agregarse. Esto puede ser particularmente útil para catálisis de reacciones llevada a cabo en solventes orgánicos. Existen numerosos anfífilos, los cuales pueden ser utilizados en la presente invención, y son especialmente adecuados han sido los anfífilos zwiteriónicos tales como fosfolípidos. Los fosfolípidos que tienen un grupo superior de fosfatidil colina han sido utilizados con éxito particular y los ejemplos de tales fosfolípidos incluyen la misma fosfatidil colina (PC), liso-fosfatidil colina (liso-PC), esfingomielina, derivados de cualquiera de éstos, por ejemplo, hexadecil fosfocolina o polímeros anfifílicos que contienen fosforil colina y anfífilos halogenados, v. gr., fosfolípidos fluorados. En la presente invención, los términos fosfatidilcolina (PC) y lecitina se utilizan intercambiablemente. Las lecitinas naturales adecuadas pueden derivarse de cualquier fuente adecuada, por ejemplo, huevo y, en particular, soya. En la mayoría de los casos, se prefiere seleccionar un anfífilo, el cual sea químicamente similar al solvente hidrofóbico elegido y ésto se discute con detalle más adelante El hecho de que los inventores de la presente hayan encontrado que los anfífilos zwiteriónicos tales como fosfolípidos, sean particularmente adecuados para utilizarse en el procedimiento, es una indicación particular de las diferencias significativas entre la presente invención y el método de Okahata y otros Significativamente, los autores de aquel documento de la técnica anterior concluyeron que los lípidos aniónicos y zwiteriónicos eran completamente inadecuados para utilizarse en su método, y se estableció que obtenían una producción de cero de su complejo utilizando estos lípidos. El solvente hidrofóbico de elección dependerá del propósito para el cual sea pretendida la composición, en el tipo de especie que va a ser solubilizada y en el anfífilo. Los solventes adecuados incluyen aceites no polares tales como aceite mineral, escualano y escualeno, ácidos grasos de cadena larga con ácidos grasos insaturados, tales como ácidos oleico y linoleico, siendo preferidos alcoholes, alcoholes de cadena particularmente media tales como octanol y alcoholes de cadena larga ramificada tales como fitol isoprenoides, v gr., nerol, y geraniol, terpineol, monoglicépdos tales como monooleato de glicerol (GMO), otros esteres, por ejemplo, acetato de etilo, acetato de amilo y acetato de bornilo, diglicéridos y triglicérídos, triglicéridos de cadena particularmente media y mezclas de los mismos, análogos halogenados de cualquiera de los anteriores incluyendo aceites halogenados, v. gr., fluorocarburos de cadena larga o triglicéridos yodados, por ejemplo, lipidiol Los resultados óptimos generalmente se obtienen cuando el solvente hidrofóbico y el anfífilo coinciden apropiadamente. Por ejemplo, con un solvente tal como ácido oleico, liso-PC, es una elección mucho más adecuada de anfífilo que PC, mientras que lo contrario es verdadero cuando el solvente hidrofóbico es un triglicérido. Además, en algunos casos, se ha encontrado ventajoso añadir una cantidad del anfífilo al solvente hidrofóbico, antes de que éste se ponga en contacto con la especie hidrofílica/disposición de anfífilo. Esto asegura que las moléculas del anfífilo no son separadas de sus posiciones alrededor de las especies hidrofílicas debido a la alta afinidad del anfífilo para el solvente hidrofóbico. Es muy preferible que las preparaciones de la invención sean ópticamente transparentes, y ésto puede ser inspeccionado midiendo la turbidez a longitudes de onda visibles y, en algunos casos, inspeccionando la sedimentación durante un período. Una disposición de hidrófilo/anfífilo, en donde los grupos superiores hidrofílicos de un anfífilo están orientados hacia una especie hidrofílica, ha sido producida antes, pero nunca ha se ha sugerido que este tipo de composición pueda ser soluble en solventes lipofílicos. Kirby y otros, en Bio/Technology, noviembre 1994, 979-984, y Liposome Technology, volumen I, págs. 19-27 Gregoriadis, Ed. CRC Press, Inc., Boca Ratón, Florida, E.U.A., describen un método para la preparación de liposomas, en donde un fosfolípido es suspendido en agua destilada para formar vesículas unilaminares pequeñas, o vesículas plurilaminares, mezcladas con el material que va a ser atrapado y secado por congelación. La mezcla después es rehidratada para dar liposomas. En el momento de la publicación de esta técnica anterior, existía un gran interés mundial en la preparación de liposomas, pero la idea de producir una preparación hidrofóbica de una sola fase de una macromolécula parece nunca haber sido pensada o descartada como imposible o de poco valor. Ciertamente, no existe ninguna sugerencia en la técnica anterior de que las disposiciones de intermediarios puedan ser colocadas en cualquier otro uso distinto a la preparación de liposoma. Aún si la preparación hidrofóbica de fase individual hubiera sido un objeto deseable, la idea de añadir un solvente hidrofóbico en lugar de una hidrofílico, hubiera sicfo probable que se hubiera tomado seriamente, ya que existía un fuere perjuicio en la técnica contra las preparaciones hidrofóbicas de moléculas hidrofílicas. La orientación de las moléculas de anfífilo hacia una disposición con sus grupos superiores hidrofílicos mirando las porciones de una especie hidrofílica, se puede lograr en varias formas y más adelante se discuten con detalle ejemplos y métodos particularmente adecuados. En un primer método, el cual tiene un punto de partida similar al método descrito por Kirby y otros, supra, una especie hidrofílica se mezcla con una dispersión de un anfífilo en un solvente hidrofílico, de manera que las moléculas del anfífilo forman un ensamble, en el cual los grupos superiores hidrofílicos miran hacia afuera hacia la fase hidrofílica, la cual contiene la especie hidrofílica. El solvente hidrofílico después es removido para dejar una composición seca, en la cual los grupos superiores hidrofílicos de las moléculas de anfífilo son orientados hacia la especie hidrofílica. En el método descrito por Okahata y otros, una solución de una proteína también se mezcló con una dispersión de un anfífilo en agua. Sin embargo, significativamente, los autores de aquel documento creyeron que era necesario obtener un precipitado, el cual pudiera después ser soluble en solventes hidrofóbicos. Ya que muchos de los anfífilos preferidos de la presente invención no forman dicho precipitado, Okahata y otros concluyeron que no lo usarían. En el procedimiento de la presente invención, no se requiere ningún precipitado y, en realidad, generalmente se cree que es indeseable permitir la formación de un precipitado, ya que ésto da como resultado una producción reducida del producto requerido. En este primer método, se prefiere que el solvente hidrofílico sea agua, aunque se pueden utilizar otros solventes polares. La forma tomada por el ensamble de anfífilo puede ser la de micelas, vesículas unilaminares, preferiblemente vesículas unilaminares pequeñas, las cuales generalmente se entienden que tienen un diámetro de alrededor de 25 nm, vesículas multilaminares o estructuras tubulares, por ejemplo, estructuras de tipo de cilindros de caracol, fase hexagonal, fase cúbica o de mielina. La forma adoptada dependerá del anfífilo, que es utilizado y, por ejemplo, los anfífilos tales como fosfatidil colina (PC) tienden a formar pequeñas vesículas unilaminares, mientras que la liso-fosfatidil colina forma micelas. Sin embargo, en todas estas estructuras, los extremos hidrofóbicos de las moléculas de anfífilo miran hacia adentro, hacia el centro de la estructura, mientras que los grupos superiores hidrofílicos miran hacia afuera, hacia el solvente en donde es dispersada la especie hidrofílica. La relación en peso de anfífilo:especie hidrofílica generalmente estará en la región de 1:1 a 100:1, de preferencia de 2:1 a 20:1, y muy preferiblemente de 8:1, aproximadamente, para PC, y de 4:1 para liso-PC. Estas relaciones son solamente relaciones preferidas y, en particular, se debe señalar que el límite superior es fijado por las consideraciones económicas, lo cual significa que es preferible utilizar la cantidad mínima posible de anfífilo. El límite inferior es un poco más crítico, y es probable que relaciones de 2:1 o menores, puedan ser utilizadas solamente en casos en donde la especie hidrofílica tiene una porción hidrofóbica significativa o es excepcionalmente grande. Un buen rendimiento se obtiene cuando el solvente es removido rápidamente, y un método conveniente para la remoción del solvente es la I iof il ización , aunque se pueden utilizar otros métodos. En algunos casos, puede ser de ayuda incluir sales en la solución hidrofílica, particularmente si la especie hidrofílica es un compuesto macromolecular tal como una proteína grande. Sin embargo, ya que la presencia de cantidades mayores de sales inorgánicas tiende a incrementar la formación de cristales y, por lo tanto, a una solución nebulosa, se prefiere utilizar sales orgánicas en lugar de sales inorgánicas, tal como cloruro de sodio. El acetato de amonio es especialmente adecuado para este propósito, ya que presenta la ventaja adicional de que es fácilmente removido a través de secado por congelación. Un segundo método para la preparación de una composición que contiene una disposición de anfífilos con sus grupos superiores señalando hacia las porciones de la especie hidrofílica, es co-solubilizar la especie hidrofílica y el anfífilo en un solvente común, seguido por la remoción del solvente. El producto del procedimiento de la invención es nuevo, ya que hace posible la producción de preparaciones hidrofóbicas de una sola fase comprendiendo una especie hidrofílica, la cual no será normalmente soluble en un solvente hidrofóbico. Por lo tanto, en un aspecto adicional de la invención, se provee una preparación hidrofóbica de una sola fase que comprende una especie hidrofílica en un solvente hidrofóbico obtenible a través del procedimiento de la invención. También es deseable incluir otros constituyentes en la preparación hidrofóbica de una sola fase, además de la especie hidrofílica. Esto es particularmente apropiado cuando la especie hidrofílica es una macromolécula y, en tal caso, la preparación puede incluir por ejemplo, sales biliares, vitaminas u otras moléculas pequeñas, las cuales se unen a o de otra manera están asociadas con las macromoléculas. Aunque algunas disposiciones de macromolécula/anfífilo fueron descritas por Kirby y otros, supra, las disposiciones descritas todas fueron intermediarias en la formación de liposomas y, como se discutió anteriormente, no ha existido ningún interés previo en composiciones no liposomales o hidrofóbicas que comprendan este tipo de entidad. Por lo tanto, las disposiciones de la presente invención, en las cuales el anfífilo es uno que no forma vesículas unilaminares pequeñas y, por lo tanto, no se espera que forme liposomas, son nuevas. Una ventaja de las preparaciones de la presente invención es que son esencialmente anhidras y, por lo tanto, estables a la hidrólisis. También son estables a la congelación- descongelación, y tienen una estabilidad mayor a altas temperaturas, probablemente porque el agua debe estar presente con el fin de que la proteína se desdoble y se desnaturalice. Esto significa que se puede esperar que tengan una vida de almacenamiento más larga que las preparaciones acuosas de la especie hidrofílica. Las soluciones de la presente invención son extremadamente versátiles y tienen muchas aplicaciones. Se pueden utilizar ya sea solas o combinadas con una fase acuosa para formar una emulsión o una composición similar de dos fases, la cual forma un aspecto más de la invención. En este aspecto de la invención, se provee una composición de dos fases que comprende una fase hidrofílica y una fase hidrofóbica, la fase hidrofóbica comprendiendo una preparación de una especie hidrofílica en un solvente lipofílico que se puede obtener a través del procedimiento, como se describe en la presente. Generalmente, en este tipo de composición, la fase hidrofóbica será dispersada en la fase hidrofílica. Las composiciones de dos fases pueden ser emulsiones, las cuales pueden ser ya sea pasajeras o estables, dependiendo del propósito para el cual se requieran. El tamaño promedio de las partículas déla emulsión dependerá de la naturaleza exacta tanto de la fase hidrofóbica como la fase acuosa. Sin embargo, puede estar en la región de 2 µm. La dispersión de la preparación hidrofóbica en una fase acuosa puede lograrse a través de mezclado, por ejemplo, ya sea a través de revolvimiento vigoroso durante un corto tiempo, por ejemplo, de aproximadamente 10 a 60 segundos, por lo general aproximadamente 15 segundos, o a través de mezclado moderado durante varias horas, por ejemplo utilizando un agitador orbital. También se pueden utilizar, en la preparación de microcápsulas, emulsiones que contengan las preparaciones hídrofóbicas de la invención. Si la emulsión se forma de una fase acuosa que contiene gelatina, la gelatina puede ser precipitada de la solución a través de coacervación mediante métodos conocidos y formará una película alrededor de las gotas de la fase hidrofóbica que contiene el hidrófilo. Al remover la fase hidrofílica, las microcápsulas permanecerán. Esta tecnología es conocida en el campo, pero ha probado ser particularmente útil en combinación con las preparaciones de la presente invención. En otros aspectos, la invención provee (i) el uso de: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; para facilitar la solubilización de una especie hidrofílica en un solvente hidrofóbico, en donde la especie hidrofílica no es normalmente soluble; (ii) un compuesto el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; para utilizarse en la solubilización de una molécula hidrofílica en un solvente hidrofóbico, en el cual no es normalmente soluble; y (iii) el uso de un compuesto el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; en la preparación de un agente para facilitar la solubilización de una especie hidrofílica en un solvente hidrofóbico, en donde la especie hidrofílica no es normalmente soluble. Una forma en la cual las composiciones de la presente invención pueden ser utilizadas, es para el suministro oral a mamíferos, incluyendo el ser humano, de substancias las cuales no podrían ser, bajo circunstancias normales, solubles en solventes lipofílicos. Esto puede ser de uso para el suministro de suplementos dietéticos, tales como vitaminas o para el suministro de substancias biológicamente activas, en particular proteínas o glicoproteínas, incluyendo insulina y hormonas del crecimiento. En una aplicación adicional, es posible encapsular o microencapsular, por ejemplo, a través del método descrito anteriormente, nutrientes tales como vitaminas que pueden ser entonces utilizadas, no solamente como suplementos alimenticios para el ser humano, sino que también en la agricultura o piscicultura, un ejemplo de ésto último siendo una producción de una substancia alimenticia para el cultivo de camarones en larva. Además, las composiciones encuentran aplicación en la preparación de formulaciones farmacéuticas u otras formulaciones, para administración parenteral, así como para utilizarse en aplicaciones tópicas u oftálmicas. Para esta aplicación, por lo regular se prefiere utilizar una emulsión de la solución de aceite y una fase acuosa, como se describió anteriormente. Muchos tratamientos terapéuticos y profilácticos se pretenden para la liberación sostenida o retrasada, o implican un sistema de dos componentes, por ejemplo, incluyendo un componente para la liberación inmediata junto con un componente para la liberación retrasada o sostenida. Debido a su alta estabilidad, las preparaciones de la invención son particularmente útiles para la formulación de una macromolécula pretendida para liberación sostenida o retrasada. La vida de almacenamiento más larga de las composiciones de la presente invención es una ventaja particular en el área farmacéutica. Las preparaciones de hidrófilo en aceite pueden encontrar aplicación en las industrias farmacéutica o similares para enmascarar el sabor. Esto es un problema particular en la industria farmacéutica ya que muchos fármacos tienen sabores desagradables y de esta manera son impopulares con los pacientes, especialmente niños. Un uso adicional está en la industria de cosméticos, en donde, otra vez, las preparaciones hidrofóbicas de compuestos hidrofílicos pueden ser fácilmente incorporadas a una formulación cosmética. Ejemplos de macromoléculas, las cuales pueden ser utilizadas en esta forma, incluyen aquellos con acción antioxidante, humectadora o enzimática de algún tipo. La invención también puede ser utilizada para la incorporación de proteínas, tales como colágeno, a cremas y lociones dermatológicas. Finalmente, la invención tiene numerosos usos en el campo de la química y síntesis bioquímica, por ejemplo, síntesis enzimática no acuosa. La invención ahora será descrita haciendo referencia a los siguientes ejemplos. Los ejemplos se refieren a las figuras en donde: La Figura 1 muestra el efecto de t-butanol para facilitar la solubilización de aprotinina en Miglyol 818; La Figura 2 muestra el efecto de t-butanol para facilitar la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 3 muestra el efecto de GMO, OA o ácido acético en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 4 muestra el efecto de ácido acético, ácido sórbico y OA en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 5 muestra el efecto de fenol, ácido benzoico, ácido caproico, ácido valeárico, ácido acético y ácido sórbico en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 6 muestra el efecto de ácido valeárico y trietilamina, sólo o en combinación en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 7 muestra el efecto de ácido bencil borónico, ácido benzoico, y ácido salicílico en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 8 muestra el efecto de ácido benzoico, ácido salicílico, p-cresol, alcohol benzoílico, nitrobenceno y ácido acético en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 9 muestra el efecto de ácido salicílico en la solubilización de aprotinina en aceite de jojoba; La Figura 10 muestra el efecto de ácido capróico, fenol, ácido benzoico y etanol en la solubilización de aprotinina en escualano; La Figura 11 muestra el efecto de ácido salicílico en la solubilización de aprotinina en ya sea fitol u octanol; La Figura 12 muestra el efecto de diferentes concentraciones de ácido sórbico en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 13 muestra el efecto de ácido fosfatídico en la solubilización de aprotinina en Miglyol 818; La Figura 14 muestra el efecto de ácido fosfatídico en la solubilización de aprotinina en ácido oleico; La Figura 15 muestra el efecto de ácido fosfatídico en la solubilización de aprotinina en aceite de hígado de bacalao; La Figura 16 muestra el efecto de ácido fosfatídico o de hemisuccinato de colesterol en la solubilización de aprotinina en escualano; La Figura 17 muestra el efecto de ácido fosfatídico o de hemisuccinato de colesterol en la solubilización de aprotinina en aceite de girasol; La Figura 18 muestra el efecto de ácido fosfatídico en la solubilización de aprotinina en aceite de jojoba; La Figura 19 muestra el efecto de a-tocoferol en la solubilización de aprotinína en Migiyol 818; La Figura 20 muestra el efecto de ácido salicílico, añadido antes o después del aceite, en la solubilización de aprotinina en Migiyol 818; y La Figura 21 muestra el efecto de la adición de aminoácidos a la fase acuosa durante la incorporación de ovalbúmina en Migiyol M840.

EJEMPLO 1 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió en las cavidades de una microplaca, cada cavidad recibiendo 50 µl. Además, todas las cavidades recibieron fosfatidil colina de soya, se dispersaron en agua destilada a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a una concentración de 100 mg/ml, cada cavidad en la fila de cuatro recibieron 100, 125, 150 y 200 µl, respectivamente. Los contenidos de las cavidades se mezclaron mediante agitación moderada, después se congelaron a -20°C, y después se liof ilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron a las cavidades, en cada fila, varios aceites, con o sin aditivos. La placa se agitó moderadamente durante varias horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica a intervalos con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión, y corresponde a una efectiva dispersión de la proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de adición de butanol terciario a Migiyol 818 o aceite de girasol para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidil colina de soya como el anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de la concentración de fosfatidil colina después de la remoción del butanol terciario mediante liofilización (a una concentración constante de proteína) se presentan en el cuadro y se muestran en las Figuras 1 y 2. Inicialmente, las dispersiones se realizaron añadiendo 100 µl del aceite puro, o 200 µl de una mezcla de 50:50 vol:vol, de aceite y t-butanol. Después de medir la densidad óptica, las muestras fueron congeladas y se removió el t-butanol mediante liofilización. El OD de los aceites resultantes se midió de nuevo. Los experimentos subsecuentes han demostrado que el t-butanol residual en triglicéridos después de la liofilización no es mayor que 7% p:p.

OD @ 550 nm mg de PC por cavidad 10 12.5 15 20 M818 sólo 0.222 0.204 0.154 0.089 M818 + t-but 0.19 0.082 0.024 0.021 Aceite de girasol sólo 0 157 0.197 0222 0.215 Aceite de girasol + t-but 0.046 0.028 0.05 0.087 EJEMPLO 2 Se disolvió en aprotinina en agua destilada a una concentración de 10 mg/ml y se surtió a las cavidades de una microplaca, cada cavidad recibiendo 100 µl. Además, todas las cavidades recibieron fosfatidil colina de soya, se dispersaron en agua destilada a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a una concentración de 100 mg/ml, en una fila de ocho recibiendo 125 µl. Los contenidos de las cavidades se mezclaron a través de agitación moderada, después se congelaron a -20°C, y después se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadió aceite de girasol, con porcentajes variables de aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron medidas de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. A un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite.

Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de monooleato de glicerol, ácido oleico y ácido acético al aceite de girasol para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidil colina de soya como el anfífilo. Estos resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de proteína y fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 3. % de aditivos Aditivos 0.15 0.3 0.55 1 1.33 2.5 empleados GMO 1.129 0.477 0.226 OA 1.013 0.444 0.144 Acido acético 1.088 0.588 0.586 0.304 0.229 0.113 0.069 0.068 EJEMPLO 3 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió a las cavidades de una microplaca, cada cavidad en una fila de cinco recibiendo 12.5 µl. Además, se añadió fosfatidil colina de soya, dispersada en agua destilada, a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a cada cavidad a una concentración de 100 mg/ml, las cavidades en cada fila recibiendo 0, 25, 50, 75 y 100 µl, respectivamente. Los contenidos de las cavidades se mezclaron bien después se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de girasol, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido acético, ácido sórbico y ácido oleico al aceite de girasol (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidil colina de soya como el anfífilo. Estos resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de proteína y fosfatídil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 4. mg PC por Sólo aceite + Acido + Acido + Acido cavidi ad oleico acético sórbico 2.5 0.124 0.052 0.021 0.025 5 0.087 0.036 -0.002 -0.009 7.5 0.1 0.073 0.04 0.005 10 0.259 0.236 0004 0.008 EJEMPLO 4 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió a las cavidades de una microplaca, cada cavidad en una fila de cinco recibiendo 0, 12.5, 16.6, 25, y 50 µl, respectivamente. Además, se añadió fosfatidil colina de soya, dispersada en agua destilada, a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a cada cavidad a una concentración de 100 mg/ml, las cavidades en cada fila recibiendo 100 µl. Los contenidos de las cavidades se mezclaron bien mediante agitación moderada, después se congelaron a -20°C, y después se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de girasol, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de fenol, ácido benzoico, ácido caproico, ácido valeárico, ácido acético, y ácido sórbico al aceite de girasol (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidil colina de soya como el anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 5.

Aprot 0 0.25 0.33 0.5 1 (mg/cavidad) Fenol 0.017 0.041 0.046 0.053 0.163 Acido benzoico 0.024 0.019 0.023 0.035 0.145 Acido caproico 0.018 0031 0.029 0041 0.151 Acido valeárico 0.02 0.016 0.019 0.039 0.132 Acido acético 0.031 0.023 0.016 0.04 0.105 Acido sórbico 0.012 0.032 0.038 0.039 0.19 Aceite sólo 0.155 0.1845 0.169 0.1915 0.322 EJEMPLO 5 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió a las cavidades de una microplaca, cada cavidad en una fila de cinco recibiendo 0, 12.5, 16.6, 25, y 50 µl, respectivamente. Además, se añadió fosfatidil colina de soya, dispersada en agua destilada, a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a cada cavidad a una concentración de 100 mg/ml, las cavidades en cada fila recibiendo 100 µl. Los contenidos de las cavidades se mezclaron bien mediante agitación moderada, después se congelaron a -20°C, y después se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de girasol, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido valeárico y trietilamina al aceite de girasol (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidíl colina de soya como el anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 6.

Aprot (mg/cavidad) 0 0.33 0.5 0.66 1 Aceite sólo 0.166 0.176 0.193 0.261 0.28 Acido valérico 0.017 0.038 0.053 0.071 0.144 Acido valérico + TEA 0.021 0.023 0.045 0.062 0.134 TEA 0.254 0.152 0.206 0.24 0.381 EJEMPLO 6 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió á las cavidades de una microplaca, cada cavidad en una fila de cinco recibiendo 0, 12.5, 16.6, 25, 33 y 50 µl, respectivamente. Además, se añadió fosfatidil colina de soya, dispersada en agua destilada, a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a cada cavidad a una concentración de 100 mg/ml, las cavidades en cada fila recibiendo 100 µl. Los contenidos de las cavidades se mezclaron bien mediante agitación moderada, después se congelaron a -20°C, y después se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de girasol, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido bencil borónico, ácido benzoico y ácido salicílico al aceite de girasol (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidil colina de soya como el anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 7.

Aprot (mg/cavidad) 0 0.25 0.33 0.5 0.66 1 Acido bencil borónico 0.007 0.015 0.024 0.046 0.087 0.188 Acido benzoico 0.002 0.008 0.014 0.045 0.08 0.169 Acido salicílico 0.005 0.003 0.003 0.005 0.015 0.06 Aceite sólo 0.04 0.137 0.172 0.236 0.275 0.285 EJEMPLO 7 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió a las cavidades de una microplaca, cada cavidad en una fila de cinco recibiendo 0, 12.5, 25, 37.5 y 50 µl, respectivamente Además, se añadió fosfatidil colina de soya, dispersada en agua destilada, a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a cada cavidad a una concentración de 100 mg/ml, las cavidades en cada fila recibiendo 100 µl. Los contenidos de las cavidades se mezclaron bien mediante agitación moderada, después se congelaron a -20°C, y después se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de girasol, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido benzoico, ácido salicílico, p-cresol, alcohol bencílico, nitrobenceno y ácido acético al aceite de girasol (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidil colina de soya como el anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 8.

Aprot (mg/cavidad) Naturaleza del 0 0.25 0.5 0.75 1 facilitador Ninguno 0.044 0.101 0.111 0.165 0.244 Acido benzoico 0006 001 0.015 0052 0.112 Acido salicílico -0.004 0.005 0.007 0.28 0.095 p-Cresol -0.004 0.02 0.061 0.121 0.192 Alcohol bencílico 0.017 0.03 0.051 0.165 0.229 Nitrobenceno 0.006 0.018 0.12 0.209 0.209 Acido acético 0.037 0.36 0.556 0.095 1.161 EJEMPLO 8 Se llenaron cavidades de una microplaca con aprotinina y fosfatidil colina de soya, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de jojoba, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido salicílico , al aceite de jojoba (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la resultados, expresados en términos de densida-d óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 9.

Aprot (mg/cavidad) 0 0.25 0.5 0.75 1 Aceite de jojoba 0.249 0.539 0.798 0.744 0.629 Aceite de jojoba + sal 0.017 0.021 0.047 0.09 0.216 EJEMPLO 9 Se llenaron cavidades de una microplaca con aprotinina y fosfatidil colina de soya, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de jojoba, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido caproico, ácido benzoico y fenol al escualano (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando fosfatidil colina de soya como el anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 10.

Aprot (mg/cavidad) Naturaleza del 0 0.25 0.5 0.75 1 facilitador Ninguna 0.735 0.495 1.004 1.014 1.32 Acido caproico 0.059 0.024 0.022 0.03 0.11 fenol 0.061 0.099 0.052 0.192 0.094 Acido benzoico 0.198 0.054 0.069 0.034 0.085 etanol 0.5 0.651 0.912 0.826 . 0.811 EJEMPLO 10 Se llenaron cavidades de una microplaca con aprotinína y liso-fosfatidil colina, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de fitol u octanol, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido salicílico al fitol u octanol (a una concentración de 1% p:vol) para facilitar la dispersión de la aprotinina, utilizando liso-fosfatidil colina como el anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración del aditivo (a una concentración constante de liso-fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 11.

Aprot 0 0.25 0.5 0.75 1 (mg/cavidi ad) Fitol 0.023 0.147 0.533 0.626 0.667 Fitol + sal 0.011 0.009 0.005 0.003 0.179 Octanol 0.013 0.044 0.021 0.302 0.741 Octanol + sal 0.042 0.014 0.014 0.009 0.024 EJEMPLO 11 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió a las cavidades de una microplaca, cada cavidad en una fila de cinco recibiendo 0, 12.5, 16.6, 26, 33 y 50 µl, respectivamente. Además, se añadió fosfatidil colina de soya, dispersada en agua destilada, a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, y se incorporó ácido sórbico mezclando ácido sórbico sólido con alícuotas de 1 mi del fosfolípido dispersado para dar concentraciones de 1, 0.5, 0.25, 0.125 y 0.0625% en fase acuosa. Se añadieron 100 µl de cada suspensión de fosfolípido a una fila fresca de 6 cavidades cada una. Los contenidos de las cavidades se mezclaron bien mediante agitación moderada, después se congelaron a -20°C, y después se liofilizaron durante la noche.

Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de girasol, con o sin aditivos, a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido sórbico a la dispersión de fosfatidíl colina a diferentes concentraciones para facilitar la dispersión de la aprotinina en el aceite de girasol. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración de proteína y ácido sórbico (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 12.

Aprot/ácido 0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 sórbiico 0.25 0.049 0.062 0.073 0.02 0.012 0.008 0.5 0.147 0.113 0.14 0.085 0.042 0.004 0.66 0.23 0.162 0.18 0.124 0.074 0.071 1 0.366 0.271 0.251 0.198 0.127 0.143 EJEMPLO 12 Se prepararon dispersiones de fosfolípido, como se describió en el Ejemplo 7, conteniendo ya sea 100 mg de fosfatidil colina de soya por mi de agua destilada, o 90 mg de fosfatidil colina y 10 mg de ácido fosfatídico por mi de agua destilada Las cavidades de una microplaca se llenaron con aprotinina y una u otra de las dispersiones de fosfolípido anteriores, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de Migiyol 818 o ácido oleico a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la inclusión de ácido fosfatídico en la suspensión de fosfolípido para facilitar la dispersión de la aprotinina en Migiyol 818 o ácido oleico. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración de proteína (a una concentración constante de fosfolípido) se presentan en el cuadro y en las Figuras 13 y 14.

M818 Aprot (mg/cavidad) 0 0.25 0.5 0.75 1 PC 0.014 0.014 0.036 0.073 0.238 PC/PA 0.028 0.037 0.042 0.045 0.059 Acido oleico Aprot (mg/cavidad) 0 0.25 0.5 0.75 1 PC 0.013 0.023 0.11 0.223 0.304 PC/PA 0.04 0.04 0.045 0.048 0.087 EJEMPLO 13 Se prepararon dispersiones de fosfolípido, como se describió en el Ejemplo 7, conteniendo ya sea 100 mg de fosfatidil colina de soya por mi de agua destilada, o 90 mg de fosfatidil colina y 10 mg de ácido fosfatídico por mi de agua destilada. Las cavidades de una microplaca se llenaron con aprotinina y una u otra de las dispersiones de fosfolípido anteriores, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de hígado de bacalao a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 8 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la inclusión de ácido fosfatídico en la suspensión de fosfolípido para facilitar la dispersión de aprotinina en aceite de hígado de bacalao. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración de proteína (a una concentración constante de fosfolípido) se presentan en el cuadro y en la Figura 15.

Concentración de Apsproteína Naturaleza de 0 0.25 0.5 0.75 1 aceite +/- PA PC/hígado de 0.341 0.578 0.936 1.169 1.124 bacalao PC:PA/aceite de 0.119 0.339 0.198 0.174 0.756 bacalao EJEMPLO 14 Se prepararon dispersiones de fosfolípido, como se describió en el Ejemplo 7, conteniendo ya sea 100 mg de fosfatidil colina de soya por mi de agua destilada, o 90 mg de fosfatidil colina y 10 mg de ya sea ácido fosfatídico o hemisuccinato de colesterol por mi de agua destilada. Las cavidades de una microplaca se llenaron con aprotinina y una u otra de las dispersiones de fosfolípido anteriores, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de escualano o aceite de girasol a las cavidades en cada fila.

La placa se agitó moderadamente durante 8 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la inclusión de ácido fosfatídico o hemisuccinato de colesterol en la suspensión de fosfolípido para facilitar la dispersión de aprotinina en escualano o aceite de girasol. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración de proteína (a una concentración constante de fosfolípido) se presentan en el cuadro y en las Figuras 16 y 17.

Escualano Concentración de Apoproteína Naturaleza de facilitador 0 0.25 0.5 0.75 1 PC 0.773 0.685 0.475 0.544 0.601 PC + Chems 0.086 0.093 0.085 0.071 0.095 PC + PA 0.074 0.033 0.032 0.032 0.051 Aceite de girasol Concentración de Apoproteína Naturaleza de facilitador 0 0.25 0.5 0.75 1 PC 0.342 0.308 0.203 0.484 0593 PC + Chems 0.241 0.261 0.172 0.3 0.412 PC + PA 0.168 0.336 0.079 0.065 0.088 EJEMPLO 15 Se prepararon dispersiones de fosfolípido, como se describió en el Ejemplo 7, conteniendo ya sea 100 mg de fosfatidil colina de soya por mi de agua destilada, o 90 mg de fosfatidil colina y 10 mg de ácido fosfatídico por mi de agua destilada Las cavidades de una microplaca se llenaron con aprotinina y una u otra de las dispersiones de fosfolípido anteriores, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 100 µl de aceite de jojoba a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 53 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la inclusión de ácido fosfatídico en la suspensión de fosfolípido para facilitar la dispersión de aprotinina en aceite de jojoba. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración de proteína (a una concentración constante de fosfolípido) se presentan en el cuadro y en la Figura 18.

Aceite de Joioba Concentración de Apoproteína Naturaleza de facilitador 0 0.25 0.5 0.75 1 PC sólo 0.439 0.435 0.623 0.546 0.112 PC + PA 0.154 0.016 0.08 0.073 0.087 EJEMPLO 16 Se prepararon dispersiones de fosfolípido, como se describió en el Ejemplo 7, conteniendo ya sea 100 mg de fosfatidil colina de soya por mi de agua destilada, o 90 mg de fosfatidil colina y 10 mg de succinato de a-tocoferol por mi de agua destilada. Las cavidades de una microplaca se llenaron con 25 µl de una solución de aprotinina y una u otra de las dispersiones de fosfolípido anteriores, como se describió en el Ejemplo 7, y se liofilizaron durante la noche.

Al día siguiente, se añadieron 100 µl de Migiyol 818 a las cavidades en cada fila. La placa se agitó moderadamente durante 18 horas, y se tomaron mediciones de densidad óptica con un lector de placa a 550 nm. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a una dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la inclusión de succinato de a-tocoferol en la suspensión de fosfolípido para facilitar la dispersión de aprotinina en Migiyol 818. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración de proteína (a una concentración constante de fosfolípido) se presentan en el cuadro y en la Figura 19.

Aprot (mg/cavidad) 0 0.5 PC sólo 0.051 0.085 PC + succinato de tocoferol 0.036 0.037 EJEMPLO 17 Se disolvió aprotinina en agua destilada a una concentración de 20 mg/ml y se surtió en un grupo de 5 frascos de vidrio B2 (Grupo I) recibiendo 0, 125, 250, 375 y 500 µl, respectivamente. Además, se añadió 1 mi de fosfatidil colina de soya, dispersada en agua destilada a través de la aplicación de sonido mediante sonda durante 10 minutos con enfriamiento, a cada frasco a una concentración de 100 mg/ml. Un segundo grupo de frascos (Grupo II) recibió 0, 62.5, 125, 187.5 y 250 µl de una solución de aprotinina como se describió anteriormente, junto con 0.5 mi de una dispersión de fosfolípido de soya (100 mg/ml). Los contenidos de los frascos se mezclaron mediante agitación moderada, después se congelaron en nitrógeno líquido y después se liofilizaron durante la noche. Al día siguiente, se añadieron 1 mi de Migiyol 818 a cada matraz en el Grupo I, y 0.5 mi de Migiyol 818 conteniendo 10 mg de ácido salicílico por mi, a todos los frascos en el Grupo II. Todos los frascos se inundaron con nitrógeno, se sellaron y se mezclaron a temperatura ambiente en un mezclador de rodillo hasta que las dispersiones de aceite en el Grupo II (con ácido salicílico como el facilitador) fueron esencialmente transparentes (3 horas). Después, se transfirieron 400 µl de cada uno de los aceites del Grupo I a frascos frescos, cada uno conteniendo 4 mg de ácido salicílico sólido seco, y los frascos se sellaron, se inundaron con nitrógeno y se continuó el mezclado se rodillo. Los tubos se incubaron en esta forma durante hasta 5 días, y se tomaron mediciones de densidad óptica a 550 nm en muestras de 100 µl removidas de los tubos a intervalos, y se surtieron a un lector de placa. Un bajo valor de absorbancia indica un bajo nivel de difusión de luz, y corresponde a la dispersión efectiva de proteína en aceite. Empleando el método descrito anteriormente, se demostró el efecto de la adición de ácido salicílico (a una concentración de 1% p:vol) ya sea antes o después del mezclado de aceite con el complejo de proteína/lípido, para facilitar la dispersión de aprotinina utilizando fosfatidil colina de soya como anfífilo. Los resultados, expresados en términos de densidad óptica como una función de concentración de proteína (a una concentración constante de fosfatidil colina) se presentan en el cuadro y en la Figura 20.

Densidad Óptica a 550 nm después de incubación a temperatura ambiente durante cinco días Aprotinina Sin facilitador Facilitador en Facilitador aceite antes de la añadido después ad iciór 1 del ace ite 0 0 0 0 0.25 0.002 0 0 0.5 0.443 0.004 0.017 0.75 0.488 0.009 0.016 1 0.866 0.002 0.128 EJEMPLO 18 Se preparó una dispersión acuosa de fosfatidil colina de soya (PC de soya), conteniendo 100 mg/g de una suspensión, inundada completamente con nitrógeno, y se aplicó sonido a una amplitud de 8 mieras de pico a pico. Cada alícuota se sometió a un tiempo total de aplicación de sonido de 4 minutos, en pulsos de 30 segundos intercalados a través de enfriamiento durante 30 segundos en un baño de lodo de hielo. La dispersión opalescente resultante de vesículas unilaminares pequeñas (SUV) se centrifugó después durante 15 minutos para remover partículas de titanio. Se disolvieron 5 mg de lipasa de Candida cylindericae en agua destilada a una concentración de 10 mg/g, y se añadieron alícuotas de 50 microL (es decir, 0.5 mg de lipasa, cada una) a los tubos de ensayo de vidrio pequeños. A cada tubo se le añadieron 100 µl de SUV (es decir 10 mg de PC), y los contenidos se mezclaron, se mediante congelación durante la noche. A cada liofilato se le añadieron 665 mg de ácido linoleico, se mezcló a través de remolino y después se dejó dispersar durante 1 hora. A las suspensiones transparentes resultantes se les añadieron 335 mg de trilinoleina seguido por mezclado. Se observó que la adición del triglicérido no tuvo ningún efecto adverso sobre la claridad de las dispersiones, mientras que la adición directa de la trilinoleina ha dichos liofilatos normalmente no permitió que se presentara dicha dispersión. Después de incubar durante 1 semana a 37°C, no se presentó ningún cambio en la claridad de las dispersiones. De esta manera, la solubilización de la proteína en presencia de un triglicérido de cadena larga, ha sido permitida por la presencia de ácido linoleico.

EJEMPLO 19 Se distribuyó una solución de lipasa de Mucor mehii, conteniendo 8.9 mg de proteína/ml, a alícuotas de 0.1 mi (0.89 mg de proteína) en frascos pequeños de vidrio. A cada uno se les añadieron 200 mg de SUV, conteniendo 100 mg de PC/g (es decir, 20 mg de PC por frasco), preparado como en el Ejemplo 1, y las mezclas se liofilizaron durante la noche. Se dispersaron el 50% de los liofilatos con 665 mg de ácido oleico y el resto con la misma cantidad ácido linoleico. Las dispersiones se dejaron durante 3 horas, durante dicho tiempo fueron completamente transparentes, y después se añadieron 335 mg de trilinoleina a las dispersiones de ácido oleico y la misma cantidad de trioleina a las que son a base de ácido linoleico. Ambos tipos permanecieron transparentes y permanecieron así después de dos semanas de incubación a 37°C.

EJEMPLO 20 Se prepararon, como anteriormente, liofilatos, cada uno conteniendo 1 mg de aprotinina (de 100 microL de una solución al 1%) y 20 o 30 mg de PC de soya (de 200 0 300 µl de SUV respectivamente), se dispersaron con aceite de girasol conteniendo 0, 10, 20, y 30% de ácido oleico (p/p). Todos aquellos que contienen ácido oleico se hicieron transparentes o ligeramente opalescentes, mientras que la preparación libre de ácido oleico permaneció como una solución turbia. Similarmente, un liofilato mezclado con el aceite de maíz más saturado, conteniendo 10% (p/p) de ácido oleico, formó una dispersión ligeramente opalescente, mientras que un control mezclado con aceite de maíz puro formó una suspensión turbia.

EJEMPLO 21 Se fijaron cinco columnas de 4 filas de tubos pequeños de ensayo. A todos los tubos en cada fila, en las 1o., 2o, 3o., y 4o filas, se añadieron alícuotas conteniendo 0.36, 0.72, 1.08 y 1.44 mg de aprotinina, respectivamente (la aprotinina se añadió como una solución acuosa conteniendo 10 mg de proteína/ml). Después, a cada tubo se le añadieron 180 µl de SUV conteniendo 100 mg de PC/ml (es decir, 18 mg de PC añadida), preparada como en el Ejemplo 1. Los contenidos del tubo se mezclaron, se congelaron para protección y se secaron a través de congelación durante la noche. Todos los tubos en cada una de las columnas 1, 2, 3, 4 y 5, se les añadió después 180 mg de aceite de girasol conteniendo 5, 3, 2, 1 y 0% de ácido oleico, respectivamente. Los tubos se mezclaron a través de revolvimiento y se dejaron dispersar durante la noche, después de lo cual, las dispersiones se transfirieron a una placa de microtitulación y las absorbancias se leyeron a 550 nm. Los resultados se muestran en el Cuadro 1.

CUADRO 1 Efecto de ácido oleico sobre la solubilización de aprotinina en aceite de girasol EJEMPLO 22 Se fijaron dos filas de tubos pequeños de ensayo. En cada tubo de la primera fila se añadieron 0.2 mi de una solución al 0.25% de ácido ascórbico (es decir, 0.5 mg de ácido ascórbico), y en la segunda, 0.2 mi de una solución al 0.125% (0.25 mg de ácido ascórbico). Se añadieron 60 µl de SUV de PC de soya, preparada como en el Ejemplo 1, a cada tubo, y los contenidos se congelaron para protección y se secaron mediante congelación durante la noche. A los liofilatos en el 1o., 2o., 3o., y 4o. tubo, en cada fila, se les añadieron 300 mg de soluciones de aceite de girasol conteniendo 1, 2, 3 y 4% de ácido oleico, respectivamente. Los tubos se revolvieron brevemente y después se dejaron dispersar. Después de 24 horas, las dispersiones se examinaron visualmente y los grados de claridad se listaron en una clasificación de 1 a 10. Una clasificación de 10 significa completamente transparente, mientras que 1 significa que no se presentó aparentemente ninguna solubilización. Los resultados se muestran en el Cuadro 2.

CUADRO 2 Efecto de ácido linoleico sobre la solubilización de ácido ascórbico en aceite de girasol EJEMPLO 23 Se preparó una solución de abastecimiento de 400 mM de glicerol y se diluyó secuencialmente para dar soluciones de 200, 100, 50 y 25 mM. A cada uno de los 6 tubos pequeños de ensayo se le añadió 200 µl de una solución conteniendo 18 mg de aprotinina/ml, y después a través de la fila, de izquierda a derecha, se añadieron 75 µl de agua destilada, 25, 50, 100, y 200 mM de glicerol, respectivamente. A cada tubo después se le añadieron 300 µl de SUV de PC de soya, preparada como en el Ejemplo 1, y las mezclas se congelaron para protección, se secaron mediante congelación durante la noche y los liofilatos se dispersaron, cada uno, con 300 mg de Migiyol 818. Después de revolvimiento y reposar durante la noche, las dispersiones fueron transferidas a una placa de microtitulación y las absorbancias se midieron a 550 nm los resultados se muestran en el Cuadro 3.

CUADRO 3 Efecto de glicerol sobre la solubilización de Aprotinina en Migiyol 818 EJEMPLO 24 i) Se disolvieron 100 mg de ovalbúmina en 5 mi de agua destilada. ii) En 1 mi de agua destilada se disolvieron 20 mg de prolina, serina, ácido glutámico y tirosina. iii) Se dispersó fosfolípido en agua destilada a una concentración de 250 mg/ml, de acuerdo con el método descrito en los ejemplos previos. iv) Las soluciones preparadas en los pasos anteriores fueron dispersadas en frascos de vidrio de 2 mi, como sigue: Etiqueta 0 1 2 3 mg/frasco PC (1) 90 90 90 90 22.5 Ovalbúmina (1 ) 100 100 100 100 2 Aminoácido (1 ) 0 12.5 25 50 0 - 1 Aminoácido (mg) 0 0.25 0.5 1.0 0 - 1 v) Los contenidos de todos los tubos se mezclaron bien, se congelaron en nitrógeno líquido y se liofilizaron durante la noche. vi) Al siguiente día, se añadieron 0.2 mi de Migiyol M840 a los contenidos de cada frasco y se agitaron a temperatura ambiente. vii) Al siguiente día, se transfirieron 501 muestras a las cavidades de una microplaca, y se midieron las densidades ópticas a una longitud de onda de 600 nm. Las mediciones obtenidas se muestran en el siguiente cuadro: 0 2 3 Acido 0.31 0.197 0.194 0.224 glutámico Prolina 0.27 0.196 0.163 0.15 Serina 0.287 0.171 0.147 0.131 Tirosina 0.324 0.253 0.213 0.21 Estos resultados son como se muestra en la Figura 21. Se puede ver que la adición de los aminoácidos a la fase acuosa durante la incorporación de la proteína al aceite, redujeron significativamente la turbidez de la formulación final, indicando una mejora en la solubilización, debido. a los aminoácidos.

Claims (9)

REIVINDICACIONES

1.- Un procedimiento para la preparación de una preparación hidrofóbica de una sola fase que comprende una especie hidrofílica, en un solvente hidrofóbico, el procedimiento comprendiendo: (i) asociar la especie hidrofílica con un anfífilo en un medio líquido de manera que, en el medio líquido, no exista ninguna interacción química entre el anfífilo y la especie hidrofílica; (ii) remover el medio líquido para dejar una disposición de moléculas anfífilas con sus grupos superiores hidrofílicos orientados hacia las especies hidrofílícas; y, (iii) proveer un solvente hidrofóbico alrededor de la especie hidrofílica/disposición del anfífilo; en donde un compuesto el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo ácido; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; se añade a una o más de las etapas anteriores (i)-(iii).

2.- Un procedimiento para la preparación de una preparación hidrofóbica de una sola fase que comprende una especie hidrofílica, en un solvente hidrofóbico, el procedimiento comprendiendo: (i) asociar la especie hidrofílica con una fosforil colina que contiene un anfífilo en un medio líquido de manera que, en el medio líquido, no existe ninguna interacción química entre el anfífilo y la especie hidrofílica; (ii) remover el medio líquido para dejar una disposición de moléculas anfífilas con sus grupos superiores hidrofílicos orientados hacia la especie hidrofílica; y (iii) proveer un solvente hidrofóbico alrededor de la especie hidrofílica/disposición anfífila; en donde un compuesto el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo diferente de aquel usado anteriormente; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; se añade a una o más de las etapas anteriores (i)-(iii).

3.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 1 o la reivindicación 2, en donde (a) es un compuesto de bajo peso molecular, soluble en lípido, neutro, que tiene por lo menos algún grado de polaridad. 4 - Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 3, en donde: (a) Es un ácido carboxílico, un aminoácido, alcohol bencílico, etanol, t-butanol, i-propanol, o monooleato de glicerol; (b) puede ser un ácido carboxílico, fenol, p-cresol, ácido fenil-borónico, ácido bencil-bórico, ácido fenil-sulfónico, ácido fenil-arsénico, ácido benzoico, ácido salicílico, ácido acético, ácido sórbico, ácido valeárico, ácido oleico y ácido caproico; y (c) puede ser seleccionado de hemisuccinato de colesterol (Chems), a-tocoferol, succinato de a-tocoferol (aTS), ácido fosfatídico (PA), fosfatidíl-glicerol fosfatidil-inositol y derivados liso de cualquiera de las fosfatidas. 5 - Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 4, en donde la especie hidrofílica comprende una macromolécula, una molécula pequeña orgánica o inorgánica o una substancia coloidal. 6.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 5, en donde la macromolécula comprende una proteína, glicoproteína, ácido oligo- o polinucleico, polisacárido o un ensamble supramolecular de los mismos. 7.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 6, en donde la proteína es insulina, calcitonina, hemoglobina, citocromo C, peroxidasa de rábano, aprotinina, tirosinasa de hongo, eritropoietina, somatotropina, hormona del crecimiento, factor de liberación de hormona del crecimiento, galanina, uroquinasa, Factor IX, activador de plasminógeno de tejido, dismutasa de superóxido, catalasa, peroxidasa, ferritina, interferon, Factor VIII, o fragmentos de los mismos. 8 - Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 5, en donde la molécula pequeña orgánica o inorgánica es glucosa, cloruro de calcio o fosfato de calcio. 9 - Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 8, en donde el anfífilo es un fosfolípido. 10.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 9, en donde el fosfolípido tiene un grupo superior de fosfatidil colina. 11.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 10, en donde el fosfolípido es fosfatidil colina (PC), liso-fosfatidil colina (Liso-PC), esfingomielina, un derivado de un derivado de los anteriores tal como hexadecil fosfocolina o un polímero anfífilo que contiene fosforil colina. 12.- Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 11, en donde el solvente hidrofóbico comprende un ácido graso de cadena larga, un alcohol de cadena media, alcohol de cadena ramificada, un monoglicérido, diglicérido, triglicérido de cadena media o triglicérido de cadena larga. 13.- Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 12, en donde el anfífilo comprende PC y el solvente hidrofóbico es un triglicérido, o en donde el anfífilo comprende liso-PC y el solvente hidrofóbico es ácido oleico. 1

4.- Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 13, en donde la disposición de hidrófilo/anfífilo se forma mezclando las macromoléculas o compuesto con una dispersión de un anfífilo en un solvente hidrofílíco y remover el solvente hidrofílico. 15 - Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 14, en donde el solvente hidrofílico es agua. 16.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 14 o 15, en donde el ensamble de anfífilo comprende micelas, vesículas unilaminares, por ejemplo, vesículas unilaminares, vesículas multilaminares, o una estructura tubular tal como estructuras de tipo de cilindros de caracol, de fase hexagonal, de fase cúbica o de mielina. 17.- Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 14 a 16, en donde el solvente hidrofílico se remueve a través de liofilización. 18.- Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 14, en donde la especie hidrofílíca/disposición de anfífilo se forma co-solubilzando el compuesto macromolecular y el anfífilo en un solvente común y subsecuentemente removiendo el solvente común. 19 - Un procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 13, en donde la especie hidrofílica/disposición de anfífilo se forma emulsificando una solución del anfífilo en un solvente hidrofóbico con una solución de la especie hidrofílica en un solvente hidrofílico para dar una emulsión y remover el solvente hidrofóbico. 20.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 18 o 19, en donde la relación en peso de anfífilo a especie hidrofílica es de aproximadamente 1:1 a 50:1. 21.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 20, en donde la emulsión es una emulsión de aceite en agua. 22.- Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 20 o 21, en donde el solvente hidrofóbico es un solvente orgánico de bajo punto de fusión, tal como éter dietílico. 23.- Una preparación hidrofóbica de una sola fase de una especie hidrofílica en un solvente hidrofóbico, que se puede obtener a través del procedimiento de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 1 a 22. 24.- Un preparación hidrofóbica de una sola fase que comprende una especie hidrofílica y un anfífilo en un solvente hidrofóbico, caracterizada porque las porciones de la especie hidrofílica están rodeadas por moléculas anfífilas con los grupos superiores hidrofílicos de las moléculas anfíflas orientadas hacia la especie hidrofílica y porque no existe ninguna interacción química entre las moléculas anfífilas y la especie hidrofílica, y porque la preparación también comprende un compuesto como se define en la reivindicación 1, que facilita la formación de la preparación. 2

5.- Una preparación de acuerdo con la reivindicación 23 o 24, que comprende además moléculas pequeñas, por ejemplo, sales biliares, agentes farmacéuticos o vitaminas, en asociación con especies hidrofílicas. 2

6.- Una disposición de moléculas anfífilas y una especie hidrofílica caracterizada porque los grupos superiores hidrofílicos de las moléculas anfífilas están orientados hacia las porciones de la especie hidrofílica y en donde no existe ninguna interacción química entre el anfífilo y la especie hidrofílica, y en donde la disposición también comprende un compuesto de acuerdo con la reivindicación 1, que facilita la formación de la disposición, siempre que el anfífilo sea aquel que no sea capaz de formar liposomas cuando se añade agua a la disposición. 2

7.- Una composición de dos fases que comprende una fase hidrofílica y una fase hidrofóbica, en donde la fase hidrofóbica comprende una preparación de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 23 a 26. 2

8.- Una composición de acuerdo con la reivindicación 27, en donde la fase hidrofóbica es dispersada en una fase hidrofílica continua. 2

9.- Una composición de acuerdo con la reivindicación 27 o 28, la cual es una emulsión. 30.- El uso de: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; para facilitar la solubilización de una especie hidrofílica en un solvente hidrofóbico, en donde la especie hidrofílica no es normalmente soluble. 31.- El uso de un compuesto, el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; para la preparación de un agente para facilitar la solubilización de una especie hidrofílíca en un solvente hidrofóbico, en donde la especie hidrofílica no es normalmente soluble. 32.- El uso de acuerdo con la reivindicación 30 o 31, modificado por alguno o más de los aspectos de las reivindicaciones 1 a 22. 33.- Un compuesto, el cual es: (a) un compuesto de peso molecular bajo que tiene por lo menos algún grado de polaridad; y/o (b) un ácido orgánico soluble en lípido; y/o (c) un anfífilo; y/o (d) glicerol u otros alcoholes polihídricos; para usarse en la solubilización de una molécula hidrofílica en un solvente hidrofóbico, en donde no es normalmente soluble. 34.- Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 33, en donde: (a) Es un ácido carboxílico, un aminoácido, alcohol bencílico, etanol, t-butanol, i-propanol, o monooleato de glicerol; (b) puede ser un ácido carboxílico, fenol, p-cresol, ácido fenil-borónico, ácido bencil-bórico, ácido fenil-sulfónico, ácido fenil-arsénico, ácido benzoico, ácido salicílico, ácido acético, ácido sórbico, ácido valeárico, ácido oleico y ácido caproico; y (c) puede ser seleccionado de hemisuccinato de colesterol (Chems), a-tocoferol, succinato de a-tocoferol (aTS), ácido fosfatídico (PA), fosfatidil-glicerol, fosfatidil-inositol y derivados liso de cualquiera de las fosfatidas 35.- El uso de una preparación de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 23 a 25, o de una composición de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 27 a 29 para el suministro oral de una especie hidrofílica.