DE69933669T2

DE69933669T2 - Vorrichtung zur inaktivierung von verunreinigungen in biologischen flüssigkeiten

Info

Publication number: DE69933669T2
Application number: DE69933669T
Authority: DE
Inventors: R. John Lake Villa CHAPMAN; R. Peter Stoneham STARK; V. Michael Chicago SWALLOW; N. Dale Newton LARSON
Original assignee: Baxter International Inc
Current assignee: Fenwal Inc
Priority date: 1998-05-18
Filing date: 1999-05-10
Publication date: 2007-04-05
Anticipated expiration: 2019-05-11
Also published as: EP1079868A4; EP1079868B1; EP1079868A1; NO20005800D0; DE69933669D1; NO20005800L; NO321317B1; US6190609B1; JP2002515299A; CA2331404A1; AU4183899A; WO1999059645A1; AU750131B2; CA2331404C; ES2275343T3; ATE342740T1; DK1079868T3

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft Verfahren und Vorrichtungen zur Behandlung biologischer Fluide wie Blut und Blutbestandteilen. Insbesondere betrifft die vorliegende Erfindung Verfahren und Vorrichtungen zum Inaktivieren von Kontaminanten wie Viren in solchen biologischen Fluiden.
Menschliches Blut schließt sowohl zelluläre als auch nichtzelluläre Bestandteile ein. Die zellulären Bestandteile im Blut schließen rote Blutkörperchen (RBK), weiße Blutkörperchen (WBK) und Plättchen ein. Plasma ist ein nichtzellulärer Bestandteil des Blutes und ist das flüssige Medium, in welchem die zellulären Bestandteile suspendiert bzw. gelöst sind. Plasma schließt auch verschiedene andere Bestandteile wie Proteine (z.B. Fibrinogen, Albumin und Globuline), Elektrolyte und Metabolite ein.
Es ist gut bekannt, dass Viren wie das Hepatitis- oder das HIV-Virus in menschlichem Blut anwesend sein können. Die Viren, die im Blut anwesend sind, können „intrazellulär", d.h. innerhalb eines der zellulären Blutbestandteile wie weißen Blutkörperchen enthalten sein, oder sie können „extrazellulär", d.h. frei im Plasma vorhanden, sein. Zum Beispiel ist das Hepatitis-Virus hauptsächlich ein extrazelluläres Virus, das Cytomegalovirus (das Virus, das für Herpes verantwortlich ist) ist vorwiegend ein intrazelluläres Virus, und das HIV-Virus (das Virus, das für AIDS verantwortlich ist) kommt sowohl intrazellulär als auch extrazellulär vor. Unabhängig davon, wo das Virus anwesend ist, stellt das Vorhandensein des Virus im Blutstrom nicht nur für den Wirt ein Infektions- und Erkrankungsrisiko dar, sondern auch für einen Empfänger, wenn das Blut oder ein Blutbestandteil gesammelt und übertragen wird.
Entsprechend hat die medizinische Gemeinschaft versucht, das Übertragungsrisiko von Blut, das durch aktives Virus verdorben ist, durch Entwickeln von Verfahren und Vorrichtungen zum Entfernen des Virus aus dem Blutstrom oder zum Inaktivieren des Virus auf andere Weise zu verringern. Zum Beispiel umfasst ein solcher Versuch die Filtration von Blut und/oder Blutbestandteilen, um intrazelluläre Viren zu entfernen, die zum Beispiel in weißen Blutkörperchen eingeschlossen sind, Rawal et aL.: „Reduction of human immunodeficiency virus-infected cells from donor blood by leukocyte filtration", Transfusion, S. 460–462 (1998). Obwohl eine Filtration von Blut und/oder Blutbestandteilen im Entfernen der intrazellulären Viren einigermaßen wirksam gewesen ist, ist das Entfernen von extrazellulären Viren im Allgemeinen unwirksam gewesen, weil solche Viren typischerweise zu klein sind, um durch zurzeit handelsüblich erhältliche Filter abgefangen zu werden.
Andere Verfahren zur Inaktivierung von Viren und insbesondere extrazellulären Viren im Blut schließen Dampfsterilisation von Blutplasma zum Inaktivieren eines Virus ein. Weitere Verfahren schließen die Verwendung von „Detergenzien" zum Reinigen des Blutes und/oder des Blutbestandteils von irgendeinem Virus oder Verfahren, durch die die Blutbestandteile gefroren, aufgetaut und gewaschen werden, um das Virus zu entfernen, ein.
Ein neuerer Ansatz zur viralen Inaktivierung ist die Behandlung von Blut oder Blutbestandteilen mit einem photochemischen Mittel und Licht. Wenn es durch Licht einer geeigneten Wellenlänge aktiviert wird, tötet das photochemische Mittel entweder das Virus direkt oder hemmt indirekt die Fähigkeit des Virus, zu replizieren und „inaktiviert" somit in jedem Fall das Virus. So wie hier verwendet, bedeutet der Begriff „inaktivieren" (und Formen davon) die eigentliche Zerstörung, Auslöschung einer Kontaminante wie einem Virus oder eine direkte oder indirekte Wirkung auf die Kontaminante, die seine Fähigkeit, zu replizieren oder auf andere Weise einen lebenden Empfänger nachteilig zu beeinflussen, hemmt.
Mehrere bekannte photochemische Mittel sind zur Verwendung in der Inaktivierung von Viren in Blut verwendet oder offenbart worden. Sie schließen zum Beispiel Psoralene ein (die in der Inaktivierung von Viren in gesammelten Plättchen verwendet worden sind), wie in dem US-Patent Nr. 5,459,030 beschrieben. Andere photochemische Mittel, die für die Inaktivierung von Viren in Blut offenbart worden sind, schließen die Familie der lichtaktivierten Medikamente, die von Benzoporphyrin abgeleitet sind, ein wie in dem US-Patent Nr. 5,536,238 beschrieben ist, welches auf den Rechtsnachfolger der vorliegenden Anmeldung übertragen ist und durch Bezugnahme hier eingeschlossen ist. Noch andere photochemische Mittel, die zur Verwendung in der Inaktivierung von Viren in biologischen Fluiden berücksichtigt sind, sind Verbindungen aus der Familie der Phenothiazin-Farbstoffe, welche Toluidinblau O, Azur A, Azur B, Azur C, Thionin, Methylenblau und Methylengrün einschließen, aber nicht auf diese begrenzt sind.
Für die photochemischen Mittel zum Inaktivieren von Viren muss das Licht, das auf das photochemische Mittel angewendet wird, eine Wellenlänge aufweisen, die von dem photochemischen Mittel absorbiert werden kann. Wie in dem US-Patent Nr. 5,527,704, das auch auf den Rechtsnachfolger der vorliegenden Anmeldung übertragen und durch Bezugnahme hier eingeschlossen ist, beschrieben ist, ist es im Fall von Methylenblau bekannt, dass Methylenblau sichtbares Licht mit Wellenlängen von zwischen ungefähr 550 und 700 nm absorbiert. Wie zurzeit verstanden wird, wird ein Methylenblaumolekül, das durch Licht aktiviert worden ist, ein Katalysator für Sekundär- und Tertiärreaktionen, die das Virus inaktiveren. Insbesondere wird angenommen, dass die Aktivierung des photochemischen Mittels wie Methylenblau zur Bildung von Singulett-Sauerstoff führt, der die Sekundär- und Tertiärreaktionen steigert. Eine detaillierte Diskussion von Methylenblau, seiner Photophysik und seiner photodynamischen Wirkung auf Proteine, Nukleinsäure, Viren und Bakterien ist in Tuite et al., „Photochemical interactions of methylene blue and analogues with DANN and other biological substrates", J. Photochem, Photobiol. B. Biol., 21, (1993) dargelegt, das durch Bezugnahme hier eingeschlossen ist.
Zusätzlich zur Wirkung als Katalysator für virale Inaktivierungsreaktionen können photochemische Mittel (wenn sie durch Licht aktiviert sind), wie Methlenblau, auch zu einer Beschädigung von Plasmaproteinen und insbesondere therapeutischen Proteinen führen wie in dem europäischen Patent Nr. 0 196 515 beschrieben ist, welches durch Bezugnahme eingeschlossen ist. Wie in dem Europäischen Patent Nr. 0 196 515 dargelegt und wie hier verwendet, schließen therapeutische Proteine jedes biologisch aktive Protein ein, welches Eigenschaften aufweist, welche es in der Behandlung von medizinischen Störungen nützlich machen. Beispiele solcher Proteine schließen Plasmaproteine in menschlichem Blut wie Faktor VIII, Von-Willebrand-Faktor, Faktor IX, Faktor X, Faktor XI, Hageman-Faktor, die aktivierten Formen von solchen Faktoren, Prothrombin, Antithrombin III, Fibronektin, Plasminogen, Immunserumglobulin, modifiziertes Immunglobulin, Albumin, 1-Antitrypsin und Präkallikrein ein. Vor der vorliegenden Erfindung ist ein System, das in der Lage ist, ein maximales virales Abtöten mit einer minimalen Beschädigung von therapeutischen Proteinen zur Verfügung zu stellen, für unerreichbar gehalten worden, weil auch angenommen wurde, dass die erhöhte Bildung von Singulett-Sauerstoff für die Proteinbeschädigung verantwortlich sei.
Es sind auch verschiedene Vorrichtungen zur Verwendung von photochemischen Mitteln in der viralen Inaktivierung entwickelt worden. Zum Beispiel ist in dem US-Patent Nr. 5,300,019, das auf den Rechtsnachfolger der vorliegenden Anmeldung übertragen wurde, und auch durch Bezugnahme hier eingeschlossen ist, eine Vorrichtung zur Behandlung eines Fluids, das eine biologische Kontaminante enthält, mit einem photochemischen Mittel beschrieben. In dem US-Patent Nr. 5,300,019, werden Blut, das eine Kontaminante wie ein Virus einschließt, und ein photochemisches Mittel von einem Ursprungsbehälter durch eine Behandlungskammer zu einem Sammelbehälter gepumpt. Während es in der anwesend ist, wird das Blut einer Lichtquelle ausgesetzt, die das photochemische Mittel aktiviert, während das Blut innerhalb der Behandlungskammer verarbeitet wird. Um sicher zu stellen, dass das Blut ausreichend und gleichmäßig der Lichtquelle ausgesetzt ist, wird das Blut (mit Kontaminante und photochemischem Mittel) fortwährend innerhalb der Behandlungskammer gemischt. Nach der Behandlung wird das Blut im Sam melbehälter gesammelt. Das photochemische Mittel, das in dem Patent beschrieben ist, ist Benzoporphyrin.
In dem US-Patent Nr. 5,527,704, auch durch Bezugnahme eingeschlossen, wird ein einzelner Blut- oder Blutbestandteilbehälter zwischen zwei gegenüber liegenden Strahlen von Licht aussendenden Dioden angeordnet. Der Behälter schließt einen Blutbestandteil (Plasma), eine virale Kontaminante und eine Methylenblaumenge ein. Der Behälter wird durch die lichtaussendenen Dioden bestrahlt, welche Licht bilden, das eine Wellenlänge von ungefähr 620–670 nm aufweist, um das Methylenblau zu aktivieren. Der Blut- oder Blutbestandteilbehälter wird für einen Zeitraum von ungefähr fünf (5) Minuten Licht unterworfen.
Während die Verfahren und Vorrichtungen des Standes der Technik einen Fortschritt in der Inaktivierung von Kontaminanten, wie Viren, in biologischen Fluiden, wie Blut oder Blutbestandteilen, bedeuten, gibt es noch Raum für Verbesserungen. Zum Beispiel ist eines der Hauptgebiete des Interesses eine bessere Inaktivierung eines wesentlichen Teils der Kontaminante sicherzustellen, wobei das Ziel 100 % Inaktivierung ist. Insbesondere ist es wünschenswert, dass ein Einer-Lichtquelle-Aussetzen des biologischen Fluids eine maximale virale Inaktivierung mit einer minimalen Beschädigung der therapeutischen Proteine zur Verfügung stellt. Es ist auch wünschenswert, dass ein Aussetzen gegenüber einer Lichtquelle des biologischen Fluids von kurzer Dauer ist, um die Effizienz der Behandlung pro Lichtbehandlung zu erhöhen und die Kosten zu verringern. Es ist weiterhin wünschenswert, dass ein Aussetzen gegenüber einer Lichtquelle des biologischen Fluids im Wesentlichen gleichmäßig in seiner Anwendung ist und vorzugsweise ohne die Notwendigkeit, das Blut und/oder die Blutbestandteile fortwährend zu mischen. Weil biologische Fluide wie Blut oder Blutbestandteile oft in Kunststoffbehältern gesammelt oder gelagert werden, kann es auch weiterhin wünschenswert sein, in der Lage zu sein, mehr als eine Einheit oder einen Behälter gleichzeitig zu behandeln, um die Effizienz zu verbessern, aber ohne nachteilige Wirkung auf die virale Inaktivierung.
ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG
Die vorliegende Erfindung stellt gemäß Anspruch 1 eine Vorrichtung zum Inaktivieren von Kontaminanten in einem biologischen Fluid zur Verfügung. Das biologische Fluid ist vorzugsweise ein Blutbestandteil wie Blutplasma, und das photochemische Mittel ist vorzugsweise ein Phenothiazinfarbstoff wie Methylenblau. Die Lichtquelle kann ein Natriumlicht umfassen, und ein Kontrollsystem bzw. Regelungssystem kann funktionell mit der Lichtquelle und einem oder mehreren Sensoren verbunden sein, um zur Verfügung zu stellen, dass das Licht, welches das biologische Fluid kontaktiert, zwischen ungefähr 1 und 100 Joule/cm² beträgt.
Um einen vollständigeren und gleichmäßigeren Lichtkontakt mit dem Fluid zur Verfügung zu stellen, kann die Lichtquelle verlängert werden, um Licht entlang der Länge der Lichtquelle zur Verfügung zu stellen, im Gegensatz zum Beispiel zu einer punktförmigen Lichtquelle.
Das biologische Fluid kann andere Verbindungen einschließen, welche vorzugsweise nicht nachteilig durch die Lichtquelle beeinflusst werden. Der Anteil des Lichts, der das biologische Fluid kontaktiert und die Kontaktzeit werden vorzugsweise überwacht und, wenn gewünscht, geregelt. Diese Erfindung findet insbesondere Anwendung, wenn das biologische Fluid Blutplasma und das photochemische Mittel Methylenblau ist.
Das biologische Fluid kann durch das Licht für einen Abschnitt zwischen ungefähr 0,3 und 30 Minuten kontaktiert werden.
KURZE BESCHREIBUNG DER ZEICHNUNGEN
1 ist eine perspektivische Ansicht einer vergleichbaren Vorrichtung;
2 ist eine perspektivische Explosionsansicht der Vorrichtung in 1, wobei Teile der äußeren Abdeckung für eine bessere Ansicht der inneren Merkmale entfernt sind;
3 ist eine perspektivische Ansicht der Vorrichtung in 1, wobei die äußere Abdeckung entfernt ist, um das Innere der Vorrichtung darzustellen;
3a ist eine perspektivische Ansicht eines Behälters, der an einem Haken hängt und wobei sich der Behälterhalter in einer offenen Position befindet;
3b ist eine perspektivische Ansicht des Behälters in 3a, wobei sich der Behälterhalter in einer geschlossenen Position befindet;
3c ist eine Seitenansicht eines Behälters, der an einem Haken hängt, und dem Behälterhalter in einer offenen Position;
3d ist eine Seitenansicht des Behälters in 3c, wobei sich der Behälterhalter in einer geschlossenen Position befindet;
4 ist eine Vorderansicht der Vorrichtung in 3;
5 ist eine Seitenansicht der Vorrichtung in 3 als Aufriss;
6 ist eine Draufsicht auf die Vorrichtung in 1, wobei der Deckel des äußeren Gehäuses entfernt ist;
7 ist eine Schnittansicht der Vorrichtung in 5, entlang der Linie 6-6;
8 ist ein Flussdiagramm, das das Regelungssystem für die vorliegende Erfindung darstellt;
9 ist ein Diagramm, das die normalisierte spektrale Verteilung von Hochdruck-Natriumlicht zwischen 500–700 nm zeigt;
10 ist eine perspektivische Ansicht einer Vorrichtung, die die vorliegende Erfindung verkörpert bzw. ausführt;
11 ist eine perspektivische Ansicht der Vorrichtung in 10, wobei ein Teil der vorderen Platte entfernt ist, um das Innere der Vorrichtung darzustellen;
12 ist eine perspektivische Ansicht des Bodens und der Reflektorbaugruppen der Vorrichtung in 10;
13 ist eine perspektivische Explosionsansicht des Bodens und der Reflektorbaugruppen in 12;
14 ist eine Draufsicht auf die Bodenbaugruppe und den Behandlungsbereich der Vorrichtung in 10 mit Behältern im Beladungsbereich;
15 ist eine Draufsicht der Bodenbaugruppe und des Behandlungsbereichs der Vorrichtung in 10 mit Behältern innerhalb des Behandlungsbereichs;
16 ist eine Seitenansicht der Vorrichtung in 10, wobei die Seitenplatte entfernt ist, um das Innere der Vorrichtung und einen Behälter innerhalb des Behandlungsbereichs darzustellen;
17 ist ein Diagramm, das die Wirkung der Konzentration des photochemischen Mittels auf die virale Inaktivierung darstellt;
18 ist ein weiteres Diagramm, das die Wirkung der Konzentration des photochemischen Mittels auf die virale Inaktivierung darstellt;
19 ist ein weiteres Diagramm, das auch die Wirkung der Konzentration des photochemischen Mittels und der Lichtintensität auf die virale Inaktivierung darstellt, und
20 ist ein weiteres Diagramm, das die Wirkung der Konzentration des photochemischen Mittels und der Lichtintensität auf die virale Inaktivierung darstellt.
AUSFÜHRLICHE BESCHREIBUNG DER ZEICHNUNGEN
Unter jetziger Bezugnahme auf die Zeichnungen stellt 1 eine vergleichbare Vorrichtung 10 dar, die manchmal als Lichtkasten bezeichnet wird. Wie in 1 dargestellt, schließt der Lichtkasten 10 ein im Allgemeinen zylindrisches Gehäuse 12 mit einem Deckelteil oder einer Abdeckung 14, einem Mittelteil 16 und einem unteren Teil 18 ein. Der Mittelteil kann eine Regelungskonsole 20 zur Bedienerregelung des Lichtkastenbetriebs einschließen. Eine Tür 22 im Mittelteil ermöglicht den Zugang in das Innere des Lichtkastens 10. Die Tür 22 kann entweder drehbar angebracht sein oder wie in 1 verschiebbar. Der Lichtkasten 10 kann auch eine zurückziehbare Überlaufschale (nicht dargestellt) zur Sammlung von übergelaufener Flüssigkeit von innerhalb des Lichtkastens 10 einschließen.
2 ist eine Explosionsansicht des Lichtkastens 10 und zeigt seine Grundbestandteile. Insbesondere schließt der dargestellte Lichtkasten 10 eine Bodenbaugruppe 23 ein, welche eine zentral angeordnete Lichtquelle 24 und eine Blendenbaugruppe 26 trägt. Ein lichtdurchlässiges Rohr 28 ruht auf der Bodenbaugruppe und trägt an seinem oberen Ende eine Schlittenbaugruppe 30 zur Rotation um das durchlässige Rohr und die Lichtquelle. Die Schlittenbaugruppe ist ein im Allgemeinen zylindrisches, sechseckiges Gestell zum Aufnehmen von mindestens einem im Wesentlichen klaren Kunststoffbehälter 32, der biologisches Fluid enthält, das behandelt werden soll. Um den Benutzer vor unerwünschter Lichtquellenaussetzung zu schützen, umgeben das äußere Gehäuse 12 und insbesondere die Deckel- und Mittelteile den Schlitten und die Lichtquelle.
Unter erster Bezugnahme auf die Bodenbaugruppe 23 weist die Bodenbaugruppe eine unterste Grundplatte 34 und eine erhöhte Plattform 36 auf, die über der Grundplatte durch steife vertikale Stützelemente 38 getragen wird. Der Raum zwischen der Grundplatte und der Plattform erlaubt ein Zurückziehen der Blendenbaugruppe 26, stellt Platz zur Montage von Kühlventilatoren 39a und 39b zur Kühlung von unterschiedlichen Bereichen des Lichtkastens zur Verfügung und enthält die Montagefassung für die Lichtquelle 24.
Die Lichtquelle 24 ist im Allgemeinen zentral auf der Bodenbaugruppe 23 und insbesondere auf der Plattform 36 angeordnet. Die Lichtquelle schließt vorzugsweise einen verlängertes Rohr ein, um eine gleichmäßige Beleuchtung des Inneren des Lichtkastens zur Verfügung zu stellen. Die Lichtquelle 24 kann irgendeine Lampe oder Glühlampe sein, die vorzugsweise in der Lage ist, Licht hoher Intensität auszustrahlen.
Insbesondere kann die Lichtquelle 24 irgendeine Lampe oder Glühlampe sein, die Licht mit einer Wellenlänge und einer wirksamen Intensität zur Verfügung stellen kann, um (a) Kontaminanten im biologischen Fluid, das behandelt werden soll, zu inaktivieren oder genauer um (b) das photochemische Mittel (wenn vorhanden), das in der Behandlung des biologischen Fluid verwendet wird, zu aktivieren. Wenn zum Beispiel das photochemische Mittel Methylenblau ist, sollte die Lichtquelle in der Lage sein, mehr als 25 % ihres Lichts im sichtbaren Spektrum in einem Wellenlängenbereich von ungefähr 550–700 nm zur Verfügung zu stellen, um eine bessere Effizienz und eine geringere Hitzeerzeugung zur Verfügung zu stellen.
Außerdem sollte die Lichtquelle 24 ein Licht hoher Intensität zur Verfügung stellen, das in der Lage ist, eine maximale Aktivierung des photochemischen Mittels zur Verfügung zu stellen, ohne andere gewünschte Bestandteile im biologischen Fluid wesentlich zu schädigen. Zum Beispiel eine Intensität von mindestens 30 mW/cm², wie im biologischen Fluid oder dessen Behälter gemessen. Im Fall von Methylenblau sollte die Intensität zum Beispiel mindestens 30 mW/cm² und vorzugsweise zwischen 58–130 mW/cm², gemessen beim biologischen Fluid (oder dessen Behälter) und in einem Wellenlängenbereich von 550–700 nm, betragen. Natürlich können andere photochemische Mittel bei anderen Intensitäten und Wellenlängen betriebsfähig sein. Beispiele von Lichtquellen, die verwendet werden können, um photochemische Mittel zu aktivieren, schließen Hochdruck-Natriumlampen, Halogenlampen, Schwefellampen, Metallhalogenlampen oder Xenonlampen ein. Eine solche Lampe ist die Hochdruck-Natriumdampflampe, die ein keramisches Bogenrohr wie Aluminiumoxid (Al₂O₃) in einer klaren oder beschichteten äußeren Glühlampe mit einem mittleren oder Goliath-Schraubfuß zur Anordnung in die Fassung (in der Bodenbaugruppe 22) einschließt. Solch eine Natriumlampe wird von Phillips Lighting unter dem Handelsnamen Ceramalux, Model Nr. C1000S52 verkauft.
Um die Lichtquelle und den Benutzer zu schützen, schließt der Lichtkasten 10 eine zurückziehbare Blendenbaugruppe 26, ein wie in den 2, 3 und 4 dargestellt, die die Lichtquelle 24 zum Beispiel während des Beladungs- und Inbetriebsetzungsvorgangs umgibt und sich zurückzieht, nachdem die Beladung abgeschlossen ist und das Licht vollständig energetisiert ist. Die Blendenbaugruppe 26 umfasst ein zylindrisches Rohr 41, das, wenn es angehoben ist, die Lichtquelle abschirmt. Das Rohr weist einen oberen radialen Flansch 26a auf, welcher an den Blendenarmen 21 angeordnet ist. Eine Bewegung der Blende wird durch einen Blendenantriebsmotor 50, wie in 4 dargestellt, in einem Zahnstangen- und Zahnradgetriebe bewirkt.
Wie oben angemerkt, schließt der Deckel der Blende 26 einen Deckelflansch 26a ein, der, wenn die Blende 26 zurückgezogen ist, den größten Teil der Plattform 36 innerhalb des Rohrs 28 abdeckt. Die obere Oberfläche von 26a ist reflektierend, um weiter Licht in das Innere des Lichtkastens zu verteilen. Der Flansch ist vorzugsweise mit einem hochreflektierenden Material wie White 91, das von Alcoa Brite Products verkauft wird, beschichtet.
Wie oben dargelegt und in 2 dargestellt, schließt der Lichtkasten ein zylindrisches Rohr 28 ein, das an der Oberseite der Plattform 36 der Bodenbaugruppe 23 befestigt ist. Wie in 6 dargestellt, trennt das Rohr 28 das Innere des Lichtkastens 10 in einen Lichtquellenbereich 40 und einen Fluidbehandlungsbereich 42 zwischen dem Rohr 28 und dem Gehäuse 12, um übermäßiges Erhitzen des Fluids, das behandelt wird, zu verhindern. Wie in 2 dargestellt, schließt das Rohr 28 eine Lichtquelle 24 und eine zurückziehbare Blende 26 ein. Das Rohr 28 ist aus irgendeinem Material hergestellt, das für das Licht, das von der Lichtquelle ausgestrahlt wird, im Wesentlichen durchlässig ist und sollte aus einem Material hergestellt sein, das hitzebeständig ist. Geeignete Materialien mit guter Lichtdurchlässigkeit und thermischen Eigenschaften schließen viele der Acrylpolymere ein, obwohl auch andere Materialen verwendet werden können. Außerdem kann die innere (oder äußere) Oberfläche des Rohrs 28 aus einem Material hergestellt oder damit beschichtet sein, das für die gewünschten Wellenlängen durchlässig, aber reflektierend oder lichtundurchlässig für unerwünschte Wellenlängen ist. Zum Beispiel kann die Oberfläche des Rohrs 28 ein Material einschließen, das ultraviolettes (UV) oder anderes Licht entfernt, das für die Aktivierung des photochemischen Mittels unnötig ist. Auch kann die Oberfläche des Rohrs 28 ein Material einschließen, das infrarotes Licht entfernt, welches sonst unerwünschte Hitze erzeugen würde (die das biologische Fluid erhitzen würde). Ein solches Material schließt eine Schicht, bestehend aus einem PET-Substrat, ein, auf welches metallische Schichten aufgespritzt sind. Eine solche Beschichtung wird von Southwall Technologies unter dem Namen Altair ALT-M-20 vertrieben. Zur Anordnung und Rotation des Schlittens 30 schließt die Oberseite des Rohrs 28 eine Motor- und Schlittenmontageplatte 44 ein, wie in 2 dargestellt. Die Montageplatte 44 ist weitgehend offen, um Hitze, die innerhalb des Lichtquellenbereichs 40 erzeugt wird, aus dem oberen Teil des Rohrs 28 (und durch eine Entlüftung in das Gehäuse) austreten zu lassen.
Wie in 2 und 3 dargestellt, ist der Antriebsmotor an der Montageplatte 44 aufgehängt. Die Welle des Antriebsmotors erstreckt sich durch die Platte 44 und ist an einem oberen Rahmenteil des Schlittens 30 befestigt, um den Schlitten um seine zentrale Achse 48 zu rotieren. Der Motor 46 ist durch Verbindungsdrähte (nicht dargestellt) mit einer Energieversorgung verbunden. Alternativ kann der Motor 46 an einer anderen Stelle angeordnet sein. In einer anderen Ausführungsform kann der Motor 46 zum Beispiel zwischen der Bodenplatte 34 und der Plattform 36 angeordnet sein, und der Schlitten kann zur Rotation um die Lichtquelle auf einem großen Lagerring auf der Plattform 36 angeordnet sein. Der Motor könnte in dieser Ausführungsform den Schlitten über Getriebe- oder Antriebsriemen antreiben wie der Fachmann verstehen würde.
Unabhängig davon, wo der Motor 46 angeordnet ist, sollte der Motor 46 von einer Art sein, die eine präzise Regelung der Motorfunktion ermöglicht und insbesondere eine inkrementelle Rotation der Schlittenbaugruppe 30 ermöglicht. Ein Beispiel von solchen Motoren sind Schrittmotoren. Schrittmotoren sind dem Fachmann gut bekannt und erhältlich bei Herstellern wie Applied Motion Products of Watsonville, CA.
Um Beutel mit biologischem Fluid wie Blutplasma aufzunehmen, ist der Schlitten, normalerweise bei 30, innerhalb des Gehäuses 11 angeordnet. Wie in den 2–5 dargestellt, schließt der Schlitten 30 eine obere Halterung 25a und eine untere Halterung 25b und einen vertikalen Rahmen 25c dazwischen ein, um ein im Allgemeinen zylindrisches Gestell zum Tragen der Beutel des biologischen Fluids, das behandelt werden soll, zu bilden. Wie am Besten in 2 gesehen wird, sind die Halterungen 25a und 25b sechseckig und stellen ein sechseckiges zylindrisches Gestell zur Verfügung, wobei jede Seite des Sechsecks einen Beutel aufnehmenden Bereich auf dem Gestell definiert. Natürlich kann die Schlittenbaugruppe 30 einschließlich ihrer oberen Halterung 25a, der unteren Halterung 25b und dem vertikalen Rahmen 25c andere gleichmäßige polygonale Strukturen bilden, um eine unterschiedliche Anzahl von Behältern aufzunehmen (zum Beispiel kann das zylindrische Gestell dreieckig, achteckig oder eine andere Form aufweisen).
Wie in den 3a–3d und 4–5 am Besten gesehen, schließt die obere Halterung 25a Haken 50 zum Aufhängen von Kunststoffbehältern oder Beuteln mit biologischem Fluid wie Blutplasma oder anderen Blutbestandteilen ein. Ein Haken 50 ist an jeder der sechseckigen Seiten des Schlittens angeordnet, und ermöglicht, dass flexible Kunststoffbehälter 32 (dargestellt in 3–3(a–d)) mit einem biologischen Fluid wie Blutplasma innerhalb des Beutelaufnahmebereichs aufgehängt werden. Ein Paar von befestigten vertikalen Stäben 52 erstreckt sich zwischen der oberen und unteren Halterung 25a und 25b in jedem Beutelaufnahmebereich, um innere Stützen zur Verfügung zu stellen, gegen welche der Behälter 32 mit biologischem Fluid gedrückt werden kann, um das Fluid zur Behandlung gleichmäßiger innerhalb des Behälters zu verteilen. In dieser Hinsicht schließt jeder Beutelaufnahmebereich des Schlittens 24 einen Beutelhalter 54 zum Zusammendrücken des Beutels, um das Fluid zur Behandlung gleichmäßiger zu verteilen, ein. Der Beutelhalter 24 schließt einen Drahtrahmen ein, der an der unteren Halterung 25b zum Öffnen und Schließen drehbar aufgehängt ist. Die Oberseite jedes Beutelaufnahmebereichs (über Haken 50) schließt einen Verschluss 26 zum Halten des Halters 54 in einer geschlossenen Position ein.
Somit drückt wie in den 3a–3d dargestellt, wenn ein Kunststoffbehälter 32, gefüllt mit einem biologischen Fluid, an dem Haken 50 aufgehängt ist und der Halter 54 über dem Behälter angeordnet und in Position eingerastet ist, ein horizontaler Stab 58 des Halters 40 das Fluid (welches dazu neigt, sich in der unteren Hälfte des Behälters 32 aufgrund der Schwerkraft zusammenzuballen) gegen die inneren vertikalen inneren Stäbe und verteilt somit das biologische Fluid gleichmäßiger über den Behälter 32.
Der Behälter 32 ist aus irgendeinem lichtdurchlässigen Material hergestellt, das für die Speicherung eines biologischen Fluids wie Blut oder Blutbestandteilen und eines photochemischen Mittels geeignet ist. Vorzugsweise ist der Behälter 32 aus einem Kunststoff wie einem Polymermaterial oder einer Polymermischung hergestellt. Behälter, die in der vorliegenden Erfindung verwendet werden können, sind in dem US-Patent Nr. 5,514,106, welches durch Bezugnahme eingeschlossen ist, der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/121,820, auch durch Bezugnahme eingeschlossen und/oder der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08842,572 mit dem Titel „Systems and Methods for Removing Viral Agents from Blood" im Namen von Robert Herman, John Chapman, Sun Chong-Sun, Jean M. Mathias, Veronique Mayadoun, Serge Degheidere und Daniel Bischof, eingereicht am 28. Oktober 1996, auch durch Bezugnahme hier eingeschlossen, beschrieben.
Der besondere Schlitten, der in 2 dargestellt ist, kann bis zu sechs Behälter (ein Behälter innerhalb jeden Fachs) mit biologischem Fluid aufnehmen. Natürlich sollte es verstanden werden, dass der Schlitten 30 so viele oder so wenig Beutelaufnahmebereiche wie möglich und/oder nötig aufweisen kann. Tatsächlich kann der Schlitten 30 von der Plattform 26 entfernt werden und durch einen Schlitten ersetzt werden, der in der Lage ist, zum Beispiel drei größere Behälter oder mehrere (z.B. 8) kleinere Behälter aufzunehmen.
Wie in den 4–6 dargestellt, schließt der Schlitten 24 auch keilförmige oder V-förmige Reflektoren 60 entlang der vertikalen Elemente 25c und beabstandet zwischen jedem der beutelaufnehmenden Bereiche zum Reflektieren von Licht von der Lichtquelle 24 (und das durch die Behälter 32 übertragen worden ist) ein. Wie am Besten in 6 dargestellt ist, sind die Oberflächen 62 der Reflektoren 60 zum inneren des Lichtkastens 10 angewinkelt und insbesondere mit der Ecke des Keils zur Lichtquelle 24 ausgerichtet. Die Oberfläche 62 des Reflektors 60 kann eine Zusammensetzung von zwei oder mehr Winkeln sein, oder kann eine im Allgemeinen gleichmäßige, konkave Oberfläche sein. Die Reflektoren 60 und insbesondere die Oberflächen 62 können aus irgendeinem hochreflektierenden Material beschichtet, bedeckt oder hergestellt sein, das die Intensität des Lichts und/oder der Lichtenergie, die zurück auf die Behälter reflektiert wird, nicht wesentlich abschwächt. Ein solches Material ist durch seinen Handelsnamen Everbrite 95, das von Alcoa Brite products verkauft wird, bekannt. Everbrite 95 schließt eine hochreflektierende Schicht aus Silber, aufgespritzt auf eine Schicht einer Polyethylen-Terephtalat-(PET)-Schicht, ein. Die behandelte PET-Schicht wird dann an ein Aluminium- oder Stahlsubstrat gebunden.
Wie oben beschrieben ist die Schlittenbaugruppe 30 von einem Gehäuse 12 umgeben. Die innere Oberfläche 64 des Gehäuses 12 (dargestellt in 2) ist auch aus einer hochreflektierenden Oberfläche, ähnlich oder identisch zu dem Material, das für die Reflektoren 60 verwendet wird, wie oben beschrieben, beschichtet, bedeckt oder hergestellt. Indem die innere Oberfläche aus einer hochflektiven Oberfläche hergestellt ist, ermöglicht sie, dass Licht von einer Lichtquelle 24 (und übertragen durch den Behälter 32) zurück auf den Behälter reflektiert wird. Die hochreflektierende Beschaffenheit der inneren Oberflächen reflektiert Licht zurück auf die Behälter mit einer minimalen Verringerung in seiner Intensität. Dies hilft, eine im Wesentlichen gleichmäßige Aussetzung des Fluids sowie eine gleichmäßige Beleuchtung von Behälter zu Behälter zur Verfügung zu stellen.
Schließlich schließt der Lichtkasten 10 Ventilatoren 39a und 39b ein. Der Ventilator 39a bläst kühle Luft durch das Rohr 28 und in den Lichtquellenbereich, um die Lichtquelle 34 zu kühlen. Der Ventilator 39b bläst kühle Luft durch den Fluidbehandlungsbereich 42, um übermäßiges Erhitzen der Behälter 32, während sie vom Schlitten 24 rotiert werden, zu verhindern.
Ein programmierbares rechnergestütztes Regelungssystem, allgemein und als Diagramm in 8 dargestellt, kann verwendet werden, um den Betrieb des Lichtkastens 10 zu regeln. Wie in 8 dargestellt testet, überwacht und regelt das System verschiedene Aspekte des Lichtkastenbetriebs wie die Stufen Inbetriebsetzung, Behälterbeladung, Behälterbehandlung und Behälterentladung des Lichtkastenbetriebs. Die verschiedenen Stufen können durch den Bediener durch die Regelungskonsole 20 oder automatisch durch das Regelungssystem eingeleitet werden. Zum Beispiel testet das Regelungssystem während der „Inbetriebsetzungs"-Phase den Betrieb der Lichtquelle, um festzustellen, ob sie richtig funktioniert. Als Teil der Kontrolle der Lichtquelle 24 aktiviert das Regelungssystem die Lichtquelle 24, hebt die Blende 26 und misst nach einem Aufwärmzeitraum die Energie, die durch die Lichtquelle erzeugt wird. (Alternativ kann die Energie, die durch die Lichtquelle erzeugt wird, mit gesenkter Blende 26 gemessen werden). Wenn die Energie innerhalb eines Bereichs liegt, der für die Behandlung des biologischen Fluids akzeptabel ist, wird die Lichtquelle 24 abgeschaltet, und die Blende 26 wird gesenkt. (Alternativ kann die Lichtquelle eingeschaltet bleiben und durch die Blende 26 bis zur Zeit der Behälterbehandlungsphase abgedeckt werden.) Beruhend auf den Lichtenergiemesswerten kann eine geschätzte Behandlungszeit durch das Regelungssystem berechnet werden. Wenn das Regelungssystem feststellt, dass die Lichtkastenbestandteile richtig funktionieren, kann der Bediener das Regelungssystem anweisen (oder das Regelungssystem kann es automatisch tun), zur „Behälterbeladungs"-Phase des Systembetriebs weiter zu gehen.
Während der Behälterbeladungsphase stellt das Regelungssystem den Schlittentyp und die Anzahl der Beutel, die verarbeitet werden sollen, fest. Während der Beladung der Behälter 24 kann sich der Schlitten 24 automatisch vorwärts bewegen, um eine ausgeglichene Beladung des Schlittens zu ermöglichen. Zum Beispiel wird sich der Schlitten, wenn der Schlitten konstruiert ist, 6 Behälter aufzunehmen, derart vorwärts bewegen, damit die Behälter 39 gleichmäßig um den Schlitten 24 verteilt werden. Somit wird der Schlitten, wenn zum Beispiel nur 4 Behälter auf einem Schlitten, der in der Lage ist, sechs Behälter aufzunehmen, behandelt werden sollen, eine Platzierung des ersten Behälters in einer ersten Position ermöglichen und sich dann automatisch zu einer Position direkt gegenüber der ersten Position vorwärts bewegen. Der Schlitten wird dann die Beladung des dritten Behälters ermöglichen und sich zu einer Position direkt gegenüber des dritten Behälters zur Beladung des vierten Behälters vorwärts bewegen. Das Ausgleichen des Schlittens wie oben beschrieben macht es wahrscheinlicher, dass jeder der Behälter während des Beleuchtungszyklus eine im Wesentlichen gleichmäßige Lichtmenge aufnimmt und keiner der Behälter im Wesentlichen vom Licht durch benachbarte Behälter blockiert wird. Es verringert auch übermäßigen Verschleiß des Motors und der Lager aufgrund von unausgeglichenen Beladungen.
Außerdem kann das System während der Behälter-Beladungsphase auch die Besonderheiten des Behälters kontrollieren und aufzeichnen und, wenn das biologische Fluid Blut oder ein Blutbestandteil ist, kontrollieren, ob das Blut oder der Blutbestandteil für die Behandlung geeignet ist (z.B. dass der Bestandteil Blutplasma ist). Zum Beispiel können die Behälter Barcodes oder andere Identifizierungszei chen einschließen, die die Produktcodes oder Lotnummern des Behälters und andere genaue Angaben über die Blutspende kennzeichnen (z.B. Art des Bestandteils). Wenn das Regelungssystem einen ungültigen Code, Lotnummer oder anderen Fehler erkennt, kennzeichnet es den Behälter und/oder alarmiert den Bediener.
Nach der Behälterbeladungsphase kann der Bediener das System anweisen, zur nächsten Phase, der Behälterbehandlungsphase, weiterzugehen. Während der Behälterbehandlungsphase durchläuft das Gerät wieder eine Folge von Tests, um sicherzustellen, dass seine Bestandteile, wie die Lichtquelle, richtig funktionieren. Wenn die Lichtquelle ausgeschaltet worden ist (nach der Inbetriebsetzungsphase) wird die Lichtquelle aktiviert und ermöglicht, dass sie ihre erforderliche Intensität erreicht, bevor die Blende 26 gesenkt wird. Dies verhindert, dass die Behälter 32 einem Licht ausgesetzt werden, das noch nicht seine gewünschte Intensität erreicht hat und das spektral instabil oder unerwünscht sein kann.
Der Lichtkasten 10 schließt als Teil seines Regelungssystems Sensoren 66 und 68 zur Überwachung der Lichtmenge, die durch die Lichtquelle 24 ausgestrahlt wird und der Lichtmenge, die durch das biologische Fluid in den Behältern 32 übertragen wird, ein. Wie in 2 dargestellt, kann der Sensor 66 auf oder nahe dem Zylinder 28 angeordnet sein und misst und überwacht die Lichtmenge, die das biologische Fluid direkt von der Lichtquelle 24 kontaktiert. Ein zweiter Sensor 68 kann auf oder nahe der inneren Oberfläche des Gehäuses 12 angeordnet sein, um die Lichtmenge, die durch das biologische Fluid zur Reflexion zurück auf die Behälter 32 übertragen wird, zu messen und zu überwachen. Alternativ kann das Regelungssystem einen Sensor als Primärsensor und einen zweiten Sensor als Sicherung oder Kontrolle verwenden. In einer anderen Ausführungsform kann das Regelungssystem die Behandlung des biologischen Fluids durch Messen des Zeitraums, in dem das biologische Fluid dem Licht von der Lichtquelle ausgesetzt ist, und durch Berechnen der Energiemenge, die durch das biologische Fluid aufgenommen ist, überwachen. Auch kann das Regelungssystem die Behandlung des biologischen Fluids in jedem Behälter auf einer Behälter-pro-Behälter-Basis über wachen oder kann den gesamten Behandlungsvorgang überwachen und zu einem durchschnittlichen Behandlungsprofil für die Behälter gelangen.
Das Regelungssystem kann vorprogrammiert werden, um festzustellen, ob die Lichtmenge, die direkt durch die Lichtquelle ausgestrahlt und durch die Behälter 32 übertragen wird, ausreichend ist, um das biologische Fluid wirksam zu behandeln. Somit kann das Regelungssystem, wenn der Lichtkasten verwendet wird, um Virus im Blut oder in einem Blutbestandteil mit einem photochemischen Mittel zu inaktivieren, vorprogrammiert werden, um festzustellen, ob die Lichtmenge innerhalb des Bereichs ist, der erforderlich ist, um das photochemische Mittel zu aktivieren oder in anderen Worten, die Kontaminanten zu inaktivieren.
Zum Beispiel kann, wenn das biologische Fluid Blutplasma und das photochemische Mittel Methylenblau ist, das Regelungssystem vorprogrammiert werden, um festzustellen, ob die Lichtenergie, die den Behälter kontaktiert (von beiden Seiten) innerhalb des beabsichtigten Belichtungsbereichs liegt. Wenn die Sensoren 66 und 68 feststellen, dass einer oder mehrere Behälter nicht ausreichend belichtet worden ist/sind, kann die Behandlungszeit verlängert werden, um sicherzustellen dass der fehlerhafte Behälter eine zusätzliche Behandlung erhält, aber ohne die verbleibenden Behälter, die innerhalb des bevorzugten Intensitätsbereichs sein können, überzubelichten. Wenn das Zurverfügungstellen einer weiteren Behandlung für den fehlerhaften Behälter eine Überbelichtung der verbleibenden Behälter ergeben würde, wird keine weitere Behandlung zur Verfügung gestellt, und das Regelungssystem wird den fehlerhaften Behälter kennzeichnen oder auf andere Weise den Bediener alarmieren, dass der fehlerhafte Behälter nicht ausreichend behandelt worden ist.
Der oben beschriebene Lichtkasten 10 kann zur Behandlung jeden Fluids mit Licht verwendet werden, ist aber besonders nützlich in der Behandlung von Blut oder anderen biologischen Fluiden mit Licht und insbesondere für die virale Inaktivierung von Blut und Blutbestandteilen.
Der Lichtkasten 10 ermöglicht, dass mehrere Behälter oder Einheiten von biologischem Fluid zur selben Zeit behandelt werden. Dies ergibt niedrigere Kosten pro behandelter Einheit. Die Fähigkeit, mehrere Behälter oder Einheiten von biologischem Fluid zu behandeln, stellt Einsparungen für das Behandlungszentrum zur Verfügung, weil weniger Geräte zur Behandlung einer gegebenen Menge von biologischem Fluid erforderlich sein werden. Der Lichtkasten 10 ist ziemlich kompakt (ungefähr 32 Inch hoch × 30 Inch breit × 18 Inch) und erfordert somit weniger Platz und macht es bequemer, ihn in verschiedenen Einsatzorten unterzubringen.
Der Betrieb des Lichtkastens 10 wird im Zusammenhang mit der Blutbehandlung mit Licht zum Zweck der Inaktivierung von Viren im Blut beschrieben werden.
In Übereinstimmung mit einem Verfahren zur Behandlung eines biologischen Fluids mit Licht sind die Behälter 32 des biologischen Fluids, das ein photochemisches Mittel und Kontaminanten enthält, auf dem Schlitten 30 des Lichtkastens 10 angeordnet. Wie hier verwendet, bezieht sich „Kontaminanten" auf jedes schädliche biologische Material und schließt insbesondere Bakterien, Parasiten und Viren ein. Wie oben beschrieben, können die Behälter 32 an Haken 50 des Schlittens 30 aufgehängt und durch Beutelhalter 54 gesichert sein. Während der Anordnung der Behälter 32 und während der Aktivierung der Lichtquelle ist es wünschenswert, dass sich die zurückziehbare Blende 26 in einer geschlossenen Position befindet, um den Bediener und die Behälter 32 von der Lichtquelle abzuschirmen, bevor sie ihre gewünschte Intensität erreicht hat. Das Abschirmen der Behälter von der Lichtquelle, während sie aktiviert wird und während die Behälter auf dem Schlitten angeordnet werden, ist eine andere Weise, eine gleichmäßige Behandlung der Behälter durch Verhinderung, dass einige der Behälter etwas Licht erhalten, bevor die anderen auf den Schlitten angeordnet worden sind, sicherzustellen. Die Blende schirmt auch die Behälter von einer Lichtquelle ab, die spektral instabil sein könnte. Eine spektral instabile Lichtquelle kann fehlerhafte Messwerte in der nutzbaren (d.h. Energie im Absorptionsbereich des photochemischen Mittels) Energie, die am Behälter aufgenommen wird, bewirken. Sobald die Lichtquelle ihre ge wünschte Intensität erreicht hat, wird die zurückziehbare Blende 26a gesenkt, und die Behälter 32 werden Licht ausgesetzt.
Der Schlitten 30 wird für einen vorgegebenen Zeitraum um seine zentrale Achse 48 rotiert. Die typische Belichtungszeit des biologischen Fluids kann irgendwo zwischen 0,3 und 30 Minuten oder weiter bevorzugt 1 bis 5 Minuten liegen. Die Belichtungszeit wird von der Lichtenergiemenge abhängen, die die Behälter kontaktiert und vom Fluid darin. Wenn, wie oben beschrieben, das Fluid, das behandelt werden soll, Blutplasma ist und das photochemische Mittel Methylenblau, kombiniert in den Verhältnissen die unten angegeben sind, ist es wünschenswert, dass die Behälter 32 mit Blutplasma mit Energie im Bereich von 17–31 Joule/cm² des Lichts in dem Wellenlängenbereich, der dem Absorptionsbereich des photochemischen Mittels (d.h. für Methylenblau wäre die entsprechende Wellenlänge 550–700 nm) entspricht, behandelt werden. Wenn irgendeiner der Behälter nicht der Energie innerhalb des gewünschten Bereiches ausgesetzt worden ist, kann die Prozedur oder die Behandlung verlängert werden.
Die Rotation des Schlittens 30 stellt auch eine gleichmäßige Behandlung des biologischen Fluids zur Verfügung. Die Rotation des Schlittens 30 stellt sicher, dass jeder Behälter jedem Teil des Fluidbehandlungsbereichs 42 für eine ähnliche Dauer ausgesetzt werden wird. Die Rotation stellt auch sicher, dass jeder Behälter gleichmäßig gekühlt wird, zum Beispiel durch den Ventilator 39b.
In einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung kann der Lichtkasten eine direkte, zweiseitige Beleuchtung des biologischen Fluids zur Verfügung stellen. Ein Beispiel eines solchen Lichtkastens ist in 10–16 dargestellt. Wie insbesondere in 10 dargestellt ist, kann der Lichtkasten 70 allgemein eine obere Platte 71, eine vordere Platte 72, Seitenplatten 74 und 75 und eine hintere Platte 76 einschließen. Die vordere Platte 72 kann einen LCD-Anzeige-Bildschirm 78 und eine Tastatur 80 einschließen, um eine Bedienerregelung des Lichtkastens 70 zu ermöglichen. Der Lichtkasten 70 kann auch einen Behälterbeladungsbereich 82 und eine verschiebbare Schalenbaugruppe 84 einschließen, die (wenn zum Beispiel das Fluid gerade nicht behandelt wird) innerhalb des Beladungsbereichs 82 angeordnet ist. Wie weiter in 10 dargestellt ist, kann der Lichtkasten 70 einen Ventilator 86 zur Kühlung des Ballasts und zusätzliche Ventilatoren (ausführlicher in 11 dargestellt) zur Kühlung des Behandlungsbereichs einschließen. Unter jetziger besonderer Bezugnahme auf 11 kann der Lichtkasten 70 eine oder mehrere Lichtquellen oder Lampen 96 zur Beleuchtung der Behälter mit biologischem Fluid einschließen. Zum Beispiel können eine Lampe oder eine Reihe von Lampen 96 im oberen Teil des Lichtkastens 70 in der Nähe der oberen Platte 71 angeordnet sein, und eine weitere Lampe oder Reihe von Lampen 96 können im unteren Teil des Lichtkastens 70 angeordnet sein. Der Lichtkasten 70, insbesondere dargestellt in 11, schließt zum Beispiel zwei nebeneinander angeordnete Lampen 96 im oberen Teil des Lichtkastens 70 und zwei nebeneinander angeordnete Lampen 96 (wovon nur eine erkannt werden kann) im unteren Teil des Lichtkastens 70 ein. Natürlich wird erkannt werden, dass die Anzahl und Anordnung der Lampen variieren kann und nicht auf die Anordnung, die in 11 dargestellt ist, begrenzt ist. Lampen 96 und insbesondere die Glühlampen der Lampen 96 sind innerhalb der Reflektorbaugruppen 98 untergebracht.
Zwischen den Reflektorbaugruppen 98 ist ein Behandlungsbereich 100 zur Aufnahme einer verschiebbaren Schalenbaugruppe 84 und insbesondere von Behältern, darauf beladenem biologischem Fluid, zur Beleuchtung (Behandlung) durch Lampen 96 angeordnet. Die Schalenbaugruppe 84 kann eine Kennzeichnungsstufe 104 und eine im Wesentlichen lichtdurchlässige Schalenplattform 106 einschließen.
Wie in 12 dargestellt ist, kann die Schalenbaugruppe 84 verschiebbar an Schienen 114 und 116 befestigt sein, welche sich vom Schalenbeladungsbereich 82 (dargestellt in 11) zum Behandlungsbereich 100 (11) erstrecken. Die Bewegung der Schalenbaugruppe wird durch ein Zahnstangen- und Zahnradgetriebe 117 bewirkt, das an einen Motor (nicht dargestellt) gekoppelt ist. Alternativ kann, wie vom Fachmann verstanden werden wird, die Bewegung der Schalen baugruppe durch eine Motor-und-Riementrieb-Anordnung oder durch eine Motor-und-Gewindespindel-Anordnung bewirkt werden.
Die Reflektorbaugruppe 98 schließt einen Rahmen 118 und ein Fenster 120 ein, welches zum Beispiel die innere Kammer oder den Hohlraum der Reflektorbaugruppe vom Behandlungsbereich 10 trennt. Die Reflektorbaugruppe 98 schließt weiterhin ein ineinander greifendes Gestell von Trennwänden 122 und Seiten 124 ein. Wie in 13 erkannt werden kann, können die Seiten 124 Schlitze 126 zum ineinander greifenden Eingriff mit den Zähnen 128 der Trennwände 122 einschließen. Natürlich wird verstanden werden, dass die Wände 124 und die Seiten 122 durch Schweißen oder andere geeignete Mittel zusammengesetzt werden können. In jedem Fall stellen die Wände 122, wenn sie angeordnet sind, und die Seiten getrennte Lichtkammern oder Hohlräume zur Verfügung. Wie in den 12 und 13 erkannt werden kann, sind die Wände 122 und Seiten 124 gebogen, so dass jeder Satz von Wänden 122 und Satz von Seiten 124 allgemein die Form einer verbindungsparabolischen bzw. zusammengesetzten parabolischen Kurve aufweist. Anders ausgedrückt, stellt jedes Paar von gegenüberliegenden Wänden 122 einer Lichtkammer eine zusammengesetzte parabolische Kurve zur Verfügung, und jedes Paar von gegenüberliegenden Wänden 124 einer Lichtkammer stellt eine zusammengesetzte parabolische Kurve zur Verfügung. Somit schließt zum Beispiel in den 12 und 13 jede Lichtkammer innere Oberflächen ein, die von zwei zusammengesetzten parabolischen Kurven gebildet werden. Die zusammengesetzten parabolischen Kurven jeder Kammer ermöglichen eine gleichmäßige Verteilung von Licht von der Lampe 96 und eine maximale Beleuchtung des Behandlungsbereichs 100.
Unter Fortsetzung der Beschreibung der Reflektorbaugruppe 98 kann das Fenster 120 aus Glas, Kunststoff, Acrylpolymer oder irgendeinem anderen geeigneten durchsichtigen Material, das auch hitzebeständig ist, hergestellt werden. Zusätzlich kann das Fenster 120 einen Filter 121 einschließen oder (durch physikalische Aufdampfung (engl.: physical vapor deposition = PVD), CVD oder Ähnliches) mit einem Material (z.B. Aluminiumoxid, Indiumzinnoxid (IZO) oder Siliziummonoxid) beschichtet sein, das unerwünschtes Infrarotlicht ausfiltert und/oder reflektiert (und im Wesentlichen nicht überträgt). In einer Ausführungsform kann zum Beispiel das Fenster 120 aus Quarzglas, das durch PVD behandelt worden ist, hergestellt sein. Ein solches Material ist erhältlich bei Corning Incorporated of Corning, NY, und wird unter dem Namen Vycor (R) 7913 verkauft und durch Thin Film Devices aus Los Angeles, Kalifornien für infrarotnahe (IRN) und mittlere infrarote (MIR) Reflexion behandelt.
Die Reflektortrennwände 122 und Seiten 124 können aus einer hochreflektiven Substanz hergestellt oder mit ihr beschichtet sein, die die Intensität des auf die Behälter reflektierten Lichts und/oder der Lichtenergie nicht wesentlich abschwächt. Das reflektive Material, das für die Reflektorbaugruppe 98 verwendet wird, kann aus irgendeinem Material, welches die Lichtmenge, die zum Behandlungsbereich 100 geliefert wird, maximieren wird, ausgewählt werden. Wie oben dargelegt, können die Wände 122 und Seiten 124 der Reflektorbaugruppe 98 aus Stahl, Aluminium oder einem anderen metallischen Substrat, das mit einem hochreflektiven Material (z.B. aufgehelltes eloxiertes Aluminium auf einer Schicht PET-Substrat) behandelt worden ist, hergestellt sein. In einer Ausführungsform sind zum Beispiel die Reflektorwände 122 und Seiten 124 aus einem Material hergestellt, das unter dem Handelsnamen MIRO 1 bei ALANOD, Ennepetal, Deutschland, erhältlich ist.
Die Lichtquelle oder Lampe (2) 96 sollte ein Licht hoher Intensität zur Verfügung stellen, das in der Lage ist, eine maximale Aktivierung des photochemischen Mittels zur Verfügung zu stellen, ohne andere gewünschte Bestandteile im biologischen Fluid wesentlich zu schädigen. Die Lampe(n) 96 sollte(n) ein Licht hoher Intensität zur Verfügung stellen, wie dieser Begriff hier definiert ist (d.h. mindestens 80 mW/cm²). Beispiele von Lichtquellen so hoher Intensität schließen Hochdruck-Natriumlampen, Halogenlampen, Schwefellampen, Metallhalidlampen, Xenonlampen, Laser, Laserdioden oder andere Lampen einschließlich weiß fluoreszierende Lampen ein. Die Lampen 96 sollten vorzugsweise ein Licht hoher Intensität (d.h. mindestens 80 mW/cm²) zur Verfügung stellen, wenn über den Bereich von 500–700 nm am biologischen Fluid gemessen, und wenn das photochemische Mittel Methylenblau ist. Hochdruck-Natriumlampen, die in der Lage sind eine Intensität von zwischen ungefähr 80–150 mW/cm² zur Verfügung zu stellen, sind besonders nützlich. In einer Ausführungsform ist/sind die Lampe(n) 96 (eine) Hochdruck-Natriumdampflampe(n), erhältlich bei Phillips Lighting und verkauft unter dem Handelsnamen Ceramalux.
Der Lichtkasten 70 kann auch eine Energieversorgung und, wie in den 11 und 12 dargestellt, Regelungselemente wie Sensoren, einen Hauptprozessor (engl.: central processing unit = CPU) 110, eine Motortreiberbaugruppe 112, eine Relaybaugruppe 111 und einen Anzeigetreiber 113 einschließen. Der Lichtkasten kann auch Ballaste 115 zur Regelung des Stroms zu den Lampen 96 einschließen.
Der Lichtkasten 70 schließt ein programmierbares rechnergestütztes Regelungssystem (wie allgemein in 8 dargestellt) ein, das verwendet werden kann, um den Betrieb des Lichtkastens 70 zu regeln. Insbesondere testet, überwacht und regelt das System durch Verwendung von Sensoren, internen Computern und Ähnlichem verschiedene Aspekte des Betriebs des Lichtkastens 70, wie die Phasen Inbetriebsetzung und Behälterbeladung, Behandlung und Entladung des Lichtkastenbetriebs, aber es ist nicht auf diese beschränkt. Die verschiedenen Phasen können durch den Bediener durch die Regelungskonsole (und insbesondere die Tastatur 80) oder automatisch durch das Regelungssystem ohne Eingreifen des Bedieners eingeleitet werden.
Zum Beispiel kann das Regelungssystem während der „Inbetriebsetzungs"-Phase den Betrieb der Lichtquelle testen. Als Teil der Kontrolle der Lichtquelle (Lampe(n) 96) kann das Regelungssystem die Lampe(n) 96 aktivieren. Nach einem kurzen Aufwärmzeitraum (ungefähr 5 Minuten) messen Lichtsensoren die Energie, die durch die Lampen 96 zur Verfügung gestellt wird. Wenn die Energiemenge innerhalb eines vorgegebenen Bereichs ist, zeigt das System an, dass das Gerät bereit ist, die Behälter mit biologischem Fluid aufzunehmen. Entweder automatisch oder durch Tastendruck durch den Bediener wird die Schalenbaugruppe 84 (mit Behäl tern darauf) von dem Behälterbeladungsbereich 82 (10) zum Behandlungsbereich 100 zur „Behandlungsphase" des Vorgangs bewegt. Wenn die Behandlung abgeschlossen ist (d.h. wenn der/die Behälter für einen ausgewählten Zeitraum bei gewünschter Energiehöhe beleuchtet worden ist) wird die Schalenbaugruppe 84 automatisch aus dem Behandlungsbereich 100 zurückgezogen und zum Beladungsbereich 82 zurückgeführt. Die behandelten Behälter werden dann entfernt, und das Gerät ist bereit, zusätzliche Behälter zur Behandlung aufzunehmen.
Das Regelungssystem kann auch die Temperatur der Behälter überwachen. Wenn das biologische Fluid innerhalb des Behälters übermäßiger Hitze unterworfen ist, kann das Fluid (z.B. Plasma) ungeeignet für eine Transfusion an einen Patienten sein. Entsprechend kann der Lichtkasten 70 einen Sensor (Thermoelement 119) zur Messung der Temperatur des Behälters vor und nach der Behandlung einschließen. Wenn die Temperatur des Behälters einen vorgegebenen Wert überschreitet, kann der Behälter als ungeeignet gekennzeichnet (entweder durch das Gerät selbst oder durch den Bediener) und verworfen werden.
Unter jetziger Zuwendung zu einer ausführlicheren Diskussion des Verfahrens zur Behandlung des biologischen Fluids, kann das biologische Fluid zuerst durch ein Einwegschlauchset bearbeitet werden wie im Wesentlichen in der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/742,572 (durch Bezugnahme eingeschossen) dargestellt und beschrieben und mit einer ausgewählten Menge des photochemischen Mittels im Behälter 134 gemischt werden. Zum Beispiel wird, wenn das photochemische Mittel Methylenblau ist, das biologische Fluid mit zwischen ungefähr 90–400 μg Methylenblau im Behälter 134 gemischt. Die Behälter 134 (wie in den 14, 15 und 16 dargestellt) mit biologischem Fluid, wie Blutplasma, sind auf der Schalenbaugruppe 84 angeordnet. (Plasma, wie typischerweise verstanden wird, bedeutet Plasma, das im Wesentlichen frei von RBK und/oder anderen zellulären Bestandteilen – zum Beispiel weniger als ungefähr 6 × 10⁹ RBK, weniger als 0,1 × 10⁹ WBK, weniger als 50 × 10⁹ Plättchen pro Liter.) Obwohl zwei Behälter 134 in den 14 und 15 dargestellt sind, wird es verstanden werden, dass die Schalenbaugruppe 84 einen größeren Behälter oder zwei oder mehr kleinere Behälter aufnehmen kann. Unter erneuter Bezugnahme auf 14 werden die Behälter 134 auf der Schalenbaugruppe 84 angeordnet, so dass die Kennzeichnungsteile 136 auf der Kennzeichnungsstufe 104 ruhen. Die Kennzeichnungsstufe 104 kann, wenn gewünscht, Streifen einschließen, um weiterhin eine genaue Anordnung der Behälter 134 auf der Schalenbaugruppe 84 sicherzustellen. Insbesondere werden die Löcher 140 in den Behältern 134 über Streifen 138 angeordnet, um eine genaue Anordnung sicherzustellen und, wenn gewünscht, eine Bewegung der Behälter während der Behandlung auszuschließen oder zu minimieren. Natürlich liegen beliebige Mittel zur Sicherung der Behälter 134 auf der Schalenbaugruppe 84 innerhalb des Schutzumfangs der vorliegenden Erfindung. Durchsichtige Teile des Behälters 134 ruhen auf der durchsichtigen Plattform 106 der Schalenbaugruppe 84.
Wie oben beschrieben, kann die Bewegung der Schalenbaugruppe 84 automatisch vom Bediener durch die Tastatur 80 geregelt werden, um eine Bewegung vom Beladungsbereich 84 zum Behandlungsbereich 100 zu bewirken. Insbesondere bewegt sich die Schalenbaugruppe 84 entlang der Schienen 114 und 116 bis sie den Behandlungsbereich 100 erreicht und in ihm angeordnet wird. Wie in 16 dargestellt ist, wird/werden der/die Behälter 134 einer zweiseitigen Beleuchtung von über und unter dem Behandlungsbereich 100 durch Lampen 96 unterworfen. Sobald die Behandlung abgeschlossen ist, wird die Schalenbaugruppe 84 zum Beladungsbereich zurückgeführt, von wo die behandelten Behälter 134 entfernt werden. Wie oben dargelegt, kann die Behandlung der Behälter irgendwo zwischen 0,3 bis 30 Minuten und vorzugsweise zwischen ungefähr 1 und 5 Minuten liegen.
Ein Lichtsensor 130, dargestellt zum Beispiel in den 12 und 16, liest fortlaufend die Energiehöhe bei oder nahe dem Behälter und überträgt seine Messwerte an einen Mikroprozessor, wo die gemessene Energie mit einer vorgegebenen Energiemenge (die erforderliche Energiemenge, die benötigt wird, um ein akzeptables virales Abtöten und eine Proteingewinnung zu bewirken) verglichen wird, wie zum Beispiel zwischen ungefähr 1 und 100 J/cm² und typischer 10–50 J/cm².
Wenn die gemessene Energie im Wesentlichen der vorgegebenen Höhe entspricht, ist die Behandlung abgeschlossen. Ein Signal von der Motortreiberbaugruppe 112 zum Motor aktiviert den Motor, und die Schalenbaugruppe wird automatisch aus dem Behandlungsbereich zurückgezogen.
Zusätzliche Sensoren sind auch in dem Lichtkasten 70 eingeschlossen. Zum Beispiel kann der Lichtkasten 70 Luftstromsensoren einschließen, um die Höhe der Luftströmung innerhalb des Behandlungsbereiches zu messen. Wenn der Luftstrom innerhalb des Behandlungsbereichs vor der Behandlung nicht ausreichend ist, kann die Behandlung beendet oder sogar ausgeschlossen werden. Eine geeignete Temperatur und ein geeigneter Luftstrom innerhalb des Behandlungsbereiches sind gewünscht, so dass die Behälter während der Behandlung nicht übermäßiger Hitze ausgesetzt sind, was unter bestimmten Umständen das biologische Fluid, wie Blut, inakzeptabel für eine spätere Transfusion machen kann.
In Übereinstimmung mit einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird die Energie, die von den Sensoren 130 gemessen wird, mit der Energie, die durch die obere(n) und untere(n) Lampe(n) 96 zur Verfügung gestellt wird, vereinigt. Um einen genaueren Messwert der Beleuchtung oder des Behandlungsprozesses zur Verfügung zu stellen, kann der Mikroprozessor oder interne Computer die Messwerte der Messung in Form von nutzbarer Energie für die Aktivierung des photochemischen Farbstoffs wie Methylenblau (d.h. ungefähr 590–690 nm) zur Verfügung stellen. Anders ausgedrückt ist der gemessene Messwert der Energie nicht der der gesamten angewendeten Energie, sondern vielmehr die Menge der nutzbaren Energie (d.h. nutzbar zur Aktivierung des photochemischen Farbstoffs), die beim Behandlungsbereich angewendet wird.
In Übereinstimmung mit der vorliegenden Erfindung wird angenommen, dass die Verwendung eines Lichts hoher Intensität mit einem biologischen Fluid wie Blut oder Blutplasma, das eine ausgewählte Menge Methylenblau enthält, die viruzide Wirkung des Methylenblaus verstärkt. Im Vergleich zu einer Lampe, die dem biologischen Fluid Licht niedriger Intensität zur Verfügung stellt, wird angenommen, dass die Veewendung von Licht hoher Intensität, um das biologische Fluid zu kontaktieren, die Anzahle der Photonen, die das Methylenblaumolekül pro Zeiteinheit kontaktieren, verstärkt und, wenn diese Photonen Energien besitzen, die den Absorptionswellenlängen (im freien Raum) des Methylenblaus entsprechen, die Bildung von Singulett-Sauerstoff erhöht, was Sekundärreaktionen bewirkt, die verantwortlich sind für die Inaktivierung der Viren in, zum Beispiel, Blutplasma. In Übereinstimmung mit der vorliegenden Erfindung liegt das bevorzugte Verhältnis von Methylenblau zu Blutplasma zwischen ungefähr 1:20 bis 1:35, aber es kann 1:200 bis 1:350 betragen. Somit können ungefähr 1–10 ml Methylenblau verwendet werden, wenn das Plasmavolumen allgemein zwischen 200 und 350 ml liegt und vorzugsweise zwischen 260–340 ml. Die Konzentration des Methylenblaus kann ungefähr zwischen 1–10 μM und vorzugsweise ungefähr 1 μM oder weiter bevorzugt 2–4 μM liegen.
Wie oben dargelegt wird Methylenblau durch Licht mit Wellenlängen von zwischen ungefähr 550 und 700 nm (typischerweise 590–690 nm) aktiviert, mit einem Höchstwert bei 663 nm. Es wird verstanden, dass die Absorption von Licht in diesem Bereich eine Aktivierung des Methylenblau zur Verfügung stellt, ohne irgendeine wesentliche negative Wirkung auf das Plasma oder Plasmaproteine (welche Licht hauptsächlich zwischen 300 bis 560 nm absorbieren). Zusätzlich sollte die Lichtintensität für eine maximale viruzide Wirkung in einem kurzen Zeitraum am biologischen Fluid oder Behälter davon größer als 80 mW/cm² sein und vorzugsweise zwischen 80–150 mW/cm² liegen, gemessen am biologischen Fluid (oder Behälter davon) und im Wellenlängenbereich von 550–700 nm. Die typische zur Verfügung gestellte Energiedosis kann zwischen 1 und 100 J/cm², typischerweise zwischen 1–50 J/cm², liegen, wobei Dosen zwischen ungefähr 10–50 J/cm² bevorzugt und 35–45 J/cm² am meisten bevorzugt sind.
BEISPIEL 1
In einem Vergleichsbeispiel wurden Einheiten von frischem gefrorenen Plasma, beimpft mit dem Pseudorabies- bzw. Pseudotollwutvirus (PRV bzw. PTV) durch einen Leukoreduktionsfilter verarbeitet und mit einem Hochdruck-Natriumlicht in einem Lichtkastenprototyp, der in wesentlicher Hinsicht dem Lichtkasten 10, der in den 1–8 dargestellt ist, ähnlich ist, beleuchtet. In einem Experiment wurde eine einzelne Plasmapackung mit 310 ml Plasma, beimpft mit PTV (1:10 Beimpfung) und 10 ml Methylenblau mit dem Hochdruck-Natriumlicht mit einer Intensität von ungefähr 119 mW/cm², wenn es im Absorptionsbereich von 550–700 (was 137 mW/cm² entspricht, wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm gemessen wird) gemessen wird, für bis zu acht Minuten bestrahlt. Die Virusmengen wurden bei 0,5-, 1,0-, 2,0-, 4,0- und 8,0-Minuten-Intervallen gemessen, wobei der herkömmliche Plaque-Assay verwendet wurde. Zusätzlich wurden bei den obigen Zeitintervallen auch Virusmengen in 5-ml-Aliquots gemessen.
Zusätzlich zu dem Obigen wurde ein getrenntes Vergleichsexperiment, das einen Behälter mit beimpftem PTV-Plasma und Methylenblau (wie oben beschrieben) mit fünf Behältern Plasma (unbeimpft) einschließt, in dem Lichtkasten 10, der in den 1–8 dargestellt ist, behandelt. Die angewandete Lichtintensität betrug 115 mW/cm², wenn sie im Absorptionsbereich von 550–700 (was 133 mW/cm² entspricht, wenn sie über den Bereich von ungefähr 350–800 gemessen wird), gemessen wurde, und es wurden Proben zu den obigen Zeitintervallen entnommen. Die Virusmengen wurden in Übereinstimmung mit dem herkömmlichen Plaque-Assay und in 5-ml-Aliquots gemessen. Die Ergebnisse dieser Experimente sind Tabelle 1 dargstellt.
Wie in Tabelle 1 dargestellt, wurde eine minimale Menge von infektiösem Virus aus dem Plasma bei einer Minute Beleuchtung gewonnen, wobei der herkömmliche Plaque-Assay verwendet wurde. Es wurde gewonnenes Virus in Proben, die mehr als 2 Minuten Beleuchtung ausgesetzt waren, ermittelt. Somit kann festgestellt werden, dass die Belichtung von Blutplasma, das mit Virus kontaminiert und mit Methylenblau und einem Licht hoher Intensität behandelt wurde, zu einer vollständigen viralen Inaktivierung in einem kurzen Zeitraum (z.B. ungefähr 2 Minuten) führt. Auch beeinflusst die Verwendung von mehr als einem Behälter gleichzeitig nicht wesentlich den Grad des viralen Abtötens.
Die Vorrichtung und das Verfahren der vorliegenden Erfindung stellen auch ein wirksameres virales Abtöten im Vergleich zu anderen Vorrichtungen oder Verfahren zur Verfügung, die die gleiche oder eine ähnliche Energiemenge (oft ausgedrückt in Joule/cm² oder J/cm²) zur Verfügung stellen können. Energie ist das Produkt der Zeit und der Fläche der Lichtintensität. Jedoch bezieht sich die Energie, so wie hierin verwendet, auch auf die Energiedurchflussmenge (Energie pro Flächeneinheit), weil die Fläche in der vorliegenden Erfindung typischerweise ein fester Parameter ist. In Übereinstimmung mit der vorliegenden Erfindung ist entdeckt worden, dass ein Erhöhen der Intensität eine größere biologische Wirkung (wie virales Abtöten und/oder Gewinnung von therapeutischem Protein) ergibt als eine Erhöhung der Belichtungszeit. Anders ausgedrückt, wird eine größere biologische Wirkung bei einer Energiehöhe, bei der die Intensität erhöht worden ist, erreicht als bei einer im Wesentlichen gleichen Energiehöhe, bei der die Belichtungszeit erhöht worden ist.
BEISPIEL 2
Blutplasmaeinheiten (ungefähr 300–310 ml pro Einheit) wurden mit dem Pseudotollwutvirus beimpft, um eine ungefähre Virusendbeladung von 6 × 10⁵ PFU/ml zu erreichen. Die Plasmaeinheiten wurden durch ein Einwegschlauchset verarbeitet wie allgemein in der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/742,572 (durch Bezugnahme hier eingeschlossen) beschrieben. Insbesondere wurden die Plasmaeinheiten gefiltert, um Leukozyten zu entfernen und in Behandlungsbehältern, die 10 ml Methylenblau in jedem Behälter enthalten, gesammelt. Das Plasma mit Methylenblau wurde mit einem Hochdruck-Natriumlicht beleuchtet, das eine Intensität von ungefähr 120 mW/cm² zur Verfügung stellt, wie im Behälter im Absorptionsbereich von 550–700 nm (was 140 mW/cm² im biologischen Fluid oder Behälter davon entspricht, wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm gemessen wird) gemessen wurde. Unter Verwendung des herkömmlichen Plaque-Assays wurde die Menge des verbleibenden Virus bei verschiedenen Energiehöhen gemessen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 dargestellt.
Ein weiterer Satz (Batch) Plasmaeinheiten (ungefähr 300–315 ml pro Einheit) wurde auch mit dem Pseudotollwutvirus beimpft, um eine ungefähre Virusendbeladung von 1 × 10⁶ PFU/ml zu erreichen. Diese Plasmaeinheiten wurden gefiltert, um Leukozyten zu entfernen, und in ähnlichen Behandlungsbehältern gesammelt, die 10 ml Methylenblau in jedem Beutel enthielten, um 1 μM Konzentration zu erreichen. Die Plasmaeinheiten mit Methylenblau wurden mit einem weiß fluoreszierenden Licht beleuchtet, das eine Intensität von ungefähr 24 mW/cm² am Behälter zur Verfügung stellt (wenn es über den Bereich von 350–500 nm gemessen wird). Unter Verwendung des herkömmlichen Plaque-Assays wurde die Menge des verbleibenden Virus bei verschiedenen Energiehöhen gemessen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 dargestellt.
Wie Tabelle 2 entnommen werden kann, wurden die Intensitäten und Dosen im Bereich von 350–800 nm gemessen. Wenn diese Intensitäten und Dosen über dem Absorptionsspektrum von Methylenblau (550–700) gemessen würden, würde die Intensität für Natriumlicht 121 mW/cm² betragen, und die Dosen würden von oben nach unten in der linken Spalte 0, 1,7, 7, 14 und 28 betragen. Gleichermaßen würde die Intensität für weiß fluoreszierendes Licht 12 mW/cm² betragen und die Dosen würden von oben nach unten in Spalte 3 0, 0,5, 2,5, 7,5 und 15 betragen.
Somit betrug, wie in Tabelle 2 dargestellt, mit dem weiß fluoreszierenden Licht bei einer Energiehöhe von ungefähr 7,5 J/cm², wie bei dem Behälter im Absorptionsbereich von 550–700 nm (was ungefähr 15 Joules/cm² entspricht, wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm gemessen wird) gemessen wurde, die Log-Reduktion des Virus (LRV) ungefähr 4,8, im Vergleich zu größer als 6,2 Logs bei einer Energiehöhe von ungefähr 14 J/cm², wie bei dem Behälter im Absorptionsbereich von 550–700 nm (was 16 J/cm² entspricht, wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm gemessen wird), mit dem Hochdruck-Natriumlicht gemessen wurde.
BEISPIEL 3
Die Vorrichtung und das Verfahren der vorliegenden Erfindung können auch eine geringere Schädigung der therapeutischen Proteine ermöglichen. Zum Beispiel wurden Proben von ungefähr 235 ml mit ungefähr 10 ml Methylenblau (um eine Konzentration von ungefähr 1,1 μM zu erhalten) vorbereitet. Eine Probe wurde mit weiß fluoreszierendem Licht behandelt, das am Behälter eine Intensität von 8,8 mW/cm² zur Verfügung stellte, wenn es im Absorptionsbereich von 550 nm-700 nm gemessen wurde, und die andere Probe wurde mit einem Hochdruck-Natriumlicht behandelt, das am Behälter eine Intensität von 121 mW/cm² zur Verfügung stellte, wenn es im Wellenlängenbereich von 550 nm–700 nm gemessen wurde. Wie in Tabelle 3 dargestellt, wurde nach ungefähr 2 Minuten des Aussetzens gegenüber Hochdruck-Natriumlicht kein gewonnenes Virus festgestellt, und die Gewinnung von Fibrinogen betrug ungefähr 88 %. Im Gegensatz dazu stellte die Probe, die mit weiß fluoreszierendem Licht nach 30 Minuten Belichtung kontaktiert wurde kein vollständiges virales Abtöten zur Verfügung und führte zu ungefähr 81 % Fibrinogengewinnung.
BEISPIEL 4
In einem weiteren Beispiel wurden Plasmaeinheiten, die Virus enthielten, vorbereitet und behandelt, indem ein Lichtkasten, der in wesentlicher Hinsicht dem Natri umlichtkasten 70 ähnlich war, der allgemein in den 10-16 dargestellt ist, und ein Einwegschlauchset, wie im Wesentlichen in der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/742,572 (eingeschlossen durch Bezugnahme) beschrieben, verwendet. Das Verfahren zur Vorbereitung der Plasmaproben ist unten beschrieben, und über die Ergebnisse wird in den Tabellen 4 und 5 berichtet.
Insbesondere wurden vier (4) Plasmapools A, B, C und D aus Einheiten von frischem gefrorenen Plasma vorbereitet. Pool 1 enthielt ungefähr 310 ml Plasma (318 Gramm Plasma), Pool 2 enthielt ungefähr 310 ml Plasma (320 Gramm Plasma), Pool 3 enthielt 260 ml Plasma (267 Gramm Plasma) und Pool 4 enthielt 260 ml Plasma (267 Gramm Plasma). Ungefähr 6 ml aufgetautes Pseudotollwutvirus wurden zu jedem Pool hinzugefügt, um eine Virusmenge von ungefähr 1 × 10⁶ zu erhalten. Ein 6-ml-Aliquot wurde von jeder Probe gesammelt, um als Kontrolle zu dienen.
Das virusbeimpfte Plasma wurde gefiltert, um Leukozyten zu entfernen und in einem Kunststoffbehälter mit ungefähr 10 ml Methylenfarbstoff vereinigt, um eine Konzentration von ungefähr 1,1 μM Methylenblau zu erhalten. Jede Einheit von mit Methylenblau beimpftem Plasma wurde für einen Zeitraum von zwischen 10 und 15 Minuten inkubiert. Nach der Inkubation wurde jeder Behälter einer Behandlung mit Licht hoher Intensität in einem Lichtkasten, der in allen wesentlichen Hinsichten dem Lichtkasten 70 ähnlich ist (unter Verwendung von 200-W-Natriumlampen über und unter dem Behandlungsbereich und einschließlich einer Infrarotentfernungsschicht) ausgesetzt, der oben beschrieben ist. Die Behälter wurden für ungefähr 80–90 Sekunden bei einer Energiedosis von ungefähr 20 J/cm², gemessen über den Absorptionsbereich von 590–690 nm, beleuchtet. Es wurde eine 6-ml-Probe des lichtbehandelten Plasmas entnommen. Die Beleuchtung dauerte an bis die gesamte Lichtdosis von 75 J/cm² (gemessen über den Absorptionsbereich von 590–690 nm) erhalten wurde. Es wurde eine Zehn-(10)-ml-Probe des weiterbehandelten Plasmas entnommen. Die behandelten Proben wurden anschließend durch Plaque-Assay titiriert, um die Menge des verbleibenden Virus festzustellen. Über die Ergebnisse wird in den Tabellen 4 und 5 berichtet.
Wie in Tabelle 4 zu sehen ist, betrug die Menge des verbleibenden Virus weniger als 1 log nach einer Beleuchtung bei 20 J/cm², und kein verbleibendes Virus konnte nach einer Behandlung bei 75 J/cm² festgestellt werden.
BEISPIEL 5
In einem weiteren Beispiel wurden zwei Pools von frischem gefrorenen Plasma (Pool Nr. 1 und 2) vorbereitet. Jeder Pool wurde in zwei Plasmaeinheiten mit ungefähr 260 ml bzw. 310 ml Plasma geteilt. Jede Plasmaeinheit wurde vorbereitet und mit dem Pseudotollwutvirus (PTV) beimpft und weiter verarbeitet wie allgemein in Beispiel 4 beschrieben, um eine Konzentration von ungefähr 1,1 μM Methylenblau zu erreichen. Die Plasmabehälter wurden mit Energiedosen von 5 J/cm², 20 J/cm² und 75 J/cm² in einem Lichtkasten, der in wesentlicher Hinsicht dem Lichtkasten 70 ähnlich ist, (unter Verwendung von 200-W-Natriumlampen über und unter dem Behandlungsbereich und einschließlich einer Infrarotschicht) behandelt, der oben beschrieben ist. Es wurden Proben bei jeder der oben beschriebenen Dosen entnommen, und die behandelten Proben wurden anschließend durch Plaque-Assay titiriert. Über die Ergebnisse wird in Tabelle 5 berichtet, welche nach einer Behandlung bei 75 J/cm² kein verbleibendes Virus zeigt.
Wie oben beschrieben, sind das Verfahren und die Vorrichtung der vorliegenden Erfindung in der Lage, ein Licht hoher Intensität zur Verfügung zu stellen, das die virale Inaktivierung maximiert, während sie eine wesentliche Gewinnung von Plasmaproteinen ermöglichen. Es wurden Experimente durchgeführt, um die Wirksamkeit der vorliegenden Erfindung bei der Gewinnung von Plasmaproteinen zu zeigen. Die Verfahren, Tests und Ergebnisse sind unten beschrieben.
BEISPIEL 6
Vier (4) bis fünf (5) Einheiten von AB0-kompatiblem, frischem gefrorenen Plasma wurden in ein 37± 2°C-Wasserbad gegeben bis das Plasma vollständig aufgetaut war. Jede Plasmaeinheit wurde anschließend der Reihe nach steril mit einem 3.000 ml-Viaflex^®-Behälter verbunden, wobei ein steriles Verbindungsgerät Terumo^® SCD 312 verwendet wurde, und das gesamte Plasma wurde zum Viaflex^®-Behälter übertragen, was den Pool A ergab. Zusätzliche Pools B–H wurden in gleicher Weise vorbereitet.
Der Viaflex^®-Behälter wurde anschließend steril mit den Übertragungspackungen verbunden, zu denen ungefähr 260 ml Plasma übertragen wurden.
Jede der Plasmapackungen wurde anschließend wie oben beschrieben verarbeitet und gefiltert, um Leukozyten zu entfernen, und in ähnlichen Behandlungsbehältern, die ungefähr 10 ml Methylenblau in jedem Beutel enthielten, um eine Konzentration von ungefähr 1,1 μM Methylenblau zu erreichen, gesammelt. Die Plasmaeinheiten mit Methylenblau wurden für ungefähr 2,6 Minuten mit Natriumlicht (in einem Lichtkasten, der im Wesentlichen dem Lichtkasten 70, der oben beschrieben ist, ähnlich ist), das eine Energie von ungefähr 60 J/cm² zur Verfügung stellt, das über eine Wellenlänge von 590–690 nm gemessen wurde, beleuchtet. Zum Vergleich wurden ähnlich vorbereitete Plasmapackungen mit vergleichbaren Konzentrationen an Methylenblau mit einem weiß fluoreszierenden Licht für ungefähr 25 Minuten bei einer Energiehöhe von ungefähr 48 J/cm² beleuchtet. Nach der Beleuchtung wurden 4-ml-Proben aus den Packungen entnommen, in die Polypropylen-Schläuche gegeben und auf Gerinnungseigenschaften und Gewinnung von Plasmaproteinen getestet. Insbesondere wurden die Proben auf die Prothrombinzeit (PT), (ein Assay zur Ermittlung von Gerinnungsabnormalitäten auf das extrinsische System und die allgemneinen Wege und Fibrinogen), aktivierte partielle Thromboplastinzeit (APTT) (ein Assay zur Ermittlung von Gerinnungsabnormalitäten der Kontaktphase und des intrinsischen Systems und allgemeiner Wege der Plasmaaktivierung) und Thrombinzeit-Assay (TZ) (ein Assay zur Messung der Zeit, die von exogen zugefügtem Thrombin benötigt wird, um Plasmafibrinogen zu proteolysieren und um ein Gerinnsel zu bilden) getestet. Die Proben wurden außerdem hinsichtlich Gewinnnung der folgenden Plasmaproteine getestet: Faktor II (F II), Faktor V (F V), Faktor VII (F VII), Faktor VIII (F VIII), Faktor IX (F IX), Faktor X (F X), Faktor XI (F XI), Faktor XII (F XII), Faktor XIII (F XIII), Von-Willebrand-Faktor (VWF), Fibrinogen (Fib), Antithrombin III (AT III), Protein C (Prot C) und Protein S (Prot S). Über die Ergebnisse wird in Tabelle 6 berichtet.
Wie in Tabelle 6 zu sehen ist, stellte die Behandlung mit Natriumlicht hoher Intensität für einen wesentlich kürzeren Zeitraum (als z.B. weiß fluoreszierendes Licht) eine vergleichbare, wenn nicht bessere Gewinnung von Proteinen zur Verfügung.
BEISPIEL 7
Neunzehn (19) Einheiten von AB0-kompatiblem, frischem gefrorenen Plasma wurden in ein 37 ± 2°C-Wasserbad gegeben bis das Plasma vollständig aufgetaut war. Jede Plasmaeinheit wurde anschließend der Reihe nach steril mit einem 3.000-ml-Viaflex^®-Behälter unter Verwendung eines sterilen Verbindungsgerätes Therumo^® verbunden, und das gesamte Plasma wurde zum Viaflex^®-Behälter übertragen, was den Pool A ergab. Zusätzliche Pools B1 und B2 wurden in gleicher Weise vorbereitet.
Der Viaflex^®-Behälter wurden anschließend steril mit elf 300-ml-Übertragungspackungen verbunden, zu denen ungefähr 260 ml Plasma zu zehn der Packungen übertragen wurden. Die Plasmapackung wurde dann steril mit einem Einwegschlauchset verbunden, das im Wesentlichen in der Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/742,572 beschrieben ist, und das Plasma wurde zu einer Übertragungspackung, die ungefähr 97 μg Methylenblau enthielt, übertragen. Die verbleibende Übertragungspackung nahm 235 ml Plasma auf. Die Plasmabehälter, die Methylenblau in einer Konzentration von ungefähr 1,1 μM enthielten, wurden mit Natriumlicht in einem Lichtkasten, der in wesentlicher Hinsicht dem Lichtkasten 70 ähnlich war, bei Energiehöhen von 0, 40, 60, 80 und 100 J/cm², wenn es über die Wellenlänge von 590 bis 690 nm gemessen wird, beleuchtet. Die Belichtungszeiten lagen typischerweise zwischen ungefähr 200 und 700 Sekunden. Gewinnung von Fibrinogen, Faktor XI und Faktor VIII wurde gemessen. Die Ergebnisse (Durchschnittswerte) für Fib-, F XI- und F VIII-Gewinnung sind in Tabelle 7 dargelegt.
Zusätzliche Experimente wurden durchgeführt, um die Wirkung der Konzentration des photochemischen Mittels auf die virale Inaktivierung zu untersuchen.
BEISPIEL 8
Plasmaeinheiten (ungefähr 300 ml), die mit dem Vesikulären Stomatitisvirus (VSV) beimpft waren und Konzentrationen von jeweils 0,5 μM, 1,0 μM und 1,73 μM Methylenblau einschlossen, wurden mit Natriumlicht in einer Natriumbox, die in wesentlicher. Hinsicht dem Lichtkasten 70 ähnlich war, der oben beschrieben ist (unter Verwendung von 200-W-Natriumlichtlampen oberhalb und unterhalb des Behandlungsbereichs 100) behandelt. Die Energiedosis wurde an verschiedenen Punkten gemessen. Nach der Behandlung wurden Proben entnommen, und die Proben wurden durch den Plaque-Assay für VSV titiriert. Über die Ergebnisse wird in 17 berichtet. Wie in 17 dargestellt, ergab eine Erhöhung der Konzentration von Methylenblau über 1,0 (und bis ungefähr 1,73) eine wesentlich verbesserte viruzide Wirkung.
BEISPIEL 9
Plasmaeinheiten, die mit VSV beimpft waren und mit 3,0 μM oder 0,8 μM Methylenblau gemischt wurden, wurden mit Natriumlicht (200-W-Natriumlampen über und unter dem Behandlungsbereich 100) und/oder weiß fluoreszierendem Licht (weiß fluoreszierende Lampen über und unter dem Behandlungsbereich) behandelt. Insbesondere Einheit 1 schloss ungefähr 330 ml von VSV-beimpftem Plasma mit einer Konzentration von 3,0 μM Methylenblau ein und wurde mit Natriumlicht behandelt, das eine Intensität von ungefähr 138 mW/cm² (wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm gemessen wurde) zur Verfügung stellte, was einer Intensität von ungefähr 123 mW/cm² entspricht (wenn es über den Bereich von ungefähr 550–700 gemessen wurde). Die Einheit 2 schloss ungefähr 310 ml VSV-beimpftes Plasma mit einer Konzentration von 0,83 μM Methylenblau ein und wurde ebenfalls mit Natriumlicht bei den oben beschriebenen Intensitäten behandelt. Die Einheit 3 schloss ungefähr 310 ml VSV-beimpftes Plasma mit einer Konzent ration von 0,83 μM Methylenblau ein und wurde mit weiß fluoreszierendem Licht behandelt, das eine Intensität von ungefähr 12 mW/cm² über den Bereich von ungefähr 350–800 nm zur Verfügung stellte, was 5,2 mW/cm² über den Bereich von 550–700 nm entspricht. Es wurden Proben entnommen und durch Plaque-Assay für VSV titiriert. Die in 18 dargelegten Ergebnisse zeigen eine wesentlich verbesserte viruzide Wirkung nach weniger als 5 Minuten in der Plasmaeinheit (Einheit 1), die eine höhere Konzentration (3,0 μM) Methylenblau enthielt und mit einem Licht hoher Intensität behandelt wurde. Zusätzliche Untersuchungen wurden für Plasma, das mit dem Pseudotollwutvirus (PTV) (ein sehr resistentes Virus) beimpft wurde, durchgeführt, und die Ergebnisse sind in 19 dargestellt. Wie in Beispiel 8 schlossen die Proben ungefähr 3,0 μM Methylenblau ein und wurden mit Natriumlicht hoher Intensität behandelt (ungefähr 138 mw/cm², wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm gemessen wurde, was einer Intensität von ungefähr 123 mw/cm² entspricht, wenn es über den Bereich von ungefähr 550–700 nm gemessen wurde). Zusätzliche Proben, die ungefähr 0,8 μM Methylenblau enthielten, wurden mit weiß fluoreszierendem Licht behandelt, das eine Intensität von ungefähr 12 mW/cm² über den Bereich von ungefähr 350–800 nm, was 5,2 mW/cm² entspricht, über den Bereich von 550–700 nm zur Verfügung stellte. 19 zeigt, dass eine wesentlich verbesserte viruzide Wirkung in kürzerer Zeit erreicht wurde, wenn die Konzentration von Methylenblau erhöht wurde bis ungefähr 3,0 μM und ein Licht hoher Intensität verwendet wurde.
BEISPIEL 10
Um die vorteilhafte Wirkung der Erhöhung der Methylenblaukonzentration und der Lichtintensität weiter darzustellen, wurde ein weiteres Experiment durchgeführt, worin Plasmaproben (ungefähr 300 ml), beimpft mit VSV, und mit unterschiedlichen Konzentrationen (3,0 μM und 0,8 μM) Methylenblau mit weiß fluoreszierendem Licht bei 12, 23 und 34 mW/cm² beleuchtet wurden. Es wurden Proben entnommen und titiriert, wobei der Plaque-Assay für VSV verwendet wurde. Wie in 20 dargestellt, wurden die verbesserten viruziden Wirkungen (d.h. größere Log-Reduktion des Virus) durch Verwendung einer höheren Konzentration von Methylenblau erhalten. 20 zeigt auch, dass die Verwendung einer höheren Konzentration von Methylenblau und eine höhere Lichtintensität die viruziden Wirkungen weiter verbessern.
Verschiedene Änderungen der Ausführungsformen und Verfahren, die hier beschrieben sind, sind in Übereinstimmung mit dem Schutzumfang der angehängten Patentansprüche möglich.

Claims

Vorrichtung (70) zum Inaktivieren von Kontaminanten in einem biologischen Fluid, umfassend: eine erste Lichtquelle hoher Intensität (96) zum Liefern von Licht mit einer Intensität von mindestens 80 mW/cm² in dem Wellenlängenbereich von zwischen 550–700 nm, eine zweite Lichtquelle hoher Intensität (96) zum Liefern von Licht mit einer Intensität von mindestens 80 mW/cm² in dem Wellenlängenbereich von zwischen 550–700 nm, und einen Fluidbehandlungsbereich (100), angeordnet zwischen der ersten und zweiten Lichtquelle, wobei jede der Lichtquellen von dem Fluidbehandlungsbereich durch ein Fenster (120) getrennt ist, welches im wesentlichen Licht in dem Wellenlängenbereich durchläßt, aber ausgewähltes unerwünschtes Licht im wesentlichen nicht durchläßt.
Vorrichtung gemäß Anspruch 1, wobei jede der Lichtquellen (96) eine Hochdruck-Natriumlichtquelle umfaßt.
Vorrichtung gemäß Anspruch 1 oder 2, weiter umfassend einen Sensor (119) zum Aufzeichnen der Temperatur innerhalb des Fluidbehandlungsbereichs.
Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 3, weiter umfassend einen Sensor (130) zum Aufzeichnen des Energieniveaus, weiches das biologische Fluid kontaktiert.
Vorrichtung gemäß Anspruch 4, weiter umfassend ein Kontrollsystem (110), welches betriebsmäßig mit dem Sensor (130) und den Lichtquellen (96) zum Sicherstellen, daß das Energieniveau, welches das biologische Fluid kontaktiert, zwischen 20 und 50 Joule/cm² ist, verbunden ist.
Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 5, weiter umfassend einen Boden bzw. Kasten (84) zum Halten eines Behälters des biologischen Fluids, wobei der Boden zur Bewegung in und aus dem Fluidbehandlungsbereich (100) eingerichtet ist.
Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 6, wobei jede der ersten und zweiten Lichtquelle innerhalb einer Lichtkammer (98) angeordnet ist.
Vorrichtung gemäß Anspruch 7, wobei das Innere der Lichtkammer ein reflektierendes Material umfaßt.
Vorrichtung gemäß Anspruch 8, wobei das Innere der Kammer durch mindestens zwei Paare von gekrümmten Wänden (122, 124) definiert ist, welche im wesentlichen verbindungsparabolische Kurven definieren.
Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 9, wobei das unerwünschte Licht Licht in dem Infrarotlichtbereich umfaßt.
Vorrichtung gemäß Anspruch 10, weiter umfassend einen Filter zum Vermindern des Anteils an infrarotem Licht, welches das Fluid kontaktiert.
Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 10, wobei mindestens ein Abschnitt des Fensters mit einer Substanz behandelt ist, welche befähigt ist, den Anteil an unerwünschtem Licht, welches das Fluid kontaktiert, zu vermindern.
Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 10, wobei mindestens ein Abschnitt des Fensters durch physikalische Dampfabscheidung des Materials behandelt ist, das den Anteil an unerwünschtem Licht, welches das Fluid kontaktiert, vermindert.
Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 13, wobei die Lichtquellen Licht einer Intensität von zwischen 80–150 mW/cm² liefern.