EP1385986A2 - Biochip-anordnung - Google Patents

Biochip-anordnung

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Publication number
EP1385986A2
EP1385986A2 EP02740338A EP02740338A EP1385986A2 EP 1385986 A2 EP1385986 A2 EP 1385986A2 EP 02740338 A EP02740338 A EP 02740338A EP 02740338 A EP02740338 A EP 02740338A EP 1385986 A2 EP1385986 A2 EP 1385986A2
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
permeation layer
biochip arrangement
arrangement according
substrate
molecules
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Withdrawn
Application number
EP02740338A
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Alexander Frey
Franz Hofmann
Richard Johannes Luyken
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Infineon Technologies AG
Original Assignee
Infineon Technologies AG
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Infineon Technologies AG filed Critical Infineon Technologies AG
Publication of EP1385986A2 publication Critical patent/EP1385986A2/de
Withdrawn legal-status Critical Current

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Classifications

    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
    • G01N33/50—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing
    • G01N33/53—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor
    • G01N33/543—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor with an insoluble carrier for immobilising immunochemicals
    • G01N33/54366—Apparatus specially adapted for solid-phase testing
    • G01N33/54373—Apparatus specially adapted for solid-phase testing involving physiochemical end-point determination, e.g. wave-guides, FETS, gratings
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
    • G01N33/50—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing
    • G01N33/53—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor
    • G01N33/543—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor with an insoluble carrier for immobilising immunochemicals
    • G01N33/54366—Apparatus specially adapted for solid-phase testing
    • G01N33/54373—Apparatus specially adapted for solid-phase testing involving physiochemical end-point determination, e.g. wave-guides, FETS, gratings
    • G01N33/5438—Electrodes

Definitions

  • the invention relates to a biochip arrangement.
  • Bio and genetic engineering has become increasingly important in recent years.
  • a basic technique in biotechnology and genetic engineering is to be able to detect biological molecules such as DNA (deoxyribonucleic acid) or RNA, proteins, polypeptides, etc.
  • bio-molecules in which genetic information is coded in particular DNA molecules (deoxyribonucleic acid) are of great interest for many medical applications.
  • a DNA is a double helix that is made up of two cross-linked helical single chains, so-called half-strands. Each of these half-strands has a base sequence, the genetic information being determined by the sequence of the bases (adenine, guanine, thymine, cytosine). DNA half-strands have the characteristic property of being very specific in binding only to very specific other molecules. It is therefore a prerequisite for docking a strand of nucleic acid to another strand of nucleic acid that the two molecules are complementary to one another. The two molecules must clearly fit together like a key and the matching lock (so-called key-lock principle).
  • catcher molecules for example by means of microdispensing
  • catcher molecules are first applied and immobilized on a substrate made of a suitable material, ie are permanently fixed to the surface of the biochip sensor.
  • catcher molecules for example by means of microdispensing
  • Such a biochip sensor with a substrate with capture molecules bound to it, which are sensitive, for example, to a specific DNA half-strand to be detected, is usually used to examine a liquid for the presence of the DNA half-strand sensitive to the capture molecules.
  • the liquid to be examined for the presence of a specific DNA half-strand must be brought into active contact with the immobilized capture molecules. If a catcher molecule and a DNA half strand to be examined are complementary to one another, the DNA semiconductor strand hybridizes to the catcher molecule, i.e. he is bound to it.
  • the value of a physical quantity which can be measured by measurement changes in a characteristic manner, the value of this quantity can be measured and the presence or absence of a DNA half-strand in a liquid to be examined can be detected in this way.
  • nucleic acids can be used as capture molecules for peptides or proteins that bind specifically to nucleic acids. It is also known to use peptides or proteins as capture molecules for other proteins or peptides that bind the capture peptide or capture protein. Also of importance is the use of low molecular weight chemical compounds as capture molecules for proteins or peptides that bind to these low molecular weight compounds. Low molecular weight chemical compounds are those chemical compounds that are less than about 1700 daltons (molecular weight in grams per mole). Conversely, the use of proteins and peptides as capture molecules for low-molecular compounds which may be present in a liquid to be examined is also possible.
  • Electronic detection methods are often used to detect the binding that has occurred between the capture molecule applied to the substrate and the molecule to be detected that is present in the liquid to be examined. Such detection methods are becoming increasingly popular
  • the biochip arrangement 100 has a substrate 101, in the surface area of which a first electrode 102 and a second electrode 103 are arranged.
  • the first electrode 102 is coupled to a first electrical contact 104.
  • the second electrode 103 is coupled to a second electrical contact 105, an electrical signal being removable between the first electrical contact 104 and the second electrical contact 105.
  • Electrode 103 has a large number of capture molecules 106 immobilized. Frequently, the first electrode 102 and the second electrode 103 are made of a gold material, and the immobilization of the capture molecules 106 on the first and the second electrode 102, 103 is often realized as a gold-sulfur coupling. Many bio-molecules have sulfur atoms in their end sections, for example so-called thiol Groups (SH groups): The gold-sulfur material pair has particularly favorable coupling properties. 1A also shows an electrolytic liquid 107 to be examined, which possibly has DNA half-strands 108 complementary to the catcher molecules 106.
  • SH groups thiol Groups
  • the catcher molecules 106 according to the key-lock principle (according to which only those molecules in the liquid 107 to be examined can be bound by the catcher molecules 106 for which the latter have a sufficient binding specificity) with a molecule present in the liquid to be examined 107 enter into a specific binding reaction, the molecule (for example a DNA half-strand 108) is specifically bound in the liquid 107 to be examined by the capture molecules 106. If this is not the case, then the molecule in the liquid 107 to be examined is not bound by one of the capture molecules 106.
  • DNA strands 108 are contained in the electrolytic liquid to be examined 107 DNA strands 108 with a base sequence that corresponds to the base sequence of the
  • Capture molecules 106 i.e. the DNA probe molecules
  • these DNA half strands 108 hybridize with the DNA probe molecules 106. This is shown in Fig. 1B.
  • Hybridization of a DNA probe molecule 106 with a DNA half strand 108 only takes place if the base sequences of the respective DNA probe molecule 106 and the matching DNA half strand 108 are complementary to one another. If this is not the case, no hybridization takes place.
  • a DNA probe molecule 106 of a given base sequence is only able to bind very specific, namely DNA half-strands with a complementary base sequence, ie to hybridize with it.
  • Hybridization refers to the binding of DNA half-strands to capture molecules.
  • a successful hybridization of DNA half strands 108 to catcher molecules 106 has a characteristic influence on an electrical signal that can be removed between the first electrical contact 104 and the second electrical contact 105.
  • the DNA half-strands 108 and the capture molecules 106 are largely electrically non-conductive and clearly shield the first electrode 102 and the second electrode 103 electrically. This changes the capacitance between the first electrode 102 and the second electrode 103. The change in the capacitance is used as a measurement variable for the detection of DNA molecules. If there are molecules to be detected in the liquid to be examined and these have hybridized with the catcher molecules on the surface of the electrodes, the value of the capacitance of the electrodes 102, 103 that can be interpreted as capacitor areas can be measured.
  • FIG. 2A shows a top view of a biochip arrangement 200 with interdigital electrodes 202, 203. Furthermore, FIG. 2B shows a cross section of the biochip arrangement 200 shown in FIG. 2A along the line I-I '.
  • the biochip arrangement 200 has a substrate 201, a first interdigital electrode 202 and a second interdigital electrode 203.
  • the first and second interdigital electrodes 202, 203 shown in FIGS. 2A, 2B form an approximately meandering surface structure on the substrate.
  • the described biochip arrangements according to the prior art have a number of disadvantages.
  • Biological molecules such as DNA strands or proteins are often present in very low concentrations (millimolar, sometimes even only micromolar). Therefore, the response time of the DNA sensors shown in FIGS. 1A, 1B, 2A, 2B is very high.
  • Response time is understood to be a characteristic time that must be waited until molecules to be detected have bound to catcher molecules in sufficient numbers and, as a result, a change in capacitance that can be verified by measurement has occurred.
  • the biochip arrangement according to the prior art can only be used to a very limited extent under practical laboratory conditions. Rapid detection of molecules is regularly sought. Bio-molecules to be detected, such as unstable mutants of proteins, often denature with time constants of a few hours and less. Hence the slow
  • the sensitivity of the biochip arrangement according to the prior art is not sufficiently high, which is also related to the low concentration of the bio-molecules to be detected in the vicinity of the electrodes provided with capture molecules.
  • a biochip arrangement is known from [1], which enables a sufficiently large number of DNA molecules to be docked onto the capture molecules in a sufficiently short time, even at low DNA concentrations. According to [1], this is achieved by a so-called
  • Permeation level is applied directly to the chip.
  • the permeation plane known from [1] has an electrically conductive layer which is surrounded by a porous protective layer. An electrical voltage can be applied to the electrically conductive layer.
  • a porous protective layer is provided around the electrically conductive core layer of the permeation layer.
  • This porous protective layer around the electrically conductive core of the permeation layer is only permeable to the ions of the electrolyte, whereas molecules above a predetermined size cannot penetrate the porous protective layer. Therefore, biological macromolecules such as DNA half-strands or proteins cannot penetrate the porous protective layer, so that the sensitive bio-molecules are protected by the porous protective layer against direct contact with the electrically conductive layer of the permeation layer. The bio-molecules are therefore protected from decomposition.
  • Permeation level directly on the chip is technologically difficult and complex. To ensure their intended function, a sufficiently large area of the chip must be provided with the permeation layer. This space requirement is at the expense of the interdigital electrodes.
  • the provision of the permeation layer on the chip therefore reduces the active sensor area available for the interdigital electrodes.
  • the active surface on which capture molecules can be immobilized is therefore reduced by the presence of the permeation layer. This is associated with a loss of detection sensitivity. This increases the response time that must be waited for until the molecules to be detected hybridize with the capture molecules.
  • [3] also describes a method for carrying out reactions between at least two reaction partners, in particular bio-molecules, in which at least one bio-molecule passes through reaction areas with different reaction conditions and at least one
  • Reaction partner for example a feature of a bio-chip, is immobilized, and in which the reaction mixtures are moved hydrodynamically.
  • the invention is based on the problem of providing a biochip arrangement with an increased detection sensitivity.
  • the biochip arrangement of the invention has a substrate, at least one sensor arranged on or in the substrate, and an electrically conductive permeation layer, which is arranged at a predetermined, non-zero distance from the surface of the substrate, and to which an electrical voltage - can be created.
  • the biochip arrangement of the invention it is possible to provide the entire surface of the substrate with sensors, which with is accompanied by increased sensitivity to detection.
  • the active area on the substrate is increased compared to the prior art. This makes it possible according to the invention to detect even lower concentrations of bio-molecules or to reduce the detection time.
  • the biochip arrangement also has a spacer which is arranged between the substrate and the permeation layer and whose thickness is equal to the predetermined distance of the permeation layer from the surface of the substrate.
  • the spacer Due to the thickness of the spacer, the distance between the permeation layer and the surface of the substrate can therefore be precisely predetermined, the spacer preferably having a thickness between approximately 1 ⁇ m and approximately 2 ⁇ m.
  • the thickness of the spacer can be flexibly adjusted to the needs of the individual case.
  • the spacer is made of any inexpensive
  • the biochip arrangement can furthermore have a limiting device, the limiting device being arranged along a closed path on the permeation layer in such a way that a cavity is formed by the limiting device and the permeation layer.
  • a cavity to be examined can be conveniently filled in the permeation layer.
  • the dimensions of the limiting device can be flexibly adjusted to the volumes of a liquid to be examined that are available in the individual case.
  • DNA strands can be decomposed if they come into direct contact with a metallic electrode, if there are free electrical charges on this metallic electrode. For this reason, the core of the permeation layer made of an electrically conductive material is surrounded by a shell made of a porous material.
  • the porous material of the permeation layer has pores of a predeterminable size such that molecules whose size is smaller than or equal to the predetermined pore size can diffuse through the porous material, whereas molecules whose size exceeds the predetermined pore size do not diffuse through the porous material can. This makes it usually the smallest in volume
  • Permeation layer defined cavity to fill the liquid to be examined. Now an electrical between the permeation layer and the reference electrode
  • the permeation layer is at an electrically positive potential, it is usually negatively charged DNA half strands are electrically attracted to the permeation layer. This increases the concentration of the DNA half-strands in an environment of the permeation layer in comparison to the average concentration of the DNA half-strands in the filled liquid.
  • the at least one sensor on the surface of the substrate is arranged at a distance from the permeation layer that is adjustable from zero but is sufficiently small. The increase in concentration of the detected
  • Molecules reach a maximum near the permeation layer and decrease with increasing distance from the permeation layer. The smaller the distance is set, the stronger the increase in concentration caused by the permeation layer also has on the concentration of the bio-molecules on the active sensor surface. Therefore, according to the invention, the concentration of the bio-molecules to be detected is also increased in a direct environment of the sensors. This increase in the concentration of the bio-molecules to be detected is accompanied by an increase in the sensitivity of detection or a reduction in the characteristic response time required for hybridization.
  • the biochip arrangement of the invention has a very simple structure, so that the production is cheap and not very time-consuming.
  • the permeation layer of the biochip arrangement is set up in such a way that the bio-molecules can penetrate it. According to the invention, this is necessary in order to bring the molecules to be detected into direct operative contact with the capture molecules arranged on the surface of the sensors.
  • This can be achieved by designing the permeation layer of the invention as a grid.
  • a grid consists of wires stretched in two mutually orthogonal directions. The meshes defined by these wires OJ OJ tsJ t t- 1
  • the contact plane is the surface of the substrate that is provided with at least one sensor.
  • a sensor can be designed as a gold electrode with capture molecules immobilized thereon.
  • the thickness of the polyimide ring is, for example, 1 ⁇ m to 2 ⁇ m.
  • Maximum stability of the permeation network which is formed on the polyimide ring can be achieved by providing additional spacers as support points made of polyimide.
  • a plexiglass tube is used as the limiting device.
  • the plexiglass tube can be glued to the permeation network, and this plexiglass tube glued to the permeation network can be pressed onto and glued to the polyimide ring.
  • the polyimide ring is attached to the surface of the substrate, for example glued.
  • the permeation network is very close to the contact level of the capture molecules. If an electrical voltage of a suitable sign is now applied between the permeation network and a reference electrode, the result is that the concentration of DNA half-strands contained in the liquid to be examined increases in the vicinity of the permeation plane as a result of electrophoresis.
  • FIG. 1A shows a cross-sectional view of a biochip arrangement according to the prior art
  • FIG. 1B shows another cross-sectional view of a biochip arrangement according to the prior art
  • FIG. 2A shows a top view of a biochip arrangement with interdigital electrodes according to the prior art
  • FIG. 2B shows a cross-sectional view along a line I-I 'of the biochip arrangement shown in FIG. 2A with interdigital electrodes according to the prior art
  • FIG. 3A shows a cross-sectional view of a biochip arrangement according to a first exemplary embodiment of the invention
  • FIG. 3B shows a cross-sectional view of a biochip arrangement according to a second exemplary embodiment of the
  • FIG. 3C shows a cross-sectional view of a biochip arrangement according to a third exemplary embodiment of the invention
  • FIG. 4A shows a cross-sectional view of a biochip arrangement according to a fourth exemplary embodiment of the invention
  • FIG. 4B shows a top view of the biochip arrangement shown in FIG. 4A according to the fourth exemplary embodiment of the invention.
  • the biochip arrangement 300 has a substrate 301, at least one sensor 302 arranged on or in the substrate 301 and an electrically conductive permeation layer 303, which is spaced at a predetermined distance other than zero (this distance is symbolized in FIG. 3A with a double arrow) marked "d") from the surface of the substrate 301 J OJ K t- 1 H »
  • the limiting device 305 may alternatively be made from another suitable material. Since a cavity is formed by the permeation layer 303 and the limiting device 305, a liquid to be examined can be filled into this cavity.
  • the liquid to be examined can be filled into the cavity with a cannula or a pipette.
  • the limiting device 305 also has a characteristic height. By suitably selecting this height of the limiting device 305, the biochip arrangement 310 can be flexibly adjusted to the needs of the individual case. Biological samples to be examined with a biochip arrangement 310 are often present in only small volumes.
  • the limiting device 305 can be selected with a suitable height in accordance with a predetermined volume of a liquid to be examined.
  • the limiting device 305 is attached to the permeation layer 303 by being glued to the permeation layer 303.
  • 3C shows a biochip arrangement 320 according to a further exemplary embodiment of the invention.
  • the at least one sensor 302 from FIGS. 3A, 3B has at least one electrode 306, wherein each electrode 306 can be coupled to electrical contacts 307, 308.
  • each of the electrodes 306 is coupled to a first electrical contact 307 or to a second electrical contact 308.
  • a signal can be removed between the first electrical contact 307 and the second electrical contact 308.
  • this signal is detected by a means for detecting an electrical signal 309.
  • the means for detecting an electrical signal 309 can be a voltmeter.
  • the biochip arrangement 320 also has a multiplicity of Capture molecules 311, which are coupled to the electrodes 306.
  • the biochip arrangement of FIG. 3C has a reference electrode 312. Between the
  • FIG. 3C schematically shows an electrolytic liquid 314 to be examined, which can be examined by means of the biochip arrangement 320 for the presence of a specific bio-molecule, for example a specific DNA half-strand.
  • Bio-molecules to be detected may be contained in the liquid 314 to be examined (not shown in FIG. 3C). Furthermore, by means of a filling device (in
  • a liquid 314 to be examined can be filled into the biochip arrangement 320.
  • a filling device can be, for example, a pipette or a cannula.
  • a further spacer 315 is shown in FIG. 3C. Like the spacer 304, this is arranged between the substrate 301 and the permeation layer 303. The thickness of the further spacer 315 is equal to the predetermined distance of the permeation layer 303 from the
  • the spacer 304 primarily fulfills two functions. On the one hand, the spacer 304 maintains the distance, which can be predetermined by its thickness, between the substrate 301 and the permeation layer 303. In addition, the spacer 304 serves to mechanically stabilize the permeation layer 303 along the circumference of the, for example, essentially circular permeation layer 303. If the spacer 304 is essentially ring-shaped or hollow-cylindrical, this may not be sufficient in a central section of the permeation layer 303 mechanically stabilized be. For this purpose, according to the exemplary embodiment shown in FIG.
  • the further spacer 315 is provided, which stabilizes the essentially circular permeation layer 303 in a central section.
  • a plurality of further spacers 315 can also be provided in order to mechanically stabilize the permeation layer 303 at further points.
  • the at least one further spacer 315 can also serve to maintain the constant one in a central section of the permeation layer 303
  • the at least one further spacer 315 can maintain the essentially planar structure of the permeation layer 303.
  • the permeation layer 303 shown in FIG. 3C has a core that is made of an electrically conductive material.
  • the permeation layer 303 also has a shell surrounding the core, which is made of a porous material.
  • the porous material of the permeation layer 303 has pores of a predetermined size such that molecules whose size is less than or equal to the predetermined pore size can diffuse through the porous material, whereas molecules whose size exceeds the predetermined pore size cannot through the porous material. Can diffuse material through.
  • the core of the permeation layer 303 which is made of an electrically conductive material, is porous Protective layer.
  • This protective layer can be penetrated by small molecules and ions, whereas it cannot be penetrated by large molecules such as the sensitive bio-molecules to be examined.
  • the pore size can be adjusted, it can be determined which molecules can diffuse through the porous protective layer and which cannot.
  • the electrically conductive material of the permeation layer 303 is preferably a metal or a semiconductor. However, it can also be any other conductive material, for example electrically conductive polymers.
  • the electrically conductive material of the permeation layer 303 is preferably gold material.
  • the permeation layer 303 is configured as a grid.
  • a grid network is formed from electrically conductive wires which are tensioned in parallel in two mutually orthogonal directions and are encased in a porous material.
  • the wires of the grid which are arranged, for example, at a distance of approximately 100 nm from one another, form meshes whose dimension is preset such that the meshes of the bio-molecules to be detected, which may be contained in the liquid 314 to be examined, due to their size can be penetrated.
  • the bio-molecules are detected by binding to the
  • the functionality of the biochip arrangement 320 requires that an electrical voltage 313 is applied between the permeation layer 303 and the reference electrode 312. If the electrical voltage 313 is selected such that the permeation layer is charged positively as a result of the electrical voltage, then electrically negatively charged, to be detected bio-molecules contained in the liquid 314 to be detected are attracted by the permeation layer 303 by an electrical force and therefore move towards the permeation layer 303 (electrophoresis). For example, DNA half strands below physiological pH values (approximately pH 6 to pH 9) are electrically negatively charged in solution. A permeation layer 303 which is at a positive electrical voltage is therefore suitable for accumulating negatively charged DNA half-strands in the vicinity of the permeation layer 303. Due to the increase in the concentration of the molecules to be detected in the vicinity of the permeation layer 303 or in the vicinity of the capture molecules 311
  • an electrical voltage 313 is applied between the reference electrode 312 and the permeation layer 303 so that the permeation layer 303 is negatively charged, electrically positively charged bio-molecules become in the vicinity of the permeation layer 303 as a result of electrophoresis gather.
  • proteins at physiological pH values are often electrically positively charged.
  • Liquid 314 possibly contained bio-molecules is made by binding the bio-molecules to the LO OJ t 1 H "
  • a liquid to be examined can be filled into the cavity which is formed by the permeation network 403 and the limiting device 405.
  • An electrical voltage can be applied between the permeation network 403 and the reference electrode 410, on the basis of which, as a result of electrophoresis, the bio-molecules to be detected, which may be present in the liquid to be examined, accumulate in a surrounding area of the permeation network 403.
  • the spacer 404 sets a distance, which can be predetermined by its thickness, between the permeation network 403 and the active sensor plane, that is to say the surface of the substrate 401, on or in which the sensors 402 are arranged. This distance is preferably 1 to 2 ⁇ m.
  • each of the sensors 402 In order to operate the biochip arrangement 400 shown in FIGS. 4A and 4B as a DNA sensor, each of the sensors 402 must be selected as an electrically conductive electrode with suitable capture molecules immobilized thereon (not shown in FIGS. 4A, 4B) ). The one to be examined
  • Liquid including the biological macromolecules penetrates the mesh 411 of the permeation network 403 (see FIG. 4B).
  • the bio-molecules to be detected for example DNA half-strands, come into active connection with the capture molecules on the surface of the electrodes. If the bio-molecules to be detected and the capture molecules immobilized on the surface of the electrodes are complementary to each other, hybridization takes place.
  • the electrical parameter capacitance changes between the sensors 402 provided as electrodes. The capacitance or any other parameter can be changed between the first electrical contact 407 and the second electrical contact 408 are detected.
  • the electrical coupling between the first electrical contact 407 or the second electrical contact 408 and the sensors 402 is realized by electrical connecting means 409. Like the sensors 402 or the electrical contacts 407, 408, these can be integrated on the substrate 401 (for example a silicon wafer) or can be provided as separate electrical components.
  • the spacer 404 is attached directly to the surface of the substrate 401.
  • the spacer 404 can, for example, on the surface of the
  • Substrate 401 be glued, alternatively, the
  • Spacers 404 also by means of a semiconductor technology process on the surface of the
  • Substrate 401 be deposited.
  • the spacer 404 is implemented as a polyimide ring.
  • the thickness of this polyimide ring is preferably 1 to 2 ⁇ m.
  • Permeation network 403 attached, for example glued.
  • the permeation network according to the preferred exemplary embodiment is designed as a network of wires stretched parallel to one another and arranged in two directions perpendicular to one another, as a result of which meshes 411 are formed.
  • the limiting device 405 is in accordance with the in FIG. 4A, FIG.
  • FIG. 4B shown embodiment of the biochip arrangement 400 according to the invention formed as a plexiglass tube, which is glued to the surface of the permeation network 403, for example.
  • both the Spacer 404 as well as the limiting device 405 according to the described exemplary embodiment of the biochip arrangement 400 are provided essentially in the form of a hollow cylinder.
  • Filling device 406 a liquid to be examined, usually in the milliliter to microliter range, can be filled into the biochip arrangement 400.
  • the filling device 406 can be a pipette or a cannula, for example.

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Abstract

Die Biochip-Anordnung weist auf ein Substrat, mindestens einen auf oder in dem Substrat angeordneten Sensor und eine elektrisch leitfähige Permeationsschicht, die in einem vorgegebenen, von Null verschiedenen Abstand von der Oberfläche des Substrats angeordnet ist, und an die eine elektrische Spannung anlegbar ist. Die Biochip-Anordnung ist beispielsweise als DNA-Sensor verwendbar, indem an Sensor-Elektroden immobilisierte Fängermoleküle DNA-Moleküle hybridisieren und so ein zwischen Sensor-Elektroden, abnehmbares elektrisches Sensorsignal charakteristisch beeinflusst wird.

Description

Beschreibung
Biochip-Anordnung
Die Erfindung betrifft eine Biochip-Anordnung.
Die Bio- und Gentechnologie hat in den letzten Jahren zunehmend an Bedeutung gewonnen. Eine Grundtechnik in der Bio- und Gentechnologie ist es, biologische Moleküle wie DNA (Desoxyribonukleinsäure) oder RNA, Proteine, Polypeptide, etc. nachweisen zu können. Insbesondere Bio-Moleküle, in denen Erbgutinformation kodiert ist, insbesondere DNA- Moleküle (Desoxyribonukleinsäure) sind für viele medizinische Anwendungen von großem Interesse.
Eine DNA ist eine Doppelhelix, die aus zwei vernetzten wendeiförmigen Einzelketten, sogenannten Halbsträngen, aufgebaut ist. Jeder dieser Halbstränge weist eine Basensequenz auf, wobei durch die Reihenfolge der Basen (Adenin, Guanin, Thymin, Cytosin) die Erbinformation festgelegt ist. DNA-Halbstränge weisen die charakteristische Eigenschaft auf, sehr spezifisch nur mit ganz bestimmten anderen Molekülen eine Bindung einzugehen. Daher ist es für das Andocken eines Nukleinsäurestrangs an einen anderen Nukleinsäurestrang Voraussetzung, dass die beiden Moleküle zueinander komplementär sind. Anschaulich müssen die beiden Moleküle zueinander passen wie ein Schlüssel und das dazu passende Schloss (sogenanntes Schlüssel-Schloss-Prinzip) .
Dieses von der Natur vorgegebene Prinzip kann zum selektiven Nachweis von Molekülen in einer zu untersuchenden Flüssigkeit verwendet werden. Die Grundidee eines auf diesem Prinzip basierenden Biochip-Sensors besteht darin, dass auf einem Substrat aus einem geeignetem Material zunächst sogenannte Fängermoleküle (z.B. mittels Mikrodispensierung) aufgebracht und immobilisiert werden, d.h. an der Oberfläche des Biochip- Sensors dauerhaft fixiert werden. In diesem Zusammenhang ist es bekannt, Bio-Moleküle mit Thiol-Gruppen (SH-Gruppen) an Gold-Oberflächen zu immobilisieren.
Ein solcher Biochip-Sensor mit einem Substrat mit daran gebundenen Fängermolekülen, die beispielsweise auf einen bestimmten, nachzuweisenden DNA-Halbstrang sensitiv sind, wird üblicherweise zum Untersuchen einer Flüssigkeit auf das Vorhandensein des auf die Fängermoleküle sensitiven DNA- Halbstrangs verwendet werden. Hierzu ist die auf das Vorhandensein eines bestimmten DNA-Halbstrangs zu untersuchende Flüssigkeit mit den immobilisierten Fängermolekülen in Wirkkontakt zu bringen. Sind ein Fängermolekül und ein zu untersuchender DNA-Halbstrang zueinander komplementär, so hybridisiert der DNA- Halbleiterstrang an dem Fängermolekül, d.h. er wird daran gebunden. Wenn infolge dieser Bindung sich der Wert einer messtechnisch erfassbaren physikalischen Größe in charakteristischer Weise ändert, so kann der Wert dieser Größe gemessen werden und auf diese Weise das Vorhandenseins oder NichtVorhandensein eines DNA-Halbstrangs in einer zu untersuchenden Flüssigkeit nachgewiesen werden.
Das beschriebene Prinzip ist nicht auf den Nachweis von DNA- Halbsträngen beschränkt. Vielmehr sind weitere Kombinationen von auf dem Substrat aufgebrachten Fängermolekülen und zu erfassenden Molekülen in einer zu untersuchenden Flüssigkeit bekannt. So können beispielsweise Nukleinsäuren als Fängermoleküle für Peptide oder Proteine, die nukleinsäurespezifisch binden, verwendet werden. Weiterhin bekannt ist, Peptide oder Proteine als Fängermoleküle für andere, das Fängerpeptid bzw. das Fängerprotein bindende Proteine oder Peptide zu verwenden. Von Bedeutung ist ferner die Verwendung von niedermolekularen chemischen Verbindungen als Fängermoleküle für an diese niedermolekularen Verbindungen bindende Proteine oder Peptide. Niedermolekulare chemische Verbindungen sind solche chemischen Verbindungen, die weniger als etwa 1700 Dalton (Molekulargewicht in Gramm pro Mol) aufweisen. Umgekehrt ist auch die Verwendung von Proteinen und Peptiden als Fängermoleküle für eventuell in einer zu untersuchenden Flüssigkeit vorhandene niedermolekulare Verbindungen möglich.
Zum Nachweis der erfolgten Bindung zwischen dem auf dem Substrat aufgebrachten Fängermolekül und dem in der zu untersuchenden Flüssigkeit vorhandenen, zu erfassenden Molekül werden häufig elektronische Nachweisverfahren verwendet. Solche Nachweisverfahren erlangen zunehmende
Bedeutung bei der industriellen Identifikation und Bewertung von neuen Medikamenten organischer oder gentechnologischer Herkunft. Diese Nachweisverfahren eröffnen vielfältige Anwendungen beispielsweise in der medizinischen Diagnostik, in der Pharmaindustrie, in der chemischen Industrie, in der Lebensmittelanalytik, sowie in der Umwelt- und Lebensmitteltechnik .
In Fig. 1A und Fig. 1B ist eine Biochip-Anordnung gemäß dem Stand der Technik gezeigt, die als DNA-Sensor gemäß dem oben beschriebenen Prinzip verwendet werden kann. Die Biochip- Anordnung 100 weist ein Substrat 101 auf, in dessen Oberflächenbereich eine erste Elektrode 102 sowie eine zweite Elektrode 103 angeordnet sind. Die erste Elektrode 102 ist mit einem ersten elektrischen Kontakt 104 gekoppelt. Die zweite Elektrode 103 ist mit einem zweiten elektrischen Kontakt 105 gekoppelt, wobei zwischen dem ersten elektrischen Kontakt 104 und dem zweiten elektrischen Kontakt 105 ein elektrisches Signal abnehmbar ist. An der Oberfläche der ersten Elektrode 102 und an der Oberfläche der zweiten
Elektrode 103 sind eine Vielzahl von Fängermolekülen 106 immobilisiert. Häufig sind die erste Elektrode 102 und die zweite Elektrode 103 aus einem Gold-Material hergestellt, und die Immobilisierung der Fängermoleküle 106 auf der ersten und der zweiten Elektrode 102, 103 ist oft als Gold-Schwefel- Koppelung realisiert. Viele Bio-Moleküle weisen Schwefelatome in ihren Endabschnitten auf, beispielsweise sogenannte Thiol- Gruppen (SH-Gruppen) : Das Materialpaar Gold-Schwefel weist besonders günstige Kopplungseigenschaften auf. Ferner ist in Fig. 1A eine zu untersuchende elektrolytische Flüssigkeit 107 gezeigt, die möglicherweise zu den Fängermolekülen 106 komplementäre DNA-Halbstränge 108 aufweist.
Sofern die Fängermoleküle 106 gemäß dem Schlüssel-Schloss- Prinzip (gemäß welchem nur diejenigen Moleküle in der zu untersuchenden Flüssigkeit 107 von den Fängermolekülen 106 gebunden werden können, für welche die letzteren eine ausreichende Bindungsspezifität besitzen) mit einem in der zu untersuchenden Flüssigkeit 107 vorhandenen Molekül eine spezifische Bindungsreaktion eingehen, wird das Molekül (z.B. ein DNA-Halbstrang 108) in der zu untersuchenden Flüssigkeit 107 durch die Fängermoleküle 106 spezifisch gebunden. Ist dies nicht der Fall, so wird das Molekül in der zu untersuchenden Flüssigkeit 107 nicht von einem der Fängermoleküle 106 gebunden. Sind in der zu untersuchenden elektrolytischen Flüssigkeit 107 DNA-Stränge 108 mit einer Basensequenz enthalten, die zu der Basensequenz der
Fängermoleküle 106 (d.h. der DNA-Sondenmoleküle) komplementär ist, so hybridisieren diese DNA-Halbstränge 108 mit den DNA- Sondenmolekülen 106. Dies ist in Fig. 1B gezeigt.
Eine Hybridisierung eines DNA-Sondenmoleküls 106 mit einem DNA-Halbstrang 108 findet nur dann statt, wenn die Basensequenzen des jeweiligen DNA-Sondenmoleküls 106 und des passenden DNA-Halbstrangs 108 zueinander komplementär sind. Ist dies nicht der Fall, so findet keine Hybridisierung statt. Somit ist ein DNA-Sondenmolekül 106 einer vorgegebenen Basensequenz jeweils nur in der Lage, ganz bestimmte, nämlich DNA-Halbstränge mit komplementärer Basensequenz zu binden, d.h. mit diesem zu hybridisieren. Unter Hybridisieren wird das Anbinden von DNA-Halbsträngen an Fängermoleküle bezeichnet. Eine erfolgte Hybridisierung von DNA-Halbsträngen 108 an Fängermoleküle 106 beeinflusst ein zwischen dem ersten elektrischen Kontakt 104 und dem zweiten elektrischen Kontakt 105 abnehmbares elektrisches Signal in charakteristischer Weise. Die DNA-Halbstränge 108 und die Fängermoleküle 106 sind weitestgehend elektrisch nichtleitend und schirmen anschaulich die erste Elektrode 102 bzw. die zweite Elektrode 103 elektrisch ab. Dadurch ändert sich die Kapazität zwischen der ersten Elektrode 102 und der zweiten Elektrode 103. Die Änderung der Kapazität wird als Messgröße für die Erfassung von DNA-Molekülen verwendet. Sind nämlich nachzuweisende Moleküle in der zu untersuchenden Flüssigkeit enthalten, und haben diese mit den Fängermolekülen auf der Oberfläche der Elektroden hybridisiert, so ändert sich der messtechnisch erfassbare Wert der Kapazität der als Kondensatorflächen interpretierbaren Elektroden 102, 103.
In Fig. 2A ist eine Draufsicht einer Biochip-Anordnung 200 mit Interdigitalelektroden 202, 203 gezeigt. Ferner ist in Fig. 2B ein Querschnitt der in Fig. 2A gezeigten Biochip- Anordnung 200 entlang der Linie I-I' gezeigt. Die Biochip- Anordnung 200 weist ein Substrat 201, eine erste Interdigitalelektrode 202 und eine zweite Interdigitalelektrode 203 auf. Durch die in Fig. 2A, Fig. 2B gezeigten ersten und zweiten Interdigitalelektroden 202, 203 ist auf dem Substrat eine annähernd mäanderförmige Oberflächenstruktur ausgebildet.
Jedoch weisen die beschriebenen Biochip-Anordnungen gemäß dem Stand der Technik eine Reihe von Nachteilen auf. Häufig liegen biologische Moleküle wie beispielsweise DNA- Halbstränge oder Proteine in sehr geringer Konzentration vor (millimolar, manchmal sogar nur mikromolar) . Daher ist die Ansprechzeit der in Fig. 1A, Fig. 1B, Fig. 2A, Fig. 2B gezeigten DNA-Sensoren sehr hoch. Unter Ansprechzeit wird eine charakteristische Zeit verstanden, die abgewartet werden muss, bis nachzuweisende Moleküle an Fängermolekülen in ausreichender Anzahl gebunden haben, und als Folge davon eine messtechnisch nachweisbare Änderung der Kapazität erfolgt ist.
Indem die Hybridisierung, die Voraussetzung für die Funktionsweise des Biosensors ist, erst nach einer erheblichen Ansprechzeit eintritt, ist die Biochip-Anordnung gemäß dem Stand der Technik, nur sehr begrenzt unter praktischen Laborbedingungen einsetzbar. Regelmäßig wird ein schneller Nachweis von Molekülen angestrebt. Vielfach denaturieren nachzuweisende Bio-Moleküle, beispielsweise instabile Mutanten von Proteinen, bereits mit Zeitkonstanten von einigen Stunden und weniger. Daher ist die langsame
Ansprechzeit des beschriebenen, aus dem Stand der Technik bekannten DNA-Sensors, äußerst nachteilhaft und schränkt die Anwendbarkeit der Vorrichtung ein.
Ferner ist die Sensitivität der Biochip-Anordnung gemäß dem Stand der Technik nicht ausreichend hoch, was ebenfalls mit der geringen Konzentration der nachzuweisenden Bio-Moleküle in der Umgebung der mit Fängermolekülen versehenen Elektroden zusammenhängt .
Aus [1] ist eine Biochip-Anordnung bekannt, die es ermöglicht, auch bei geringen DNA-Konzentrationen eine ausreichend große Anzahl von DNA-Molekülen in ausreichend kurzer Zeit an den Fängermolekülen andocken zu lassen. Dies wird gemäß [1] erreicht, indem eine sogenannte
Permeationsebene direkt auf den Chip aufgebracht wird. Die aus [1] bekannte Permeationsebene weist eine elektrisch leitfähige Schicht auf, die von einer porösen Schutzschicht umgeben ist. An die elektrisch leitfähige Schicht ist eine elektrische Spannung anlegbar.
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eine poröse Schutzschicht um die elektrisch leitfähige Kernschicht der Permeationsschicht vorgesehen. Diese poröse Schutzschicht um den elektrisch leitfähigen Kern der Permeationsschicht ist nur für die Ionen des Elektrolyten durchlässig, wohingegen Moleküle oberhalb einer vorgegebenen Größe die poröse Schutzschicht nicht durchdringen können. Daher können biologische Makromoleküle wie DNA-Halbstränge oder Proteine die poröse Schutzschicht nicht durchdringen, so dass die empfindlichen Bio-Moleküle durch die poröse Schutzschicht vor einem direkten Kontakt mit der elektrisch leitfähigen Schicht der Permeationsschicht geschützt sind. Daher sind die Bio-Moleküle vor einer Zersetzung geschützt.
Auch die aus [1] bekannte Biochip-Anordnung mit einigen Nachteilen behaftet. So ist die Integration der
Permeationsebene direkt auf dem Chip technologisch schwierig und aufwendig. Um ihre bestimmungsgemäße Funktion zu gewährleisten, muss eine ausreichend große Fläche des Chips mit der Permeationsschicht versehen sein. Dieser Flächenbedarf geht auf Kosten der Interdigitalelektroden.
Daher verringert das Bereitstellen der Permeationsschicht auf dem Chip die für die Interdigitalelektroden zur Verfügung stehende aktive Sensorfläche. Daher ist die aktive Oberfläche, an denen Fängermoleküle immobilisiert werden können, durch das Vorhandensein der Permeationsschicht reduziert. Dies ist mit einem Verlust an Nachweissensitivität verbunden. Die Ansprechzeit, die bis zu einer Hybridisierung der nachzuweisenden Molekülen mit den Fängermolekülen abgeartet werden muss, wird dadurch erhöht.
Weiterhin ist in [3] ein Verfahren zum Durchführen von Reaktionen zwischen mindestens zwei Reaktionspartnern, insbesondere Bio-Molekülen, beschrieben, bei dem mindestens ein Bio-Molekül Reaktionsbereiche mit unterschiedlichen Reaktionsbedingungen durchläuft und mindestens ein
Reaktionspartner, beispielsweise ein Feature eines Bio-Chips, immobilisiert ist, und bei dem die Reaktionsgemische hydrodynamisch bewegt werden.
Der Erfindung liegt das Problem zugrunde, eine Biochip- Anordnung mit einer erhöhten Nachweisempfindlichkeit bereitzustellen .
Das Problem wird durch eine Biochip-Anordnung mit den Merkmalen gemäß dem unabhängigen Patentanspruch gelöst.
Die Biochip-Anordnung der Erfindung weist auf ein Substrat, mindestens einen auf oder in dem Substrat angeordneten Sensor, und eine elektrisch leitfähige Permeationsschicht, die in einem vorgegebenen, von Null verschiedenen Abstand von der Oberfläche des Substrats angeordnet ist, und an die eine elektrische Spannung -anlegbar ist.
Indem die elektrisch leitfähige Permeationsschicht in einem von Null verschiedenen Abstand von der Oberfläche des Substrats angeordnet ist, ist es erfindungsgemäß entbehrlich, die Permeationsschicht auf bzw. in dem Chip zu integrieren. Daher ist es verfahrenstechnologisch gegenüber dem Stand der Technik vereinfacht, die Biochip-Anordnung der Erfindung herzustellen. Gegenüber dem Stand der Technik ist bei der Herstellung der Biochip-Anordnung insbesondere der
Verfahrensschritt , die Permeationsschicht auf dem Chip zu befestigen, eingespart. Dadurch sind die Kosten und der Zeitaufwand bei der Herstellung der Anordnung verringert.
Auch ist das räumliche Trennen der Permeationsschicht von dem
Substrat mit dem weiteren Vorteil verbunden, dass die Permeationsschicht auf der Substratoberfläche keinerlei Fläche in Anspruch nimmt. Damit ist erfindungsgemäß ein parasitärer Flächenverbrauch der Permeationsschicht auf Kosten der aktiven Sensorfläche vermieden. Gemäß der Biochip- Anordnung der Erfindung ist es möglich, die gesamte Oberfläche des Substrats mit Sensoren zu versehen, was mit einer erhöhten Nachweissensitivität einhergeht. Die aktive Fläche auf dem Substrat ist gegenüber dem Stand der Technik erhöht. Dadurch ist es erfindungsgemäß möglich, auch geringere Konzentrationen von Bio-Molekülen nachzuweisen bzw. die Nachweiszeit zu verringern.
Gemäß einem bevorzugten Ausführungsbeispiel der Erfindung weist die Biochip-Anordnung ferner einen Abstandshalter auf, der zwischen dem Substrat und der Permeationsschicht angeordnet ist, und dessen Dicke gleich dem vorgegebenen Abstand der Permeationsschicht von der Oberfläche des Substrats ist.
Durch die Dicke des Abstandshalters ist daher der Abstand zwischen der Permeationsschicht und der Oberfläche des Substrats exakt vorgebbar, wobei vorzugsweise der Abstandshalter eine Dicke zwischen ungefähr 1 μm und ungefähr 2 μm aufweist. Die Dicke des Abstandshalters ist auf die Bedürfnisse des Einzelfalles flexibel einstellbar. Der Abstandshalter ist aus einem beliebigen, kostengünstigen
Material herstellbar, was die Herstellungskosten der Biochip- Anordnung gering hält.
Die Biochip-Anordnung kann ferner eine Begrenzungseinrichtung aufweisen, wobei die Begrenzungseinrichtung entlang eines geschlossenen Weges auf der Permeationsschicht derart angeordnet ist, dass durch die Begrenzungsvorrichtung und die Permeationsschicht ein Hohlraum ausgebildet wird.
In dem durch die Begrenzungseinrichtung und die
Permeationsschicht ausgebildeten Hohlraum kann eine zu untersuchende Flüssigkeit bequem eingefüllt werden. Die Dimensionen der Begrenzungseinrichtung können flexibel auf die im Einzelfall zur Verfügung stehenden Volumina einer zu untersuchenden Flüssigkeiten justiert werden. Daher ist die
Biochip-Anordnung der Erfindung auch für Anwendungen mit sehr
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können DNA-Halbstränge zersetzt werden, wenn sie mit einer metallischen Elektrode in direkten Kontakt gelangen, wenn an dieser metallischen Elektrode freie elektrische Ladungen vorhanden sind. Aus diesem Grund ist der aus einem elektrisch leitfähigen Material hergestellte Kern der Permeationsschicht von einer aus einem porösen Material hergestellten Hülle umgeben .
Das poröse Material der Permeationsschicht weist Poren einer vorgebbaren Größe auf, derart, dass Moleküle, deren Größe kleiner oder gleich der vorbestimmten Porengröße ist, durch das poröse Material hindurchdiffundieren können, wohingegen Moleküle, deren Größe die vorbestimmte Porengröße übersteigt, nicht durch das poröse Material hindurchdiffundieren können. Dadurch ist es den üblicherweise volumenmäßig kleinen
Elektrolytmolekülen möglich, durch die poröse Schutzschicht auf die elektrisch leitfähige Schicht hin zu diffundieren, wohingegen auf freie elektrische Ladungsträger empfindliche Bio-Moleküle wie DNA-Halbstränge aufgrund ihrer großen Molekülausdehnung nicht durch die poröse Schutzschicht hindurchdiffundieren können. Dadurch sind die empfindlichen Bio-Moleküle von der elektrisch leitfähigen Schicht der Permeationsschicht entkoppelt und vor freien elektrischen Ladungen geschützt.
Zum Erfassen von biologischen Makromolekülen ist zunächst in den durch die Begrenzungseinrichtung und die
Permeationsschicht definierten Hohlraum die zu untersuchende Flüssigkeit einzufüllen. Wird nun zwischen die Permeationsschicht und die Referenzelektrode eine elektrische
Spannung geeigneten Vorzeichens angelegt, so wird dadurch in der zu untersuchenden Flüssigkeit ein elektrisches Feld erzeugt. Dieses elektrische Feld übt auf die in der zu untersuchenden Flüssigkeit enthaltenen Bio-Moleküle, sofern diese elektrisch geladen sind, eine elektrische Kraft aus.
Befindet sich beispielsweise die Permeationsschicht auf einem elektrisch positiven Potential, so werden die üblicherweise negativ geladenen DNA-Halbstränge von der Permeationsschicht elektrisch angezogen. Dadurch erhöht sich in einer Umgebung der Permeationsschicht die Konzentration der DNA-Halbstränge im Vergleich zur Durchschnittskonzentration der DNA- Halbstränge in der eingefüllten Flüssigkeit.
Der mindestens eine Sensor auf der Oberfläche des Substrats ist in einem zwar von Null verschiedenen, jedoch ausreichend gering einstellbaren Abstand von der Permeationsschicht angeordnet. Die Konzentrationserhöhung der nachzuweisenden
Moleküle erreicht nahe der Permeationsschicht ein Maximum und fällt mit zunehmendem Abstand von der Permeationsschicht ab. Je geringer der Abstand eingestellt ist, umso stärker wirkt sich die durch die Permeationsschicht hervorgerufene Konzentrationserhöhung auch auf die Konzentration der Bio- Moleküle an der aktiven Sensoroberfläche aus. Daher ist auch in einer direkten Umgebung der Sensoren erfindungsgemäß die Konzentration der nachzuweisenden Bio-Moleküle erhöht. Diese Konzentrationserhöhung der nachzuweisenden Bio-Molekülen geht mit einer Erhöhung der Nachweisempfindlichkeit bzw. mit einer Reduzierung der für die Hybridisierung erforderlichen charakteristischen Ansprechzeit einher.
Die Biochip-Anordnung der Erfindung weist einen sehr einfachen Aufbau auf, so dass die Herstellung billig und wenig zeitaufwändig ist.
Die Permeationsschicht der Biochip-Anordnung ist derart eingerichtet, dass sie von den Bio-Molekülen durchdrungen werden kann. Dies ist erfindungsgemäß erforderlich, um die nachzuweisenden Moleküle in direkten Wirkkontakt mit den an der Oberfläche der Sensoren angeordneten Fängermolekülen zu bringen. Dies kann realisiert sein, indem die Permeationsschicht der Erfindung als ein Gitternetz ausgestaltet ist. Anschaulich besteht ein solches Gitternetz aus in zwei zueinander orthogonalen Richtungen gespannten Drähten. Die durch diese Drähte definierten Maschen des OJ OJ tsJ t t-1
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Kontaktebene ist die Oberfläche des Substrats, die mit mindestens einem Sensor versehen ist. Wie weiter oben ausgeführt, kann ein solcher Sensor als Goldelektrode mit daran immobilisierten Fängermolekülen ausgestaltet sein. Die Dicke des Polyimidrings beträgt beispielsweise 1 μtm bis 2 μm. Eine maximale Stabilität des Permeationsnetzes, das auf dem Polyimidring ausgebildet ist, kann erreicht werden, indem zusätzliche Abstandshalter als Stützpunkte aus Polyimid vorgesehen sind. Als Begrenzungseinrichtung ist gemäß dem beschriebenen Ausführungsbeispiel eine Plexiglasröhre verwendet. Die Plexiglasröhre kann mit dem Permeationsnetz verklebt sein, und diese mit dem Permeationsnetz verklebte Plexiglasröhre kann auf den Polyimidring aufgepresst und mit diesem verklebt sein. Der Polyimidring ist auf der Oberfläche des Substrats befestigt, beispielsweise verklebt. Das Permeationsnetz ist sehr nahe an der Kontaktebene der Fängermoleküle angeordnet. Wird nun zwischen das Permeationsnetz und eine Referenzelektrode eine elektrische Spannung geeigneten Vorzeichens angelegt, so wird erreicht, dass sich infolge Elektrophorese die Konzentration von in der zu untersuchenden Flüssigkeit enthaltenen DNA-Halbsträngen in der Umgebung der Permeationsebene erhöht . Durch Hintereinanderschalten mehrerer parallel angeordneter Permeationsebenen und Anlegen entsprechender Spannungen an jede der Permeationsebenen ist eine sukzessive
Konzentrationserhöhung von Permeationsschicht zu Permeationsschicht erreichbar.
Ausführungsbeispiele der Erfindung sind in den Figuren dargestellt und werden im Weiteren näher erläutert.
Es zeigen:
Figur 1A eine Querschnittsansicht einer Biochip-Anordnung gemäß dem Stand der Technik, Figur 1B eine andere Querschnittsansicht einer Biochip- Anordnung gemäß dem Stand der Technik,
Figur 2A eine Draufsicht einer Biochip-Anordnung mit Interdigitalelektroden gemäß dem Stand der Technik,
Figur 2B eine Querschnittsansicht entlang einer Linie I-I' der in Figur 2A gezeigten Biochip-Anordnung mit Interdigitalelektroden gemäß dem Stand der Technik,
Figur 3A eine Querschnittsansicht einer Biochip-Anordnung gemäß einam ersten Ausführungsbeispiel der Erfindung,
Figur 3B eine Querschnittsansicht einer Biochip-Anordnung gemäß einem zweiten Ausführungsbeispiel der
Erfindung,
Figur 3C eine Querschnittsansicht einer Biochip-Anordnung gemäß einem dritten Ausführungsbeispiel der Erfindung,
Figur 4A eine Querschnittsansicht einer Biochip-Anordnung gemäß einem vierten Ausführungsbeispiel der Erfindung,
Figur 4B eine Draufsicht der in Figur 4A gezeigten Biochip- Anordnung gemäß dem vierten Ausführungsbeispiel der Erfindung.
In Fig. 3A ist eine Biochip-Anordnung gemäß einem ersten Ausführungsbeispiel der Erfindung gezeigt. Die Biochip- Anordnung 300 weist auf ein Substrat 301, mindestens einen auf oder in dem Substrat 301 angeordneten Sensor 302 und eine elektrisch leitfähige Permeationsschicht 303, die in einem vorgegebenen, von Null verschiedenen Abstand (dieser Abstand ist in Fig. 3A mit einem Doppelpfeil symbolisiert, der mit „d" gekennzeichnet ist) von der Oberfläche des Substrats 301 J OJ K t-1 H»
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kann alternativ aus einem anderen geeigneten Material hergestellt sein. Da durch die Permeationsschicht 303 und die Begrenzungseinrichtung 305 ein Hohlraum ausgebildet ist, kann in diesen Hohlraum eine zu untersuchende Flüssigkeit eingefüllt werden. Beispielsweise kann mit einer Kanüle oder einer Pipette in den Hohlraum die zu untersuchende Flüssigkeit eingefüllt sein. Wie in Fig. 3B gezeigt, weist auch die Begrenzungseinrichtung 305 eine charakteristische Höhe auf. Durch geeignetes Wählen dieser Höhe der Begrenzungseinrichtung 305 ist die Biochip-Anordnung 310 flexibel auf die Bedürfnisse des Einzelfalls einstellbar. Oftmals sind mit einer Biochip-Anordnung 310 zu untersuchende biologische Proben in nur geringen Volumina vorliegend. Entsprechend einem vorgegebenen Volumen einer zu untersuchenden Flüssigkeit ist die Begrenzungseinrichtung 305 mit einem geeigneten Höhe wählbar. Die Begrenzungseinrichtung 305 ist auf der Permeationsschicht 303 befestigt, indem sie auf der Permeationsschicht 303 aufgeklebt ist.
In Fig. 3C ist eine Biochip-Anordnung 320 gemäß einem weiteren Ausführungsbeispiel der Erfindung gezeigt.
Gemäß der in Fig. 3C gezeigten Biochip-Anordnung 320 weist der mindestens eine Sensor 302 aus Fig. 3A, Fig. 3B mindestens eine Elektrode 306 auf, wobei jede Elektrode 306 mit elektrischen Kontaktierungen 307, 308 koppelbar ist. Gemäß dem in Fig. 3C gezeigten Ausführungsbeispiel ist jede der Elektroden 306 mit einer ersten elektrischen Kontaktierung 307 bzw. mit einer zweiten elektrischen Kontaktierung 308 gekoppelt. Wie in Fig. 3C gezeigt, ist zwischen der ersten elektrischen Kontaktierung 307 und der zweiten elektrischen Kontaktierung 308 ein Signal abnehmbar. Gemäß dem in Fig. 3C gezeigten Ausführungsbeispiel wird dieses Signal von einem Mittel zum Erfassen eines elektrischen Signals 309 erfasst. Das Mittel zum Erfassen eines elektrischen Signals 309 kann ein Voltmeter sein. Ferner weist die Biochip-Anordnung 320 eine Vielzahl von Fängermolekülen 311 auf, die mit den Elektroden 306 gekoppelt sind. Darüber hinaus weist die Biochip-Anordnung von Fig. 3C eine Referenzelektrode 312 auf. Zwischen die
Referenzelektrode 312 und die Permeationsschicht 303 ist eine elektrische Spannung 313 anlegbar. Die elektrische Spannung 313 ist nach Betrag und Vorzeichen frei wählbar. In Fig. 3C ist eine zu untersuchende elektrolytische Flüssigkeit 314 schematisch dargestellt, die mittels der Biochip-Anordnung 320 auf das Vorhandensein eines bestimmten Bio-Moleküls, beispielsweise eines bestimmten DNA-Halbstrangs, untersucht werden kann .
In der zu untersuchenden Flüssigkeit 314 sind möglicherweise nachzuweisende Bio-Moleküle enthalten (in Fig. 3C nicht gezeigt) . Ferner ist mittels einer Einfüllvorrichtung (in
Fig. 3C nicht gezeigt) eine zu untersuchende Flüssigkeit 314 in die Biochip-Anordnung 320 einfüllbar. Eine solche Einfüllvorrichtung kann beispielsweise eine Pipette oder eine Kanüle sein.
Darüber hinaus ist in Fig. 3C ein weiterer Abstandshalter 315 gezeigt. Dieser ist wie der Abstandshalter 304 zwischen dem Substrat 301 und der Permeationsschicht 303 angeordnet. Die Dicke des weiteren Abstandshalters 315 ist gleich dem vorgegebenen Abstand der Permeationsschicht 303 von der
Oberfläche des Substrats 301, d.h. wie in Fig. 3C angedeutet, erfüllt der Abstandshalter 304 vorwiegend zwei Funktionen. Einerseits hält der Abstandshalter 304 den durch seine Dicke vorgebbaren Abstand zwischen dem Substrat 301 und der Permeationsschicht 303 aufrecht. Darüber hinaus dient der Abstandshalter 304 der mechanischen Stabilisierung der Permeationsschicht 303 entlang des Umfangs der beispielsweise im wesentlichen kreisförmig ausgestalteten Permeationsschicht 303. Ist der Abstandshalter 304 im wesentlichen ring- oder hohlzylinderförmig ausgebildet, so kann allerdings in einem zentralen Abschnitt der Permeationsschicht 303 diese möglicherweise nicht ausreichend mechanisch stabilisiert sein. Zu diesem Zweck ist gemäß dem in Fig. 3C gezeigten Ausführungsbeispiel der weitere Abstandshalter 315 vorgesehen, der die in Wesentlichen kreisförmige Permeationsschicht 303 in einem Mittelabschnitt stabilisiert. Alternativ zu dem in Fig. 3C gezeigten Ausführungsbeispiel können auch mehrere weitere Abstandshalter 315 vorgesehen sein, um die Permeationsschicht 303 an weiteren Stellen mechanisch zu stabilisieren. Auch kann der mindestens eine weitere Abstandshalter 315 dazu dienen, auch in einem Mittenabschnitt der Permeationsschicht 303 den konstanten
Abstand zwischen dem Substrat 301 und der Permeationsschicht 303 aufrecht zu erhalten. Dies kann erforderlich sein, wenn die Permeationsschicht 303 aufgrund ihres Eigengewichtes oder des Gewichtes der auf der Permeationsschicht 303 angeordneten zu untersuchenden Flüssigkeit 314 infolge der
Gravitationskraft nach unten durchhängt. Der mindestens eine weitere Abstandshalter 315 kann in diesem Fall die im wesentlichen planare Struktur der Permeationsschicht 303 aufrechterhalten .
Die in Fig. 3C gezeigte Permeationsschicht 303 weist einen Kern auf, der aus einem elektrisch leitfähigen Material hergestellt ist. Die Permeationsschicht 303 weist ferner eine den Kern umgebende Hülle auf, die aus einem porösen Material hergestellt ist. Das poröse Material der Permeationsschicht 303 weist Poren einer vorbestimmten Größe auf, derart, dass Moleküle, deren Größe kleiner oder gleich der vorbestimmten Porengröße ist, durch das poröse Material hindurchdiffundieren können, wohingegen Moleküle, deren Größe die vorbestimmte Porengröße übersteigt, nicht durch das poröse -Material hindurchdiffundieren können.
Um die in einer zu untersuchenden Flüssigkeit 314 möglicherweise enthaltenen empfindlichen Bio-Moleküle, beispielsweise DNA-Halbstränge, vor Zerstörung zu schützen, ist der aus einem elektrisch leitfähigen Material hergestellte Kern der Permeationsschicht 303 mit der porösen Schutzschicht umgeben. Diese Schutzschicht ist von kleinen Molekülen und Ionen durchdringbar, wohingegen sie von großen Molekülen wie den zu untersuchenden empfindlichen Bio- Molekülen nicht durchdringbar ist. Indem durch Wahl des Materials der porösen Umhüllung der Permeationsschicht 303 die Porengröße einstellbar ist, kann determiniert werden, welche Moleküle durch die poröse Schutzschicht hindurchdiffundieren können und welche nicht.
Das elektrisch leitfähige Material der Permeationsschicht 303 ist vorzugsweise ein Metall oder ein Halbleiter. Es kann allerdings auch jedes andere leitfähige Material sein, beispielsweise elektrisch leitfähige Polymere. Vorzugsweise ist das elektrisch leitfähige Material der Permeationsschicht 303 Gold-Material.
Bei der Biochip-Anordnung 320 ist die Permeationsschicht 303 gemäß diesem Ausführungsbeispiel der Erfindung als ein Gitternetz ausgestaltet. Ein solches Gitternetz ist aus in zwei zueinander orthogonalen Richtungen parallel gespannten elektrischen leitfähigen Drähten gebildet, die von einem porösen Material ummantelt sind. Durch die Drähte des Gitternetzes, die voneinander beispielsweise in einem Abstand von ungefähr 100 nm angeordnet sind, werden Maschen ausgebildet, deren Dimension so voreingestellt ist, dass die Maschen von den möglicherweise in der zu untersuchenden Flüssigkeit 314 enthaltenen, nachzuweisenden Bio-Molekülen aufgrund deren Größe durchdrungen werden können.
Der Nachweis der Bio-Moleküle erfolgt durch Anbinden an die
Fängermoleküle 311, welche Fängermoleküle 311 an der Oberfläche der Elektroden 306 immobilisiert sind. Um dort anbinden zu können, müssen die nachzuweisenden Bio-Moleküle in Wirkkontakt mit den Fängermolekülen 311 gelangen. Wie in Fig. 3C gezeigt, müssen die Bio-Moleküle hierzu zunächst die Permeationsschicht 303 durchdringen, was beispielsweise durch die Ausgestaltung der Permeationsschicht 303 als Gitternetz realisiert werden kann.
Weiter ist es für die Funktionalität der Biochip-Anordnung 320 erforderlich, dass eine elektrische Spannung 313 zwischen die Permeationsschicht 303 und die Referenzelektrode 312 angelegt wird. Ist die elektrische Spannung 313 so gewählt, dass die Permeationsschicht infolge der elektrischen Spannung elektrisch positiv aufgeladen ist, so werden in der zu untersuchenden Flüssigkeit 314 enthaltene elektrisch negativ geladene, nachzuweisende Bio-Moleküle durch eine elektrische Kraft von der Permeationsschicht 303 angezogen und bewegen sich daher auf die Permeationsschicht 303 zu (Elektrophorese) . So sind beispielsweise DNA-Halbstränge unter physiologischen pH-Werten (ungefähr pH-Wert 6 bis pH- Wert 9) in Lösung elektrisch negativ geladen. Eine auf positive elektrische Spannung befindliche Permeationsschicht 303 ist daher geeignet, negativ geladene DNA-Halbstränge in der Umgebung der Permeationsschicht 303 zu akkumulieren. Durch die Konzentrationserhöhung der nachzuweisenden Moleküle in der Umgebung der Permeationsschicht 303 bzw. in der Umgebung der Fängermoleküle 311 ist die
Nachweisempfindlichkeit der Biochip-Anordnung 320 für zu untersuchende Bio-Moleküle verbessert.
Wird im Gegensatz zu dem oben beschriebenen Szenario eine elektrische Spannung 313 zwischen die Referenzelektrode 312 und die Permeationsschicht 303 angelegt, so dass die Permeationsschicht 303 elektrisch negativ geladen ist, so werden sich elektrisch positiv geladene Bio-Moleküle in der Umgebung der Permeationsschicht 303 infolge von Elektrophorese versammeln. So sind beispielsweise Proteine bei physiologischen pH-Werten oft elektrisch positiv geladen.
Der eigentliche Nachweis der in einer zu untersuchenden
Flüssigkeit 314 möglicherweise enthaltenen Bio-Moleküle erfolgt durch eine Anbindung der Bio-Moleküle an die LO OJ t 1 H"
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Kontaktierung 408, elektrisch leitfähigen Verbindungsmitteln 409 und einer Referenzelektrode 410. Einige der in Fig. 4A gezeigten Merkmale der Biochip-Anordnung 400 sind in Fig. 4B nicht gezeigt.
Mittels der Einfüllvorrichtung 406 ist eine zu untersuchende Flüssigkeit in den Hohlraum der durch das Permeationsnetz 403 und die Begrenzungseinrichtung 405 ausgebildet wird, einfüllbar. Zwischen das Permeationsnetz 403 und die Referenzelektrode 410 ist eine elektrische Spannung anlegbar, aufgrund derer infolge Elektrophorese die in der möglicherweise zu untersuchenden Flüssigkeit enthaltene nachzuweisende Bio-Moleküle sich in einem Umgebungsbereich des Permeationsnetzes 403 akkumulieren. Durch den Abstandshalter 404 wird ein durch dessen Dicke vorgebbarer Abstand zwischen dem Permeationsnetz 403 und der aktiven Sensorebene, also der Oberfläche des Substrates 401, auf oder in der die Sensoren 402 angeordnet sind, eingestellt. Dieser Abstand beträgt vorzugsweise 1 bis 2 μm.
Um die in Fig. 4A und Fig. 4B gezeigte Biochip-Anordnung 400 als DNA-Sensor zu betreiben, ist jeder der Sensoren 402 als eine elektrisch leitfähige Elektrode mit daran immobilisierten geeigneten Fängermolekülen zu wählen (nicht gezeigt in Fig. 4A, Fig. 4B) . Die zu untersuchende
Flüssigkeit inklusive der biologischen Makromoleküle durchdringt die Maschen 411 des Permeationsnetzes 403 (siehe Fig. 4B) . Auf diese Weise geraten die nachzuweisenden Bio- Moleküle, beispielsweise DNA-Halbstränge, in Wirkverbindung mit den Fängermolekülen auf der Oberfläche der Elektroden. Sind die nachzuweisenden Bio-Moleküle und die auf der Oberfläche der Elektroden immobilisierten Fängermoleküle zueinander komplementär, so erfolgt Hybridisierung. Dadurch verändert sich der elektrische Parameter Kapazität zwischen denen als Elektroden vorgesehenen Sensoren 402. Die Kapazität oder ein beliebiger anderer Parameter kann zwischen der ersten elektrischen Kontaktierung 407 und der zweiten elektrischen Kontaktierung 408, erfasst werden.
Die elektrische Kopplung zwischen der ersten elektrischen Kontaktierung 407 bzw. der zweiten elektrischen Kontaktierung 408 und den Sensoren 402 ist durch elektrische Verbindungsmittel 409 realisiert. Diese können, wie die Sensoren 402 oder die elektrischen Kontaktierungen 407, 408, auf dem Substrat 401 (beispielsweise ein Siliziumwafer) integriert sein, oder als separate elektrische Bauelemente vorgesehen sein.
Wie in Fig. 4A gezeigt, ist der Abstandshalter 404 direkt auf der Oberfläche des Substrats 401 befestigt. Der Abstandshalter 404 kann beispielsweise auf der Oberfläche des
Substrats 401 festgeklebt sein, alternativ kann der
Abstandshalter 404 auch mittels eines halbleitertechnologischen Verfahrens auf der Oberfläche des
Substrats 401 abgesetzt sein. Gemäß dem in Fig. 4A, Fig. 4B gezeigten Ausführungsbeispiel der Biochip-Anordnung 400 ist der Abstandshalter 404 als Polyimidring realisiert.
Vorzugsweise weist die Dicke dieses Polyimidrings 1 bis 2 μm auf .
Auf der Oberseite des Abstandshalters 404 ist das
Permeationsnetz 403 befestigt, beispielsweise aufgeklebt. Wie insbesondere in Fig. 4B gezeigt, ist das Permeationsnetz gemäß dem bevorzugten Ausführungsbeispiel als ein Netz von zueinander parallel gespannten Drähten, die in zwei zueinander senkrechten Richtung angeordnet sind, ausgestaltet, wodurch Maschen 411 ausgebildet werden.
Die Begrenzungseinrichtung 405 ist gemäß dem in Fig. 4A, Fig.
4B gezeigten Ausführungsbeispiel der erfindungsgemäßen Biochip-Anordnung 400 als Plexiglasröhre ausgebildet, die beispielsweise auf die Oberfläche des Permeationsnetzes 403 aufgeklebt ist. Wie in Fig. 4B gezeigt, sind sowohl der Abstandshalter 404 als auch die Begrenzungseinrichtung 405 gemäß dem beschriebenen Ausführungsbeispiel der Biochip- Anordnung 400 im wesentlichen hohlzylinderförmig vorgesehen.
Abschließend sei darauf hingewiesen, dass mittels der
Einfüllvorrichtung 406 eine zu untersuchende Flüssigkeit, üblicherweise im Milliliter- bis Mikroliterbereich, in die Biochip-Anordnung 400 eingefüllt werden kann. Die Einfüllvorrichtung 406 kann beispielsweise eine Pipette oder eine Kanüle sein.
In diesem Dokument sind folgende Veröffentlichungen zitiert
[1] WO 99/38612 AI
[2] Washizu, M, Suzuki, S, Kurosawa, 0, Nishizaka, T,
Shinohara, T (1994) „Molecular Dielectrophoresis of Biopolymers", IEEE Transactions of Industrial Applications, 30 (4) : 835-843
[3] WO 99/53093 AI
Bezugszeichenliste
100 Biochip-Anordnung
101 Substrat
102 erste Elektrode
103 zweite Elektrode
104 erster elektrischer Kontakt
105 zweiter elektrischer Kontakt
106 Fängermoleküle
107 zu untersuchende elektrolytische Flüssigkeit
108 DNA-Halbstränge
200 Biochip-Anordnung
201 Substrat
202 erste Interdigitalelektrode
203 zweite Interdigitalelektrode
300 Biochip-Anordnung
301 Substrat
301a Oberfläche des Substrats
302 Sensor
303 Permeationsschicht
303a untere Oberfläche der Permeationsschicht 303b unterer Hohlraum 303c oberer Hohlraum
304 Abstandhalter
305 Begrenzungseinrichtung
306 Elektrode
307 erste elektrische Kontaktierung
308 zweite elektrische Kontaktierung
309 Mittel zum Erfassen eines elektrischen Signals
310 Biochip-Anordnung
311 Fängermoleküle
312 Referenzelektrode
313 elektrische Spannung
314 zu untersuchende elektrolytische Flüssigkeit
315 weiterer Abstandhalter 320 Biochip-Anordnung
400 Biochip-Anordnung
401 Substrat
402 Sensor
403 Permeationsnetz
404 Abstandhalter
405 Begrenzungseinrichtung
406 Einfüllvorrichtung
407 erste elektrische Kontaktierung
408 zweite elektrische Kontaktierung
409 elektrische Verbindungsmittel
410 Referenzelektrode
411 Maschen

Claims

Patentansprüche
1. Biochip-Anordnung zum Erfassen von Bio-Molekülen mit
• einem Substrat; • mindestens einem auf oder in dem Substrat angeordneten Sensor;
• einer elektrisch leitfähigen Permeationsschicht, die in einem vorgegebenen, von Null verschiedenen Abstand von der Oberfläche des Substrats angeordnet ist, und an die eine elektrische Spannung anlegbar ist.
2. Biochip-Anordnung nach Anspruch 1, die ferner einen Abstandshalter aufweist, der zwischen dem Substrat und der Permeationsschicht angeordnet ist, und dessen Dicke gleich dem vorgegebenen Abstand der Permeationsschicht von der Oberfläche des Substrats ist.
3. Biochip-Anordnung nach Anspruch 1 oder 2 , die ferner eine Begrenzungseinrichtung aufweist, wobei die Begrenzungseinrichtung entlang eines geschlossenen Weges auf der Permeationsschicht derart angeordnet ist, dass durch die Begrenzungsvorrichtung und die Permeationsschicht ein Hohlraum ausgebildet ist.
4. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 1 bis 3, bei welcher der mindestens eine Sensor mindestens eine Elektrode aufweist, wobei jede der Elektroden mit elektrischen Kontaktierungen koppelbar ist.
5. Biochip-Anordnung nach Anspruch 4, die ferner eine
Vielzahl von Fängermolekülen aufweist, die mit mindestens einer der Elektroden gekoppelt sind.
6. Biochip-Anordnung nach Anspruch 4 oder 5, die ferner mindestens eine elektrische Kontaktierung aufweist, wobei mindestens eine der Elektroden mit mindestens einer der elektrischen Kontaktierungen gekoppelt ist, so dass an den elektrischen Kontaktierungen mindestens ein Signal abnehmbar ist .
7. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 1 bis 6, die ferner eine Referenzelektrode aufweist, derart, dass zwischen die Permeationsschicht und die Referenzelektrode eine elektrische Spannung anlegbar ist.
8. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 1 bis 7, bei der die Permeationsschicht einen Kern aufweist, der aus einem elektrisch leitfähigen Material hergestellt ist.
9. Biochip-Anordnung nach Anspruch 8, bei der die Permeationsschicht ferner eine den Kern umgebende Hülle aufweist, die aus einem porösen Material hergestellt ist.
10. Biochip-Anordnung nach Anspruch 9, bei der das poröse Material der Permeationsschicht Poren einer vorbestimmten Größe aufweist, derart, dass Moleküle, deren Größe kleiner oder gleich der vorbestimmten Porengröße ist, durch das poröse Material hindurchdiffundieren können, wohingegen Moleküle, deren Größe die vorbestimmte Porengröße übersteigt, nicht durch das poröse Material hindurchdiffundieren können.
11. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 8 bis 10, bei der das elektrisch leitfähige Material der Permeationsschicht ein Metall oder ein Halbleiter ist.
12. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 8 bis 11, bei der das elektrisch leitfähige Material der Permeationsschicht
Gold ist.
13. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 8 bis 12, bei der die Permeationsschicht als ein Gitternetz ausgestaltet ist.
14. Biochip-Anordnung nach Anspruch 13, bei der benachbarte Drähte des Gitternetzes voneinander in einem Abstand von ungefähr 100 n angeordnet sind.
15. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 2 bis 14, bei welcher der Abstandshalter entlang eines geschlossenen Weges auf dem Substrat derart angeordnet ist, dass durch den Abstandshalter und das Substrat ein Hohlraum ausgebildet ist.
16. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 3 bis 15, bei welcher der Abstandshalter und/oder die
Begrenzungseinrichtung im Wesentlichen hohlzylinderförmig sind/ist .
17. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 3 bis 16, bei welcher der Abstandshalter und/oder die
Begrenzungseinrichtung aus einem elektrisch nicht leitfähigen Material hergestellt sind/ist.
18. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 3 bis 17, bei welcher der Abstandshalter und/oder die
Begrenzungseinrichtung aus einem oder einer Kombination der Materialien Glas, Plexiglas, Polyimid, Polycarbonat , Polyethylen, Polypropylen oder Polystyrol hergestellt sind/ist.
19. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 2 bis 18 mit mindestens einem weiteren Abstandshalter, die zwischen dem Substrat und der Permeationsschicht angeordnet sind, und deren Dicke gleich dem vorgegebenen Abstand der
Permeationsschicht von der Oberfläche des Substrats ist.
20. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 4 bis 19, bei der die mindestens eine Elektrode aus Gold hergestellt ist.
21. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 5 bis 20, bei der die Fängermoleküle Nukleinsäuren, Peptide, Proteine oder niedermolekulare Verbindungen sind.
22. Biochip-Anordnung nach einem der Ansprüche 1 bis 21, die eine Mehrzahl von elektrisch leitfähigen Permeationsschichten aufweist, die in einem vorgegebenen Abstand voneinander angeordnet sind, wobei an jede der Permeationsschichten jeweils eine elektrische Spannung anlegbar ist.
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Families Citing this family (8)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
DE10145701A1 (de) * 2001-09-17 2003-04-10 Infineon Technologies Ag Fluoreszenz-Biosensorchip und Fluoreszenz-Biosensorchip-Anordnung
DE10224567B4 (de) * 2002-06-03 2014-10-23 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Sensor-Anordnung und Verfahren zum Betreiben einer Sensor-Anordnung
GB0300820D0 (en) * 2003-01-14 2003-02-12 Diagnoswiss Sa Membrane-microchannel strip
DE10328136A1 (de) * 2003-06-23 2005-01-27 Infineon Technologies Ag Sensor-Element, Sensor-Array und Verfahren zum Erfassen von in einem Analyten möglicherweise enthaltenen Partikeln
FR2861609B1 (fr) 2003-10-31 2006-02-03 Commissariat Energie Atomique Procede de repartition de gouttes d'un liquide d'interet sur une surface
FR2861608B1 (fr) * 2003-10-31 2005-12-23 Commissariat Energie Atomique Dispositif de travail comportant des zones de travail bordees, laboratoire sur puce et microsysteme
US11525829B2 (en) * 2017-08-02 2022-12-13 Hemosmart Medical Technology Ltd. Method for capturing target cells or molecules in solution
CN117157383A (zh) * 2021-08-31 2023-12-01 深圳华大生命科学研究院 一种检测结构、方法、检测芯片以及传感装置

Family Cites Families (18)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US5167820A (en) * 1986-03-24 1992-12-01 Ensci, Inc. Porous membranes and methods for using same
IL93020A (en) * 1990-01-09 1995-06-29 Yeda Res & Dev Biosensors comprising a lipid bilayer doped with ion channels anchored to a recording electrode by bridging molecules
US5776672A (en) * 1990-09-28 1998-07-07 Kabushiki Kaisha Toshiba Gene detection method
EP0639269B1 (de) * 1991-03-27 2002-06-12 Ambri Limited Ionisches reservoir an der oberfläche einer elektrode
US5632957A (en) * 1993-11-01 1997-05-27 Nanogen Molecular biological diagnostic systems including electrodes
US6051380A (en) * 1993-11-01 2000-04-18 Nanogen, Inc. Methods and procedures for molecular biological analysis and diagnostics
ATE181155T1 (de) * 1993-08-13 1999-06-15 Haan Andre Herstellungsverfahren fur ein halbleiterelement und detektor mit einem solchen halbleiterelement
US6207373B1 (en) * 1998-02-25 2001-03-27 Nanogen, Inc. Methods for determining nature of repeat units in DNA
US6306348B1 (en) * 1993-11-01 2001-10-23 Nanogen, Inc. Inorganic permeation layer for micro-electric device
US6071394A (en) * 1996-09-06 2000-06-06 Nanogen, Inc. Channel-less separation of bioparticles on a bioelectronic chip by dielectrophoresis
WO1996042013A1 (en) * 1995-06-08 1996-12-27 Visible Genetics Inc. Microelectrophoresis chip for moving and separating nucleic acids and other charged molecules
AUPO714897A0 (en) * 1997-06-03 1997-06-26 Australian Membrane And Biotechnology Research Institute Model membrane systems
CN1237165C (zh) * 1998-02-20 2006-01-18 内诺金有限公司 分子生物学分析和诊断用的有源装置和方法
US6251343B1 (en) * 1998-02-24 2001-06-26 Caliper Technologies Corp. Microfluidic devices and systems incorporating cover layers
DE19980632B4 (de) * 1998-04-08 2005-07-07 Universität Heidelberg Verfahren zur Durchführung von Reaktionen zwischen mindestens zwei Reaktionspartnern in wässrigen Reaktionsgemischen
US6090572A (en) * 1998-06-26 2000-07-18 Biostar, Incorporated Filtration and extraction device and method of using the same
US6303082B1 (en) * 1999-12-15 2001-10-16 Nanogen, Inc. Permeation layer attachment chemistry and method
JP3757412B2 (ja) * 2000-02-22 2006-03-22 横河電機株式会社 バイオチップ

Non-Patent Citations (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
See references of WO02090573A2 *

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