EP1537223A2 - Verfahren zur fermentativen herstellung schwefelhaltiger feinchemikalien (metf) - Google Patents

Verfahren zur fermentativen herstellung schwefelhaltiger feinchemikalien (metf)

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Publication number
EP1537223A2
EP1537223A2 EP03794943A EP03794943A EP1537223A2 EP 1537223 A2 EP1537223 A2 EP 1537223A2 EP 03794943 A EP03794943 A EP 03794943A EP 03794943 A EP03794943 A EP 03794943A EP 1537223 A2 EP1537223 A2 EP 1537223A2
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
coding
gene
metf
sequence
dna
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Withdrawn
Application number
EP03794943A
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Burkhard Kröger
Oskar Zelder
Corinna Klopprogge
Hartwig Schröder
Stefan HÄFNER
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
BASF SE
Original Assignee
BASF SE
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by BASF SE filed Critical BASF SE
Publication of EP1537223A2 publication Critical patent/EP1537223A2/de
Withdrawn legal-status Critical Current

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Classifications

    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P13/00—Preparation of nitrogen-containing organic compounds
    • C12P13/04—Alpha- or beta- amino acids
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P11/00—Preparation of sulfur-containing organic compounds
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P13/00—Preparation of nitrogen-containing organic compounds
    • C12P13/04—Alpha- or beta- amino acids
    • C12P13/12—Methionine; Cysteine; Cystine

Definitions

  • the invention relates to a process for the fermentative production of sulfur-containing fine chemicals, in particular L-methionine, using bacteria in which a nucleotide sequence coding for a methylene tetrahydrofolate reductase (metF) gene is expressed.
  • metalF methylene tetrahydrofolate reductase
  • Sulfur-containing fine chemicals such as methionine, homocysteine, S-adenosylmethionine, glutathione, cysteine, biotin, thiamine, lipoic acid are produced in cells via natural metabolic processes and are used in many branches of industry, including the food, feed, cosmetics and pharmaceutical industry.
  • These substances, collectively referred to as "sulfur-containing fine chemicals" include organic acids, both proteinogenic and non-proteinogenic amino acids, vitamins and cofactors. They are most conveniently produced on a large scale by growing bacteria that have been developed to produce and secrete large quantities of the desired substance. Organisms that are particularly suitable for this purpose are coryne-shaped bacteria, gram-positive non-pathogenic bacteria.
  • methionine analogues ⁇ -methyl-methionine, ethionine, norleucine, N-acetylnorleucine, S-trifluoromethyl homocysteine, 2-amino-5-heprenoic acid, selenomethionine, methionine sulfoximine, Methoxin, 1-aminocyclopentane carboxylic acid or auxotroph for regulatory metabolites and are sulfur-containing fine chemicals, such as. B. L-methionine.
  • the object of the invention was to provide a new process for the improved fermentative production of sulfur-containing fine chemicals, in particular L-methionine.
  • the above object is achieved by providing a method for the fermentative production of a sulfur-containing fine chemical, comprising the expression in a coryneform bacterium of a heterologous nucleotide sequence which codes for a protein with metF activity.
  • a first object of the invention is a process for the fermentative production of at least one sulfur-containing fine chemical, which comprises the following steps: a) fermentation of a coryneform bacterial culture producing the desired sulfur-containing fine chemical, wherein at least one heterologous nucleotide sequence is expressed in the coryneform bacteria which is for a protein encoded with methylene tetrahydrofolate reductase (metF) activity; b) accumulation of the sulfur-containing fine chemical in the medium or in the cells of the bacteria, and c) isolation of the sulfur-containing fine chemical, which preferably comprises L-methionine.
  • metalF methylene tetrahydrofolate reductase
  • the above heterologous metF-coding nucleotide sequence to the metF-coding sequence from Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 preferably has a sequence homology of less than 100%, e.g. more than 70%, such as 75, 80, 85, 90 or 95%, or less than 70%, e.g. up to 60, 50, 40, 30, 20 or 10%.
  • the metF coding sequence is preferably derived from one of the following organisms from List I:
  • the metF-coding sequence used according to the invention preferably comprises a coding sequence according to SEQ ID NO: 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 17, 19, 21, 23, 25, 27, 29, 31 , 33, 35, 37, 39, 41, 43, 45, 47, 49, 51 and 53 or a nucleotide sequence homologous thereto which encodes a protein with metF activity.
  • the metF-coding sequence used according to the invention also preferably codes for a protein with metF activity, the protein being an amino acid sequence according to SEQ ID NO: 1
  • the coding metF sequence is preferably a DNA or an RNA that is replicable in coryneform bacteria or stably integrated into the chromosome.
  • the method according to the invention is carried out by
  • a) uses a bacterial strain transformed with a plasmid vector which carries at least one copy of the coding metF sequence under the control of regulatory sequences, or b) uses a strain in which the coding metF sequence has been integrated into the chromosome of the bacterium.
  • coryneform bacteria are therefore fermented, in which at least one of the genes selected at the same time is selected
  • the lysC gene coding for an aspartate kinase b) the gene asd coding for an aspartate semialdehyde dehydrogenase c) the gene gap coding for glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, d) the gene pgk coding for 3-phosphoglycerate kinase , e) the pyc gene coding for the pyruvate carboxylase, f) the gene tpi coding for the triose phosphate isomerase, g) the gene metA coding for the homoserine O-acetyltransferase, h) the metB gene coding for the cystathionin gamma synthase, i) the metC gene coding for the cystathionin gamma lyase, j) the glyA gene coding for the serine hydroxymethyltransferase, k) the one for
  • coryneform bacteria are fermented in which at least one of the genes selected from genes of the above-mentioned groups a) to p) is mutated at the same time, so that the corresponding proteins are less compared to non-mutated proteins Measures or not influenced by metabolic metabolites in their activity and that in particular the production of the fine chemical is not impaired.
  • coryne-shaped bacteria are fermented, in which at least one of the genes selected from q) the gene coding for the homoserine kinase thrB, r) the gene coding for the threonine dehydratase ilvA, s) the at the same time for the threonine synthase coding gene thrC t) the gene coding for the meso-diaminopimelate D-dehydrogenase ddh u) the gene coding for the phosphoenolpyruvate carboxykinase pck, v) the gene coding for the glucose-6-phosphate-6-isomerase pgi , w) the poxB gene coding for the pyruvate oxidase, x) the gene dapA coding for the dihydrodipicolinate synthase, y) the gene dapB coding for the dihydrodip
  • coryne-shaped bacteria are fermented in which at least one of the genes of the above groups q) to z) is mutated at the same time, so that the enzymatic activity of the corresponding protein is partially or completely reduced.
  • Microorganisms of the type Corynebacterium glutamicum are preferably used in the process according to the invention.
  • the invention further relates to a method for producing an L-methionine-containing animal feed additive from fermentation broths, which comprises the following steps: a) cultivation and fermentation of an L-methionine-producing microorganism in a fermentation medium; b) removal of water from the fermentation broth containing L-methionine; c) removal of the biomass formed during the fermentation in an amount of 0 to 100% by weight; and d) drying the fermentation broth obtained according to b) and / or c) in order to obtain the animal feed additive in the desired powder or granule form.
  • the invention likewise relates to the coding metF sequences isolated for the first time from the above microorganisms, the metF enzymes coded therefrom and the functional homologues of these polynucleotides or proteins.
  • Proteins with the activity of methylene tetrahydrofolate reductase are those proteins which are capable of 5,10-methylenetetrahydrofolate (CH 2 -H (4) folate) with oxidation of the cofactor NADH or NADPH to 5-methyltetrahydrofolate (CH 3 -H (4) folate).
  • metF protein Further details of the metF protein are known to the person skilled in the art: (Matthews RG. Sheppard C. Goulding C. European Journal of Pediatrics. 157 Suppl 2: S54-9, 1998, Trimmer EE. Ballou DP. Matthews RG. Biochemistry. 40 (21) : 6205-15, 2001).
  • the person skilled in the art can demonstrate the enzymatic activity of metF by means of enzyme tests, rules for this can be: Matthews, R.G., Methylenetetrahydrofolate reductasefrom pig liver. Methods in Enzymology. 122: 372-81, 1986.
  • sulfur-containing fine chemical encompasses any chemical compound which contains at least one sulfur atom covalently bonded and is accessible by a fermentation process according to the invention.
  • Non-limiting examples thereof are methionine, homocysteine, S-adenosylmethionine, in particular methionine, and S -Adenosyl-methionine.
  • the terms “L-methionine”, “methionine”, homocysteine and S-adenosylmethionine also include the corresponding salts, such as, for example, B. methionine hydrochloride or methionine sulfate.
  • Polynucleotides generally refers to polyribonucleotides (RNA) and polydeoxyribonucleotides (DNA), which can be unmodified RNA or DNA or modified RNA or DNA.
  • polypeptides are understood to mean peptides or proteins which contain two or more amino acids linked via peptide bonds.
  • metabolic metabolite denotes chemical compounds which occur in the metabolism of organisms as intermediates or end products and which, in addition to their property as chemical building blocks, can also have a modulating effect on enzymes and their catalytic activity. It is known from the literature that such Metabolism metabolites can have an inhibitory as well as a stimulating effect on the activity of enzymes (Biochemistry, Stryer, Lubert, 1995 WH Freeman & Company, New York, New York.) The literature also describes that it can be done by measures such as Mutation of genomic DNA by UV radiation, ionizing radiation or mutagenic substances and subsequent selection for certain phenotypes in organisms to produce those enzymes in which the influence of metabolic metabolites has been changed (Sahm H.
  • Enzymes can be influenced in their activity in such a way that the reaction rate is reduced or the affinity for the substrate changes or the reaction rates change.
  • the terms “express” or “amplification” or “overexpression” describe the production or increase in the intracellular activity of one or more enzymes in a microorganism that are encoded by the corresponding DNA introduce an organism, replace an existing gene with another gene, increase the number of copies of the gene or genes, Use tor or use a gene that codes for a corresponding enzyme with a high activity and you can combine these measures if necessary.
  • “Functional equivalents” or analogs of the specifically disclosed polypeptides are, within the scope of the present invention, different polypeptides which furthermore have the desired biological activity, such as substrate specificity.
  • “functional equivalents” are understood to mean, in particular, mutants which, in at least one of the sequence positions mentioned above, have a different amino acid than the one specifically mentioned but nevertheless have one of the above-mentioned biological activities.
  • “Functional equivalents” thus include the mutants obtainable by one or more amino acid additions, substitutions, deletions and / or inversions, the changes mentioned being able to occur in any sequence position as long as they lead to a mutant with the property profile according to the invention.
  • Functional equivalence is particularly given when the reactivity patterns between mutant and unchanged polypeptide match qualitatively, i.e. For example, the same substrates can be implemented at different speeds.
  • “Functional equivalents” naturally also include polypeptides that are accessible from other organisms, as well as naturally occurring variants. For example, regions of homologous sequence regions can be determined by sequence comparison and, based on the specific requirements of the invention, equivalent enzymes can be determined.
  • “Functional equivalents” also include fragments, preferably individual domains or sequence motifs, of the polypeptides according to the invention which, for example, have the desired biological function.
  • Fusion equivalents are also fusion proteins which contain one of the abovementioned polypeptide sequences or functional equivalents derived therefrom and at least one further, functionally different, heterologous sequence in functional N- or C-terminal linkage (ie without mutual substantial functional impairment of the fusion protein parts
  • heterologous sequences are, for example, sig- nalpeptides, enzymes, immunoglobulins, surface antigens, receptors or receptor ligands.
  • “Functional equivalents” encompassed according to the invention are homologs to the specifically hard proteins. These have at least 30%, or about 40%, 50%, preferably at least about 60%, 65%, 70%, or 75%, in particular at least 85 %, such as 90%, 95% or 99%, homology to one of the specifically disclosed sequences, calculated according to the algorithm of Pearson and Lipman, Proc. Natl. Acad, Sei. (USA) 85 (8), 1988, 2444- 2448th
  • homologs of the proteins or polypeptides of the invention can be generated by mutagenesis, e.g. by point mutation or shortening of the protein.
  • the term "homolog” as used here refers to a variant form of the protein which acts as an agonist or antagonist of protein activity.
  • Homologs of the protein of the invention can be obtained by screening combinatorial libraries of mutants, e.g. Shortening mutants can be identified.
  • a varied library of protein variants can be generated by combinatorial mutagenesis at the nucleic acid level, e.g. by enzymatically ligating a mixture of synthetic oligonucleotides.
  • methods that can be used to generate banks of potential homologues from a degenerate oligonucleotide sequence. Chemical synthesis of a degenerate gene sequence can be performed in an automated DNA synthesizer, and the synthetic gene can then be ligated into an appropriate expression vector.
  • degenerate gene set makes it possible to provide all sequences in a mixture which encode the desired set of potential protein sequences.
  • Methods for the synthesis of degenerate oligonucleotides are known to the person skilled in the art (eg Narang, SA (1983) Tetrahedron 39: 3; Itakura et al. (1984) Annu. Rev. Brachem. 53: 323; Itakura et al., (1984) Science 198: 1056 ; Ike et al. (1983) Nucleic Acids Res. 11: 477).
  • a bank of coding sequence fragments can be obtained by treating a double-stranded PCR fragment of a coding sequence with a nuclease under conditions under which nicking occurs only about once per molecule, denaturing the double-stranded DNA, renaturing the DNA to form double-stranded DNA , which may include sense / antisense pairs of various nodded products, removing single stranded sections from newly formed duplexes by treatment with S1 nuclease and ligating the resulting Fragment bank can be generated in an expression vector.
  • An expression bank can be derived by this method, which encodes N-terminal, C-terminal and internal fragments with different sizes of the protein according to the invention.
  • REM Recursive ensemble mutagenesis
  • the invention also relates to nucleic acid sequences (single and double-stranded DNA and RNA sequences, such as cDNA and mRNA), coding for one of the above metF enzymes and their functional equivalents, which e.g. are also accessible using artificial nucleotide analogs.
  • the invention relates both to isolated nucleic acid molecules which code for polypeptides or proteins or biologically active sections thereof, and to nucleic acid fragments which e.g. can be used for use as hybridization probes or primers for identifying or amplifying coding nucleic acids according to the invention.
  • nucleic acid molecules according to the invention can also contain untranslated sequences from the 3 'and / or 5' end of the coding gene region
  • nucleic acid molecule is separated from other nucleic acid molecules that are present in the natural source of the nucleic acid and, moreover, can be essentially free of other cellular material or culture medium if used by recombinant technology. ken is manufactured, or be free of chemical precursors or other chemicals when it is chemically synthesized.
  • the invention further includes the nucleic acid molecules complementary to the specifically described nucleotide sequences or a section thereof.
  • the nucleotide sequences according to the invention enable the generation of probes and primers which can be used for the identification and / or cloning of homologous sequences in other cell types and organisms.
  • probes or primers usually comprise a nucleotide sequence region which, under stringent conditions, can be attached to at least about 12, preferably at least about 25, e.g. about 40, 50 or 75 successive nucleotides of a sense strand of a nucleic acid sequence according to the invention or a corresponding antisense strand are hybridized.
  • nucleic acid sequences according to the invention are derived from SEQ ID NO: 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 17, 19, 21, 23, 25, 27, 29, 31, 33, 35, 37, 39, 41, 43, 45, 47, 49, 51 or 53 and differ from them by addition, substitution, insertion or deletion of one or more nucleotides, but continue to code for polypeptides with the desired property profile.
  • These can be polynucleotides that correspond to the above sequences in at least about 50%, 55%, 60%, 65%, 70%, 80% or 90%, preferably in at least about 95%, 96%, 97%, 98% or 99 % of the sequence positions are identical.
  • nucleic acid sequences which comprise so-called silent mutations or which have been changed in accordance with the codon usage of a specific source or host organism, in comparison to a specifically named sequence, as well as naturally occurring variants, such as e.g. Splice variants or allele variants, thereof. Sequences obtainable also by conservative nucleotide substitutions (i.e. the amino acid in question is replaced by an amino acid of the same charge, size, polarity and / or solubility).
  • the invention also relates to the molecules derived from the specifically disclosed nucleic acids by sequence polymorphisms. These genetic polymorphisms can exist between individuals within a population due to natural variation. These natural variations usually cause a variance of 1 to 5% in the nucleotide sequence of a gene.
  • the invention also encompasses nucleic acid sequences which hybridize with the above-mentioned coding sequences or are complementary thereto.
  • These polynucleotides read can be found by screening genomic or cDNA banks and, if necessary, using PCR to prime them with suitable primers and then isolate them, for example, with suitable probes.
  • Another possibility offers the transformation of suitable microorganisms with polynucleotides or vectors according to the invention, the multiplication of the microorganisms and thus the polynucleotides and their subsequent isolation.
  • polynucleotides according to the invention can also be synthesized chemically.
  • the property of being able to “hybridize” to polynucleotides means the ability of a poly- or oligonucleotide to bind to an almost complementary sequence under stringent conditions, while under these conditions non-specific bindings between non-complementary partners are avoided.
  • the sequences should be closed 70-100%, preferably 90-100%, of complementary nature
  • the property of complementary sequences to be able to specifically bind to one another is made for example in the Northern or Southern blot technique or in primer binding in PCR or RT -PCR. Usually, oligonucleotides with a length of 30 base pairs or longer are used.
  • metF genes coding for the enzyme methylene tetrahydrofolate reductase from the organisms in list I above can be isolated in a manner known per se.
  • E. coli Escherichia coli
  • the creation of gene banks is described in detail in well-known textbooks and manuals. Examples include the textbook by Winnacker: Genes and Clones, An Introduction to Genetic Technology (Verlag Chemie, Weinheim, Germany, 1990), or the handbook by Sambrook et al .: Molecular Cloning, A Laboratory Manual (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989).
  • a very well-known gene bank is that of the E. coli K-12 strain W3110, which was developed by Kohara et al. (Cell ⁇ O, 495-508 (198)) in ⁇ vectors.
  • cosmids such as the cosmid vector SuperCos I (Wahl et al., 1987, Proceedings ofthe National Academyof Sciences USA, 84: 2160-2164), but also plasmids such as pBR322 (BoliVal ; Life Sciences, 25, 807-818 (1979)) or pUC9 (Vieira et al., 1982, Gene, 19: 259-268) can be used.
  • E. coli strains that are defective in terms of restriction and recombination are particularly suitable as hosts. An example of this is the DH ⁇ mcr strain, which was described by Grant et al.
  • DNA sequences of organisms coding for the metF genes according to list I above were found.
  • DNA sequences according to SEQ ID NO: 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 17, 19, 21, 23, 25, 27, 29, 31, 33, 35, 37, 39, 41, 43, 45, 47, 49, 51 and 53 found.
  • amino acid sequences of the corresponding proteins were derived from these DNA sequences using the methods described above.
  • SEQ ID NO: 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24, 26, 28, 30, 32, 34, 36, 38, 40, 42, 44, 46 , 48, 50, 52 and 54 the resulting amino acid sequences of the metF gene products are shown.
  • Coding DNA sequences resulting from the sequences according to SEQ ID NO: 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 17, 19, 21, 23, 25, 27, 29, 31, 33, 35 , 37, 39, 41, 43, 45, 47, 49, 51 and 53 resulting from the degeneration of the genetic code are also the subject of the invention.
  • DNA sequences which hybridize with these sequences or sequence parts derived therefrom are the subject of the invention.
  • Amino acid sequences which are correspondingly derived from SEQ ID NO: 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24, 26, 28, 30, 32, 34, 36, 38, 40, 42, 44, 46, 48, 50, 52 and 54 result are also part of the invention.
  • microorganisms serving as host cells in particular coryneform bacteria, which contain a vector, in particular a pendulum vector or plasmid vector, which carries at least one metF gene according to the invention, or in which a metF gene according to the invention is expressed or amplified.
  • microorganisms can produce sulfur-containing fine chemicals, in particular L-methionine, from glucose, sucrose, lactose, fructose, maltose, molasses, starch, cellulose or from glycerol and ethanol.
  • These are preferably coryneform bacteria, in particular of the genus Corynebacterium. From the genus Corynebacterium, the species Corynebacterium glutamicum should be mentioned in particular, which is known in the art for its ability to produce L-amino acids.
  • suitable strains of coryneform bacteria are those of the genus Corynebacterium, in particular of the species Corynebacterium glutamicum (C. glutamicum), such as
  • the abbreviation KFCC means the Korean Federation of Culture Collection, the abbreviation ATCC the American type strain culture collection, and the abbreviation FERM BP the collection of the National institute of Bioscience and Human-Technology, Agency of Industrial Science and Technology, Japan ,
  • coryneform bacteria advantageously produce sulfur-containing fine chemicals, in particular L-methionine, after overexpression of a metF gene from List I organisms.
  • the person skilled in the art can take different measures individually or in combination to achieve overexpression.
  • the number of copies of the corresponding genes can be increased, or the promoter and regulatory region or the ribosome binding site located upstream of the structural gene can be mutated.
  • Expression cassettes which are installed upstream of the structural gene, act in the same way. Inducible promoters also make it possible to increase expression in the course of fermentative L-methionine production. Expression is also improved by measures to extend the life of the mRNA. Furthermore, preventing the breakdown of the enzyme protein also increases the enzyme activity.
  • the genes or gene constructs can either be present in plasmids with different copy numbers or be integrated and amplified in the chromosome. Alternatively, overexpression of the genes in question can also be achieved by changing the media composition and culture management.
  • the invention therefore also relates to expression constructs containing, under the genetic control of regulatory nucleic acid sequences, a nucleic acid sequence coding for an inventive polypeptide; and vectors comprising at least one of these expression constructs.
  • Such constructs according to the invention preferably comprise a promoter 5 'upstream of the respective coding sequence and a terminator sequence 3' downstream and optionally further customary regulatory elements, in each case operatively linked to the coding sequence.
  • An “operative linkage” is understood to mean the sequential arrangement of promoter, coding sequence, terminator and, if appropriate, further regulatory elements in such a way that each of the regulatory elements can perform its function as intended in the expression of the coding sequence. Examples of sequences which can be linked operatively are activation sequences and Enhancers, etc.
  • Other regulatory elements include selectable markers, amplification signals, origins of replication, etc. Suitable regulatory sequences are described, for example, in Goeddel, Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San
  • the natural regulatory sequence can still be present before the actual structural gene. This natural regulation can possibly be switched off by genetic modification and the expression of the genes increased or decreased.
  • the gene construct can also have a simpler structure, ie no additional regulation signals are inserted in front of the structural gene and the natural promoter with its regulation is not removed. Instead, the natural regulatory sequence is mutated so that regulation no longer takes place and gene expression is increased or decreased.
  • the nucleic acid sequences can be contained in one or more copies in the gene construct.
  • promoters examples include: the promoters, ddh, amy, lysC, dapA, lysA from Corynebacterium glutamicum, but also gram-positive promoters SPO2 such as those found in Bacillus Subtilis and Its Closest Relatives, Sonenshein, Abraham L., Hoch, James A., Losick, Richard; ASM Press, District of Columbia, Washington and Patek M. Eikmanns BJ. Patek J. Sahm H. Microbiology.
  • inducible promoters such as, for example, light-inducible and in particular temperature-inducible promoters, such as the P r P r promoter.
  • inducible promoters such as, for example, light-inducible and in particular temperature-inducible promoters, such as the P r P r promoter.
  • all natural promoters with their regulatory sequences can be used.
  • synthetic promoters can also be used advantageously.
  • the regulatory sequences mentioned are intended to enable the targeted expression of the nucleic acid sequences. Depending on the host organism, this can mean, for example, that the gene is only expressed or overexpressed after induction, or that it is expressed and / or overexpressed immediately.
  • the regulatory sequences or factors can preferably have a positive influence on the expression and thereby increase or decrease it.
  • the regulatory elements can advantageously be strengthened at the transcription level by using strong transcription signals such as promoters and / or "enhancers".
  • an increase in translation is also possible, for example, by improving the stability of the mRNA.
  • An expression cassette is produced by fusing a suitable promoter, a suitable Shine-Dalgarnow sequence with a metF nucleotide sequence and a suitable termination signal.
  • Common recombination and cloning techniques are used for this, such as those used in Current Protocols in Molecular Biology, 1993, John Wiley & Sons, Incorporated, New York New York, PCR Methods, Gelfand, David H., Innis, Michael A., Sninsky, John J. 1999, Academic Press, Incorporated, California, San Diego,., PCR Cloning Protocols, Methods in Molecular Biology Ser., Vol. 192, 2nd ed., Humana Press, New Jersey, Totowa. T. Maniatis, E.F.
  • the recombinant nucleic acid construct or gene construct is advantageously inserted into a host-specific vector which enables optimal expression of the genes in the host.
  • Vectors are well known to the person skilled in the art and can be found, for example, from “Cloning Vectors" (Pouwels PH et al., Ed., Elsevier, Amsterdam-New York-Oxford, 1985).
  • vectors are also understood to mean all other vectors known to the person skilled in the art, such as phages, transposons, IS elements, phasmids, cosmids, and linear or circular DNA. These vectors can be replicated autonomously in the host organism or replicated chromosomally.
  • plasmids for example.
  • Suitable plasmids are those which are replicated in coryneform bacteria.
  • Numerous known plasmid vectors such as. B. pZ1 (Menkel et al., Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549-554), pEKExl (Eikmanns et al., Gene 102: 93-98 (1991)) or pHS2-1 (Sonnen et al., Gene 107: 69-74 (1991)) are based on the cryptic plasmids pHM1519, pBL1 or pGA1.
  • Other plasmid vectors such as. B.
  • pCLiK5MCS or those based on pCG4 (US-A 4,489,160) or pNG2 (Serwold-Davis et al., FEMS Microbiology Letters 66, 119-124 (1990)) or pAG1 (US-A 5,158,891) can in can be used in the same way.
  • plasmid vectors are also suitable with the aid of which the method of gene amplification by integration into the chromosome can be used, as described, for example, by Remscheid et al. (Applied and Environmental Microbiology 60, 126-132 (1994)) for the duplication or amplification of the hom-thrB operon.
  • the complete gene is cloned into a plasmid vector that can replicate in a host (typically E. coli) but not in C. glutamicum.
  • vectors examples include pSUP301 (Simon et al., Bio / Technology 1, 784-791 (1983)), pK18mob or pK19mob (Schäfer et al., Gene 145, 69-73 (1994)), Bernard et al., Journal ofMolecular Biology, 234: 534-541 (1993)), pEM1 (Schrumpf et al. 1991, Journal of Bacteriology 173: 4510-4516) or pBGS8 (Spratt et al., 1986, Gene 41: 337-342) in question.
  • the plasmid vector containing the gene to be amplified is then transformed into the desired strain of C. glutamicum by transformation.
  • Enzymes can be influenced in their activity by mutations in the corresponding genes in such a way that there is a partial or complete reduction in the reaction rate of the enzymatic reaction. Examples of such mutations are known to the person skilled in the art (Motoyama H. Yano H. Terasaki Y. Anazawa H. Applied & Environmental Microbiology. 67: 3064-70, 2001, Eikmanns BJ. Eggeling L. Sahm H. Antonie van Leeuwenhoek. 64: 145 -63, 1993-94.)
  • sulfur-containing fine chemicals in particular L-methionine
  • one or more enzymes of the respective biosynthetic pathway, the cysteine pathway, aspartate semialdehyde synthesis, glycolysis, anaplerotic, pen to strengthen tose-phosphate metabolism, the citric acid cycle or the export of amino acids in addition to expression or amplification of a metF gene according to the invention, one or more enzymes of the respective biosynthetic pathway, the cysteine pathway, aspartate semialdehyde synthesis, glycolysis, anaplerotic, pen to strengthen tose-phosphate metabolism, the citric acid cycle or the export of amino acids.
  • one or more of the following genes can be amplified for the production of sulfur-containing fine chemicals, in particular L-methionine:
  • the microorganisms produced according to the invention can be cultured continuously or discontinuously in the batch process (batch cultivation) or in the fed batch (feed process) or repeated fed batch process (repetitive feed process) for the production of sulfur-containing fine chemicals, in particular L-methionine.
  • batch cultivation batch cultivation
  • feed process fed batch
  • repetitive feed process repeated fed batch process
  • sulfur-containing fine chemicals in particular L-methionine.
  • the culture medium to be used has to meet the requirements of the respective strains in a suitable manner. Descriptions of culture media of various microorganisms are contained in the manual "Manual of Methods for General Bacteriology” of the American Society for Bacteriology (Washington DC, USA, 1981).
  • These media which can be used according to the invention usually comprise one or more carbon sources, nitrogen sources, inorganic salts, vitamins and / or trace elements.
  • Preferred carbon sources are sugars, such as mono-, di- or polysaccharides.
  • sugars such as mono-, di- or polysaccharides.
  • very good carbon sources are glucose, fructose, mannose, galactose, ribose, sorbose, ribulose, lactose, maltose, sucrose, raffinose, starch or cellulose.
  • Sugar can also be added to the media via complex compounds such as molasses or other by-products of sugar refining. It may also be advantageous to add mixtures of different carbon sources.
  • Other possible carbon sources are oils and fats such as e.g. B. Soybean oil. Sunflower oil.
  • Peanut oil and coconut fat fatty acids such as As palmitic acid, stearic acid or linoleic acid, alcohols such as. As glycerol, methanol or ethanol and organic acids such as. B. acetic acid or lactic acid.
  • Nitrogen sources are usually organic or inorganic nitrogen compounds or materials containing these compounds.
  • Exemplary nitrogen sources include ammonia gas or ammonium salts such as ammonium sulfate, ammonium chloride, ammonium phosphate, ammonium carbonate or ammonium nitrate, nitrates, urea, amino acids or complex nitrogen sources such as corn steep liquor, soy flour, soy protein, yeast extract, meat extract and others.
  • the nitrogen sources can be used individually or as a mixture.
  • Inorganic salt compounds that may be present in the media include the chlorine rid, phosphorus or sulfate salts of calcium, magnesium, sodium, cobalt, molybdenum, potassium, manganese, zinc, copper and iron
  • Inorganic sulfur-containing compounds such as, for example, sulfates, sulfites, dithionites, tetrathionates, thiosulfates, sulfides, but also organic sulfur compounds, such as mercaptans and thiols, can be used as the sulfur source for the production of sulfur-containing fine chemicals, in particular methionine.
  • Phosphoric acid potassium dihydrogen phosphate or dipotassium hydrogen phosphate or the corresponding sodium-containing salts can be used as the source of phosphorus.
  • Chelating agents can be added to the medium to keep the metal ions in solution.
  • Particularly suitable chelating agents include dihydroxyphenols, such as catechol or protocatechuate, or organic acids, such as citric acid.
  • the fermentation media used according to the invention usually also contain other growth factors, such as vitamins or growth promoters, which include, for example, biotin, riboflavin, thiamine, folic acid, nicotinic acid, panthothenate and pyridoxine.
  • growth factors and salts often originate from complex media components such as yeast extract, brass, corn steep liquor and the like. Suitable precursors can also be added to the culture medium.
  • the exact composition of the media connections strongly depends on the respective experiment and is decided individually for each specific case. Information on media optimization is available from the textbook "Applied Microbiol. Physiology, A Practical Approach” (ed. P.M. Rhodes, P.F. Stanbury, IRL Press (1997) pp. 53-73, ISBN 0 199635773).
  • Growth media can also be obtained from commercial suppliers, such as Standard 1 (Merck) or BHI (Brain heart infusion, DIFCO) and the like.
  • All media components are sterilized either by heat (20 min at 1.5 bar and 121 ° C) or by sterile filtration.
  • the components can be sterilized either together or, if necessary, separately. All media components can be present at the beginning of the cultivation or optionally added continuously or in batches.
  • the temperature of the culture is normally between 15 ° C and 45 ° C, preferably 25 ° C to 40 ° C and can be kept constant or changed during the experiment.
  • the pH of the medium should be in the range from 5 to 8.5, preferably around 7.0.
  • the pH for cultivation can be checked during the cultivation by adding basic compounds such as sodium hydroxide, potassium hydroxide, ammonia or ammonia water or acidic compounds such as phosphoric acid or sulfuric acid.
  • basic compounds such as sodium hydroxide, potassium hydroxide, ammonia or ammonia water or acidic compounds such as phosphoric acid or sulfuric acid.
  • Antschaummitte.l such.
  • B. fatty acid polyglycol esters can be used.
  • suitable selectively acting substances such as, for. B. antibiotics.
  • oxygen or oxygen-containing gas mixtures such as e.g. B. ambient air
  • the temperature of the culture is usually 20 ° C to 45 ° C.
  • the culture is continued until a maximum of the desired product has formed. This goal is usually achieved within 10 hours to 160 hours.
  • the fermentation broths obtained in this way in particular those containing L-methionine, usually have a dry matter of 7.5 to 25% by weight.
  • the fermentation is carried out with limited sugar at least at the end, but in particular for at least 30% of the fermentation period. This means that during this time the concentration of usable sugar in the fermentation medium is kept at> 0 to 3 g / l, or is lowered.
  • the fermentation broth is then processed further.
  • the biomass can be wholly or partially separated by methods such as. B. centrifugation, filtration, decanting or a combination of these methods from the fermentation broth or completely left in it.
  • the fermentation broth can then be prepared using known methods, such as, for. B. with the help of a rotary evaporator, thin film evaporator, falling film evaporator, by reverse osmosis, or by nanofiltration, thickened or concentrated.
  • This concentrated fermentation broth can then be worked up by freeze drying, spray drying, spray granulation or by other methods.
  • the product-containing broth is subjected to chromatography with a suitable resin after the biomass has been separated off, the desired product or the impurities being wholly or partly retained on the chromatography resin.
  • chromatography steps can be repeated if necessary using the same or different chromatography resins.
  • the person skilled in the art is skilled in the selection of the suitable chromatography resins and their most effective application.
  • the cleaned product can be concentrated by filtration or ultrafiltration and kept at a temperature at which the stability of the product is at a maximum.
  • the identity and purity of the isolated compound (s) can be determined by techniques of the prior art Technology can be determined. These include high-performance liquid chromatography (HPLC), spectroscopic methods, staining methods, thin-layer chromatography, NIRS, enzyme tests or microbiological tests. These analysis methods are summarized in: Patek et al. (1994) Appl. Environ. Microbiol. 60: 133-140; Malakhova et al. (1996) Biotekhnologiya 11 27-32; and Schmidt et al. (1998) Bioprocess Engineer. 19: 67-70. Ulmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry (1996) vol. A27, VCH: Weinheim, pp. 89-90, pp. 521-540, p.
  • FIG. 1 shows the plasmid map for plasmid pClysC
  • FIG. 2 shows the plasmid map for plasmid pCISIysCthr311 ile
  • Figure 3 shows the plasmid map for plasmid pC_metF_Cd.
  • KanR stands for Kanamycin resistance gene
  • ask stands for aspartate kinase gene
  • ampicillin resistance and origin of replication of the vector pBR322 with the oligonucleotides p1.3 (SEQ ID NO: 55) and p2.3 (SEQ ID NO: 56) were amplified using the polymerase chain reaction (PCR).
  • the oligonucleotide p1.3 (SEQ ID NO: 55) in 5'-3 'direction contains the interfaces for the restriction endonucleases Smal, BamHI, Nhel and Ascl and the oligonucleotide p2.3 (SEQ ID NO: 56) in 5'-3 'direction the interfaces for the restriction endonucleases Xbal, Xhol, Notl and Dral.
  • the PCR reaction was carried out according to standard method such as Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) with PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA).
  • the DNA fragment with a size of approximately 2.1 kb obtained was purified using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • the blunt ends of the DNA fragment were ligated together using the Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer's instructions and the ligation approach was carried out using standard methods as described in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, described (1989)), transformed into competent E.coli XL-1Blue (Stratagene, La Jolla, USA). Selection for plasmid-bearing cells was achieved by plating on LB agar containing ampicillin (50 ⁇ g / ml) (Lennox, 1955, Virology, 1: 190).
  • the plasmid DNA of an individual clone was isolated using the Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) according to the manufacturer's instructions and checked by restriction digestion.
  • the plasmid obtained in this way is called pCLiKL
  • a kanamycin resistance cassette was amplified with the oligonucleotides neol (SEQ ID NO: 57) and neo2 (SEQ ID NO: 58).
  • neo2 (SEQ ID NO: 58): 5'-GAGAGGCGCGCCGCTAGCGTGGGCGAAGAACTCCAGCA-3 '
  • the oligonucleotide neol in the 5'-3 'direction contains the interfaces for the restriction endonucleases Xbal, Smal, BamHI, Nhel and the oligonucleotide neo2 (SEQ ID NO: 58) in the 5'-3' direction for the restriction endonucleases Ascl and Nhel.
  • the PCR reaction was carried out according to standard methods such as Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) with PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA).
  • the DNA fragment with a size of approximately 1.3 kb was purified using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • the DNA fragment was cut with the restriction endonucleases Xbal and Ascl (New England Biolabs, Beverly, USA) and then purified again with the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • the vector pCLiKI was also cut with the restriction endonucleases Xbal and Ascl and with alkaline phosphatase (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer dephosphorylated.
  • the linearized vector (approx. 2.1 kb) was isolated using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • This vector fragment was ligated with the aid of the Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer with the cut PCR fragment and the ligation approach according to standard methods as described in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, described (1989)), transformed into competent E.coli XL-1 Blue (Stratagene, La Jolla, USA).
  • plasmid-bearing cells were achieved by plating on LB agar (Lennox, 1955, Virology, 1: 190) containing ampicillin (50 ⁇ g / ml) and kanamycin (20 ⁇ g / ml).
  • the plasmid DNA of an individual clone was isolated using the Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) according to the manufacturer's instructions and checked by restriction digestion.
  • the plasmid obtained in this way is named pCLiK2.
  • the vector pCLiK2 was cut with the restriction endonuclease Dral (New England Biolabs, Beverly, USA). After electrophoresis in a 0.8% agarose gel, an approximately 2.3 kb vector fragment was isolated using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions. This vector fragment was religated using the Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer's instructions and the ligation approach was carried out according to standard methods as described in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, described (1989)), transformed into competent E.coli XL-1Blue (Stratagene, La Jolla, USA). Selection for plasmid-bearing cells was achieved by plating on LB Agar containing kanamycin (20 ⁇ g / ml) (Lennox, 1955, Virology, 1: 190).
  • the plasmid DNA of an individual clone was isolated using the Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) according to the manufacturer's instructions and checked by restriction digestion.
  • the plasmid obtained in this way is named pCLiK3.
  • the replication origin pHM1519 was amplified with the oligonucleotides cg1 ((SEQ ID NO: 59) and cg2 (SEQ ID NO: 60).
  • cg1 (SEQ ID NO: 59): 5'-GAGAGGGCGGCCGCGCAAAGTCCCGCTTCGTGAA-3 '
  • cg2 (SEQ ID NO: 60): 5'-GAGAGGGCGGCCGCTCAAGTCGGTCAAGCCACGC-3 '
  • the oligonucleotides cg1 (SEQ ID NO: 59) and cg2 (SEQ ID NO: 60) contain interfaces for the restriction endonuclease Notl.
  • the PCR reaction was carried out according to standard methods such as Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) with PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA).
  • the resulting DNA fragment with a size of approximately 2.7 kb was purified using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • the DNA fragment was cut with the restriction endonuclease Notl (New England Biolabs, Beverly, USA) and then purified again with the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • the vector pCLiK3 was also cut with the restriction endonuclease Not1 and dephosphorylated with alkaline phosphatase (Röche Diagnostics, Mannheim)) according to the manufacturer.
  • the linearized vector (approx. 2.3 kb) was isolated using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • This vector fragment was ligated with the aid of the Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer with the cut PCR fragment and the ligation approach according to standard methods as in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, described (1989)), transformed into competent E.coli XL-1 Blue (Stratagene, La Jolla, USA). Selection for plasmid-bearing cells was achieved by plating on LB agar containing kanamycin (20 ⁇ g / ml) (Lennox, 1955, Virology, 1: 190).
  • the plasmid DNA of an individual clone was isolated using the Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) according to the manufacturer's instructions and checked by restriction digestion.
  • the plasmid obtained in this way is given the name pCLiK5.
  • HS445 (SEQ ID NO: 61) and HS446 (SEQ ID NO: 62)
  • the interfaces for the restriction endonucleases Swal, Xhol , Aatl, Apal, Asp718, Mlul, Ndel, Spei, EcoRV, Sall, Clal, BamHI, Xbal and Smal combined by heating to 95 ° C. and slowly cooling to a double-stranded DNA fragment.
  • HS445 (SEQ ID NO: 61): 5'-TCGAATTTAAATCTCGAGAGGCCTGACGTCGGGCCCGGTACCACGCGTCATATGACTAG TTCGGACCTAGGGATATCGTCGACATCGATGCTCTTCTGCGTTAATTAACAATTGGATGGGGGTATA HS446 (SEQ ID NO: 62):
  • the vector pCLiK ⁇ was cut with the restriction endonucleases Xhol and BamHI (New England Biolabs, Beverly, USA) and dephosphorylated with alkaline phosphatase (I (Röche Diagnostics, Mannheim)) according to the manufacturer. After electrophoresis in a 0.8% agarose gel, the linearized vector (approx. 5.0 kb) was isolated using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • This vector fragment was ligated using the Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer's instructions with the synthetic double-stranded DNA fragment and the ligation approach according to standard methods as described in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, described (1989)), transformed into competent E.coli XL-1 Blue (Stratagene, La Jolla, USA). Selection for plasmid-bearing cells was achieved by plating on LB agar containing kanamycin (20 ⁇ g / ml) (Lennox, 1955, Virology, 1: 190).
  • the plasmid DNA of an individual clone was isolated using the Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) according to the manufacturer's instructions and checked by restriction digestion.
  • the plasmid obtained in this way is called pCLiK ⁇ MCS.
  • Sequencing reactions were carried out according to Sanger et al. (1977) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 74: 5463-5467. The sequencing reactions were separated and evaluated using ABI Prism 377 (PE Applied Biosystems, Rothstadt).
  • the resulting plasmid pCLiK ⁇ MCS is listed as SEQ ID NO: 65.
  • Bacillus subtilis sacB gene (coding for Levan sucrase) was amplified with the oligonucleotides BK1732 and BK1733.
  • BK1732 (SEQ ID NO.63): ⁇ '-GAGAGCGGCCGCCGATCCTTTTTAACCCATCAC-3 '
  • BK1733 (SEQ ID NO: 64): 5'-AGGAGCGGCCGCCATCGGCATTTTCTTTTGCG-3 '
  • the oligonucleotides BK1732 and BK1733 contain interfaces for the restriction endonuclease Notl.
  • the PCR reaction was carried out according to standard methods such as Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) with PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA).
  • the DNA fragment obtained with a size of approximately 1.9 kb was purified using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • the DNA fragment was cut with the restriction endonuclease Notl (New England Biolabs, Beverly, USA) and then purified again with the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions.
  • the vector pCLiK ⁇ MCS (produced according to Example 1) was also cut with the restriction enduclease Notl and dephosphorylated with alkaline phosphatase (I (Röche Diagnostics, Mannheim)) according to the manufacturer. After electrophoresis in a 0.8% 'strength by weight agarose an approximately 2.4 kb vector fragment using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) was isolated according to the manufacturer. This vector fragment was ligated with the aid of the Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer with the cut PCR fragment and the ligation approach according to standard methods as described in Sambrook et al. (Molecular Cloning.
  • the plasmid DNA of an individual clone was isolated using the Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) according to the manufacturer's instructions and checked by restriction digestion.
  • the plasmid obtained in this way is given the name pCLiK ⁇ MCS integrative sacB.
  • Sequencing reactions were carried out according to Sanger et al. (1977) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 74: ⁇ 463- ⁇ 467. The sequencing reactions were separated and evaluated using ABI Prism 377 (PE Applied Biosystems, Rothstadt).
  • the resulting plasmid pCLiK ⁇ MCS integrative sacB is listed as SEQ ID NO: 66. Further vectors which are suitable for the expression or overproduction of metF genes according to the invention can be produced in an analogous manner.
  • Example 3 Isolation of the lysC gene from the C. glutamicum strain LU1479
  • an allelic exchange of the lysC wild-type gene coding for the enzyme aspartate kinase in C. glutamicum ATCC13032, hereinafter referred to as LU1479 is to be carried out.
  • a nucleotide exchange is to be carried out in the LysC gene so that the amino acid Thr at position 311 in the resulting protein is replaced by the amino acid III.
  • the oligonucleotide primers SEQ ID NO: 67 and SEQ ID NO: 68 were used to amplify lysC using the Pfu-Turbo PCR system (Stratagene USA) according to the manufacturer.
  • Chromosomal DNA from C. glutamicum ATCC 13032 was developed according to Tauch et al. (199 ⁇ ) Plasmid 33: 168-179 or Eikmanns et al. (1994) Microbiology 140: 1817-1828.
  • the amplified fragment is flanked at its 5 'end by a Sall restriction cut and at its 3' end by a Mlul restriction cut. Before cloning, the amplified fragment was digested by these two restriction enzymes and purified using GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg).
  • the polynucleotide obtained was cloned integrally via the Sall and Mlul restriction sections into pCLIK5 MCS SacB (hereinafter called pCIS; SEQ ID NO: 66 from Example 2) and transformed into E.coli XL-1 blue.
  • Selection for plasmid-bearing cells was achieved by plating on LB agar containing kanamycin (20 ⁇ g / ml) (Lennox, 19 ⁇ , Virology, 1: 190).
  • the plasmid was isolated and the expected nucleotide sequence was confirmed by sequencing.
  • the plasmid DNA was prepared using methods and materials from Quiagen. Sequencing reactions were carried out according to Sanger et al.
  • sequence SEQ ID NO: 69 comprises the following essential sub-areas: LOCUS pCIS ysC 6860 bp DNA circular FEATURES Location / Qualifiers CDS 1) 1 ⁇ 6..1420
  • the directed mutagenesis of the lysC gene from C. glutamicum was carried out using the QuickChange Kit (from Stratagene / USA) according to the manufacturer's instructions.
  • the mutagenesis was carried out in the plasmid pCIS lysC, SEQ ID NO: 69.
  • the following oligonucleotide primers were synthesized for the exchange of thr311 for 311ile using the QuickChange method (Stratagene)
  • sequence SEQ ID NO: 74 comprises the following essential sub-areas:
  • the plasmid pCIS lysC thr311 He was in C. glutamicum LU1479 by means of electroporation as in Liebl, et al. (1989) FEMS Microbiology Letters 63: 299-303. Modifications to the protocol are described in DE-A-10046870.
  • the chromosomal arrangement of the lysC locus of individual transformants was determined using standard methods by Southemblot and hybridization, as described in Sambrook et al. (1989) Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor. This ensured that the transformants are those which have integrated the transformed plasmid by homologous recombination at the lysC locus. After overnight growth of such colonies in media containing no antibiotic, the cells were placed on a sucrose CM agar medium (10% Sucrose) and incubated at 30 ° C for 24 hours.
  • the sacB gene contained in the vector pCIS lysC thr311 ile converts sucrose into a toxic product, only those colonies can grow that have deleted the sacB gene by a second homologous recombination step between the wild-type lysC gene and the mutated lysC thr311 ile gene. During homologous recombination, either the wild-type gene or the mutated gene can be deleted together with the sacB gene. If the sacB gene is removed together with the wild-type gene, a mutant transformant results.
  • the obtained strain LU1479 lysC 311 ile (Example 4) was treated to become ethionine-resistant (cheese, H. Nakayama K.Agr. Biol. Chem. 395 ⁇ 3-106 1975 L-methionine production by methionine analogue resistant mutants of Corynebacterium glutamicum): An overnight culture in BHI medium (Difco) was washed in citrate buffer (50mM pH 5.5) and at 30 ° C for 20 min with N-methyl-nitrosoguanidine (10mg / ml in 50mM citrate pH5.5) treated.
  • the cells were washed (citrate buffer 50 mM pH ⁇ , 5) and plated on a medium which was composed of the following components, calculated on 500 ml: 10 g (NH 4 ) 2 SO 4 , 0. ⁇ g KH 2 PO 4 , 0. ⁇ g K 2 HPO 4 , 0.12 ⁇ g MgSO 4 .7H 2 O, 21g MOPS, 60mg CaCI 2 , 1 ⁇ mg Proteocatechuate, O. ⁇ mg Biotin, 1 mg Thiamine, ⁇ g / l D, L-ethionine (Sigma Chemicals Germany), pH 7.0.
  • the medium also contained O. ⁇ ml of a trace salt solution consisting of: 10g / l FeSO .7H 2 O, 1g / l MnSO 4 * H 2 0, 0.1 g / l ZnSO 4 * 7H 2 0, 0.02g / l CuSO 4, 0.002g / l NiCI 2 * 6H 2 O, all salts were dissolved in 0.1 M HCl.
  • the completely assembled medium was sterile filtered and, after adding 40 ml of sterile 50% glucose solution, mixed with liquid sterile agar in a final concentration of 1. ⁇ % agar and poured out into culture dishes.
  • Mutagenized cells were applied to plates with the medium described and 3-7 Incubated for days at 30 ° C. Clones obtained were isolated, isolated at least once on the selection medium and then examined for their methionine productivity in a shake flask in medium II (see Example 6
  • Example 6 Preparation of methionine with the LU1479 lysC 311 ile ET-16 strain.
  • Example ⁇ The strains produced in Example ⁇ were grown on an agar plate with CM medium for 2 days at 30 ° C.
  • CM agar 10.0 g / l D-glucose, 2, ⁇ g / l NaCl, 2.0 g / l urea, 10.0 g / l Bacto Peptone (Difco), ⁇ , 0 g / l yeast extract (Difco), ⁇ , 0 g / l beef extract (Difco), 22.0 g / l agar (Difco), autoclaved (20 min., 121 ° C)
  • the cells were then scraped off the plate and resuspended in saline.
  • 10 ml of Medium II and 0.1 g of autoclaved CaCO 3 (Riedel de Haen) were inoculated with the cell suspension in a 100 ml Erlenmeyer flask to an OD600 nm of 1.5 and for 72 hours on an orbital shaker at 200 rpm at 30 ° C incubated.
  • Methionine as well as other amino acids formed in the culture broth were analyzed using the Agilent amino acid determination method on an Agilent 1100 Series LC System HPLC.
  • a derivatization with ortho-phthalaldehyde before the column separation allowed the quantification of the amino acids formed.
  • the separation of the amino acid mixture took place on one Hypersil AA column (Agilent) instead.
  • Chromosomal DNA from Corynebacterium diphtheriae was obtained from the American Type Strain Culture Collection (ATCC, Atlanta-USA) with the order number 700971 D from the ATCC 700971 strain.
  • oligonucleotide primers SEQ ID NO: 7 ⁇ and SEQ ID NO: 76 the chromosomal DNA from C. diphtheriae as a template and Pfu Turbo Polymerase (from Stratagene), the polymerase chain reaction (PCR) was carried out using standard methods such as Innis et al , (1990) PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press amplified a DNA fragment of approx. 1.2 kb which contains the metF gene including a non-coding ⁇ 'region (promoter region). The amplified fragment is flanked at its ⁇ '-end by an Xhol restriction site and at the 3'-end by an Xbal restriction site which were introduced via the oligonucleotide primers.
  • the DNA fragment obtained was purified using the GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) according to the manufacturer's instructions. Subsequently, it was cleaved with the restriction enzymes Xhol and Xbal (Röche Diagnostics, Mannheim) and separated by gel electrophoresis. The approximately 1.2 kb DNA fragment was then purified from the agarose using GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg).
  • the vector pCIik ⁇ MCS SEQ ID NO: 6 ⁇ hereinafter referred to as pC, was cut with the restriction enzymes Xhol and Xbal (Röche Diagnostics, Mannheim) and an approximately ⁇ kb fragment after electrophoretic separation with GFX TM PCR, DNA and Gel Band Purification Kit isolated.
  • the vector fragment was ligated together with the PCR fragment using the Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) according to the manufacturer's instructions and the ligation approach was carried out according to standard methods as described in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, described (1989)), transformed into competent E.coli XL-1Blue (Stratagene, La Jolla, USA). Selection for plasmid-bearing cells was achieved by plating on LB agar containing kanamycin (20 ⁇ g / ml) (Lennox, 19 ⁇ , Virology, 1: 190).
  • the plasmid DNA was prepared using methods and materials from Quiagen. Sequencing reactions were carried out according to Sanger et al. (1977) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 74: 5463-5467. The sequencing reactions were separated and evaluated using ABI Prism 377 (PE Applied Biosystems, Rothstadt).
  • the resulting plasmid pC metF_Cd (Corynebacterium diphtheriae) is listed as SEQ ID NO: 77.
  • the corresponding plasmid map is shown in Figure 3.
  • the LU1479 lysC 311ile ET-16 strain was transformed with the plasmid pC metF_Cd according to the method described (Liebl, et al. (1989) FEMS Microbiology Letters 53: 299-303).
  • the transformation mixture was plated on CM plates which additionally contained 20 mg / l kanamycin in order to achieve a selection for plasmid-containing cells. Obtained can-resistant clones were picked and isolated. The methionine productivity of the clones was shown in a shake flask test (see Example 6).
  • the LU1479 lysC 311 ile ET-16 pC metF_Cd strain produced significantly more methionine compared to LU1479 lysC 311 ile ET-16.

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Abstract

Die Erfindung betrifft Verfahren zur fermentativen Herstellung von schwefelhaltigen Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, unter Verwendung von Bakterien, in denen eine für ein Methionin-Synthase (metF)-Gen kodierende Nukleotidsequenz exprimiert wird.

Description

Verfahren zur fermentativen Herstellung schwefelhaltiger Feinchemikalien (METF) Beschreibung
Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur fermentativen Herstellung von schwefelhaltigen Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, unter Verwendung von Bakterien, in denen eine für ein Methylentetrahydrofolat Reduktase (metF)-Gen kodierende Nukleotidsequenz exprimiert wird.
Stand der Technik
Schwefelhaltige Feinchemikalien, wie zum Beispiel Methionin, Homocystein, S-Adenosyl- Methionin, Glutathion, Cystein, Biotin, Thiamin, Liponsäure werden über natürliche Stoffwechselprozesse in Zellen hergestellt und werden in vielen Industriezweigen verwendet, einschließlich der Nahrungsmittel-, Futtermittel-, Kosmetik- und pharmazeutischen Industrie. Diese Sub- stanzen, die zusammen als "schwefelhaltige Feinchemikalien" bezeichnet werden, umfassen organische Säuren, sowohl proteinogene als auch nicht-proteinogene Aminosäuren, Vitamine und Cofaktoren. Ihre Produktion erfolgt am zweckmäßigsten im Großmaßstab mittels Anzucht von Bakterien, die entwickelt wurden, um große Mengen der jeweils gewünschten Substanz zu produzieren und sezernieren. Für diesen Zweck besonders geeignete Organismen sind coryne- forme Bakterien, gram-positive nicht-pathogene Bakterien.
Es ist bekannt, dass Aminosäuren durch Fermentation von Stämmen coryneformer Bakterien, insbesondere Corynebacterium glutamicum, hergestellt werden. Wegen der großen Bedeutung wird ständig an der Verbesserung der Herstellverfahren gearbeitet. Verfahrensverbesserungen können fermentationstechnische Maßnahmen, wie zum Beispiel Rührung und Versorgung mit Sauerstoff, oder die Zusammensetzung der Nährmedien, wie zum Beispiel die Zuckerkonzentration während der Fermentation, oder die Aufarbeitung zum Produkt , beispielsweise durch lone- naustauschchromatographie, oder die intrinsischen Leistungseigenschaften des Mikroorganismus selbst betreffen.
Über Stammselektion sind eine Reihe von Mutantenstämmen entwickelt worden, die ein Sortiment wünschenswerter Verbindungen aus der Reihe der schwefelhaltigen Feinchemikalien produzieren. Zur Verbesserung der Leistungseigenschaften dieser Mikroorganismen hinsichtlich der Produktion eines bestimmten Moleküls werden Methoden der Mutagenese, Selektion und Mut- antenauswahl angewendet. Dies ist jedoch ein zeitaufwendiges und schwieriges Verfahren. Auf diese Weise erhält man z.B. Stämme, die resistent gegen Antimetabolite, wie z. B. die Methio- nin-Analoga α-Methyl-Methionin, Ethionin, Norleucin, N-Acetylnorleucin, S- Trifluoromethylhomocystein, 2-Amino-5-heprenoitsäure, Seleno-Methionin, Methioninsulfoximin, Methoxin, 1-Aminocyclopentan-Carboxylsäure oder auxotroph für regulatorisch bedeutsame Metabolite sind und schwefelhaltige Feinchemikalien, wie z. B. L-Methionin, produzieren.
Seit einigen Jahren werden ebenfalls Methoden der rekombinanten DNA-Technik zur Stammverbesserung von L-Aminosäure produzierender Stämme von Corynebacterium eingesetzt, indem man einzelne Aminosäure-Biosynthesegene amplifiziert und die Auswirkung auf die Aminosäure-Produktion untersucht.
Kurze Beschreibung der Erfindung
Der Erfindung lag die Aufgabe zugrunde, ein neues Verfahren zur verbesserten fermentativen Herstellung von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, bereitzustellen.
Gelöst wird obige Aufgabe durch Bereitstellung eines Verfahrens zur fermentativen Herstellung einer schwefelhaltigen Feinchemikalie, umfassend die Expression einer heterologen Nukleotid- sequenz, welche für ein Protein mit metF-Aktivität kodiert, in einem coryneformen Bakterium.
Ein erster Gegenstand der Erfindung ist Verfahren zur fermentativen Herstellung wenigstens einer schwefelhaltigen Feinchemikalie, welches folgende Schritte umfasst: a) Fermentation einer die gewünschte schwefelhaltige Feinchemikalie produzierenden coryneformen Bakterienkultur, wobei in den coryneformen Bakterien zumindest eine hetero- loge Nukleotidsequenz exprimiert wird, welche für ein Protein mit Methylentetrahydrofolat Reduktase (metF)-Aktivität kodiert; b) Anreicherung der schwefelhaltigen Feinchemikalie im Medium oder in den Zellen der Bakterien, und c) Isolieren der schwefelhaltigen Feinchemikalie, welche vorzugsweise L-Methionin umfasst.
Vorzugsweise besitzt obige heterologe metF-kodierende Nukleotidsequenz zur metF- kodierenden Sequenz aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 eine Sequenzhomologie von weniger als 100%, wie z.B. mehr als 70%, wie 75, 80, 85, 90 oder 95 %, oder weniger als 70%, wie z.B. bis zu 60, 50, 40, 30, 20 oder 10 %. Die metF-kodierende Sequenz ist vorzugsweise aus einem der folgenden Organismen von Liste I abgeleitet:
Liste Liste I
ATCC: American Type Culture Collection, Rockville, MD, USA PCC: Pasteur Culture Collection of Cyanobacteria. Paris Frankreich DSM: Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen
Die erfindungsgemäß eingesetzte metF-kodierende Sequenz umfasst vorzugsweise eine kodie- rende Sequenz gemäß SEQ ID NO:1 , 3, 5, 7, 9, 11 , 13, 15, 17, 19, 21 , 23, 25, 27, 29, 31 , 33, 35, 37, 39, 41 , 43, 45, 47, 49, 51 und 53 oder eine dazu homologe Nukleotidsequenz, welche für ein Protein mit metF-Aktivität kodiert, umfasst.
Die erfindungsgemäß eingesetzte metF-kodierende Sequenz kodiert außerdem vorzugsweise für ein Protein mit metF-Aktivität, wobei das Protein eine Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID
NO:2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24, 26, 28, 30, 32, 34, 36, 38, 40, 42, 44, 46, 48, 50, 52 und 54 oder eine dazu homologe Aminosäuresequenz, welche für ein Protein mit metF-Aktivität steht.
Die kodierende metF-Sequenz ist vorzugsweise eine in coryneformen Bakterien replizierbare oder eine stabil in das Chromosom intregrierte DNA oder eine RNA.
Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform wird das erfindungsgemäße Verfahren durchgeführt, indem man
a) einen mit einem Plasmidvektor transformierten Bakterienstamm einsetzt der wenigstens eine Kopie der kodierenden metF-Sequenz unter der Kontrolle regulativer Sequenzen trägt, oder b) einen Stamm einsetzt, in dem die kodierende metF-Sequenz in das Chromosom des Bakteriums integriert wurde.
Es ist weiterhin bevorzugt, die kodierende metF-Sequenz für die Fermentation zu überexprimie- ren.
Außerdem kann es wünschenswert sein, Bakterien zu fermentieren, in denen zusätzlich wenigstens ein weiteres Gen des Biosyntheseweges der gewünschten schwefelhaltigen Feinchemikalie verstärkt ist; und / oder in denen wenigstens ein Stoffwechselweg zumindest teilweise ausgeschaltet sind, der die Bildung der gewünschten schwefelhaltigen Feinchemikalie verringert.
Außerdem kann es wünschenswert sein, Bakterien zu fermentieren, in denen zusätzlich wenigs- tens ein weiteres Gen des Biosyntheseweges der gewünschten schwefelhaltigen Feinchemikalie durch Stoffwechselmetabolite in seiner Aktivität nicht in unerwünschter Weise beeinflusstwird.
Gemäß einerweiteren Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens werden deshalb coryneforme Bakterien fermentiert, in denen gleichzeitig wenigstens eines der Gene, ausgewählt unter
a) dem für eine Aspartatkinase kodierenden Gen lysC, b) dem für eine Aspartat-Semialdehyd-Dehydrogenase kodierenden Gen asd c) dem für die Glycerinaldehyd-3-Phosphat Dehydrogenase kodierenden Gen gap, d) dem für die 3-Phosphoglycerat Kinase kodierenden Gen pgk, e) dem für die Pyruvat Carboxylase kodierenden Gen pyc, f) dem für die Triosephosphat Isomerase kodierenden Gen tpi, g) dem für die Homoserin O-Acetyltransferase kodierenden Gen metA, h) dem für die Cystathionin-gamma-Synthase kodierenden Gen metB, i) dem für die Cystathionin-gamma-Lyase kodierenden Gen metC, j) dem für die Serin-Hydroxymethyltransferase kodierenden Gen glyA, k) dem für die O-Acetylhomoserin-Sulfhydrylase kodierenden Gen metY, I) dem für die Methionin Synthase kodierenden Gen metH, m) dem für die Phosphoserin-Aminotransferase kodierenden Gen serC n) dem für die Phosphoserin-Phosphatase kodierenden Gen serB, o) dem für die Serine Acetyl-Transferase kodierenden Gen cysE, p) dem für die Homoserin-Dehydrogenase kodierenden Gen hom, überexprimiert ist.
Gemäß einer anderen Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens werden coryneforme Bakterien fermentiert, in denen gleichzeitig wenigstens eines der Gene ausgewählt unter Genen der oben genannten Gruppe a) bis p) mutiert ist, so dass die korrespondierenden Protei- ne, verglichen mit nicht mutierten Proteinen, in geringerem Maße oder nicht durch Stoffwech- selmetabolite in ihrer Aktivität beeinflusst werden und dass insbesondere die erfindungsgemäße Produktion der Feinchemikalie nicht beeinträchtigt wird.
Gemäß einer anderen Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens werden corynefor- me Bakterien fermentiert, in denen gleichzeitig wenigstens eines der Gene, ausgewählt unter q) dem für die Homoserine-Kinase kodierenden Gen thrB, r) dem für die Threonin Dehydratase kodierenden Gen ilvA, s) dem für die Threonin Synthase kodierenden Gen thrC t) dem für die Meso-Diaminopimelat D-Dehydrogenase kodierenden Gen ddh u) dem für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierenden Gen pck, v) dem für die Glucose-6-Phosphat-6-lsomerase kodierenden Gen pgi, w) dem für die Pyruvat-Oxidase kodierenden Gen poxB, x) dem für die Dihydrodipicolinat Synthase kodiemden Gen dapA, y) dem für die Dihydrodipicolinat Reduktase kodiernden Gen dapB; oder z) dem für die Diaminopicolinat Decarboxylase kodiernden Gen lysA abschwächt ist, insbesondere durch Verringerung der Expressionsrate des korrespondierenden Gens.
Gemäß einer anderen Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens werden corynefor- me Bakterien fermentiert, in denen gleichzeitig wenigstens eines der Gene der obigen Gruppen q) bis z) mutiert ist, so dass die enzymatische Aktivität des korrespondierenden Proteins teilweise oder vollständig verringert wird. Vorzugsweise werden in dem erfindungsgemäßen Verfahren Mikroorganismen der Art Corynebacterium glutamicum eingesetzt.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung eines L-Methionin- haltigen Tierfuttermittel-Additivs aus Fermentationsbrühen, welches folgende Schritte umfasst a) Kultivierung und Fermentation eines L-Methionin produzierenden Mikroorganismus in einem Fermentationsmedium; b) Entfernung von Wasser aus der L-Methionin haltigen Fermentationsbrühe; c) Entfernung der während der Fermentation gebildeten Biomasse in einer Menge von O bis 100 Gew.-%; und d) Trocknung der gemäß b) und/oder c) erhaltenen Fermentationsbrühe, um das Tierfuttermittel-Additiv in der gewünschten Pulver- oder Granulatform zu erhalten.
Gegenstand der Erfindung sind ebenfalls die erstmalig aus obigen Mikroorganismen isolierten kodierenden metF-Sequenzen, die davon kodierten metF-Enzyme sowie die funktionalen Homologen dieser Polynukleotide bzw. Proteine.
Detaillierte Beschreibung der Erfindung
a) Allgemeine Begriffe
Als Proteine mit der Aktivität der Methylentetrahydrofolat-Reduktase werden solche Proteine beschrieben, die in der Lage sind 5,10-Methylenetetrahydrofolat (CH2-H(4)Folat) unter Oxi- dation des Cofaktors NADH oder NADPH zu 5-Methyltetrahydrofolat (CH3-H(4)Folat) zu re- duzieren.
Dem Fachmann sind weitere Details des metF Proteins bekannt: (Matthews RG. Sheppard C. Goulding C. European Journal of Pediatrics. 157 Suppl 2:S54-9, 1998, Trimmer EE. Ballou DP. Matthews RG. Biochemistry.40(21 ):6205-15, 2001). Der Fachmann kann die enzymatische Akti- vivtät von metF durch Enzymtests nachweisen, Vorschriften dafür können sein: Matthews, R.G., Methylenetetrahydrofolate reductasefrom pig liver. Methods in Enzymology. 122:372-81 , 1986.
Im Rahmen der vorliegenden Erfindung umfasst der Begriff „schwefelhaltige Feinchemikalie" jegliche chemische Verbindung, die wenigstens ein Schwefelatom kovalent gebunden enthält und durch ein erfindungsgemäßes Fermentationsverfahrens zugänglich ist. Nichtlimitierende Beispiele dafür sind Methionin, Homocystein, S-Adenosyl-Methionin, insbesondere Methionin, und S-Adenosyl-Methionin. Im Rahmen der vorliegenden Erfindung umfassen die Begriffe „L-Methionin", „Methionin", Ho- mocystein und S-Adenosylmethionin auch die korrespondierenden Salze, wie z. B. Methionin- Hydrochlorid oder Methionin-Sulfat.
"Polynukleotide" bezeichnet im allgemeinen Polyribonukleotide (RNA) und Polydeoxyribonukleo- tide (DNA), wobei es sich um nicht modifizierte RNA oder DNA oder modifizierte RNA oder DNA handeln kann.
Unter "Polypeptiden" versteht man erfindungsgemäß Peptide oder Proteine, die zwei oder mehr über Peptidbindungen verbundene Aminosäuren enthalten.
Der Begriff „Stoffwechselmetabolit" bezeichnet chemische Verbindungen, die im Stoffwechsel von Organismen als Zwischen- oder auch Endprodukte vorkommen und die neben ihrer Eigenschaft als chemische Bausteine auch modulierende Wirkung auf Enzyme und ihre katalytische Aktivität haben können. Dabei ist aus der Literatur bekannt, dass solche Stoffwechselmetabolite sowohl hemmend als auch stimulierend auf die Aktvität von Enzymen wirken können (Bioche- mistry, Stryer, Lubert, 1995 W. H. Freeman & Company, New York, New York.). In der Literatur ist auch beschrieben, dass es möglich ist durch Maßnahmen wie Mutation der genomischen DNA durch UV-Strahlung, ionisierender Strahlung oder mutagene Substanzen und nachfolgen- der Selektion auf bestimmte Phänotypen in Organismen solche Enzyme zu produzieren, in denen die Beeinflussung durch Stoffwechselmetabolite verändert wurde (Sahm H. Eggeling L. de Graaf AA. Biological Chemistry 381(9-10):899-910, 2000; Eikmanns BJ. Eggeling L. Sahm H. Antonie van Leeuwenhoek.64:145-63, 1993-94). Diese veränderten Eigenschaften können auch durch gezielte Maßnahmen erreicht werden. Dabei ist dem Fachmann bekannt, dass in Genen für Enzyme bestimmte Nukleotide derfürdas Protein kodierenden DNA gezielt verändert werden können, so dass das aus derexprimierten DNA-Sequenz resultierende Protein bestimmte neue Eigenschaften aufweist, so zum Beispiel, dass die modulierende Wirkung von Stoffwechselme- taboliten gegenüber dem nicht veränderten Protein verändert ist.
Enzyme können derart in ihrer Aktivität beeinflußt werden, dass es zu einer Verringerung der Reaktionsgeschwindigkeit, oder zu einer Veränderung der Affinität gegenüber dem Substrat o- der zu einer Änderung der Reaktionsgeschwindigkeiten kommt.
Die Begriffe "exprimieren" bzw. "Verstärkung" oder „Überexpression" beschreiben im Kontext der Erfindung die Produktion bzw. Erhöhung der intrazellulären Aktivität eines oder mehrerer Enzyme in einem Mikroorganismus, die durch die entsprechende DNA kodiert werden. Dazu kann man beispielsweise ein Gen in einen Organismus einbringen, ein vorhandenes Gen durch ein anderes Gen ersetzen, die Kopienzahl des Gens bzw. der Gene erhöhen, einen starken Promo- tor verwenden oder ein Gen verwenden, das für ein entsprechendes Enzym mit einer hohen Aktivität kodiert und man kann gegebenenfalls diese Maßnahmen kombinieren.
b) Erfindungsgemäße metF-Proteine
Erfindungsgemäß mit umfasst sind ebenfalls „funktionale Äquivalente" der konkret offenbarten metF-Enzyme aus Organismen obiger Liste I.
„Funktionale Äquivalente" oder Analoga der konkret offenbarten Polypeptide sind im Rahmen der vorliegenden Erfindung davon verschiedene Polypeptide, welche weiterhin die gewünschte biologische Aktivität, wie z.B. Substratspezifität, besitzen.
Unter "funktionalen Äquivalenten" versteht man erfindungsgemäß insbesondere Mutanten, welche in wenigstens einer der oben genannten Sequenzpositionen eine andere als die konkret genannte Aminosäure aufweisen aber trotzdem eine der oben genannten biologische Aktivitäten besitzen. "Funktionale Äquivalente" umfassen somit die durch eine oder mehrere Aminosäure- Additionen, -Substitutionen, -Deletionen und/oder -Inversionen erhältlichen Mutanten, wobei die genannten Veränderungen in jeglicher Sequenzposition auftreten können, solange sie zu einer Mutante mit dem erfindungsgemäßen Eigenschaftsprofil führen. Funktionale Äquivalenz ist ins- besondere auch dann gegeben, wenn die Reaktivitätsmuster zwischen Mutante und unverändertem Polypeptid qualitativ übereinstimmen, d.h. beispielsweise gleiche Substrate mit unterschiedlicher Geschwindigkeit umgesetzt werden.
"Funktionale Äquivalente" umfassen natürlich auch Polypeptide welche aus anderen Organis- men zugänglich sind, sowie natürlich vorkommende Varianten. Beispielsweise lassen sich durch Sequenzvergleich Bereiche homologer Sequenzregionen festlegen und in Anlehnung an die konkreten Vorgaben der Erfindung äquivalente Enzyme ermitteln.
„Funktionale Äquivalente" umfassen ebenfalls Fragmente, vorzugsweise einzelne Domänen o- der Sequenzmotive, der erfindungsgemäßen Polypeptide, welche z.B. die gewünschte biologische Funktion aufweisen.
„Funktionale Äquivalente" sind außerdem Fusionsproteine, welche ein der oben genannten Po- lypeptidsequenzen oder davon abgeleitete funktionale Äquivalente und wenigstens eine weitere, davon funktioneil verschiedene, heterologe Sequenz in funktioneller N- oder C-terminaler Verknüpfung (d.h. ohne gegenseitigen wesentliche funktionelle Beeinträchtigung der Fusionsproteinteile) aufweisen. Nichtlimitiernde Beispiele für derartige heterologe Sequenzen sind z.B. Sig- nalpeptide, Enzyme, Immunoglobuline, Oberflächenantigene, Rezeptoren oder Rezeptorliganden.
Erfindungsgemäß mit umfasste „funktionale Äquivalente" sind Homologe zu den konkret offen- harten Proteinen. Diese besitzen wenigstens 30%, oder etwa 40%, 50 %, vorzugsweise wenigstens etwa 60 %, 65%, 70%, oder 75% ins besondere wenigsten 85 %, wie z.B. 90%, 95% oder 99%, Homologie zu einer der konkret offenbarten Sequenzen, berechnet nach dem Algorithmus von Pearson und Lipman, Proc. Natl. Acad, Sei. (USA) 85(8), 1988, 2444-2448.
Homologe der erfindungsgemäßen Proteine oder Polypeptide können durch Mutagenese erzeugt werden, z.B. durch Punktmutation oder Verkürzung des Proteins. Der Begriff "Homolog", wie er hier verwendet wird, betrifft eine Variante Form des Proteins, die als Agonist o- der Antagonist der Protein-Aktivität wirkt.
Homologe des erfindungsgemäßen Proteine können durch Screening kombinatorischer Banken von Mutanten, wie z.B. Verkürzungsmutanten, identifiziert werden. Beispielsweise kann eine variegierte Bank von Protein-Varianten durch kombinatorische Mutagenese auf Nukleinsäure- ebene erzeugt werden, wie z.B. durch enzymatisches Ligieren eines Gemisches synthetischer Oligonukleotide. Es gibt eine Vielzahl von Verfahren, die zur Herstellung von Banken potentieller Homologer aus einer degenerierten Oiigonukleotidsequenz verwendet werden können. Die chemische Synthese einer degenerierten Gensequenz kann in einem DNA-Syntheseautomaten durchgeführt werden, und das synthetische Gen kann dann in einen geeigneten Expressionsvektor ligiert werden. Die Verwendung eines degenerierten Gensatzes ermöglicht die Bereitstellung sämtlicher Sequenzen in einem Gemisch, die den gewünschten Satz an potentiellen Prote- insequenzen codieren. Verfahren zur Synthese degenerierter Oligonukleotide sind dem Fachmann bekannt (Z.B. Narang, S.A. (1983) Tetrahedron 39:3; Itakura etal. (1984) Annu. Rev. Brachem. 53:323; Itakura et al., (1984) Science 198:1056; Ike et al. (1983) Nucleic Acids Res. 11:477).
Zusätzlich können Banken von Fragmenten des Protein-Codons verwendet werden, um eine variegierte Population von Protein-Fragmenten zum Screening und zur anschließenden Selektion von Homologen eines erfindungsgemäßen Proteins zu erzeugen. Bei einer Ausführungsform kann eine Bank von kodierenden Sequenzfragmenten durch Behandeln eines doppelsträngigen PCR-Fragmentes einer kodierenden Sequenz mit einer Nuklease unter Bedingungen, unter de- nen ein Nicking nur etwa einmal pro Molekül erfolgt, Denaturieren der doppelsträngigen DNA, Renaturieren der DNA unter Bildung doppelsträngiger DNA, die Sense-/Antisense-Paare von verschiedenen genickten Produkten umfassen kann, Entfernen einzelsträngiger Abschnitte aus neu gebildeten Duplices durch Behandlung mit S1-Nuclease und Ligieren der resultierenden Fragmentbank in einen Expressionsvektor erzeugt werden. Durch dieses Verfahren kann eine Expressionsbank hergeleitet werden, die N-terminale, C-terminale und interne Fragmente mit verschiedenen Größen des erfidungsgemäßen Proteins kodiert.
Im Stand der Technik sind mehrere Techniken zum Screening von Genprodukten kombinatorischer Banken, die durch Punktmutationen oder Verkürzung hergestellt worden sind, und zum Screening von cDNA-Banken auf Genprodukte mit einer ausgewählten Eigenschaft bekannt. Diese Techniken lassen sich an das schnelle Screening der Genbanken anpassen, die durch kombinatorische Mutagenese erfindungsgemäßer Homologer erzeugt worden sind. Die am häu- figsten verwendeten Techniken zum Screening großer Genbanken, die einer Analyse mit hohem Durchsatz unterliegen, umfassen das Klonieren der Genbank in replizierbare Expressionsvektoren, Transformieren der geeigneten Zellen mit der resultierenden Vektorenbank und Exprimieren der kombinatorischen Gene unter Bedingungen, unter denen der Nachweis der gewünschten Aktivität die Isolation des Vektors, der das Gen codiert, dessen Produkt nachgewiesen wurde, erleichtert. Recursive-Ensemble-Mutagenese (REM), eine Technik, die die Häufigkeit funktionel- ler Mutanten in den Banken vergrößert, kann in Kombination mit den Screeningtests verwendet werden, um Homologe zu identifizieren (Arkin und Yourvan (1992) PNAS 89:7811-7815; Delgra- ve et al. (1993) Protein Engineering 6(3):327-331
c) Erfindungsgemäße Polynukleotide
Gegenstand der Erfindung sind ebenso Nukleinsäuresequenzen (einzel- und doppelsträngige DNA- und RNA-Sequenzen, wie z.B. cDNA und mRNA), kodierend für eines der obigen metF- Enzyme und deren funktionalen Äquivalenten, welche z.B. auch unter Verwendung künstlicher Nukleotidanaloga zugänglich sind.
Die Erfindung betrifft sowohl isolierte Nukleinsäuremoleküle, welche fürerfindungsgemäße Polypeptide bzw. Proteine oder biologisch aktive Abschnitte davon kodieren, sowie Nukleinsäure- fragmente, die z.B. zur Verwendung als Hybridisierungssonden oder Primer zur Identifizierung oder Amplifizierung von erfindungsgemäßer kodierenden Nukleinsäuren verwendet werden können.
Die erfindungsgemäßen Nukleinsäuremoleküle können zudem untranslatierte Sequenzen vom 3'- und/oder 5'-Ende des kodierenden Genbereichs enthalten
Ein "isoliertes" Nukleinsäuremolekül wird von anderen Nukleinsäuremolekülen abgetrennt, die in der natürlichen Quelle der Nukleinsäure zugegen sind und kann überdies im wesentlichen frei von anderem zellulären Material oder Kulturmedium sein, wenn es durch rekombinante Techni- ken hergestellt wird, oder frei von chemischen Vorstufen oder anderen Chemikalien sein, wenn es chemisch synthetisiert wird.
Die Erfindung umfasst weiterhin die zu den konkret beschriebenen Nukleotidsequenzen kom- plementären Nukleinsäuremoleküle oder einen Abschnitt davon.
Die erlϊndungsgemäß Nukleotidsequenzen ermöglichen die Erzeugung von Sonden und Primern, die zur Identifizierung und/oder Klonierung von homologer Sequenzen in anderen Zelltypen und Organismen verwendbar sind. Solche Sonden bzw. Primer umfassen gewöhnlich einen Nukleotidsequenzbereich, der unter stringenten Bedingungen an mindestens etwa 12, vorzugsweise mindestens etwa 25, wie z.B. etwa 40, 50 oder 75 aufeinanderfolgende Nukleotide eines Sense-Stranges einer erfindungsgemäßen Nukleinsäuresequenz oder eines entsprechenden Antisense-Stranges hybridisiert.
Weitere erfindungsgemäße Nukleinsäuresequenzen sind abgeleitet von SEQ ID NO:1 , 3, 5, 7, 9, 11 , 13, 15, 17, 19, 21 , 23, 25, 27, 29, 31 , 33, 35, 37, 39, 41 , 43, 45, 47, 49, 51 oder 53 und unterscheiden sich davon durch Addition, Substitution, Insertion oder Deletion einzelner oder mehrerer Nukleotide, kodieren aber weiterhin für Polypeptide mit dem gewünschten Eigenschaftspro- fil. Dies können Polynukleotide sein, die zu obigen Sequenzen in mindestens etwa 50%, 55%, 60%, 65%, 70%, 80% oder 90%, vorzugsweise in mindestens etwa 95%, 96%, 97%, 98% oder 99% der Sequenzpositionen identisch sind.
Erfindungsgemäß umfasst sind auch solche Nukleinsäuresequenzen, die sogenannte stumme Mutationen umfassen oder entsprechend der Codon-Nutzung eins speziellen Ursprungs- oder Wirtsorganismus, im Vergleich zu einer konkret genannten Sequenz verändert sind, ebenso wie natürlich vorkommende Varianten, wie z.B. Spleißvarianten oder Allelvarianten, davon. Gegenstand sind ebenso durch konservative Nukleotidsubstutionen (d.h. die betreffende Aminosäure wird durch eine Aminosäure gleicher Ladung, Größe, Polarität und/oder Löslichkeit ersetzt) erhältliche Sequenzen.
Gegenstand der Erfindung sind auch die durch Sequenzpolymorphismen von den konkret offenbarten Nukleinsäuren abgeleiteten Moleküle. Diese genetischen Polymorphismen können zwischen Individuen innerhalb einer Population aufgrund der natürlichen Variation existieren. Diese natürlichen Variationen bewirken üblicherweise eine Varianz von 1 bis 5 % in der Nukleotidse- quenz eines Gens.
Weiterhin umfasst die Erfindung auch Nukleinsäuresequenzen, welchen mit oben genannten kodierenden Sequenzen hybridisieren oder dazu komplementär sind. Diese Polynukleotide las- sen sich bei Durchmusterung von genomischen oder cDNA-Banken auffinden und gegebenenfalls daraus mit geeigneten Primern mittels PCR vermehren und anschließend beispielsweise mit geeigneten Sonden isolieren. Eine weitere Möglichkeit bietet die Transformation geeigneter Mikroorganismen mit erfindungsgemäßen Polynukleotiden oder Vektoren, die Vermehrung der Mikroorganismen und damit der Polynukleotide und deren anschließende Isolierung. Darüber hinaus können erfindungsgemäße Polynukleotide auch auf chemischem Wege synthetisiert werden.
Unter der Eigenschaft, an Polynukleotide „hybridisieren" zu können, versteht man die Fähigkeit eines Poly- oder Oligonukleotids unter stringenten Bedingungen an eine nahezu komplementäre Sequenz zu binden, während unter diesen Bedingungen unspezifische Bindungen zwischen nicht-komplementären Partnern unterbleiben. Dazu sollten die Sequenzen zu 70-100%, vorzugsweise zu 90-100%, komplementär sein. Die Eigenschaft komplementärer Sequenzen, spezifisch aneinander binden zu können, macht man sich beispielsweise in der Northern- oder Sou- thern-Blot-Technik oder bei der Primerbindung in PCR oder RT-PCR zunutze. Üblicherweise werden dazu Oligonukleotide ab einer Länge von 30 Basenpaaren eingesetzt. Unterstringenten Bedingungen versteht man beispielsweise in der Northern-Blot-Technik die Verwendung einer 50 - 70 °C, vorzugsweise 60 - 65 °C warmen Waschlösung, beispielsweise 0,1 x SSC-Puffer mit 0,1 % SDS (20x SSC: 3M NaCI, 0,3M Na-Citrat, pH 7,0) zur Elution unspezifisch hybridisierter cDNA-Sonden oder Oligonukleotide. Dabei bleiben, wie oben erwähnt, nur in hohem Maße komplementäre Nukleinsäuren aneinander gebunden. Die Einstellung stringenter Bedingungen ist dem Fachmann bekannt und ist z:B. in Ausubel et al., Current Protocols in Molecular Biology, John Wiley & Sons, N.Y. (1989), 6.3.1-6.3.6. beschrieben.
c) Isolierung der kodierenden metF-Gene
Die für das Enzym Methylentetrahydrofolat Reduktase kodierenden metF-Gene aus den Organismen obiger Liste I sind in an sich bekannter Weise isolierbar.
Zur Isolierung der metF-Gene oder auch anderer Gene der Organismen aus obiger Liste I wird zunächst eine Genbank dieses Organsimus in Escherichia coli (E. coli) angelegt. Das Anlegen von Genbanken ist in allgemein bekannten Lehrbüchern und Handbüchern ausführlich beschrieben. Als Beispiel seien das Lehrbuch von Winnacker: Gene und Klone, Eine Einführung in die Gentechnologie (Verlag Chemie, Weinheim, Deutschland, 1990), oder das Handbuch von Sambrook et al.: Molecular Cloning, A Laboratory Manual (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989) genannt. Eine sehr bekannte Genbank ist die des E. coli K-12 Stammes W3110, die von Kohara et al. (CellδO, 495-508 (198)) in λ-Vektoren angelegt wurde. Zur Herstellung einer Genbank von Organismen der Liste I in E. coli können Cosmide, wie der CosmidvektorSuperCos I (Wahl et al., 1987, Proceedings ofthe National Academyof Sciences USA, 84: 2160-2164), aber auch Plasmide, wie pBR322 (BoliVal; Life Sciences, 25, 807-818 (1979)) oder pUC9 (Vieira et al., 1982, Gene, 19: 259-268), verwendet werden. Als Wirte eignen sich besonders solche E. coli Stämme, die restriktions- und rekombinationsdefekt sind. Ein Beispiel hierfür ist der Stamm DHδαmcr, der von Grant et al. (Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 87 (1990) 4645-4649) beschrieben wurde. Die mit Hilfe von Cosmiden klonier- ten langen DNA-Fragmente können anschließend wiederum in gängige, für die Sequenzierung geeignete Vektoren subkloniert und anschließend sequenziert werden, so wie es z. B. bei San- ger et al. (proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 74: 5463-5467, 1977) beschrieben ist.
Die erhaltenen DNA-Sequenzen können dann mit bekannten Algorithmen bzw. Sequenzanalyse- Programmen, wie z. B. dem von Staden (Nucleic Acids Research 14,217-232(1986)), dem von Marck (Nucleic Acids Research 16, 1829-1836 (1988)) oder dem GCG-Programm von Butler (Methods ofBiochemical Analysis 39, 74-97 (1998)), untersucht werden.
Die für die metF-Gene kodierenden DNA-Sequenzen von Organismen gemäß obiger Liste I wurden gefunden. Insbesondere wurden DNA-Sequenzen gemäß SEQ ID NO:1 , 3, 5, 7, 9, 11 , 13, 15, 17, 19, 21 , 23, 25, 27, 29, 31 , 33, 35, 37, 39, 41 , 43, 45, 47, 49, 51 und 53 gefunden. Weiterhin wurde aus diesen vorliegenden DNA-Sequenzen mit den oben beschriebenen Methoden die Aminosäuresequenzen der entsprechenden Proteine abgeleitet. Durch SEQ ID NO:2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24, 26, 28, 30, 32, 34, 36, 38, 40, 42, 44, 46, 48, 50, 52 und 54 sind die sich ergebenden Aminosäuresequenzen der metF-Genprodukte dargestellt.
Kodierende DNA-Sequenzen, die sich aus den Sequenzen gemäß SEQ ID NO:1 , 3, 5, 7, 9, 11 , 13, 15, 17, 19, 21 , 23, 25, 27, 29, 31 , 33, 35, 37, 39, 41, 43, 45, 47, 49, 51 und 53 durch die Degeneration des genetischen Kodes ergeben, sind ebenfalls Gegenstand der Erfindung. In gleicherweise sind DNA-Sequenzen, die mit diesen Sequenzen oder davon abgeleiteten Sequenz- teilen hybridisieren, Gegenstand der Erfindung.
Anleitungen zur Identifizierung von DNA-Sequenzen mittels Hybridisierung findet der Fachmann unter anderem im Handbuch "The DIG System Users Guide für Filter Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH (Mannheim, Deutschland, 1993) und bei Liebl etal. (International Journal of Systematic Bacteriology (1991 ) 41 : 255-260). Anleitungen zur Amplifikation von DNA- Sequenzen mit Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) findet der Fachmann unter anderem im Handbuch von Gait: Oligonukleotide synthesis: A Practical Approach (IRL Press, Ox- ford, UK, 1984) und bei Newton und Graham: PCR (Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg, Deutschland, 1994).
Weiterhin ist bekannt, dass Änderungen am N- und/oder C- Terminus eines Proteins dessen Funktion nicht wesentlich beeinträchtigen oder sogar stabilisieren können. Angaben hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Ben-Bassat et al. (Journal of Bacteriology 169: 751-757 (1987)), bei O'Regan et al. (Gene 77: 237-251 (1989), bei Sahin-Toth etal. (Protein Sciences 3: 240-247 (1994)), bei Hochuli et al. (Biontechnology 6: 1321-1325 (1988)) und in bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie.
Aminosäuresequenzen, die sich in entsprechenderweise aus den SEQ ID NO:2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24, 26, 28, 30, 32, 34, 36, 38, 40, 42, 44, 46, 48, 50, 52 und 54 ergeben, sind ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
d) Erfindungsgemäß verwendete Wirtszellen
Weitere Gegenstände der Erfindung betreffen als Wirtszelle dienende Mikroorgansismen, insbesondere coryneforme Bakterien, die einen Vektor, insbesondere Pendelvektor oder Plasmidvek- tor, der wenigstens ein metF-Gen gerfindungsgemäßer Definition trägt, enthalten oder in denen ein erfindungsgemäßes metF-Gen exprimiert bzw. verstärkt ist.
Diese Mikroorganismen können schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, aus Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke, Cellulose oder aus Gly- cerin und Ethanol herstellen. Vorzugsweise sind dies coryneforme Bakterien, insbesondere der Gattung Corynebacterium. Aus der Gattung Corynebacterium ist insbesondere die Art Corynebacterium glutamicum zu nennen, die in der Fachwelt für ihre Fähigkeit bekannt ist, L- Aminosäuren zu produzieren.
Als Beispiele für geeignete Stämme coryneformer Bakterien sind solche der Gattung Corynebac- terium, insbesondere der Art Corynebacterium glutamicum (C. glutamicum), wie
Corynebacterium glutamicum ATCC 13032,
Corynebacterium acetoglutamicum ATCC 15806,
Corynebacterium acetoacidophilum ATCC 13870,
Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539, Corynebacterium melassecola ATCC 17965
oder der Gattung Brevibacterium, wie Brevibacterium flavum ATCC 14067 Brevibacterium lactofermentum ATCC 13869 und Brevibacterium divaricatum ATCC 14020 zu nennen; oder davon abgeleitete Stämme, wie Corynebacterium glutamicum KFCC10065 Corynebacterium glutamicum ATCC21608
welche ebenfalls die gewünschte Feinchemikalie oder deren Vorstufe(n) produzieren. Mit der Abkürzung KFCC ist die Korean Federation of Culture Collection gemeint, mitderAbkür- zung ATCC die American type strain culture collection, mit der Abkürzung FERM BP die Sammlung des National institute of Bioscience and Human-Technology, Agency of Industrial Science and Technology, Japan bezeichnet.
e) Durchführung der erfindungsgemäßen Fermentation
Erfindungsgemäß wurde festgestellt, dass coryneforme Bakterien nach Überexpression eines metF-Gens aus Organismen der Liste I in vorteilhafter Weise schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, produzieren.
Zur Erzielung einer Überexpression kann der Fachmann unterschiedliche Maßnahmen einzeln oder in Kombination ergreifen. So kann die Kopienzahl der entsprechenden Gene erhöht werden, öderes kann die Promotor- und Regulationsregion oder die Ribosomenbindungsstelle, die sich stromaufwärts des Strukturgens befindet, mutiert werden. In gleicherweise wirken Expres- sionskassetten, die stromaufwärts des Strukturgens eingebaut werden. Durch induzierbare Promotoren ist es zusätzlich möglich, die Expression im Verlaufe der fermentativen L-Methionin- Produktion zu steigern. Durch Maßnahmen zur Verlängerung der Lebensdauer der mRNA wird ebenfalls die Expression verbessert. Weiterhin wird durch Verhinderung des Abbaus des Enzymproteins ebenfalls die Enzymaktivität verstärkt. Die Gene oder Genkonstrukte können ent- weder in Plasmiden mit unterschiedlicher Kopienzahl vorliegen oder im Chromosom integriert und amplifiziert sein. Alternativ kann weiterhin eine Überexpression der betreffenden Gene durch Veränderung der Medienzusammensetzung und Kulturführung erreicht werden.
Anleitungen hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Martin et al. (Biontechnology 5, 137- 146 (1987)), bei Guerrero et al. (Gene 138, 35-41 (1994)), Tsuchiya und Morinaga (Bio/Technology 6, 428-430 (1988)), bei Eikmanns etal. (Gene 102, 93-98 (1991)), in der Europäischen Patentschrift 0472869, im US Patent 4,601 ,893, bei Schwarzer und Pühler (Biotechno- logy 9, 84-87 (1991), bei Remscheid etal. (Applied and Environmental Microbiology 60,126-132 (1994), bei LaBarre et al. (Journal of Bacteriology 175, 1001-1007 (1993)), in der Patentanmeldung WO 96/15246, bei Malumbres etal. (Gene 134, 15-24 (1993)), in der japanischen Offenle- gungsschrift JP-A-10-229891 , bei Jensen und Hammer (Biotechnology and Bioengineering 58,.191 -195 (1998)), bei Makrides (Microbiological Reviews 60 : 512-538 (1996) und in bekann- ten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie.
Gegenstand der Erfindung sind deshalb auch Expressionskonstrukte, enthaltend unter der genetischen Kontrolle regulativer Nukleinsäuresequenzen eine für ein eriϊndungsgemäßes Poly- peptid kodierende Nukleinsäuresequenz; sowie Vektoren, umfassend wenigstens eines dieser Expressionskonstrukte. Vorzugsweise umfassen solche erfindungsgemäßen Konstrukte 5'- stromaufwärts von der jeweiligen kodierenden Sequenz einen Promotor und 3'-stromabwärts eine Terminatorsequenz sowie gegebenenfalls weitere übliche regulative Elemente, und zwar jeweils operativ verknüpft mit der kodierenden Sequenz. Unter einer „operativen Verknüpfung" versteht man die sequentielle Anordnung von Promotor, kodierender Sequenz, Terminator und gegebenenfalls weiterer regulativer Elemente derart, dass jedes der regulativen Elemente seine Funktion bei der Expression der kodierenden Sequenz bestimmungsgemäß erfüllen kann. Beispiele für operativ verknüpfbare Sequenzen sind Aktivrieungssequenzen sowie Enhancer und dergleichen. Weitere regulative Elemente umfassen selektierbare Marker, Amplifikationssignale, Replikationsursprünge und dergleichen. Geeignete regulatorische Sequenzen sind z.B. be- schrieben in Goeddel, Gene Expression Technology: Methods in Enzymology 185, Academic Press, San Diego, CA (1990).
Zusätzlich zu den artifiziellen Regulationssequenzen kann die natürliche Regulationssequenz vor dem eigentlichen Strukturgen noch vorhanden sein. Durch genetische Veränderung kann diese natürliche Regulation gegebenenfalls ausgeschaltet und die Expression der Gene erhöht oder erniedrigt werden. Das Genkonstrukt kann aber auch einfacher aufgebaut sein, das heißt es werden keine zusätzlichen Regulationssignale vor das Strukturgen insertiert und der natürliche Promotor mit seiner Regulation wird nicht entfernt. Statt dessen wird die natürliche Regulationssequenz so mutiert, dass keine Regulation mehr erfolgt und die Genexpression gesteigert oder verringert wird. Die Nukleinsäuresequenzen können in einer oder mehreren Kopien im Genkonstrukt enthalten sein.
Beispiele für brauchbare Promotoren sind: die Promotoren, ddh, amy, lysC, dapA, lysA aus Corynebacterium glutamicum, aber auch gram-positiven Promotoren SPO2 wie sie in Bacillus Sub- tilis and Its Closest Relatives, Sonenshein, Abraham L.,Hoch, James A., Losick, Richard; ASM Press, District of Columbia, Washington und Patek M. Eikmanns BJ. Patek J. Sahm H. Microbio- logy. 142 1297-309, 1996 beschrieben sind, oder aber auch cos-, tac-, trp-, tet-, trp-tet-, Ipp-, lac- , Ipp-lac-, laclq-, T7-, T5-, T3-, gal-, trc-, ara-, SP6-, λ-PR- oder im λ-PL-Promotor, die vorteil- hafterweise in gram-negativen Bakterien Anwendung finden. Bevorzugt ist auch die Verwendung induzierbarer Promotoren, wie z.B. licht- und insbesondere temperaturinduztierbarer Promotoren, wie der PrPrPromotor. Prinzipiell können alle natürlichen Promotoren mit ihren Regulationssequenzen verwendet werden. Darüber hinaus können auch synthetische Promotoren vor- teilhaft verwendet werden.
Die genannten regulatorischen Sequenzen sollen die gezielte Expression der Nukleinsäuresequenzen ermöglichen. Dies kann beispielsweise je nach Wirtsorganismus bedeuten, dass das Gen erst nach Induktion exprimiert oder überexprimiert wird, oder dass es sofort exprimiert und/oder überexprimiert wird.
Die regulatorischen Sequenzen bzw. Faktoren können dabei vorzugsweise die Expression positiv beeinflussen und dadurch erhöhen oder erniedrigen. So kann eine Verstärkung der regulatorischen Elemente vorteilhafterweise auf der Transkriptionsebene erfolgen, indem starke Transkriptionssignale wie Promotoren und/oder "Enhancer" verwendet werden. Daneben ist aber auch eine Verstärkung der Translation möglich, indem beispielsweise die Stabilität der mRNA verbessert wird.
Die Herstellung einer Expressionskassette erfolgt durch Fusion eines geeigneten Promotors, einer geeigneten Shine-Dalgarnow-Sequenz mit einer metF-Nukleotidsequenz sowie einem geeigneten Terminationssignal. Dazu verwendet man gängige Rekombinations- und Klonie- rungstechniken, wie sie beispielsweise in Current Protocols in Molecular Biology, 1993, John Wiley & Sons, Incorporated, New York New York, PCR Methods, Gelfand, David H., Innis, Michael A., Sninsky, John J. 1999, Academic Press, Incorporated, California, San Diego, ., PCR Cloning Protocols, Methods in Molecular Biology Ser., Vol. 192, 2nd ed., Humana Press, New Jersey, Totowa. T. Maniatis, E.F. Fritsch und J. Sambrook, Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, NY (1989) sowie in T.J. Silhavy, M.L. Berman und L.W. Enquist, Experiments with Gene Fusions, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, NY (1984) und in Ausubel, F.M. et al., Current Protocols in Molecular Biolo- gy, Greene Publishing Assoc. and Wiley Interscience (1987) beschrieben sind.
Das rekombinante Nukleinsäurekonstrukt bzw. Genkonstrukt wird zur Expression in einem geeigneten Wirtsorganismus vorteilhafterweise in einen wirtsspezifischen Vektor insertiert, dereine optimale Expression der Gene im Wirt ermöglicht. Vektoren sind dem Fachmann wohl bekannt und können beispielsweise aus "Cloning Vectors" (Pouwels P. H. et al., Hrsg, Elsevier, Amster- dam-New York-Oxford, 1985) entnommen werden. Unter Vektoren sind außer Plasmiden auch alle anderen dem Fachmann bekannten Vektoren, wie beispielsweise Phagen, Transposons, IS- Elemente, Phasmide, Cosmide, und lineare oder zirkuläre DNA zu verstehen. Diese Vektoren können autonom im Wirtsorganismus repliziert oder chromosomal repliziert werden.
Zur Verstärkung wurden erfindungsgemäße metF-Gene beispielhaft mit Hilfe von episomalen Plasmiden überexprimiert. Als Plasmide eignen sich solche, die in coryneformen Bakterien repli- ziert werden. Zahlreiche bekannte Plasmidvektoren, wie z. B. pZ1 (Menkel et al., Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549-554), pEKExl (Eikmanns et al., Gene 102: 93-98 (1991)) oder pHS2-1 (Sonnen et al., Gene 107: 69-74 (1991)) beruhen auf den kryptischen Plasmiden pHM1519, pBL1 oder pGA1. Andere Plasmidvektoren, wie z. B. pCLiK5MCS, oder solche, die auf pCG4 (US-A 4,489,160) oder pNG2 (Serwold-Davis et al., FEMS Microbiology Letters 66, 119-124 (1990)) oder pAG1 (US-A 5,158,891) beruhen, können in gleicher weise verwendet werden.
Weiterhin eignen sich auch solche Plasmidvektoren mit Hilfe derer man das Verfahren der Ge- namplifikation durch Integration in das Chromosom anwenden kann, so wie es beispielsweise von Remscheid et al. (Applied and Environmental Microbiology 60,126-132 (1994)) zur Duplikation bzw. Amplifikation des hom-thrB-Operons beschrieben wurde. Bei dieser Methode wird das vollständige Gen in einen Plasmidvektor kloniert, der in einem Wirt (typischerweise E. coli), nicht aber in C. glutamicum replizieren kann. Als Vektoren kommen beispielsweise pSUP301 (Simon et al., Bio/ Technology 1 ,784-791 (1983)), pK18mob oder pK19mob (Schäfer et al., Gene 145,69-73 (1994)), Bernard et al., Journal ofMolecular Biology, 234: 534-541 (1993)), pEM1 (Schrumpf etal. 1991 , Journal of Bacteriology 173: 4510-4516) oder pBGS8 (Spratt et al.,1986, Gene 41: 337-342) in Frage. Der Plasmidvektor, der das zu amplifizierende Gen enthält, wird anschließend durch Transformation in den gewünschten Stamm von C. glutamicum überführt. Methoden zur Transformation sind beispielsweise bei Thierbach etal. (Applied Microbiology and Biotechnology 29, 356-362 (1988)), Dunican und Shivnan (Biotechnology 7, 1067-1070 (1989)) und Tauch et al. (FEMS Microbiological Letters 123,343-347 (1994)) beschrieben.
Enzyme können durch Mutationen in den korrespondierenden Genen derart in ihrer Aktivität beeinflußt werden, dass es zu einer teilweisen oder vollständigen Verringerung der Reaktions- geschwindigkeit der enzymatischen Reaktion kommt. Beispiele für solche Mutationen sind dem Fachmann bekannt (Motoyama H. Yano H. Terasaki Y. Anazawa H. Applied & Environmental Microbiology. 67:3064-70, 2001 , Eikmanns BJ. Eggeling L. Sahm H. Antonie van Leeuwenhoek. 64:145-63, 1993-94.)
Zusätzlich kann es für die Produktion von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L- Methionin, vorteilhaft sein, neben einer Expression bzw. Verstärkung eines erfindungsgemäßen metF-Gen eines oder mehrere Enzyme des jeweiligen Biosyntheseweges, des Cystein- Stoffwechselwegs, der Aspartatsemialdehyd-Synthese, der Glykolyse, der Anaplerotik, des Pen- tose-Phosphat-Stoffwechsels, des Zitronensäure-Zyklus oder des Aminosäure-Exports zu verstärken.
So kann für die Herstellung von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, eines oder mehrere der folgenden Gene verstärkt sein:
- das für eine Aspartatkinase kodierende Gen lysC (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 281), -das für eine Aspartat-Semialdehyd Dehydrogenase kodierende Gen asd (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 282),
- das für die Glycerinaldehyd-3-Phosphat Dehydrogenase kodierende Gen gap (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6076-6086),
- das für die 3-Phosphoglycerat Kinase kodierende Gen pgk (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6076-6086),
- das für die Pyruvat Carboxylase kodierende Gen pyc (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6076-6086), - das für die Triosephosphat Isomerase kodierende Gen tpi (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6076-6086),
- das für die Homoserin O-Acetyltransferase kodierende Gen metA (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 725),
- das für die Cystahionin-gamma-Synthase kodierende Gen metB (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3491),
- das für die Cystahionin-gamma-Lyase kodierende Gen metC (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3061),
- das für die Serin-Hydroxymethyltransferase kodierende Gen glyA (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 1110), - das für die O-Acetylhomoserin-Sulfhydrylase kodierende Gen metY (EP 1 108 790 A2; DNA- SEQ NO. 726),
- das für die Methionin Synthase kodierende Gen metH (EP 1 108 790 A2),
- das für die Phosphoserin-Aminotransferase kodierende Gen serC (EP 1 108 790 A2; DNA- SEQ NO. 928) - eines für die Phosphoserin-Phosphatase kodierende Gen serB (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 334, DNA-SEQ NO. 467, DNA-SEQ NO. 2767)
- das für die Serine Acetyl-Transferase kodierende Gen cysE (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 2818)
- das für eine Homoserin-Dehydrogenase kodierende Gen hom (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 1306)
So kann für die Herstellung von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, in coryneformen Bakterien, vorteilhaft sein, gleichzeitig wenigstens eines der nachfolgenden Gene zu mutieren, so dass die korrespondierenden Proteine, verglichen mit nicht mutierten Proteinen, in geringerem Maße oder nicht durch einen Stoffwechselmetaboliten in ihrer Aktivität beeinflusst werden:
- das für eine Aspartatkinase kodierende Gen lysC (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 281 ),
- das für die Pyruvat Carboxylase kodierende Gen pyc (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6076-6086),
- das für die Homoserin O-Acetyltransferase kodierende Gen metA (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 725), - das für die Cystahionin-gamma-Synthase kodierende Gen metB (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3491),
- das für die Cystahionin-gamma-Lyase kodierende Gen metC (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3061),
- das für die Serin-Hydroxymethyltransferase kodierende Gen glyA (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 1110),
- das für die O-Acetylhomoserin-Sulfhydrylase kodierende Gen metY (EP 1 108 790 A2; DNA- SEQ NO. 726),
- das für die Methionin Synthase kodierende Gen metH (EP 1 108 790 A2),
- das für die Phosphoserin-Aminotransferase kodierende Gen serC (EP 1 108 790 A2; DNA- SEQ NO. 928)
- eines für die Phosphoserin-Phosphatase kodierende Gen serB (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 334, DNA-SEQ NO. 467, DNA-SEQ NO. 2767)
- das für die Serine Acetyl-Transferase kodierende Gen cysE (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 2818) - das für eine Homoserin-Dehydrogenase kodierende Gen hom (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 1306)
Weiterhin kann es für die Produktion von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L- Methionin, vorteilhaft sein, zusätzlich zur Expression bzw. Verstärkung eines der erfindungsge- mäßen metF-Gene eines oder mehrere der folgenden Gene abzuschwächen, insbesondere deren Expression zu verringern, oder auszuschalten:
- das für die Homoserine-Kinase kodierende Gen thrB (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3453)
- das für die Threonin Dehydratase kodierende Gen ilvA (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 2328)
- das für die Threonin Synthase kodierende Gen thrC (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3486)
- das für die Meso-Diaminopimelat D-Dehydrogenase kodierende Gen ddh (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 3494) - das für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierende Gen pck (EP 1 108790 A2; DNA- SEQ NO. 3157)
- das für die Glucose-6-Phosphat-6-lsomerase kodierende. Gen pgi (EP 1 108 790 A2; DNA- SEQ NO. 950) - das für die Pyruvat-Oxidase kodierende Gen poxB (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 2873)
- das für die Dihydrodipicolinat Synthase kodiernde Gen dapA(EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3476)
- das für die Dihydrodipicolinat Reduktase kodiernde Gen dapB (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 3477) - das für die Diaminopicolinat Decarboxylase kodiernde Gen lysA (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3451)
Weiterhin kann es für die Produktion von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L- Methionin, vorteilhaft sein, zusätzlich zur Expression bzw. Verstärkung eines der erfindungsge- mäßen metF-Gene in coryneformen Bakterien gleichzeitig wenigstens eines derfolgenden Gene so zu mutieren, dass die enzymatische Aktivität des korrespondierenden Proteins teilweise oder vollständig verringert wird:
- das für die Homoserine-Kinase kodierende Gen thrB (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO.3453) - das für die Threonin Dehydratase kodierende Gen ilvA (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 2328)
- das für die Threonin Synthase kodierende Gen thrC (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3486)
- das für die Meso-Diaminopimelat D-Dehydrogenase kodierende Gen ddh (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 3494) - das für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierende Gen pck (EP 1 108790 A2; DNA- SEQ NO. 3157)
- das für die Glucose-6-Phosphat-6-lsomerase kodierende Gen pgi (EP 1 108 790 A2; DNA- SEQ NO. 950)
- das für die Pyruvat-Oxidase kodierende Gen poxB (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 2873) - das für die Dihydrodipicolinat Synthase kodiernde Gen dapA(EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO.
3476)
- das für die Dihydrodipicolinat Reduktase kodiernde Gen dapB (EP 1 108 790 A2; DNA-SEQ NO. 3477)
- das für die Diaminopicolinat Decarboxylase kodiernde Gen lysA (EP 1 108790 A2; DNA-SEQ NO. 3451)
Weiterhin kann es für die Produktion von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L- Methionin, vorteilhaft sein, neben der Expression bzw. Verstärkung eines erfindungsgemäßen metF-Gens unerwünschte Nebenreaktionen auszuschalten (Nakayama: "Breeding of Amino Acid Producing Microorganisms", in: Overproduction of Microbial Products, Krumphanzl, Sikyta, Va- nek (eds.), Academic Press, London, UK, 1982).
Die erfindungsgemäß hergestellten Mikroorganismen können kontinuierlich oder diskontinuierlich im batch- Verfahren (Satzkultivierung) oder im fed batch (Zulaufverfahren) oder repeated fed batch Verfahren (repetitives Zulaufverfahren) zur Produktion von schwefelhaltige Feinchemikalien, insbesondere L-Methionin, kultiviert werden. Eine Zusammenfassung über bekannte Kultivierungsmethoden ist im Lehrbuch von Chmiel (Bioprozeßtechnik 1. Einführung in die Bioverfah- renstechnik (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991 )) oder im Lehrbuch von Storhas (Bioreaktoren und periphere Einrichtungen (Vieweg Verlag, BraunschweigΛΛ/iesbaden, 1994)) zu finden.
Das zu verwendende Kulturmedium hat in geeigneter Weise den Ansprüchen der jeweiligen Stämme zu genügen. Beschreibungen von Kulturmedien verschiedener Mikroorganismen sind im Handbuch "Manual of Methods für General Bacteriology" der American Society für Bacteriology (Washington D. C, USA, 1981) enthalten.
Diese erfindungsgemäß einsetzbaren Medien umfassen gewöhnlich eine oder mehrerenKoh- lenstoffquellen, Stickstoffquellen, anorganische Salze, Vitamine und/oder Spurenelemente.
Bevorzugte Kohlenstoffquellen sind Zucker, wie Mono-, Di- oder Polysaccharide. Sehr gute Kohlenstoffquellen sind beispielsweise Glucose, Fructose, Mannose, Galactose, Ribose, Sorbose, Ribulose, Lactose, Maltose, Saccharose, Raffinose, Stärke oder Cellulose. Man kann Zucker auch über komplexe Verbindungen, wie Melassen, oder andere Nebenprodukte der Zucker- Raffinierung zu den Medien geben. Es kann auch vorteilhaft sein, Gemische verschiedener Kohlenstoffquellen zuzugeben. Andere mögliche Kohlenstoffquellen sind Öle und Fette wie z. B. Sojaöl. Sonnenblumenöl. Erdnußöl und Kokosfett, Fettsäuren wie z. B. Palmitinsäure, Stearinsäure oder Linolsäure, Alkohole wie z. B. Glycerin, Methanol oder Ethanol und organische Säuren wie z. B. Essigsäure oder Milchsäure.
Stickstoffquellen sind gewöhnlich organische oder anorganische Stickstoffverbindungen oder Materialien, die diese Verbindungen enthalten. Beispielhafte Stickstoffquellen umfassen Ammoniak-Gas oder Ammoniumsalze, wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat oder Ammoniumnitrat, Nitrate, Harnstoff, Aminosäuren oder komplexe Stickstoffquellen, wie Maisquellwasser, Sojamehl, Sojaprotein, Hefeextrakt, Fleischextrakt und andere. Die Stickstoffquellen können einzeln oder als Mischung verwendet werden.
Anorganische Salzverbindungen, die in den Medien enthalten sein können, umfassen die Chlo- rid-, Phosphor- oder Sulfatsalze von Calcium, Magnesium, Natrium, Kobalt, Molybdän, Kalium, Mangan, Zink, Kupfer und Eisen
Als Schwefelquelle für die Herstellung von schwefelhaltigen Feinchemikalien, insbesondere von Methionin, können anorganische schwefelhaltige Verbindungen wie beispielsweise Sulfate, Sulfite, Dithionite, Tetrathionate, Thiosulfate, Sulfide aber auch organische Schwefelverbindungen, wie Mercaptane und Thiole, verwendet werden.
Als Phosphorquelle können Phosphorsäure, Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydro- genphosphat oder die entsprechenden Natrium haltigen Salze verwendet werden.
Chelatbildner können zum Medium gegeben werden, um die Metallionen in Lösung zu halten. Besonders geeignete Chelatbildner umfassen Dihydroxyphenole, wie Catechol oder Protocate- chuat, oder organische Säuren, wie Citronensäure.
Die erfindungsgemäß eingesetzten Fermentationsmedien enthalten üblicherweise auch andere Wachstumsfaktoren, wie Vitamine oder Wachstumsförderer, zu denen beispielsweise Biotin, Riboflavin, Thiamin, Folsäure, Nikotinsäure, Panthothenat und Pyridoxin gehören. Wachstumsfaktoren und Salze stammen häufig von komplexen Medienkomponenten, wie Hefeextrakt, Me- lassen, Maisquellwasser und dergleichen. Dem Kulturmedium können überdies geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die genaue Zusammensetzung der Medienverbindungen hängt stark vom jeweiligen Experiment ab und wird für jeden spezifischen Fall individuell entschieden. Information über die Medienoptimierung ist erhältlich aus dem Lehrbuch "Applied Microbiol. Physi- ology, A Practical Approach" (Hrsg. P.M. Rhodes, P.F. Stanbury, IRL Press (1997) S. 53-73, ISBN 0 199635773). Wachstumsmedien lassen sich auch von kommerziellen Anbietern beziehen, wie Standard 1 (Merck) oder BHI (Brain heart infusion, DIFCO) und dergleichen.
Sämtliche Medienkomponenten werden, entweder durch Hitze (20 min bei 1,5 bar und 121°C) oder durch Sterilfiltration, sterilisiert. Die Komponenten können entweder zusammen odernöti- genfalls getrennt sterilisiert werden. Sämtliche Medienkomponenten können zu Beginn der Anzucht zugegen sein oder wahlfrei kontinuierlich oder chargenweise hinzugegeben werden.
Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise zwischen 15°C und 45°C, vorzugsweise bei 25°C bis 40°C und kann während des Experimentes konstant gehalten oder verändert werden. Der pH-Wert des Mediums sollte im Bereich von 5 bis 8,5, vorzugsweise um 7,0 liegen. Der pH-Wert für die Anzucht läßt sich während der Anzucht durch Zugabe von basische Verbindungen wie Natriumhydroxid, Kaliumhydroxid, Ammoniak bzw. Ammoniakwasser oder saure Verbindungen wie Phosphorsäure oder Schwefelsäure kontrollieren. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung können Antischaummitte.l wie z. B. Fettsäurepolyglykolester, eingesetzt werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden können dem Medium geeignete selektiv wirkende Stoffe, wie z. B. Antibiotika, hinzugefügt werden. Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten, werden Sauerstoff oder Sauerstoff haltige Gasmischungen, wie z. B. Umgebungsluft, in die Kultur einge- tragen. Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise bei 20°C bis 45°C. Die Kultur wird solange fortgesetzt, bis sich ein Maximum des gewünschten Produktes gebildet hat. Dieses Ziel wird normalerweise innerhalb von 10 Stunden bis 160 Stunden erreicht.
Die so erhaltenen, insbesondere L-Methionin enthaltenden, Fermentationsbrühen haben übli- cherweise eine Trockenmasse von 7,5 bis 25 Gew.-%.
Vorteilhaft (st außerdem auch, wenn die Fermentation zumindest am Ende, insbesondere jedoch über mindestens 30% der Fermentationsdauer zuckerlimitiert gefahren wird. Das heißt, dass während dieser Zeit die Konzentration an verwertbarem Zucker im Fermentationsmedium auf > 0 bis 3 g/l gehalten, beziehungsweise abgesenkt wird.
Die Fermentationsbrühe wird anschließend weiterverarbeitet. Je nach Anforderung kann die Biomasse ganz oder teilweise durch Separationsmethoden, wie z. B. Zentrifugation, Filtration, Dekantieren oder einer Kombination dieser Methoden aus der Fermentationsbrühe entfernt oder vollständig in ihr belassen werden.
Anschließend kann die Fermentationsbrühe mit bekannten Methoden, wie z. B. mit Hilfe eines Rotationsverdampfers, Dünnschichtverdampfers, Fallfilmverdampfers, durch Umkehrosmose, oder durch Nanofiltration, eingedickt beziehungsweise aufkonzentriert werden. Diese aufkon- zentrierte Fermentationsbrühe kann anschließend durch Gefriertrocknung, Sprühtrocknung, Sprühgranulation oder durch anderweitige Verfahren aufgearbeitet werden.
Es ist aber auch möglich die schwefelhaltigen Feinchemikalien, insbesonder L-Methionin, weiter aufzureinigen. Hierzu wird die produkthaltige Brühe nach dem Abtrennen der Biomasse einer Chromatographie mit einem geeigneten Harz unterworfen, wobei das gewünschte Produkt oder die Verunreinigungen ganz oder teilweise auf dem Chromatographieharz zurückgehalten werden. Diese Chromatographieschritte können nötigenfalls wiederholt werden, wobei die gleichen oder andere Chromatographieharze verwendet werden. Der Fachmann ist in der Auswahl der geeigneten Chromatographieharze und ihrer wirksamsten Anwendung bewandert. Dasgereinig- te Produkt kann durch Filtration oder Ultrafiltration konzentriert und bei einer Temperatur aufbewahrt werden, bei der die Stabilität des Produktes maximal ist.
Die Identität und Reinheit der isolierten Verbindung(en) kann durch Techniken des Standes der Technik bestimmt werden. Diese umfassen Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (HPLC), spektroskopische Verfahren, Färbeverfahren, Dünnschichtchromatographie, NIRS, Enzymtest oder mikrobiologische Tests. Diese Analyseverfahren sind zusammengefaßt in: Patek et al. (1994) Appl. Environ. Microbiol. 60:133-140; Malakhova et al. (1996) Biotekhnologiya 11 27-32; und Schmidt et al. (1998) Bioprocess Engineer. 19:67-70. Ulmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry (1996) Bd. A27, VCH: Weinheim, S.89-90, S. 521-540, S.540-547, S.559-566, 575- 581 und S. 581-587; Michal, G (1999) Biochemical Pathways: An Atlas of Biochemistry and Molecular Biology, John Wiley and Sons; Fallon, A. et al. (1987) Applications of HPLC in Biochemistry in: Laboratory Techniques in Biochemistry and Molecular Biology, Bd. 17.
Die Erfindung wird nun anhand der folgenden nicht-limitierenden Beispiele und unter Bezugnahme auf beiliegende Figuren näher beschrieben. Dabei zeigt
Figur 1 die Plasmidkarte zu Plasmid pClysC; Figur 2 die Plasmidkarte zu Plasmid pCISIysCthr311 ile;
Figur 3 die Plasmidkarte zu Plasmid pC_metF_Cd.
Restriktionsschnittstellen mit der entsprechenden Positionsangabe in Klammern sind in den
Plasmidkarten angegeben. Wesentliche Sequenzabschnitte sind fettgedruckt beschrieben.
KanR steht für Kanamycin-Restistenzgen; ask steht für Aspartatkinasegen.
Beispiel 1: Konstruktion von pCLiK5MCS
Zunächst wurden Ampicillinresistenz und Replikationsursprung des Vektors pBR322 mit den Oligonukleotiden p1.3 (SEQ ID NO:55) und p2.3 (SEQ ID NO:56) mit Hilfe der Polymerase- Kettenreaktion (PCR) amplifiziert.
p1.3 (SEQ ID NO:55)
5'-CCCGGGATCCGCTAGCGGCGCGCCGGCCGGCCCGGTGTGAAATACCGCACAG-3'
p2.3 (SEQ ID NO:56) 5'-TCTAGACTCGAGCGGCCGCGGCCGGCCTTTAAATTGAAGACGAAAGGGCCTCG-3'
Neben den zu pBR322 komplementären Sequenzen, enthält das Oligonukleotid p1.3 (SEQ ID NO:55) in 5'-3' Richtung die Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen Smal, BamHI, Nhel und Ascl und das Oligonukleotid p2.3 (SEQ ID NO:56) in 5'-3' Richtung die Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen Xbal, Xhol, Notl und Dral. Die PCR Reaktion wurde nach Stan- dardmethode wie Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) mit PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA) durchgeführt. Das erhaltene DNA Fragment mit einer Größe von ungefähr 2,1 kb wurde mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gerei- nigt. Die stumpfen Enden des DNA-Fragmentes wurden mit dem Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers miteinander ligiert und der Ligationsan- satz nach Standardmethoden wie in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrieben(1989)), in kompetente E.coli XL-1Blue (Stratagene, La Jolla, USA) transformiert. Eine Selektion auf Plasmid tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Ampicillin (50μg/ml) haltigen LB Agar (Lennox, 1955, Virology, 1 :190) erreicht.
Die Plasmid-DNA eines individuellen Klons wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) nach Angaben des Herstellers isoliert und über Restriktionsverdaus überprüft. Das so erhaltene Plasmid erhält den Namen pCLiKL
Ausgehend vom Plasmid pWLT1 (Liebl et al., 1992) als Template für eine PCR Reaktion wurde mit den Oligonukleotiden neol (SEQ ID NO:57) und neo2 (SEQ ID NO:58) eine Kanamycin- Resistenzcassette amplifiziert.
neol (SEQ ID NO:57):
5'-GAGATCTAGACCCGGGGATCCGCTAGCGGGCTGCTAAAGGAAGCGGA-3'
neo2 (SEQ ID NO:58): 5'-GAGAGGCGCGCCGCTAGCGTGGGCGAAGAACTCCAGCA-3'
Neben den zu pWLT1 komplementären Sequenzen, enthält das Oligonukleotid neol in 5'-3' Richtung die Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen Xbal, Smal, BamHI, Nhel und das Oligonukleotid neo2 (SEQ ID NO:58) in 5'-3' Richtung die Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen Ascl und Nhel. Die PCR Reaktion wurde nach Standardmethode wie Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) mit PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA) durchgeführt. Das erhaltene DNA Fragment mit einer Größe von ungefähr 1 ,3 kb wurde mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (A- mersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gereinigt. Das DNA-Fragment wurde mit den Restriktionsendonukleasen Xbal und Ascl (New England Biolabs, Beverly, USA) geschnitten und im Anschluß daran erneut mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gereinigt. Der Vektor pCLiKI wurde ebenfalls mit den Restriktionsendonukleasen Xbal und Ascl geschnitten und mit alkalischer Phosphatase (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers dephosphoryliert. Nach Elektrophorese in einem 0,8%igen Agarosegel wurde der linearisierte Vektor (ca.2,1 kb) mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers isoliert. Dieses Vektor-Fragment wurde mit Hilfe des Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers mit dem geschnittenen PCR Fragment ligiert und der Ligationsansatz nach Standardmethoden wie in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrie- ben(1989)), in kompetente E.coli XL-1 Blue (Stratagene, La Jolla, USA) transformiert. Eine Selektion auf Plasmid tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Ampicillin (50μg/ml) und Kanamycin (20μg/ml) haltigen LB Agar (Lennox, 1955, Virology, 1 :190) erreicht.
Die Plasmid-DNA eines individuellen Klons wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) nach Angaben des Herstellers isoliert und über Restriktionsverdaus überprüft. Das so erhaltene Plasmid erhält den Namen pCLiK2.
Der Vektor pCLiK2 wurde mit der Restriktionsendonuklease Dral (New England Biolabs, Beverly, USA) geschnitten. Nach Elektrophorese in einem 0,8%igen Agarosegel wurde ein ca. 2,3 kb großes Vektorfragment mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers isoliert. Dieses Vektor-Fragment wurde mit Hilfe des Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers religiert und der Ligationsansatz nach Standardmethoden wie in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrieben (1989)), in kompetente E.coli XL- 1Blue (Stratagene, La Jolla, USA) transformiert. Eine Selektion auf Plasmid tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Kanamycin (20μg/ml) haltigen LB Ägar (Lennox, 1955, Virology, 1 :190) erreicht.
Die Plasmid-DNA eines individuellen Klons wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) nach Angaben des Herstellers isoliert und über Restriktionsverdaus überprüft. Das so erhaltene Plasmid erhält den Namen pCLiK3.
Ausgehend vom Plasmid pWLQ2 (Liebl etal., 1992) als Template für eine PCR Reaktion wurde mit den Oligonukleotiden cg1 ((SEQ ID NO:59) und cg2 (SEQ ID NO:60) der Replikation- sursprung pHM1519 amplifiziert.
cg1 (SEQ ID NO:59): 5'-GAGAGGGCGGCCGCGCAAAGTCCCGCTTCGTGAA-3'
cg2 (SEQ ID NO:60): 5'-GAGAGGGCGGCCGCTCAAGTCGGTCAAGCCACGC-3' Neben den zu pWLQ2 komplementären Sequenzen, enthalten die Oligonukleotide cg1 (SEQ ID NO:59) und cg2 (SEQ ID NO:60) Schnittstellen für die Restriktionsendonuklease Notl. Die PCR Reaktion wurde nach Standardmethode wie Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) mit PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA) durchgeführt. Das erhaltene DNA Fragment mit einer Größe von ungefähr 2,7 kb wurde mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gereinigt. Das DNA-Fragment wurde mit der Restriktionsendonuklease Notl (New England Biolabs, Beverly, USA) geschnitten und im Anschluß daran erneut mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gereinigt. Der Vektor pCLiK3 wurde ebenfalls mit der Restriktionsendonuklease Notl geschnitten und mit alkalischer Phosphatase (Röche Diagnostics, Mannheim)) nach Angaben des Herstellers dephosphoryliert. Nach Elektrophorese in einem 0,8%igen Agarosegel wurde der linearisierte Vektor (ca. 2,3kb) mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers isoliert. Dieses Vektor- Fragment wurde mit Hilfe des Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers mit dem geschnittenen PCR Fragment ligiert und der Ligationsansatz nach Standardmethoden wie in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrieben(1989)), in kompetente E.coli XL-1 Blue (Stratagene, La Jolla, USA) transformiert. Eine Selektion auf Plasmid tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Kanamycin (20μg/ml) haltigen LB Agar (Lennox, 1955, Virology, 1 :190) erreicht.
Die Plasmid-DNA eines individuellen Klons wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) nach Angaben des Herstellers isoliert und über Restriktionsverdaus überprüft. Das so erhaltene Plasmid erhält den Namen pCLiK5.
Für die Erweiterung von pCLikδ um eine „multiple cloning site" (MCS) wurden die beide synthetischen, weitestgehend komplementären Oligonukleotide HS445 ((SEQ ID NO:61) und HS446 (SEQ ID NO:62), die Schnittstellen für die Restriktionsendonukleasen Swal, Xhol, Aatl, Apal, Asp718, Mlul, Ndel, Spei, EcoRV, Sall, Clal, BamHI, Xbal und Smal enthalten, durch gemeinsames erhitzen auf 95°C und langsames abkühlen zu einem doppelsträngigen DNA-Fragment vereinigt.
HS445 (SEQ ID NO:61 ): 5'-TCGAATTTAAATCTCGAGAGGCCTGACGTCGGGCCCGGTACCACGCGTCATATGACTAG TTCGGACCTAGGGATATCGTCGACATCGATGCTCTTCTGCGTTAATTAACAATTGGGATCC TCTAGACCCGGGATTTAAAT-3' HS446 (SEQ ID NO:62):
5'-GATCATTTAAATCCCGGGTCTAGAGGATCCCAATTGTTAATTAACGCAGAAGAGCATCGA TGTCGACGATATCCCTAGGTCCGAACTAGTCATATGACGCGTGGTACCGGGCCCGACGTC AGGCCTCTCGAGATTTAAAT-3'
Der Vektor pCLiKδ wurde mit den Restriktionsendonuklease Xhol und BamHI (New England Biolabs, Beverly, USA) geschnitten und mit alkalischer Phosphatase (I (Röche Diagnostics, Mannheim)) nach Angaben des Herstellers dephosphoryliert. Nach Elektrophorese in einem 0,8%igen Agarosegel wurde der linearisierte Vektor (ca. 5,0 kb) mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers isoliert. Dieses Vektor-Fragment wurde mit Hilfe des Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers mit dem synthetischen Doppelsträngigen DNA- Fragment ligiert und der Ligationsansatz nach Standardmethoden wie in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrieben(1989)), in kompetente E.coli XL-1 Blue (Stratagene, La Jolla, USA) transformiert. Eine Selektion auf Plasmid tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Kanamycin (20μg/ml) haltigen LB Agar (Lennox, 1955, Virology, 1:190) erreicht.
Die Plasmid-DNA eines individuellen Klons wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) nach Angaben des Herstellers isoliert und über Restriktionsverdaus überprüft. Das so erhaltene Plasmid erhält den Namen pCLiKδMCS.
Sequenzierungsreaktionen wurden nach Sangeret al. (1977) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 74:5463-5467 durchgeführt. Die Sequenzierreaktionen wurden mittels ABI Prism 377 (PE Applied Biosystems, Weiterstadt) aufgetrennt und ausgewertet.
Das entstandene Plasmid pCLiKδMCS ist als SEQ ID NO: 65 aufgeführt.
Beispiel 2: Konstruktion von pCLiKδMCS integrativ sacB
Ausgehend vom Plasmid pK19mob (Schäfer etal., Gene 145,69-73(1994)) als Template für eine PCR Reaktion wurde mit den Oligonukleotiden BK1732 und BK1733 das Bacillus subtilis sacB Gen (kodierend für Levan Sucrase) amplifiziert.
BK1732 (SEQ ID NO.63): δ'-GAGAGCGGCCGCCGATCCTTTTTAACCCATCAC-3'
BK1733 (SEQ ID NO:64): 5'-AGGAGCGGCCGCCATCGGCATTTTCTTTTGCG-3'
Neben den zu pEK19mobsac komplementären Sequenzen, enthalten die Oligonukleotide BK1732 und BK1733 Schnittstellen für die Restriktionsendonuklease Notl. Die PCR Reaktion wurde nach Standardmethode wie Innis et al. (PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press (1990)) mit PfuTurbo Polymerase (Stratagene, La Jolla, USA) durchgeführt. Das erhaltene DNA Fragment mit einer Größe von ungefähr 1,9 kb wurde mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gereinigt. Das DNA-Fragment wurde mit der Restriktionsendonuklease Notl (New England Biolabs, Beverly, USA) geschnitten und im Anschluß daran erneut mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gereinigt.
Der Vektor pCLiKδMCS (hergestellt gemäß Beispiel 1 ) wurde ebenfalls mit der Restriktionsen- donuklease Notl geschnitten und mit alkalischer Phosphatase (I (Röche Diagnostics, Mannheim)) nach Angaben des Herstellers dephosphoryliert. Nach Elektrophorese in einem 0,8%'ιgen Agarosegel wurde ein ungefähr 2,4 kb großes Vektorfragment mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers isoliert. Dieses Vektor-Fragment wurde mit Hilfe des Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers mit dem geschnittenen PCR Fragment ligiert und der Ligationsansatz nach Standardmethoden wie in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrieben(1989)), in kompetente E.coli XL-1 Blue (Stratagene, La Jolla, USA) transformiert. Eine Selektion auf Plasmid tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Kanamycin (20μg/ml) haltigen LB Agar (Lennox, 19δ5, Virology, 1:190) erreicht.
Die Plasmid-DNA eines individuellen Klons wurde mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit (Qiagen, Hilden) nach Angaben des Herstellers isoliert und über Restriktionsverdaus überprüft. Das so erhaltene Plasmid erhält den Namen pCLiKδMCS integrativ sacB.
Sequenzierungsreaktionen wurden nach Sanger etal. (1977) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 74:δ463-δ467 durchgeführt. Die Sequenzierreaktionen wurden mittels ABI Prism 377 (PE Applied Biosystems, Weiterstadt) aufgetrennt und ausgewertet.
Das entstandene Plasmid pCLiKδMCS integrativ sacB ist als SEQ ID NO: 66 aufgeführt. Weitere Vektoren die zur erfindungsgemäßen Expression oder Überproduktion von metF-Genen geeignet sind, können in analoger Weise herstellt werden.
Beispiel 3: Isolierung des lysC Gens aus dem C. glutamicum Stamm LU1479 Im ersten Schritt der Stammkonstruktion soll ein allelischer Austausch des lysC Wildtypgens, kodierend für das Enzym Aspartatkinase, in C. glutamicum ATCC13032, im folgenden LU1479 genannt, durchgeführt werden. Dabei soll im LysC Gen ein Nukleotidaustausch durchgeführt werden, so dass im resultierenden Protein die Aminosäure Thr an der Position 311 durch die Aminosäure lle ausgetauscht ist.
Ausgehend von der chromosomalen DNA aus LU1479 als Template für eine PCR Reaktion wurde mit den Oligonukleotidprimern SEQ ID NO:67 und SEQ ID NO:68 lysC mit Hilfe des Pfu- Turbo PCR Systems (Stratagene USA) nach Angaben des Herstellers amplifiziert. Chromosomale DNA aus C. glutamicum ATCC 13032 wurde nach Tauch et al. (199δ) Plasmid 33:168- 179 oder Eikmanns et al. (1994) Microbiology 140:1817-1828 präpariert. Das amplifizierte Fragment wird an seinem 5'-Ende von einem Sall Restriktionsschnitt und an seinem 3'-Ende von einem Mlul Restriktionsschnitt flankiert. Vor der Klonierung wurde das amplifizierte Fragment durch diese beiden Restriktionsenzyme verdaut und mit GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) aufgereinigt.
SEQ ID NO:67
5'-GAGAGAGAGACGCGTCCCAGTGGCTGAGACGCATC -3'
SEQ ID NO.68 5'-CTCTCTCTGTCGACGAATTCAATCTTACGGCCTG-3'
Das erhaltenen Polynukleotid wurde über die Sall und Mlul Restriktionsschnitte in pCLIK5 MCS integrativ SacB (im folgenden pCIS genannt; SEQ ID NO: 66 aus Beispiel 2) kloniert und in E.coli XL-1 blue transformiert. Eine Selektion auf Plasmid-tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Kanamycin (20μg/ml)-haltigen LB Agar (Lennox, 19δδ, Virology, 1 :190) erreicht. Das Plasmid wurden isoliert und durch Sequenzierung die erwartete Nukleotidsequenz bestätigt. Die Präparation der Plasmid-DNA wurde nach Methoden und mit Materialien der Firma Quiagen durchgeführt. Sequenzierungsreaktionen wurden nach Sanger et al. (1977) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 74:6463-6467 durchgeführt. Die Sequenzierreaktionen wurden mittels ABI Prism 377 (PE Applied Biosystems, Weiterstadt) aufgetrennt und ausgewertet. Das erhaltene Plasmid pCIS lysC ist als SEQ ID NO:69 aufgeführt. Die entsprechende Plasmidkarte ist in Figur 1 dargestellt.
Die Sequenz SEQ ID NO:69 umfasst die folgenden wesentlichen Teilbereiche: LOCUS pCIS ysC 6860 bp DNA circular FEATURES Location/Qualifiers CDS1) 1Ö6..1420
/vntifkey="4"
/label=IysC CDS complement2)(393δ..δ356) /vntifkey="4"
/label=sacB\(Bacillus\subtilis) Promoter complement(5357..5819)
/vntifkey="30"
/label=Promotor\sacB C_region complement(3913..3934)
/vntifkey="2"
/label=sacB\downstreambereich CDS 1974..2765
/vntifkey="4" /label=Kan\R
CDS complement(3032..3892)
/vntifkey="4"
/label=Ori\-EC\(pMB)
1) kodierende Sequenz 2) auf Komplementärstrang
Beispiel 4: Mutagenese des lysC Gens aus C. glutamicum
Die gerichtete Mutagenese des lysC Gens aus C. glutamicum (Beispiel 3) wurde mit dem QuickChange Kit (Fa. Stratagene/USA) nach Angaben des Herstellers durchgeführt. Die Mutagenese wurde im Plasmid pCIS lysC, SEQ ID NO:69 durchgeführt. Für den Austausch von thr311 nach 311ile mit Hilfe der QuickChange Methode (Stratagene) wurden folgende Oligo- nukleotidprimer synthetisiert
SEQ ID NO:70
5'-CGGCACCACCGACATCATCTTCACCTGCCCTCGTTCCG -3'
SEQ ID NO:71 5'-CGGAACGAGGGCAGGTGAAGATGATGTCGGTGGTGCCG -3*
Der Einsatz dieser Oligonukleotidprimer in der Quickchange Reaktion führt in dem lysC Gen zu einem Austausch des Nukleotids in Position 932 (von C nach T) (vgl. SEQ ID NO:72) und im korrespondierenden Enzym zu einem Aminosäuresubstitution in Position 311 (Thr->lle) (vgl. SEQ ID NO:73). Der resultierende Aminosäureaustausch Thr311 lle im lysC Gen wurde nach Transformation in E.coli XL1 -blue und Plasmidpräparation durch Sequenzierung bestätigt. Das Plasmid erhielt die Bezeichnung pCIS lysC thr311ile und ist als SEQ ID NO:74 aufgeführt. Die entsprechende Plasmidkarte ist in Figur 2 dargestellt.
Die Sequenz SEQ ID NO:74 umfasst die folgenden wesentlichen Teilbereiche:
LOCUS pCIS\lysC\thr311ile 5860 bp DNA circular FEATURES Location/Qualifiers CDS1) 156..1420
/vntifkey="4" /label=lysC CDS complement2)(3935..53δ6)
/vntifkey="4" /label=sacB\(Bacillus\subtilis)
Promoter complement(63δ7..δ819) /vntifkey="30" /Iabel=Promotor\sacB C_region complement(3913..3934) /vntifkey="2"
/label=sacB\downstreambereich CDS 1974..2766
/vntifkey="4" /label=Kan\R CDS complement(3032..3892)
/vntifkey="4" /label=Ori\-EC\(pMB)
1) kodierende Sequenz 2) auf Komplementärstrang
Das Plasmid pCIS lysC thr311 He wurde in C. glutamicum LU1479 mittels Elektroporation wie bei Liebl, etal. (1989) FEMS Microbiology Letters 63:299-303 beschrieben, transformiert. Modifikationen des Protokolls sind in DE-A-10046870 beschrieben. Die chromosomale Anordnung des lysC-Lokus einzelner Transformanten wurde mit Standardmethoden durch Southemblot und Hybridisierung, wie in Sambrook et al. (1989), Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrieben, überprüft. Dadurch wurde sichergestellt, dass es sich bei den Transformanten um solche handelt, die das transformierte Plasmid durch homologe Rekombination am lysC-Lokus integriert haben. Nach Wachstum solcher Kolonien über Nacht in Medien, die kein Antibiotikum enthielten, wurden die Zellen auf ein Saccharose-CM-Agarmedium (10% Saccharose) ausplattiert und bei 30°C für 24 Stunden inkubiert.
Da das im Vektor pCIS lysC thr311 ile enthaltende sacB Gen Saccharose in ein toxisches Produkt umwandelt, können nur solche Kolonien anwachsen, die das sacB Gen durch einen zweiten homologen Rekombinationsschritt zwischen dem Wildtyp lysC Gen und dem mutierten Gen lysC thr311 ile deletiert haben. Während der homologen Rekombination kann entweder das Wildtyp Gen oder das mutierte Gen zusammen mit dem sacB Gen deletiert werden. Wenn das sacB Gen zusammen mit dem Wildtyp Gen entfernt wird, resultiert eine mutierte Transformante.
Anwachsende Kolonien wurden gepickt, und auf eine Kanamycin-sensitiven Phänotyp hin unter- sucht. Klone mit deletiertem SacB Gen müssen gleichzeitg Kanamycin-sensitives Wachstumsverhalten zeigen. Solche Kan-sensitiven Klone wurde im einem Schüttelkolben auf ihre Lysin- Produktivität hin untersucht (siehe Beispiel 6). Zum Vergleich wurde der nichtbehandelte Stamm LU1479 angezogen. Klone mit einer gegenüber der Kontrolle erhöhten Lysin-Produktion wurden selektiert, chromosomale DNA wurde gewonnen und der entsprechende Bereich des lysC Gens wurde durch eine PCR-Reaktion amplifiziert und sequenziert. Ein solcher Klon mit der Eigenschaft erhöhter Lysin-Synthese und nachgewiesener Mutation in lysC an der Stelle 932 wurde mit LU1479 lysC 311 ile bezeichnet).
Beispiel 5: Herstellung Ethionin-resistenter C. glutamicum Stämme
Im zweiten Schritt der Stammkonstruktion wurde der erhaltene Stamm LU1479 lysC 311 ile (Beispiel 4) behandelt, um eine Ethionin-Resistenz (Käse, H. Nakayama K.Agr. Biol. Chem.391δ3- 106 1975 L-methionine production by methionine analog-resistant mutants of Corynebacterium glutamicum) zu induzieren: Eine Übernachtkultur in BHI-Medium (Difco) wurde in Citratpuffer (50mM pH 5,5) gewaschen und bei 30°C für 20 min mit N-Methyl-nitrosoguanidin (10mg/ml in 50mM Citrat pH5,5) behandelt. Nach der Behandlung mit dem chemischen Mutagen N-Methyl- nitrosoguanidin wurden die Zellen gewaschen (Citratpuffer 50mM pH δ,5) und auf ein Medium plattiert, das aus folgenden Komponenten, berechnet auf 500ml, zusammengesetzt war: 10g (NH4)2SO4, 0.δg KH2PO4, 0.δg K2HPO4, 0.12δg MgSO4.7H2O, 21g MOPS, 60mg CaCI2, 1δmg Proteokatechuat, O.δmg Biotin, 1 mg Thiamin, δg/l D,L-Ethionin (Sigma Chemicals Deutschland), pH 7,0. Außerdem enthielt das Medium O.δml einer Spurensalzlösung aus: 10g/I FeSO .7H2O, 1g/l MnSO4*H20, 0.1 g/l ZnSO4*7H20, 0.02g/l CuSO4,0.002g/l NiCI2*6H2O, Alle Salze wurden in 0,1 M HCI gelöst. Das fertig zusammengestellte Medium wurde sterilfiltriert und nach Zugabe von 40ml steriler 50% Glucoselösung, mit flüssigem sterilem Agar in einer Endkonzentration von 1 ,δ% Agar versetzt und in Kulturschalen ausgegossen.
Auf Platten mit dem beschriebenen Medium wurden mutagenisierte Zellen aufgebracht und 3-7 Tage bei 30°C inkubiert. Erhaltene Klone wurden isoliert, mindestens einmal auf dem Selektionsmedium vereinzelt und dann auf ihre Methionin-Produktivität in einem Schüttelkolben in Medium II untersucht (siehe Beispiel 6
Beispiel 6: Herstellung von Methionin mit dem Stamm LU1479 lysC 311 ile ET-16.
Die in Beispiel δ hergestellten Stämme wurden auf einer Agar-Platte mit CM-Medium für 2 Tag bei 30°C angezogen.
CM-Agar: 10,0 g/I D-Glucose, 2,δ g/l NaCI, 2,0 g/l Harnstoff, 10,0 g/l Bacto Pepton (Difco), δ,0 g/l Yeast Extract (Difco), δ,0 g/l Beef Extract (Difco), 22,0 g/l Agar (Difco), autoklaviert (20 min., 121°C)
Anschließend wurden die Zellen von der Platte abgekratzt und in Saline resuspendiert. Für die Hauptkultur wurden 10 ml Medium II und 0,δ g autoklaviertes CaCO3 (Riedel de Haen) in einem 100 ml Erlenmeyerkolben mit der Zellsuspension bis zu einer OD600nm von 1 ,5 beimpft und für 72h auf einem Orbitalschüttler mit 200 Upm bei 30°C inkubiert.
Medium II: 40g/l Saccharose
60g/l Melasse (auf 100% Zuckergehalt berechnet)
10g/l (NH4)2SO4
0.4g/l MgSO4*7H2O
0.6g/l KH2PO4 0.3mg/l Thiamin*HCI
1mg/l Biotin (aus einer 1 mg/ml steril filtrierten Stammlösung die mit NH4OH auf pH
8,0 eingestellt wurde)
2mg/l FeSO4
2mg/l MnSO4 mit NH4OH auf pH 7,8 eingestellt, autoklaviert (121 °C, 20 min). Zusätzlich wird Vitamin B12
(Hydroxycobalamin Sigma Chemicals) aus einer Stammlösung (200 μg/ml, steril filtriert) bis zu einer Endkonzentration von 100 μg/l zugegeben
Gebildetes Methionin, sowie andere Aminosäuren in der Kulturbrühe wurde mit Hilfe der Ami- nosäuresäure-Bestimmungsmethode von Agilent auf einer Agilent 1100 Series LC System HPLC. Eine Derivatisierung vor der Säulentrennung mit Ortho-Phthalaldehyd erlaubte die Quantifizierung der gebildeten Aminosäuren. Die Auftrennung des Aminosäuregemisch fand auf einer Hypersil AA-Säule (Agilent) statt.
Solche Klone wurden isoliert, deren Methionin-Produktivität mindestens doppelt so hoch war, wie die des Ausgangsstamm LU1479 lysC 311 ile. Ein solcher Klon wurde für die weiteren Versuche eingesetzt und bekam die Bezeichnung LU1479 lysC 311 ile ET-16.
Beispiel 7: Klonierung von metF aus Corynebacterium diphtheriae und Klonierung in das Plasmid pC metF_Cd
Chromosomale DNA von Corynebacterium diphtheriae wurde von der American Type Strain Culture Collection (ATCC, Atlanta-USA) mit der Bestellnummer 700971 D aus dem Stamm ATCC 700971 bezogen.
Mit den Oligonukleotidprimer SEQ ID NO:7δ und SEQ ID NO:76, derchromosomalen DNA aus C. diphtheriae als Template und Pfu Turbo Polymerase (Fa. Stratagene) wurde mit Hilfe der Po- lymerase-Kettenreaktion (PCR) nach Standardmethoden wie Innis et al. (1990) PCR Protocols. A Guide to Methods and Applications, Academic Press ein DNA Fragment von ca. 1 ,2 kb ampli- fiziert, welches das metF Gen inklusive eines nichtkodierenden δ'-Bereiches (Promotorregion) enthält. Das amplifizierte Fragment ist an seinem δ'-Ende von einer Xhol-Restriktionsschnittstelle und am 3'-Ende von einer Xbal- Restriktionsschnittstelle flankiert, welche über die Oligonukleotidprimer eingeführt wurden.
SEQ ID NO:7δ
5'-GAGACTCGAGGTAGACTTTAAACCCATATTAG-3' und
SEQ ID NO:76 5'-GAAGTCTAGATTAGCGAATAGCGTCGTGG-3'
Das erhaltene DNA Fragment wurde mit dem GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) nach Angaben des Herstellers gereinigt. Im Anschluß daran wurde es mit den Restriktionsenzymen Xhol und Xbal (Röche Diagnostics, Mannheim) gespalten und gelelektrophoretisch aufgetrennt. Anschließend wurde das ca. 1 ,2 kb große DNA Fragment mit GFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit (Amersham Pharmacia, Freiburg) aus der Agarose aufgereinigt.
Der Vektor pCIikδMCS SEQ ID NO: 6δ, im folgenden pC genannt, wurde mit den Restriktionsenzymen Xhol und Xbal (Röche Diagnostics, Mannheim) geschnitten und ein ca. δ kb großes Fragment nach elektrophoretischer Auftrennung mitGFX™PCR, DNA and Gel Band Purification Kit isoliert.
Das Vektorfragment wurde zusammen mit dem PCR-Fragment mit Hilfe des Rapid DNA Ligation Kit (Röche Diagnostics, Mannheim) nach Angaben des Herstellers ligiert und der Ligation- sansatz nach Standardmethoden wie in Sambrook et al. (Molecular Cloning. A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor, beschrieben(1989)), in kompetente E.coli XL-1Blue (Stratagene, La Jolla, USA) transformiert. Eine Selektion auf Plasmid tragende Zellen wurde durch das Ausplattieren auf Kanamycin (20μg/ml) haltigen LB Agar (Lennox, 19δδ, Virology, 1:190) erreicht.
Die Präparation der Plasmid DNA wurde nach Methoden und mit Materialien der Fa. Quiagen durchgeführt. Sequenzierungsreaktionen wurden nach Sanger etal. (1977) Proceedings of the National Academy of Sciences USA 74:5463-5467 durchgeführt. Die Sequenzierreaktionen wurden mittels ABI Prism 377 (PE Applied Biosystems, Weiterstadt) aufgetrennt und ausgewertet.
Das entstandene Plasmid pC metF_Cd (Corynebacterium diphtheriae) ist als SEQ ID NO:77 aufgeführt. Die entsprechende Plasmidkarte ist in Figur 3 dargestellt.
pC_metF_Cd 6142 bp DNA circular
FEATURE Location/Qualifiers
CDS 136..1158
=metF_Coryne\diphtheriae
CDS 1508..2299
=Kan\R
CDS 4δ80..δ701
=Rep\Protein
CDS 3Ö72..4246
=ORF\1
CDS complement(2566..3426)
=Ori\-EC\(pMB)
Beispiel 8:Transformation des Stammes LU1479 lysC 311 ile ET-16 mit dem Plasmid pC metF Cd
Der Stamm LU1479 lysC 311ile ET-16 wurde mit dem Plasmid pC metF_Cd nach der beschriebenen Methode (Liebl, etal. (1989) FEMS Microbiology Letters 53:299-303) transformiert. Die Transformationsmischung wurde auf CM-Platten plattiert, die zusätzlich 20mg/l Kanamycin enthielten, um eine Selektion auf Plasmid-haltige Zellen zu erreichen. Erhaltene Kan- resistente Klone wurden gepickt und vereinzelt. Die Methionin-Produktivität der Klone wurde in einem Schüttelkolbenversuch (s. Beispiel 6) untersucht. Der Stamm LU1479 lysC 311 ile ET-16 pC metF_Cd produzierte im Vergleich zu LU1479 lysC 311 ile ET-16 signifikant mehr Methionin.

Claims

Patentansprüche
Verfahren zur fermentativen Herstellung wenigstens einer schwefelhaltigen Feinchemikalie, welches folgende Schritte umfasst: a) Fermentation einer die gewünschte schwefelhaltige Feinchemikalie produzierenden coryneformen Bakterienkultur, wobei in den coryneformen Bakterien zumindest eine heterologe Nukleotidsequenz exprimiert wird, welche für ein Protein mit Methylentetrahydrofolat Reduktase (metF) -Aktivität kodiert; b) Anreicherung der schwefelhaltigen Feinchemikalie im Medium oder in den Zellen der Bakterien, und c) Isolieren der schwefelhaltigen Feinchemikalie.
Verfahren nach Anspruch 1 , wobei die schwefelhaltige Feinchemikalie L-Methionin umfasst.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei sich die heterologe metF- kodierende Nukleotidsequenz zur metF-kodierenden Sequenz aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032 eine Sequenzhomologie vom weniger als 100% aufweist
Verfahren nach Anspruch 3, wobei die metF-kodierende Sequenz aus einem der folgenden Organismen abgeleitet ist:
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die metF-kodierende Sequenz eine kodierende Sequenz gemäß SEQ ID NO:1 , 3, 5, 7, 9, 11 , 13, 1 δ, 17, 19, 21, 23, 2δ, 27, 29, 31 , 33, 3δ, 37, 39, 41 , 43, 4δ, 47, 49, 61 und 53 oder eine dazu homologe Nukleotidsequenz, welche für ein Protein mit metF-Aktivität kodiert, umfasst.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die metF-kodierende Sequenz für ein Protein mit metF-Aktivität kodiert, wobei das Protein eine Aminosäuresequenz gemäß SEQ ID NO:2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24, 26, 28, 30, 32, 34, 36, 38, 40, 42, 44, 46, 48, 50, 52 und 64 oder eine dazu homologe Aminosäuresequenz, welche für ein Protein mit metF-Aktivität steht, umfasst.
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die kodierende metF- Sequenz eine in coryneformen Bakterien replizierbare oder eine stabil in das Chromosom intregrierte DNA oder eine RNA ist.
Verfahren gemäß Anspruch 7, wobei man
a) einen mit einem Plasmidvektor transformierten Bakterienstamm einsetzt der wenigstens eine Kopie der kodierenden metF-Sequenz unter der Kontrolle regulativer Sequenzen trägt, oder b) einen Stamm einsetzt, in dem die kodierende metF-Sequenz in das Chromosom des Bakteriums integriert wurde
Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die kodierende metF- Sequenz überexprimiert wird.
10. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man Bakterien fermentiert, in denen zusätzlich wenigstens ein weiteres Gen des Biosyntheseweges der gewünschten schwefelhaltigen Feinchemikalie verstärkt ist oder derart mutiert ist, dass es durch Stoffwechselmetabolite nicht in seiner Aktivität beeinflusst wird.
11. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man Bakterien fermentiert, in denen wenigstens ein Stoffwechselweg zumindest teilweise ausgeschaltetist, der die Bildung der gewünschten schwefelhaltigen Feinchemikalie verringert.
12. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man coryneforme Bakterien fermentiert, in denen gleichzeitig wenigstens eines der Gene, ausgewählt unter
a) dem für eine Aspartatkinase kodierenden Gen lysC, b) dem für die Glycerinaldehyd-3-Phosphat Dehydrogenase kodierenden Gen gap, c) dem für die 3-Phosphoglycerat Kinase kodierenden Gen pgk, d) dem für die Pyruvat Carboxylase kodierenden Gen pyc, e) dem für die Triosephosphat Isomerase kodierenden Gen tpi, f) dem für die Homoserin O-Acetyltransferase kodierenden Gen metA, g) dem für die Cystahionin-gamma-Synthase kodierenden Gen metB, h) dem für die Cystahionin-gamma-Lyase kodierenden Gen metC, i) dem für die Serin-Hydroxymethyltransferase kodierenden Gen glyA, j) dem für die O-Acetylhomoserin-Sulfhydrylase kodierenden Gen metY, k) dem für für die Vitamin B12 abhängige Methionin-Synthase kodierende Gen metH,
I) dem für die Phosphoserin-Aminotransferase kodierenden Gen serC, m) dem für die Phosphoserin-Phosphatase kodierenden Gen serB, n) dem für die Serine Acetyl-Transferase kodierenden Gen cysE, und o) dem für eine Homoserin-Dehydrogenase kodierenden Gen hom,
überexprimiert oder so mutiert ist, dass die korrespondierenden Proteine, verglichen mit nicht mutierten Proteinen, in geringerem Maße oder nicht durch Stoffwechselmetabolite in ihrer Aktivität beeinflusst werden.
13. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man coryneformen Bakterien fermentiert, in denen gleichzeitig wenigstens eines der Gene, ausgewählt unter a) dem für die Homoserine-Kinase kodierenden Gen thrB, b) dem für die Threonin Dehydratase kodierenden Gen ilvA, c) dem für die Threonin Synthase kodierenden Gen thrC d) dem für die Meso-Diaminopimelat D-Dehydrogenase kodierenden Gen ddh e) dem für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierenden Gen pck, f) dem für die Glucose-6-Phosphat-6-lsomerase kodierenden Gen pgi, g) dem für die Pyruvat-Oxidase kodierenden Gen poxB, h) dem für die Dihydrodipicolinat Synthase kodiernden Gen dapA, i) dem für die Dihydrodipicolinat Reduktase kodiernden Gen dapB; oder j) dem für die Diaminopicolinat Decarboxylase kodiernden Gen
durch Veränderung der Expressionsrate oder durch Einführung einer gezielten Mutation abschwächt ist.
14. Verfahren gemäß einem oder mehreren der vorhergehenden Ansprüche, wobei man Mikroorganismen der Art Corynebacterium glutamicum einsetzt.
1δ. Verfahren zur Herstellung eines L-Methionin haltigen Tierfuttermittel-Additivs aus Fermentationsbrühen, welches folgende Schritte umfasst a) Kultivierung und Fermentation eines L-Methionin produzierenden Mikroorganismus in einem Fermentationsmedium; b) Entfernung von Wasser aus der L-Methionin haltigen Fermentationsbrühe; c) Entfernung der während der Fermentation gebildeten Biomasse in einer Menge von 0 bis 100 Gew.-%; und d) Trocknung der gemäß b) und/oder c) erhaltenen Fermentationsbrühe, um das Tierfuttermittel-Additiv in der gewünschten Pulver- oder Granulatform zu erhalten.
16. Verfahren gemäß Anspruch 16, wobei man Mikroorganismen gemäß der Definition in einem der Ansprüche 1 bis 14 einsetzt
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