DE60025485T2

DE60025485T2 - Verfahren zur herstellung von op-detoxifizierenden schwämmen

Info

Publication number: DE60025485T2
Application number: DE60025485T
Authority: DE
Inventors: K. Richard Potomac GORDON; P. Bhupendra Potomac DOCTOR; Ashima Fairfax SAXENA; R. Shawn Damascus FEASTER; Donald Maxwell; Michelle Ross; David Bel Air LENZ; E. Keith Pittsburgh LEJEUNE; J. Alan Wexford RUSSELL
Original assignee: US Army Medical Research and Materiel Command USAMRMC
Current assignee: US Army Medical Research and Materiel Command USAMRMC
Priority date: 1999-04-26
Filing date: 2000-04-26
Publication date: 2006-09-21
Anticipated expiration: 2020-04-27
Also published as: IL146201A0; DE60025485D1; US20040005681A1; US6642037B2; WO2000064539A1; AU4975100A; EP1173256A1; US20030113902A1; EP1173256B1; JP2002541997A; IL146201A; ATE315426T1

Description

Diese Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung von Materialien und Verfahren zur Verwendung dieser Materialien zum Neutralisieren, Entgiften oder Dekontaminieren von Ausrüstungen bzw. Geräten und/oder Personal, die bzw. das Organophosphor- und Organoschwefelverbindungen ausgesetzt sind bzw. ist.
Verfahren zur Dekontaminierung, Neutralisation und Entfernung von Chemikalien, wie z.B. Organophosphor- und Organoschwefelverbindungen (OP bezieht sich auf beide), Herbiziden und Insektiziden, sind bekannt. Die Zusammensetzungen und Vorrichtungen, die in den Verfahren des Standes der Technik verwendet werden, weisen jedoch unerwünschte Eigenschaften auf, wie z.B. eine Korrosivität, eine Entflammbarkeit, eine Toxizität, Schwierigkeiten bei der Herstellung und Lagerung und eine begrenzte Lagerdauer.
Beispielsweise umfasst DS2, ein Standard-Dekontaminationsmittel, 70 Gew.-% Diethylentriamin, 28 Gew.-% Ethylenglykolmonomethylether und 2 Gew.-% NaOH. Obwohl DS2 wirksam ist, ist es beim Aussetzen gegenüber Luft korrosiv. DS2 und jedwedes Material, das aus dessen Verwendung resultiert, wird als gefährliches Material eingestuft und kontrolliert. Nach der Anwendung muss das DS2 30 min belassen werden, bevor der behandelte Bereich mit Wasser gespült wird. Zusätzlich umfasst DS2 ein Teratogen.
Einige Dekontaminationsverfahren nutzen Hypochloritformulierungen, die korrosiv und toxisch sind und Menschen und empfindliche Gewebe wie z.B. die Augen schädigen. Andere Verfahren umfassen das Verbrennen des kontaminierten Materials und Nutzen von Kohlenstofffiltern zum Absorbieren der Chemikalienrückstände. Andere Verfahren nutzen Polymerkügelchen oder Mikroemulsionen, welche die Chemikalie absorbieren, und müssen weggespült werden. Diese Verfahren sind inhärent gefährlich, teuer und erzeugen gefährlichen Abfall. Da ferner viele dieser verwendeten Zusammensetzungen und Verbindungen beim Aussetzen gegenüber Wasser und Kohlendioxid zersetzt werden, müssen diese Zu Zummensetzungen und Verbindungen am Tag ihrer Herstellung verwendet werden.
Einige in vivo-Verfahren nutzen Cholinesterase in der Gegenwart von nukleophilen Oximen zum Entgiften von OP-Verbindungen. Dieser Enzym-Bioeinfangmittel-Ansatz ist gegen verschiedene OP-Verbindungen in Nagern und nicht-menschlichen Primaten effektiv. Beispiels weise verleiht die Vorbehandlung von Rhesusaffen mit Acetylcholinesterase aus fetalem Rinderserum (FBS-AChE) oder Butyrylcholinesterase aus Pferdeserum (Eq-BChE) einen Schutz gegen bis zu 5 LD₅₀ Soman, einem hochtoxischen OP-Nervengift. Obwohl die Verwendung eines Enzyms als einzelner Vorbehandlungsarzneistoff für eine OP-Toxizität ausreichend ist, um einen vollständigen Schutz für ein einzelnes Lebewesen bereitzustellen, ist eine relativ große (stöchiometrische) Menge des Enzyms erforderlich, um die OP-Verbindung in vivo zu neutralisieren. Daher wird die OP/Enzym-Stöchiometrie durch die Kombination einer Enzymvorbehandlung mit einer Oximreaktivierung erhöht, so dass die katalytische Aktivität von OP-inhibiertem FBS-AChE schnell und kontinuierlich wiederhergestellt und die OP-Verbindung entgiftet wird.
Es ist klar, dass ein Bedarf für bessere Verfahren und Vorrichtungen zum Neutralisieren, Entgiften, Dekontaminieren und Reinigen von Materialien, Ausrüstungen bzw. Geräten und Personal besteht, die bzw. das OP-Verbindungen ausgesetzt sind.
Kürzlich wurden OP-entgiftende Verbindungen, Vorrichtungen und Verfahren dafür entwickelt, welche die sichere, effektive und bequeme Entgiftung hochtoxischer Verbindungen ermöglichen, die im Stand der Technik nicht möglich ist. Diese umweltfreundlichen Verbindungen, Vorrichtungen und Verfahren werden nachstehend beschrieben.
Die vorliegende Erfindung betrifft Verfahren zur Herstellung von Materialien und Verfahren zur Verwendung dieser Materialien zum Neutralisieren, Entgiften oder Dekontaminieren von Ausrüstungen bzw. Geräten und/oder Personal, die bzw. das OP-Verbindungen ausgesetzt sind bzw. ist.
Das Material kann ein Gemisch aus Enzymen und Substraten zur Entfernung, Dekontamination und Neutralisation von OP-Verbindungen umfassen, einschließlich solchen, die gegen Menschen gerichtet sind. Das verwendete Gemisch von Enzymen umfasst Cholinesterasen (ChE's) und/oder OP-Hydrolasen und Reaktivierungsmittel, wie z.B. Oxime, die monobisquaternäre Oxime umfassen. Das Material umfasst einen flexiblen oder starren porösen Träger, bei dem es sich um eine Polyurethanmatrix oder ein Äquivalent davon handelt.
Beispielsweise kann der poröse Träger eine flexible, schwammartige Substanz oder ein entsprechendes Material sein, wobei die Enzyme durch eine Immobilisierung gehalten werden. Abhängig von dem verwendeten Polyurethanvorpolymer können poröse Träger mit unterschiedlichen Graden an Flexibilität und Porosität erhalten werden. Der poröse Träger kann abhängig vom Bedarf und von der Form des Formwerkzeugs in verschiedenen Formen, Grö ßen und Dichten ausgebildet werden. Beispielsweise kann der poröse Träger als typischer Haushaltsschwamm oder als Wischtuch ausgebildet werden. Die bevorzugten Abmessungen des Schwamms sind 25,4 × 50,8 × 203,2 mm (1'' × 2'' × 8'') bis 50,8 × 101,6 × 203,2 mm (2'' × 4'' × 8''). Die bevorzugten Abmessungen des Wischtuchs sind 101,6 × 101,6 × 6,4 mm (4'' × 4'' × 0,25'') bis 101,6 × 101,6 × 0,8 mm (4'' × 4'' × 0,03125'') bis 355,6 × 355,6 × 1,6 mm (14'' × 14'' × 0,0625''). Während einer Synthese im großen Maßstab können die Abmessungen des ursprünglichen Produkts mit dem immobilisierten Enzym groß sein. Beispielsweise könnten Rollen mit etwa 1,22 × 2,44 m (4 Fuß × 8 Fuß) hergestellt und in der zweckmäßigen Größe bereitgestellt werden, wie es vorstehend beschrieben worden ist. Der schwammartige Träger wäre zur Verwendung auf Oberflächen bevorzugt, einschließlich natürlicher, synthetischer und biologischer Oberflächen, wie z.B. von Ausrüstungen bzw. Geräten, Laborgeräten, Vorrichtungen, der Haut und anderer empfindlicher Membranen, wenn eine Dekontamination einer rauhen oder unregelmäßigen Oberfläche erwünscht ist oder wenn die Dekontaminationsmaterialien des Standes der Technik mit menschlichem Gewebe unverträglich sind. Beispielsweise können die Materialien verwendet werden, um Wunden zu reinigen und zu dekontaminieren, da sie nicht toxisch sind und die immobilisierten Enzyme nicht in eine Wunde ausgewaschen werden. Daher könnten die Schwämme verwendet werden, um Zivilpersonen zu dekontaminieren, die durch einen terroristischen Angriff bei einem öffentlichen Ereignis kontaminiert worden sind.
Wenn ein Gegenstand und/oder eine Fläche, die neutralisiert oder dekontaminiert werden soll, Risse, Spalten, poröse oder unebene Oberflächen umfasst, ist ein schaumartiger Träger geeignet. Die Anwendung geringer Mengen kann mit einer Sprühflasche oder einer Sprühdose mit einer geeigneten Düse durchgeführt werden. Ferner kann der Schaum so ausgewählt werden, dass er in die Öffnung von empfindlichen Ausrüstungen oder Geräten oder eine Öffnung eines Lebewesens, wie z.B. den Ohrkanal, abgegeben werden kann. Wenn eine große Fläche kontaminiert ist, kann eine Vorrichtung verwendet werden, die eine große Schaummenge abgibt.
Der schaumartige Träger kann sich nach einem Zeitraum wie Rasiercreme verteilen oder zu einem stabilen und flexiblen schwammartigen Träger aushärten. Der sich verteilende Schaum kann auf Lebewesen angewandt werden. Der härtende Schaum kann um einen Gegenstand angewandt werden und hält die Kontamination innerhalb des Schaums. Sobald der Schaum ausgehärtet ist, kann der Gegenstand ohne weiteres Aussetzen gegenüber der gefährlichen Chemikalie gehandhabt und bewegt werden.
Gegebenenfalls kann das Material auch einen starren und porösen Träger umfassen. Das starre Material kann zu einem Pulver gemahlen und Lotionen, Seifen und anderen Flüssigkeiten zur Anwendung zugesetzt werden. Entsprechend kann das vorstehend beschriebene flexible Material in geeigneter Weise behandelt werden, um es zur Verwendung in Lotionen, Seifen und anderen Flüssigkeiten geeignet zu machen.
Das Material kann auch in Form eines Filters zur Neutralisation, Entgiftung oder Dekontamination von Gasen wie z.B. Luft vorliegen. Ferner kann das Material in einer Form vorliegen, die zur Verwendung als Kleidung oder Beschichtung von Kleidung geeignet ist. Ferner kann das Material verwendet werden, um Wasser durch Einbringen des Materials in Wasser und dann Entfernen des Materials aus dem Wasser zu dekontaminieren.
In einer anderen Ausführungsform kann das Material gemäß der spezifischen Substanz, die es neutralisieren, entgiften oder dekontaminieren kann, farbkodiert werden. Die Farbe oder das Farbschema könnte ausgewählt werden, um die enzymatische Konzentration, die Aktivität und/oder die Lagerdauer oder den Bereich davon anzugeben.
Wie es hier beschrieben ist, kennt der Fachmann die verschiedenen Materialien und deren Verwendungen, die von den Erfindern vorgesehen sind. Alle diese Formen können in geeigneter Weise mit Kohlenstoff kombiniert werden, um die OP-Verbindungen weiter zu absorbieren. Der Kohlenstoff kann innerhalb des porösen Trägers des Materials eingebettet oder einbezogen sein oder der Kohlenstoff kann eine Schicht, ein Filter oder ein anderes Material sein, das im Zusammenhang mit dem Material verwendet wird. Zusätzlich kann eine Form mit langsamer Freisetzung, wie z.B. eine trockene Kapsel, ein Pellet, Liposomen oder ein anderes Material einer Reaktivierungsverbindung und von Verbindungen, die mit OP reagieren, wie z.B. bestimmte Oxime wie HI-6 und mono-bisquaternäre Oxime, wie z.B. Pralidoximchlorid (2-PAM), innerhalb des porösen Trägers des Materials eingebettet oder einbezogen sein.
Eine bevorzugte Ausführungsform der Erfindung umfasst die Herstellung eines Materials, bei dem AChE und/oder BChE gleichzeitig mit OP-Hydrolasen auf oder innerhalb des porösen Trägers während der Synthese des Materials immobilisiert werden. Vorzugsweise werden die Enzyme durch kovalente Verknüpfungen immobilisiert. Die Enzyme können von prokaryotischer oder eukaryotischer Herkunft sein. Die Enzyme können innerhalb der Zelle enthalten oder zellfrei sein. Die Enzyme können von rekombinanter Herkunft sein. Andere Enzyme, die gefährliche Chemikalien, wie z.B. OP-Verbindungen, hydrolysieren können, können verwendet werden, wie z.B. Laccase. Zusätzlich würden andere OP-hydrolysierende Enzyme eine schnelle und vollständige Zerstörung jedweder toxischer Zwischenprodukte (z.B. Phosphoryloxime) sicherstellen, die während des Dekontaminationsverfahrens erzeugt werden könnten. Entsprechend können Enzyme wie z.B. Triesterasen zur Dekontamination von Pestiziden in einer ähnlichen Weise verwendet werden, wie es hier beschrieben ist. Bevorzugte Enzyme sind solche, die reaktiviert werden können.
Die Materialien können in Behälter eingebracht werden, um die Dekontamination der OP-Verbindungen auf den Materialien zu vervollständigen.
Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung eines Materials zur Entfernung, Dekontamination oder Neutralisation gefährlicher Chemikalien, wie z.B. OP-Verbindungen, das ein Gemisch von Enzymen umfasst, die auf einem porösen Träger immobilisiert sind. In dieser Ausführungsform werden ein Gemisch von Enzymen und ein Vorpolymer mit einem minimalen Abbau der Komponente des Biotyps vorsichtig und gleichmäßig gemischt, so dass das resultierende immobilisierte Enzym eine Menge einer OP-Verbindung effektiv dekontaminieren, neutralisieren oder entgiften kann. Die verwendete Vorrichtung bringt die Komponenten ineinander ein. Dabei handelt es sich um einen Vorgang mit niedriger Scherung. Während der Synthese des Materials durch Verfahren des Standes der Technik, beispielsweise durch eine rotierende Mischvorrichtung, werden die verwendeten Enzyme Fluidkräften oder einer Scherbeanspruchung unterworfen. Die Verwendung einer Vorrichtung, welche die Komponenten sanft ineinander einbringt, vermindert diese Fluidkräfte oder Scherbeanspruchung stark, und es handelt um die bevorzugte Vorrichtung für Enzyme, insbesondere für Enzyme, die gegen die hohen Scherkräfte der rotierenden Mischvorrichtung empfindlich sind. Die zusätzliche Verwendung von Additiven, wie z.B. von oberflächenaktiven Polymeren, wie z.B. P-65, oder von niedrigen Konzentrationen von Glycerin, schützt gegen die Enzymdenaturierung, die durch Scherkräfte induziert wird, und modifiziert die Endeigenschaften des Schwamms, so dass die gewünschte Porosität und die gewünschten Absorptionsmittelqualitäten erhalten werden.
In dem Verfahren zur Herstellung des Materials wird eine Zweikammervorrichtung verwendet, vgl. die 11A und B. Eine Kammer enthält ein Gemisch von Enzymen und die andere Kammer enthält das Vorpolymer. Das Gemisch von Enzymen und das Vorpolymer werden gleichzeitig in einem 1:1-Verhältnis extrudiert und gemischt. Das Gemisch von Enzymen und das Vorpolymer werden durch einen statischen Mischstator, der die Enzyme und das Vorpolymer sanft und gleichförmig mischt, schnell und gleichmäßig extrudiert. Eine bevorzugte Vorrichtung mit niedriger Scherung ist eine Doppelkammerspritze und ein statischer Mischstator, die typischerweise zum Mischen viskoser Polyurethane oder von Epoxyklebern verwendet werden. Die Größe der Vorrichtung kann abhängig von den Bedürfnissen variieren. Es kann sich um eine Taschengröße zur Verwendung durch Soldaten im Feld handeln. Alternativ kann die Vorrichtung für eine Herstellung in großem Maßstab und/oder für eine Dekontamination großer Gegenstände oder Flächen geeignet sein. Die Mischvorrichtung mit niedriger Scherung kann die resultierende AChE- oder BChE-Aktivität des immobilisierten Enzyms verglichen mit einem identischen Gemisch, das mit einer Vorrichtung mit hoher Scherung hergestellt worden ist, mehr als verdoppeln.
Die Erfindung betrifft ferner verschiedene Verfahren zur Reaktivierung der enzymatischen Aktivität des Materials. Diese Verfahren ermöglichen einer Person die Verwendung des Dekontaminationsmaterials der Erfindung für mehrere separate Verwendungen und/oder für eine einzelne und kontinuierliche Verwendung, die normalerweise mehrere Dekontaminationsmaterialien erfordert, für eine Reaktivierung der enzymatischen Aktivität der immobilisierten Enzyme. Zusätzlich ermöglichen diese Verfahren eine vollständige Dekontamination und/oder Neutralisation von überschüssigen OP-Verbindungen, die durch den porösen Träger absorbiert worden sind, jedoch nicht mit den immobilisierten Enzymen reagiert haben. Diese Verfahren und Reaktivierungsmaterialien nutzen Substrate und/oder Oxime, um die katalytische Aktivität der OP-inhibierten und immobilisierten Enzyme zu reaktivieren.
Verschiedene Materialien und Additive können zugesetzt werden, um bei der Entfernung und der Dekontamination von Organophosphat von Oberflächen, wie z.B. Rissen, Spalten, porösen oder unebenen Oberflächen wie z.B. Kleidung und biologischen Oberflächen, welche die Organophosphate oder Pestizide leicht absorbieren, wie z.B. die Haut, zu unterstützen. Die Additive werden in Verbindung mit dem Schwammmaterial verwendet und können in den porösen Träger des Materials einbezogen werden. Die Additive können in einer trockenen oder flüssigen Form vorliegen und es kann sich um Organophosphat-solubilisierende Verbindungen, wie z.B. Triacetin oder Tetraglyme, oder Oxime handeln, die beide bei der Dekontamination und Reaktivierung von Enzymen unterstützen.
Zusammen mit dem Schwamm, der eine Mehrzahl von Enzymen enthält, die für die Dekontamination von Organophosphor- und/oder -schwefelverbindungen erforderlich sind, kann ein Kit Materialien umfassen, die das Dekontaminationsverfahren erleichtern, oder von denen angenommen wird, dass sie für das Dekontaminationsverfahren erforderlich sind. Kits können auch polymere Materialien und Enzyme, wenn der Schaum von der Art her einen vorübergehenden Zustand darstellt, z.B. das Vorpolymer, ein stabiles Enzymgemisch und eine Vorrichtung mit niedriger Scherung umfassen, um einen Organophosphor- und/oder Organoschwefel-Dekontaminationsschaum herzustellen. Die Kits können Gegenstände zur Er leichterung der Verwendung der Vorrichtung enthalten, z.B. Anweisungen, Behälter, Reagenzgläser, usw.
Diese Erfindung wird durch die Bezugnahme auf die Zeichnungen weiter verdeutlicht, worin:
1A die modellierten Oberflächen von Acetylcholinesterase, Butyrylcholinesterase und Phosphotriesterase veranschaulicht.
1B die modellierte Oberfläche von Laccase veranschaulicht.
2 ein gehärtetes Material zeigt.
3 schematisch die spezifische Reaktion der Enzyme mit dem Vorpolymer und das Produkt, Polyurethan-vernetztes ChE, veranschaulicht.
4 die lineare Korrelation zwischen der Menge an BChE, die während der Synthese des Materials zugesetzt wurde, und der Menge an BChE im fertigen Material zeigt.
5 die zunehmenden Mengen an BSA zeigt, die während der Synthese einer konstanten Menge an AChE und TDI-Polymer zugesetzt worden sind.
6A und B veranschaulichen, dass die Materialien die enzymatische Stabilität für mehr als 12 Monate bei 25°C und 45°C und 3 Jahre bei 4°C für AChE (A) und BChE (B) beibehielten.
7 zeigt, dass das Material die enzymatische Aktivität nach aufeinander folgenden Waschvorgängen beibehielt.
8 eine von der Substratkonzentration abhängige Kurve für lösliches und Polyurethan-gekoppeltes AChE zeigt.
9 den pH-Bereich von löslichem und immobilisiertem AChE veranschaulicht.
10 die relativen Aktivitäten von coimmobilisierten ChE's und OPH's zeigt.
11A und B eine Version einer manuellen Mischpistole und eines Einmalmischstators zeigen.
12 veranschaulicht, wie Oxime alkylphosphoryliertes ChE reaktivieren.
13A die Enzymaktivität von immobilisiertem FBS-AChE veranschaulicht. 13B die Enzymaktivität von immobilisiertem Eq-BChE veranschaulicht.
14 die Inhibierung von Schaum-immobilisiertem FBS-AChE durch DFP und die Reaktivierung durch HI-6 darstellt.
15 die Inhibierung von Schaum-immobilisiertem Eq-BChE durch DFP und die Reaktivierung durch TMB4 darstellt.
16 die Wiederherstellung der ursprünglichen Schwammaktivität mit HI-6 zeigt.
17(A, B und C) den Schutz zeigt, der durch einen Schwamm mit verschiedenen Additiven, d.h. Tetraglyme (A), HI-6 (B) und 2-PAM (C), erreicht wird.
18 die Kapazität des resultierenden Kohlenstoffschwamms zum Binden von Methylenblau zeigt.
19(A und B) die relative Aktivität von OPH (19A) und OPAA (19B) zeigt, wenn diese immobilisiert sind und wenn diese löslich sind, und zwar unter Verwendung des Substrats Paraoxon.
Enzyme wurden in Urethanschaum auf Hypo-Basis während der Polymersynthese einbezogen, vgl. das US-Patent 4,342,834. Das Hypo-Vorpolymer wird durch eine Reaktion eines Polyetherpolyols (oder Polyesterpolyols) mit Isocyanaten in der Gegenwart von Vernetzungsmitteln synthetisiert, vgl. P.L. Havens et al., Ind. Eng. Chem. Res. (1993), 32, 2254–2258; US-Patent 4,137,200; K.E. LeJeune et al., Biotechnology and Bioengineering (1999), 20, 62(6), 659–665. Die Synthese wird dadurch initiiert, dass Wassermoleküle mit Isocyanatgruppen in Kontakt gebracht werden, die innerhalb des Polyurethanvorpolymers vorliegen.
Dabei findet ein zweistufiges Verfahren statt. Isocyanate reagieren mit Wasser unter Bildung einer instabilen Kohlensäure, die wiederum zu einem Amin zerfällt, wobei CO₂ erhalten wird, das den porösen Träger aufbläht und dessen Ausdehnung ermöglicht. Die Amine reagieren leicht mit Isocyanatgruppen, was zur Erzeugung von Bindungen des Harnstoff-Typs führt. Da das Enzym eine Mehrzahl funktioneller Gruppen enthält, wie z.B. Amin- und Hydroxylgrup pen, die mit Isocyanaten reagieren können, wird das Enzym während der Synthese zu einem integralen Teil des porösen Trägers. Signifikante Mengen an Enzym können ohne Unterbrechen des Fortschreitens der Polymersynthese an den porösen Träger gebunden werden. Die Reaktion, die während der Polymersynthese stattfindet, ist nachstehend gezeigt.

1. CO₂-Entwicklung:
2. Harnstoffverknüpfung:
3. Amingruppe-Enzymimmobilisierung:
4. Hydroxylgruppe-Enzymimmobilisierung:

Die folgende Liste von Enzymen und Chemikalien zeigt Beispiele von Enzymen und Chemikalien, die zur Verwendung in der vorliegenden Erfindung geeignet sind:
Acetylcholinesterase (AChE);
Butyrylcholinesterase (BChE);
Pseudocholinesterase;
Organophosphathydrolasen (OPH);
Phosphotriesterase;
Bakterielles Pseudomonas diminuta-OPH (Paraoxonase);
Laccasen;
Organophosphatsäureanhydrase (OPAA);
Pralidoximchlorid (2-PAM);
7-(Methoxyphosphinyloxy)-1-methylchinoliniumiodid (MEPQ);
Diisopropylfluorophosphat (DFP);
Acetylthiocholiniodid (ATC);
S-Butyrylthiocholiniodid (BTC);
5,5'-Dithio-bis(2-nitrobenzoesäure) (DTNB);
N,N'-Trimethylenbis(pyridinium-4-aldoxim)dibromid (TMB4) und
1-(2-Hydroxyiminomethyl-1-pyridinium)-1-(4-carboxyaminopyridinium)-dimethyletherhydrochlorid (HI-6).
Die folgenden Beispiele sollen die Erfindung veranschaulichen, jedoch nicht beschränken.
Beispiel 1
Bestimmung einer möglichen Enzymstörung
Da ein Polyethervorpolymer, das von Tolyldiisocyanat (TDI) abgeleitet ist, am Besten mit freien aliphatischen Aminen, wie z.B. Lysin und Arginin, die auf der Oberfläche der ChE's (oder jedweden Proteins) vorliegen, reagiert, so dass sie ein permanent vernetzter Teil des Materials werden, wurde ein computergestütztes Molecular Modeling der Enzyme durchgeführt, um die verfügbaren Aminogruppen an der Oberfläche jedes Enzyms hervorzuheben, und um zu bestimmen, ob die Kopplung dieser Gruppen an einen porösen Träger die enzymatische Funktion stören würde. Dies kann mit jedem Enzym durchgeführt werden, dessen Kristallstruktur bekannt ist, oder mit Enzymen, die durch eine Homologie modelliert werden können.
Die 1A veranschaulicht die modellierten Oberflächen von Acetylcholinesterase, Butyrylcholinesterase und Phosphotriesterase und zeigt die Lysin- und Argininreste an der Oberfläche der ChE's, die zum Koppeln an das Vorpolymer zur Verfügung stehen. Die obere Reihe zeigt eine Ansicht von der Vorderseite der Enzyme, wobei die Lippe der Furche des aktiven Zentrums mit einer gepunkteten Linie im Zentrum markiert ist. Die untere Reihe zeigt die Rückseite der Enzyme (Drehung um 180°). Die Lysin- und Argininreste auf der Oberfläche, bei denen es sich um potenzielle Kopplungsstellen an das Polymer handelt, sind sowohl in der oberen als auch in der unteren Reihe dunkel gezeigt. Dies wurde durch die Insight II Molecular Modeling Software von Biosym Technologies erzeugt. Auf der Basis des Molecular Modeling gibt es mindestens einen wasserzugänglichen Lysinrest und mindestens 29 wasserzugängliche Argininreste auf der Oberfläche von FBS-AChE, um an den porösen Träger zu koppeln, während 26 Lysin- und 26 Argininreste für Equiden-BChE modelliert wurden. Der Hauptteil der Lysin- und Argininreste wurde auf der Rückseite der ChE's gefunden und nur wenige werden auf der Seite des Enzyms gefunden, wo sich die Furche des katalytischen Zentrums befindet. Der Rand und die Öffnung der Furche des katalytischen Zentrums sowohl von AChE als auch von BChE schienen im Wesentlichen frei von Lysin und Arginin zu sein. Daher sollte die Kopplung dieser Enzyme an den porösen Träger einen minimalen Effekt auf den Eintritt von Substrat, Inhibitoren, wie z.B. OP's, oder Reaktivierungsmitteln, wie z.B. Oximen, die mono-bisquaternäre Oxime umfassen, auf die Freisetzung von Produkten der Katalyse zu und vom aktiven Zentrum und die Kinetikgeschwindigkeiten der Enzyme aufweisen. Entsprechend ist ein Modell der Oberfläche von Laccase (1B) mit den verfügbaren Resten zur kovalenten Kopplung an das Vorpolymer gezeigt (oben: Vorderseite des Enzyms; unten, Rückseite des Enzyms).
Beispiel 2
Synthese eines enzymgebundenen Polyurethanmaterials
Eine typische Synthese des Materials umfasst das Mischen von Enzymen in Phosphatpuffer, der 1 % (Endkonzentration) grenzflächenaktives Mittel enthält, mit einem Vorpolymer. Es wurden ein Polyethervorpolymer, das von Tolyldiisocyanat abgeleitet war (TDI), Hypol-Vorpolymer TDI 3000 (Hampshire Chemical, Lexington, MA) und das grenzflächenaktive Mittel Pluronic P-65 (BASF Specialty Chemicals, Parsippany, NJ) verwendet. Das 2-Phasensystem wird gemischt und in ein geeignetes Formwerkzeug eingebracht und härten gelassen. Die 2 zeigt ein gehärtetes Material, das einen schwammartigen Träger umfasst.
Die 3 veranschaulicht schematisch die spezifische Reaktion der Enzyme mit dem Vorpolymer. Die Synthese beginnt, wenn H₂O-Moleküle mit den Isocyanatgruppen reagieren, die innerhalb des Polyurethanvorpolymers vorliegen. Das Isocyanat reagiert mit dem Wasser unter Bildung einer instabilen Kohlensäure, die unter Bildung von CO₂ zu einem Amin zerfällt. Das CO₂ führt dazu, dass sich das Polymer aufbläht und porös wird und gleichzeitig reagiert das Amin leicht mit den Isocyanatgruppen, was zu Harnstoffverknüpfungen führt. Während die Aminogruppen die bevorzugte Reaktionsstelle zwischen dem Enzym bzw. den Enzymen und dem Vorpolymer sind, stehen auch Hydroxylgruppen (OH-Gruppen) zur Wechselwirkung mit dem Reaktionspuffer zur Verfügung, wie z.B. H₂O und auf dem Enzym bzw. auf den Enzymen.
Da das ChE Amine enthält, die sich auf der Oberfläche befinden und zur Reaktion mit den Isocyanatgruppen zur Verfügung stehen, können sie während der Synthese ein integraler Teil des Polyurethanträgers werden. Es gibt kein signifikantes Einfangen des Enzyms in dem Material, wie es bei Cyclodextrinen gefunden wird, oder keine physikalische Adsorption der Enzyme, wie sie bei Aktivkohle gefunden wird. Das Einbringen eines grenzflächenaktiven Mittels, wie z.B. Pluronic P-65, mit einer Endkonzentration von etwa 1 % steuert die schließlich erhaltene Struktur und das Absorptionspotenzial des Materials.
Um ein Material zu erzeugen, das einen porösen Polyurethanträger umfasst, wurden etwa 30 ml 50 mM Phosphatpuffer, pH 8,0, der grenzflächenaktiven P-65-Puffer enthielt, in einen 600 ml-Kunststoffbecher eingebracht. 3 bis 5 ml von jeweils gereinigtem FBS-AChE (7500 Einheiten) oder gereinigtem Eq-BChE (5000 Einheiten) wurden zugesetzt, worauf etwa 40 g Hypo 3000-Vorpolymer (Tolyldiisocyanat) zugesetzt wurden. Das Zweiphasensystem wurde gemischt und das Material wurde 10 min aufschäumen gelassen und aus dem Behälter extrudiert. Das Material wurde sorgfältig mit 50 mM Phosphatpuffer, pH 8,0, gewaschen, getrocknet und für einen späteren Gebrauch in einem Reißverschlussbeutel bei 4°C gelagert.
Beispiel 3
Eigenschaften des synthetisierten Materials
Etwa 20 bis 90 % der Enzyme waren kovalent über freie Amino- oder Hydroxylgruppen mit dem porösen Träger verknüpft. Dies wurde durch die Gegenwart von Enzym in der ersten und zweiten Waschlösung des Materials bestimmt.
Da die Enzyme an mehreren Punkten gebunden werden können, werden sie ein Teil des vernetzten Polymerträgers. Der vernetzte Polymerträger verleiht den gebundenen Enzymen eine beträchtliche Stabilität. Eine große Menge an Enzym kann in einen kleinen Polyurethanträger einbezogen werden, wodurch der vernetzte Polymerträger zu einem sehr effektiven Material zur Dekontamination gemacht wird.
A. Enzymatische Aktivität
Fünf Proben von Materialien, die FBS-AChE enthielten, und fünf Proben von Materialien, die Eq-BChE enthielten, mit einem Gewicht im Bereich von 1 bis 40 mg, wurden in 2,8 ml 50 mM Phosphatpuffer, pH 8,0, suspendiert und unter Verwendung des Verfahrens von Ellman getestet, vgl. G.L. Ellman et al. (1961), Biochem. Pharmacol. 7, 88–95. Zwischen dem Gewicht des Schwamms und der Enzymaktivität wurde sowohl für die FBS-AChE- als auch für die Eq-BChE-Immobilisierung eine lineare Korrelation gefunden, vgl. die 13A und B. Die lineare Korrelation zwischen dem Gewicht des Materials und der Enzymaktivität zeigt eine einheitliche Immobilisierung von AChE oder BChE im gesamten Material.
Das Material wurde mit entweder 50 mM Phosphatpuffer, destilliertem Wasser oder 10 mM Ammoniumhydrogencarbonat gewaschen, ohne die Substrathydrolyse zu beeinflussen. Daher ergibt das Mischen des Vorpolymers, des grenzflächenaktiven Mittels und des Enzyms in situ bei 22°C ein geeignetes und effektives Material, das etwa 50 % der ursprünglichen Aktivität von löslichem ChE bewahrt.
B. Proteinbeladekapazität
Das Material weist eine signifikant höhere Beladungskapazität für ChE's wie z.B. BChE oder AChE auf. Die Endaktivität des in dem Material immobilisierten BChE konnte durch die Zugabe größerer Mengen des Enzyms während der Synthese erhöht werden. Eine lineare Korrelation wurde zwischen der Menge von BChE, das dem Vorpolymer während der Synthese zugesetzt worden ist, und dem Ausmaß der BChE-Aktivität, die in dem fertigen Schwamm gefunden wurde, festgestellt, vgl. die 4. Wenn unspezifisches Protein (Rinderserumalbumin, BSA) einer konstanten Menge an gereinigtem AChE zugesetzt wurde, lag keine Verminderung der ChE-Aktivität vor, vgl. die 5. Folglich können mit zusätzlichen Proteinen, Enzymen und anderen ChE's Materialien mit stärkerer Wirkung synthetisiert werden. Zusätzlich können Materialien, die gegen eine vielfältige Gruppe von OP-Verbindungen effektiv sind, leicht durch Kombinationen von Mehrfachenzymen oder einer Mehrzahl von Enzymen einfach synthetisiert werden.
C. Enzymatische Stabilität
Wie es in der 6 veranschaulicht ist, behielten das immobilisierte ChE und die OP-Hydrolase die enzymatische Stabilität für mehr als 12 Monate bei 25°C bzw. 45°C bei. Wenn das Material in flüssigem Stickstoff eingefroren wird, wird der größte Teil der ursprünglichen Aktivität beibehalten. TDI verleiht dem immobilisierten ChE eine beträchtliche Stabilität, wobei etwa 50 % der ursprünglichen Aktivität des immobilisierten AChE und 20 % der Aktivität des immobilisierten BChE nach 16 Stunden bei 80°C vorlagen, wobei es sich um Bedingungen handelt, unter denen die löslichen Enzyme keine Aktivität zeigen würden. Die ChE-Materialien können unter Vakuum bei 22°C erschöpfend getrocknet und dann rehydratisiert werden, ohne dass die Enzymaktivität verloren geht. Wenn AChE- oder BChE-Materialien erschöpfend gewaschen und bezüglich der Aktivität getestet wurden, wobei der Wasch- und Testzyklus mehr als zwanzigmal während drei Tagen wiederholt wurde, fand keine Abnahme der Aktivität statt, vgl. die 7. Dies zeigt, dass das Material wiederholt verwendet werden kann.
Diese Ergebnisse zeigen auch, dass die ChE's kovalent in dem porösen Träger vernetzt sind und dass die ChE's nicht zur Haut, zu Wasser oder zu Ausrüstungen bzw. Geräten ausgewaschen werden. Daher wird, sobald die immobilisierten Enzyme an eine OP-Verbindung gebunden worden sind, das OP von der Oberfläche, die dekontaminiert werden soll, entfernt.
D. Kinetische Konstanten
Die Anzahl an aktiven Zentren entweder der immobilisierten oder der löslichen ChE's wurde mittels Titration mit der Organophosphorverbindung MEPQ, 7-(Methylethoxyphosphinyloxy)-1-methylchinoliniumiodid, bestimmt. Die bimolekularen Geschwindigkeitskonstanten für die Inhibierung von AChE-Material und BChE-Material und der jeweiligen löslichen Enzyme durch MEPQ bei 25°C zeigten, dass zwischen den löslichen und den kovalent gebundenen Enzymen kein signifikanter Unterschied vorlag.
Tabelle 1. Zeitabhängige Inhibierung von ChE's durch MEPQ
Vgl. die Tabelle 1. Diese Ergebnisse zeigen, dass die immobilisierten und die löslichen Formen von ChE's mit den OP-Verbindungen eine entsprechende Wechselwirkung eingehen. Daher können Tests der enzymatischen Aktivität verwendet werden, die allgemein zur Verfügung stehen und bekannt sind.
Ein Verfahren der anfänglichen Geschwindigkeiten unter Verwendung eines modifizierten Ellman-Tests wurde verwendet, um die Parameter K_m1 k_kat und k_kat/K_m für immobilisiertes und lösliches AChE und BChE zu bestimmen. Die Anzahl der aktiven Zentren entweder der gekoppelten oder der löslichen ChE's wurde durch Titration mit MEPQ bestimmt. Nie es in der Tabelle 2 und der 8 für AChE gezeigt ist, waren die K_m-Werte für die immobilisierten ChE's etwa 10-fach größer als die der entsprechenden löslichen Enzyme und die k_kat-Werte wurden weniger dramatisch beeinflusst. Die kombinierten Effekte auf die Affinität für das Substrat und k_kat resultierten in einer etwa 20- bis 50-fachen Abnahme der Acylierung (k_kat/K_m). Es ist interessant, dass immobilisiertes BChE eine Substratinhibierung erreichte, während lösliches BChE keine Substratinhibierung aufwies. Diese Ergebnisse legen nahe, dass das kovalente Binden von Oberflächenresten von ChE's an den porösen Träger einige Eigenschaften der Region des aktiven Zentrums der gebundenen Enzyme direkt oder indirekt veränderte.
Tabelle 2. Kinetische Parameter für lösliche und Polyurethan-gekoppelte ChE's
Im Allgemeinen zeigen immobilisierte Cholinesterasen oder OP-hydrolysierende Enzyme die gleichen K_m-Werte bis zu 10-fach höhere K_m-Werte als die entsprechenden löslichen Enzyme. Zusätzlich zu den Cholinesterasen zeigt OPH (von Pseudomonas diminuta abgeleitet, 19A) eine etwa 10-fache Zunahme der K_m, da eine Verschiebung nach rechts auch in der immobilisierten Form (Schwammform) festgestellt wird, wenn diese unter Verwendung des Substrats Paraoxon bestimmt wird. Andererseits zeigt OPAA (von Alteromonas abgeleitet, 19B) geringe Veränderungen von K_m für das Substrat Paraoxon.
E. pH-Wert von löslichen und immobilisierten Enzymen
Die pH-Wertprofile von immobilisiertem und löslichem AChE sind identisch und die Enzyme zeigen eine Aktivität über einen breiten pH-Wertbereich von 7 bis 8,5, vgl. die 9. Da die pH-Wertprofile löslicher Cholinesterasen und OP-Hydrolasen optimale Aktivitäten in diesem gleichen pH-Wertbereich aufweisen, können die Materialien durch die Verwendung einer Mehrzahl dieser Mehrfachenzyme, die auf einem porösen Träger oder innerhalb eines porösen Trägers immobilisiert sind, optimiert und diversifiziert werden.
Beispiel 4
Immobilisierung einer Mehrzahl von Enzymen
ChE's wurden mit bakterieller OP-Hydrolase (OPH_B) und/oder Hasenserum-OP-Hydrolase (OPH_R) coimmobilisiert. Verglichen mit den enzymatischen Aktivitäten jedes dieser Enzyme, die einzeln immobilisiert worden sind, lag keine Verminderung der enzymatischen Aktivitäten von AChE oder BChE vor, das mit OPH coimmobilisiert worden ist, vgl. die 10. Zusätzlich lag keine Verminderung der enzymatischen Aktivität von coimmobilisiertem OPH vor. Daher kann eine Mehrzahl von Enzymen, wobei jedes Enzym mit verschiedenen OP-Verbindungen unterschiedlich reagiert, ausgewählt und in einem Material verwendet werden, um ein Dekontaminationsmaterial zu erzeugen, das gegen einen breiten Bereich von OP-Verbindungen effektiv ist.
Beispiel 5
Synthese mit schnellem Mischen
Durch die Verwendung eines Verfahrens zur Synthese, das einem modifizierten Verfahren aus der Haftmittelindustrie entspricht (CPA, Greenville, RI 02828), werden die Scherkräfte, welche die enzymatische Aktivität vermindern, reduziert, vgl. die 11. Die 11A zeigt eine Version einer manuellen Mischpistole und die 11B zeigt einen Einmal-Mischstator. In dem Stator wird ein vollständiges Mischen des Enzyms in wässriger Lösung und des viskosen Vorpolymers erreicht. Das hier für veranschaulichende Zwecke gezeigte Produkt ist grün, während die beiden Ausgangskomponenten gelb und blau sind. In diesem Verfahren liegt das Enzym nicht in einem organischen Puffer vor, wie es bei manchen Immobilisierungstechniken erforderlich ist. Dies führt zu einer geringeren luftinduzierten Scherung, wodurch die Enzymaktivität beibehalten werden kann. Dieses Verfahren kann auch schnell durchgeführt werden, ist schnell und reproduzierbar. Die Vorrichtung mit niedriger Scherung kann die resultierende Aktivität der immobilisierten AChE- und/oder BChE-Enzyme im Vergleich zu einem identischen Gemisch, das mit einer Vorrichtung mit hoher Scherung, wie z.B. einer rotierenden Mischvorrichtung, hergestellt worden ist, mehr als verdoppeln, vgl. die Tabelle 3.
Tabelle 3
Beispiel 6
Inhibierung von immobilisiertem FBS-BChE mit DFP und Reaktivierung mit HI-6 100 mg-Proben von immobilisiertem FBS-AChE wurden mit variierenden Konzentrationen von DFP in 2 ml 50 mM Phosphatpuffer, pH 8,0, für 1 Stunde bei 25°C inkubiert. In parallelen Experimenten wurde der gleichen Menge an Material und DFP 1 mM HI-6 zugesetzt. Restliches DFP in den Proben wurde durch Zugeben eines 0,5 ml-Aliquots des Reaktionsgemischs zu 0,5 ml einer frischen 1 U/ml-Lösung von FBS-AChE, Inkubieren für 1 Stunde und Testen von 10 μl-Aliquots unter Verwendung des Ellman-Verfahrens gemessen. Die Ergebnisse sind in der 14 gezeigt.
Die Inhibierung der FBS-AChE-Aktivität durch DFP war zu der stöchiometrischen Menge an DFP proportional, die dem in Puffer suspendierten Schaum zugesetzt worden ist. Die Gegenwart von 1 mM HI-6 verhinderte die Enzyminhibierung durch DFP nahezu vollständig. Dies zeigt, dass immobilisiertes FBS-AChE nach der Reaktivierung des Enzyms mit einer Oximlösung, wie z.B. HI-6, wiederholt wiederverwendet werden kann.
Die 12 zeigt, wie Oxime die Aktivität von alkylphosphoryliertem ChE reaktivieren können.
Beispiel 7
Inhibierung von immobilisiertem Eq-BChE mit DFP und Reaktivierung mit TMB4 50 mg-Proben von immobilisiertem Eq-BChE wurden mit variierenden Konzentrationen von DFP in 2 ml 50 mM Phosphatpuffer, pH 8,0, für 18 Stunden bei 25°C inkubiert. In parallelen Experimenten wurde der gleichen Menge an Material und DFP 1 mM TMB4 zugesetzt. Restliches DFP in den Proben wurde durch Zugeben eines 0,5 ml-Aliquots des Reaktionsgemischs zu 0,5 ml einer frischen 1 U/ml-Lösung von Eq-BChE, Inkubieren für 1 Stunde und Testen von 10 μl-Aliquots unter Verwendung des Ellman-Verfahrens gemessen.
TMB4 wurde anstelle von HI-6 als Reaktivierungsmittel verwendet, da TMB4 ein effizienteres Reaktivierungsmittel von inhibiertem Eq-BChE ist als HI-6. Diese Ergebnisse sind in der 15 gezeigt. Wie im Beispiel 6 kann das schaumgebundene Eq-BChE nach der Reaktivierung des Enzyms mit einer Oximlösung, wie z.B. TMB4, wiederholt wiederverwendet werden.
Beispiel 8
Inhibierung von immobilisiertem AChE mit dem Organophosphat MEPQ und Entgiftung des MEPQ und Reaktivierung des immobilisierten Enzyms in der Gegenwart von HI-6 50 mg-Proben von imobilisierter Acetylcholinesterase wurden mit variierenden Konzentrationen von MEPQ in 2 ml 50 mM Phosphatpuffer, pH 8,0, bei 25°C für 1 Stunde inkubiert. In der Abwesenheit des Oxims HI-6 saugt der Schwamm das MEPQ auf und wird inaktiviert. Die Zugabe von HI-6 reaktiviert die Aktivität des Schwamms und das MEPQ wird entgiftet und der größte Teil der ursprünglichen Aktivität des Schwamms liegt wieder vor. Nur bei sehr hohen Konzentrationen von Organophosphat (1000-facher molarer Überschuss) ist der Vorgang des Bindens, der Reaktivierung und der Entgiftung nicht vollständig. Frisches HI-6 kann jedoch den größten Teil der ursprünglichen Aktivität wieder herstellen, vgl. die 16.
Beispiel 9
Additive für den Schwamm zur Verbesserung der Dekontamination von Somankontaminierter (GD-kontaminierter) Haut von Meerschweinchen
Schwämme mit etwa 38,1 × 63,5 × 6,4 mm (1 1/2 × 2 1/2 × 1/4'') (Höhe × Länge × Tiefe) enthielten 9,0 ml Additiv und ein zweiter Schwamm enthielt 4,5 ml Additiv. Jedes Meerschweinchen wurde nach dem Aussetzen gegenüber Soman (GD) mit dem ersten Schwamm und dann dem zweiten Schwamm abgewischt. Das Überleben der Meerschweinchen wurde nach 24 Stunden bestimmt und das Schutzverhältnis wurde bestimmt. Das Schutzverhältnis ist das Verhältnis der LD₅₀ des Schwamms, der ein Additiv enthielt, zu der LD₅₀ von Soman in der Abwesenheit des Schwamms. Je höher die LD₅₀ ist, desto höher ist folglich das Schutzverhältnis und desto effektiver ist die Schwammkombination für die Dekontamination von Meerschweinchenhaut und der Schutz des Tiers vor dem Organophosphat. Der Schwamm wurde mit dem M291-Kit (von Truetech Inc. erhältlich) verglichen, bei dem es sich um das gegenwärtig verwendete Dekontaminationskit handelt, das von der US-Armee im Feld eingesetzt wird. Wie es in der Tabelle gezeigt ist, stellten die Schwämme einen 4- bis 5-fach besseren Schutz bereit als das M291-Kit.
Die 17A zeigt den Schutz, der von Tetraglyme bereitgestellt wird, die 17B zeigt den Schutz, der von HI-6 bereitgestellt wird, und die 17C zeigt den Schutz, der von 2-PAM bereitgestellt wird. Die Zahl oben auf jedem Balken zeigt die Anzahl von Meerschweinchen, die bei der angegebenen Dosis von Soman (GD) bewertet worden sind. Als Bezug ist die LD₅₀ von Soman auf Meerschweinchen ohne jedwede Bemühung zur Dekontamination durch die Angabe „GP" gezeigt, während der Schutz, der durch das M291-Kit bereitgestellt wird, durch „M291" gezeigt ist. Andere Additive für den Schwamm, wie z.B. Triacetin, stellten verglichen mit dem M291-Kit auch einen gewissen zusätzlichen Schutz bereit.
Beispiel 10
Aktivkohle-enthaltender Schwamm
0,5 bis 1 g Aktivkohle wurden etwa 4 ml des Vorpolymers vor dem Mischen mit Acetylcholinesterase (5 ml von Zitteraal in 50 mM pH 8,0 Phosphatpuffer mit 1 % Pluronic P-65) zugesetzt, um einen Acetylcholinesterase-immobilisierten Kohlenstoffschwamm zu erhalten. Die Zugabe von Kohlenstoff störte die Immobilisierung des Enzyms nicht, wie es in der Tabelle gezeigt ist. Die Kapazität des resultierenden Kohlenstoffschwamms zum Binden von Methylenblau (einem kolorimetrischen Indikator für Aktivkohle oder Harz) ist in der 18 veranschaulicht. Daher zeigte ein Vergleich des Schwamms mit Aktivkohle mit dem Schwamm ohne Aktivkohle, dass dieser etwa 2-fach mehr Methylenblau bei weniger als den Sättigungskonzentrationen binden kann.
Aktivitäten von Schwämmen und Aktivkohle

Claims

Ein Verfahren zur Herstellung eines enzymatisch aktiven, wiederverwendbaren polymeren Schwamms oder Schaums, der mit Oximen regeneriert werden kann, zur Entgiftung einer gefährlichen Verbindung, wobei das Verfahren das Immobilisieren einer Mehrzahl von Enzymen auf oder innerhalb des Schwamms oder Schaums durch Mischen der Mehrzahl von Enzymen mit einem Polyurethanvorpolymer in einer Vorrichtung, die einen statischen Mischstator aufweist, der sowohl mit einer ersten Kammer als auch mit einer zweiten Kammer verbunden ist, umfasst, wobei die erste Kammer ein Gemisch aus der Mehrzahl von Enzymen und die zweite Kammer das Polyurethanvorpolymer enthält und gleiche Teile des Gemischs aus der Mehrzahl von Enzymen und des Polyurethanvorpolymers von der ersten und der zweiten Kammer in den statischen Mischstator transportiert werden, wo die Enzyme und das Vorpolymer unter Bedingungen mit geringer Scherung gemischt werden, während sie schnell und gleichmäßig durch den statischen Mischstator zur Bildung des Schwamms oder Schaums extrudiert werden, wobei die Mehrzahl von Enzymen Organophosphor- und/oder Organoschwefelverbindungen entgiften kann, wobei die Mehrzahl von Enzymen mindestens ein Enzym umfasst, das aus der Gruppe bestehend aus Acetylcholinesterase (AchE), Butyrylcholinesterase (BchE), Triesterase, Pseudocholinesterase, Organophosphathydrolase (OPH), Phosphotriesterase, Paraoxonase und Organophosphor- und Organoschwefel-(OP-)-hydrolysierenden Enzymen ausgewählt ist.
Verfahren nach Anspruch 1, bei dem das Polyurethanvorpolymer ein Diisocyanat umfasst.
Verfahren nach Anspruch 2, bei dem das Diisocyanat Tolyldiisocyanat ist.
Verfahren nach Anspruch 1, bei dem eine Reaktivierungsverbindung, ein Reaktivierungsmaterial oder eine Reaktivierungsvorrichtung in dem polymeren Schwamm oder Schaum eingebettet ist, darauf oder darin integriert ist oder daran angebracht ist.
Verfahren nach Anspruch 4, bei dem die Reaktivierungsverbindung, das Reaktivierungsmaterial oder die Reaktivierungsvorrichtung HI-6, TMB4 oder mono-bisquarternäre Oxime umfasst.
Ein Verfahren zur Reaktivierung eines polymeren Schwamms oder Schaums, der mit dem Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3 hergestellt worden ist, wobei das Verfahren das In-Kontakt-Bringen des polymeren Schwamms oder Schaums mit mindestens einer Verbindung umfasst, die aus der Gruppe bestehend aus HI-6, TMB4 und monobisquarternären Oximen ausgewählt ist.
Ein Verfahren zur Behandlung einer kontaminierten Oberfläche, welches das In-Kontakt-Bringen der Oberfläche mit dem Schwamm, der mit dem Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3 hergestellt worden ist, zum Entgiften von Organophosphor- und/oder Organoschwefelverbindungen, die auf der Oberfläche vorliegen, umfasst, mit der Maßgabe, dass das Verfahren kein Verfahren zur Behandlung des menschlichen oder tierischen Körpers durch Chirurgie oder eine Therapie, oder kein diagnostisches Verfahren, das mit dem menschlichen oder tierischen Körper durchgeführt wird, ist.
Verfahren nach Anspruch 7, das ferner das In-Kontakt-Bringen des Schwamms mit einem Oxim umfasst.
Verfahren nach Anspruch 8, bei dem das Oxim HI-6 oder 2-PAM ist.
Verfahren nach Anspruch 7, bei dem der Schwamm zusätzlich Aktivkohle und/oder ein Harz enthält.
Verfahren nach Anspruch 10, bei dem der Schwamm Aktivkohle enthält.
Verwendung eines Schwamms, der mit dem Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3 hergestellt ist, bei der Herstellung eines Medikaments zur Behandlung einer kontaminierten Oberfläche in vivo zur Entgiftung von Organophosphor- und/oder Organoschwefelverbindungen, die auf der Oberfläche vorliegen.
Verwendung nach Anspruch 12, bei der die Behandlung ferner das In-Kontakt-Bringen des Schwamms mit einem Oxim umfasst.
Verwendung nach Anspruch 13, bei der das Oxim HI-6 oder 2-PAM ist.