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Die
vorliegende Erfindung betrifft Verfahren und Vorrichtungen zur Behandlung
biologischer Fluide wie Blut und Blutbestandteilen. Insbesondere
betrifft die vorliegende Erfindung Verfahren und Vorrichtungen zum Inaktivieren
von Kontaminanten wie Viren in solchen biologischen Fluiden.
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Menschliches
Blut schließt
sowohl zelluläre
als auch nichtzelluläre
Bestandteile ein. Die zellulären
Bestandteile im Blut schließen
rote Blutkörperchen
(RBK), weiße
Blutkörperchen
(WBK) und Plättchen
ein. Plasma ist ein nichtzellulärer
Bestandteil des Blutes und ist das flüssige Medium, in welchem die
zellulären
Bestandteile suspendiert bzw. gelöst sind. Plasma schließt auch
verschiedene andere Bestandteile wie Proteine (z.B. Fibrinogen,
Albumin und Globuline), Elektrolyte und Metabolite ein.
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Es
ist gut bekannt, dass Viren wie das Hepatitis- oder das HIV-Virus
in menschlichem Blut anwesend sein können. Die Viren, die im Blut
anwesend sind, können „intrazellulär", d.h. innerhalb
eines der zellulären Blutbestandteile
wie weißen
Blutkörperchen
enthalten sein, oder sie können „extrazellulär", d.h. frei im Plasma vorhanden,
sein. Zum Beispiel ist das Hepatitis-Virus hauptsächlich ein
extrazelluläres
Virus, das Cytomegalovirus (das Virus, das für Herpes verantwortlich ist)
ist vorwiegend ein intrazelluläres
Virus, und das HIV-Virus (das Virus, das für AIDS verantwortlich ist)
kommt sowohl intrazellulär
als auch extrazellulär
vor. Unabhängig davon,
wo das Virus anwesend ist, stellt das Vorhandensein des Virus im
Blutstrom nicht nur für
den Wirt ein Infektions- und Erkrankungsrisiko dar, sondern auch
für einen
Empfänger,
wenn das Blut oder ein Blutbestandteil gesammelt und übertragen
wird.
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Entsprechend
hat die medizinische Gemeinschaft versucht, das Übertragungsrisiko von Blut,
das durch aktives Virus verdorben ist, durch Entwickeln von Verfahren
und Vorrichtungen zum Entfernen des Virus aus dem Blutstrom oder
zum Inaktivieren des Virus auf andere Weise zu verringern. Zum Beispiel
umfasst ein solcher Versuch die Filtration von Blut und/oder Blutbestandteilen,
um intrazelluläre
Viren zu entfernen, die zum Beispiel in weißen Blutkörperchen eingeschlossen sind,
Rawal et aL.: „Reduction
of human immunodeficiency virus-infected cells from donor blood
by leukocyte filtration",
Transfusion, S. 460–462
(1998). Obwohl eine Filtration von Blut und/oder Blutbestandteilen
im Entfernen der intrazellulären
Viren einigermaßen
wirksam gewesen ist, ist das Entfernen von extrazellulären Viren
im Allgemeinen unwirksam gewesen, weil solche Viren typischerweise
zu klein sind, um durch zurzeit handelsüblich erhältliche Filter abgefangen zu
werden.
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Andere
Verfahren zur Inaktivierung von Viren und insbesondere extrazellulären Viren
im Blut schließen Dampfsterilisation
von Blutplasma zum Inaktivieren eines Virus ein. Weitere Verfahren
schließen
die Verwendung von „Detergenzien" zum Reinigen des
Blutes und/oder des Blutbestandteils von irgendeinem Virus oder Verfahren,
durch die die Blutbestandteile gefroren, aufgetaut und gewaschen
werden, um das Virus zu entfernen, ein.
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Ein
neuerer Ansatz zur viralen Inaktivierung ist die Behandlung von
Blut oder Blutbestandteilen mit einem photochemischen Mittel und
Licht. Wenn es durch Licht einer geeigneten Wellenlänge aktiviert
wird, tötet das
photochemische Mittel entweder das Virus direkt oder hemmt indirekt
die Fähigkeit
des Virus, zu replizieren und „inaktiviert" somit in jedem Fall
das Virus. So wie hier verwendet, bedeutet der Begriff „inaktivieren" (und Formen davon)
die eigentliche Zerstörung,
Auslöschung
einer Kontaminante wie einem Virus oder eine direkte oder indirekte
Wirkung auf die Kontaminante, die seine Fähigkeit, zu replizieren oder
auf andere Weise einen lebenden Empfänger nachteilig zu beeinflussen,
hemmt.
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Mehrere
bekannte photochemische Mittel sind zur Verwendung in der Inaktivierung
von Viren in Blut verwendet oder offenbart worden. Sie schließen zum
Beispiel Psoralene ein (die in der Inaktivierung von Viren in gesammelten
Plättchen
verwendet worden sind), wie in dem US-Patent Nr. 5,459,030 beschrieben.
Andere photochemische Mittel, die für die Inaktivierung von Viren
in Blut offenbart worden sind, schließen die Familie der lichtaktivierten
Medikamente, die von Benzoporphyrin abgeleitet sind, ein wie in
dem US-Patent Nr. 5,536,238 beschrieben ist, welches auf den Rechtsnachfolger
der vorliegenden Anmeldung übertragen
ist und durch Bezugnahme hier eingeschlossen ist. Noch andere photochemische
Mittel, die zur Verwendung in der Inaktivierung von Viren in biologischen
Fluiden berücksichtigt
sind, sind Verbindungen aus der Familie der Phenothiazin-Farbstoffe, welche
Toluidinblau O, Azur A, Azur B, Azur C, Thionin, Methylenblau und
Methylengrün einschließen, aber
nicht auf diese begrenzt sind.
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Für die photochemischen
Mittel zum Inaktivieren von Viren muss das Licht, das auf das photochemische
Mittel angewendet wird, eine Wellenlänge aufweisen, die von dem
photochemischen Mittel absorbiert werden kann. Wie in dem US-Patent
Nr. 5,527,704, das auch auf den Rechtsnachfolger der vorliegenden
Anmeldung übertragen
und durch Bezugnahme hier eingeschlossen ist, beschrieben ist, ist
es im Fall von Methylenblau bekannt, dass Methylenblau sichtbares
Licht mit Wellenlängen
von zwischen ungefähr
550 und 700 nm absorbiert. Wie zurzeit verstanden wird, wird ein
Methylenblaumolekül,
das durch Licht aktiviert worden ist, ein Katalysator für Sekundär- und Tertiärreaktionen,
die das Virus inaktiveren. Insbesondere wird angenommen, dass die
Aktivierung des photochemischen Mittels wie Methylenblau zur Bildung
von Singulett-Sauerstoff führt,
der die Sekundär-
und Tertiärreaktionen
steigert. Eine detaillierte Diskussion von Methylenblau, seiner Photophysik
und seiner photodynamischen Wirkung auf Proteine, Nukleinsäure, Viren
und Bakterien ist in Tuite et al., „Photochemical interactions
of methylene blue and analogues with DANN and other biological substrates", J. Photochem, Photobiol.
B. Biol., 21, (1993) dargelegt, das durch Bezugnahme hier eingeschlossen
ist.
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Zusätzlich zur
Wirkung als Katalysator für
virale Inaktivierungsreaktionen können photochemische Mittel
(wenn sie durch Licht aktiviert sind), wie Methlenblau, auch zu
einer Beschädigung
von Plasmaproteinen und insbesondere therapeutischen Proteinen führen wie
in dem europäischen
Patent Nr. 0 196 515 beschrieben ist, welches durch Bezugnahme eingeschlossen
ist. Wie in dem Europäischen
Patent Nr. 0 196 515 dargelegt und wie hier verwendet, schließen therapeutische
Proteine jedes biologisch aktive Protein ein, welches Eigenschaften
aufweist, welche es in der Behandlung von medizinischen Störungen nützlich machen.
Beispiele solcher Proteine schließen Plasmaproteine in menschlichem
Blut wie Faktor VIII, Von-Willebrand-Faktor, Faktor IX, Faktor X,
Faktor XI, Hageman-Faktor, die aktivierten Formen von solchen Faktoren,
Prothrombin, Antithrombin III, Fibronektin, Plasminogen, Immunserumglobulin,
modifiziertes Immunglobulin, Albumin, 1-Antitrypsin und Präkallikrein
ein. Vor der vorliegenden Erfindung ist ein System, das in der Lage
ist, ein maximales virales Abtöten
mit einer minimalen Beschädigung
von therapeutischen Proteinen zur Verfügung zu stellen, für unerreichbar
gehalten worden, weil auch angenommen wurde, dass die erhöhte Bildung
von Singulett-Sauerstoff für
die Proteinbeschädigung
verantwortlich sei.
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Es
sind auch verschiedene Vorrichtungen zur Verwendung von photochemischen
Mitteln in der viralen Inaktivierung entwickelt worden. Zum Beispiel
ist in dem US-Patent
Nr. 5,300,019, das auf den Rechtsnachfolger der vorliegenden Anmeldung übertragen
wurde, und auch durch Bezugnahme hier eingeschlossen ist, eine Vorrichtung
zur Behandlung eines Fluids, das eine biologische Kontaminante enthält, mit
einem photochemischen Mittel beschrieben. In dem US-Patent Nr. 5,300,019,
werden Blut, das eine Kontaminante wie ein Virus einschließt, und
ein photochemisches Mittel von einem Ursprungsbehälter durch
eine Behandlungskammer zu einem Sammelbehälter gepumpt. Während es
in der anwesend ist, wird das Blut einer Lichtquelle ausgesetzt, die
das photochemische Mittel aktiviert, während das Blut innerhalb der
Behandlungskammer verarbeitet wird. Um sicher zu stellen, dass das
Blut ausreichend und gleichmäßig der
Lichtquelle ausgesetzt ist, wird das Blut (mit Kontaminante und
photochemischem Mittel) fortwährend
innerhalb der Behandlungskammer gemischt. Nach der Behandlung wird
das Blut im Sam melbehälter
gesammelt. Das photochemische Mittel, das in dem Patent beschrieben
ist, ist Benzoporphyrin.
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In
dem US-Patent Nr. 5,527,704, auch durch Bezugnahme eingeschlossen,
wird ein einzelner Blut- oder Blutbestandteilbehälter zwischen zwei gegenüber liegenden
Strahlen von Licht aussendenden Dioden angeordnet. Der Behälter schließt einen
Blutbestandteil (Plasma), eine virale Kontaminante und eine Methylenblaumenge
ein. Der Behälter
wird durch die lichtaussendenen Dioden bestrahlt, welche Licht bilden,
das eine Wellenlänge
von ungefähr
620–670
nm aufweist, um das Methylenblau zu aktivieren. Der Blut- oder Blutbestandteilbehälter wird
für einen
Zeitraum von ungefähr
fünf (5)
Minuten Licht unterworfen.
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Während die
Verfahren und Vorrichtungen des Standes der Technik einen Fortschritt
in der Inaktivierung von Kontaminanten, wie Viren, in biologischen
Fluiden, wie Blut oder Blutbestandteilen, bedeuten, gibt es noch
Raum für
Verbesserungen. Zum Beispiel ist eines der Hauptgebiete des Interesses
eine bessere Inaktivierung eines wesentlichen Teils der Kontaminante
sicherzustellen, wobei das Ziel 100 % Inaktivierung ist. Insbesondere
ist es wünschenswert,
dass ein Einer-Lichtquelle-Aussetzen
des biologischen Fluids eine maximale virale Inaktivierung mit einer
minimalen Beschädigung
der therapeutischen Proteine zur Verfügung stellt. Es ist auch wünschenswert,
dass ein Aussetzen gegenüber
einer Lichtquelle des biologischen Fluids von kurzer Dauer ist,
um die Effizienz der Behandlung pro Lichtbehandlung zu erhöhen und
die Kosten zu verringern. Es ist weiterhin wünschenswert, dass ein Aussetzen
gegenüber
einer Lichtquelle des biologischen Fluids im Wesentlichen gleichmäßig in seiner
Anwendung ist und vorzugsweise ohne die Notwendigkeit, das Blut
und/oder die Blutbestandteile fortwährend zu mischen. Weil biologische
Fluide wie Blut oder Blutbestandteile oft in Kunststoffbehältern gesammelt
oder gelagert werden, kann es auch weiterhin wünschenswert sein, in der Lage zu
sein, mehr als eine Einheit oder einen Behälter gleichzeitig zu behandeln,
um die Effizienz zu verbessern, aber ohne nachteilige Wirkung auf
die virale Inaktivierung.
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ZUSAMMENFASSUNG
DER ERFINDUNG
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Die
vorliegende Erfindung stellt gemäß Anspruch
1 eine Vorrichtung zum Inaktivieren von Kontaminanten in einem biologischen
Fluid zur Verfügung.
Das biologische Fluid ist vorzugsweise ein Blutbestandteil wie Blutplasma,
und das photochemische Mittel ist vorzugsweise ein Phenothiazinfarbstoff
wie Methylenblau. Die Lichtquelle kann ein Natriumlicht umfassen,
und ein Kontrollsystem bzw. Regelungssystem kann funktionell mit
der Lichtquelle und einem oder mehreren Sensoren verbunden sein,
um zur Verfügung
zu stellen, dass das Licht, welches das biologische Fluid kontaktiert,
zwischen ungefähr
1 und 100 Joule/cm2 beträgt.
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Um
einen vollständigeren
und gleichmäßigeren
Lichtkontakt mit dem Fluid zur Verfügung zu stellen, kann die Lichtquelle
verlängert
werden, um Licht entlang der Länge
der Lichtquelle zur Verfügung
zu stellen, im Gegensatz zum Beispiel zu einer punktförmigen Lichtquelle.
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Das
biologische Fluid kann andere Verbindungen einschließen, welche
vorzugsweise nicht nachteilig durch die Lichtquelle beeinflusst
werden. Der Anteil des Lichts, der das biologische Fluid kontaktiert
und die Kontaktzeit werden vorzugsweise überwacht und, wenn gewünscht, geregelt.
Diese Erfindung findet insbesondere Anwendung, wenn das biologische
Fluid Blutplasma und das photochemische Mittel Methylenblau ist.
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Das
biologische Fluid kann durch das Licht für einen Abschnitt zwischen
ungefähr
0,3 und 30 Minuten kontaktiert werden.
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KURZE BESCHREIBUNG
DER ZEICHNUNGEN
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1 ist
eine perspektivische Ansicht einer vergleichbaren Vorrichtung;
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2 ist
eine perspektivische Explosionsansicht der Vorrichtung in 1,
wobei Teile der äußeren Abdeckung
für eine
bessere Ansicht der inneren Merkmale entfernt sind;
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3 ist
eine perspektivische Ansicht der Vorrichtung in 1,
wobei die äußere Abdeckung
entfernt ist, um das Innere der Vorrichtung darzustellen;
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3a ist
eine perspektivische Ansicht eines Behälters, der an einem Haken hängt und
wobei sich der Behälterhalter
in einer offenen Position befindet;
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3b ist
eine perspektivische Ansicht des Behälters in 3a,
wobei sich der Behälterhalter
in einer geschlossenen Position befindet;
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3c ist
eine Seitenansicht eines Behälters,
der an einem Haken hängt,
und dem Behälterhalter
in einer offenen Position;
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3d ist
eine Seitenansicht des Behälters
in 3c, wobei sich der Behälterhalter in einer geschlossenen
Position befindet;
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4 ist
eine Vorderansicht der Vorrichtung in 3;
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5 ist
eine Seitenansicht der Vorrichtung in 3 als Aufriss;
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6 ist
eine Draufsicht auf die Vorrichtung in 1, wobei
der Deckel des äußeren Gehäuses entfernt
ist;
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7 ist
eine Schnittansicht der Vorrichtung in 5, entlang
der Linie 6-6;
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8 ist
ein Flussdiagramm, das das Regelungssystem für die vorliegende Erfindung
darstellt;
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9 ist
ein Diagramm, das die normalisierte spektrale Verteilung von Hochdruck-Natriumlicht
zwischen 500–700
nm zeigt;
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10 ist
eine perspektivische Ansicht einer Vorrichtung, die die vorliegende
Erfindung verkörpert bzw.
ausführt;
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11 ist
eine perspektivische Ansicht der Vorrichtung in 10,
wobei ein Teil der vorderen Platte entfernt ist, um das Innere der
Vorrichtung darzustellen;
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12 ist
eine perspektivische Ansicht des Bodens und der Reflektorbaugruppen
der Vorrichtung in 10;
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13 ist
eine perspektivische Explosionsansicht des Bodens und der Reflektorbaugruppen
in 12;
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14 ist
eine Draufsicht auf die Bodenbaugruppe und den Behandlungsbereich
der Vorrichtung in 10 mit Behältern im Beladungsbereich;
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15 ist
eine Draufsicht der Bodenbaugruppe und des Behandlungsbereichs der
Vorrichtung in 10 mit Behältern innerhalb des Behandlungsbereichs;
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16 ist
eine Seitenansicht der Vorrichtung in 10, wobei
die Seitenplatte entfernt ist, um das Innere der Vorrichtung und
einen Behälter
innerhalb des Behandlungsbereichs darzustellen;
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17 ist
ein Diagramm, das die Wirkung der Konzentration des photochemischen
Mittels auf die virale Inaktivierung darstellt;
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18 ist
ein weiteres Diagramm, das die Wirkung der Konzentration des photochemischen
Mittels auf die virale Inaktivierung darstellt;
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19 ist
ein weiteres Diagramm, das auch die Wirkung der Konzentration des
photochemischen Mittels und der Lichtintensität auf die virale Inaktivierung
darstellt, und
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20 ist
ein weiteres Diagramm, das die Wirkung der Konzentration des photochemischen
Mittels und der Lichtintensität
auf die virale Inaktivierung darstellt.
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AUSFÜHRLICHE
BESCHREIBUNG DER ZEICHNUNGEN
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Unter
jetziger Bezugnahme auf die Zeichnungen stellt 1 eine
vergleichbare Vorrichtung 10 dar, die manchmal als Lichtkasten
bezeichnet wird. Wie in 1 dargestellt, schließt der Lichtkasten 10 ein
im Allgemeinen zylindrisches Gehäuse 12 mit
einem Deckelteil oder einer Abdeckung 14, einem Mittelteil 16 und
einem unteren Teil 18 ein. Der Mittelteil kann eine Regelungskonsole 20 zur
Bedienerregelung des Lichtkastenbetriebs einschließen. Eine
Tür 22 im
Mittelteil ermöglicht
den Zugang in das Innere des Lichtkastens 10. Die Tür 22 kann
entweder drehbar angebracht sein oder wie in 1 verschiebbar.
Der Lichtkasten 10 kann auch eine zurückziehbare Überlaufschale (nicht dargestellt)
zur Sammlung von übergelaufener
Flüssigkeit
von innerhalb des Lichtkastens 10 einschließen.
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2 ist
eine Explosionsansicht des Lichtkastens 10 und zeigt seine
Grundbestandteile. Insbesondere schließt der dargestellte Lichtkasten 10 eine
Bodenbaugruppe 23 ein, welche eine zentral angeordnete Lichtquelle 24 und
eine Blendenbaugruppe 26 trägt. Ein lichtdurchlässiges Rohr 28 ruht
auf der Bodenbaugruppe und trägt
an seinem oberen Ende eine Schlittenbaugruppe 30 zur Rotation
um das durchlässige
Rohr und die Lichtquelle. Die Schlittenbaugruppe ist ein im Allgemeinen
zylindrisches, sechseckiges Gestell zum Aufnehmen von mindestens
einem im Wesentlichen klaren Kunststoffbehälter 32, der biologisches
Fluid enthält,
das behandelt werden soll. Um den Benutzer vor unerwünschter
Lichtquellenaussetzung zu schützen, umgeben
das äußere Gehäuse 12 und
insbesondere die Deckel- und Mittelteile den Schlitten und die Lichtquelle.
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Unter
erster Bezugnahme auf die Bodenbaugruppe 23 weist die Bodenbaugruppe
eine unterste Grundplatte 34 und eine erhöhte Plattform 36 auf,
die über
der Grundplatte durch steife vertikale Stützelemente 38 getragen
wird. Der Raum zwischen der Grundplatte und der Plattform erlaubt
ein Zurückziehen
der Blendenbaugruppe 26, stellt Platz zur Montage von Kühlventilatoren 39a und 39b zur
Kühlung
von unterschiedlichen Bereichen des Lichtkastens zur Verfügung und
enthält
die Montagefassung für
die Lichtquelle 24.
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Die
Lichtquelle 24 ist im Allgemeinen zentral auf der Bodenbaugruppe 23 und
insbesondere auf der Plattform 36 angeordnet. Die Lichtquelle
schließt
vorzugsweise einen verlängertes
Rohr ein, um eine gleichmäßige Beleuchtung
des Inneren des Lichtkastens zur Verfügung zu stellen. Die Lichtquelle 24 kann
irgendeine Lampe oder Glühlampe
sein, die vorzugsweise in der Lage ist, Licht hoher Intensität auszustrahlen.
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Insbesondere
kann die Lichtquelle 24 irgendeine Lampe oder Glühlampe sein,
die Licht mit einer Wellenlänge
und einer wirksamen Intensität
zur Verfügung
stellen kann, um (a) Kontaminanten im biologischen Fluid, das behandelt
werden soll, zu inaktivieren oder genauer um (b) das photochemische
Mittel (wenn vorhanden), das in der Behandlung des biologischen
Fluid verwendet wird, zu aktivieren. Wenn zum Beispiel das photochemische
Mittel Methylenblau ist, sollte die Lichtquelle in der Lage sein,
mehr als 25 % ihres Lichts im sichtbaren Spektrum in einem Wellenlängenbereich
von ungefähr
550–700
nm zur Verfügung
zu stellen, um eine bessere Effizienz und eine geringere Hitzeerzeugung
zur Verfügung
zu stellen.
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Außerdem sollte
die Lichtquelle 24 ein Licht hoher Intensität zur Verfügung stellen,
das in der Lage ist, eine maximale Aktivierung des photochemischen
Mittels zur Verfügung
zu stellen, ohne andere gewünschte Bestandteile
im biologischen Fluid wesentlich zu schädigen. Zum Beispiel eine Intensität von mindestens
30 mW/cm2, wie im biologischen Fluid oder
dessen Behälter
gemessen. Im Fall von Methylenblau sollte die Intensität zum Beispiel
mindestens 30 mW/cm2 und vorzugsweise zwischen
58–130
mW/cm2, gemessen beim biologischen Fluid
(oder dessen Behälter)
und in einem Wellenlängenbereich
von 550–700
nm, betragen. Natürlich
können
andere photochemische Mittel bei anderen Intensitäten und
Wellenlängen
betriebsfähig
sein. Beispiele von Lichtquellen, die verwendet werden können, um
photochemische Mittel zu aktivieren, schließen Hochdruck-Natriumlampen, Halogenlampen,
Schwefellampen, Metallhalogenlampen oder Xenonlampen ein. Eine solche
Lampe ist die Hochdruck-Natriumdampflampe, die ein keramisches Bogenrohr
wie Aluminiumoxid (Al2O3)
in einer klaren oder beschichteten äußeren Glühlampe mit einem mittleren
oder Goliath-Schraubfuß zur Anordnung
in die Fassung (in der Bodenbaugruppe 22) einschließt. Solch
eine Natriumlampe wird von Phillips Lighting unter dem Handelsnamen
Ceramalux, Model Nr. C1000S52 verkauft.
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Um
die Lichtquelle und den Benutzer zu schützen, schließt der Lichtkasten 10 eine
zurückziehbare Blendenbaugruppe 26,
ein wie in den 2, 3 und 4 dargestellt,
die die Lichtquelle 24 zum Beispiel während des Beladungs- und Inbetriebsetzungsvorgangs
umgibt und sich zurückzieht,
nachdem die Beladung abgeschlossen ist und das Licht vollständig energetisiert
ist. Die Blendenbaugruppe 26 umfasst ein zylindrisches
Rohr 41, das, wenn es angehoben ist, die Lichtquelle abschirmt.
Das Rohr weist einen oberen radialen Flansch 26a auf, welcher
an den Blendenarmen 21 angeordnet ist. Eine Bewegung der
Blende wird durch einen Blendenantriebsmotor 50, wie in 4 dargestellt,
in einem Zahnstangen- und Zahnradgetriebe bewirkt.
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Wie
oben angemerkt, schließt
der Deckel der Blende 26 einen Deckelflansch 26a ein,
der, wenn die Blende 26 zurückgezogen ist, den größten Teil
der Plattform 36 innerhalb des Rohrs 28 abdeckt.
Die obere Oberfläche
von 26a ist reflektierend, um weiter Licht in das Innere
des Lichtkastens zu verteilen. Der Flansch ist vorzugsweise mit
einem hochreflektierenden Material wie White 91, das von
Alcoa Brite Products verkauft wird, beschichtet.
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Wie
oben dargelegt und in 2 dargestellt, schließt der Lichtkasten
ein zylindrisches Rohr 28 ein, das an der Oberseite der
Plattform 36 der Bodenbaugruppe 23 befestigt ist.
Wie in 6 dargestellt, trennt das Rohr 28 das
Innere des Lichtkastens 10 in einen Lichtquellenbereich 40 und
einen Fluidbehandlungsbereich 42 zwischen dem Rohr 28 und
dem Gehäuse 12,
um übermäßiges Erhitzen
des Fluids, das behandelt wird, zu verhindern. Wie in 2 dargestellt,
schließt
das Rohr 28 eine Lichtquelle 24 und eine zurückziehbare Blende 26 ein.
Das Rohr 28 ist aus irgendeinem Material hergestellt, das
für das
Licht, das von der Lichtquelle ausgestrahlt wird, im Wesentlichen
durchlässig
ist und sollte aus einem Material hergestellt sein, das hitzebeständig ist.
Geeignete Materialien mit guter Lichtdurchlässigkeit und thermischen Eigenschaften
schließen
viele der Acrylpolymere ein, obwohl auch andere Materialen verwendet
werden können.
Außerdem
kann die innere (oder äußere) Oberfläche des
Rohrs 28 aus einem Material hergestellt oder damit beschichtet
sein, das für
die gewünschten
Wellenlängen
durchlässig,
aber reflektierend oder lichtundurchlässig für unerwünschte Wellenlängen ist.
Zum Beispiel kann die Oberfläche
des Rohrs 28 ein Material einschließen, das ultraviolettes (UV)
oder anderes Licht entfernt, das für die Aktivierung des photochemischen
Mittels unnötig
ist. Auch kann die Oberfläche
des Rohrs 28 ein Material einschließen, das infrarotes Licht entfernt,
welches sonst unerwünschte
Hitze erzeugen würde
(die das biologische Fluid erhitzen würde). Ein solches Material
schließt
eine Schicht, bestehend aus einem PET-Substrat, ein, auf welches
metallische Schichten aufgespritzt sind. Eine solche Beschichtung
wird von Southwall Technologies unter dem Namen Altair ALT-M-20
vertrieben. Zur Anordnung und Rotation des Schlittens 30 schließt die Oberseite
des Rohrs 28 eine Motor- und Schlittenmontageplatte 44 ein,
wie in 2 dargestellt. Die Montageplatte 44 ist
weitgehend offen, um Hitze, die innerhalb des Lichtquellenbereichs 40 erzeugt
wird, aus dem oberen Teil des Rohrs 28 (und durch eine
Entlüftung
in das Gehäuse)
austreten zu lassen.
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Wie
in 2 und 3 dargestellt, ist der Antriebsmotor
an der Montageplatte 44 aufgehängt. Die Welle des Antriebsmotors
erstreckt sich durch die Platte 44 und ist an einem oberen
Rahmenteil des Schlittens 30 befestigt, um den Schlitten
um seine zentrale Achse 48 zu rotieren. Der Motor 46 ist
durch Verbindungsdrähte
(nicht dargestellt) mit einer Energieversorgung verbunden. Alternativ
kann der Motor 46 an einer anderen Stelle angeordnet sein.
In einer anderen Ausführungsform
kann der Motor 46 zum Beispiel zwischen der Bodenplatte 34 und
der Plattform 36 angeordnet sein, und der Schlitten kann
zur Rotation um die Lichtquelle auf einem großen Lagerring auf der Plattform 36 angeordnet
sein. Der Motor könnte
in dieser Ausführungsform den
Schlitten über
Getriebe- oder Antriebsriemen antreiben wie der Fachmann verstehen
würde.
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Unabhängig davon,
wo der Motor 46 angeordnet ist, sollte der Motor 46 von
einer Art sein, die eine präzise
Regelung der Motorfunktion ermöglicht
und insbesondere eine inkrementelle Rotation der Schlittenbaugruppe 30 ermöglicht.
Ein Beispiel von solchen Motoren sind Schrittmotoren. Schrittmotoren
sind dem Fachmann gut bekannt und erhältlich bei Herstellern wie
Applied Motion Products of Watsonville, CA.
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Um
Beutel mit biologischem Fluid wie Blutplasma aufzunehmen, ist der
Schlitten, normalerweise bei 30, innerhalb des Gehäuses 11 angeordnet.
Wie in den 2–5 dargestellt,
schließt
der Schlitten 30 eine obere Halterung 25a und
eine untere Halterung 25b und einen vertikalen Rahmen 25c dazwischen
ein, um ein im Allgemeinen zylindrisches Gestell zum Tragen der
Beutel des biologischen Fluids, das behandelt werden soll, zu bilden.
Wie am Besten in 2 gesehen wird, sind die Halterungen 25a und 25b sechseckig
und stellen ein sechseckiges zylindrisches Gestell zur Verfügung, wobei
jede Seite des Sechsecks einen Beutel aufnehmenden Bereich auf dem
Gestell definiert. Natürlich
kann die Schlittenbaugruppe 30 einschließlich ihrer oberen
Halterung 25a, der unteren Halterung 25b und dem
vertikalen Rahmen 25c andere gleichmäßige polygonale Strukturen
bilden, um eine unterschiedliche Anzahl von Behältern aufzunehmen (zum Beispiel
kann das zylindrische Gestell dreieckig, achteckig oder eine andere
Form aufweisen).
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Wie
in den 3a–3d und 4–5 am
Besten gesehen, schließt
die obere Halterung 25a Haken 50 zum Aufhängen von
Kunststoffbehältern
oder Beuteln mit biologischem Fluid wie Blutplasma oder anderen
Blutbestandteilen ein. Ein Haken 50 ist an jeder der sechseckigen
Seiten des Schlittens angeordnet, und ermöglicht, dass flexible Kunststoffbehälter 32 (dargestellt
in 3–3(a–d)) mit
einem biologischen Fluid wie Blutplasma innerhalb des Beutelaufnahmebereichs
aufgehängt
werden. Ein Paar von befestigten vertikalen Stäben 52 erstreckt sich
zwischen der oberen und unteren Halterung 25a und 25b in
jedem Beutelaufnahmebereich, um innere Stützen zur Verfügung zu
stellen, gegen welche der Behälter 32 mit
biologischem Fluid gedrückt
werden kann, um das Fluid zur Behandlung gleichmäßiger innerhalb des Behälters zu
verteilen. In dieser Hinsicht schließt jeder Beutelaufnahmebereich
des Schlittens 24 einen Beutelhalter 54 zum Zusammendrücken des
Beutels, um das Fluid zur Behandlung gleichmäßiger zu verteilen, ein. Der
Beutelhalter 24 schließt
einen Drahtrahmen ein, der an der unteren Halterung 25b zum Öffnen und
Schließen
drehbar aufgehängt
ist. Die Oberseite jedes Beutelaufnahmebereichs (über Haken 50)
schließt
einen Verschluss 26 zum Halten des Halters 54 in
einer geschlossenen Position ein.
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Somit
drückt
wie in den 3a–3d dargestellt,
wenn ein Kunststoffbehälter 32,
gefüllt
mit einem biologischen Fluid, an dem Haken 50 aufgehängt ist
und der Halter 54 über
dem Behälter
angeordnet und in Position eingerastet ist, ein horizontaler Stab 58 des
Halters 40 das Fluid (welches dazu neigt, sich in der unteren
Hälfte
des Behälters 32 aufgrund
der Schwerkraft zusammenzuballen) gegen die inneren vertikalen inneren
Stäbe und
verteilt somit das biologische Fluid gleichmäßiger über den Behälter 32.
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Der
Behälter 32 ist
aus irgendeinem lichtdurchlässigen
Material hergestellt, das für
die Speicherung eines biologischen Fluids wie Blut oder Blutbestandteilen
und eines photochemischen Mittels geeignet ist. Vorzugsweise ist
der Behälter 32 aus
einem Kunststoff wie einem Polymermaterial oder einer Polymermischung hergestellt.
Behälter,
die in der vorliegenden Erfindung verwendet werden können, sind
in dem US-Patent Nr. 5,514,106, welches durch Bezugnahme eingeschlossen
ist, der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/121,820, auch
durch Bezugnahme eingeschlossen und/oder der US-Patentanmeldung
mit dem Aktenzeichen 08842,572 mit dem Titel „Systems and Methods for Removing
Viral Agents from Blood" im
Namen von Robert Herman, John Chapman, Sun Chong-Sun, Jean M. Mathias,
Veronique Mayadoun, Serge Degheidere und Daniel Bischof, eingereicht
am 28. Oktober 1996, auch durch Bezugnahme hier eingeschlossen,
beschrieben.
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Der
besondere Schlitten, der in 2 dargestellt
ist, kann bis zu sechs Behälter
(ein Behälter
innerhalb jeden Fachs) mit biologischem Fluid aufnehmen. Natürlich sollte
es verstanden werden, dass der Schlitten 30 so viele oder
so wenig Beutelaufnahmebereiche wie möglich und/oder nötig aufweisen
kann. Tatsächlich kann
der Schlitten 30 von der Plattform 26 entfernt
werden und durch einen Schlitten ersetzt werden, der in der Lage
ist, zum Beispiel drei größere Behälter oder
mehrere (z.B. 8) kleinere Behälter
aufzunehmen.
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Wie
in den 4–6 dargestellt,
schließt
der Schlitten 24 auch keilförmige oder V-förmige Reflektoren 60 entlang
der vertikalen Elemente 25c und beabstandet zwischen jedem
der beutelaufnehmenden Bereiche zum Reflektieren von Licht von der
Lichtquelle 24 (und das durch die Behälter 32 übertragen
worden ist) ein. Wie am Besten in 6 dargestellt
ist, sind die Oberflächen 62 der
Reflektoren 60 zum inneren des Lichtkastens 10 angewinkelt
und insbesondere mit der Ecke des Keils zur Lichtquelle 24 ausgerichtet.
Die Oberfläche 62 des
Reflektors 60 kann eine Zusammensetzung von zwei oder mehr
Winkeln sein, oder kann eine im Allgemeinen gleichmäßige, konkave
Oberfläche
sein. Die Reflektoren 60 und insbesondere die Oberflächen 62 können aus
irgendeinem hochreflektierenden Material beschichtet, bedeckt oder
hergestellt sein, das die Intensität des Lichts und/oder der Lichtenergie,
die zurück
auf die Behälter
reflektiert wird, nicht wesentlich abschwächt. Ein solches Material ist
durch seinen Handelsnamen Everbrite 95, das von Alcoa Brite products
verkauft wird, bekannt. Everbrite 95 schließt eine
hochreflektierende Schicht aus Silber, aufgespritzt auf eine Schicht
einer Polyethylen-Terephtalat-(PET)-Schicht,
ein. Die behandelte PET-Schicht wird dann an ein Aluminium- oder
Stahlsubstrat gebunden.
-
Wie
oben beschrieben ist die Schlittenbaugruppe 30 von einem
Gehäuse 12 umgeben.
Die innere Oberfläche 64 des
Gehäuses 12 (dargestellt
in 2) ist auch aus einer hochreflektierenden Oberfläche, ähnlich oder
identisch zu dem Material, das für
die Reflektoren 60 verwendet wird, wie oben beschrieben,
beschichtet, bedeckt oder hergestellt. Indem die innere Oberfläche aus
einer hochflektiven Oberfläche
hergestellt ist, ermöglicht
sie, dass Licht von einer Lichtquelle 24 (und übertragen
durch den Behälter 32)
zurück
auf den Behälter
reflektiert wird. Die hochreflektierende Beschaffenheit der inneren
Oberflächen
reflektiert Licht zurück auf
die Behälter
mit einer minimalen Verringerung in seiner Intensität. Dies
hilft, eine im Wesentlichen gleichmäßige Aussetzung des Fluids
sowie eine gleichmäßige Beleuchtung
von Behälter
zu Behälter
zur Verfügung zu
stellen.
-
Schließlich schließt der Lichtkasten 10 Ventilatoren 39a und 39b ein.
Der Ventilator 39a bläst
kühle Luft
durch das Rohr 28 und in den Lichtquellenbereich, um die
Lichtquelle 34 zu kühlen.
Der Ventilator 39b bläst
kühle Luft
durch den Fluidbehandlungsbereich 42, um übermäßiges Erhitzen
der Behälter 32,
während sie
vom Schlitten 24 rotiert werden, zu verhindern.
-
Ein
programmierbares rechnergestütztes
Regelungssystem, allgemein und als Diagramm in 8 dargestellt,
kann verwendet werden, um den Betrieb des Lichtkastens 10 zu
regeln. Wie in 8 dargestellt testet, überwacht
und regelt das System verschiedene Aspekte des Lichtkastenbetriebs
wie die Stufen Inbetriebsetzung, Behälterbeladung, Behälterbehandlung
und Behälterentladung
des Lichtkastenbetriebs. Die verschiedenen Stufen können durch
den Bediener durch die Regelungskonsole 20 oder automatisch
durch das Regelungssystem eingeleitet werden. Zum Beispiel testet
das Regelungssystem während
der „Inbetriebsetzungs"-Phase den Betrieb
der Lichtquelle, um festzustellen, ob sie richtig funktioniert.
Als Teil der Kontrolle der Lichtquelle 24 aktiviert das
Regelungssystem die Lichtquelle 24, hebt die Blende 26 und
misst nach einem Aufwärmzeitraum
die Energie, die durch die Lichtquelle erzeugt wird. (Alternativ
kann die Energie, die durch die Lichtquelle erzeugt wird, mit gesenkter
Blende 26 gemessen werden). Wenn die Energie innerhalb
eines Bereichs liegt, der für
die Behandlung des biologischen Fluids akzeptabel ist, wird die
Lichtquelle 24 abgeschaltet, und die Blende 26 wird
gesenkt. (Alternativ kann die Lichtquelle eingeschaltet bleiben
und durch die Blende 26 bis zur Zeit der Behälterbehandlungsphase
abgedeckt werden.) Beruhend auf den Lichtenergiemesswerten kann
eine geschätzte
Behandlungszeit durch das Regelungssystem berechnet werden. Wenn
das Regelungssystem feststellt, dass die Lichtkastenbestandteile
richtig funktionieren, kann der Bediener das Regelungssystem anweisen
(oder das Regelungssystem kann es automatisch tun), zur „Behälterbeladungs"-Phase des Systembetriebs
weiter zu gehen.
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Während der
Behälterbeladungsphase
stellt das Regelungssystem den Schlittentyp und die Anzahl der Beutel,
die verarbeitet werden sollen, fest. Während der Beladung der Behälter 24 kann
sich der Schlitten 24 automatisch vorwärts bewegen, um eine ausgeglichene
Beladung des Schlittens zu ermöglichen.
Zum Beispiel wird sich der Schlitten, wenn der Schlitten konstruiert
ist, 6 Behälter
aufzunehmen, derart vorwärts
bewegen, damit die Behälter 39 gleichmäßig um den
Schlitten 24 verteilt werden. Somit wird der Schlitten,
wenn zum Beispiel nur 4 Behälter
auf einem Schlitten, der in der Lage ist, sechs Behälter aufzunehmen,
behandelt werden sollen, eine Platzierung des ersten Behälters in
einer ersten Position ermöglichen
und sich dann automatisch zu einer Position direkt gegenüber der
ersten Position vorwärts
bewegen. Der Schlitten wird dann die Beladung des dritten Behälters ermöglichen
und sich zu einer Position direkt gegenüber des dritten Behälters zur
Beladung des vierten Behälters
vorwärts
bewegen. Das Ausgleichen des Schlittens wie oben beschrieben macht
es wahrscheinlicher, dass jeder der Behälter während des Beleuchtungszyklus
eine im Wesentlichen gleichmäßige Lichtmenge
aufnimmt und keiner der Behälter
im Wesentlichen vom Licht durch benachbarte Behälter blockiert wird. Es verringert
auch übermäßigen Verschleiß des Motors
und der Lager aufgrund von unausgeglichenen Beladungen.
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Außerdem kann
das System während
der Behälter-Beladungsphase
auch die Besonderheiten des Behälters
kontrollieren und aufzeichnen und, wenn das biologische Fluid Blut
oder ein Blutbestandteil ist, kontrollieren, ob das Blut oder der
Blutbestandteil für
die Behandlung geeignet ist (z.B. dass der Bestandteil Blutplasma
ist). Zum Beispiel können
die Behälter
Barcodes oder andere Identifizierungszei chen einschließen, die
die Produktcodes oder Lotnummern des Behälters und andere genaue Angaben über die
Blutspende kennzeichnen (z.B. Art des Bestandteils). Wenn das Regelungssystem
einen ungültigen
Code, Lotnummer oder anderen Fehler erkennt, kennzeichnet es den
Behälter
und/oder alarmiert den Bediener.
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Nach
der Behälterbeladungsphase
kann der Bediener das System anweisen, zur nächsten Phase, der Behälterbehandlungsphase,
weiterzugehen. Während
der Behälterbehandlungsphase
durchläuft
das Gerät wieder
eine Folge von Tests, um sicherzustellen, dass seine Bestandteile,
wie die Lichtquelle, richtig funktionieren. Wenn die Lichtquelle
ausgeschaltet worden ist (nach der Inbetriebsetzungsphase) wird
die Lichtquelle aktiviert und ermöglicht, dass sie ihre erforderliche
Intensität
erreicht, bevor die Blende 26 gesenkt wird. Dies verhindert,
dass die Behälter 32 einem
Licht ausgesetzt werden, das noch nicht seine gewünschte Intensität erreicht
hat und das spektral instabil oder unerwünscht sein kann.
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Der
Lichtkasten 10 schließt
als Teil seines Regelungssystems Sensoren 66 und 68 zur Überwachung der
Lichtmenge, die durch die Lichtquelle 24 ausgestrahlt wird
und der Lichtmenge, die durch das biologische Fluid in den Behältern 32 übertragen
wird, ein. Wie in 2 dargestellt, kann der Sensor 66 auf
oder nahe dem Zylinder 28 angeordnet sein und misst und überwacht
die Lichtmenge, die das biologische Fluid direkt von der Lichtquelle 24 kontaktiert.
Ein zweiter Sensor 68 kann auf oder nahe der inneren Oberfläche des
Gehäuses 12 angeordnet
sein, um die Lichtmenge, die durch das biologische Fluid zur Reflexion
zurück
auf die Behälter 32 übertragen
wird, zu messen und zu überwachen.
Alternativ kann das Regelungssystem einen Sensor als Primärsensor
und einen zweiten Sensor als Sicherung oder Kontrolle verwenden.
In einer anderen Ausführungsform
kann das Regelungssystem die Behandlung des biologischen Fluids
durch Messen des Zeitraums, in dem das biologische Fluid dem Licht
von der Lichtquelle ausgesetzt ist, und durch Berechnen der Energiemenge, die
durch das biologische Fluid aufgenommen ist, überwachen. Auch kann das Regelungssystem
die Behandlung des biologischen Fluids in jedem Behälter auf
einer Behälter-pro-Behälter-Basis über wachen
oder kann den gesamten Behandlungsvorgang überwachen und zu einem durchschnittlichen
Behandlungsprofil für
die Behälter
gelangen.
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Das
Regelungssystem kann vorprogrammiert werden, um festzustellen, ob
die Lichtmenge, die direkt durch die Lichtquelle ausgestrahlt und
durch die Behälter 32 übertragen
wird, ausreichend ist, um das biologische Fluid wirksam zu behandeln.
Somit kann das Regelungssystem, wenn der Lichtkasten verwendet wird, um
Virus im Blut oder in einem Blutbestandteil mit einem photochemischen
Mittel zu inaktivieren, vorprogrammiert werden, um festzustellen,
ob die Lichtmenge innerhalb des Bereichs ist, der erforderlich ist,
um das photochemische Mittel zu aktivieren oder in anderen Worten,
die Kontaminanten zu inaktivieren.
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Zum
Beispiel kann, wenn das biologische Fluid Blutplasma und das photochemische
Mittel Methylenblau ist, das Regelungssystem vorprogrammiert werden,
um festzustellen, ob die Lichtenergie, die den Behälter kontaktiert
(von beiden Seiten) innerhalb des beabsichtigten Belichtungsbereichs
liegt. Wenn die Sensoren 66 und 68 feststellen,
dass einer oder mehrere Behälter
nicht ausreichend belichtet worden ist/sind, kann die Behandlungszeit
verlängert
werden, um sicherzustellen dass der fehlerhafte Behälter eine
zusätzliche
Behandlung erhält,
aber ohne die verbleibenden Behälter,
die innerhalb des bevorzugten Intensitätsbereichs sein können, überzubelichten.
Wenn das Zurverfügungstellen
einer weiteren Behandlung für
den fehlerhaften Behälter
eine Überbelichtung
der verbleibenden Behälter
ergeben würde,
wird keine weitere Behandlung zur Verfügung gestellt, und das Regelungssystem
wird den fehlerhaften Behälter
kennzeichnen oder auf andere Weise den Bediener alarmieren, dass
der fehlerhafte Behälter
nicht ausreichend behandelt worden ist.
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Der
oben beschriebene Lichtkasten 10 kann zur Behandlung jeden
Fluids mit Licht verwendet werden, ist aber besonders nützlich in
der Behandlung von Blut oder anderen biologischen Fluiden mit Licht
und insbesondere für
die virale Inaktivierung von Blut und Blutbestandteilen.
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Der
Lichtkasten 10 ermöglicht,
dass mehrere Behälter
oder Einheiten von biologischem Fluid zur selben Zeit behandelt
werden. Dies ergibt niedrigere Kosten pro behandelter Einheit. Die
Fähigkeit,
mehrere Behälter
oder Einheiten von biologischem Fluid zu behandeln, stellt Einsparungen
für das
Behandlungszentrum zur Verfügung,
weil weniger Geräte
zur Behandlung einer gegebenen Menge von biologischem Fluid erforderlich
sein werden. Der Lichtkasten 10 ist ziemlich kompakt (ungefähr 32 Inch
hoch × 30
Inch breit × 18
Inch) und erfordert somit weniger Platz und macht es bequemer, ihn
in verschiedenen Einsatzorten unterzubringen.
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Der
Betrieb des Lichtkastens 10 wird im Zusammenhang mit der
Blutbehandlung mit Licht zum Zweck der Inaktivierung von Viren im
Blut beschrieben werden.
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In Übereinstimmung
mit einem Verfahren zur Behandlung eines biologischen Fluids mit
Licht sind die Behälter 32 des
biologischen Fluids, das ein photochemisches Mittel und Kontaminanten
enthält,
auf dem Schlitten 30 des Lichtkastens 10 angeordnet.
Wie hier verwendet, bezieht sich „Kontaminanten" auf jedes schädliche biologische
Material und schließt
insbesondere Bakterien, Parasiten und Viren ein. Wie oben beschrieben,
können
die Behälter 32 an
Haken 50 des Schlittens 30 aufgehängt und
durch Beutelhalter 54 gesichert sein. Während der Anordnung der Behälter 32 und
während
der Aktivierung der Lichtquelle ist es wünschenswert, dass sich die
zurückziehbare
Blende 26 in einer geschlossenen Position befindet, um
den Bediener und die Behälter 32 von
der Lichtquelle abzuschirmen, bevor sie ihre gewünschte Intensität erreicht
hat. Das Abschirmen der Behälter
von der Lichtquelle, während
sie aktiviert wird und während
die Behälter
auf dem Schlitten angeordnet werden, ist eine andere Weise, eine
gleichmäßige Behandlung
der Behälter
durch Verhinderung, dass einige der Behälter etwas Licht erhalten,
bevor die anderen auf den Schlitten angeordnet worden sind, sicherzustellen.
Die Blende schirmt auch die Behälter
von einer Lichtquelle ab, die spektral instabil sein könnte. Eine
spektral instabile Lichtquelle kann fehlerhafte Messwerte in der
nutzbaren (d.h. Energie im Absorptionsbereich des photochemischen
Mittels) Energie, die am Behälter
aufgenommen wird, bewirken. Sobald die Lichtquelle ihre ge wünschte Intensität erreicht
hat, wird die zurückziehbare
Blende 26a gesenkt, und die Behälter 32 werden Licht
ausgesetzt.
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Der
Schlitten 30 wird für
einen vorgegebenen Zeitraum um seine zentrale Achse 48 rotiert.
Die typische Belichtungszeit des biologischen Fluids kann irgendwo
zwischen 0,3 und 30 Minuten oder weiter bevorzugt 1 bis 5 Minuten
liegen. Die Belichtungszeit wird von der Lichtenergiemenge abhängen, die
die Behälter kontaktiert
und vom Fluid darin. Wenn, wie oben beschrieben, das Fluid, das
behandelt werden soll, Blutplasma ist und das photochemische Mittel
Methylenblau, kombiniert in den Verhältnissen die unten angegeben sind,
ist es wünschenswert,
dass die Behälter 32 mit
Blutplasma mit Energie im Bereich von 17–31 Joule/cm2 des
Lichts in dem Wellenlängenbereich,
der dem Absorptionsbereich des photochemischen Mittels (d.h. für Methylenblau
wäre die
entsprechende Wellenlänge
550–700
nm) entspricht, behandelt werden. Wenn irgendeiner der Behälter nicht
der Energie innerhalb des gewünschten
Bereiches ausgesetzt worden ist, kann die Prozedur oder die Behandlung
verlängert
werden.
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Die
Rotation des Schlittens 30 stellt auch eine gleichmäßige Behandlung
des biologischen Fluids zur Verfügung.
Die Rotation des Schlittens 30 stellt sicher, dass jeder
Behälter
jedem Teil des Fluidbehandlungsbereichs 42 für eine ähnliche
Dauer ausgesetzt werden wird. Die Rotation stellt auch sicher, dass
jeder Behälter
gleichmäßig gekühlt wird,
zum Beispiel durch den Ventilator 39b.
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In
einer Ausführungsform
der vorliegenden Erfindung kann der Lichtkasten eine direkte, zweiseitige Beleuchtung
des biologischen Fluids zur Verfügung
stellen. Ein Beispiel eines solchen Lichtkastens ist in 10–16 dargestellt.
Wie insbesondere in 10 dargestellt ist, kann der
Lichtkasten 70 allgemein eine obere Platte 71,
eine vordere Platte 72, Seitenplatten 74 und 75 und
eine hintere Platte 76 einschließen. Die vordere Platte 72 kann
einen LCD-Anzeige-Bildschirm 78 und eine Tastatur 80 einschließen, um
eine Bedienerregelung des Lichtkastens 70 zu ermöglichen.
Der Lichtkasten 70 kann auch einen Behälterbeladungsbereich 82 und
eine verschiebbare Schalenbaugruppe 84 einschließen, die
(wenn zum Beispiel das Fluid gerade nicht behandelt wird) innerhalb
des Beladungsbereichs 82 angeordnet ist. Wie weiter in 10 dargestellt
ist, kann der Lichtkasten 70 einen Ventilator 86 zur
Kühlung
des Ballasts und zusätzliche
Ventilatoren (ausführlicher
in 11 dargestellt) zur Kühlung des Behandlungsbereichs
einschließen.
Unter jetziger besonderer Bezugnahme auf 11 kann
der Lichtkasten 70 eine oder mehrere Lichtquellen oder
Lampen 96 zur Beleuchtung der Behälter mit biologischem Fluid
einschließen.
Zum Beispiel können
eine Lampe oder eine Reihe von Lampen 96 im oberen Teil
des Lichtkastens 70 in der Nähe der oberen Platte 71 angeordnet
sein, und eine weitere Lampe oder Reihe von Lampen 96 können im
unteren Teil des Lichtkastens 70 angeordnet sein. Der Lichtkasten 70,
insbesondere dargestellt in 11, schließt zum Beispiel
zwei nebeneinander angeordnete Lampen 96 im oberen Teil
des Lichtkastens 70 und zwei nebeneinander angeordnete
Lampen 96 (wovon nur eine erkannt werden kann) im unteren
Teil des Lichtkastens 70 ein. Natürlich wird erkannt werden,
dass die Anzahl und Anordnung der Lampen variieren kann und nicht
auf die Anordnung, die in 11 dargestellt
ist, begrenzt ist. Lampen 96 und insbesondere die Glühlampen
der Lampen 96 sind innerhalb der Reflektorbaugruppen 98 untergebracht.
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Zwischen
den Reflektorbaugruppen 98 ist ein Behandlungsbereich 100 zur
Aufnahme einer verschiebbaren Schalenbaugruppe 84 und insbesondere
von Behältern,
darauf beladenem biologischem Fluid, zur Beleuchtung (Behandlung)
durch Lampen 96 angeordnet. Die Schalenbaugruppe 84 kann
eine Kennzeichnungsstufe 104 und eine im Wesentlichen lichtdurchlässige Schalenplattform 106 einschließen.
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Wie
in 12 dargestellt ist, kann die Schalenbaugruppe 84 verschiebbar
an Schienen 114 und 116 befestigt sein, welche
sich vom Schalenbeladungsbereich 82 (dargestellt in 11)
zum Behandlungsbereich 100 (11) erstrecken.
Die Bewegung der Schalenbaugruppe wird durch ein Zahnstangen- und
Zahnradgetriebe 117 bewirkt, das an einen Motor (nicht
dargestellt) gekoppelt ist. Alternativ kann, wie vom Fachmann verstanden
werden wird, die Bewegung der Schalen baugruppe durch eine Motor-und-Riementrieb-Anordnung oder
durch eine Motor-und-Gewindespindel-Anordnung
bewirkt werden.
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Die
Reflektorbaugruppe 98 schließt einen Rahmen 118 und
ein Fenster 120 ein, welches zum Beispiel die innere Kammer
oder den Hohlraum der Reflektorbaugruppe vom Behandlungsbereich 10 trennt.
Die Reflektorbaugruppe 98 schließt weiterhin ein ineinander
greifendes Gestell von Trennwänden 122 und
Seiten 124 ein. Wie in 13 erkannt
werden kann, können
die Seiten 124 Schlitze 126 zum ineinander greifenden
Eingriff mit den Zähnen 128 der
Trennwände 122 einschließen. Natürlich wird
verstanden werden, dass die Wände 124 und
die Seiten 122 durch Schweißen oder andere geeignete Mittel
zusammengesetzt werden können. In
jedem Fall stellen die Wände 122,
wenn sie angeordnet sind, und die Seiten getrennte Lichtkammern
oder Hohlräume
zur Verfügung.
Wie in den 12 und 13 erkannt
werden kann, sind die Wände 122 und
Seiten 124 gebogen, so dass jeder Satz von Wänden 122 und
Satz von Seiten 124 allgemein die Form einer verbindungsparabolischen
bzw. zusammengesetzten parabolischen Kurve aufweist. Anders ausgedrückt, stellt jedes
Paar von gegenüberliegenden
Wänden 122 einer
Lichtkammer eine zusammengesetzte parabolische Kurve zur Verfügung, und
jedes Paar von gegenüberliegenden
Wänden 124 einer
Lichtkammer stellt eine zusammengesetzte parabolische Kurve zur
Verfügung.
Somit schließt
zum Beispiel in den 12 und 13 jede
Lichtkammer innere Oberflächen
ein, die von zwei zusammengesetzten parabolischen Kurven gebildet werden.
Die zusammengesetzten parabolischen Kurven jeder Kammer ermöglichen
eine gleichmäßige Verteilung
von Licht von der Lampe 96 und eine maximale Beleuchtung
des Behandlungsbereichs 100.
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Unter
Fortsetzung der Beschreibung der Reflektorbaugruppe 98 kann
das Fenster 120 aus Glas, Kunststoff, Acrylpolymer oder
irgendeinem anderen geeigneten durchsichtigen Material, das auch
hitzebeständig
ist, hergestellt werden. Zusätzlich
kann das Fenster 120 einen Filter 121 einschließen oder
(durch physikalische Aufdampfung (engl.: physical vapor deposition
= PVD), CVD oder Ähnliches)
mit einem Material (z.B. Aluminiumoxid, Indiumzinnoxid (IZO) oder
Siliziummonoxid) beschichtet sein, das unerwünschtes Infrarotlicht ausfiltert
und/oder reflektiert (und im Wesentlichen nicht überträgt). In einer Ausführungsform
kann zum Beispiel das Fenster 120 aus Quarzglas, das durch
PVD behandelt worden ist, hergestellt sein. Ein solches Material
ist erhältlich
bei Corning Incorporated of Corning, NY, und wird unter dem Namen
Vycor (R) 7913 verkauft und durch Thin Film Devices aus Los Angeles,
Kalifornien für
infrarotnahe (IRN) und mittlere infrarote (MIR) Reflexion behandelt.
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Die
Reflektortrennwände 122 und
Seiten 124 können
aus einer hochreflektiven Substanz hergestellt oder mit ihr beschichtet
sein, die die Intensität
des auf die Behälter
reflektierten Lichts und/oder der Lichtenergie nicht wesentlich
abschwächt.
Das reflektive Material, das für
die Reflektorbaugruppe 98 verwendet wird, kann aus irgendeinem
Material, welches die Lichtmenge, die zum Behandlungsbereich 100 geliefert
wird, maximieren wird, ausgewählt
werden. Wie oben dargelegt, können
die Wände 122 und
Seiten 124 der Reflektorbaugruppe 98 aus Stahl,
Aluminium oder einem anderen metallischen Substrat, das mit einem
hochreflektiven Material (z.B. aufgehelltes eloxiertes Aluminium
auf einer Schicht PET-Substrat)
behandelt worden ist, hergestellt sein. In einer Ausführungsform
sind zum Beispiel die Reflektorwände 122 und
Seiten 124 aus einem Material hergestellt, das unter dem
Handelsnamen MIRO 1 bei ALANOD, Ennepetal, Deutschland, erhältlich ist.
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Die
Lichtquelle oder Lampe (2) 96 sollte ein Licht hoher Intensität zur Verfügung stellen,
das in der Lage ist, eine maximale Aktivierung des photochemischen
Mittels zur Verfügung
zu stellen, ohne andere gewünschte
Bestandteile im biologischen Fluid wesentlich zu schädigen. Die
Lampe(n) 96 sollte(n) ein Licht hoher Intensität zur Verfügung stellen,
wie dieser Begriff hier definiert ist (d.h. mindestens 80 mW/cm2). Beispiele von Lichtquellen so hoher Intensität schließen Hochdruck-Natriumlampen,
Halogenlampen, Schwefellampen, Metallhalidlampen, Xenonlampen, Laser,
Laserdioden oder andere Lampen einschließlich weiß fluoreszierende Lampen ein.
Die Lampen 96 sollten vorzugsweise ein Licht hoher Intensität (d.h.
mindestens 80 mW/cm2) zur Verfügung stellen,
wenn über
den Bereich von 500–700
nm am biologischen Fluid gemessen, und wenn das photochemische Mittel
Methylenblau ist. Hochdruck-Natriumlampen, die in der Lage sind
eine Intensität von
zwischen ungefähr
80–150
mW/cm2 zur Verfügung zu stellen, sind besonders
nützlich.
In einer Ausführungsform
ist/sind die Lampe(n) 96 (eine) Hochdruck-Natriumdampflampe(n),
erhältlich
bei Phillips Lighting und verkauft unter dem Handelsnamen Ceramalux.
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Der
Lichtkasten 70 kann auch eine Energieversorgung und, wie
in den 11 und 12 dargestellt, Regelungselemente
wie Sensoren, einen Hauptprozessor (engl.: central processing unit
= CPU) 110, eine Motortreiberbaugruppe 112, eine
Relaybaugruppe 111 und einen Anzeigetreiber 113 einschließen. Der
Lichtkasten kann auch Ballaste 115 zur Regelung des Stroms
zu den Lampen 96 einschließen.
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Der
Lichtkasten 70 schließt
ein programmierbares rechnergestütztes
Regelungssystem (wie allgemein in 8 dargestellt)
ein, das verwendet werden kann, um den Betrieb des Lichtkastens 70 zu
regeln. Insbesondere testet, überwacht
und regelt das System durch Verwendung von Sensoren, internen Computern
und Ähnlichem
verschiedene Aspekte des Betriebs des Lichtkastens 70,
wie die Phasen Inbetriebsetzung und Behälterbeladung, Behandlung und
Entladung des Lichtkastenbetriebs, aber es ist nicht auf diese beschränkt. Die
verschiedenen Phasen können
durch den Bediener durch die Regelungskonsole (und insbesondere
die Tastatur 80) oder automatisch durch das Regelungssystem
ohne Eingreifen des Bedieners eingeleitet werden.
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Zum
Beispiel kann das Regelungssystem während der „Inbetriebsetzungs"-Phase den Betrieb
der Lichtquelle testen. Als Teil der Kontrolle der Lichtquelle (Lampe(n) 96)
kann das Regelungssystem die Lampe(n) 96 aktivieren. Nach
einem kurzen Aufwärmzeitraum
(ungefähr
5 Minuten) messen Lichtsensoren die Energie, die durch die Lampen 96 zur
Verfügung
gestellt wird. Wenn die Energiemenge innerhalb eines vorgegebenen
Bereichs ist, zeigt das System an, dass das Gerät bereit ist, die Behälter mit
biologischem Fluid aufzunehmen. Entweder automatisch oder durch
Tastendruck durch den Bediener wird die Schalenbaugruppe 84 (mit
Behäl tern
darauf) von dem Behälterbeladungsbereich 82 (10)
zum Behandlungsbereich 100 zur „Behandlungsphase" des Vorgangs bewegt.
Wenn die Behandlung abgeschlossen ist (d.h. wenn der/die Behälter für einen
ausgewählten
Zeitraum bei gewünschter
Energiehöhe
beleuchtet worden ist) wird die Schalenbaugruppe 84 automatisch
aus dem Behandlungsbereich 100 zurückgezogen und zum Beladungsbereich 82 zurückgeführt. Die
behandelten Behälter
werden dann entfernt, und das Gerät ist bereit, zusätzliche
Behälter
zur Behandlung aufzunehmen.
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Das
Regelungssystem kann auch die Temperatur der Behälter überwachen. Wenn das biologische Fluid
innerhalb des Behälters übermäßiger Hitze
unterworfen ist, kann das Fluid (z.B. Plasma) ungeeignet für eine Transfusion
an einen Patienten sein. Entsprechend kann der Lichtkasten 70 einen
Sensor (Thermoelement 119) zur Messung der Temperatur des
Behälters
vor und nach der Behandlung einschließen. Wenn die Temperatur des
Behälters
einen vorgegebenen Wert überschreitet,
kann der Behälter
als ungeeignet gekennzeichnet (entweder durch das Gerät selbst
oder durch den Bediener) und verworfen werden.
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Unter
jetziger Zuwendung zu einer ausführlicheren
Diskussion des Verfahrens zur Behandlung des biologischen Fluids,
kann das biologische Fluid zuerst durch ein Einwegschlauchset bearbeitet
werden wie im Wesentlichen in der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen
08/742,572 (durch Bezugnahme eingeschossen) dargestellt und beschrieben
und mit einer ausgewählten
Menge des photochemischen Mittels im Behälter 134 gemischt
werden. Zum Beispiel wird, wenn das photochemische Mittel Methylenblau
ist, das biologische Fluid mit zwischen ungefähr 90–400 μg Methylenblau im Behälter 134 gemischt.
Die Behälter 134 (wie
in den 14, 15 und 16 dargestellt)
mit biologischem Fluid, wie Blutplasma, sind auf der Schalenbaugruppe 84 angeordnet.
(Plasma, wie typischerweise verstanden wird, bedeutet Plasma, das
im Wesentlichen frei von RBK und/oder anderen zellulären Bestandteilen – zum Beispiel
weniger als ungefähr
6 × 109 RBK, weniger als 0,1 × 109 WBK,
weniger als 50 × 109 Plättchen
pro Liter.) Obwohl zwei Behälter 134 in
den 14 und 15 dargestellt
sind, wird es verstanden werden, dass die Schalenbaugruppe 84 einen
größeren Behälter oder
zwei oder mehr kleinere Behälter
aufnehmen kann. Unter erneuter Bezugnahme auf 14 werden
die Behälter 134 auf
der Schalenbaugruppe 84 angeordnet, so dass die Kennzeichnungsteile 136 auf der
Kennzeichnungsstufe 104 ruhen. Die Kennzeichnungsstufe 104 kann,
wenn gewünscht,
Streifen einschließen,
um weiterhin eine genaue Anordnung der Behälter 134 auf der Schalenbaugruppe 84 sicherzustellen.
Insbesondere werden die Löcher 140 in
den Behältern 134 über Streifen 138 angeordnet,
um eine genaue Anordnung sicherzustellen und, wenn gewünscht, eine
Bewegung der Behälter
während
der Behandlung auszuschließen
oder zu minimieren. Natürlich
liegen beliebige Mittel zur Sicherung der Behälter 134 auf der Schalenbaugruppe 84 innerhalb
des Schutzumfangs der vorliegenden Erfindung. Durchsichtige Teile
des Behälters 134 ruhen
auf der durchsichtigen Plattform 106 der Schalenbaugruppe 84.
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Wie
oben beschrieben, kann die Bewegung der Schalenbaugruppe 84 automatisch
vom Bediener durch die Tastatur 80 geregelt werden, um
eine Bewegung vom Beladungsbereich 84 zum Behandlungsbereich 100 zu
bewirken. Insbesondere bewegt sich die Schalenbaugruppe 84 entlang
der Schienen 114 und 116 bis sie den Behandlungsbereich 100 erreicht
und in ihm angeordnet wird. Wie in 16 dargestellt
ist, wird/werden der/die Behälter 134 einer
zweiseitigen Beleuchtung von über
und unter dem Behandlungsbereich 100 durch Lampen 96 unterworfen.
Sobald die Behandlung abgeschlossen ist, wird die Schalenbaugruppe 84 zum
Beladungsbereich zurückgeführt, von
wo die behandelten Behälter 134 entfernt
werden. Wie oben dargelegt, kann die Behandlung der Behälter irgendwo
zwischen 0,3 bis 30 Minuten und vorzugsweise zwischen ungefähr 1 und
5 Minuten liegen.
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Ein
Lichtsensor 130, dargestellt zum Beispiel in den 12 und 16,
liest fortlaufend die Energiehöhe
bei oder nahe dem Behälter
und überträgt seine
Messwerte an einen Mikroprozessor, wo die gemessene Energie mit
einer vorgegebenen Energiemenge (die erforderliche Energiemenge,
die benötigt
wird, um ein akzeptables virales Abtöten und eine Proteingewinnung
zu bewirken) verglichen wird, wie zum Beispiel zwischen ungefähr 1 und
100 J/cm2 und typischer 10–50 J/cm2.
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Wenn
die gemessene Energie im Wesentlichen der vorgegebenen Höhe entspricht,
ist die Behandlung abgeschlossen. Ein Signal von der Motortreiberbaugruppe 112 zum
Motor aktiviert den Motor, und die Schalenbaugruppe wird automatisch
aus dem Behandlungsbereich zurückgezogen.
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Zusätzliche
Sensoren sind auch in dem Lichtkasten 70 eingeschlossen.
Zum Beispiel kann der Lichtkasten 70 Luftstromsensoren
einschließen,
um die Höhe
der Luftströmung
innerhalb des Behandlungsbereiches zu messen. Wenn der Luftstrom
innerhalb des Behandlungsbereichs vor der Behandlung nicht ausreichend
ist, kann die Behandlung beendet oder sogar ausgeschlossen werden.
Eine geeignete Temperatur und ein geeigneter Luftstrom innerhalb
des Behandlungsbereiches sind gewünscht, so dass die Behälter während der
Behandlung nicht übermäßiger Hitze
ausgesetzt sind, was unter bestimmten Umständen das biologische Fluid,
wie Blut, inakzeptabel für
eine spätere
Transfusion machen kann.
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In Übereinstimmung
mit einer Ausführungsform
der vorliegenden Erfindung wird die Energie, die von den Sensoren 130 gemessen
wird, mit der Energie, die durch die obere(n) und untere(n) Lampe(n) 96 zur
Verfügung
gestellt wird, vereinigt. Um einen genaueren Messwert der Beleuchtung
oder des Behandlungsprozesses zur Verfügung zu stellen, kann der Mikroprozessor
oder interne Computer die Messwerte der Messung in Form von nutzbarer
Energie für
die Aktivierung des photochemischen Farbstoffs wie Methylenblau
(d.h. ungefähr
590–690
nm) zur Verfügung
stellen. Anders ausgedrückt
ist der gemessene Messwert der Energie nicht der der gesamten angewendeten
Energie, sondern vielmehr die Menge der nutzbaren Energie (d.h.
nutzbar zur Aktivierung des photochemischen Farbstoffs), die beim
Behandlungsbereich angewendet wird.
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In Übereinstimmung
mit der vorliegenden Erfindung wird angenommen, dass die Verwendung
eines Lichts hoher Intensität
mit einem biologischen Fluid wie Blut oder Blutplasma, das eine
ausgewählte
Menge Methylenblau enthält,
die viruzide Wirkung des Methylenblaus verstärkt. Im Vergleich zu einer
Lampe, die dem biologischen Fluid Licht niedriger Intensität zur Verfügung stellt,
wird angenommen, dass die Veewendung von Licht hoher Intensität, um das
biologische Fluid zu kontaktieren, die Anzahle der Photonen, die
das Methylenblaumolekül
pro Zeiteinheit kontaktieren, verstärkt und, wenn diese Photonen
Energien besitzen, die den Absorptionswellenlängen (im freien Raum) des Methylenblaus
entsprechen, die Bildung von Singulett-Sauerstoff erhöht, was
Sekundärreaktionen
bewirkt, die verantwortlich sind für die Inaktivierung der Viren
in, zum Beispiel, Blutplasma. In Übereinstimmung mit der vorliegenden
Erfindung liegt das bevorzugte Verhältnis von Methylenblau zu Blutplasma
zwischen ungefähr
1:20 bis 1:35, aber es kann 1:200 bis 1:350 betragen. Somit können ungefähr 1–10 ml Methylenblau
verwendet werden, wenn das Plasmavolumen allgemein zwischen 200
und 350 ml liegt und vorzugsweise zwischen 260–340 ml. Die Konzentration
des Methylenblaus kann ungefähr
zwischen 1–10 μM und vorzugsweise
ungefähr
1 μM oder
weiter bevorzugt 2–4 μM liegen.
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Wie
oben dargelegt wird Methylenblau durch Licht mit Wellenlängen von
zwischen ungefähr
550 und 700 nm (typischerweise 590–690 nm) aktiviert, mit einem
Höchstwert
bei 663 nm. Es wird verstanden, dass die Absorption von Licht in
diesem Bereich eine Aktivierung des Methylenblau zur Verfügung stellt,
ohne irgendeine wesentliche negative Wirkung auf das Plasma oder
Plasmaproteine (welche Licht hauptsächlich zwischen 300 bis 560
nm absorbieren). Zusätzlich
sollte die Lichtintensität
für eine
maximale viruzide Wirkung in einem kurzen Zeitraum am biologischen
Fluid oder Behälter
davon größer als
80 mW/cm2 sein und vorzugsweise zwischen
80–150
mW/cm2 liegen, gemessen am biologischen
Fluid (oder Behälter
davon) und im Wellenlängenbereich
von 550–700
nm. Die typische zur Verfügung
gestellte Energiedosis kann zwischen 1 und 100 J/cm2,
typischerweise zwischen 1–50
J/cm2, liegen, wobei Dosen zwischen ungefähr 10–50 J/cm2 bevorzugt und 35–45 J/cm2 am
meisten bevorzugt sind.
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BEISPIEL 1
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In
einem Vergleichsbeispiel wurden Einheiten von frischem gefrorenen
Plasma, beimpft mit dem Pseudorabies- bzw. Pseudotollwutvirus (PRV
bzw. PTV) durch einen Leukoreduktionsfilter verarbeitet und mit
einem Hochdruck-Natriumlicht in einem Lichtkastenprototyp, der in
wesentlicher Hinsicht dem Lichtkasten 10, der in den 1–8 dargestellt
ist, ähnlich
ist, beleuchtet. In einem Experiment wurde eine einzelne Plasmapackung
mit 310 ml Plasma, beimpft mit PTV (1:10 Beimpfung) und 10 ml Methylenblau
mit dem Hochdruck-Natriumlicht mit einer Intensität von ungefähr 119 mW/cm2, wenn es im Absorptionsbereich von 550–700 (was
137 mW/cm2 entspricht, wenn es über den
Bereich von ungefähr
350–800
nm gemessen wird) gemessen wird, für bis zu acht Minuten bestrahlt.
Die Virusmengen wurden bei 0,5-, 1,0-, 2,0-, 4,0- und 8,0-Minuten-Intervallen
gemessen, wobei der herkömmliche
Plaque-Assay verwendet wurde. Zusätzlich wurden bei den obigen
Zeitintervallen auch Virusmengen in 5-ml-Aliquots gemessen.
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Zusätzlich zu
dem Obigen wurde ein getrenntes Vergleichsexperiment, das einen
Behälter
mit beimpftem PTV-Plasma und Methylenblau (wie oben beschrieben)
mit fünf
Behältern
Plasma (unbeimpft) einschließt, in
dem Lichtkasten 10, der in den 1–8 dargestellt
ist, behandelt. Die angewandete Lichtintensität betrug 115 mW/cm2,
wenn sie im Absorptionsbereich von 550–700 (was 133 mW/cm2 entspricht, wenn sie über den Bereich von ungefähr 350–800 gemessen
wird), gemessen wurde, und es wurden Proben zu den obigen Zeitintervallen
entnommen. Die Virusmengen wurden in Übereinstimmung mit dem herkömmlichen
Plaque-Assay und
in 5-ml-Aliquots gemessen. Die Ergebnisse dieser Experimente sind
Tabelle 1 dargstellt.
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Wie
in Tabelle 1 dargestellt, wurde eine minimale Menge von infektiösem Virus
aus dem Plasma bei einer Minute Beleuchtung gewonnen, wobei der
herkömmliche
Plaque-Assay verwendet wurde. Es wurde gewonnenes Virus in Proben,
die mehr als 2 Minuten Beleuchtung ausgesetzt waren, ermittelt.
Somit kann festgestellt werden, dass die Belichtung von Blutplasma,
das mit Virus kontaminiert und mit Methylenblau und einem Licht
hoher Intensität
behandelt wurde, zu einer vollständigen
viralen Inaktivierung in einem kurzen Zeitraum (z.B. ungefähr 2 Minuten)
führt.
Auch beeinflusst die Verwendung von mehr als einem Behälter gleichzeitig
nicht wesentlich den Grad des viralen Abtötens.
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Die
Vorrichtung und das Verfahren der vorliegenden Erfindung stellen
auch ein wirksameres virales Abtöten
im Vergleich zu anderen Vorrichtungen oder Verfahren zur Verfügung, die
die gleiche oder eine ähnliche
Energiemenge (oft ausgedrückt
in Joule/cm2 oder J/cm2)
zur Verfügung
stellen können.
Energie ist das Produkt der Zeit und der Fläche der Lichtintensität. Jedoch
bezieht sich die Energie, so wie hierin verwendet, auch auf die
Energiedurchflussmenge (Energie pro Flächeneinheit), weil die Fläche in der
vorliegenden Erfindung typischerweise ein fester Parameter ist.
In Übereinstimmung
mit der vorliegenden Erfindung ist entdeckt worden, dass ein Erhöhen der
Intensität
eine größere biologische
Wirkung (wie virales Abtöten
und/oder Gewinnung von therapeutischem Protein) ergibt als eine
Erhöhung
der Belichtungszeit. Anders ausgedrückt, wird eine größere biologische
Wirkung bei einer Energiehöhe,
bei der die Intensität
erhöht
worden ist, erreicht als bei einer im Wesentlichen gleichen Energiehöhe, bei
der die Belichtungszeit erhöht
worden ist.
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BEISPIEL 2
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Blutplasmaeinheiten
(ungefähr
300–310
ml pro Einheit) wurden mit dem Pseudotollwutvirus beimpft, um eine
ungefähre
Virusendbeladung von 6 × 105 PFU/ml zu erreichen. Die Plasmaeinheiten
wurden durch ein Einwegschlauchset verarbeitet wie allgemein in
der US-Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/742,572 (durch Bezugnahme
hier eingeschlossen) beschrieben. Insbesondere wurden die Plasmaeinheiten
gefiltert, um Leukozyten zu entfernen und in Behandlungsbehältern, die
10 ml Methylenblau in jedem Behälter
enthalten, gesammelt. Das Plasma mit Methylenblau wurde mit einem
Hochdruck-Natriumlicht beleuchtet, das eine Intensität von ungefähr 120 mW/cm2 zur Verfügung stellt, wie im Behälter im
Absorptionsbereich von 550–700
nm (was 140 mW/cm2 im biologischen Fluid
oder Behälter
davon entspricht, wenn es über
den Bereich von ungefähr
350–800
nm gemessen wird) gemessen wurde. Unter Verwendung des herkömmlichen Plaque-Assays wurde die
Menge des verbleibenden Virus bei verschiedenen Energiehöhen gemessen.
Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 dargestellt.
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Ein
weiterer Satz (Batch) Plasmaeinheiten (ungefähr 300–315 ml pro Einheit) wurde
auch mit dem Pseudotollwutvirus beimpft, um eine ungefähre Virusendbeladung
von 1 × 106 PFU/ml zu erreichen. Diese Plasmaeinheiten
wurden gefiltert, um Leukozyten zu entfernen, und in ähnlichen
Behandlungsbehältern
gesammelt, die 10 ml Methylenblau in jedem Beutel enthielten, um
1 μM Konzentration
zu erreichen. Die Plasmaeinheiten mit Methylenblau wurden mit einem
weiß fluoreszierenden
Licht beleuchtet, das eine Intensität von ungefähr 24 mW/cm2 am
Behälter
zur Verfügung
stellt (wenn es über
den Bereich von 350–500
nm gemessen wird). Unter Verwendung des herkömmlichen Plaque-Assays wurde
die Menge des verbleibenden Virus bei verschiedenen Energiehöhen gemessen.
Die Ergebnisse sind in Tabelle 2 dargestellt.
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Wie
Tabelle 2 entnommen werden kann, wurden die Intensitäten und
Dosen im Bereich von 350–800 nm
gemessen. Wenn diese Intensitäten
und Dosen über
dem Absorptionsspektrum von Methylenblau (550–700) gemessen würden, würde die
Intensität
für Natriumlicht
121 mW/cm2 betragen, und die Dosen würden von
oben nach unten in der linken Spalte 0, 1,7, 7, 14 und 28 betragen.
Gleichermaßen
würde die
Intensität für weiß fluoreszierendes
Licht 12 mW/cm2 betragen und die Dosen würden von
oben nach unten in Spalte 3 0, 0,5, 2,5, 7,5 und 15 betragen.
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Somit
betrug, wie in Tabelle 2 dargestellt, mit dem weiß fluoreszierenden
Licht bei einer Energiehöhe von
ungefähr
7,5 J/cm2, wie bei dem Behälter im
Absorptionsbereich von 550–700
nm (was ungefähr
15 Joules/cm2 entspricht, wenn es über den
Bereich von ungefähr
350–800
nm gemessen wird) gemessen wurde, die Log-Reduktion des Virus (LRV) ungefähr 4,8,
im Vergleich zu größer als
6,2 Logs bei einer Energiehöhe von
ungefähr
14 J/cm2, wie bei dem Behälter im
Absorptionsbereich von 550–700
nm (was 16 J/cm2 entspricht, wenn es über den
Bereich von ungefähr
350–800
nm gemessen wird), mit dem Hochdruck-Natriumlicht gemessen wurde.
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BEISPIEL 3
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Die
Vorrichtung und das Verfahren der vorliegenden Erfindung können auch
eine geringere Schädigung
der therapeutischen Proteine ermöglichen.
Zum Beispiel wurden Proben von ungefähr 235 ml mit ungefähr 10 ml
Methylenblau (um eine Konzentration von ungefähr 1,1 μM zu erhalten) vorbereitet.
Eine Probe wurde mit weiß fluoreszierendem
Licht behandelt, das am Behälter
eine Intensität
von 8,8 mW/cm2 zur Verfügung stellte, wenn es im Absorptionsbereich
von 550 nm-700 nm gemessen wurde, und die andere Probe wurde mit einem
Hochdruck-Natriumlicht
behandelt, das am Behälter
eine Intensität
von 121 mW/cm2 zur Verfügung stellte, wenn es im Wellenlängenbereich
von 550 nm–700
nm gemessen wurde. Wie in Tabelle 3 dargestellt, wurde nach ungefähr 2 Minuten
des Aussetzens gegenüber
Hochdruck-Natriumlicht kein gewonnenes Virus festgestellt, und die
Gewinnung von Fibrinogen betrug ungefähr 88 %. Im Gegensatz dazu
stellte die Probe, die mit weiß fluoreszierendem
Licht nach 30 Minuten Belichtung kontaktiert wurde kein vollständiges virales Abtöten zur
Verfügung
und führte
zu ungefähr
81 % Fibrinogengewinnung.
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BEISPIEL 4
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In
einem weiteren Beispiel wurden Plasmaeinheiten, die Virus enthielten,
vorbereitet und behandelt, indem ein Lichtkasten, der in wesentlicher
Hinsicht dem Natri umlichtkasten 70 ähnlich war, der allgemein in den 10-16 dargestellt
ist, und ein Einwegschlauchset, wie im Wesentlichen in der US-Patentanmeldung
mit dem Aktenzeichen 08/742,572 (eingeschlossen durch Bezugnahme)
beschrieben, verwendet. Das Verfahren zur Vorbereitung der Plasmaproben
ist unten beschrieben, und über
die Ergebnisse wird in den Tabellen 4 und 5 berichtet.
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Insbesondere
wurden vier (4) Plasmapools A, B, C und D aus Einheiten von frischem
gefrorenen Plasma vorbereitet. Pool 1 enthielt ungefähr 310 ml
Plasma (318 Gramm Plasma), Pool 2 enthielt ungefähr 310 ml Plasma (320 Gramm
Plasma), Pool 3 enthielt 260 ml Plasma (267 Gramm Plasma) und Pool
4 enthielt 260 ml Plasma (267 Gramm Plasma). Ungefähr 6 ml
aufgetautes Pseudotollwutvirus wurden zu jedem Pool hinzugefügt, um eine
Virusmenge von ungefähr
1 × 106 zu erhalten. Ein 6-ml-Aliquot wurde von
jeder Probe gesammelt, um als Kontrolle zu dienen.
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Das
virusbeimpfte Plasma wurde gefiltert, um Leukozyten zu entfernen
und in einem Kunststoffbehälter
mit ungefähr
10 ml Methylenfarbstoff vereinigt, um eine Konzentration von ungefähr 1,1 μM Methylenblau zu
erhalten. Jede Einheit von mit Methylenblau beimpftem Plasma wurde
für einen
Zeitraum von zwischen 10 und 15 Minuten inkubiert. Nach der Inkubation
wurde jeder Behälter
einer Behandlung mit Licht hoher Intensität in einem Lichtkasten, der
in allen wesentlichen Hinsichten dem Lichtkasten 70 ähnlich ist
(unter Verwendung von 200-W-Natriumlampen über und
unter dem Behandlungsbereich und einschließlich einer Infrarotentfernungsschicht)
ausgesetzt, der oben beschrieben ist. Die Behälter wurden für ungefähr 80–90 Sekunden
bei einer Energiedosis von ungefähr
20 J/cm2, gemessen über den Absorptionsbereich
von 590–690
nm, beleuchtet. Es wurde eine 6-ml-Probe des lichtbehandelten Plasmas
entnommen. Die Beleuchtung dauerte an bis die gesamte Lichtdosis
von 75 J/cm2 (gemessen über den Absorptionsbereich
von 590–690
nm) erhalten wurde. Es wurde eine Zehn-(10)-ml-Probe des weiterbehandelten Plasmas
entnommen. Die behandelten Proben wurden anschließend durch
Plaque-Assay titiriert, um die Menge des verbleibenden Virus festzustellen. Über die Ergebnisse
wird in den Tabellen 4 und 5 berichtet.
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Wie
in Tabelle 4 zu sehen ist, betrug die Menge des verbleibenden Virus
weniger als 1 log nach einer Beleuchtung bei 20 J/cm2,
und kein verbleibendes Virus konnte nach einer Behandlung bei 75
J/cm2 festgestellt werden.
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BEISPIEL 5
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In
einem weiteren Beispiel wurden zwei Pools von frischem gefrorenen
Plasma (Pool Nr. 1 und 2) vorbereitet. Jeder Pool wurde in zwei
Plasmaeinheiten mit ungefähr
260 ml bzw. 310 ml Plasma geteilt. Jede Plasmaeinheit wurde vorbereitet
und mit dem Pseudotollwutvirus (PTV) beimpft und weiter verarbeitet
wie allgemein in Beispiel 4 beschrieben, um eine Konzentration von
ungefähr
1,1 μM Methylenblau
zu erreichen. Die Plasmabehälter
wurden mit Energiedosen von 5 J/cm2, 20
J/cm2 und 75 J/cm2 in
einem Lichtkasten, der in wesentlicher Hinsicht dem Lichtkasten 70 ähnlich ist,
(unter Verwendung von 200-W-Natriumlampen über und unter dem Behandlungsbereich
und einschließlich
einer Infrarotschicht) behandelt, der oben beschrieben ist. Es wurden
Proben bei jeder der oben beschriebenen Dosen entnommen, und die
behandelten Proben wurden anschließend durch Plaque-Assay titiriert. Über die
Ergebnisse wird in Tabelle 5 berichtet, welche nach einer Behandlung
bei 75 J/cm2 kein verbleibendes Virus zeigt.
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Wie
oben beschrieben, sind das Verfahren und die Vorrichtung der vorliegenden
Erfindung in der Lage, ein Licht hoher Intensität zur Verfügung zu stellen, das die virale
Inaktivierung maximiert, während
sie eine wesentliche Gewinnung von Plasmaproteinen ermöglichen.
Es wurden Experimente durchgeführt,
um die Wirksamkeit der vorliegenden Erfindung bei der Gewinnung
von Plasmaproteinen zu zeigen. Die Verfahren, Tests und Ergebnisse
sind unten beschrieben.
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BEISPIEL 6
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Vier
(4) bis fünf
(5) Einheiten von AB0-kompatiblem, frischem gefrorenen Plasma wurden
in ein 37± 2°C-Wasserbad
gegeben bis das Plasma vollständig
aufgetaut war. Jede Plasmaeinheit wurde anschließend der Reihe nach steril
mit einem 3.000 ml-Viaflex®-Behälter verbunden, wobei ein steriles
Verbindungsgerät
Terumo® SCD
312 verwendet wurde, und das gesamte Plasma wurde zum Viaflex®-Behälter übertragen,
was den Pool A ergab. Zusätzliche
Pools B–H
wurden in gleicher Weise vorbereitet.
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Der
Viaflex®-Behälter wurde
anschließend
steril mit den Übertragungspackungen
verbunden, zu denen ungefähr
260 ml Plasma übertragen
wurden.
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Jede
der Plasmapackungen wurde anschließend wie oben beschrieben verarbeitet
und gefiltert, um Leukozyten zu entfernen, und in ähnlichen
Behandlungsbehältern,
die ungefähr
10 ml Methylenblau in jedem Beutel enthielten, um eine Konzentration
von ungefähr
1,1 μM Methylenblau
zu erreichen, gesammelt. Die Plasmaeinheiten mit Methylenblau wurden
für ungefähr 2,6 Minuten
mit Natriumlicht (in einem Lichtkasten, der im Wesentlichen dem
Lichtkasten 70, der oben beschrieben ist, ähnlich ist),
das eine Energie von ungefähr
60 J/cm2 zur Verfügung stellt, das über eine
Wellenlänge
von 590–690
nm gemessen wurde, beleuchtet. Zum Vergleich wurden ähnlich vorbereitete
Plasmapackungen mit vergleichbaren Konzentrationen an Methylenblau
mit einem weiß fluoreszierenden
Licht für
ungefähr
25 Minuten bei einer Energiehöhe
von ungefähr
48 J/cm2 beleuchtet. Nach der Beleuchtung
wurden 4-ml-Proben aus den Packungen entnommen, in die Polypropylen-Schläuche gegeben
und auf Gerinnungseigenschaften und Gewinnung von Plasmaproteinen
getestet. Insbesondere wurden die Proben auf die Prothrombinzeit
(PT), (ein Assay zur Ermittlung von Gerinnungsabnormalitäten auf
das extrinsische System und die allgemneinen Wege und Fibrinogen),
aktivierte partielle Thromboplastinzeit (APTT) (ein Assay zur Ermittlung
von Gerinnungsabnormalitäten
der Kontaktphase und des intrinsischen Systems und allgemeiner Wege
der Plasmaaktivierung) und Thrombinzeit-Assay (TZ) (ein Assay zur
Messung der Zeit, die von exogen zugefügtem Thrombin benötigt wird,
um Plasmafibrinogen zu proteolysieren und um ein Gerinnsel zu bilden)
getestet. Die Proben wurden außerdem
hinsichtlich Gewinnnung der folgenden Plasmaproteine getestet: Faktor
II (F II), Faktor V (F V), Faktor VII (F VII), Faktor VIII (F VIII),
Faktor IX (F IX), Faktor X (F X), Faktor XI (F XI), Faktor XII (F
XII), Faktor XIII (F XIII), Von-Willebrand-Faktor
(VWF), Fibrinogen (Fib), Antithrombin III (AT III), Protein C (Prot
C) und Protein S (Prot S). Über
die Ergebnisse wird in Tabelle 6 berichtet.
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Wie
in Tabelle 6 zu sehen ist, stellte die Behandlung mit Natriumlicht
hoher Intensität
für einen
wesentlich kürzeren
Zeitraum (als z.B. weiß fluoreszierendes
Licht) eine vergleichbare, wenn nicht bessere Gewinnung von Proteinen
zur Verfügung.
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BEISPIEL 7
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Neunzehn
(19) Einheiten von AB0-kompatiblem, frischem gefrorenen Plasma wurden
in ein 37 ± 2°C-Wasserbad
gegeben bis das Plasma vollständig
aufgetaut war. Jede Plasmaeinheit wurde anschließend der Reihe nach steril
mit einem 3.000-ml-Viaflex®-Behälter unter Verwendung eines
sterilen Verbindungsgerätes
Therumo® verbunden,
und das gesamte Plasma wurde zum Viaflex®-Behälter übertragen,
was den Pool A ergab. Zusätzliche
Pools B1 und B2 wurden in gleicher Weise vorbereitet.
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Der
Viaflex®-Behälter wurden
anschließend
steril mit elf 300-ml-Übertragungspackungen
verbunden, zu denen ungefähr
260 ml Plasma zu zehn der Packungen übertragen wurden. Die Plasmapackung
wurde dann steril mit einem Einwegschlauchset verbunden, das im
Wesentlichen in der Patentanmeldung mit dem Aktenzeichen 08/742,572
beschrieben ist, und das Plasma wurde zu einer Übertragungspackung, die ungefähr 97 μg Methylenblau
enthielt, übertragen.
Die verbleibende Übertragungspackung
nahm 235 ml Plasma auf. Die Plasmabehälter, die Methylenblau in einer
Konzentration von ungefähr
1,1 μM enthielten,
wurden mit Natriumlicht in einem Lichtkasten, der in wesentlicher
Hinsicht dem Lichtkasten 70 ähnlich war, bei Energiehöhen von
0, 40, 60, 80 und 100 J/cm2, wenn es über die
Wellenlänge
von 590 bis 690 nm gemessen wird, beleuchtet. Die Belichtungszeiten
lagen typischerweise zwischen ungefähr 200 und 700 Sekunden. Gewinnung von
Fibrinogen, Faktor XI und Faktor VIII wurde gemessen. Die Ergebnisse
(Durchschnittswerte) für
Fib-, F XI- und F VIII-Gewinnung sind in Tabelle 7 dargelegt.
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Zusätzliche
Experimente wurden durchgeführt,
um die Wirkung der Konzentration des photochemischen Mittels auf
die virale Inaktivierung zu untersuchen.
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BEISPIEL 8
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Plasmaeinheiten
(ungefähr
300 ml), die mit dem Vesikulären
Stomatitisvirus (VSV) beimpft waren und Konzentrationen von jeweils
0,5 μM,
1,0 μM und
1,73 μM
Methylenblau einschlossen, wurden mit Natriumlicht in einer Natriumbox,
die in wesentlicher. Hinsicht dem Lichtkasten 70 ähnlich war,
der oben beschrieben ist (unter Verwendung von 200-W-Natriumlichtlampen
oberhalb und unterhalb des Behandlungsbereichs 100) behandelt.
Die Energiedosis wurde an verschiedenen Punkten gemessen. Nach der
Behandlung wurden Proben entnommen, und die Proben wurden durch
den Plaque-Assay für
VSV titiriert. Über
die Ergebnisse wird in 17 berichtet. Wie in 17 dargestellt,
ergab eine Erhöhung
der Konzentration von Methylenblau über 1,0 (und bis ungefähr 1,73)
eine wesentlich verbesserte viruzide Wirkung.
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BEISPIEL 9
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Plasmaeinheiten,
die mit VSV beimpft waren und mit 3,0 μM oder 0,8 μM Methylenblau gemischt wurden,
wurden mit Natriumlicht (200-W-Natriumlampen über und unter dem Behandlungsbereich 100)
und/oder weiß fluoreszierendem
Licht (weiß fluoreszierende
Lampen über
und unter dem Behandlungsbereich) behandelt. Insbesondere Einheit
1 schloss ungefähr
330 ml von VSV-beimpftem Plasma mit einer Konzentration von 3,0 μM Methylenblau
ein und wurde mit Natriumlicht behandelt, das eine Intensität von ungefähr 138 mW/cm2 (wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm
gemessen wurde) zur Verfügung
stellte, was einer Intensität
von ungefähr
123 mW/cm2 entspricht (wenn es über den
Bereich von ungefähr
550–700
gemessen wurde). Die Einheit 2 schloss ungefähr 310 ml VSV-beimpftes Plasma
mit einer Konzentration von 0,83 μM Methylenblau
ein und wurde ebenfalls mit Natriumlicht bei den oben beschriebenen
Intensitäten
behandelt. Die Einheit 3 schloss ungefähr 310 ml VSV-beimpftes Plasma
mit einer Konzent ration von 0,83 μM
Methylenblau ein und wurde mit weiß fluoreszierendem Licht behandelt,
das eine Intensität
von ungefähr
12 mW/cm2 über den Bereich von ungefähr 350–800 nm
zur Verfügung
stellte, was 5,2 mW/cm2 über den Bereich von 550–700 nm
entspricht. Es wurden Proben entnommen und durch Plaque-Assay für VSV titiriert.
Die in 18 dargelegten Ergebnisse zeigen
eine wesentlich verbesserte viruzide Wirkung nach weniger als 5
Minuten in der Plasmaeinheit (Einheit 1), die eine höhere Konzentration
(3,0 μM)
Methylenblau enthielt und mit einem Licht hoher Intensität behandelt
wurde. Zusätzliche
Untersuchungen wurden für
Plasma, das mit dem Pseudotollwutvirus (PTV) (ein sehr resistentes
Virus) beimpft wurde, durchgeführt,
und die Ergebnisse sind in 19 dargestellt.
Wie in Beispiel 8 schlossen die Proben ungefähr 3,0 μM Methylenblau ein und wurden
mit Natriumlicht hoher Intensität
behandelt (ungefähr
138 mw/cm2, wenn es über den Bereich von ungefähr 350–800 nm
gemessen wurde, was einer Intensität von ungefähr 123 mw/cm2 entspricht,
wenn es über
den Bereich von ungefähr
550–700
nm gemessen wurde). Zusätzliche
Proben, die ungefähr
0,8 μM Methylenblau
enthielten, wurden mit weiß fluoreszierendem
Licht behandelt, das eine Intensität von ungefähr 12 mW/cm2 über den
Bereich von ungefähr
350–800
nm, was 5,2 mW/cm2 entspricht, über den
Bereich von 550–700
nm zur Verfügung
stellte. 19 zeigt, dass eine wesentlich
verbesserte viruzide Wirkung in kürzerer Zeit erreicht wurde,
wenn die Konzentration von Methylenblau erhöht wurde bis ungefähr 3,0 μM und ein
Licht hoher Intensität
verwendet wurde.
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BEISPIEL 10
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Um
die vorteilhafte Wirkung der Erhöhung
der Methylenblaukonzentration und der Lichtintensität weiter
darzustellen, wurde ein weiteres Experiment durchgeführt, worin
Plasmaproben (ungefähr
300 ml), beimpft mit VSV, und mit unterschiedlichen Konzentrationen
(3,0 μM
und 0,8 μM)
Methylenblau mit weiß fluoreszierendem
Licht bei 12, 23 und 34 mW/cm2 beleuchtet
wurden. Es wurden Proben entnommen und titiriert, wobei der Plaque-Assay
für VSV
verwendet wurde. Wie in 20 dargestellt,
wurden die verbesserten viruziden Wirkungen (d.h. größere Log-Reduktion
des Virus) durch Verwendung einer höheren Konzentration von Methylenblau erhalten. 20 zeigt
auch, dass die Verwendung einer höheren Konzentration von Methylenblau
und eine höhere
Lichtintensität
die viruziden Wirkungen weiter verbessern.
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Verschiedene Änderungen
der Ausführungsformen
und Verfahren, die hier beschrieben sind, sind in Übereinstimmung
mit dem Schutzumfang der angehängten
Patentansprüche
möglich.