DE69327399T2

DE69327399T2 - Verwendung von stoffen für die herstellung eines medikaments für geflügel

Info

Publication number: DE69327399T2
Application number: DE69327399T
Authority: DE
Inventors: J. Thaxton
Original assignee: Novus International Inc
Current assignee: Novus International Inc
Priority date: 1992-07-10
Filing date: 1993-07-09
Publication date: 2000-08-31
Anticipated expiration: 2013-07-10
Also published as: DK0649325T3; US5311841A; DE69327399D1; EP0649325B1; EP0649325A4; ATE187894T1; WO1994001147A2; EP0649325A1; CA2139772A1; ES2139668T3; PT649325E; WO1994001147A3; JPH07508905A

Description

Hintergrund der Erfindung

Gezüchtetes Geflügel, wie Hühnchen, Truthähne, Enten, Gänse, Perlhühner, Fasane und Wachteln sind Gegenstand einer Vielzahl von Krankheiten und Infektionen nach dem Schlüpfen. Eine gewisse Resistenz gegenüber Krankheit wird durch natürlicherweise vorkommende Antikörper und virusneutralisierende Gammaglobuline im Dotter des Eis vorgesehen, der vom Küken unmittelbar neben der Haut des Abdomens getragen wird. Die Dotterinhalte werden in den Verdauungstrakt des Kükens über eine Zeitspanne von sieben bis neun Tagen nach dem Schlüpfen absorbiert. Siehe, z. B., C. R. Parkhurst und G. J. Mountney (1989), Kapitel S. "Incubation and Hatchery Management" in Poultry Meat and Egg Production, Van Nostrand (New York).
Ergänzende Medikamente können Geflügel mittels verschiedener Verfahren verabreicht werden, einschließlich subkutaner Injektion und Augentropfen. Subkutane Injektionen werden gewöhnlicherweise in die Nacken von neugeschlüpften Küken auf Fließbandbasis verabreicht und die Ausrüstung für diesen Zweck ist kommerziell erhältlich. Bei diesem Verfahren werden die Küken manuell eins nach dem anderen aufgenommen und ihre Hälse gegen eine automatische Injektionsvorrichtung plaziert; eine Injektionsnadel wird schnell in den Nacken des Hühnchens vorgeschoben, eine abgemessene Dosis des Medikaments injiziert und die Nadel zurückgezogen. Die auf diese Weise injizierte Medizin diffundiert schnell in das Vaskularsystem des Kükens.
Bei dem Bemühen, Geflügel mit einem Maß an Immunität oder Resistenz gegenüber Krankheiten nach dem Schlüpfen zu versehen, kann das Medikament auch vor dem Schlüpfen verabreicht werden. Im allgemeinen werden zu behandelnde Eier hochkant aufgestellt, wobei sich ihr Luftsack an der Oberseite befindet; ein kleines Loch wird durch die Schale an der Spitze gemacht und eine Injektionsnadel wird durch das Loch hinunter- und bevorzugterweise in das Amnion eingeführt, in das die Medizin abgegeben wird. Manchmal injiziert man dem Embryo selbst und dieser kann in der Folge sterben.
Wenn die Medizin ein lösliches Vakzin ist, kann eine unbeabsichtigte Injektion des Vakzins in den Luftsack wirksam sein, jedoch sind zellassoziierte Vakzine typischerweise nicht wirksam, wenn sie in den Luftsack injiziert werden. Ei-Injektionsverfahren und -Vorrichtungen sind beschrieben in Sharma et al., U. S. Patent No. 4,458,630, Christensen, U. S. Patent Nr. 4,604,968 und Hebrank, U. S. Patente Nr. 4,681,063 und 4,903,635. Wie oben beschrieben, macht die Injektion des Medikaments in das Amnion die gesamte Menge der Medizin für den Embryo sofort verfügbar.
Von besonderem Interesse für die Geflügelindustrie ist die Krankheit, die allgemein als Kokzidiose bekannt ist, die durch protozoische parasitische Organismen der Gattung Eimeria verursacht wird. Siehe z. B. "Coccidiosis", S. 153-157, in Avian Disease Manual, C. E. Whiteman und A. A. Bickford, Hrsg., Kendall/Hunt Publishing Co., 1989. Aktive und passive Immunisierungen von erwachsenem Geflügel gegen diese Krankheit wurden erfolgreich im kommerziellen Maßstab für viele Jahre durchgeführt. Es wurde jedoch nur ein beschränkter Erfolg bei Hühnchenküken erreicht. Der Grund hierfür ist, daß Hühnchen üblicherweise den Markt im Alter von sechs Wochen erreichen. Unter Verwendung herkömmlicher Verfahren zur Immunisierung im kommerziellen Maßstab bedeutet dies einfach nicht genügend Zeit für das Immunsystem, eine schützende Immunität zu entwickeln.
Ein Verfahren, das als "Trickle-Impfung" bezeichnet wird, ist als eine mögliche Route verwendet worden, durch die bei jugendlichem Geflügel wirksam Immunität erreicht werden kann. Diese Verfahrensweise, wie mit dem Produkt "Cocci-Vac" vorgesehen, das erhältlich ist von Sterwin, Inc., erfordert, daß 200 Oocysten (ein Entwicklungsstadium im Lebenszyklus des Eimeria-Parasiten) per os einem jedem Küken innerhalb der ersten zwei Tage nach dem Schlüpfen verabreicht werden. Wenn diese Anzahl von Oocysten während der frühen neonatalen Periode verdaut wird, wird das Hühnchen üblicherweise sofort eine schützende Immunität erwerben. Während von einem theoretischen Standpunkt aus dieses Verfahren zum Impfen von jugendlichen Geflügel gegen Kokzidiose seine Vorteile haben mag, besteht von einem praktischen Standpunkt aus betrachtet bis zum heutigen Tage kein machbares Verfahren für den kommerziellen Maßstab, von dem gezeigt wurde, daß es gewährleistet, daß jedes Küken die erforderlichen 200 Oocysten verdaut. (Siehe, z. B., P. L. Long et al., Exp. Parasitol. 16: 1-7 (1965), N. N. Sharma, J. Parasitol., 50: 509-517 (1964), und M. E. Rose et al., Parasitol., 102: 317-324 (1990).

Zusammenfassung der Erfindung

Die vorliegende Erfindung betrifft die Verwendung eines Vakzins, Probiotikums, Wachstumsstimulators oder Geschlechtsfunktionsmodifizierungsmittel nach Anspruch 1.
Die vorliegende Beschreibung beschreibt auch eine Vorrichtung und ein Verfahren zum Abgeben von Medikamenten an neu geschlüpftes gezüchtetes Geflügel, die nicht Teil der vorliegenden Erfindung sind. Das beschriebene Verfahren umfaßt die Schritte:
(a) sequentielles und einzelnes Ausrichten des Geflügels in einer Art und Weise, die den Zugang zu der Haut erleichtert, die den Restdottersack eines jeden einzelnen Kükens abdeckt, und
(b) Injizieren einer wirksamen Menge des Medikaments durch die Haut und in den Dottersack eines jeden ausgerichteten Kükens.
Es ist entdeckt worden, daß der Restdottersack von neu geschlüpftem Geflügel eine wünschenswerte und wirksame Stelle für die Injektion von Medikamenten in Geflügel darstellt. Besonders überraschend ist die Tatsache, daß die Dottersackroute die Verabreichung von Medikamenten erlaubt, von denen man früher nicht gezeigt hatte, daß sie durch andere herkömmliche Injektionsverabreichungswege wirksam sind. Zum Beispiel hat man gefunden, daß die Verabreichung von Oozysten des Parasiten Eimeria tenella das kausale Agens für die natürliche Krankheit Kokzidiose, Hühnchen wirksam gegen eine nachfolgende Bedrohung durch Oozysten schützt. Ein derartiger Schutz war früher durch die Impfung von Hühnchen im kommerziellen Maßstab nicht erreichbar.
Zusätzlich hat man allgemein gefunden, daß die Dottersackroute wirksamer ist als herkömmliche Verabreichungswege für jene Medikamente, die üblicherweise über solche Routen verabreicht werden. Verglichen mit jenen herkömmlichen Routen bietet die Dottersackroute den zusätzlichen Vorteil, daß eine Formulierung von Medikamenten in einer Art und Weise erlaubt wird, die den Vorteil der graduellen Absorption des Dottersackes per se nutzt, z. B., um eine verzögerte oder anhaltende Freisetzung des Medikaments vorzusehen.
Der Restdottersack eines neu geschlüpften Küken ist in dem Küken typischerweise eine abgeflachte Struktur, die unmittelbar unter der Haut des Abdomen eingebettet ist, kann einen Durchmesser von zwei oder mehr Zentimetern (d. h. etwa ³/&sub4; Inch) aufweisen und dadurch ein großes Ziel für die Verabreichung mittels Injektion auf einem Fließband in der hierin beschriebenen Art und Weise vorsehen. Das Medikament kann durch irgendein geeignetes Mittel verabreicht werden, z. B. indem es mittels einer Injektionsnadel durch die Abdomenhaut und in den Dottersack injiziert wird.
Die hierin beschriebene Vorrichtung betrifft eine Vorrichtung für die Verabreichung eines Medikaments, wobei die Vorrichtung die schnelle Ausrichtung des einzelnen Geflügels in einer sequentiellen Art und Weise erlaubt, um zu erlauben, daß die Haut, die den Restdottersack bedeckt, in einer konsistent und vorab festgelegten Art und Weise von einer Injektionsnadel durchdrungen wird. Eine bevorzugte Vorrichtung umfaßt eine Wand, gegen die das Abdomen des Kükens gepreßt werden kann, wobei die Wand eine Nadel zum Injizieren eines Medikaments in das Abdomen umfaßt. Während das Hühnchen in einer Kopfüberposition ausgerichtet und gehalten wird, wobei sich das Abdomen des Hühnchens auf der Höhe der Nadel befindet, wird dadurch die Injektion des Medikaments in den Dottersack erleichtert. Das bevorzugte Ziel des Abdomens ist das Gebiet gerade ventral zum Nabel, d. h., unterhalb des Nabels und über dem After.

Kurze Beschreibung der Zeichnung

In der Zeichnung ist:

Fig. 1 eine perspektivische Darstellung einer solchen bevorzugten Vorrichtung.
Fig. 2 eine perspektivische Ansicht der Vorrichtung von Fig. 1, die die Vorrichtung geöffnet zeigt, um die Bestandteile im Inneren zu zeigen.
Fig. 3 eine perspektivische Darstellung der Vorrichtung von Fig. 1, die das Ende zeigt, an dem das Küken geimpft wird.
Fig. 4 eine perspektivische Darstellung, die ein Hühnchen zeigt, das geimpft wird nach dem beschriebenen Verfahren unter Verwendung der Vorrichtung von Fig. 1.
Fig. 5 eine graphische Darstellung von Körpergewichten (BW) und Dottersackgewichten (YSW) von neu geschlüpften Hühnchen über die Zeit (nach dem Schlüpfen), wie in Beispiel 1 beschrieben, wobei zwischen den Parametern der Korrelationskoeffizient (r) von -0,71 berechnet werden kann.
Fig. 6 eine graphische Darstellung des Prozentsatzes der Absorption des Dottersacks von frisch geschlüpften Hühnchen über die Zeit (nach dem Schlüpfen), wie in Beispiel 1 beschrieben.
Es wird ein Verfahren für die Verabreichung von Medikamenten an verschiedene kommerziell gezüchtete Geflügelarten (einschließlich Hühnerarten), insbesondere Küken, Truthähne, Enten, Gänse, Perlhühner, Fasane und Wachteln offenbart oder beschrieben. Die neu geschlüpften Jungen von Hausgeflügel werden alternativ hierin als "Küken" bezeichnet, unabhängig von der Art obwohl anerkannt wird, daß die Jungen verschiedener Arten verschiedene spezifische Namen tragen, z. B. können Truthahnküken als "poults" bezeichnet werden.
Mit "Medikament", wie hierin verwendet, wird auf eine große Anzahl verschiedener Substanzen bezeichnet, die, wenn sie einem neu geschlüpften Küken nach dem beschriebenen Verfahren verabreicht werden, auf das Hühnchen eine vorteilhafte biologische Wirkung haben sollen. Als Medikamente hierin sind Vakzine, Nahrungsmittel, Antibiotika, Probiotika, Wachstumsstimulatoren und Geschlechtsfunktionsmodifizierungsmittel, wie dargestellt durch die unten angegebene, nicht beschränkende Liste an Substanzen.
Das Verfahren sieht einen besonderen Vorteil bei der Behandlung von Kokzidiose bei Geflügel vor. Das übliche kausale Agens für diese weit verbreitete und verheerende Krankheit bei Truthähnen sind E. meleagrimitis, E. adenoeides und E. gallopavonis. Die gewöhnlichen kausalen Agenzien bei Küken sind E. tenella, E. acervulina, E. necatrix, E. brunetti, E. maxima, E. mivati, E. hagani, E. praecox und E. mitis. Das vorliegende Verfahren sieht einen wirksamen Impfstoff für die Behandlung von Kokzidiose vor. Das Wort "Vakzin", wie in diesem Sinne verwendet, bezeichnet die Verabreichung von irgendeinem Material, das nützlich ist für die Immunisierung von Küken gegen Kokzidiose. Derartiges Material kann entweder direkt erhalten oder, durch Gentechnologie, abgeleitet werden von der Gattung Eimeria. Besonders bevorzugte Vakzine für derartige Zwecke umfassen Oozysten und Sporozoiten der Gattung Eimeria.
Vor dem vorliegenden Verfahren existierte kein wirksames Vakzin für diese Erkrankung, da es so schien, daß die Entwicklung von Immunität gegenüber Kokzidienorganismen nicht ein fach durch herkömmliche Injektion oder durch Verabreichen antigener Komponenten über die Nahrung erreicht werden könnte.
Während man nicht wünscht, durch eine Theorie gebunden zu sein, scheint es doch so zu sein, daß die Wirksamkeit des vorliegenden Verfahrens beim Impfen gegen Kokzidiose erklärt werden kann, wenn der Dottersack als eine Verlängerung des Darms im parafötalen und neu geschlüpften Küken betrachtet werden würde. Die immunobiologischen Gewebe, d. h. Makrophagen, B-Zellen und T-Zellen sind bekannt dafür, daß sie mit darmassoziierten Lymphoidgeweben wechselwirken, um die zellvermittelte Immunität zu stimulieren. In einer Studie zur Absorption von kolloidalem Kohlenstoff aus dem Dotter von frisch geschlüpften Küken fanden Jeurissen et al., Develop. and Comp. Immunol., 15: 437-442 (1991), daß Kohlenstoffpartikel durch das Epithel des Meckel'schen Divertikulums absorbiert wurden und zu Leukozyten und mononukleären Phagozyten in die darunterliegenden Lymphoidgewebe transportiert wurden. Mütterliche Antikörper im Dottersack können als "konditionierende" Kokzidienantigene auf eine Weise wirken, um ihre Immunogenität zu erhöhen.
Das vorliegende Verfahren und die vorliegende Vorrichtung können auch verwendet werden, um Vaccine zu verabreichen, die erhältlich sind oder erhältlich werden können für eine Vielzahl von Geflügelkrankheiten, einschließlich folgender Erkrankungen:
Geflügelcholera bei allen Geflügelarten, für die das kausale Agens Pasteurella multocida ist.
Colibacillose bei allen Geflügeln, für die das kausale Agens Escherichia coli ist.
Geflügelpocken, die Hühnchen und Truthähne betrifft und deren kausales Agens der Geflügelpockenvirus ist.
Infektiöse Bronchitis bei Hühnchen und dessen kausales Mittel infektiöses Bronchitis-Virus ist.
Infektiöse Bursaerkrankung (Gumboro) bei Hühnchen und deren kausales Agens infektiöses Bursaerkrankungsvirus ist.
Laryngotracheitis bei Hühnchen und deren kausales Agens Laryngotracheitis-Virus ist.
Leukosekomplex, der Küken und Truthähne befällt und die folgenden vier Hauptkrankheiten umfaßt:
(1) Mareksche Krankheit bei Küken, verursacht durch Marek's disease-Virus
(2) Lymphoide Leukose bei Küken, verursacht durch Leukosevirus,
(3) Reticuloendotheliose bei Küken, verursacht durch Leukosevirus,
(4) Lymphoproliferative Erkrankung bei Truthähnen, verursacht durch Leukosevirus.
Newcastle Disease bei Küken und Truthähnen, verursacht durch Newcastle-Virus.
Virale Arthritis bei Küken, verursacht durch Reovirus.
Antibiotika können verwendet werden, um frühe bakterielle Infektionen zu vermeiden oder zu verzögern, um frühes Wachstum zu fördern und den Streß nach dem Schlüpfen zu verringern. Beispiele für geeignete Antibiotika umfassen Oxytetracyclin, Chlortetracyclin, Spectinomycin, Cephalosporin, Gentamycin, Lincomycin und die Chinolone.
Probiotika können verwendet werden für den kompetitiven Ausschluß von solchen unerwünschten Organismen wie Salmonella, pathogene E. coli, Listeria-Organismen, Campylobacter-Organismen und zum Einsähen des Darms mit erwünschten Organismen. Lebensmittel schließen Vitamine, Mineralien, Aminosäuren, Zucker und Fettsäuren ein und können zur Förderung des Wachstums und zur Verringerung von Stress verwendet werden.
Wachstumsfaktoren sind typischerweise endokrine Sekretionen, die verwendet werden, um das Wachstum und die Wirksamkeit der Fütterung zu fördern. Beispiele schließen ein Wachstumshormon, Wachstumshormon-Freisetzungshormon, insulinähnliche Wachstumsfaktoren I und II, Vogel-Interleukine (beispielsweise aIL&sub2;), Nervenwachstumsfaktoren, Thyroxin-Freisetzungshormon, Thyroxin-stimulierendes Hormon, Monojodtyrosin, Dijodtyrosin, Trijodthyronin, Thyroxin und Corticosteron.
Geschlechstfunktionsmodifizierungsmittel sind typischerweise endokrine Sekretionen, die verwendet werden, um das physiologische Geschlecht umzukehren, die Zeit für die sexuelle Reifung zu ändern und/oder sexuelle Funktionen bei Erwachsenen zu erhöhen. Beispiele umfassen Medularin-inhibitorische Substanz, 17-beta-Estradiol, Estron, Estrogen, Progesteron, Testosteron, Epiandrostendion, Gonadotropin-Freisetzungshormon, Follikel-stimulierendes Hormon, luteinisierendes Hormon und Prolactin.
Medikamente, wie jene, die beispielhaft oben erwähnt sind, werden erwünschterweise zusammengegeben mit physiologisch ausgewogenen Salzlösungen, um injizierbare Flüssigkeiten zu bilden, die sich mit dem Dotter zur Absorption in den Körper mit dem restlichen Dotter mischen können. Man hat entdeckt, daß die normalen Phospholipid- und Lipoprotein- Bestandteile des Dotters ausgezeichnete Trägereigenschaft aufweisen; sie adhärieren leicht an oder tolerieren gut Medikamente, wie die oben beispielhaft angeführten.
Medikamente können zum Dottersack eines Kükens zugegeben werden unter Verwendung einer hypodermalen Spritze und abgeschrägte 20 Gauge-Nadeln sind für diesen Zweck geeignet. Die Verwendung von größeren oder nicht abgeschrägten Nadeln scheint unnötig zu sein und kann dazu neigen, eine nachteilige Wirkung auf die Integrität des Dottersacks zu haben. Injektionsvolumina von bis zu etwa 0,5 ml sind erfolgreich verwendet worden, wobei dieses Volumen klein genug ist, um signifikantes Auslaufen der injizierten Flüssigkeit aus der Injektionsstelle zu vermeiden. Injektionsvolumina, die von etwa 0,1 ml bis etwa 0,5 ml reichen, sind bevorzugt.
Der Dottersack eines neu geschlüpften Hühnchens ist im wesentlichen flach und am Nabel zentrisch angeordnet. Er deckt im allgemeinen die gesamte zentrale Oberfläche der Bauchhöhle ab. Er ist im allgemeinen oval, etwa 2,5 cm bis 3 cm in seiner längeren (dorsal zu ventral) Richtung und etwa 1,5 cm bis etwa 2 cm breit (ventrale Richtung). Innerhalb dieser Region ist eine kleinere kreisförmige Zielfläche besonders bevorzugt insoweit, als daß sie eine Region des Dottersackes mit ausreichender Tiefe und leichter Zugänglichkeit für eine Nadel vorsieht und gleichzeitig die Möglichkeit verringert, daß die Nadel unerwünschte Organe oder Gewebe trifft. Das bevorzugte Ziel ist eine kleine kreisförmige Fläche (mit einem Durchmesser von etwa 1 cm und bevorzugterweise etwa 5 mm), wobei der Nabel etwa auf der halben Strecke zwischen dem Zentrum der Zielfläche und seiner 12-Uhr-Position angeordnet ist.
Vorteilhafterweise wird ein automatischer Impfapparat verwendet, wie ein pneumatischer Impfapparat (wie er von Vineland Laboratories unter der Marke "ViMark" vertrieben wird), der für die Verwendung in dem beschriebenen Verfahren angepaßt worden ist. Der kommerzielle Impfapparat weist fünf Hauptteile auf (siehe z. B. "The ViMark Pneumatic Vaccinator Instruction Manual", Vineland Laboratories, Inc.):
(1) ein Schutzgehäuse aus Aluminium, verbunden mit einem Scharnier an eine Stahlabdeckplatte, auf der das Küken plaziert wird,
(2) einen pneumatischen Zylinder, um eine leistungsfähige Antriebskraft vorzusehen, zusammen mit einer Prellvorrichtung, um übermäßigen Druck auf das Medikament in der Spritze zu beseitigen,
(3) eine pneumatische Kontrolleinheit, einschließlich eines Luftfilterregulators, Luftzirkulationssystems, einer externen Zählvorrichtung und Kontrollen für die Einstellung der Nadel und Aktivierung des Luftstroms, Manometer und Kopplungsferrule,
(4) eine pneumatische Rückhalteplatte zum genauen Positionieren eines jeden Hühnchens und
(5) einen Spritzenaufbau, der typischerweise eine 0,2 ml Spritze umfaßt, die in der Lage ist, genaue Dosen bereitzustellen.
Die ViMark-Vorrichtung verwendet einen Druckknopfschieber auf der Oberseite der Vorrichtung mit einer zentralen Öffnung, durch die eine Hypodermalnadel vorstehen kann. Wenn der Knopf gedrückt wird, wie das der Fall ist, wenn der Nacken eines Kükens gegen seine Oberfläche gedrückt wird, schiebt sich die Nadel schnell über eine vorgegebene Entfernung jenseits der Oberfläche des Knopfes vor, und zur gleichen Zeit wird der Stempel der Spritze herabgedrückt, um eine geringe Menge, z. B. 0,2 ml Vakzin in den Nacken oder das Bein des Kükens zu injizieren.
Auf der Grundlage der vorliegenden Lehre werden die Fachleute in der Lage sein, eine derartige Vorrichtung zu modifizieren oder eine alternative Vorrichtung zu konstruieren. In einer besonders bevorzugten Ausführungsform wird die Spritze an der oben beschriebenen kommerziellen Vorrichtung neu positioniert, so daß die Nadel vom Ende her und nicht von der Spitze der Vorrichtung vorstehen wird.
Eine derartige Vorrichtung wird unter Bezug auf die Zeichnung beschrieben werden. Fig. 1 ist eine perspektivische Darstellung einer bevorzugten Vorrichtung 10, die Aluminiumbox 12 und Stahlabdeckung 14 zeigt, wobei die Abdeckung durch einen Fallriegel 15 und Scharniere (nicht gezeigt) an Ort und Stelle gehalten wird. Die Vorrichtung sieht einen Flaschenhalter aus steifem Draht 16 vor, einen manuellen Aktivator 18, ein Luftdruckventil 20 und ein Zählmeßgerät 21. Von besonderer Beachtung ist, daß die Vorrichtung mit einer Rückhalteplatte 22 versehen ist, die als aus Plexiglas hergestellt gezeigt ist, stabil positioniert über dem Injektorende, die sowohl dazu dient, ein Küken in der gewünschten Position aufzurichten als auch festzuhalten.
Fig. 2 ist eine perspektivische Darstellung der Vorrichtung von Fig. 1, die die Abdeckplatte und die Seite der Vorrichtung geöffnet zeigt, um die Bauteile im Inneren zu zeigen. Klar ersichtlich sind die pneumatische Kontrolleinheit 24, die pneumatische Antriebseinehit 26 und der Spritzenaufbau 28, der neu positioniert wurde in einem Winkel, der geeignet ist, daß durch das Ende der Vorrichtung injiziert werden kann und nicht durch die Spitze, wie ursprünglich konstruiert.
Fig. 3 ist eine perspektivische Darstellung der Vorrichtung von Fig. 2, die das Ende zeigt, an dem das Küken geimpft wird, einschließlich Rückhalteplatte 22 und manuellem Auslöseschalter 30. Auch ist das Injektorloch 32 zu sehen, das in das Ende der Stahlabdeckplatte 14 gebohrt worden ist und durch das die Nadel hervorstehen wird. Um das Injektorloch herum ist ein größeres Dämpfungsloch 34, das in die Rückhalteplatte 22 geschnitten worden ist, und welches bevorzugterweise mit einem weichen puffernden Material, wie Schaumgummi, gepolstert ist. Loch 34 dient dazu, sowohl das Küken durch ein Kissen zu schützen, als auch dazu, seine Bewegungen zu beschränken, wenn es gegen das Injektorloch gehalten wird.
Fig. 4 ist eine perspektivische Darstellung, die ein Küken bei der Impfung gemäß dem beschriebenen Verfahren unter Verwendung der Vorrichtung von Fig. 1 zeigt. Das Küken wird kopfüber gehalten, wobei sich der Kopf zwischen dem Daumen und den Fingern des Bedieners befindet. Die erwünschte Fläche des Kükens wird über das Injektorloch (nicht zu sehen) und axial mit der Spritze und Nadel positioniert und die Spritze wird aktiviert durch Drücken des Auslöseschalters 30. Optional und erwünschterweise kann eine pneumatische Vorrichtung angebracht sein, die erlaubt, daß die Spritze automatisch zu dem Zeitpunkt feuert, da das Küken positioniert ist. Die Nadel dringt in die Abdominalfläche an der gewünschten Stelle und in der erwünschten Tiefe ein.
Auf diese Weise kann das Küken ergriffen und positioniert werden, wobei sein Nabel der Nadel gegenübersteht und der Kopf nach unten zeigt. Bevorzugterweise kann die Oberfläche, gegen die das Küken nach der Injektion gedrückt wird (in diesem Falle die Plexiglas- Rückhalteplatte) so modifiziert werden, daß das Abdomen des Kükens gegen weiches Material. wie Schaumgummi, gepreßt wird, um eine Bewegung des Kükens während der Injektion zu verlangsamen und die Genauigkeit der Injektion in den Dottersack zu erleichtern.
Um bei dem Küken ein Trauma zu vermeiden, sollte die Injektionsnadel sauber und glatt eingeführt und aus dem Dottersack entfernt werden. Unerwünschte Schädigung des Dottersackes und des umgebenden Gewebes mit nachfolgender Infektion der beschädigten Region kann entstehen, wenn man erlaubt, daß es zu seitlichen Bewegungen zwischen der Nadel und der Injektionsstelle kommt.
Bei Verwendung einer pneumatischen Injektorvorrichtung, wie genauer unten beschrieben, wird die Nadel so eingestellt, daß sie für eine Länge von etwa 5 mm vom Ende der Stahlabdeckplatte vorsteht. Durch Faktoren wie die Schrägung der Nadel, die Dicke der Federn des Kükens, irgendwelche Luftlöcher, die existieren mögen, und der leichte Rückstoß, der erfolgt, wenn das Küken geimpft wird, scheint es so, daß eine Nadel, die 5 mm über das Ende der Vorrichtung vorsteht, tatsächlich etwa 1 bis 2 mm in das Abdomen des Kükens eindringt.
Wie vollständiger in den Beispielen unten beschrieben, bleibt die Größe des Dottersackes während der 24 Stunden nach dem Schlüpfen in etwa gleich und verliert dann Gewicht mit einer ziemlich gleichförmigen Rate. Das Körpergewicht eines Hühnchens ändert sich in gleicher Weise wenig während dieser 24-stündigen Periode, erhöht sich aber dann mit einer ziemlich gleichförmigen Rate. Es ist erwünscht, daß die Injektion in den Dottersack innerhalb etwa der ersten 24 Stunden erfolgt, da nach den ersten 24 Stunden der Dottersack enger und kleiner wird und entsprechend schwerer genau zu lokalisieren ist.
Im folgenden werden einige veranschaulichende Beispiele beschrieben werden, die auch nicht Teil der Erfindung sind.

BEISPIELE

Beispiel 1

Dottersackanatomie und Physiologie

Eine Auswertung wurde durchgeführt, um die Größe, Ort und Absorptionsparameter des Dottersackes bei neugeschlüpften Hühnchen zu bestimmen, wobei aus der Auswertung bevorzugte Parameter für die Verwendung des Dottersackes als eine Stelle für die Verabreichung von Medikamenten bestimmt wurden.
Insgesamt wurden 360 Hühncheneier (Arbor Acres X Peterson) von einer kommerziellen Hühnchenzuchtanstalt in Mississippi erhalten. Man inkubierte die Eier in einem kommerziellen Inkubator mit Zwangsbelüftung. Normale Inkubationstemperaturen und Feuchtigkeiten wurden während der Inkubationsperiode beibehalten. Die Schlüpffähigkeit war ausgezeichnet und überschritt 95% Schlüpfen von befruchteten Eiern. Die geschlüpften Küken waren in ausgezeichnetem Gesundheitszustand und es gab keine Anzeichen von Erkrankung.
Fünfundzwanzig (25) Küken wurden zufällig ausgewählt für Körpergewichte ("BW") und Dottersackgewichte ("YSW") 0, 12 und 24 Stunden nach dem Schlüpfen. Diese Küken wurden im Inkubator gehalten bis zur bezeichneten Probenzeit. Zusätzlich wurden weitere 125 Küken aus dem Inkubator 12 Stunden nach dem Schlüpfen entfernt und in einen Hühnchenaufzuchtstall gegeben. Fünfundzwanzig (25) dieser Küken wurden gewogen und für YSWs 24, 28, 72, 96 und 120 Stunden nach dem Schlüpfen geschlachtet.
Während der fünftägigen Auswachs- (d. h. Wachstumsperiode) wurden die Küken mit herkömmlichen Mais-Soya-Starter-Nahrung gefüttert, die 1.425 kcal/lb (3.139 kcal/kg) metabolisierbare Energie, 20 (Gewichts-)% Protein enthielt, und alle bekannten Ernährungserfordernisse wurden erfüllt oder überschritten. Bebrüten des ganzen Stalls unter Verwendung von flüssigen Propangasbrütern, ebenso wie Infrarot-Hot-Spot-Brutkästen wurde verwendet. Die Küken wurden untergebracht mit einer Dichte von etwa 0,75 ft² (0,23 m²) pro Vogel in Bodenställen. Pinienspäne wurden als Streu verwendet. Licht wurde durch Glühbirnen geliefert und die Photoperiode war 23 LID (23 Stunden Lichtperiode pro Tag). Solche Umweltbedingungen haben in dieser Anstalt beständig zu erhöhter Produktionsleistung geführt.
Die BWs und YSWs werden unten in Gramm angegeben und relative YSWs ("RYSW") wurden berechnet als YS/100 g BW. Die statistische Korrelation von BW zu YSW über den Zeitverlauf des Experimentes wurden berechnet unter Verwendung des General Linear Model- Verfahrens des Statistical Analysis System (Statistical User's Guide, 1985, SAS Institute, Inc. Cary NC). TABELLE 1 Stunden nach Schlüpfen
Die tabellarischen Ergebnisse von BWs, YSWs und RYSWs sind in Tabelle 1 angegeben. Die graphische Darstellung der zusammengefaßten Ergebnisse sind in den Fig. 1 und 2 enthalten. Das Wachstum, angegeben als BWs 24 Stunden nach dem Schlüpfen bei den Vögeln, die kontinuierlich in Inkubatoren gehalten wurden, ebenso wie bei jenen, die 12 Stunden inkubiert wurden und dann in den Aufzuchtstall für zusätzliche 12 Stunden gegeben wurden, war nahezu identisch. Nachdem jedoch das Wachstum begonnen hatte, war eine nahezu lineare Erhöhung der BWs während der fünftägigen Auswachsphase nach dem Schlüpfen offensichtlich.
Während der ersten 24 Stunden betrug die Dottersackabsorption nach dem Schlüpfen, wie angegeben durch YSW's und RYSWs in Tabelle 1 und Prozent Absorption vom Dottersack in Fig. 2, nahezu 20 (Gew.-) %. Die stärkste Absorption des Dottersackes erfolgte 24 bis 72 Stunden nach dem Schlüpfen. Am Ende der 120-stündigen Beobachtungsperiode waren jedoch noch etwa 10% des Dottersackes vorhanden. Diese Ergebnisse zeigen an, daß der Dottersack bis etwa fünf Tage nach dem Schlüpfen nicht vollständig absorbiert wird.
Wie in Fig. 1 gezeigt wird, bestand eine offensichtliche negative Beziehung zwischen BW und YSW. Genauer gesagt erhöhte sich BW während sich YSW verringerte. Ein statistischer Vergleich dieser Parameter zeigte an, daß eine wesentliche negative Korrelation (r) von 0,71 auftrat. Es ist klar, daß die Dottersackabsorption beginnt, bevor das Wachstum initiiert wird; jedoch erfolgt, nachdem das Wachstum beginnt, eine schnelle und kontinuierliche Absorption des Dottersackes.
Das allgemeine Aussehen der Dottersäcke beim Sezieren wurde bewertet. 0, 12 und 24 Stunden nach dem Schlüpfen schien der Dottersack einen großen Teil der Abdominalhöhle auszufüllen. Der Sack war flach und deckte im allgemeinen die gesamte ventrale Oberfläche der Höhle ab. 48 Stunden nach dem Schlüpfen jedoch war der Sack länglicher. Zu diesem Zeitpunkt war die am deutlichsten hervortretende Abdominalstruktur der Muskelmagen. Der Dottersack bedeckte den Muskelmagen nicht; vielmehr war der Dottersack oberhalb des Muskelmagens. Zu dieser Zeit war der Dottersack eine länglichere und dickere Struktur geworden. Zu späteren Nekrospiezeitpunkten schien der Dottersack kleiner, runder und ballförmiger zu werden. Eine letzte Beobachtung beim Sezieren insgesamt war, daß der Dottersack typischerweise mit einer grünlichen Substanz durchwachsen war.
Diese Ergebnisse zeigen deutlich, daß der Dottersack seine maximale Größe unmittelbar nach dem Schlüpfen aufweist und daß er diese Größe für wenigstens 24 Stunden nach dem Schlüpfen beibehalten wird. Zusätzlich schien der Dottersack flach zu sein und das meiste der ventralen Abdominaloberfläche während der ersten 24 Stunden nach dem Schlüpfen abzudecken. Eine Injektion in dieses Gebiet mit der Größe eines Vierteldollars (Durchmesser 2 cm) mit dem Umbilicus auf der halben Strecke zwischen dem zentralen Punkt und der 12 Uhr Position des Kreises würde die Penetration des Dottersackes sicherstellen. Später als 24 Stunden nach dem Schlüpfen wäre das Treffen des Dottersackes durch Injektion in den Nabel schwieriger, da sich die Größe und Form des Dottersackes ständig ändern.
Der Dottersack würde während der Zeit von 0 bis 24 Stunden nach dem Schlüpfen leicht ein Injektionsvolumen von etwa 1 ml aufnehmen. Auf der Grundlage der Absorptionskinetiken könnte, wenn ein Medikament so formuliert wird, daß es durch den Dottersack gebunden wird, die Verbindung dann für wenigstens fünf Tage abgemessen in den Blutstrom gegeben werden und möglicherweise für soviel wie 10 Tage. Diese Abschätzung beruht auf der Feststellung, daß nur 90% der Dottersackabsorption 120 Stunden (fünf Tage) nach dem Schlüpfen abgeschlossen war. Würde man diese Kurve extrapolieren, bedürfte es etwa 10 Tage für eine vollständige Absorption des Dottersackes.
Die Beobachtung eines grünlichen Materials im Dottersack schlägt ein bis dahin unerkanntes Phänomen vor. Genauer gesagt kann Galle aus dem Dünndarm in den Dottersack eintreten, wo sie Fette emulgieren könnte, was zu einem vitalen Teil des Verdauungsprozesses, der innerhalb des Dottersackes abläuft, führen würde. Dies bestärkt die früher beschriebene Theorie, daß der Dottersack eine mögliche Verlängerung des gastrointestinalen Traktes bei neonatalem Geflügel ist.
Diese Ergebnisse unterstützen die Behauptung, daß die Injektionsroute in den Nabel, d. h. Dottersack, hinein, eine lebensfähige Alternative für Injektionen in neu geschlüpftes Geflügel darstellt. Die Fachleute werden in der Lage sein, analoge Studien durchzuführen mit Blick auf die hier vorgesehene Lehre, um ähnliche Parameter betreffend die Anatomie und Physiologie des Dottersackes in anderen Geflügelarten zu bestimmen.

Beispiel 2

Dottersackverabreichung von Testsubstanzen

In einer bevorzugten Ausführungsform kann das hierin beschriebene Intra-Dottersack ("IYS")-Verfahren zum Inokulieren von Substanzen in den Dottersack von neu geschlüpften Küken vorgenommen werden durch eine geringfügige Anpassung der Verfahren und Vorrichtungen, die derzeit für herkömmliche subkutane Injektionsverfahren verwendet werden, d. h. Injektion in die Rückseite des Nackens (SQ). Auf diese Weise können IYS-Injektionen in kommerziellen Zuchtbetrieben mit minimalen Änderungen hinsichtlich des bestehenden Personals, der Ausrüstung oder Produktivität vorgenommen werden.
Das vorliegende Beispiel vergleicht die zwei Verfahren unter Verwendung von herkömmlich gezüchteten Küken und Präparaten aus der laufenden Produktion von Marekschem Vakzin und Antibiotikum. Die Produktivität von mit beiden Verfahren behandelten Küken wurde verglichen. Die Ergebnisse zeigen an, daß das IYS-Verfahren in der Tat kommerziell machbar ist.
Insgesamt wurden 3000 Hühnchen (Arbor Acres X Arbor Acres) aus einem kommerziellen Zuchtbetrieb in Carthage, Mississippi, erhalten. Die Küken wurden zum Versuchsort in einem beheizten Transporter gebracht und etwa 24 Stunden nach dem Schlüpfen behandelt.
Drei Behandlungen wurden verwendet:
1. Nicht-injizierte Kontrollen ("Non-Inj")
2. Subkutan injizierte Küken ("SQ")
3. Intra-Dottersack-injizierte Küken ("IYS").
Die Non-Inj-Küken wurden nicht behandelt und dienten somit als Kontrolle für das Experiment. Die SQ-Küken erhielten 6.000 Plaque-bildende Einheiten (p. f. u.) des CEVA-Stammes von HVT-INOVAC® (Mareksches Vakzin, hergestellt zur Verwendung bei Hühnchen, Sanofi Animal Health, Inc., Overland Park, KS) plus 0,2 mg Garasol® (Gentamycin, ASL Laboratories, Schering-Plough Animal Health, Inc., Kenilworth, NJ) in 0,2 ml CEVA- Verdünnungsmittel zur Verwendung mit injizierbaren Vakzinen in Hühnchen (Sanofi Animal Health, Inc., Overland Park, KS). Die Injektionen wurden in die Rückseite der Nacken vorgenommen entsprechend herkömmlichen Impftechniken unter Verwendung des automatisierten pneumatischen Vakzinators von Vineland "ViMark" (Modell ViMark). Eine 20 Gauge-Nadel wurde eingestellt, um eine Strecke von 5 mm vorzustehen und 60 ("p. s. i.") Pfund pro Quadratinch (52,8 kg pro Quadratzentimeter) Luftdruck aktivierten die Injektionsspritze.
Man verabreichte den IYS-injizierten Vögeln die gleichen Lösungen und Dosierungen, wie den SQ-injizierten Küken. Der Behandlungsunterschied bestand jedoch in der Injektionsstelle. Die 20 Gauge-Nadel wurde so eingestellt, daß sie über eine Strecke von 5 mm für die Injektion in die Nabelregion vorstand. Dies wurde bewerkstelligt durch Entfernen des automatischen Auslöseschalters und der Hühnchenpositionierungsblöcke. Somit wurde das Abdomen der Küken über der Nadeleintrittsstelle auf der Injektionsplattform plaziert. Wenn die automati sche Auslöseschalterinjektion aktiviert wurde, trat die Nadel in das Abdomen ein und Impfstoff plus Antibiotikum wurden direkt in den Dottersack gegeben. Die Genauigkeit der Injektion, d. h. der Prozentsatz aller Injektionen, die tatsächlich in den Dottersack gelangten, wurde zu etwa 97% bestimmt.
Nachdem die Impfungen abgeschlossen waren, wurden die Küken in geheizte Bodenställe in einen Hähnchenaufzuchtstall gegeben. Diese Ställe wurden mit frischen Kieferspänen als Streu ausgestattet. Jeder Stall war mit einer Infrarotheizlampe als eine Brutwärmequelle versehen. Zusätzlich gewährleistete das Umweltkontrollsystem des Stalles Raumtemperaturen von 85 ± 3ºF (29,4 ± 1ºC) für die ersten zwei Jochen des Experiments. Während der Wochen drei bis fünf betrug die Stalltemperatur im Mittel 82ºF (27,8ºC) und während der sechsten Woche betrug die Stalltemperatur im Durchschnitt 88ºF (31,3ºC).
Man fütterte den Küken Standard-Starter-Züchter-Rationen auf einer ad libitum-Basis. Cobari, was ein Ionophoren-anti-Kokzidien-Futterzusatz für Hühnchen ist, und als "Monesin-Natrium" (Elanco Production Division, Eli Lily, Co., Indianapolis, IN) identifiziert wird, wurde zu beiden Rationen zu 90 g/Tonne (99 mg/kg) gegeben; Antibiotika und andere Medikamente wurden den Rationen nicht zugegeben.
Man begann mit fünfzig Küken in jedem Bodenstall und die Dichte betrug etwa 0,9 ft² (0,28 m²) pro Küken. Jeder Stall wurde mit einem Futtergeber vom Röhrentyp versehen und einem automatischen Kükentrinkbrunnen. Das Lichtschema war konstantes Licht für die ersten zwei Wochen und 23 LID danach. Die eine Stunde Dunkelheit war von Mitternacht bis 1 : 00 a. m. Die Lichtquelle war eine 40 Watt-Glühlampe pro Stall.
Die Küken wurden am Tag 43 gewogen, um ihr Endkörpergewicht zu bestimmen. Futterumwandlungsraten wurden bestimmt über die gesamte 43-tägige Auswachszeit. Diese Umwandlungen wurden an die Mortalitäten angepaßt. Da eine Mehrzahl der Mortalitäten während der sechsten Woche auftrat (infolge Hitzestresses), nahm man Anpassungen nur für Mortalitäten während dieser Zeitspanne vor. Alle Mortalitäten wurden seziert, um die Todesursache zu bestimmen.
Die Körpergewichte und Futterumwandlungsraten im Alter von 43 Tagen werden in Tabelle 2 angegeben. Die Daten zeigen an, daß die Non-Inj-Küken wesentlich höhere Endkörperge wichte aufwiesen als beide behandelte Gruppen (statistische Vergleiche wurden durch eine Einwegvarianzanalyse durchgeführt, die Teil des General Linear Models-Verfahrens des Statistical Analysis System ist, Statistical User's Guide, 1985; SAS Institute, Inc., Cary, NC) ist. Zusätzlich wiesen die IYS-injizierten Küken Körpergewichte auf, die im Durchschnitt 2,38% schwerer waren als das der SQ-injizierten Vögel. Dies war jedoch kein signifikanter Unterschied (P ≤ 5%).
Die Futterumwandlungsraten waren unter den drei Behandlungsgruppen nicht statistisch unterschiedlich (P ≤ 5%). Zusätzlich war die Varianz hinsichtlich der Futterumwandlungen unter Wiederholungsgruppen, die jede Behandlung ausbilden, niedrig, was eine einheitliche Futterumwandlung nahelegt.
Mortalitätsraten werden in Tabelle 3 angegeben. Die Mortalitätsraten wurden berechnet als Prozent Mortalität, die zwischen den Tagen 0 bis 36 und den Tagen 37 bis 43 über die gesamte 43-tägige Auswachszeit auftragen. Man fand keine signifikanten Unterschiede (P ≤ 5 %) hinsichtlich der Mortalitätsraten während irgendeiner der Zeitspanne. Sezieren der Mortalitäten zeigte ein einheitliches Muster. Während der Tage 0 bis 36 fand man, daß die Mortalitäten bei den Non-Inj- und SQ-injizierten Küken durch verschiedene Gründe bedingt waren, einschließlich zufälliger Todesfälle, Verhungern und Darmverschlingungen. Mortalitäten bei der IYS-injizierten Gruppe waren jedoch fast ausschließlich verursacht durch eine Traumainduzierte Infektion des Dottersackes. Während der Periode vom Tag 37 bis 43 waren die Mortalitäten in allen drei Gruppen im allgemeinen durch Hitzeerschöpfung verursacht.
Diese Ergebnisse zeigen deutlich, daß das IYS-Verfahren zum Impfen von Küken im kommerziellen Zuchtbetrieb verwendet werden kann. Diese Beobachtung wird gestützt durch die Tatsache, daß IYS-geimpfte Küken höhere Körpergewichte als SQ-Küken aufwiesen, wobei die letztgenannten durch das derzeit im kommerziellen Zuchtbetrieb weltweit verwendete Verfahren geimpft worden waren. Zusätzlich ist die Beobachtung, daß Non-Inj-Küken signifikant schwerer waren als irgendeine der geimpften Gruppen, nicht überraschend. Das Impfen ist traumatisch Dir neu geschlüpfte Küken und eine Verzögerung des Beginns des Wachstums ist nicht unerwartet. Es soll jedoch festgehalten werden, daß keiner der Vögel in diese Studie unter Marekscher Krankheit litt. Wären sie exponiert gewesen, wären die Ergebnisse zweifellos anders gewesen. Genauer gesagt wären die Non-Inj-Kontrollen empfindlich Dir Marek sche Krankheit gewesen mit dabei einhergehendem Tod und man hätte eine minimale Produktivität erwartet. TABELLE 2 Körpergewichte und Futterumwandlungsraten im Alter von 43 Tagen bei Küken, die nach den SQ- und IYS-Verfahren geimpft waren
¹ Non-Inj Kon = nicht geimpft
² SQ-Inj. = ein Tag alte Küken, die in den Nacken mit 6.000 p. f. u. aus HVT und 0,2 mg Garasol in einem Verdünnungsvolumen von 0,2 ml geimpft waren.
³ IYS Inj. = ein Tag alte Küken, die in den Dottersack geimpft waren mit 6.000 p. f. u. von HVT und 0,2 mg Garasol in einem Verdünnungsvolumen von 0,25 ml.
&sup4; F. C. = Futterumwandlungen, die auf Mortalitäten während der Tage 37 bis 43 korrigiert worden sind.
* Ein Mittel in einer Reihe mit diesem Symbol unterscheidet sich signifikant von den anderen beiden Mitteln mit einer Wahrscheinlichkeit von 5%. TABELLE 3 Mortalitätsraten (%) von 43 Tage alten Hühnchen, die nach SQ- und IYS-Verfahren geimpft waren
¹ Non-Inj Kon = nicht geimpft
² SQ-Inj. = ein Tag alte Küken, die in den Nacken mit 6.000 p. f. u. aus HVT und 0,2 mg Garasol in einem Verdünnungsvolumen von 0,2 ml geimpft waren.
³ IYS Inj. = ein Tag alte Küken, die in den Dottersack geimpft waren mit 6.000 p. f. u. von HVT und 0,2 mg Garasol in einem Verdünnungsvolumen von 0,25 ml.
Da die Futterumwandlungen zwischen den Gruppen nur wenig schwankte, konnte gefolgert werden, daß die Behandlungen den Grundmetabolismus nicht ändern würden. Wachstum und Entwicklung, wie angegeben durch Futterumwandlungen, waren in allen Gruppen ebenfalls normal.
Die Mortalitätsraten während der ersten fünf Wochen ließen vermuten, daß das IYS- Verfahren keine erhöhte Mortalität verursachte, verglichen mit dem SQ-Verfahren. Die Feststellung bei der Autopsie, daß das Injektionsassoziierte Trauma, das gelegentlich in der Dottersackregion auftrat, zeigte jedoch, daß das IYS-Verfahren mit besonderer Vorsicht durchgeführt werden muß.
Um die Wahrscheinlichkeit eines Traumas zu verringern, kann das oben beschriebene Verfahren, die Küken IYS unter Verwendung eines herkömmlichen Kükenimpfapparates zu impfen, z. B. durch die Verwendung eines Kissens verbessert werden, das aus einer weichen, biegsa men Substanz, wie Schaumgummi, hergestellt ist. Das Kissen kann so angebracht werden, daß, wenn die Küken über der Nadeleintrittsstelle angeordnet sind, das Kissen die Küken daran hindern wird, sich zu bewegen, während die Injektion durchgeführt wird. Man hat festgestellt, daß das Trauma minimiert wird, wenn sich das Küken während des Nadeleintritts nicht bewegt. Der Auslöseschalter kann auf dem Positionierungsbalken angebracht werden, so daß die Injektion ausgelöst wird durch Plazieren des Kükens gegen den Positionierungsbalken.
Während der sechs Wochen der Studie erlebte die Experimentaleinrichtung, in Mississippi, die heißeste Woche des Sommers. Nach Berichten aus der Industrie waren Mortalitätsraten von 10 bis 15% beim Auswachsen der Hühnchen üblich. Elf Ventilatoren wurden in der Auswachsstation angebracht, um zu versuchen, die Belüftung des Stalles zu maximieren. Nichtsdestotrotz führten Temperaturen von 100 bis 105ºF (37,8 bis 40,6ºC) bei einer relativen Luftfeuchtigkeit von 50 bis 75% zu einer durchschnittlichen Mortalitätsrate von 11,2% während dieser Zeitspanne extremer Hitze. Signifikante Unterschiede (P ≤ 5%) hinsichtlich der Mortalitätsraten unter den Behandlungsgruppen wurden jedoch nicht festgestellt.
Wie aus diesen Ergebnissen ersichtlich, erscheint das IYS-Verfahren zum Einführen von Medikamenten in neu geschlüpfte Küken an die kommerzielle Praxis anpassbar zu sein. Bestehendes Zuchtpersonal wird in der Lage sein, diese Technik ohne intensives erneutes Training und Umorientierung zu bewältigen. Die Produktivität, d. h. die Anzahl von Küken, die pro Stunde injiziert werden (2.500 bis 4.000 pro Stunde), sollte durch dieses Verfahren nicht beeinflußt werden, da die gleichen oder ähnliche Bewegungen wie bei den SQ-Verfahren beteiligt sind.

Beispiel 3

Vergleich der Verabreichungswege

Ein Experiment wurde durchgeführt, um die optimale Injektionstiefe und das optimale Volumen, ebenso wie den Umfang einer Verletzung des Dottersackes, zu bestimmen.
Küken: Einhundertsechzig (160) neu geschlüpfte männliche Küken wurden aus dem Labor von Choctaw Maid Hatchery in Carthage, MS, erworben. Fünfzig (50) Küken wurden zu einer jeden der drei Behandlungsgruppen zugeteilt. Nadeln (20, 22 oder 25 Gauge) wurden mit einem Korken versehen, um die Injektionstiefe auf 1, 3 oder 5 mm einzustellen. Die Injektio nen wurden unter Verwendung der Nadeln, die an Einwegplastikspritzen befestigt waren, in die umbilikale (Nabel-) Region vorgenommen, um die erwünschte Injektionstiefe zu bestimmen, die den Dottersack durchdringen würde. Nach dieser Bestimmung wurde eine Injektion einer Lösung aus Methylenblau in Saline vorgenommen. Die Auswahl des Volumens wurde vorgenommen durch Bestimmen des Volumens, das in den Sack mit minimaler Leckage akzeptiert werden würde. Die Küken wurden getötet, dann einer Autopsie nach der Injektion unterzogen, um zu bestimmen, ob eine Beschädigung und/oder eine Leckage erfolgten.

Behandlung 1: Scheinkontrollen.

Behandlung 1a: Scheinkontrollen mit schmutziger Nadel. Fünfundzwanzig (25) Küken erhielten eine Scheininjektion (Nadelinjektion gefolgt von unmittelbarer Entfernung). Die Nadel wurde zwischen den Hühnchen nicht gewechselt; deshalb erwartet man die Möglichkeit Nadel-induzierter Kontamination.
Behandlung 1b: Scheinkontrollen mit sauberer Nadel. Fünfundzwanzig (25) Küken erhielten Scheininjektionen und eine jede Injektion wurde mit einer sterilen Nadel durchgeführt.

Behandlung 2: Sahneinjektionen.

Behandlung 2a: Salineinjektionen mit schutziger Nadel. Fünfundzwanzig (25) Küken erhielten eine Dosis von 0,85% Saline (Tiefe und Volumen wie bei Behandlung 1). Die Nadeln wurden zwischen den Injektionen nicht gewechselt.
Behandlung 2b: Salineinjektionen mit sauberer Nadel. Fünfundzwanzig (25) Küken erhielten eine Salinedosis und eine sterile Nadel wurde für jede Injektion verwendet.

Behandlung 3: Glukoseinjektionen.

Behandlung 3a: Glukoseinjektionen mit schmutziger Nadel. Alle injizierten fünfundzwanzig (25) Küken erhielten eine 5% Glucoselösung (Tiefe und Volumen wie bei Behandlung 1). Die Nadel wurde zwischen den Injektionen nicht gewechselt.
Behandlung 3b: Glucoseinjektionen mit sauberer Nadel. Fünfundzwanzig (25) Küken erhielten eine Dosis von 57% Glucoselösung unter Verwendung einer sterilen Nadel für jede Injektion.
Meßparameter: Es wurden nur männliche Küken verwendet. Die Körpergewichte wurden von einem jeden Küken bestimmt (die zur Einzelidentifikation beim Schlüpfen mit einem Band versehen waren) zum Zeitpunkt der Zuweisung zu den Behandlungen und im Alter von 13 und 35 Tagen. Zehn (10) Küken wurden geschlachtet und YSWs bestimmt, um eine Basislinie für neu geschlüpfte Küken zu schaffen. Dann wurden drei (3) Küken von einer jeden der Behandlungen 1a, 1b, 2a, 2b, 3a, 3b für YSWs zum Zeitpunkt von drei Tagen nach der Behandlung geschlachtet; d. h. nicht-absorbierte Dottersäcke wurden gewogen. Die Mortalitäten wurden täglich aufgezeichnet und ein jedes tote Küken wurde einer Autopsie unterzogen in einem Versuch, die Todesursache zu bestimmen.
Man fütterte die Küken mit einer standardmäßigen experimentellen Hähnchen-Starter-Ration (siehe Beispiel 1) für die ersten zehn Tage und eine standardmäßige experimentelle Hühnchenwachstums-Ration wurde dann bis zum Ende des Experiments gefüttert. Diese Rationen entsprachen oder überschritten alle Lebensmittelanforderungen der Küken, wie beschrieben durch das National Research Council, U. S. Academy of Science, 1985, Washinton, D. C. Die Vogeldichte betrug für dieses Experiment 0,9 ft² (0,28 m²) pro Küken und es wurden jeweils fünfzig (50) Küken in drei Ställe gegeben.
Die Küken erhielten die oben beschriebene Nahrung, ebenso wie Wasser auf ad libitum Basis. Die Starter-Ration wurde für die ersten drei Tage in Pappdeckel direkt auf die Streu gegeben. Diese Vorgehensweise erlaubte einen engen Kontakt der neu geschlüpften Küken mit dem Futter und der Prozeß, daß sich ein einheitliches Fütterungsverhalten bei allen Küken einstellt, wurde maximiert. Danach waren für die Küken die Rationen in hängenden röhrenförmigen Futterapparaten verfügbar. Wasser wurde in automatischen Trinkbrunnen vorgesehen (Plasson®-Brunnen, Diversified Imports, D. I. V. Co., Lakewood, NJ). Ein Futterapparat und ein Wasserbrunnen waren in einem jeden Stall verfügbar.
Das Beleuchtungsschema bestand aus konstantem Licht für die ersten 14 Tage. Danach bestand das Beleuchten aus 23 LID, wobei die eine Stunde Dunkelheit von Mitternacht bis 1:00 am war. Die Lichtquelle war eine 40 Watt-Glühbirne für jeden Stall.
Jeder Stall war ausgestattet mit einer Infrarotheizlampe als eine Brutwärmequelle. Die Heizlampen wurden während der ersten 14 Tage verwendet, wie erforderlich, um den Küken maximalen Komfort zu bereiten.
Der Stall war ein vorgefertigtes Gebäude aus Stahl, das auf einer Betondecke stand. Die Seitenwände waren herkömmliche mit Rollen bediente Vorhänge und die Endwände und die Decke waren vollständig isoliert (R-Wert = +25). Jeder Stall war mit frischen Kieferspänen als Streu ausgestattet. Abluftventilatoren, ebenso wie Zuluftventilatoren für Frischluft waren an entgegengesetzten Enden des Gebäudes angebracht. Die Zuluft wurde durch ein Plenum geführt, um die Luft zu konditionieren (zusätzliche Heizer oder Entfeuchter), bevor sie in die allgemeine Umluft eintrat.
Das Umweltkontrollsystem des Stalles gewährleistete eine Temperatur von 85 ± 3ºF (29 ± 1ºC) für die ersten 14 Tage unabhängig von der Jahreszeit und 75 ± 3ºF (24 ± 1ºC) für den Rest der 6-wöchigen Auswachsphase, unabhängig von der Jahreszeit. Die Regulierung der Stalltemperatur wurde immer auf der Grundlage eines maximalen Kükenkomforts durchgeführt.
Die gepaarten Einlaß- und Auslaßventilatoren (an entgegengesetzten Enden des Stalles) wurden so reguliert, daß sie 15 Sekunden pro 10 Minuten für die ersten sieben Tage in Betrieb waren und 45 Sekunden pro 10 Minuten für die Tage 8 bis 14; danach war das Belüften als ein Teil des gesamten Vogelkomfortfaktors betrachtet worden.
Das folgende Schema wurde beibehalten:
Tag Ereignis
0 Schlüpfen von 160 Küken, transportiert zur Experimentalanlage.
0 Schlachte 10 Küken und bestimme YSWs.
0 Versehe die restlichen Küken mit einem Band, Körpergewichte, nehme Injektionen vor, Weise die Küken geeigneten Ställen zu.
3 Schlachte Küken - 3 von einer jeden der Behandlungen 1a, 1b, 2a, 2b, 3a und 3b geschlachtet und eine Autopsie durchgeführt, BWs und YSWs bestimmt.
12 BWs von allen Küken aufgenommen und Futterration geändert auf Wachstumsfutter.
45 Letztendliche BWs aufgenommen.
0-45 Vögel täglich geprüft, um angemessenes Management zu gewährleisten.
Die Ergebnisse sind in den Tabellen 4 bis 6 zusammengefaßt. Die Körpergewichte von Behandlungen werden angegeben für zwei bis vier Wochen alte Küken in Tabelle 4. Ein Stern zeigt an, daß das mittlere Gewicht statistisch verschieden war von den anderen Behandlungsgruppen des gleichen Alters. Der obere Wert wird in Gramm ausgedrückt, wohingegen das entsprechende Mittel in Klammern in Pfund ausgedrückt ist. YSWs werden nicht angegeben, da man zwischen den Gruppen keine statistischen Unterschiede gefunden hat. Ein Vergleich aller mit nicht-sterilen gegenüber sterilen Nadeln behandelten Vögel, unabhängig von den einzelnen Behandlungskategorien, wird in Tabelle 6 vorgesehen. Die Lebensfähigkeit der Vögel (die Anzahl der nach 2 und 5 Wochen noch lebenden, ausgedrückt als ein Prozentsatz jener am Tage 0) wird in Tabelle 7 angegeben.
Statistische Vergleiche wurden durchgeführt unter Verwendung einer Einweganalyse von Varianzen, wie oben beschrieben.

TABELLE 4

Alter (Wochen)
Behandlungen 2 5
Gramm (lbs)
Kontrolle 203.1* 1426
(0.45) (3.14)
Saline, 0.5 ml 212.1* 1430
(0.47) (3.15)
Glukose, 0.5 ml 196.5* 1395
(0.43) (3.07)

TABELLE 5

Alter (Wochen)
Nadel-Zustand 2 5
Gramm (lbs)
Steril 203.0 1375
(0.45) (3.08)
nicht-steril 206.0 1434
(0.45) (3.16)

TABELLE 6

Alter (Wochen)
2 5
Gramm (lbs)
Kontrolle 93.2 93.2
Saline, 0,5 ml 90.1 90.1
Glukose, 0,5 ml einer 5% Lösung 93.3 92.3
Man kann sehen, daß innerhalb von 2 Wochen die Küken, denen man Saline verabreicht hatte, signifikant schwerer waren (P ≤ 5%) als jene, denen man Glukose injiziert hatte. Die Gewichte der Kontrollvögel lagen zwischen den Saline- und Glukose-injizierten Vögel. Nach 5 Wochen fand man jedoch keine signifikanten Unterschiede (P ≤ 5%) zwischen BWs der drei Behandlungen.
Die Körpergewichte der Vögel, auf der Grundlage, ob eine sterile oder schmutzige Nadel verwendet wurde, sind in Tabelle 5 zusammengefaßt. Die Verwendung einer sterilen Nadel scheint das Wachstum der Küken nicht zu ändern.
Lebensfähigkeitsergebnisse werden in Tabelle 6 angegeben. Es wurde eine normale Lebensfähigkeit bei allen Gruppen festgestellt.
Man bestimmte eine bevorzugte Vorgehensweise für die manuelle Injektion über die IYS- Route, die wie folgt aussehen soll: Nehme das Küken in eine Hand, und halte es so, daß die umbilikale (Nabel-) Region sichtbar ist. Führe mit der anderen Hand eine 1 inch (2,5 cm) lange 20 oder 22 Gauge-Nadel in die Abdominalregion ein, wobei das Ziel ein Ring um den Umbilicus ist, der einen Durchmesser von 1 cm nicht überschreiten soll. Der Umbilicus sollte zwischen dem Zentrum und der 12 Uhr-Position des Kreises liegen. Die bevorzugte Tiefe beträgt 3 mm. Dies kann bewirkt werden, indem ein Kork-Stopper über die Nadel plaziert wird, so daß nur die letzten 3 mm der Nadel exponiert sind. Es bedarf eines schnellen Stoßes, um die Haut und das darunterliegende Gewebe über dem Dottersack zu punktieren. Das erwünschte Volumen beträgt 0,5 ml Lösung. Dieses Volumen, wenn injiziert, wird zu einer minimalen Leckage aus dem Sack führen. Die Nadel sollte dann entfernt werden und das nächste Küken sollte dann injiziert werden. Die Gesamtzeit für eine Handinjektion beträgt 2 bis 3 Sekunden.
Die Ergebnisse dieses Experiments zeigen klar, daß die IYS-Verabreichung von "im allgemeinen als sicher betrachtet" (GRAS)-Verbindungen, d. h. Saline und Glukose, für 1 Tag alte Hühnchen nicht schädlich war. Das erhöhte BW bei den Saline-injizierten Küken im Alter von 2 Wochen resultierte wahrscheinlich aus einem positiven Hydrierungseffekt. Zusätzlich beruhte der negative Wachstumseffekt, der durch die Injektion von Glukose verursacht war, wahrscheinlich auf einer nahezu toxischen Glukosedosis.
Die Ergebnisse in der Woche fünf, d. h., normales Wachstum und Lebensfähigkeit unabhängig von der Behandlung und Sterilität der Nadel, zeigten an, daß das IYS-Verfahren für Hähnchen sicher ist, die unter Bodenstallbedingungen aufgezogen werden.

Beispiel 4

Impfung gegen Kokzidiose unter Laborbedingungen

Insgesamt wurden 675 neu geschlüpfte Hühnchen von einer Zuchtanstalt in Philadelphia, MS, erhalten. Diese Küken wurden einzeln am Flügel mit einem Band versehen, um die Identifi zierung der Küken zu erleichtern. Die Küken wurden in Gruppen zu 1 S Küken 45 Ställen zugewiesen. Die Ställe waren in beheizten, Metallbatteriekäfigen angeordnet. Die Käfige wurden in einem umweltkontrollierten Raum gehalten, der konstante Temperaturen zwischen 80 und 85ºF (27 und 29ºC) gewährleistete. Die Batteriekäfige waren mit thermostatisch kontrollierten Heizgeräten ausgestattet und die Bruttemperatur wurde bei 90ºF (32ºC) für die Tage 0 bis 7,85ºF (29ºC) für die Tage 8 bis 14 und 75ºF (24ºC) danach gehalten. Der Raum wurde durch oben fest angebrachte fluoreszierende Installationen erhellt und es wurde eine andauernde Beleuchtung vorgesehen.
Die Küken in den Behandlungen 1 bis 8 unten wurden ad libitum mit einem standardmäßigen Mais-Soja-Futter gefüttert, das kein hinzugefügtes Fett enthielt. Dieses Verhältnis entsprach oder überschritt alle bekannten Nahrungserfordernisse der Küken, wie beschrieben durch das National Research Council, U. S. Academy of Science, Washington, D. C. (1985). Das Futter von Behandlung 9 war identisch mit dem von anderen Behandlungen, wobei die einzige Ausnahme darin bestand, daß BioCox® (ein chemisches Ionophoren-anti-Kokzidium mit Salinomycin-Natrium als das aktive Bestandteil; Agri-Bio Corp., Niederlassung von A. H. Robbins Co., Gainesville, GA) zu 60 Gramm pro Tonne (66 mg/kg) hinzugegeben wurde.
Eine jede der neun Behandlungen wurde an 5 Kükenställen durchgeführt:
Die Oozysten für die Behandlungen 3 bis 7, ebenso wie Oozysten für alle Tests wurden hergestellt gemäß den anerkannten experimentellen Verfahrensweisen. Küken, die nicht in dieser Studie verwendet wurden, wurden in Isolierkäfigen aufgezogen, oral mit Oozysten von Eime ria tenella infiziert, und 5 Tage nach Infektion geschlachtet. Ihr Darm wurde entfernt, um die Darminhalte zu sammeln, die die Oozysten enthalten, und die Oozysten wurden geerntet. Die Oozysten konnten dann als Vakzine oder als infektiöse Expositionen verwendet werden.
Impfungen für die Behandlungen 3 bis 6 wurden in den Dottersack vorgenommen und unter Verwendung des automatischen Injektors Vineland ViMark, der wie hierin beschrieben, modifiziert war. Diese Injektionen wurden am Tag 0 gegeben. Behandlung 7, d. h. Trickle- Impfung, wurde vorgenommen, indem Küken am Tag 0 mit 200 Oozysten in 1 ml destilliertem Wasser gavagiert wurden. Eine Gavage-Nadel, angebracht an eine 6 cc-Spritze, wurde in den Ösophagus eingeführt, nahe dem Kropf und die Gavage-Lösung wurde direkt in den Kropf abgegeben. Behandlung 8, d. h. CocciVac® (ein Vakzin, das Oozysten gegen 4 Arten von Eimeria enthält, das empfohlen wird, auf das erste Futter von Küken zu sprühen, Sterwin Laboratories, Inc., Niederlassung von Pitman Moore, Co., Millsboro, DE) wurde oral in 0 Tage alte Küken gavagiert in einer Menge von 0,1 ml CocciVac in 0,9 ml destilliertem Wasser. Behandlung 9 umfaßte keine Impfungen, vielmehr wurde BioCox zu allem Futter hinzugegeben, das den Küken in dem oben beschriebenen Umfang gegeben wurde.
Alle Küken wurden getestet durch orale Gavage von 50.000 sporulierten Oozysten (passiert durch ein Küken und wiedergewonnen, um Infizierbarkeit zu gewährleisten) in 1 ml destilliertem Wasser am Tag 21. Da 5 Ställe von Hühnchen jeweils die Behandlungen erfuhren, wies eine jede Behandlung dann 5 Wiederholungen auf.
Das folgende Schema wurde beibehalten:

Tag Ereignis

0 Ausbrüten von 675 Küken, Transportieren zu der experimentellen Anlage.
0 Versehe die Küken mit einem Band, Körpergewichte, nehme Injektionen und Gavagen vor und Weise die Küken geeigneten Ställen zu.
21 Wiege alle Küken und exponiere sie mit 50.000 Oozysten.
28 Wiege alle Küken, schlachte sie dann und führe eine Autopsie durch, um Läsionsbewertungspunkte zu bestimmen.
0 bis 28 Die Vögel werden jeden Tag überprüft, um geeignetes Management zu gewährleisten.
Die folgenden Maßnahmen wurden durchgeführt:
(a) Die Körpergewichte wurden zum Zeitpunkt des Schlüpfens bestimmt, zum Zeitpunkt der Exposition und wieder 8 Tage nach der Exposition. Die Gewichtszunahme wurde für jede Zeitspanne berechnet.
(b) Läsionsbewertungen wurden getrennt 8 Tage nach der Reizung dem linken und rechten Coecalbeutel zugewiesen. Die durchschnittliche Läsionsbewertung von einem jeden Küken wurde dann berechnet. Läsionsbewertungen wurden bestimmt durch Untersuchen eines jeden Coecalbeutels und dann Zuweisen einer Bewertung auf der Grundlage einer Skala von 0 bis 4, wobei 0 normal, 1 = leichte Rötung und Schwellung; 2 = offenes Blut in Coecalinhalten; 3 = geronnene Coecalinhalte, geschwollen und gefüllt mit zellulärem Debris und Blut, und 4 = Kernbildung in Coecallumen mit extensivem Gewebeschaden und Schorfbildung ist.
(c) Mortalitäten wurden auf einer Tagesbasis aufgezeichnet und Mortalitäten vor und nach Exposition berechnet.
Statistische Vergleiche wurden durchgeführt unter Verwendung einer Einwegvarianzanalyse, wie oben beschrieben.
Die Ergebnisse dieser Experimente sind in Tabelle 7 gezeigt. Vor der Exposition, d. h. in Woche 0 bis 3, waren Körpergewichte und Mortalitätsraten zwischen den Behandlungen nicht signifikant verschieden (P ≤ 5%). Diese Ergebnisse zeigen, daß keine der Behandlungen die Küken nachteilig beeinflußte. Ein Zugewinn im Zusammenhang mit den Behandlungen während und auch unmittelbar nach der Reizung, d. h. in den Wochen 3 bis 4, zeigten, daß alle Behandlungen, einschließlich der negativen Kontrollen, den Zugewinn signifikant verringerten (P ≤ 5%). Der Zugewinn bei positiven Kontrollen war jedoch nicht signifikant (P ≤ 5%) verschieden von irgendeiner der anderen Behandlungen. Zusätzliche Mortalitätsraten während der Reizungsperiode, d. h., in den Wochen 3 bis 4, waren nicht signifikant verschieden (P ≤ 5 %) zwischen irgendeiner der Behandlungsgruppen. Diese Ergebnisse zeigen, daß alle Behandlungen die Küken schützten, so daß ein normales Wachstum und eine normale Lebensfähigkeit gewährleistet wurde.
Coecalbeutelläsionsbewertungen zeigten an, daß nur Behandlung 9, d. h., BioCox, den Darm in einer Art und Weise schützte entsprechend den nicht-exponierten Negativkontrollen. Alle IYS-Behandlungen waren jedoch numerisch, nicht aber signifikant (P ≤ 5%) überlegen beim Schützen des Darms gegenüber dem kommerziell erhältlichen CocciVac-Kokzidiose- Impfstoff.
Es ist postuliert worden, daß die Auskleidung des Darms befallen sein muß, damit sich der Prozeß der Immunität entwickelt, wenn ein Kokzidienvakzin verabreicht wird. Ionophorenanti-Kokzidia verhindern jedoch, daß Eimeria in die Auskleidung des Darms eintritt, weshalb das Fehlen von coccalen Läsionen erwartet wurde. Ionophoren-anti-Kokzidia können anfangen bei weltweiter Verwendung zu scheitern beginnen, da Parasitenpopulationen gegenüber dem Wirkstoff resistent werden. Diese Wirkstoffresistenz kann augenscheinlich erfolgen infolge der genetischen Adaptierbarkeit des Parasiten in Antwort auf verlängerter Wirkstoffexposition. TABELLE 7 Antwort von Küken, die IYS mit sporulierten Oozysten geimpft wurden
a-b Mittel in einer Säule, die verschiedene hochgestellte Buchstaben haben, unterscheiden sich signifikant mit einer Wahrscheinlichkein von 5%.
¹ bis 3 wk-Zugewinn ist Zugewinn vom Ausbrüten bis unmittelbar vor Exponieren mit sporulierten Oozysten.
² bis 3 wk-Mort. ist kumulative Mortalität vom Schlüpfen bis unmittelbar vor Exposition mit sporulierten Oozysten.
³ bis 4 wk-Zugewinn ist Zugewinn während der Woche unmittelbar nach der Exposition mit sporulierten Oozysten.
&sup4; bis 4 wk-Mort. ist kumulative Mortalität während der Woche unmittelbar nach Exposition von sporulierten Oozysten.

Beispiel 5

Impfung gegen Kokzidiose unter Feldbedingungen mit einem Impfstoff vom Oozysten-Typ

Insgesamt 400 Hühnchenküken wurden erhalten von einer Brutstation in Philadelphia, Mississippi. Die Küken wurden zu der experimentalen Anlage in einem beheizten Fahrzeug transportiert und Behandlungen wurden innerhalb 24 Stunden nach dem Schlüpfen vorgenommen.
Die Küken wurden in der Hühnchenaufzuchteinrichtung, die in Beispiel 3 beschrieben wurde, gehalten. Die Anlage stellt Bedingungen bereit, die ähnlich sind denjenigen der meisten kommerziellen Hähnchenaufzuchtanstalten in den Vereinigten Staaten. Die bei diesem Experiment verwendeten Managementverfahrensweisen waren so, wie oben beschrieben.
Man versah die Küken an den Flügeln mit Bändern und wies sie dann acht Gruppen von 50 Küken zu. Eine jede Gruppe wurde in einem Stall innerhalb der Aufzuchteinrichtung gehalten. Zwei Gruppen wurden zu einer jeden der vier Behandlungen zugewiesen. Die Behandlungen waren wie folgt:
Die Behandlungen 3 und 4 wurden vorgenommen unter Verwendung eines geeignet modifizierten automatisierten, pneumatischen Vineland ViMark Kükenimpfapparates.
Bei Behandlung 3 wurde jedes Tag-0-Küken mit IYS mit 200 sporulierten Oozyssten injiziert (hergestellt, wie in Beispiel 4). Bei Behandlung 4 wurde jedes Küken oral gavagiert (wie in Beispiel 4) mit 200 sporulierten Oozysten.
Das folgende Schema wurde beibehalten:

Tag Ereignis

0 Brüte 400 Küken aus, transportiere sie zu Versuchsanlagen.
0 Versehe die Küken mit einem Band, Körper- und Nahrungsgewichte, nehme Injektionen und Gavagen vor und Weise die Küken geeigneten Ställen zu.
7 Schlachte fünf Küken von einer jeden Behandlung, um Dottersackabsorption zu bewerten.
21 Wiege alle Küken und das Futter, exponiere dann mit 50.000 Oozysten/Küken.
28 Wiege alle Küken und das Futter, schlachte dann 10 von jedem Stall, führe eine Autopsie durch, um Läsionsbewertungen vorzunehmen.
36 Wiege alle Küken und das Futter.
0-36 Die Vögel wurden täglich überprüft, um geeignetes Management zu gewährleisten.
Die folgenden Messungen wurden durchgeführt:
(a) Das Körpergewicht wurde zum Zeitpunkt des Schlüpfens bestimmt, zum Zeitpunkt der Exposition, 8 Tage nach der Exposition und im Alter von 36 Tagen. Der Gewichtszugewinn während der Periode vor der Reizung (Wochen 0 bis 3), Reizungsperiode (Wochen 3 bis 4) und letztendlichen Aufzuchtperiode (Wochen 4 bis 6) wurde berechnet.
(b) Läsionsbewertungen an getrennten Coecalbeuteln wurden (wie in Beispiel 4 oben beschrieben) 8 Tage nach der Reizung (Wochen 3 bis 4) vorgenommen.
(c) Futterumwandlungsraten wurden berechnet während einer jeden Periode und das Verhältnis war: während der Zeit verbrauchtes Futter geteilt durch Körpergewichtszugewinn während der Zeit.
(d) Die Mortalitäten wurden auf einer Tagesbasis aufgezeichnet und für jede Periode berechnet.
Statistische Vergleiche wurden angestellt unter Verwendung einer Einwegvarianzanalyse. Die Ergebnisse dieser Experimente sind in Tabelle 8 zusammengefaßt. Während der Periode vor der Exposition (Wochen 0 bis 3) traten keine signifikanten (P ≤ 5%) Unterschiede hinsichtlich Körpergewichtzugewinn, Mortalitätsraten und Futterkonversionen auf. Diese Ergebnisse zeigen an, daß die Behandlungen das normale Wachstum und Lebensfähigkeit der jungen Küken nicht beeinflußte.
Es wurden jedoch während der Expositionsperiode signifikante Veränderungen (P ≤ 5%) bei den Zugewinnen und Läsionsbewertungen aufgezeichnet. Der Zugewinn bei den Positivkontrollen war signifikant geringer als bei den anderen drei Behandlungen und die IYS-Küken wiesen einen signifikant geringeren Zugewinn auf als die beiden Negativkontrollen und Trickle-behandelte Küken. Die Läsionsbewertungen waren signifikant geringer (P ≤ 5%) als bei den Negativkontrollen wie bei allen anderen Kontrollen und die Trickle-behandelten Küken wiesen eine signifikant geringere (P 5%) mittlere Läsionsbewertung auf als die Positivkontrollen und die IYS-behandelten Küken.
Eine einzelne signifikante (P ≤ 5 %) Wirkung wurde während der letzten Aufzuchtperiode (Wochen 4 bis 6) beobachtet. Negativkontrollen wiesen einen geringeren Zugewinn auf als die Positivkontrollen.
Diese Ergebnisse zeigen an, daß, verglichen mit den Kontrollen, sowohl die IYS- als auch Trickle-Behandlungen die Küken mit einem nützlichen Schutz versahen. Die Trickle- Behandlung lieferte etwas besseren Schutz als die IYS-Behandlung, was erwartet werden konnte, da die Verabreichung von 200 Oozysten zur bevorzugten Zeit, d. h. früh während der post-natalen Periode, bekanntermaßen ein hohes Maß an Immunität liefert. TABELLE 8 Ergebnisse der IYS-Oozysten-Impfung von Küken unter Feldbedingungen
a-b Mittel in einer Reihe, d. h. für jeden Parameter, die verschiedene hochgestellte Buchstaben zeigen, unterscheiden sich signifikant mit einer Wahrscheinlichkeit von 5%.
¹&supmin;³ Zugewinn bei 0 bis 3 Wochen ist Zugewinn vor Exposition; Zugewinn bei 3 bis 4 Wochen ist Zugewinn während der Wochen unmittelbar nach Exposition; und Zugewinn 4 bis 6 Wochen ist der Zugewinn während der letzten 2 Wochen des Experiments.
&sup4;&supmin;&sup6; Mort. bei 0 bis 3 Wochen ist kumulative Mortalität vor Exposition; Mort. bei 3 bis 4 Wochen ist kumulative Mortalität während der Woche unmittelbar nach Exposition; und Mort. bei 4 bis 6 Wochen ist kumulative Mortalität während der letzten zwei Wochen des Experiments.
FC bedeutet Konversionsrate, d. h. verbrauchte Gramm Futter pro Gramm Körpergewichtzugewinn. FC bei 0 bis 3 ist Futterkonversion vor Exposition, FC bei 3 bis 4 Wochen ist Futterkonversion während der Woche unmittelbar nach Exposition und FC bei 4 bis 6 Wochen ist Futterkonversion während der letzten zwei Wochen des Experiments.

Beispiel 6

Impfung gegen Kokzidiose unter Feldbedingungen mit einem Sporozoitenimpfstoff

Sporozoiten wurden als ein Kandidat, in einem bevorzugten Verfahren, für die aktive Komponente eines Kokzidiose-Impfstoffes bewertet. Sporozoiten sind das infektiöse Stadium des Parasiten. Das soll heißen, daß, wenn Oozysten injiziert werden, die sauren Bedingungen zusammen mit den Verdauungsenzymen des Darms die Oozysten ausschneiden und Sporozoiten freigesetzt werden. Diese Lebensform von Eimeria ist in der Lage, die epithelialen Zielzellen des Darms zu infizieren. Sporozoiten können in der Lage sein, an T-Lymphozyten zu binden und dann in diese einzudringen, die mit der epithelialen Auskleidung des Darms eng verbunden sind. Die T-Zellen würden dann in der Lage sein, zelluläre Immunität zu initiieren.
Insgesamt 1.000 Hühnchen wurden bei diesem Experiment verwendet. Diese Küken wurden aus einer Brutanstalt in Philadelphia, MS, erhalten. Die in diesem Experiment verwendeten Managementverfahrensweisen sind oben beschrieben worden (Beispiel 3).
Fünfzig Küken wurden zu 20 Ställen in einer Aufzuchteinrichtung zugewiesen. Fünf Ställe wurden zufällig zu 4 Behandlungen zugewiesen. Somit bestand ein jedes Experiment aus 5 Wiederholungen.
Die vier Behandlungen waren wie folgt:
Behandlung 3, d. h. die IYS-behandelten Küken, erhielten 200 Sporozoiten, die gesammelt wurden durch Excistieren von 200 Sporozoiten. Das Verfahren zum Excistieren wurde durchgeführt, wie beschrieben von Hofmann und Raether (Parasitol. 76 : 479-486 (1990)). Eine bekannte Anzahl von Oozysten wurde in ein Zentrifugenröhrchen gegeben und rotiert, um ein Pellet zu ergeben. Der Überstand wurde dekantiert und durch Hanks balanced salt solution (HBSS) ersetzt. Glaskügelchen mit einem Durchmesser von 1 mm wurden in die Oozysten- Suspension gegeben und in einem Vortex rotiert, bis alle Oozysten aufgebrochen waren. Die freigesetzten Sporozoiten wurden von den Glaskügelchen abgewaschen, dann in einer Zentrifuge rotiert, um ein Pellet zu bilden. Die Sporozoiten wurden dann in 100 ml HBSS gegeben, die 0,25% Trypsin und 4% Taurodeoxycholinsäure enthielt. Die Suspension wurde in einem schüttelnden Wasserbad für 90 Minuten bei 41ºC inkubiert. Die Sporozoiten wurden dann rotiert, um ein Pellet zu bilden, in HBSS resuspendiert und als der Impfstoff verwendet. Behandlung 4, d. h., Trickle-behandelte Küken, erhielten 200 sporulierte Oozysten durch orale Gavage, wie oben beschrieben (Beispiel 4).
Die Behandlungen 2, 3 und 4 wurden am Tag 21 durch orale Gavage mit 50.000 Oozysten pro Küken exponiert.
Die folgenden Messungen wurden durchgeführt:
(a) Körpergewichte wurden zum Zeitpunkt des Schlüpfens, zum Zeitpunkt der Exposition und 8 Tage nach der Exposition aufgenommen.
(b) Läsionsbewertungen (wie in Beispiel 4) wurden 8 Tage nach dem Schlüpfen in einem Kükenstall von einer jeden Behandlung vorgenommen.
(c) Mortalitäten wurden auf einer täglichen Basis aufgezeichnet und Mortalitätsraten vor und nach Exposition berechnet.
(d) Futterumwandlungsraten wurden berechnet (siehe Beispiel 5) vor und nach Exposition.
Das folgende Schema wurde beibehalten:

Tag Ereignis

0 Ausbrüten von 1.000 Küken, Transport zur Experimentalanlage.
0 Versehe Küken mit einem Band. Körper- und Futtergewicht, nehme Injektionen und Gavagen vor und Weise die Küken geeigneten Ställen zu.
21 Wiege alle Küken und Futter, exponiere dann mit 50.000 Oozysten/Küken.
28 Wiege alle Küken und Futter, schlachte dann einen Stall von jeder Behandlung, nehme eine Autopsie vor, um Läsionsbewertungen zu bestimmen.
0-28 Die Vögel wurden täglich überprüft, um geeignetes Management zu gewährleisten.
Statistische Vergleiche wurden unter Verwendung einer Einwegvarianzanalyse durchgeführt, wie oben beschrieben. Die Ergebnisse dieser Experimente sind in Tabelle 9 zusammengefaßt. Vor der Exposition wuchsen alle Küken mit einer statistisch ähnlichen Rate und signifikante Unterschiede (P ≤ 5%) betreffend die Mortalitätsrate ebenso wie Futterumwandlungsraten wurden nicht festgestellt. Diese Ergebnisse schlagen vor, daß der Impfstoff vom Sporozoitentyp Wachstum, Entwicklung und Lebensfähigkeit der Küken während der frühen Entwicklungsperiode nicht beeinflußt.
Während der Expositionsperiode stellte man signifikante (P 5%) Unterschiede zwischen den Behandlungen fest. Die Positivkontrollen legten signifikant weniger Gewicht zu als alle anderen Gruppen. Es ist interessant festzustellen, daß die anderen drei Gruppen statistisch nicht unterschiedlich waren. Läsionsbewertungen bei der Negativkontrollgruppe waren nicht signifikant geringer als in allen anderen Gruppen und IYS- und Trickle-Behandlungen, obwohl nicht signifikant verschieden voneinander, waren signifikant niedriger als die Positivkontrollen.
Die Ergebnisse zeigen an, daß der Sporozoiten-Impfstoff Küken genauso schützte wie die Trickle-Behandlung mit Oozysten und sogar besser als der Oozysten-Impfstoff. Diese Ergebnisse schlagen vor, daß sich, wenn Sporozoiten verwendet werden, um Tage alte Küken über die Intra-Dottersackroute zu immunisieren, Immunität in so früh wie 3 Wochen entwickelt, um Hühnchen vor der Exposition mit lebenden Oozysten zu schützen. Dieser Schutz war vergleichbar demjenigen, der durch frühe Trickle-Impfung mit 200 Oozysten erbracht wurde. Diese Ergebnisse schlagen vor, daß IYS-Impfung mit Sporozoiten eine machbare und kommerziell vorteilhafte Verfahrensweise ist. TABELLE 9 Ergebnisse von IYS-Sporozoiten-Impfung von Küken unter Feldbedingungen
a-c Mittel in einer Reihe, d. h. für jeden Parameter, die verschiedene hochgestellte Buchstaben aufweisen, unterscheiden sich signifikant mit einer Wahrscheinlichkeit von 5 %.
¹&supmin;² Zuwachs (0 bis 3 Wochen) ist Zuwachs vor Exposition; Zuwachs (3 bis 4 Wochen) ist Zuwachs während der Woche unmittelbar nach Exposition.
³&supmin;&sup4; Mort (0 bis 3 Wochen) ist Prozent kumulative Mortalität während der Zeit vor Exposition und Mort (3 bis 4 Wochen) ist Prozent kumulative Mortalität während der Woche unmittelbar nach Exposition.
&sup5;&supmin;&sup6; FC (0 bis 3 Wochen) ist Futterumwandlungsrate während der Zeit vor Exposition und FC (3 bis 4 Wochen) ist Futterumwandlungsrate während der Woche unmittelbar nach Exposition.
Läsionsbewertungen 3 bis 4 Wochen ist das Mittel der Läsionsbewertung während der Woche unmittelbar nach Exposition.
Die obigen Beispiele sollen Aspekte betreffend die Erfindung veranschaulichen, sind jedoch nicht in irgendeiner Weise Teil der Erfindung.

Claims

1. Verwendung eines Vakzins, Probiotikums, Wachstumsstimulators oder Geschlechtsfunktionsmodifizierungsmittels für die Herstellung eines Medikaments zur Injektion in den Dottersack von neugeschlüpftem, gezüchtetem Geflügel.

2. Die Verwendung nach Anspruch 1, wobei das Medikament ein Vakzin umfaßt.

3. Die Verwendung nach Anspruch 2, wobei das Medikament ein Vakzin für Kokzidiose umfaßt.

4. Die Verwendung nach Anspruch 3, wobei das Vakzin ausgewählt ist aus der Gruppe, die Oozysten und Sporozoiten der Gattung Eimeria umfaßt.

5. Die Verwendung nach Anspruch 1, wobei das Medikament einen Wachstumsfaktor umfaßt, der ausgewählt ist aus der Gruppe, die Wachstumshormon, Wachstumshormon-freisetzendes Hormon, Insulin-ähnliche Wachstumsfaktoren I und II, Vogelinterleukine (z. B. aIL&sub2;), Nervenwachstumsfaktoren, Thyroxin-freisetzendes Hormon, Thyroxin-stimulierendes Hormon, Monojodtyrosin, Dijodtyrosin, Trijodtyrosin, Thyroxin und Corticosteron umfaßt.

6. Die Verwendung nach Anspruch 1, wobei das Medikament ein Geschlechtsfunktionsmodifizierungsmittel umfaßt, das ausgewählt ist aus der Gruppe, die Medullarin-inhibitorische Substanz, 17-beta-Estradiol, Estron, Estrogen, Progesteron, Testosteron, Epiandrostendion, Gonadrotropin-freisetzendes Hormon, follikelstimulierendes Hormon, luteinisierendes Hormon und Prolactin umfaßt.

7. Die Verwendung nach Anspruch 1, wobei das Medikament nützlich ist für die Behandlung einer Geflügelkrankheit, die ausgewählt ist aus der Gruppe, die Geflügelcholera, Colibacillose, Geflügelpocken, infektiöse Bronchitis, infektiöse Bursaerkrankung, Laryngotracheitis, Leukosekomplex, Mareksche Erkrankung, lymphoide Leukose, Reticuloendotheliose, lymphoproliferative Erkrankung, Newcastle Disease und virale Arthritis umfaßt.

8. Die Verwendung nach einem der Ansprüche 1 bis 7, wobei die Injektion vorgenommen wird innerhalb von etwa 24 Stunden, nachdem das Küken geschlüpft ist.