EP0888172A1 - Endotoxin-spezifische membranen - Google Patents

Endotoxin-spezifische membranen

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EP0888172A1
EP0888172A1 EP97914219A EP97914219A EP0888172A1 EP 0888172 A1 EP0888172 A1 EP 0888172A1 EP 97914219 A EP97914219 A EP 97914219A EP 97914219 A EP97914219 A EP 97914219A EP 0888172 A1 EP0888172 A1 EP 0888172A1
Authority
EP
European Patent Office
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endotoxin
microfiltration membrane
membrane according
endotoxins
water
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP97914219A
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Birger Anspach
Dagmar Petsch
Thomas Beeskow
Wolf-Dieter Deckwer
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Helmholtz Zentrum fuer Infektionsforschung HZI GmbH
Original Assignee
Helmholtz Zentrum fuer Infektionsforschung HZI GmbH
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Filing date
Publication date
Application filed by Helmholtz Zentrum fuer Infektionsforschung HZI GmbH filed Critical Helmholtz Zentrum fuer Infektionsforschung HZI GmbH
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    • B01J20/3289—Coatings involving more than one layer of same or different nature

Definitions

  • the invention relates to a Mi rofiltrationsmembran to Abtren ⁇ voltage of endotoxins from liquid media as well as the V Before Using this microfiltration membrane.
  • Endotoxins are lipopolysaccharides from the outer cell membrane of Gram-negative bacteria that act as pyrogens. Due to the ubiquity of bacteria, endotoxins are also ubiquitous. However, you can not d hrough S tan ⁇ dard methods such as sterile filtration or autoclaving be removed or harmless (1) as opposed to bacteria. For this reason , sterile is not synonymous with endotoxin-free. Especially critical is t the presence of endotoxins in injection or Infusionslö ⁇ solutions (parenteral) because they already administered intravenously in amounts of 1 ng per kg body weight have fever exciting.
  • the S ymptomatik extends at an appropriately high dosage (eg., By large-volume parenterals) to severe shock death an d (3: 2). Therefore, almost all pharmacopoeias besides the germ-free i - strict endotoxin levels: e.g. B. 0.2 EU per mg chloramphenicol for injection or only 0.003 EU per heparin unit (4). In practice, meeting these requirements presents some difficulties. In particular, the production of biological medicinal products cannot be endotoxin-free in all steps.
  • the main possible endotoxin sources are:
  • Raw materials such as plasma or tissue, which can already be contaminated with bacteria.
  • thermostable active ingredients (30 minutes at 250 ° C) is just as unsuitable for the preparations as treatment with acids, alkalis or strongly oxidizing agents (H2O 2 ) (1) •
  • microfiltration membrane for separating endotoxins from liquid media, in particular water, protein solutions or parenterals
  • the microfiltration membrane being characterized by covalently bound ligands for endotoxins, the ligands being a polymer worn, which is applied to the membrane.
  • the covalently bound ligands can be any suitable covalently bound ligands.
  • an endotoxin-specific ligand preferably histamine, histidine, polyethyleneimine, poly-L-lysine or polymyxin B and / or
  • the membrane material for the microfiltration membrane according to the invention can be regenerated cellulose, cellulose acetone, polysulfone, polyethylene vinyl alcohol or polyamide, in particular nylon.
  • the polymers which are applied to the microfiltration membrane according to the invention can be a hydrophilic polymer, in particular dextran, polyvinyl alcohol or modified cellulose, preferably hydroxyethyl cellulose.
  • This hydrophilic polymer can itself be water-soluble, swellable in water or water-insoluble.
  • the polymer can be carried by the microfiltration membrane according to the invention with the aid of a spacer.
  • the covalently bound ligands can also be carried by a spacer.
  • These spacers can be spacers derived from bisoxirane, glutardialdehyde, epihalohydrin or diisocyanate, if appropriate after oxidative activation.
  • microfiltration membranes are therefore provided which are surface-modified in a suitable manner and remove endotoxins from water and aqueous solutions (buffers, protein solutions).
  • the surface modification can consist in the application of a bifunk ionic covalently bonded spacer which is reacted with a hydrophilic polymer, non-specific interactions of the membrane, especially with proteins, being reduced.
  • the covalently bound hydrophilic polymer can be reacted with endotoxin-specific ligands, if appropriate if via another spacer.
  • FIG. 1 For the principle of surface modification of the membrane, see FIG. 1.
  • Polymer-coated microfiltration membranes according to the invention with covalently bound endotoxin-specific ligands can remove endotoxins in one pass, even from highly loaded solutions (6000 EU ml -1 ).
  • the membranes are constructed in accordance with FIG. 1.
  • a hydrophilic polymer is applied via a spacer, which is then further, optionally via a spacer, reacted with endotoxin-specific ligands.
  • the following are particularly suitable as membrane materials:
  • PEVA polyethylene vinyl alcohol
  • Polyamides (especially nylon, such as N66)
  • Reactive bifunctional compounds are suitable as spacers.
  • the following are particularly suitable:
  • Bisoxiran Glutardialdehyde Epihalohydrine Diisocyanate To activate the vicinal diol bond formed when bisoxirane and epihalohydrin are used, oxidation by periodate can optionally be used, an aldehyde group being formed. The spacer bound to the membrane is further reacted with hydrophilic polymers. As such, the following are preferred:
  • Modified celluloses especially hydroxyethyl cellulose (HEC)
  • the further reaction takes place either directly with the endotoxin-specific ligand or again via the mediation of one of the spacers mentioned above, if appropriate after its oxidative activation.
  • the following act as endotoxin-specific ligands see list of abbreviations: DAH, Brain, His, PEI, PLL, PMB.
  • the usually non-endotoxin-specific ligands such as DEAE and DOC also proved to be highly specific in the membrane configuration with a high recovery of the proteins at the same time.
  • control membranes nylon without modification and with applied hydrophobic polymer with or without spacer
  • endotoxin-specific ligands No endotoxin depletion was obtained on control membranes (nylon without modification and with applied hydrophobic polymer with or without spacer) without endotoxin-specific ligands.
  • the new membranes can be used to remove endotoxins from water and parenterals. Good results are also achieved in the presence of proteins. In the case of basic proteins, however, it must be taken into account that interactions of proteins with the endotoxin that can result in endotoxic masking. Protein-bound endotoxin cannot be clearly demonstrated with the LAL test. In this connection it should be mentioned that it has not been finally clarified whether protein-bound endotoxin is still toxic.
  • the membranes according to the invention can be used in a variety of ways.
  • Hydrophilic polymers in particular dextran, polyvinyl alcohol and hydroxyethyl cellulose, are covalently bound to microfiltration membranes based on nylon (preferably 0.45 ⁇ m or larger).
  • endotoxin-specific ligands are immobilized on the applied polymers.
  • Figure 1 illustrates the structure of the membranes.
  • nylon membranes were first activated with bisoxirane: to do this, they were mixed in a mixture for 16 hours at 80 ° C of 9 ml bisoxirane, 1 ml ethanol and 1 ml 25 mM sodium carbonate buffer (pH 11) shaken (Figure 2a). After thorough washing, each membrane with 5 ml of a 20 percent. Dextran 40,000 solution (pH 11) incubated for fifteen minutes at room temperature (FIG. 2b). The membranes were then dried at 120 ° C. for 14 hours. To remove non-specifically bound dextran, the membranes were washed three times with 0.1 M sodium hydroxide solution and three more times with water.
  • the coated membranes are characterized by significantly lower non-specific interactions - expressed by the amount of hemoglobin adsorbed.
  • FIG. 3 also shows that the same effect cannot be achieved with a simple dextran coating as with PVA and HEC.
  • a further layer can achieve further improvement, while a third layer has only minor effects. Dextran was therefore always used as a double coating.
  • the ligands PLL, PMB and PEI were either immobilized directly on the periodate-activated coating polymers or after incorporation of a periodate-oxidizable spacer (bisoxirane). The procedure is shown by way of example in FIG. 4. DEAE was coupled directly to the matrices without a spacer, the other low molecular weight ligands were bound via epibromohydrin.
  • the membranes coated with hydrophilic polymers were incubated for three hours at room temperature in a mixture of 100 mg sodium borohydride, 5 ml bisoxirane and 45 ml 1 M sodium hydroxide solution. After hydrolysis of the free oxirane ring (30 minutes incubation at pH 2.5) and periodate oxidation of the vicinal diol obtained (90 minutes incubation in 0.2 M sodium periodically) the membranes were reacted for two hours with a solution of 0.5 g PEI (MW 50000) in 0.1 M phosphate buffer, which was adjusted to pH 8, at room temperature, so that the structure shown in FIG. 1 resulted . Finally, it was washed with 1 M sodium chloride solution and water.
  • Histidine was immobilized on epibromohydrin-activated coated membranes via DAH.
  • Epibromohydrin activation was carried out as described for bisoxiran. Immobilized DAH was activated by reaction for 8 minutes with a mixture of 5 ml epibromohydrin and 5 ml 4 M sodium hydroxide solution at 90 ° C. and immediately reacted with L-histidine at 80 ° C. (0.5 g L-histidine in 20 ml Was ⁇ water, pH 12). The finished membrane was washed with 1 M sodium chloride and water.
  • LAL test used. This test is based on the fact that endotoxin induces the release of the chromogen p-nitroaniline, there being a linear relationship between the amount of p-nitroaniline released and the endotoxin concentration in the range 0 to 1.2 EU / ml. From the photometric p-nitroaniline determination can be made using a calibration line
  • the LAL test was introduced in Europe in 1985 by the European Pharmacopoeia Commission for testing for endotoxins and has also replaced the rabbit test in the monograph "Water for Injection Purposes" since 1989.
  • the membranes marked with -d represent membranes in which the incorporation of a spacer has been dispensed with.
  • a PEI and a DAHHis membrane were used for depletion.
  • DEX / 2 denotes a membrane that has been coated twice in succession with dextran
  • DEX / 3 refers to a membrane that has been dextran-coated three times in a row

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Abstract

Die Erfindung betrifft eine Mikrofiltrationsmembran zur Abtrennung von Endotoxinen aus flüssigen Medien, insbesondere Wasser, Proteinlösungen oder Parenteralien, die durch kovalent gebundene Liganden für Endotoxine, wobei die Liganden von einem Polymeren getragen werden, das auf der Membran aufgebracht ist, gekennzeichnet ist.

Description

Endotoxin-spezifische Membranen
Beschreibung
Die Erfindung betrifft eine Mi rofiltrationsmembran zur Abtren¬ nung von Endotoxinen aus flüssigen Medien sowie die Verwendung dieser Mikrofiltrationsmembran.
Endotoxine sind Lipopolysaccharide aus der äußeren Zellmembran Gram-negativer Bakterien, die als Pyrogene wirken. Aufgrund der Allgegenwärtigkeit von Bakterien sind auch Endotoxine ubiquitär. Sie können im Gegensatz zu Bakterien jedoch nicht durch Stan¬ dard-Methoden wie Sterilfiltrieren oder Autoklavieren entfernt bzw. unschädlich gemacht werden (1) . Aus diesem Grund ist steril nicht gleichbedeutend mit Endotoxin-frei. Besonders kritisch ist die Anwesenheit von Endotoxinen in Injektions- bzw. Infusionslö¬ sungen (Parenteralia) , da sie intravenös appliziert bereits in Mengen von 1 ng pro kg Körpergewicht fiebererregend wirken. Die Symptomatik reicht bei entsprechend hoher Dosierung (z. B. durch großvolumige Parenteralia) bis zu schwerem Schock und Tod (2 3 ) . Daher schreiben fast alle Pharmacopöen neben der Keimfrei- heit strenge Endotoxin-Höchstwerte vor: z. B. 0,2 EU pro mg Chloramphenicol zur Injektion oder nur 0,003 EU pro Heparin-Unit (4) . Die Erfüllung dieser Forderungen bereitet in der Praxis einige Schwierigkeiten. Insbesondere die Produktion biologischer Arzneimittel kann nicht in allen Schritten Endotoxin-frei erfol¬ gen. Als Endotoxin-Quellen kommen hauptsächlich in Frage:
- Rohstoffe wie Plasma oder Gewebe, die bereits Bakterien-konta- miniert sein können.
- Bei rekombinanten Produkten ist mit dem Eintrag von Host-spe¬ zifischen Endotoxin zu rechnen.
- Bakterielle Kontamination von Geräten, Filtern oder Hilfsstof¬ fen während der Herstellung.
Die für thermostabile Wirkstoffe übliche Hitzedekontamination (30 Minuten bei 250 °C) ist für die Präparate ebenso wenig ge¬ eignet wie Behandlung mit Säuren, Laugen oder stark oxidierenden Agenzien (H2O2) (1 ) •
Beim Einsatz von Aktivkohle oder Tiefenfiltern wie ZETA PLUS sind häufig merkliche Produktverluste zu verzeichnen, so daß ihre Anwendung auf die Wasseraufbereitung beschränkt bleibt (5 , 6) .
Die Ultrafiltration hat als sehr schonende Methode große Popula¬ rität auf dem Gebiet der Endotoxin-Entfernung erlangt. Hierbei wird i. a. mit cut-offs von 10000 oder 5000 gearbeitet, um auch monomere Bestandteile (MW ca. 14000) wirkungsvoll abzutrennen, die neben hochmolekularen Aggregaten (bis zu mehreren Millionen Molekulargewicht) vorliegen. Trotzdem treten immer wieder Pro¬ bleme mit niedermolekularen Spaltstücken auf, die ebenfalls pyrogen wirken (z. B. Lipid A) . Das betrifft vor allem die Hämo- dialyse: Obwohl die Dialysepuffer ultrafiltriert werden, entwickeln z. B in den USA jährlich 400000 Hamodialyse-Patienten septische Sypmtome (7) . - Die Notwendigkeit der kleinen cut-offs beschränkt die Anwendung der Ultrafiltration zudem auf die De- kontaminierung niedermolekularer Substanzen (8) .
Im Fall von hochmolekularen Produkten wie Pharmaproteinen, Albu¬ min-Präparaten oder Heparin existieren nach wie vor große Schwierigkeiten: Treten in diesen Präparaten Endotoxin-Verunrei- nigungen auf, bleibt gegenwärtig nur die Möglichkeit des Repro- zessierens, um den Vorschriften von FDA, USP oder EP gerecht zu werden.
Um dieses aufwendige Verfahren zu vermeiden, das Produkt aber trotzdem seiner Bestimmung zuzuführen, wurde die Möglichkeit ge¬ prüft, verseuchte Produkte über chromatographische Sorbentien mit Endotoxin-spezifischen Liganden selektiv zu dekontaminieren. Auch dies brachte nicht den gewünschten Erfolg: Bisher beschrie¬ bene Affinitätssorbentien mit His, Hirn, PMB als Liganden erwie¬ sen sich trotz hoher bis sehr hoher Assoziationskonstanten bei hohen Endotoxin-Eingangskonzentrationen als nicht geeignet (9) . Ferner wurde in Gegenwart von Proteinen konkurrierende Pro¬ teinadsorption beobachtet, die zu verringerten Endotoxin-Abrei- cherungsraten und teilweise hohen Proteinverlusten führte (insbesondere bei sauren Proteinen wie BSA) .
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Dieser Stand der Technik läßt sich erfindungsgemäß durch eine Mikrofiltrationsmembran zur Abtrennung von Endotoxinen aus flüs¬ sigen Medien, insbesondere Wasser, Proteinlösungen oder Parente¬ ralien verbessern, wobei die Mikrofiltrationsmembran durch kova¬ lent gebundene Liganden für Endotoxine gekennzeichnet ist, wobei die Liganden von einem Polymeren getragen werden, das auf der Membran aufgebracht ist.
Zur Membrantechnologie und auch Membranherstellung kann auf Ho & Sirkar (Herausgeber) , Membrane Handbook, Verlag van Nostrand Reinhold, New York, 1992, verwiesen werden.
Bei den kovalent gebundenen Liganden kann es sich um
(a) einen endotoxin-spezifischen Liganden, vorzugsweise Histamin, Histidin, Polyethylenimin, Poly-L-lysin oder Poly- myxin B und/oder
(b) einen per se nicht-endotoxin-spezifischen Liganden handeln, vorzugsweise Diaminohexan, Diethylaminoethyl oder Desoxycho- lat . Bei dem Membranmaterial für die erfindungsgemäße Mikrofiltra- tionsmembran kann es sich um regenerierte Zellulose, Zellulose- acet, Polysulfon, Polyethylenvinylalkohol oder Polyamid handeln, insbesondere um Nylon.
Bei den Polymeren, das auf die erfindungsgemäße Mikrofiltra¬ tionsmembran aufgebracht ist, kann es sich um ein hydrophiles Polymere handeln, insbesondere um Dextran, Polyvinylalkohol oder modifizierte Zellulose, vorzugsweise Hydroxyethylzellulose.
Dieses hydrophile Polymere kann für sich wasserlöslich, in Was¬ ser guellbar oder wasserunlöslich sein.
Das Polymere kann von der erfindungsgemäßen Mikrofiltrationsmem¬ bran mit Hilfe eines Spacers getragen werden. Auch die kovalent gebundenen Liganden können von einem Spacer getragen werden. Bei diesen Spacern kann es sich um Spacer handeln, die sich von Bisoxiran, Glutardialdehyd, Epihalogenhydrin oder Diisocyanat herleiten, gegebenenfalls nach oxidativer Aktivierung.
Zur Aktivierungs- und Immobilisierungschemie, die auch auf endo- toxin-spezifische Liganden und Spacer eingeht, sei beispiels¬ weise auf Hermanson, Mallia & Smith, Immobilized Affinity Ligand Techniques, Academic Press Inc., San Diego, 1992, verwiesen.
Erfindungsgemäß werden also Mikrofiltrationsmembranen vorgese¬ hen, die in geeigneter Weise oberflächenmodifiziert sind und aus Wasser und wässrigen Lösungen (Puffer, Proteinlösungen) Endoto¬ xine entfernen. Die Oberflächenmodifikation kann im Aufbringen eines bifunk ioneilen kovalent gebundenen Spacers bestehen, der mit einem hydrophilen Polymeren umgesetzt wird, wobei unspezifi¬ sche Wechselwirkungen der Membran, speziell mit Proteinen, redu¬ ziert werden. Das kovalent gebundene hydrophile Polymere kann mit endotoxin-spezifischen Liganden umgesetzt werden, gegebenen- falls über einen weiteren Spacer. Zum Prinzip der Oberflächenmo¬ difikation der Membran vergleiche man Figur 1.
Der Endotoxin-Abreicherungserfolg kann sich in Gegenwart von Proteinen als abhängig von der Nettoladung der Proteine erwei¬ sen. Durch Optimierung der Bedingungen (pH-Wert) können saure Proteine (wie BSA und Maus-IgG 1) vollständig dekontaminiert werden, und zwar ohne nennenswerte Verluste an Protein. Im Fall basischer Proteine (wie beispielsweise Lysozym und bFGF) lassen sich ebenfalls hohe Abreicherungen erzielen.
Polymer-gecoatete erfindungsgemäße Mikrofiltrationsmembranen mit kovalent gebundenen endotoxin-spezifischen Liganden können Endo¬ toxine in einem Durchgang entfernen, und zwar auch aus hochbela¬ steten Lösungen (6000 EU ml-1) .
Vom Prinzip her sind die Membranen entsprechend Figur 1. aufge¬ baut. Zunächst wird über einen Spacer ein hydrophiles Polymer aufgebracht, das dann weiter, ggf. über einen Spacer, mit Endo¬ toxin-spezifischen Liganden umgesetzt wird. Als Membranmateria¬ lien kommen insbesondere infrage:
Cellulose
Polysulfon
PEVA (Polyethylenvinylalkohol)
Polyamide (speziell Nylon, wie z. B. N66)
Als Spacer eignen sich reaktive bifunktionale Verbindungen. Spe¬ ziell geeignet sind:
Bisoxiran Glutardialdehyd Epihalogenhydrine Diisocyanate Zur Aktivierung der bei Verwendung von Bisoxiran und Epihalogen- hydrin entstehenden vicinalen Diolbindung kann ggf. Oxidation durch Periodat angewandt werden, wobei eine Aldehydgruppe ent¬ steht. Der an die Membran gebundene Spacer wird weiter umgesetzt mit hydrophilen Polymeren. Als solche kommen bevorzugt infrage:
Dextran
Polyvinylalkohol (PVA)
Modifizierte Cellulosen, speziell Hydroxyethylcellulose (HEC)
Die weitere Reaktion erfolgt entweder direkt mit dem Endotoxin- spezifischen Liganden oder wiederum über die Vermittlung eines der oben angeführten Spacer, ggf. nach dessen oxidativer Akti¬ vierung. Als Endotoxin-spezifische Liganden wirken (s. Liste der Abkürzungen) : DAH, Hirn, His, PEI, PLL, PMB. Auch die üblicher¬ weise nicht endotoxin-spezifischen Liganden wie DEAE und DOC er¬ wiesen sich in der Membrankonfiguration als hochspezifisch bei gleichzeitig hoher Wiederfindung der Proteine.
Die Leistungsfähigkeit der entwickelten Membranen geht aus den angeführten Beispielen hervor. Die Endotoxin-Entfernung kann fast immer als vollständig bezeichnet werden. Sie liegt in der Regel unter 1 EU ml-1, oft unterhalb der Nachweisgrenze mit dem LAL-Test.
An Kontrollmembranen (Nylon ohne Modifikation und mit aufge¬ brachtem hydrophoben Polymer mit oder ohne Spacer) ohne endoto¬ xin-spezifischen Liganden wurde keine Endotoxinabreicherung er¬ halten.
Die neuen Membranen können eingesetzt werden zur Endotoxinent- fernung aus Wasser und Parenteralia. Auch in Gegenwart von Pro¬ teinen werden gute Ergebnisse erzielt. Im Fall basischer Pro¬ teine ist allerdings zu berücksichtigen, daß Wechselwirkungen der Proteine mit dem Endotoxin auftreten können, die zu einer endotoxischen Maskierung führen können. Proteingebundenes Endo¬ toxin kann mit dem LAL-Test nicht eindeutig nachgewiesen werden, In diesem Zusammenhang ist zu erwähnen, daß nicht endgültig ge¬ klärt ist, ob proteingebundenes Endotoxin noch toxisch wirkt.
Die erfindungsgemäßen Membranen können vielseitig angewandt wer¬ den.
Medizinisch-pharmazeutischer Bereich:
- Hämodialyse.
- Unbedenkliche Infusions- und Injektionslösungen
(Parenteralia) .
- Sichere Diagnostika (z. B. Antikörper) . In der Biotechnologie:
- Herstellung von Pharmaprodukten.
- Endotoxin-Abreicherung in Prozesswasser und Rohstoffen.
- Dekontaminierung von Produkten (aufwand für Prozessierung ent¬ fällt) .
Methoden
1. Herstellung der Membranen
An Mikrofiltrationsmembranen auf Nylon-Basis (bevorzugt 0,45 μm oder größer) werden hydrophile Polymere, insbesondere Dextran, Polyvinylalkohol und Hydroxyethylcellulose kovalent gebunden. Im nächsten Schritt werden an die aufgebrachten Polymere endotoxin- spezifische Liganden immobilisiert. Figur 1 illustriert den Auf¬ bau der Membranen.
1.1. Membran-coating am Beispiel von Dextran:
Die Nylon-Membranen wurden zunächst mit Bisoxiran aktiviert: Hierzu wurden sie sechzehn Stunden bei 80 °C in einer Mischung von 9 ml Bisoxiran, 1 ml Ethanol und 1 ml 25 mM Natriumcarbonat- Puffer (pH 11) geschüttelt (Figur 2a) . Nach gründlichem Waschen wurde je eine Membran mit 5 ml einer 20-proz. Dextran 40000-Lö- sung (pH 11) fünfzehn Minuten bei Raumtemperatur inkubiert (Figur 2b) . Anschließend wurden die Membranen 14 Stunden bei 120 °C getrocknet. Um unspezifisch gebundenes Dextran zu entfernen, wurden die Membranen dreimal mit 0,1 M Natronlauge und weitere dreimal mit Wasser gewaschen.
Wie Figur 3 zeigt, zeichnen sich die gecoateten Membranen durch signifikant geringere unspezifische Wechselwirkungen - ausge¬ drückt durch adsorbierte Menge Hämoglobin - aus.
Aus der Figur 3 geht auch hervor, daß mit einem einfachen Dextran-coating nicht der gleiche Effekt erreicht werden kann wie mit PVA und HEC. Durch einen zweiten Layer kann weitere Ver¬ besserung erzielt werden, während ein dritter Layer nur noch ge¬ ringfügige Auswirkungen hat. Dextran wurde daher immer als Dop- pel-coating eingesetzt.
1.2. Immobilisierung von endotoxin-spezifischen Liganden
Die Liganden PLL, PMB und PEI wurden entweder direkt an die periodat-aktivierten Coating-Polymere oder nach Inkorporation eines periodat-oxidierbaren Spacers (Bisoxiran) immobilisiert. Das Vorgehen ist beispielhaft in Figur 4 dargestellt. DEAE wurde ohne Spacer direkt an die Matrices gekoppelt, die anderen nie¬ dermolekularen Liganden wurden über Epibromhydrin gebunden.
1.2.1 PEI-Immobilisierung über Bisoxiran
Zur Aktivierung wurden die mit hydrophilen Polymeren gecoateten Membranen drei Stunden bei Raumtemperatur in einer Mischung aus 100 mg Natriumborhydrid, 5 ml Bisoxiran und 45 ml 1 M Natron¬ lauge inkubiert. Nach Hydrolyse des freien Oxiranringes (30 Mi¬ nuten Inkubation bei pH 2,5) und Periodatoxidation des erhalte¬ nen vicinalen Diols (90 Minuten Inkubation in 0,2 M Natrium- periodat) wurden die Membranen zwei Stunden mit einer Lösung von 0,5 g PEI (MW 50000) in 0,1 M Phosphatpuffer, die auf pH 8 ein¬ gestellt wurde, bei Raumtemperatur umgesetzt, so daß sich der in Figur 1 gezeigte Aufbau ergibt. Abschließend wurde mit 1 M Na¬ triumchlorid-Lösung und Wasser gewaschen.
1.2.2. Histidin-Immobilisierung
Histidin wurde über DAH an epibromhydrin-aktivierte gecoatete Membranen immobilisiert. Epibromhydrin-Aktivierung wurde wie für Bisoxiran beschrieben durchgeführt. Immobilisiertes DAH wurde durch 8-minütige Reaktion mit einer Mischung von 5 ml Epibromhy- drin und 5 ml 4 M Natronlauge bei 90 °C aktiviert und sofort bei 80 °C mit L-Histidin umgesetzt (0,5 g L-Histidin in 20 ml Was¬ ser, pH 12) . Die fertige Membran wurde mit 1 M Natriumchlorid und Wasser gewaschen.
Entsprechende Vorschriften wurden angewandt für das Coating mit anderen Polymeren und die kovalente Bindung mit den anderen en¬ dotoxin-spezifischen Liganden.
2. Abreicherungsexperimente
Alle Untersuchungen zum Adsorptionverhalten von Endotoxinen an den Membranen wurden bei Raumtemperatur im Dead-end-Modus durch¬ geführt .
Je eine Membranscheibe wurde am Boden einer Ultrafiltrations- zelle (Membranfläche 13,4 crrr) fixiert und mit 30 % ethanoli- scher 0,1 M Natronlauge, 1,5 M Natriumchlorid-Lösung und pyro- genfreiem Wasser gewaschen, um Endotoxin-Spuren zu entfernen. Nach Equilibrierung der Membran wurden jeweils 20 ml kontami¬ nierter Lösung mit einer Flußgeschwindigkeit von 2 ml/min durch die Membran filtriert. Das Filtrat wurde gesammelt und im LAL- Test untersucht . 3. Endotoxintest
Zur Endotoxin-Quantifizierung in den Ausgangslösungen und Filtraten wurde ein chromogener Limulus Amöbozyt Lysat Test
(LAL-Test) eingesetzt. Dieser Test beruht darauf, daß Endotoxin die Freisetzung des Chromogens p-Nitroanilin induziert, wobei zwischen der freigesetzten Menge p-Nitroanilin und der vorlie¬ genden Endotoxin-Konzentration im Bereich 0 bis 1,2 EU/ml ein linearer Zusammenhang besteht. Aus der photometrischen p-Nitro- anilin-Bestimmung kann mit Hilfe einer Kalibriergeraden
(Standard-Endotoxin E. coli 0111:B4) auf die Endotoxin-Konzen¬ tration der Proben geschlossen werden.
Der LAL-Test wurde in Europa 1985 von der Europäischen Arznei¬ buch-Kommission zur Prüfung auf Endotoxine eingeführt und er¬ setzt seit 1989 auch in der Monographie "Wasser für Injektions¬ zwecke" den Kaninchen-Test.
Anwendungsbeispiele
1. (Fig. 5) Abreicherung aus hochbelasteten Pufferlösungen Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 7) mit 6000 EU/ml versetzt
Die mit -d gekennzeichneten Membranen stellen Membranen dar, bei denen auf Inkorporation eines Spacers verzichtet wurde.
2. (Fig. 6 bis 7) Abreicherung aus Endotoxin-angereicherten BSA- Lösungen
Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 4,66) mit 1 mg/ml BSA und 6610 EU/ml versetzt
Proteinwiederfindung BSA 3. (Fig. 8) Abreicherung aus Handels-BSA
Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 4,66) mit 1 mg/ml BSA Endotoxinkonzentration 65 EU/ml
4. (Fig. 9 bis 10) Abreicherung aus Handels-Lysozym
Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 7) mit 1 mg/ml Lysozym Endotoxinkonzentration 134 EU/ml
Proteinwiederfindung Lysozym
5. (Fig. 11 bis 12) Abreicherung aus MAX 16 H 5
Feed: 20 ml 20 mM Phosphatpuffer (pH 5,5) mit 3 mg/ml Protein Endotoxinkonzentration 62,5 EU/ml
Proteinwiederfindung IgG
6. Abreicherung aus bereits aufgereinigtem bFGF Feed: 5 ml bFGF, das 9 EU/ml enthielt
Es wurde das Abreicherungsverfahren einer PEI-Membran unter¬ sucht. Im Filtrat waren noch 0,202 EU/ml nachweisbar.
7. Abreicherung aus Milli-Q-Wasser, das mit Endotoxin versetzt wurde
Feed: 1 1 Wasser mit 270 EU/ml versetzt
Zur Abreicherung wurden eine PEI- und eine DAHHis-Membran eingesetzt .
PEI-Filtrat: < 0,015 EU/ml
DAHHis-Filtrat: 0,07 EU/ml
- 1 3
Verwendete Abkürzungen
BSA Rinderserumalbumin bFGF basischer Fibroblasten-Wachstumsfaktor
DAH Diaminohexan
DEAE Diethyl-aminoethyl
DEX Dextran
DEX/2 bezeichnet eine Membran, die zweimal nacheinander mit Dextran gecoatet wurde
DEX/3 bezeichnet eine Membran, die dreimal nacheinander mit Dextran g e c o a t e t wurde
DOC Desoxycholat
EP Europäische Pharmacopö
EU Endotoxin-Unit
FDA Food and drug administration
HEC Hydroxyethylcellulose
Hirn Histamin
His Histidin
MW Molekulargewicht
N66 unbehandelte Nylon-Membran
PEI Polyethylenimin
PLL Poly-L-Lysin
PMB Polymyxin B
PVA Polyvinylalkohol
USP US Pharmacopö

Claims

Patentansprüche
1. Mikrofiltrationsmembran zur Abtrennung von Endotoxinen aus flüssigen Medien, insbesondere Wasser, Proteinlösungen oder Parenteralien, gekennzeichnet durch kovalent gebundene Liganden für Endotoxine, wobei die Liganden von einem Polymeren getragen werden, das auf der Membran aufgebracht ist.
2. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 1, gekennzeichnet durch
(a) einen endotoxin-spezifischen Liganden, vorzugsweise Histamin, Histidin, Polyethylenimin, Poly-L-lysin oder Polymyxin B und/oder
(b) einen per se nicht-endotoxin-spezifischen Liganden, vorzugs¬ weise Diaminohexan, Diethylaminoethyl oder Desoxycholat .
3. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 1 oder 2, gekennzeich¬ net durch regenerierte Zellulose, Zelluloseacetat, Polysulfon, Polyethylenvinylalkohol oder Polyamid, insbesondere Nylon als Membranmaterial .
4. Mikrofiltrationsmembran nach einem der vorhergehenden Ansprü¬ che, gekennzeichnet durch ein hydrophiles Polymeres, insbeson¬ dere Dextran, Polyvinylalkohol oder modifizierte Zellulose, vor¬ zugsweise Hydroxyethylzellulose.
5. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 4, dadurch gekennzeich¬ net, daß das hydrophile Polymere für sich wasserlöslich oder wasserunlöslich ist.
6. Mikrofiltrationsmembran nach einem der vorhergehenden Ansprü¬ che, dadurch gekennzeichnet, daß das Polymere von der Membran mit Hilfe eines Spacers getragen wird.
7. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 6, gekennzeichnet durch einen sich von Bisoxiran, Glutardialdehyd, Epihalogenhydrin oder Diisocyanat herleitenden Spacer.
8. Mikrofiltrationsmembran nach einem der vorhergehenden Ansprü¬ che, dadurch gekennzeichnet, daß die Liganden von dem Polymeren mit Hilfe eines Spacers getragen werden.
9. Mikrofiltrationsmembran nach Anspruch 8, gekennzeichnet durch einen sich von Bisoxiran, Glutardialdehyd, Epihalogenhydrin oder Diisocyanat herleitenden Spacer, gegebenenfalls nach oxidativer Aktivierung.
10. Verwendung einer Mikrofiltrationsmembran gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche zum Entfernen von Endotoxinen aus flüs¬ sigen Medien, insbesondere aus Wasser, Proteinlösungen oder Parenteralien.
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