ES2267567T3 - Recombinacion de adn especifica de secuencia en celulas eucariotas. - Google Patents

Abstract

Procedimiento para la recombinación específica de secuencia de ADN en una célula eucariótica in vitro, que comprende a) la introducción en una célula de una primera secuencia de ADN, que comprende: una secuencia attB según la ID SEC Nº: 1 o su derivado, o una secuencia attP según la ID SEC Nº: 2 o su derivado, o una secuencia attL según la ID SEC Nº: 3 o su derivado, o una secuencia attR según la ID SEC Nº: 4 o su derivado, b) la introducción en la célula de una segunda secuencia de ADN, que comprende: una secuencia attP según la ID SEC Nº: 2 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attB según ID SEC Nº: 1 o su derivado; o una secuencia attB según la ID SEC Nº: 1 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attP según ID SEC Nº: 2 o su derivado; o una secuencia attL según la ID SEC Nº: 3 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attR según ID SEC Nº: 4 o su derivado; o una secuencia attR según la ID SEC Nº: 4 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attL según ID SEC Nº: 3 o su derivado; c) la realización de la recombinación específica de secuencia mediante acción de una integrasa Int del bacteriófago Lambda, en donde la expresión ¿derivado¿ designa secuencias attB, attP, attL y attR, que presentan frente a las secuencias de recombinación de origen natural modificaciones en forma de una o varias, pero como máximo seis, sustituciones.

Description

Recombinación de ADN específica de secuencia en células eucariotas.

La presente invención se refiere a un procedimiento para la recombinación específica de secuencia de ADN en células eucariotas in vitro, que comprende la introducción en una célula de una primera secuencia de ADN, como se define en la reivindicación 1, la introducción en una célula de una segunda secuencia de ADN, como se define en la reivindicación 1, y la realización de la recombinación específica de secuencia mediante acción de una integrasa Int del bacteriófago lambda. Una forma de realización preferida se refiere a un procedimiento que comprende además la realización de una segunda recombinación específica de secuencia de ADN mediante acción de una Int y de un factor Xis. La presente invención se refiere además a vectores y su uso como medicamentos.

La manipulación controlada del genoma eucariótico es un procedimiento de importancia para la investigación
de(de las) funcione(s) de determinados genes en el organismo vivo. Además de esto juegan un papel en el procedimiento de terapia génica en el campo de la medicina. La preparación de familias animales transgénicas, la modificación de genes o recortes de genes (denominados "genes diana") y la integración dirigida de ADN extraño en el genoma de ecuariotas superiores son de especial importancia a este respecto. Mediante la caracterización y uso de sistemas de recombinación específicos de secuencia se pudieron mejorar estas tecnologías en los últimos tiempos.

Las recombinasas de ADN específicas de secuencia, conservantes se distribuyen en dos familias. Los componentes de la primera, la denominada familia de la "integrasa" catalizan la separación y reconexión de hebras de ADN entre dos secuencias de nucleótidos definidas, que se designan en lo sucesivo como secuencias de recombinación. Estas se pueden encontrar sobre dos moléculas de ADN distintas o sobre una. Se llega entonces a la recombinación inter- o intramolecular. En el último caso el resultado depende de la reacción de la respectiva disposición de las secuencias de recombinación unas respecto a otras. Si las secuencias de recombinación se encuentran en orientación inversa, es decir, opuestas unas respecto a otras, se llega a la inversión del segmento de ADN que se encuentra entre ellas. Si las secuencias de recombinación se encuentran como repeticiones directas, es decir, en paralelo, sobre un sustrato de ADN, se llega a la deleción. En la recombinación intermolecular, es decir, cuando las dos secuencias de recombinación están situadas sobre dos moléculas de ADN distintas, se puede llegar a una fusión de las dos moléculas de ADN. Mientras que los componentes de la familia de la integrasa catalizan normalmente tanto la recombinación intra- como también la intermolecular, las recombinasas de las dos familias, de las denominadas "invertasas/resolvasas" son capaces de efectuar sólo la recombinación intramolecular.

Las recombinasas que se usan hasta ahora principalmente para la manipulación de genoma eucariótico, pertenecen a la familia de la integrasa. Se tratan de la recombinasa Cre del bacteriófago P1 y la recombinasa Fip de levaduras; véase Müller, U. (1999) Mech. Develop., 82, página 3. Las secuencias de recombinación, que se une a la recombinasa Cre, se designan como loxP. loxP es una secuencia de nucleótidos de 34 bp (pares de bases) de longitud, que se compone de dos secuencias de nucleótidos invertidos de 13 pb de longitud y un espaciador de 8 bp de longitud que se encuentra entre ellas; véase Hoess, R. y col. (1985) J. Mol. Biol., 181, página 351. Las secuencias de unión para Flp, designadas como RFT, se construyen de forma similar, diferenciándose sin embargo de loxP; véase Kilby, J. y col. (1993) Trends Genet., 9, página 413. Las secuencias de recombinación no se pueden intercambiar por tanto unas con otras, es decir, Cre no puede recombinar secuencias FRT y FLP tampoco secuencias loxP. Ambos sistemas de recombinación son activos en amplias distancias, es decir, el segmento de ADN que se va a invertir o delecionar, flanqueado por dos secuencias loxP o FRT, puede ser de más de 10.000 pares de bases (kb) de longitud.

Con estos dos sistemas se produjo, por ejemplo, la recombinación específica del tejido en el modelo de ratón, translocación cromosomal en plantas y animales, y una inducción controlada de la expresión génica; véase artículo resumen de Müller, U. (1999) Mech. Develop., 82, página 3. De este modo se delecionó el gen de ADN polimerasa \beta en determinado tejidos del ratón; véase Gu, H. y col. (1994) Science, 265, página 103. Un ejemplo más es la activación específica del oncogén del virus del tumor de ADN SV40 en las pupilas de los ojos del ratón, que condujo a la formación de tumor exclusivamente en estos tejidos. La estrategia Cre-loxP se usó también además en relación con los promotores inducibles. Para ello se reguló, por ejemplo, la expresión de la recombinasa con un promotor inducible por interferona, lo que condujo a la deleción de un gen determinado en el hígado y ni -o sólo mínimamente- en otros tejidos; véase Kühn, R. y col. (1995) Science, 269, página 1427.

Se han usado hasta ahora dos componentes de la familia de la invertasa/resolvasa para la manipulación del genoma eucariótico. Un mutante del gen de la invertasa de bacteriófagos Mu puede catalizar sin co-factores la inversión de un fragmento de ADN en protoplastos vegetales. Sin embargo se comprobó que este mutante es hiperrecombinativo, es decir, también cataliza otras separaciones de hebras de ADN aparte de sus secuencias de recombinación naturales. Esto conduce a resultados de recombinación parcialmente letales, espontáneos en el genoma de protoplastos vegetales. La recombinasa \beta de Streptococcus pyogenes cataliza la recombinación entre dos secuencias de recombinación directamente repetidas en cultivos celulares de ratón, lo que conduce al recorte del segmento. Sin embargo se detectó además de la deleción también inversión, con lo que el uso controlado de este sistema es apto para la manipulación del genoma eucariótico.

También la manipulación del genoma eucariótico con la recombinasa Cre o Flp presenta desventajas considerables. En la deleción, es decir, la recombinación de dos secuencias de recombinación loxP o FRT presentes repetidamente de forma directa en un genoma, se llega a la pérdida irreversible del segmento de ADN que se encuentra entre ellas. Sobre este segmento de ADN se encuentra un gen, este se va perder en consecuencia para siempre en la célula y el organismo. Por tanto no es posible la reproducción del estado original para un nuevo análisis de la función del gen en estas células, por ejemplo, en un estadio de desarrollo tardío del organismo. La pérdida definitiva del segmento de ADN mediante deleción se puede evitar mediante la inversión del segmento de ADN en cuestión. Con esto se podría desactivar un gen sin que se llegue a perderse, y ser conectado de nuevo en un momento posterior en el desarrollo o en el animal adulto mediante una expresión regulable temporalmente de la recombinasa vía nueva recombinación. La desventaja en el uso de la recombinasa Cre o Flp en este procedimiento modificado se basa sin embargo en que la inversión no se puede regular, ya que las secuencias de recombinación no se cambian con el proceso de recombinación. Se llega en consecuencia a procesos de recombinación repetidos, en los que la inactivación del gen en cuestión es provocada por inversión del segmento de ADN en cuestión en sólo algunas, máximo del 50%, de las células diana. Se ha investigado resolver este problema al menos parcialmente, de modo que se construyeron secuencias loxP mutadas, que ya no se pueden usar tras recombinación única para otras reacciones. A este respecto la desventaja se encuentra sin embargo en la unicidad de la reacción, es decir, tras inactivación de un gen mediante inversión ya no puede realizarse una activación subsiguiente mediante nueva recombinación.

Una desventaja más de la recombinasa Fip es su reducida estabilidad al calor a 37ºC, lo que limita considerablemente la eficiencia de la reacción de recombinación en eucariotas superiores, por ejemplo, del ratón con una temperatura corporal de aproximadamente 39ºC. Aquí se construyeron mutantes Flp que presentan una estabilidad al calor mayor que la de la recombinasa de tipo salvaje, sin embargo muestran siempre una eficiencia de recombinación inferior en comparación con la recombinasa Cre.

Además en el campo de la medicina se usan recombinasas específicas de secuencia, por ejemplo, en la terapia génica, en la que las recombinasas deben integrar de forma estable e intencionada un segmento de ADN deseado en el genoma de la célula diana humana respectiva. Tanto la Cre como también la Flp pueden catalizar la recombinación intermolecular. Ambas recombinasas recombinan un ADN plásmido, que porta una copia de su secuencia de recombinación respectiva, con una secuencia de recombinación correspondiente insertada previamente de forma estable por recombinación homóloga en el genoma eucariótico. Sin embargo es deseable que esta reacción se pueda llevar a cabo con una secuencia de recombinación de origen "natural" en el genoma eucariótico. Debido a que loxP y FRT 34 ó 54 son nucleótidos largos, un origen de estas secuencias de recombinación como componente del genoma es extremadamente poco probable por motivos estadísticos. Igualmente de la presencia resulta la desventaja de la reacción de retorno previamente descrita, es decir, tras integración exitosa tanto la recombinasa Cre como también la recombinasa Flp pueden recortar de nuevo el segmento de ADN insertado mediante recombinación intramolecular.

Por tanto un objetivo de la presente invención consiste en proporcionar un sistema de recombinación simple y regulable y la sustancia activa necesaria. Además la presente invención comprende el objetivo de proporcionar un sistema de recombinación y la sustancia activa necesaria que puede llevar a cabo una integración estable e intencionada de una secuencia de ADN seleccionada.

Los objetivos se consiguen mediante el objeto definido en las reivindicaciones de patente.

El procedimiento de acuerdo con la invención se aclara mediante las siguientes figuras.

La figura 1 muestra una representación esquemática de las reacciones de recombinación, integración y escisión catalizadas por la integrasa Int. Se representa un ADN plásmido tensado superhelicoidal (parte superior) que porta una copia de la secuencia de recombinación attP. Esta contiene cinco denominados puntos de unión al brazo para Int (P1, P2, P1', P2', P3'), dos puntos de unión de Int al "núcleo" (C y C'; marcados mediante flechas negras), tres puntos de unión para IHF (H1, H2, H'), dos puntos de unión para Xis (X1, X2) y la denominada región de "solapamiento" (rectángulo abierto), donde tiene lugar el intercambio de la hebra de ADN propiamente. La secuencia pareja para attP, attB, se representa debajo de un segmento de ADN lineal. Este se compone de dos puntos de unión del "núcleo" para Int (B y B'; marcados por flechas abiertas) y la región de "solapamiento". La recombinación entre attB y attP exige Int e IHF. Esta conduce a la integración del plásmido en el segmento de ADN que porta attB. Para este fin se generan dos nuevas secuencias de recombinación híbridas, attL y attR, que sirven como secuencias diana para la escisión. Esta reacción necesita junto a Int e IHF otro co-factor, Xis, que es codificado por fagos lambda.

La figura 2 A muestra una representación esquemática de los vectores de expresión de la integrasa y la figura 2 B una representación esquemática de un análisis Western. (A): el vector pKEXInt contiene el gen de integrasa tipo salvaje, el vector pKEXInt-h contiene el gen del mutante Int-h, y el vector pKEXInt-h/218 contiene el gen del mutante Int-h/218. El vector de control (pKEX) no contiene gen de Int alguno. Los genes respectivos para la integrasa tipo salvaje (Int) y ambos mutantes (Int-h e Int-h/218) se representan como barras verdes. Detrás de las regiones de codificación se encuentran las secuencias de señal para el procesamiento de ARN, que deben garantizar una mayor estabilidad intracelular del ARNm respectivo (rectángulo punteado) y se designan como SV-40, empalme t-Ag y señales poli A. La expresión de los genes de la integrasa se realiza mediante el promotor del citomegalovirus (CMV) humano. (B): tras incorporación del vector respectivo, como se muestra, en las líneas celulares reporteras B2 y B3 se prepararon lisados celulares y se separaron proteínas en una electroforesis en gel de poliacrilamida SDS según su peso molecular. La presencia de la proteína Int-h se hizo visible mediante los anticuerpos de ratón policlonales, que se dirigen contra Int de tipo salvaje (trazos 2 y 4). La posición de Int en el gel está marcada con una
barra.

La figura 3 muestra una representación esquemática de los vectores sustrato. (A): pGFPattB/attP. Se representa el vector linearizado con ApaLI. Las barras grandes, negras marcan la posición y orientación de ambas secuencias de recombinación, attB y attP. Estas flanquean el gen GFP (proteína verde fluorescente), que está presente en orientación inversa respecto al promotor del CMV. pA designa la señal de poliA. Adicionalmente se encuentra sobre el vector el gen de resistencia "neo", que se expresa con el promotor de SV40 prematuro y hace posible la selección de líneas celulares reporteras estables. Se caracterizan igualmente los puntos de corte de restricción para el enzima Ncol. La recombinación integrativa entre attB y attP conduce a la inversión del gen GFP y por tanto a su expresión. Las barras pequeñas, abiertas y cerradas marcan la posición y orientación del cebador de la PCR (reacción en cadena de la polimerasa) individual y se designan como p1 a p7. (B): pGFattL/attR. El vector es en la constitución idéntico a pGFPattB/attP, sin embargo contiene attL y attR en lugar de attB y attP. El gen GFP se encuentra respecto al promotor del CMV en orientación 3'-5'. Las cajas sombreadas designan la posición de la sonda (muestra), que se usó para el análisis Southern.

La figura 4 A a D muestra en una representación esquemática la detección de la recombinación integrativa en líneas celulares reporteras mediante PCR tras separación de las moléculas de ADN en geles de agarosa (al 1,2% en relación p/v), en cuyo ADN se hizo visible mediante coloración con bromuro de etidio. (A): PCR de transcriptasa inversa (RT-PCR). Los vectores pKEX y pKEXInt-h (véase figura 2A) se incorporaron por separado en la línea celular reportera respectiva B1 a B3 mediante electroporación. El análisis por RT-PCR, partiendo de poli A ARNm aislado, muestra el producto esperado mediante el par cebador p3/p4 (véase la figura 3) sólo si las células fueron tratadas con pKEXInt-h (trazos 1, 3 y 5). Para el control del contenido en ARN se amplificó el gen de \beta-actina de las mismas preparaciones de ARN. Trazo M: patrón de longitud de ADN; trazo O: RT-PCR de control sin molde de ARN: (B, C): análisis de PCR genómico. Se aisló ADN genómico a partir de las líneas celulares respectivas 72 horas después de la electroporación y se amplificó con pares cebadores p3/p4 (véase la figura 3) y p1/p2 (véase la figura 3). La numeración y designación de los trazos corresponde al de la (figura 4 A). (D): ensayo en deleción. Se amplificó ADN genómico aislado con el par cebador p5/p6 (véase la figura 3). La posición del producto de PCR esperado (420 bp) mediante delación, en lugar de inversión, está marcada con una barra. La numeración y designación de los trazos es como en la figura 4 A.

La figura 5 A y B muestra en una representación esquemática la detección de la inversión en líneas celulares reporteras mediante PCT e hibridación Southern tras separación de la moléculas de ADN en geles de agarosa (1,2% en relación p/v). (A): análisis por PCR. Se amplificó una fracción de ADN genómico que se aisló a partir de líneas celulares B1, B2, B3 y NL60 tratadas con los vectores pKEX y pKEXInt-h, con pares cebadores p2/p4 y p4/p7 (véase la figura 3). Los productos de PCR a los que se llegó con la inversión catalizada con integrasa del gen GFP, se observan en los trazos 1, 3 y 5. Trazo M: patrón de longitud de ADN; trazo O: PCR de control sin ADN genómico. (B) Análisis Southern: la fracción restante del ADN analizado en la figura 5 A se incubó con el enzima de restricción NcoI, se separó mediante una electroforesis en gel de agarosa según peso molecular y a continuación se transfirió a una membrana de nitrocelulosa. Para la detección de la recombinación se hicieron visibles fragmentos de ADN que portan GFP mediante una sonda marcada radiactivamente (véase la figura 3 B). Trazo 9: pGFPattB/attP no recombinado; trazo 10: pGFPattB/attP recombinado.

La figura 6 A muestra una representación de secuencias de ácido nucleico que comprenden attB o attH. La figura 6 B muestra una representación de secuencias parciales de attP y attP*. (A): comparación de secuencia entre attB y attH. Los puntos de unión del "núcleo" de Int B y B' en attB están marcados con una línea sobre las secuencias. Los puntos de unión del "núcleo" de Int H y H' en attH están marcados con una línea discontinua sobre las secuencias. Las secuencias de "solapamiento" se marcan con rectángulos huecos. Las diferencias de secuencia se marcan con líneas dobles verticales. La numeración de los restos en las regiones núcleo y de solapamiento se refiere al centro del solapamiento definido por Landy y Ross ((1977), Science, 197, página 1147), que se designa con O. AttB o attH es la secuencia de -9 a +11. (B): comparación se secuencia entre secuencias parciales de attP y attP*, que corresponden a las secuencias attB o attH. Las designaciones se seleccionan como en la figura 6 A.

La figura 7 muestra en una representación esquemática la detección de la recombinación entre attH y attP* sobre el vector pACH en E. coli tras separación en una electroforesis en gel de agarosa. El vector sustrato pACH se co-transformó junto con los vectores de expresión procarióticos respectivos para Int, Int-h o Int-h/218 en cepa de E. coli CSH26 o CSH26 delta IHF. El ADN plásmido se aisló 36 horas después de la selección, se incubó con los enzimas de restricción HindIII y AvaI, se separó con electroforesis en gel de agarosa y se hizo visible. La posición de los fragmentos de restricción que se generan mediante inversión se indica con "invers". La posición del ADN no recombinante se marca con pACH. Los trazos 1 y 12: patrones de longitud de ADN; trazos 2 y 3: vector de expresión o pACH-
ADN no recombinado; trazos 4 a 7: ADN aislado de CSH26; trazos 8 a 11: ADN aislado de CSH26 delta IHF.

La figura 8 muestra una representación esquemática de la estrategia para la integración del vector pEL13 en el locus attH genómico y el principio del procedimiento de detección. El vector de integración pEL13 porta un gen de resistencia (barra caracterizada con "higr"), el gen para Int-h (barra caracterizada con "int h") con el control del promotor del CMV y una copia de attP* (rectángulo hueco caracterizado con "att P*/P*OP'"). Tras incorporación del vector en células BL60 mediante electroporación se expresa Int-h (véase la figura 2 B). La recombinasa cataliza entonces la recombinación intermolecular entre attP* y attH localizado en cromosoma (rectángulo puntiagudo caracterizado con "att H/HOH'"). Esto conduce a la integración del vector pEL13 en el genoma de las células BL60. Las células que han captado el vector de forma estable, pueden seleccionarse e identificarse mediante PCR con el par cebador attX1/B2 (barras caracterizadas con "attX1" y "B2"). EcoR V y SpH I designan puntos de corte de restricción para los enzimas de restricción correspondientes.

La figura 9 muestra en una representación esquemática la detección de la recombinación intermolecular entre attP* (pLE13) y attH en células BL60. Se aisló el ADN genómico tras electroporación de pEL13 y a continuación selección durante varias semanas de 31 poblaciones celulares distintas y se amplificó con par cebador attX1/B2 (véase la figura 8). Se separaron los productos de PCR mediante electroforesis en gel de azarosa y se hicieron visibles. La posición del producto esperado (295 bp) en los geles se marca con la barra. Los productos se analizaron a continuación mediante secuenciación de ADN. En el borde derecho de los geles se encuentra un patrón de longitud.

La expresión "transformación" o "transformar" usada en esta invención designa introducción respectiva de una secuencia de ácido nucleico en una célula. La introducción puede ser, por ejemplo, una transfección o lipofección, o se puede llevar a cabo mediante el procedimiento del calcio, procedimiento de electrochoque o una inyección de oocitos. La expresión "transformación" o "transformar" significa en esta invención también la introducción de una secuencia de ácido nucleico viral, que comprende por ejemplo la(s) secuencia(s) de recombinación y un gen o fragmento de gen terapéutico, en la trayectoria seguida de forma natural por el correspondiente virus. A este respecto la secuencia de ácido nucleico viral no debe presentarse como secuencia de ácido nucleico desnudo sino que puede estar empaquetado en una envoltura de proteína viral. La expresión no designa por tanto sólo el procedimiento que se entiende normalmente con el término transformación o transformar.

La expresión usada en esta invención "derivado" designa secuencias de attB y attP y secuencias de attL y attR, que presentan frente a las secuencias de recombinación de origen natural modificaciones en forma de una o varias, como máximo seis, especialmente dos, tres, cuatro o cinco sustituciones.

La expresión usada en esta invención "homólogo" u "homología" o "similar" en referencia a las secuencias de recombinación designa una secuencia de ácido nucleico que es idéntica a las secuencias de recombinación de origen natural en aproximadamente el 70%, preferiblemente aproximadamente el 80%, con especial preferencia en aproximadamente el 85%, con más especial preferencia aproximadamente el 90%, con más especial preferencia aproximadamente el 95% y con especial preferencia el 99%.

La expresión usada en esta invención "vector" designa construcciones de origen natural o sintético para la captación, multiplicación, expresión o transmisión de ácidos nucleicos, por ejemplo, plásmidos, fagémidos, cósmidos, cromosomas sintéticos, bacteriófagos, virus o retrovirus.

La integrasa (designada normalmente y en lo sucesivo "Int") de los bacteriófagos Lambda pertenece, como Cre y Flp, a la familia de integrasa de las recombinasas de ADN específicas de secuencia conservativas. Int cataliza la recombinación integrativa entre dos secuencias de recombinación distintas, attB y attP. AttB comprende 21 nucleótidos y se han aislado originalmente del genoma de E. coli; véase Mizuuchi, M. y Mizuuchi, K. (1980) Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos, 77, página 3220. Por el contrario attP es con 243 nucleótidos considerablemente más larga y se origina de forma natural en el genoma del bacteriófago Lambda; véase Landy, A. y Ross, W. (1977) Science, 197, página 1147. La recombinasa Int tiene en total siete puntos de unión en attP y dos en attB. La función biológica de Int es la integración específica de secuencia del genoma de fagos circular en el locus attB del cromosoma de E. coli. Para la recombinación integrativa Int necesita un cofactor de proteína, el denominado "factor de integración del huésped" (normalmente y en lo sucesivo designado "IHF"), véase Kikuchi, Y. y Nash, H. (1978) J. Biol. Chem., 253, 7149. IHF se necesita para la constitución de un complejo de recombinación funcional con attP. Un segundo cofactor para la reacción de integración es el superenrollamiento de ADN negativo de attP. La recombinación entre attB y attP conduce finalmente a la formación de dos nuevas secuencias de recombinación, attL y attR, que sirven como sustrato y secuencia de reconocimiento para una reacción de recombinación adicional, la reacción de escisión. Se encuentra un amplio resumen de la integración de bacteriófagos Lambda en, por ejemplo, Landy, A. (1989) Annu. Rev. Biochem., 58, página 913.

La recombinación por escisión (escisión) del genoma de fagos a partir del genoma de bacterias es catalizado igualmente por la recombinasa Int. Para este fin se necesita incondicionalmente además de Int y IHF un cofactor adicional, que es codificado igualmente por bacteriófagos Lambda. Se trata de la escisionasa (normalmente y en lo sucesivo designada "Xis"), que presenta dos puntos de unión en attR; véase Gottesman, M. y Weisberg, R. (1971). The Bacteriophage Lambda, Cold Spring Harbor Laboratory, página 113. Para la recombinación por escisión no se requiere al contrario que para la recombinación integrativa superenrollamiento de ADN negativo de las secuencias de recombinación, aumentando sin embargo la eficiencia de la reacción de recombinación. Se puede conseguir una mejora adicional de la eficiencia de la reacción de escisión mediante un segundo co-factor, FIS (factor de estimulación de inversión), que puede actuar en relación con Xis; véase Landy, A. (1989) Annu. Rev. Biochem., 58, página 913. La escisión es genéticamente la reacción inversa exacta de la integración, es decir, se generan de nuevo attB y attP. Se encuentra un amplio resumen de la escisión de bacteriófagos Lambda, por ejemplo, en Landy, A. (1989) Annu. Rev. Biochem., 58, página 913.

Un aspecto de la presente invención se refiere a un procedimiento para la recombinación específica de secuencia de ADN en células eucariotas, que comprende a) la introducción en una célula de una primera secuencia de ADN, como se define en la reivindicación 1, b) la introducción en una célula de una segunda secuencia de ADN, como se define en la reivindicación 1, y c) la realización de la recombinación específica de secuencia mediante acción de una integrasa Int de bacteriófagos Lambda. Se prefiere un procedimiento en el que la primera secuencia de ADN comprende una secuencia attB según ID SEC Nº: 1 o su derivado, y la segunda secuencia de ADN comprende una secuencia attP según ID SEC Nº: 2 o su derivado. Se prefiere además un procedimiento en el que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attL según ID SEC Nº: 3 o su derivado, y la segunda secuencia de ADN comprenda una secuencia attR según ID SEC Nº: 4 o su derivado, en donde en la etapa c) se realiza la recombinación específica de secuencia mediante acción de una Int y de un factor XIS.

El procedimiento de acuerdo con la invención no se puede llevar a cabo a este respecto sólo con la secuencia attB y/o attP o secuencia attL y/o attR de origen natural sino también con secuencias attB y/o attP o secuencias attL y/o attR modificadas, por ejemplo, sustituidas. De este modo se observó, por ejemplo, recombinación integrativa del bacteriófago Lambda y E. coli entre secuencias homólogas attP y attB (mutantes de las secuencias de tipo salvaje), que presentan una o una combinación de las siguientes sustituciones en las siguientes posiciones en attB: G, T (en posición 9); A, C, G (-8); C, A, T (-7); T, G, A (-6); C, A (-5); A (-4); G, A (-3); A, C, G (-2); A, C, G (-1); A, C, G (0); T, C, G (+1); A, C, G (+2); T, G, C (+3); A, G, T (+4); A, C, G (+5); G, T, (+6); G, T (+7); G, T, A (+8); C, G, A (+9); C, G, A (+10); T, A, C (+11) (Nash, H. (1981) Annu. Rev. Genet. 15, página 143; Nussinov, R. y Weisberg, R. (1986) J. Biomol. Struct. Dynamics, 3, página 1134) y/o presentan en attP: T (en posición +1); C (+2) y A (+4), véase Nash, H. (1981) Annu. Rev. Genet., 15, página 143.

La presente invención se refiere por tanto a un procedimiento en el que la secuencia attB usada frente a la secuencia attB de origen natural según ID SEC Nº: 1 y la secuencia attP usada frente a la secuencia attP de origen natural según ID SEC Nº: 2 presentan una o varias sustituciones. Además la presente invención se refiere a un procedimiento en el que la secuencia attL usada frente a la secuencia attL de origen natural según ID SEC Nº: 3 y la secuencia attR usada frente a la secuencia attR de origen natural según ID SEC Nº: 3 presentan una o varias sustituciones. Se prefiere un procedimiento en donde las secuencias de recombinación presentan una, dos, tres, cuatro o cinco sustituciones. Las sustituciones pueden provenir tanto de la región de solapamiento (véase la figura 6 A, rectángulo hueco) como también de la región núcleo (véase la figura 6 A, línea). La región de solapamiento completa, que comprende siete nucleótidos, también puede ser sustituida. Se prefiere especialmente un procedimiento en el que en la secuencia attB y attP se introducen sustituciones bien en la región núcleo o bien en la región de solapamiento. Se prefiere la introducción de una sustitución en la región de solapamiento y la incorporación simultánea de una o dos sustituciones en la región núcleo.

Para el procedimiento de acuerdo con la invención no se requiere que en una sustitución en attB la sustitución correspondiente en attP, o en una sustitución en attL, se introduzca o invierta la sustitución correspondiente en attR. Se ha de seleccionar una modificación mediante sustitución en secuencias de recombinación, de modo tal que la recombinación se lleve a cabo a pesar de la (las) modificación(es). Ejemplos de tales sustituciones se indican, por ejemplo, en las publicaciones de Nash, H. (1981), véase anteriormente y Nussinov, R. y Weisberg, R. (1986), véase anteriormente y no se considerar como exhaustivas. Se pueden introducir otras modificaciones fácilmente, por ejemplo, mediante procedimientos de mutagénesis y se pueden probar en cuanto a su uso mediante recombinaciones de prueba.

La presente invención se refiere por tanto a un procedimiento, en el que la secuencia attB usada frente a la secuencia attB de origen natural según ID SEC Nº: 1 y la secuencia attP usada frente a la secuencia attP de origen natural según ID SEC Nº: 2; o bien la secuencia attL usada frente a la secuencia attL de origen natural según ID SEC Nº: 3 o la secuencia attR usada frente a la secuencia attR de origen natural según ID SEC Nº: 4 presentan una o varias sustituciones. Por tanto, una o varias sustituciones en una de las secuencias de recombinación no debe dar como resultado la sustitución correspondiente en la otra secuencia de recombinación.

En una forma de realización preferida del procedimiento de acuerdo con la invención la secuencia attB comprende 21 nucleótidos y coincide con la secuencia aislada del genoma de E. coli original (Mizuuchi, M. y Mizuuchi, K. (1980) Proc. Natl. Acad. Sci. Estados Unidos, 77, página 3220) y la secuencia attP comprende 243 nucleótidos y coincide con la secuencia aislada originalmente del genoma del bacteriófago Lambda; véase Landy, A. y Ross, W. (1977) Science, 197, página 1147.

En una forma de realización preferida adicional del procedimiento de acuerdo con la invención la secuencia attL comprende 102 nucleótidos y la secuencia attR 162 nucleótidos y coinciden ambas con las secuencias originalmente aisladas del genoma de E. coli; véase Landy, A. (1989) Annu. Rev. Biochem., 58, página 913.

Para la realización del procedimiento de acuerdo con la invención la primera secuencia de ADN comprende además de la secuencia de recombinación otras secuencias de ADN, que permiten una integración en un lugar diana deseado en el genoma de la célula eucariótica. Esta integración discurre por la recombinación homóloga, que es mediada por mecanismos de recombinación internos de la célula. Para ello las otras secuencias de ADN deben ser homólogas con el ADN del lugar diana y tanto 3' como también 5' se deben encontrar en la secuencia attB o attL. Es conocido por el especialista en la técnica que el grado de homología y la longitud de las secuencias 3' y 5' respectivas deben ser tales que la recombinación homóloga discurra con probabilidad suficiente; véase artículo resumen de Capecchi, M. (1989), Science, 244, página 1288.

También la segunda secuencia de ADN con la secuencia de recombinación attP o attR puede comprender secuencias de ADN, que son requeridas para una integración en un lugar diana deseado por medio de recombinación homóloga. Para el procedimiento de acuerdo con la invención tanto la primera como la segunda secuencia de ADN pueden comprender las otras secuencias de ADN. Se prefiere un procedimiento en el que ambas secuencias de ADN comprenden las otras secuencias de ADN.

La introducción de la primera y segunda secuencia de ADN con o sin otras secuencias ADN se puede llevar a cabo tanto de forma sucesiva como también en una co-transformación, en donde las secuencias de ADN se presentan sobre dos moléculas de ADN distintas. Se prefiere un procedimiento en el que la primera y la segunda secuencia de ADN, con o sin otras secuencias de ADN, estén presentes sobre una molécula de ADN individual y se introduzcan en las células eucariotas. Además se pueden introducir la primera secuencia de ADN en una célula y la segunda secuencia de ADN en otra célula, fusionándose las células a continuación. Con fusionado se debe entender en el sentido amplio el cruce de organismos y la fusión celular.

El procedimiento de acuerdo con la invención se puede usar, por ejemplo, para invertir en una recombinación intramolecular el segmento de ADN que se encuentra entre las secuencias de recombinación orientadas indirectamente. Además el procedimiento de acuerdo con la invención se puede usar para delecionar en una recombinación intramolecular el segmento de ADN que se encuentra entre las secuencias de recombinación orientadas directamente. Las secuencias de recombinación se presentan orientadas directamente cuando las secuencias están construidas respectivamente en dirección 5'-3' ó 3'-5'. Las secuencias de recombinación se encuentran orientadas de forma indirecta, cuando por ejemplo la secuencia attB está constituida en dirección 5'-3' y la secuencia attP en dirección 3'-5'. Si las secuencias de recombinación se disponen mediante recombinación homóloga respectivamente en una secuencia intrón 5' y 3' de un exón y la recombinación se lleva a cabo mediante la acción de la integrasa, entonces el exón gira en las secuencias de recombinación orientadas indirectamente (invierte) o deleciona en las secuencias de recombinación orientadas directamente. Con esto el polipéptido codificado por el gen correspondiente puede perder su actividad o función o detener la trascripción mediante la inversión o deleción, de modo que no se genera transcripto alguno (completo). De esta forma se puede estudiar, por ejemplo, la función biológica del polipéptido
codificado.

La primera y/o segunda secuencia de ADN puede/pueden comprender sin embargo otras secuencias de ácido nucleico, que codifican uno o varios polipéptido(s) de interés. De este modo, por ejemplo, con las secuencias de recombinación se puede introducir una proteína de estructura, un enzima o una proteína regulatoria en el genoma, que se expresa transitoriamente tras recombinación intramolecular consiguiente. El polipéptido introducido puede ser endógeno o exógeno. Se puede introducir además una proteína marcadora. El especialista en la técnica es conocedor de que esta enumeración de aplicaciones del procedimiento de acuerdo con la invención es sólo a título de ejemplo y no es exhaustivo. Ejemplos de aplicaciones de acuerdo con la invención que se llevaron a cabo con las recombinasas Cre y Flp usadas hasta ahora se encuentran, por ejemplo, en el artículo resumen de Kilby, N. y col., (1993), Trenes Genet., 9, página 413.

El procedimiento de acuerdo con la invención se puede usar además para delecionar o para invertir sobre vectores segmentos de ADN sobre sustratos episomales en la recombinación intramolecular. Se podría usar una reacción de deleción, por ejemplo, para separar secuencias de empaquetamiento de los denominados virus de la levadura. Este procedimiento tiene un amplio campo de aplicación en la producción industrial de vectores virales para usos de terapia génica; véase Hardy, S. y col., (1997), J. Virol., 71, página 1842.

La recombinación intermolecular conduce a la fusión de dos moléculas de ADN, que poseen respectivamente una copia de attB y attP o attL y attR. De este modo se puede introducir, por ejemplo, attB en primer lugar mediante recombinación homóloga en un locus genómico bien caracterizado, conocido de una célula. En esta secuencia attB genómica se puede integrar a continuación un vector que porta attP mediante recombinación intermolecular. Se prefiere en este procedimiento la expresión del mutante de integrasa Int-h/218, cuyo gen se encuentra sobre un segundo vector de ADN que se co-transfecta. Sobre el vector que porta attP se pueden encontrar otras secuencias, por ejemplo, un gen para una proteína marcadora determinada, flanqueada por secuencias loxP-IFRT. Con esta preparación se puede conseguir, por ejemplo, que en los análisis de expresión de comparación de distintos genes en un tipo de célula estos se vean influenciados positiva o negativamente por los lugares de integración genómicos respectivos.

Para la realización del procedimiento de acuerdo con la invención debe actuar una integrasa sobre las secuencias de recombinación. A este respecto puede estar presente la integrasa o el gen de integrasa y/o el factor Xis o el gen del factor Xis ya antes de la introducción de la primera y segunda secuencia de ADN en la célula eucariótica, entre la introducción de la primera y segunda secuencia de ADN o tras incorporación de la primera y segunda secuencia de ADN. La integrasa usada para la recombinación específica de secuencia se expresa preferiblemente en la célula, en las que se lleva a cabo la reacción. Para ello se introduce en las células una tercera secuencia de ADN, que comprende un gen de integrasa. Si se lleva a cabo la recombinación específica de secuencia con attL/attR, se puede introducir adicionalmente un gen de factor Xis (cuarta secuencia de ADN) en las células. Se prefiere especialmente un procedimiento en el que la tercera y/o cuarta secuencia de ADN se integre en el genoma eucariótico de la célula por recombinación homóloga o de forma aleatoria. Además se prefiere un procedimiento en el que la tercera y/o cuarta secuencia de ADN comprenda secuencias de ADN regulatorias que provoquen una expresión espacial y/o temporal del gen de la integrasa y/o del gen del factor Xis.

Expresión espacial significa en este caso que la recombinasa o el factor Xis sólo se expresa en un determinado tipo de célula, por ejemplo, células del hígado, células del riñón, células de los nervios o células del sistema inmunológico, mediante el uso de promotores específicos del tipo celular y sólo cataliza la recombinación en estas células. Se puede producir una expresión temporal en la regulación de la expresión de la integrasa/factor Xis mediante promotores, que son activos a partir de o en un estadio de desarrollo determinado o en un momento determinado son activos en el organismo adulto. Además se puede producir la expresión temporal mediante el uso de promotores que se puedan inducir, por ejemplo, mediante promotores dependientes de la interferona o tetraciclina; véase artículo resumen de Müller, U. (1999) Mech. Develop., 82, página 3.

La integrasa usada en el procedimiento de acuerdo con la invención puede ser tanto la integrasa de tipo salvaje como también una integrasa modificada del bacteriófago Lambda. Debido a que la integrasa de tipo salvaje puede llevar a cabo la reacción de recombinación sólo con ayuda de un co-factor, a saber IHF, se prefiere el uso de una integrasa modificada para el procedimiento de acuerdo con la invención. Si se usa la integrasa de tipo salvaje para el procedimiento de acuerdo con la invención, se necesita adicionalmente para la reacción de recombinación IHF. La integrasa modificada es modifica de forma que se puede llevar a cabo la reacción de recombinación sin IHF. La preparación de polipéptidos modificados y la selección en cuanto a la actividad deseada son estado de la técnica y se realizarán de forma sencilla; véase Erlich, H. (1989) PCR Technology. Stockton Press. Son integrasas de bacteriófagos Lambda preferidas dos mutantes Int, que se designan como Int-h e Int-h/218; véase Miller y col. (1980) Cell, 20 páginas 721; Christ, N. y Dröge, P (1999) J. Mol. Biol., 288, página 825. Int-h contiene un resto de lisina en lugar del resto del glutamato en la posición 174 frente a Int de tipo salvaje. Int-h/218 contiene un resto de lisina adicional en lugar de un resto de glutamato en la posición 218 y se preparó mediante mutagénesis de PCR del gen Int-h. Estos mutantes pueden catalizar tanto la recombinación tanto entre attB/attP como también entre attL/attR sin los cofactores IHF, Xis y de superenrollamiento negativo en E. coli e in vitro, es decir, con sustratos purificados en el vidrio reactivo. En células eucariotas los mutantes necesitan para la recombinación entre attL/attR sólo el cofactor Xis. Se puede producir una mejora adicional de la eficiencia de la recombinación entre attL/attR mediante un co-factor adicional, por ejemplo FIS. El mutante Int-h/218 es preferido ya que puede catalizar la reacción integrativa independiente del cofactor con mayor eficiencia; véase Christ, N. y Dröge, P. (1999) J. Mol. Biol., 288, página 825.

El procedimiento de acuerdo con la invención se puede llevar a cabo en todas las células eucariotas. Las células pueden presentarse, por ejemplo, en un cultivo celular y comprenden todos los tipos de células vegetales o animales. Por ejemplo, las células pueden ser oocitos no humanos, células madre embrionarias no humanas, células madre hematopoyéticas o cualquier tipo de células diferenciadas. Se prefiere un procedimiento en el que la célula eucariótica sea una célula de mamífero. Se prefiere especialmente un procedimiento en el que la célula de mamífero sea una célula humana con excepción de células embrionarias, célula de mono, ratón, rata, conejo, hámster, cabra, vaca, oveja o cerdo.

Una forma de realización preferida de la presente invención se refiere además a un procedimiento en el que dado el caso se lleva a cabo una segunda recombinación específica de secuencia de ADN mediante acción de una integrasa de bacteriófagos Lambda y de un factor Xis. La segunda recombinación necesita las secuencias attL y attR generadas mediante una primera recombinación de attB y attP o sus derivados. Por tanto, la segunda recombinación específica de secuencia está limitada por un procedimiento que en la primera recombinación específica de secuencia usa secuencias attB y attP o sus derivados. Tanto la integrasa de tipo salvaje como también los mutantes de Int pueden catalizar sin adición de otros cofactores sólo la denominada recombinación integrativa, es decir, estas recombinan attB con attP y no attL con attR, si estas se integran de forma estable en el genoma de las células. La integrasa de tipo salvaje necesita a este respecto para la denominada recombinación por escisión los factores IHF, Xis y de superenrollamiento negativo. Los mutantes de Int Int-h e Int-h/218 necesitan para la recombinación por escisión sólo el factor Xis. Por tanto es posible dejar transcurrir de forma controlada dos reacciones de recombinación una tras otra, si están presentes en las células otros factores para la segunda reacción de recombinación, a saber la reacción de escisión. En sintonía con otros sistemas de recombinación ya usados, se pueden determinar aquí nuevas estrategias para la manipulación controlada de genomas eucarióticos superiores. Esto es posible ya que distintos sistemas de recombinación usan exclusivamente sus propias secuencias de recombinación.

De este modo, por ejemplo, el sistema Int se usa para integrar secuencias loxP y/o FRT de forma intencionada en un locus genómico de un genoma eucariota y a continuación para activar o inactivar un gen mediante expresión controlada de Cre y/o Flp. Se puede usar además el sistema Int para separar secuencias loxP-/FRT tras uso, es decir, recombinación mediante la recombinasa correspondiente a partir de un genoma.

Se prefiere un procedimiento en el que además se introduzca una secuencia de ADN adicional, que comprende un gen de factor Xis, en las células. Se prefiere especialmente un procedimiento en el que la otra secuencia de ADN comprenda además una secuencia de ADN regulatoria, que provoque una expresión espacial y/o temporal del gen del factor Xis.

De este modo, por ejemplo, conseguida la recombinación integrativa, intramolecular (inversión) mediante Int, lo que ha llevado a la activación/inactivación de un gen en un tipo de célula determinado, este gen se inactiva o activa de nuevo en un momento posterior mediante la expresión espacial y/o temporal inducible de Xis en expresión simultánea de Int.

La invención se refiere además al uso de una secuencia attB según la ID SEC Nº: 1 o su derivado y a una secuencia attP según ID SEC Nº: 2 o su derivado, o a una secuencia attL según ID SEC Nº: 3 o su derivado y a una secuencia attR según ID SEC Nº: 4 o su derivado, en una recombinación específica de secuencia de ADN en células eucariotas. Las células eucariotas pueden presentarse también en la conexión celular de un organismo no humano, por ejemplo, de un mamífero, que no contiene integrasa o factor Xis alguno en sus células. Este organismo no humano se puede usar para el cruce con otros organismos, que contienen por su parte la integrasa o el factor Xis en sus células, de modo que generan descendencia, en cuyas células se lleva a cabo entonces la recombinación específica de secuencia. Por tanto la invención se refiere asimismo al uso de una integrasa o un gen de integrasa y un factor Xis o un gen del factor Xis en una recombinación específica de secuencia en células eucariotas.

Se ha determinado una secuencia del genoma humano (en lo sucesivo designada como attH), que presenta una homología de aproximadamente el 85% con attB. AttH se puede usar como secuencia de recombinación para la integración de un ADN extraño en el genoma humano. Para ello se puede modificar la segunda secuencia de recombinación attP correspondientemente, con esto la integrasa puede realizar la reacción de recombinación con mayor eficiencia. Se podría mostrar que attH con una de nuestras versiones modificadas de attP, que se designa en lo sucesivo como attP* y se enumera como ID SEC Nº: 5, se puede recombinar mediante Int-h en E. coli. Experimentos con células humanas mostraron que attH se recombina también como constituyente del genoma humano con attP*, cuando se sintetiza Int-H transitorio por parte de las células.

De esto resulta la posibilidad de integrar un ADN extraño circular, que contiene una secuencia de recombinación attP, de forma estable e intencionada en el locus de origen natural attH del genoma humano. A este respecto attH es sólo un ejemplo de una secuencia de recombinación de origen natural en el genoma humano. En el marco del proyecto Genoma Humano se pueden determinar otras secuencias que presentan una homología con attB. Estas se pueden usar asimismo para la integración de un ADN extraño en el genoma humano. En función de la secuencia homóloga con attB presente en el genoma humano, se selecciona una secuencia de recombinación attP correspondiente en el ADN extraño circular. Se prefiere un ADN extraño circular que contiene la secuencia de ácido nucleico de la secuencia attP de origen natural. Se prefiere especialmente un derivado de la secuencia attP de origen natural, que presenta como máximo seis, preferiblemente de una a cinco, especialmente tres sustituciones. Se prefiere especialmente un ADN extraño circular, que comprende la secuencia de ácido nucleico attP* según ID SEC Nº: 5, que presenta una homología de aproximadamente el 95% con attP.

A este respecto la integrasa se puede alimentar a las células bien como polipéptido o mediante un vector de expresión. El gen de la integrasa se puede presentar además como secuencia de ácido nucleico expresable sobre la molécula de ADN, que comprende la secuencia attP modificada o la natural o la secuencia attP*.

El ADN extraño circular, que contiene la secuencia attP natural o su derivado u homólogo, especialmente la secuencia attP* según ID SEC Nº: 5, comprende igualmente el gen o fragmento de gen terapéutico que se introduce en el genoma. Los genes terapéuticos pueden ser, por ejemplo, el gen CFTR, el gen ADA, el gen del receptor de LDL, gen de la \beta-globina, gen del factor VIII o gen del factor IX, gen de alfa-1-antitripsina o el gen de distrofina. El ADN extraño circular puede ser, por ejemplo, un vector viral usado ya en terapias génicas somáticas. El vector puede ser igualmente específico de la célula, de modo que sólo transfecta las células deseadas para la terapia génica, por ejemplo, las células del epitelio del pulmón, las células madre de la médula ósea, los linfocitos T, los linfocitos B, las células hepáticas, las células renales, las células nerviosas, las células del músculo esquelético, las células madre hematopoiéticas o los fibroblastos. Se hace evidente al especialista en la técnica que este listado sólo representa una selección de los genes terapéuticos y células diana y se pueden usar igualmente otros genes y células diana para una terapia génica. Fragmentos de gen comprenden, por ejemplo, deleciones de genes terapéuticos, exones individuales, secuencias de ácido nucleico antisentido o ribozimas. Fragmentos de gen pueden comprender además recortes de un gen, que contienen las repeticiones de trinucleótidos de un gen, por ejemplo, del gen X frágil.

En la aplicación de la integrasa de tipo salvaje debe estar presente IHF para la recombinación. Se prefiere el uso de una integrasa modificada, en la que la recombinación se puede realizar sin IHF. Se prefiere especialmente el uso de Int-h o Int-h/218.

La presente invención se refiere por tanto a la secuencia attP de origen natural o su derivado o su homólogo. La invención se refiere especialmente a la secuencia de ácido nucleico attP* modificada según la ID SEC Nº: 5. La presente invención se refiere además a un vector, que comprende la secuencia attP de origen natural o su derivado, especialmente la secuencia de ácido nucleico attP* según ID SEC Nº: 5, y una secuencia de ácido nucleico adicional, que comprende un gen terapéutico o su fragmento de gen. Se prefiere un vector en el que el gen terapéutico comprende un gen CFTR, ADA, receptor de LDL, alfa o beta globina, alfa 1-antitripsina, factor VIII o factor IX o su fragmento. El vector puede comprender asimismo elementos de ADN regulatorios que controlan la expresión del gen terapéutico o su fragmento de gen.

La presente invención se refiere además al uso del vector como medicamento en la medicina humana o veterinaria. Además la invención se refiere al uso del vector para la preparación de un medicamento para la terapia génica
somática.

Los vectores de acuerdo con la invención se pueden aplicar, por ejemplo, mediante inyecciones intravenosas o intramusculares. Los vectores se pueden tomar asimismo mediante aerosoles. Otras formas de aplicación son conocidas por el especialista en la técnica.

Ejemplos 1. Preparación de los vectores de expresión y sustrato 1.1. Vectores de expresión

Los vectores de expresión eucarióticos para Int de tipo salvaje (pKEXInt), Int-h (pKEXInt-h), Int-h/218 (pKEXInt-h/218) y pEL13 son derivados de pKEX-2-X (Rittner y col. (1991) Methods Mol. Cell. Biol., 2, página 176). El vector contiene el elemento promotor/potenciador del citomegalovirus humano (CMV) y empalme de ARN y secuencias de señal de poliadenilación del antígeno tumoral del virus 40 de simios pequeños (SV40). Los genes Int se clonaron mediante PCR con los siguientes cebadores: (3343) 5'-GCTCTAGACCACCATGGGAAGAAGGCGAAGT
CA-3', que se encuentra en el extremo 5' del gen Int y (3289) 5'-AAGGAAAGCGGCCGCTCATTATTTGATTT
CAATTTTGTCC-3', que se encuentra en el extremo 3'. La amplificación tuvo lugar tras una primera etapa de desnaturalización a 95ºC (4 minutos) con 30 ciclos de desnaturalización (95ºC, 45 segundos), formación de cebador (55ºC, 45 segundos), síntesis de ADN (27ºC, 2 minutos) y una última etapa de síntesis durante 4 minutos a 72ºC. El fragmento de PCR resultante se usó en el vector pKEX-2-XR con XbaI y NotI. Int-h se generó del vector pHN16 como molde (Lange-Gustafson, B. y Nash, H. (1989) J. Biol. Chem., 259, página 12724). Int de tipo salvaje e Int-h/218 se generaron con pTrcInt o pTrcInt-h/218 como moldes (Christ, N. y Dröge, P. (1999) J. Mol. Biol., 288, página 825). pEL13 contiene junto al gen Int-h adicionalmente una copia de attP*.

AttP* se construyó partiendo de attP mediante mutagénesis por PCR. Se usaron para ello los siguientes oligonucleótidos:

	(O3)	5'-GTTCAGCTTTTTGATACTAAGTTG-3',
	(O4)	5'-CAACTTAGTATCAAAAAGCTGAAC-3'
	(PC)	5'-TTGATAGCTCTTCCGCTTTCTGTTACAGGTCACTAATACC-3', y
	(PD)	5'-ACGGTTGCTCTTCCAGCCAGGGAGTGGGACAAAATTGA-3'

La amplificación se realizó según una primera etapa de desnaturalización a 95ºC (4 minutos) con 30 ciclos de desnaturalización (95ºC, 45 segundos), formación de cebador (57ºC, 1 minuto 30 segundos), síntesis de ADN (72ºC, 1 minuto 30 segundos) y una última etapa de síntesis durante 4 minutos a 72ºC. El producto de PCR se incubó con el enzima de restricción SapI y se ligó con el pKEXInt-h recortado con SapI. El plásmido de control pKEX no contiene el gen Int.

1.2 Vectores sustrato

Los vectores sustrato son derivados de pEGFP (Clontech). Los casetes de recombinación se encuentran bajo el control del promotor del CMV, que garantiza una expresión constructiva, fuerte. Se construyó pGFPattB/attP, de modo que el gen GFP (proteína de fluorescencia verde) se recortó en primer lugar de pEGFP mediante AgeI y BamHI. La secuencia attB de tipo salvaje se usó como oligonucleótido de doble hebra en el vector recortado con AgeI mediante los siguientes oligonucleótidos:

	(B1OB)	5'-CCGGTTGAAGCCTGCTTTTTTATACTAACTTGAGCGAACGC-3' y
	(BOB1)	5'-AATTGCGTTCGCTCAAGTTAGTATAAAAAAGCAGGCTTCAA-3'.

La secuencia attP de tipo salvaje se amplificó mediante PCR del vector pAB3 (Dröge, P. y Cozzarelli, N. (1989) Proc. Natl. Acad. Sci., 86, página 6062) con uso de los siguientes cebadores:

	(p7)	5'-TCCCCCCGGGAGGGAGTGGGACAAAATTGA-3' y
	(p6)	5'-GGGGATCCTCTGTTACAGGTCACTAATAC-3'.

La amplificación se realizó tras una primera etapa de desnaturalización a 95ºC (4 minutos) con 30 ciclos de desnaturalización (95ºC, 45 segundos), formación de cebador (54ºC, 30 segundos), síntesis de ADN (72ºC, 30 segundos) y una última etapa de síntesis durante 4 minutos a 72ºC. El fragmento de PCR que contiene attP se recortó con XmaI y BamHI y se ligó con un fragmento de restricción, que contiene el gen GFP. Este fragmento de restricción de GFP se preparó con AgeI y EcoRI a partir de pEGFP. El producto de la ligadura se usó en el vector que contiene attB, recortado con MfeI/BamHI. El vector sustrato resultante contiene el gen GFP en orientación invertida respecto al promotor del CMV. Su funcionalidad se ensayó en recombinación integrativa en E. coli mediante Int de tipo salvaje.

pGFPattL/attR es idéntico a pGFPattB/attP hasta las secuencias de recombinación. Se construyó el vector de modo que se recombinó en primer lugar pGFPattB/attP en E. coli, lo que conduce a la formación de attL y attR. El gen GFP orientado correctamente respecto al promotor del CMV se recortó mediante una reacción de restricción parcial con BsiEI y HindIII. Para usar el gen GFP en orientación invertida respecto al promotor del CMV, se amplificó el gen en primer lugar mediante PCR con uso de los siguientes cebadores:

\newpage

	(p2)	5'-AATCCGCGGTCGGAGCTCGAGATCTGAGTCC-3' y
	(p3)	5'-AATCCCAAGCTTCCACCATGGTGAGCAAGGG-3' (figura 3).

La amplificación se realizó tras una primera etapa de desnaturalización a 95ºC (4 minutos) con 30 ciclos de desnaturalización (95ºC, 45 segundos), formación de cebador (56ºC, 45 segundos), síntesis de ADN (72ºC, 1 minuto) y una última etapa de síntesis durante 4 minutos a 72ºC. El fragmento de la PCR se recortó a continuación con HindIII y BsiEI y se integró en el vector recortado parcialmente. Este contiene attL y attR en orientación invertida. pGFPattL/attR muestra por tanto la misma estructura global que pGFPattB/attP, con excepción de la presencia de attL/attR en lugar de attB/attP.

El homólogo attB humano, attH, se amplificó por el ADN humano purificado, por medio de PCR con uso de los siguientes cebadores:

	(B3)	5'-GCTCTAGATTAGCAGAAATTCTTTTTG-3' y
	(B2)	5'-AACTGCAGTAAAAAGCATGCTCATCACCCC-3'.

La amplificación se realizó tras una primera etapa de desnaturalización a 95ºC (5 minutos) con 30 ciclos de desnaturalización (95ºC, 45 segundos), formación de cebador (42ºC, 1,45 minutos), síntesis de ADN (72ºC, 1,45 minutos) y una última etapa de síntesis durante 10 minutos a 72ºC. Las secuencias de cebador para la generación de attH se tomaron de un EST (número de acceso: N31218; base de datos de EMBL). Se confirmó la secuencia incompleta de attH, tal como está presente en la base de datos, y se complementó mediante secuenciación de ADN del producto de PCR aislado (192 bp). Se recortó el fragmento a continuación con XbaI y PstI y se usó en el vector tratado correspondiente pACYC187 (New England Biolabs). attP* se preparó mediante mutagénesis dirigida por PCR como se describió (Christ, N. y Dröge, P. (1999) J. Mol. Biol., 288, página 825) y se usó en el vector que contiene attH en orientación invertida respecto a attH. Esta construcción dio lugar al vector de prueba pACH.

Se aislaron los ADN plasmídicos de la cepa de E. coli DH5\alpha (Hanahan, D. (1983) J. Mol. Biol., 166, página 557) mediante cromatografía de afinidad (Qiagen, Alemania). Se controlaron los vectores de expresión y sustrato así como todas las construcciones generadas por PCR mediante el sistema de secuenciación de ADN 373A basada en fluorescencia (Applied Biosystems). Las reacciones de PCR se llevaron a cabo con el "Master Mix Kit" (Qiagen, Alema-
nia) y se analizaron los productos por electroforesis en gel de agarosa (0,8% en relación p/v) en tampón de TBE.

2. Cultivo celular y construcción de las líneas celulares reporteras

Los análisis de expresión y recombinación transitorios se llevaron a cabo con una línea celular del linfoma de Burkitt (BL60; (Wolf, J. y col., (1990) Cancer Res., 50, página 3095)). Las células BL60 se cultivaron en medio RPMI1640 (Life Technologies, Inc.), que se enriqueció con suero bovino fetal al 10%, y contenía L-glutamina 2 mM, estreptomicina (0,1 mg/ml) y penicilina (100 unidades/ml).

Las líneas celulares reporteras BL60, que habían integrado bien pGFPattB/attP o pGFPattL/attR de forma estable en el genoma, se construyeron como sigue: aproximadamente 20 \mug de cada vector se linearizaron con ApaLI, se purificaron mediante extracciones con fenol/cloroformo, se precipitaron con etanol y se incorporaron en aproximadamente 2 x 10^{7} células mediante eletroporación a 260 v y 960 mF con uso de un "pulsador de gen Bio-rad". Se seleccionaron líneas celulares estables con G418/genticina (300 \mug/ml) y a continuación se caracterizaron mediante PCR, secuenciación de ADN y análisis Southern.

3. Análisis de recombinación in vivo

Para llevar a cabo la recombinación intramolecular in vivo, se transfectaron aproximadamente 2 x 10^{7} células de la línea celular reportera BL60 respectiva con 40 \mug de cada vector de expresión circular mediante electroporación, como se describe en el ejemplo 2. Después de 72 horas se renovaron las células mediante centrifugación y se aislaron los ADN genómicos de la mitad de las células según indicaciones del fabricante (Qiaamp Blood Kit; Qiagen, Alemania) mediante cromatografía de afinidad. De la segunda mitad de las células se aisló bien ARN (Rneasy Kit, Qiagen, Alemania) o se preparó un lisado celular para el análisis Western (véase el ejemplo 4).

Los análisis de recombinación con pACH se describieron ya previamente (Christ, N. y Dröge, P. (1999) J. Mol. Biol., 288, página 825) y se llevaron a cabo en E. coli. Para ello se usaron las recombinasas Int, Int-h e Int-h/218. La recombinación esperada de pACH conduce a la inversión y se comprobó mediante análisis de restricción con HindIII y AvaI.

Se llevó a cabo como sigue la recombinación intermolecular para la integración de pEL13 en la attH localizado en el genoma de células BL60: se transfectaron 2 x 10^{7} células con 20 \mug de pEL13 circular mediante electroporación, como se describió anteriormente. Después de 48 horas se cultivaron las células en placas a una concentración de 1 x 10^{6} células/ml de medio de selección (200 \mug/ml de higromicina B) y se incubaron durante 6 a 8 semanas. De una parte de la población de células que sobreviven se preparó en este momento ADN genómico según indicaciones del fabricante (Qiaamp Blood Kit; Qiagen, Alemania).

Para comprobar la recombinación integrativa y por escisión, intramolecular se amplificaron 0,4 \mug de ADN genómico mediante PCR. Para ello se usaron de 20 a 50 pmol de los siguientes cebadores:

	(p1)	4'-GGCAAACCGGTTGAAGCCTGCTTTT-3';
	(p2)	5'-AATCCGCGGTCGGAGCTCGAGATCTGAGTCC-3';
	(p3)	5'-AATCCCAAGCTTCCACCATGGTGAGCAAGGG-3';
	(p4)	5'-AACCTCTACAAATGTGGTATGG-3';
	(p5)	5'-TACCATGGTGATGCGGTTTTG-3';
	(p6)	5'-GGGGATCCTCTGTTACAGGTCACTAATAC-3';
	(p7)	5'-TCCCCCCGGGAGGGAGTGGGACAAAATTGA-3';

La amplificación se realizó tras una primera desnaturalización a 95ºC (5 minutos) con 30 ciclos de desnaturalización (95ºC, 45 segundos), formación de cebador (57ºC, 45 segundos), síntesis de ADN (72ºC, 1,5 minutos) y una última etapa de síntesis durante 4 minutos a 72ºC.

La recombinación integrativa, intermolecular de pEL13 se detectó como sigue. Aproximadamente 400 ng de ADN genómico de poblaciones celulares supervivientes se incubaron con los siguientes oligonucleótidos como cebadores para PCR:

	(attx1)	5'-AGTAGGAATTCAGTTGATTCATAGTGACTGC-3'
	(B2)	5'-AACTGCAGTAAAAAGCATGCTCATCACCCC-3'

La amplificación tuvo lugar tras una primera desnaturalización a 95ºC (4 minutos) con 30 ciclos de desnaturalización (95ºC, 45 segundos), formación de cebador (52ºC, 45 segundos), síntesis de ADN (72ºC, 45 segundos) y una última etapa de síntesis durante 4 minutos a 72ºC.

La PCR de transcriptasa inversa (RT-PCR) se llevó a cabo con 4 \mug de ARN aislado. Se sintetizaron en primer lugar los ADN según indicaciones del fabricante con uso de cebadores oligo-dT (First Strand Synthesis Kit; Pharmacia). Una cuarta parte de estos ADN se usó como molde para la PCR subsiguiente, con uso de los cebadores p3 y p4. Las condiciones de la PCR fueron como se describen para p1-p7. Para ensayar la deleción, en lugar de inversión, se amplificó ADN genómico aislado con los cebadores p5 y p6. Se analizaron beta-actin-transcriptasas partiendo de los ADN con uso de los cebadores

	(AS)	5'-TAAAACGCAGCTCAGTAACAGTCCG-3' y
	(S)	5'-TGGAATCCTGTGGCATCCATGAAAC-3'

Las condiciones de PCR fueron como se describen para p1-p7.

Se llevaron a cabo análisis Southern esencialmente según el protocolo de Sambrook, J. (1989) Molecular Cloning (segunda edición) Cold Spring Harbor Laboratory Press. Se fragmentó aproximadamente 10 \mug de ADN genómico con NcoI, se separó mediante electroforesis en gel de agarosa (0,8% en relación p/v) en tampón TBE y se transfirió durante la noche a una membrana de Nylon. La sonda GFP para la detección de la recombinación se preparó mediante PCR con uso de los cebadores p2 y p3. El marcado radioactivo se llevó a cabo según las indicaciones del fabricante (Megaprime; Amersham) con uso de dATP y dCTP marcados con ^{32}P (Amersham).

4. Análisis Western

Se prepararon lisados celulares de células transfectadas transitoriamente mediante cocción (5 minutos) de las células en tampón de ensayo (New England Biolabs). Las proteínas se separaron en un gel de poliacrilamida SDS al 12,5% según peso molecular y se transfirieron durante la noche a una membrana de nitrocelulosa (Immobilon P, Millipore). La membrana se trató con solución de bloqueo al 1% (BM Chemiluminescence Western Blotting Kit; Boehringer Mannheim, Alemania) y se incubó con anticuerpo de ratón policlonal contra Int de tipo salvaje a una dilución de 1:50000 (anticuerpos de A. Landy, Estados Unidos). Se usaron los anticuerpos secundarios acoplados con peroxidasa para hacer visible la posición de la integrasa en el gel (BM Chemiluminescence Western Blotting Kit; Boehringer Mannheim, Alemania). Se usaron extractos celulares de E. coli, que contenían Int de tipo salvaje, como control.

5. Resultados 5.1. Síntesis de Int-h en células BL60

Para ensayar si la recombinación de Int-h se puede catalizar en células humanas fue necesario demostrar en primer lugar que se puede sintetizar la recombinasa de las células. Para tal fin se usó el vector de expresión eucariótico, pKEXInt-h, que contiene el gen Int-h bajo el control del promotor del CMV. Después de la incorporación de pKEXInt-h en dos líneas celulares reporteras BL60 distintas, B2 y B3, se podrían detectar completa y correctamente transcriptasas modificadas, específicamente para el gen Int-h, mediante análisis por RT-PCR. Se estudiaron lisados celulares 72 horas después de la electroporación con pKEXInt-h mediante un análisis Western. La detección de la recombinasa se realizó mediante anticuerpos policlonales del ratón, que están dirigidos contra Int de tipo salvaje. Como control se incorporó pKEX en las células.

Los resultados mostraron que estaba presente una proteína con el peso molecular esperado en las células, que se trataron con pKEXInt-h en la electroporación. Esta proteína no era detectable cuando se usó el vector de control pKEX.

5.2. Recombinación intramolecular, integrativa catalizada por Int-h, en células humanas

El análisis Western mostró que partiendo del vector pKEXInt-h, se sintetiza la proteína Int-h a partir de las dos líneas celulares reporteras. Estas células contienen un vector sustrato, pGFPattB/attP, como ADN extraño integrado de forma estable en su genoma. Las dos secuencias de recombinación para recombinación integrativa, attB y attP, se encuentran en orientación invertida una respecto a otra y flanquean el gen para GFP. El gen GFP se encuentra propiamente en orientación invertida respecto al promotor del CMV, que está en dirección opuesta a attB. La recombinación entre attB y attP mediante Int-h condujo a la inversión del gen GFP y por tanto a su expresión. Se construyeron en total tres líneas celulares reporteras (B1-B3). El análisis Southern de su ADN genómico mostró que B1 y B3 han integrado varias copias de pGFPattB/attP como repeticiones directas en el genoma. La línea celular B2 contiene por el contrario sólo una copia. Las secuencias integradas se verificaron mediante PCR y a continuación secuenciación.

Para ensayar la recombinación entre attB y attP, se incorporaron pKEXInt-h y pKEX por separado en estas líneas celulares. 72 horas tras la electroporación se renovaron las células, se aisló el ARN de una parte de las células y se estudió en cuanto a la expresión de GFP por medio de RT-PCR con uso del par cebador p3/p4. Estos cebadores amplifican un fragmento de ADN de 0,99 kp de longitud sólo cuando el gen GFP se invirtió a consecuencia de la recombinación. Los resultados mostraron que el producto se detectaba en cada una de las tres líneas celulares. Si pKEX se incorporaba en las células no se podía detectar producto alguno. Los análisis de secuencia de ADN de los productos de PCR aislados confirman que la región de codificación del gen GFP se transcribió y que se detectaba attR en el transcripto, en lugar de attP. Como control para el contenido en ARN en todas las seis preparaciones celulares así como para la síntesis exitosa de la primera hebra de ADN mediante la transcriptasa inversa, se analizó el trascripto de \beta-actina endógeno mediante PCR. Los resultados mostraron que el transcripto se presentaba en aproximadamente las mismas cantidades.

La recombinación se detectó también mediante PCR directa de ADN genómico. Los resultados mostraron que los productos esperados sólo se detectaban mediante los pares cebadores p3/p4 (0,99 kb) y p1/p2 (0,92 kb), cuando pKEXInt-h se incorporaba en las células. Los análisis de estos productos mediante secuenciación de ADN confirmaron que attR y attL estaban presentes en el genoma y que el gen GFP se invirtió con la recombinación. Estos experimentos se repitieron un total de tres veces, en donde se detectó la recombinación entre attB y attP mediante RT-PCR y/o PCR en cada una de las tres líneas celulares. Una detección de la deleción del gen GFP mediante PCR con par cebador p5/p6 resultó negativa. Sólo se pudo amplificar el fragmento de 1,3 kb esperado, que resultó del vector integrado.

En un experimento adicional se obtuvo la señal más fuerte, que mostró la inversión entre attB y attP en la PCR, repetida con la línea celular B3. Se fragmentó el ADN genómico mediante NcoI y se estudió con un análisis Southern. Para ello se usó el gen GFP como sonda. Los resultados mostraron que mediante la inversión se detectaba el fragmento de restricción esperado entre attB y attP de ADN genómico en la línea celular B3.

Para ensayar si el Int de tipo salvaje y el mutante Int-h/218 podrían asimismo catalizar la recombinación integrativa, intramolecular se incorporaron en un experimento adicional los vectores pKEXInt-h, pKEXInt-h/218, pKEXInt y como control pKEX mediante electroporación, como se describe en el ejemplo 2, en la línea celular reportera B3. Después de 72 horas se aisló el ADN genómico y se ensayó mediante PCR con los pares cebadores p5/p7 y p3/p4, como se describe en el ejemplo 3, en cuanto a recombinación. Los resultados mostraron que ambos mutantes Int podrían catalizar la recombinación entre attB y attP, sin embargo la Int de tipo salvaje estaba inactiva.

5.3. No se detectaba la recombinación por escisión entre attL y attR

Debido a que Int-h también podría catalizar la recombinación por escisión entre attL y attR en ausencia de los cofactores IHF y Xis, se construyeron tres líneas celulares reporteras BL60, que han integrado el vector pGFPatt/attR de forma estable en el genoma. Estas líneas celulares contienen el gen GFP de nuevo en orientación invertida respecto al promotor del CMV, flanqueado no obstante por attL y attR en lugar de attB y attP. Los análisis de recombinación llevados a cabo, como se describe en el ejemplo 3, con pKEXInt-h como vector de expresión para la recombinasa, mostraron sin embargo que debido a la inversión aún se detectaba deleción entre attL y attR con RT-PCR o PCR.

5.4. Identificación y caracterización de una secuencia de nucleótidos similar a attB de origen natural en el genoma humano

Como se mostró en el ejemplo 3, ambos mutantes de recombinasa Int catalizan la recombinación integrativa, intramolecular en células humanas. Una de las dos secuencias de recombinación que toman parte en esta reacción, attB, es de 21 pares de bases (bp) de longitud y constituyente natural del genoma de E. coli. Se podría mostrar que Int-h tolera algunas desviaciones en la secuencia de la denominada región de reconocimiento "núcleo" de attB para una recombinación con attP (Nash (1981) Annu. Rev. Genet., 15, página 143). A partir de consideraciones estadísticas es por tanto posible la presencia de una secuencia funcional, homóloga a attB en el genoma humano. En una búsqueda en base de datos podríamos identificar una secuencia aún incompleta como parte de una "etiqueta de secuencia expresada" (EST). Esta secuencia se aisló y clonó a continuación mediante PCR a partir de ADN humano. El análisis de secuencia de ADN completó la secuencia y un análisis Southern adicional de ADN genómico de células BL60 mostró que esta parte de la secuencia es de un gen humano aún desconocido que se origina en una copia en el genoma.

Esta secuencia, que se designa en lo sucesivo como attH, se desvía de la secuencia attB de tipo salvaje en tres posiciones. Dos de los nucleótidos se encuentran en la parte izquierda (B) región de reconocimiento Int "núcleo" y una es parte de la denominada región de "solapamiento". Debido a que la identidad de la región de "solapamiento" entre dos secuencias de recombinación es una condición para una recombinación eficiente con Int-h, se cambió el nucleótido correspondiente en la posición 0 en el "solapamiento" de attP de timidina en guanina, lo que condujo a attP*. attH y attP* se usaron como secuencias invertidas en un vector (pACH) y se ensayaron en cuanto a recombinación en E. coli. Los resultados mostraron que Int-h e Int-h/218 catalizan la inversión entre attH y attP* en presencia de IHF. Los análisis de secuencia de ADN de los productos de recombinación aislados confirmaron que la recombinación entre attH y attP* transcurría según el mecanismo esperado. La Int de tipo salvaje al contrario que attH/attP* también se recombina sólo de forma muy ineficiente en presencia de IHF. attH es por tanto una secuencia de integración potencial para la integración catalizada por Int-h de ADN extraño, que contiene una copia de attP*.

5.5. Recombinación integrativa, intermolecular entre attH y attP* en células humanas

Para ensayar si attH como constituyente natural del genoma humano puede recombinarse con attP* en una reacción intermolecular, se construyó pEL13. Este vector contenía, junto al gen Int-h con el control del promotor de CMV, una copia de attP* y, como marcador de selección, el gen de resistencia a higromicina. Int-h se podría sintetizar tras incorporación de pEL13 en células BL60 y catalizar la recombinación intermolecular entre attP* como constituyente de pEL13 y attH genómico.

pEL13 se incorporó en células BL60 mediante electroporación, como se describe en el ejemplo 2, y estas se llevaron y diluyeron después de 72 horas a presión selectiva. Se estudiaron las poblaciones celulares que sobreviven después de 6 a 8 semanas mediante PCR con el par cebador attx1/B2 en cuanto a sucesión de recombinación. Los resultados mostraron que en 13 de las 31 poblaciones celulares que sobreviven se detectaba una integración en attH. Los análisis de secuencia de ADN de los productos de PCR aislados de los distintos preparados confirmaron su identidad como productos de la recombinación.

<110> Dr. Dröge, Peter

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<120> Recombinación de ADN específica de secuencia en células eucariotas

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<130> DRO-001 PCT

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<140> xx

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<141> 2000-08-29

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<150> DE 199 41 186.7

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<151> 1999-08-30

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<160> 5

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<170> PatentIn ver. 2.1

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<210> 1

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<211> 21

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<212> ADN

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<213> Escherichia coli

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<400> 1

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\hskip-.1em\dddseqskip

ctgctttttt atactaactt g

\hfill

21

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<210> 2

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<211> 243

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<212> ADN

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<213> Bacteriófago lambda

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<400> 2

1

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<210> 3

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<211> 102

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<212> ADN

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<213> Escherichia coli

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<400> 3

2

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<210> 4

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<211> 162

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<212> ADN

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<213> Escherichia coli

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<400> 4

3

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<210> 5

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<211> 243

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<212> ADN

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<213> Secuencia sintética

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<220>

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<223> Descripción de la secuencia sintética: oligonucleótido

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<400> 5

4

Claims (28)

1. Procedimiento para la recombinación específica de secuencia de ADN en una célula eucariótica in vitro, que comprende

a) la introducción en una célula de una primera secuencia de ADN, que comprende:

una secuencia attB según la ID SEC Nº: 1 o su derivado, o

una secuencia attP según la ID SEC Nº: 2 o su derivado, o

una secuencia attL según la ID SEC Nº: 3 o su derivado, o

una secuencia attR según la ID SEC Nº: 4 o su derivado,

b) la introducción en la célula de una segunda secuencia de ADN, que comprende:

una secuencia attP según la ID SEC Nº: 2 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attB según ID SEC Nº: 1 o su derivado; o

una secuencia attB según la ID SEC Nº: 1 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attP según ID SEC Nº: 2 o su derivado; o

una secuencia attL según la ID SEC Nº: 3 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attR según ID SEC Nº: 4 o su derivado; o

una secuencia attR según la ID SEC Nº: 4 o su derivado, en caso de que la primera secuencia de ADN comprenda una secuencia attL según ID SEC Nº: 3 o su derivado;

c) la realización de la recombinación específica de secuencia mediante acción de una integrasa Int del bacteriófago Lambda,

en donde la expresión "derivado" designa secuencias attB, attP, attL y attR, que presentan frente a las secuencias de recombinación de origen natural modificaciones en forma de una o varias, pero como máximo seis, sustituciones.

2. Procedimiento para la recombinación específica de secuencia de ADN en una célula eucariótica in vitro, que contiene en su genoma la primera secuencia de ADN, que está presente de forma natural en la célula o se incorpora previamente con ayuda de recombinación de ADN, que comprende las etapas b) y c), como se definieron en la reivindicación 1.

3. Procedimiento según la reivindicación 1 ó 2, en donde la primera secuencia de ADN comprende una secuencia attB según ID SEC Nº: 1 o su derivado, y la segunda secuencia de ADN comprende una secuencia attP según la ID SEC Nº: 2 o su derivado.

4. Procedimiento según la reivindicación 1 ó 2, en donde la primera secuencia de ADN comprende una secuencia attL según ID SEC Nº: 3 o su derivado, y la segunda secuencia de ADN comprende una secuencia attR según ID SEC Nº: 4 o su derivado, en donde está presente en la etapa c) adicionalmente un factor Xis.

5. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 4, en donde adicionalmente se introduce/n una tercera o una tercera y cuarta secuencia de ADN, que comprenden un gen de Int o un gen de Int y un gen de factor Xis, en las células.

6. Procedimiento según la reivindicación 5, en donde la tercera o la tercera y/o cuarta secuencia de ADN comprende/n además una secuencia de ADN reguladora, que provoca/n una expresión espacial y/o temporal del gen de Int y/o del gen de factor Xis.

7. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 6, en donde Int es una integrasa modificada.

8. Procedimiento según la reivindicación 7, en donde la Int modificada es Int-h o Int-h/218.

9. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 8, en donde en la etapa c) toma parte adicionalmente un "factor de integración de huésped" (IHF).

10. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 9, en donde la primera y/o segunda secuencia de ADN comprende/n además secuencias de ADN que provoca/n una integración de la primera y/o segunda secuencia de ADN en el genoma de células eucariotas mediante recombinación homóloga.

11. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 10, en donde la primera y/o segunda secuencia de ADN comprende/n además una secuencia de ácido nucleico, que codifica un polipéptido de interés.

12. Procedimiento según la reivindicación 11, en donde el polipéptido de interés es una proteína estructural, un enzima endógeno o exógeno, una proteína reguladora o una proteína marcadora.

13. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 y 3 a 12, en donde la primera y segunda secuencia de ADN se introduce en la misma molécula de ADN en la célula eucariótica.

14. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 13, en donde la célula eucariótica es una célula de mamífero.

15. Procedimiento según la reivindicación 14, en donde la célula de mamífero es una célula humana, una célula de mono, ratón, rata, conejo, hámster, cabra, vaca, oveja o cerdo.

16. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 3 y 5 a 15, que comprende además

d) la realización de una segunda recombinación específica de secuencia de ADN después de una primera recombinación específica de secuencia según las etapas a) a c), en donde la primera secuencia de ADN comprende attB según ID SEC Nº: 1 o su derivado y la segunda secuencia de ADN attP según ID SEC Nº: 2 o su derivado o al revés, mediante acción de una Int y de un factor Xis.

17. Procedimiento según la reivindicación 16, en donde en las células se introduce además una secuencia de ADN adicional que comprende un gen del factor Xis.

18. Procedimiento según la reivindicación 17, en donde la secuencia de ADN adicional comprende además una secuencia de ADN reguladora que provoca una expresión espacial y/o temporal del gen del factor Xis.

19. Uso de una secuencia attB según ID SEC Nº: 1 o su derivado y una secuencia attP según ID SEC Nº: 2 o su derivado, o una secuencia attL según ID SEC Nº: 3 o su derivado y una secuencia attR según ID SEC Nº: 4 o su derivado, en una recombinación específica de secuencia de ADN en células eucariotas in vitro, en donde la expresión "derivado" designa secuencias de attB, attP, attL y attR que presentan frente a la secuencias de recombinación de origen natural modificaciones en forma de una o varias, pero como máximo seis, sustituciones.

20. Ácido nucleico attP modificado según ID SEC Nº: 5 o su derivado, en donde la expresión "derivado" designa secuencias de attB, attP, attL y attR que presentan frente a la ID SEC Nº: 5 modificaciones en forma de una o varias, pero como máximo seis, sustituciones, con la condición de que el derivado no corresponda a la secuencia attP de tipo natural.

21. Vector que comprende la secuencia de ácido nucleico según la reivindicación 20 y una secuencia de ácido nucleico más, que codifica un gen terapéutico o su fragmento de ADN.

22. Vector según la reivindicación 21, en donde el gen terapéutico es el gen CFTR, gen ADA, gen del receptor de LDL, gen de la \beta-globina, gen del factor VIII o gen del factor IX, gen de alfa-1-antitripsina o el gen de la distrofina o un fragmento de gen de uno de estos genes.

23. Vector según la reivindicación 21 ó 22, en donde la otra secuencia de ácido nucleico comprende además elementos de expresión y/o transcripción.

24. Vector según una de las reivindicaciones 21 a 23 para el uso como medicamento en la medicina humana o veterinaria.

25. Uso del vector según una de las reivindicaciones 21 a 23 para la preparación de un medicamento para la terapia génica somática.

26. Célula eucariótica, que contiene secuencias de attB, attP, attL y attR, o derivados de las mismas, que se puede obtener sometiendo a la célula eucariótica citada en la reivindicación 1 y 2 al procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 18.

27. Organismo transgénico, no humano, que contiene al menos una célula según la reivindicación 26.

28. Organismo según la reivindicación 27, en donde este organismo es un ratón, una rata, un conejo o un hámster.