DE4326777A1 - Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seiner Verwendung - Google Patents
Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seiner VerwendungInfo
- Publication number
- DE4326777A1 DE4326777A1 DE4326777A DE4326777A DE4326777A1 DE 4326777 A1 DE4326777 A1 DE 4326777A1 DE 4326777 A DE4326777 A DE 4326777A DE 4326777 A DE4326777 A DE 4326777A DE 4326777 A1 DE4326777 A1 DE 4326777A1
- Authority
- DE
- Germany
- Prior art keywords
- carbohydrate
- receptor blocker
- carbohydrate receptor
- blocker according
- mmol
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Withdrawn
Links
Classifications
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C07—ORGANIC CHEMISTRY
- C07H—SUGARS; DERIVATIVES THEREOF; NUCLEOSIDES; NUCLEOTIDES; NUCLEIC ACIDS
- C07H15/00—Compounds containing hydrocarbon or substituted hydrocarbon radicals directly attached to hetero atoms of saccharide radicals
- C07H15/02—Acyclic radicals, not substituted by cyclic structures
- C07H15/04—Acyclic radicals, not substituted by cyclic structures attached to an oxygen atom of the saccharide radical
-
- A—HUMAN NECESSITIES
- A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
- A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
- A61K47/00—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient
- A61K47/50—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates
- A61K47/51—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates the non-active ingredient being a modifying agent
- A61K47/56—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates the non-active ingredient being a modifying agent the modifying agent being an organic macromolecular compound, e.g. an oligomeric, polymeric or dendrimeric molecule
- A61K47/59—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates the non-active ingredient being a modifying agent the modifying agent being an organic macromolecular compound, e.g. an oligomeric, polymeric or dendrimeric molecule obtained otherwise than by reactions only involving carbon-to-carbon unsaturated bonds, e.g. polyureas or polyurethanes
-
- A—HUMAN NECESSITIES
- A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
- A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
- A61K47/00—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient
- A61K47/50—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates
- A61K47/51—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates the non-active ingredient being a modifying agent
- A61K47/56—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates the non-active ingredient being a modifying agent the modifying agent being an organic macromolecular compound, e.g. an oligomeric, polymeric or dendrimeric molecule
- A61K47/61—Medicinal preparations characterised by the non-active ingredients used, e.g. carriers or inert additives; Targeting or modifying agents chemically bound to the active ingredient the non-active ingredient being chemically bound to the active ingredient, e.g. polymer-drug conjugates the non-active ingredient being a modifying agent the modifying agent being an organic macromolecular compound, e.g. an oligomeric, polymeric or dendrimeric molecule the organic macromolecular compound being a polysaccharide or a derivative thereof
Landscapes
- Health & Medical Sciences (AREA)
- Chemical & Material Sciences (AREA)
- General Health & Medical Sciences (AREA)
- Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
- Engineering & Computer Science (AREA)
- Animal Behavior & Ethology (AREA)
- Pharmacology & Pharmacy (AREA)
- Veterinary Medicine (AREA)
- Public Health (AREA)
- Epidemiology (AREA)
- Organic Chemistry (AREA)
- Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
- Medicinal Chemistry (AREA)
- Molecular Biology (AREA)
- Biotechnology (AREA)
- Crystallography & Structural Chemistry (AREA)
- Genetics & Genomics (AREA)
- Biochemistry (AREA)
- Pharmaceuticals Containing Other Organic And Inorganic Compounds (AREA)
- Polysaccharides And Polysaccharide Derivatives (AREA)
Description
Die Erfindung betrifft polymere Kohlenhydratrezeptorblocker, die in vivo weder
in ihrer Gesamtheit noch in Form von Abbauprodukten
Unverträglichkeitsreaktionen hervorrufen, ihr Herstellungsverfahren sowie ihre in
vivo Verwendung für die Blockierung kohlenhydraterkennender Rezeptoren.
Die Bedeutung der Kohlenhydrate im Rahmen physiologisch relevanter
Erkennungsprozesse ist erst in den letzten Jahren näher untersucht und
entschlüsselt worden (T. Feizi, Biochem. J. 1987, (245), 1; C.L.M. Stults et. al.
Meth. Enzym. 1989, (179) 167; S. Hakamori, Adv. Cancer Res. 1989, (52),
257; M.P. Bevilacqua et. al., Science 1989, (243), 1160).
Man erkannte, daß die Kohlenhydrate, neben den Proteinen und Nucleinsäuren,
der dritte wichtige Informationsträger des Lebens sind, da sie in der Regel eine
große Anzahl von Stereozentren besitzen, die eine Vielzahl von Informationen
beinhalten können. Ihre Anordnung auf der Zelloberfläche in Form von Liganden
ermöglicht ihnen, aufgrund von Rezeptor-Ligandenbindungen, eine
entscheidende Rolle bei der interzellulären Kommunikation und damit auch bei
interzellulären Erkennungsprozessen zu spielen.
Grundsätzlich ist eine interzelluläre Kommunikation aufgrund von Rezeptor-
Ligandenbindung möglich: Wasserlösliche Signalmoleküle, also Neurotransmitter,
Proteinhormone, Wachstumsfaktoren, binden spezifisch an integrale
Membramproteine (= Rezeptorproteinen), die sich auf der Zelloberfläche
befinden. Nachdem der Zelloberflächenrezeptor das Signalmolekül (Ligand)
gebunden hat, wird ein Signal in das Zellinnere transportiert, um damit
Änderungen im Stoffwechsel der rezeptortragenden Zelle auszulösen. Nach einer
variierenden Anzahl von Stunden wird durch metabolischen Abbau des
Rezeptor-Ligandenkomplexes der Zellstoffwechsel wieder auf den Zustand vor
der Komplexbildung umgeschaltet (Molecular Biology Of The Cell, 3. Auflage,
Bruce Alberts et al., Garland Publishing, Inc., New York, USA, S. 733).
Kohlenhydratliganden auf Oberflächen von Säugerzellen (einschließlich der
menschlichen Zellen) sind Erkennungsdomänen für Viren (z. B. J.C. Paulson,
The Receptors, Vol, II, Ed.: P.M. Conn, Academic Press, 1985, 131), Bakterien
(z. B. Strömberg et. al. EMBO J. 1990, (9), 2001), Toxine (z. B. K.A. Karlsson
et. al. Sourcebook of Bacterial Protein Toxins, Eds. J.E. Alouf, J.H: Freer,
Academic Press, 1991, 435) und Lectine (z. B. M.-F. Michel et.al. Appl.
Environ. Microbiol. 1990, (56), 3537). Demzufolge spielen sie eine
entscheidende Rolle bei der Einleitung von Krankheiten, die auf der Erkennung
solcher Zelloberflächendeterminanten beruhen (bakterielle und virale Infektionen,
entzündliche Erkrankungen, etc.).
Grundsätzlich läuft folgender Mechanismus ab:
Der erste Schritt ist die Anlagerung des Virus an die Zellmembran der zu infizierenden Zelle. Dabei heften sich die viralen Spikeproteine spezifisch an Liganden auf der Zellmembran an. Diese Spikeproteine sind im allgemeinen Glykoproteine mit Rezeptorfunktion. Im zweiten Schritt wird das Virusgenom über einen komplexen Mechanismus in die Zelle aufgenommen. Z. B. wurde für Infektionen mit Influenzaviren gezeigt, daß zu Infektionsbeginn sich das Virus mit Hilfe des Glycoproteins Haemaglutinin (= Rezeptor) an spezifische Liganden der Zelloberfläche heftet (Virology, Dulbecco, R. and Ginsberg H. S., 2. Auflage, S. 223).
Der erste Schritt ist die Anlagerung des Virus an die Zellmembran der zu infizierenden Zelle. Dabei heften sich die viralen Spikeproteine spezifisch an Liganden auf der Zellmembran an. Diese Spikeproteine sind im allgemeinen Glykoproteine mit Rezeptorfunktion. Im zweiten Schritt wird das Virusgenom über einen komplexen Mechanismus in die Zelle aufgenommen. Z. B. wurde für Infektionen mit Influenzaviren gezeigt, daß zu Infektionsbeginn sich das Virus mit Hilfe des Glycoproteins Haemaglutinin (= Rezeptor) an spezifische Liganden der Zelloberfläche heftet (Virology, Dulbecco, R. and Ginsberg H. S., 2. Auflage, S. 223).
Auch die bakterielle Infektion läuft im Prinzip nach dem oben dargestellten
Mechanismus.
Rezeptor-Ligandenkomplexe spielen auch bei Entzündungsprozessen eine Rolle
[B.K. Bradley et al., Cell 1990 (63), 861]. Untersuchungen haben beispielsweise
gezeigt, daß das von Endothelzellen synthetisierte und exprimierte Protein ELAM
1 (= Rezeptor) in vivo wahrscheinlich die Anhaftung von Leukocyten via einen
Liganden am Entzündungsherd vermittelt.
Die Therapie bakterieller oder viraler Erkrankungen mit freien Oligosacchariden,
die anstelle der natürlichen Liganden an Rezeptoren, wie z. B. auf Viren oder
bakteriellen Zellen binden sollen, scheitert an den sehr hohen Mengen des zu
verabreichenden Oligosaccharids, da die Affinität zwischen den Rezeptoren und
den Oligosacchariden gering ist [KD = ∼10-4 M bei der Wechselwirkung
zwischen einem monovalenten Galactosid und dem entsprechenden Lectin;
D.T. Connolly et. al. J. Biol. Chem. 1982, (257), 939].
Es ist bekannt, daß eine erhöhte Wechselwirkung zwischen Rezeptor und Ligand
durch die Kopplung mehrerer Liganden auf einer "Oberfläche" erreicht wird. Am
Beispiel der Wechselwirkung zwischen dem Virusprotein Hemaglutinin, das an
Neuraminsäure auf der Zelloberfläche bindet, wurde gezeigt, wie sich dieser
polyvalente Effekt durch Verwendung eines Polymers auf eine solche
Wechselwirkung auswirkt [monovalent: KD = 2×10-4 M, polyvalent: KD =
3×10-7 M; A. Spaltenstein et. al. J. Am. Chem. Soc. 1991, (113), 686].
Als "Oberfläche" wurden bisher
- a) Liposomen [N. Yamazaki, Int. J. Biochem., 1992, (24), 99]
- b) Polyacrylamide
- c) Polylysine oder
- d) sulfatierte Polysaccharide
untersucht:
- a) Liposomen werden sowohl aus Zellpräparationen gewonnen als auch aus synthetischen Lipiden hergestellt. Der Ligand, z. B. ein Kohlenhydrat, wird auf der Liposomenoberfläche präsentiert, in dem ein hydrophober Alkylrest am Kohlenhydrat unter Ausnutzung hydrophober Wechselwirkungen in die Liposomenmembran integriert wird. Nachteilig bei der Verwendung von Liposomen als Oberfläche ist ihre geringe Stabilität in vivo und kurze Verweildauer im Blutkreislauf. Liposomenpräparationen werden neben anderen oligomeren und polymeren Präsentationsformen des Kohlenhydratanteils in WO 91/19501 und WO 91/19502 beschrieben.
- b) Polymere auf Polyacrylamidbasis, die durch Polymerisation kohlenhydrathaltiger Monomerer hergestellt werden, sind als Träger von Liganden sind für eine medizinische Anwendung nicht geeignet. Der Polymeranteil besteht ausschließlich aus C-C-Bindungen. Der entscheidende Nachteil bei in vivo diagnostischen/therapeutischen Verwendung besteht darin, daß sie im Organismus zu toxischen Metaboliten abbaubar und somit in vivo unverträglich sind.
Beispiele für solche Publikationen sind:
- - R.C. Rathi et. al. [J. Polym. Sci.: Part A: Polym. Chem. 1991, (29), 1895] beschreiben die Polymerisation kohlenhydrathaltiger Acrylamidmonomere für eine Anwendung als Wirkstoffträger.
- - S.-I. Nishimura et. al. (Macromolecules 1991, (24), 4236]
beschreiben copolymerisierte Pentylglycoside mit Acrylamid und
untersuchen die Wechselwirkung dieses Makromoleküls mit
Lektinen.
Sowohl R.C. Rathi et al. wie auch S.-I. Nishimura et al. verwenden das Polymer nur als Träger für einen Kohlenhydratteil und ein pharmakologisch wirkendes Makromolekül. Das Wirkprinzip beruht auf einer möglichst spezifischen Rezeptor-Ligandenbindung, damit das pharmakologisch wirkende Makromolekül am Wirkort freigesetzt werden und seine Wirkung entfalten kann. - c) Polylysin besteht grundsätzlich aus physiologisch gut verträglichen, also nicht toxischen Bausteinen. Nachteilig am Polylysin sind jedoch die Vielzahl seiner freien NH₂-Gruppen, die unspezifische Wechselwirkungen mit Zellen oder Zelloberflächenstrukturen verursachen, so daß bei Polylysin-Pharmakonjugaten üblicherweise keine spezifische Wirkung des Pharmakons an dem Wirkort zu erreichen ist.
- d) Die Zelladhäsion bei Verwendung von üblichen sulfatierten Polysacchariden resultiert aus wenig spezifischen ionischen Wechselwirkungen, so daß eine unspezifische Adhäsion auf beliebigen Zelloberflächen auftritt. Diese Makromoleküle enthalten keinen spezifischen Rezeptorblocker.
Die europäischen Offenlegungsschriften 0 089 938, 0 089 939 und 0 089 940
beanspruchen Zuckerverbindungen unterschiedlicher Kettenlänge, die identisch
den auf Zelloberflächen befindlichen Liganden bzw. den auf Mikroorganismen
befindlichen Rezeptoren sind. Der Erfindungsgedanke o. g.
Offenlegungsschriften ist, die auf den Mikroorganismen befindlichen Rezeptoren
durch die beanspruchten Zuckerverbindungen in vitro und in vivo zu blockieren,
um damit Erkrankungen, vor allem bakterieller oder viraler Natur, von Säugern,
insbesondere des Menschen, diagnostizieren und therapieren zu können.
Beispiele für die in vitro Diagnose von bakteriellen Infektionen sind vorhanden,
nicht jedoch für in vivo Diagnose oder Therapie.
Es werden außerdem in o. g. Offenlegungsschriften Zuckerverbindungen
beansprucht, die an einen Träger - ggf. via Spacer - gekoppelt sind. Der
Komplex Zuckerverbindung-(Spacer)-Träger oder die Zuckerverbindung alleine
wird zur Herstellung von Antikörpern, Isolierung von Zelloberflächenstrukturen
und Wunddesinfektion verwendet.
Weiterhin wurden auch die Wechselwirkungen von Dextran-fixierten β-Blockern
mit β-Adrenorezeptoren untersucht (J. Pitka, J.W. Kusiak, in "Macromolecules
as Drugs and as Carriers for biologically active Material", Ed.: D.A. Tirell,
L.G. Donaruma, A.B. Turek; The New York Academy of sciences, Vol. 446,
p. 249). β-Blocker sind künstliche Wirkstoffe, die im vorliegenden Fall über
einen Spacer an den Polysaccharidträger Dextran gebunden sind. Die
Blockierung der β-Adrenorezeptoren erfolgt nicht über eine spezifische Rezeptor-
Ligandenbindung, sondern über eine vergleichsweise unspezifische Kopplung
des Wirkstoffs.
In der Patentanmeldung WO 92/02527 wird ein Makromolekül beansprucht,
welches aus einem Träger und Saccharidbausteinen aufgebaut ist und als Ligand
für den ELAM-1 Rezeptor fungiert, um durch die Rezeptor-Ligandenbindung
entzündliche Prozesse zu diagnostizieren. Die Diagnostik wird in vitro, nicht
jedoch in vivo durchgeführt. Die Saccharidbausteine werden von einem festen
Träger getragen. Unter einem "festen" versteht der Fachmann
Verbindungen, die sich gegenüber physiologischen Systemen inert verhalten
müssen, da nur dann in vitro Diagnosen möglich sind.
Aufgabe der Erfindung ist es, Kohlenhydratrezeptorblocker mit verbesserter
Wirksamkeit als Arzneimittel zu synthetisieren, die als Gesamtmolekül und als
Abbauprodukte physiologisch verträglich sind und die ihre diagnostische oder
therapeutische Wirkung durch Blockierung spezifischer Strukturen entfalten.
Diese Aufgabe wird erfindungsgemäß gelöst durch Synthese eines
Kohlenhydratrezeptorblockers auf Polymerbasis, der aus den physiologisch gut
verträglichen Komponenten: Kohlenhydratanteil - bifunktioneller Spacer -
hydrophiles, biodegradabeles Polymer - Wirkungsverstärker besteht, wobei die
einzelnen Komponenten enzymatisch, chemisch und/oder chemoenzymatisch
verknüpft sind, der Kohlenhydratrezeptorblocker im Organismus nicht oder kaum
akkumuliert wird und seine diagnostische oder therapeutische Wirkung durch
Blockierung spezifischer Strukturen als Gesamtmolekül entfaltet.
- 1. Ein physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer
Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis mit einem HLB*-Wert von 10 bis
20 enthaltend:
Kohlenhydratanteil - bifunktionellen Spacer - hydrophiles, biodegradables Polymer - Wirkungsverstärker, wobei der aus 1 bis 20 natürlich vorkommenden gleichen oder verschiedenen Monosaccharidbausteinen bestehende Kohlenhydratanteil via ein oder mehrere bifunktionelle Spacer, der ein natürliches oder synthetisches Molekül ist, an ein hydrophiles, biodegradabeles Polymer gekoppelt ist, wobei das Polymer seinerseits Träger ein oder mehrerer Spacer ist und das hydrophile, biodegradable Polymer außerdem mit dem Wirkungsverstärker verbunden ist, welcher ein Vernetzer, ein oder mehrere Gruppen mit hydrophoben, hydrophilen oder ionischen Eigenschaften oder ein Löslichkeitsverbesserer ist. - 2. Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer
Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis mit einem HLB*-Wert von 10 bis
20, erhältlich durch kovalente chemische, chemoenzymatische und/oder
enzymatische Verknüpfung der folgenden Komponenten:
- - Kohlenhydratanteil aus 1-20 natürlich vorkommenden, gleichen oder verschiedenen Monosaccharid-Bausteinen,
- - bifunktionellem Spacer, der ein natürliches oder synthetisches Molekül ist,
- - hydrophiles, biodegradables Polymer sowie
- - Wirkungsverstärker, der ein Vernetzer, ein oder mehrere Gruppen mit hydrophoben, hydrophilen oder ionischen Eigenschaften oder ein Löslichkeitsverbesserer ist.
- 3. Ein Verfahren zur Herstellung des unter 1. genannten Kohlenhydratrezeptor-blockers, das dadurch gekennzeichnet ist, daß Kohlenhydratantteil, bifunktioneller Spacer, hydrophiles, biodegradabeles Polymer und Wirkungsverstärker enzymatisch, chemisch und/oder chemoenzymatisch verknüpft sind.
- 4. Eine Verwendung des unter 1. genannten Kohlenhydratrezeptorblockers zur diagnostischen, therapeutischen oder prophylaktischen Anwendung.
Die Erfindung wird im folgenden detailliert beschrieben, insbesondere in ihren
bevorzugten Ausführungsformen.
Der Kohlenhydratrezeptorblocker ist physiologisch verträglich und hat
vorzugsweise ein Molekulargewicht von 70 kd. Gut verträglich bedeutet, daß
durch den erfindungsgemäßen Kohlenhydratrezeptorblocker keine
Unverträglichkeitsreaktionen hervorgerufen werden, die das Wohlbefinden des
Organismus beträchtlich beeinflussen.
Der Begriff "physiologisch verträglich" wird wie folgt definiert:
Der Kohlenhydratrezeptorblocker und das Polymer alleine dürfen in vivo nicht schädigend für den Organismus sein. Sie dürfen also nicht hämolytisch, nicht antigen und nicht thrombogen wirken.
Der Kohlenhydratrezeptorblocker und das Polymer alleine dürfen in vivo nicht schädigend für den Organismus sein. Sie dürfen also nicht hämolytisch, nicht antigen und nicht thrombogen wirken.
Außerdem sind unspezifische Adsorptionen an Moleküle, wie z. B. Rezeptoren,
Zellmembranbestandteile, Hormone usw., unerwünscht, da auch sie zu
Unverträglichkeitsreaktionen führen können.
Der Einsatz eines Spacers, der Unverträglichkeitsreaktionen auslöst, ist möglich,
wenn der Kohlenhydratrezeptorblocker als Ganzes oder seine in vivo
entstehenden Abbauprodukte physiologisch verträglich sind.
Der Begriff "physiologisch abbaubar" wird wie folgt definiert:
Der Kohlenhydratrezeptorblocker ist in vivo als ganzes Molekül ausscheidbar oder in vivo zu kleineren physiologisch, verträglichen Bausteinen abbaubar, um in dieser Form ausscheidbar (= biodegradabel) zu sein. Dies gilt insbesondere für das Polymer.
Der Kohlenhydratrezeptorblocker ist in vivo als ganzes Molekül ausscheidbar oder in vivo zu kleineren physiologisch, verträglichen Bausteinen abbaubar, um in dieser Form ausscheidbar (= biodegradabel) zu sein. Dies gilt insbesondere für das Polymer.
Über die Abbaubarkeit des Kohlenhydratrezeptorblockers in vivo wird die
Verweildauer des Kohlenhydratrezeptorblockers am jeweiligen Rezeptor und
damit die Wirkzeit des Kohlenhydratrezeptorblockers gesteuert. So kann z. B.
über die Wahl der Polymerbausteine und deren Verknüpfung die Abbaubarkeit
gesteuert werden. Bei Überschuß des Blockers kann so eine Akkumulation im
Organismus verhindert werden.
Die Begriffe "Rezeptor" und "Ligand" werden wie folgt definiert:
Der Rezeptor ist ein Makromolekül auf der Oberfläche der Zelle, welches aufgrund seiner Konfiguration eine Bindungsstelle zur spezifischen Bindung einer, selten mehrerer Signalsubstanzen besitzt. Diese Signalsubstanz wird als Ligand bezeichnet. Ziel der spezifischen Bindung des Liganden an den Rezeptor ist die Informationsübertragung in die Zelle und anschließende Zellstoffwechseländerung.
Der Rezeptor ist ein Makromolekül auf der Oberfläche der Zelle, welches aufgrund seiner Konfiguration eine Bindungsstelle zur spezifischen Bindung einer, selten mehrerer Signalsubstanzen besitzt. Diese Signalsubstanz wird als Ligand bezeichnet. Ziel der spezifischen Bindung des Liganden an den Rezeptor ist die Informationsübertragung in die Zelle und anschließende Zellstoffwechseländerung.
Definition des HLB*-Wertes:
Die Hydrophilie des erfindungsgemäßen Kohlenhydratrezeptorblockers wird über den HLB*-Wert charakterisiert. Der HLB*-Wert definiert das Verhältnis der hydrophilen und hydrophoben Anteile eines Moleküls mit Hilfe der Skala von 1-20 (R. Heusch, Kolloid-Zeitschrift und Zeitschrift für Polymere, Bd. 236, Heft 1, S. 31 ff.).
Die Hydrophilie des erfindungsgemäßen Kohlenhydratrezeptorblockers wird über den HLB*-Wert charakterisiert. Der HLB*-Wert definiert das Verhältnis der hydrophilen und hydrophoben Anteile eines Moleküls mit Hilfe der Skala von 1-20 (R. Heusch, Kolloid-Zeitschrift und Zeitschrift für Polymere, Bd. 236, Heft 1, S. 31 ff.).
Der HLB*-Wert des erfindungsgemäßen Kohlenhydratrezeptorblockers liegt im
vorliegenden Fall von 10 bis 20, vorzugsweise jedoch von 14 bis 20.
Charakteristisch für den erfindungsgemäßen Kohlenhydratrezeptorblocker ist,
daß er seine Funktion als Rezeptorblocker als Gesamtmolekül und nicht aufgrund
der Wirksamkeit von Teilstrukturen ausübt. Daraus folgt, daß der
Kohlenhydratanteil in gekoppelter Form aktiv ist und der Polymeranteil nicht nur
als "Transportvehikel" zum Rezeptor sondern auch als aktiver Teil fungiert.
Die Synthese des Kohlenhydratrezeptorblockers erfolgt im Labormaßstab. Das
bedeutet, der erfindungsgemäße Kohlenhydratrezeptorblocker wird in
Milligrammenge bis Grammenge synthetisiert, während die für seine Synthese
notwendigen Zwischenprodukte, d. h. das hydrophile biodegradable Polymer, der
bifunktionelle Spacer und der Wirkungsverstärker in Gramm- bis Kilogrammenge
hergestellt werden können. Eine Ausnahme bildet jedoch der Kohlenhydratanteil.
Er kann lediglich in Milligrammenge bis zu einem Gramm synthetisiert werden.
Hier sind die literaturbekannten Synthesekonzepte zur Herstellung von
Oligosacchariden so angelegt, daß nach einer Reaktion, die üblicherweise nicht
mit quantitativer Ausbeute verläuft, das erhaltene Produktgemisch
säulenchromatographisch an Kieselgel gereinigt wird.
Dieses Reinigungsverfahren ist zur Herstellung von Mengen, die dem
industriellen Bedarf entsprechen, im allgemeinen zu teuer und aufwendig und
wird höchstens zur Reinigung von Endprodukten oder wertvollen
Zwischenprodukten eingesetzt. Darüber hinaus werden zur Synthese von
Oligosacchariden sehr häufig Schwermetallverbindungen eingesetzt.
Ihr Einsatz für die Synthese von Stoffen mit pharmazeutischer Wirkung ist im
Hinblick auf eine zukünftige Zulassung des Kohlenhydratrezeptorblockers als
Arzneimittel sehr bedenklich.
Als Kohlenhydrate werden alle Verbindungen definiert, die entsprechend der
Formel Cn(H₂O)n aufgebaut sind, sowie Polyhydroxyaldehyde, -ketone, -säuren
und -amine sowie deren natürlich vorkommende Derivate.
Der Kohlenhydratanteil besteht aus 1-20 natürlich vorkommenden
Monosaccharidbausteinen. Vorzugsweise werden 1-15 und besonders bevorzugt
1-10 natürlich vorkommende Monosaccharidbausteine verwendet.
Natürlich vorkommende Monosaccharidbausteine sind dem Fachmann aus
Standardwerken der organischen Chemie oder der Biochemie, so z. B. aus:
Beyer/Walter, "Lehrbuch der organischen Chemie", S. Hirzel Verlag Stuttgart, 19. Auflage, 5.393 ff.; Albert L. Lehninger, "Biochemie", 2. Auflage, S. 201 ff., VCH-Verlagsgesellschaft, Weinheim, Deutschland oder Lubert Stryer, "Biochemie", Spektrum-der-Wissenschaft-Verlagsgesellschaft GmbH, Heidelberg, Deutschland, 1. Auflage, S. 345 ff., bekannt. Beispiele für Monosaccharidbausteine sind die D- bzw. L-Konfigurationen von Aldosen:
Beyer/Walter, "Lehrbuch der organischen Chemie", S. Hirzel Verlag Stuttgart, 19. Auflage, 5.393 ff.; Albert L. Lehninger, "Biochemie", 2. Auflage, S. 201 ff., VCH-Verlagsgesellschaft, Weinheim, Deutschland oder Lubert Stryer, "Biochemie", Spektrum-der-Wissenschaft-Verlagsgesellschaft GmbH, Heidelberg, Deutschland, 1. Auflage, S. 345 ff., bekannt. Beispiele für Monosaccharidbausteine sind die D- bzw. L-Konfigurationen von Aldosen:
- - Glycerinaldehyd, Erythrose, Threose, Ribose, Arabinose, Xylose, Lyxose, Allose, Altrose, Glucose, Mannose, Gulose, Idose, Galactose und Talose; und/oder
von Ketosen:
- - Dihydroxyaceton, Erythrulose, Ribulose, Xylulose, Puscose, Fructose, Sorbose und/oder Tagatose.
Der Begriff "natürlich vorkommende" Monosaccharidbausteine schließt auch
solche Monosaccharide ein, die natürlich vorkommende Substitutionen der
angeführten Beispiele darstellen. Darunter versteht der Fachmann vorzugsweise
Deoxyzucker, ganz vorzugsweise 2-, 3-, 4- oder 6-Deoxyaldosen, wie z. B.
Fucose, Rhamnose, Digitoxase und/oder ganz vorzugsweise 2-, 3-, 5-,
6-Deoxyketosen, vorzugsweise Deoxyaminozucker, wie z. B. Glucosamin,
Manosamin, Galactosamin, vorzugsweise Deoxyacylaminozucker, wie z. B.
N-Acetylglucosamin, N-Acetylmanosamin, N-Acetylgalactosamin, vorzugsweise
Aldon-, Aldar- und/oder Uronsäuren, wie z. B. Gluconsäure oder Glucuronsäure.
Es können außerdem verwendet werden: Ascorbinsäure, Aminosäure-tragende
Monosaccharide und Monosaccharide, die Lipid-, Phosphatidyl- oder Polyolrest
tragen.
Unter "natürlich vorkommenden", substituierten Monosacchariden versteht der
Fachmann auch solche mit einer Kohlenstoffkette, die länger als 6 C-Atome sind
sowie deren nach den oben aufgeführten Kriterien substituierten Vertreter, wie
z. B. Ketodeoxyoctan-, Ketodeoxynonansäure, N-Acylneuraminsäuren,
N-Acetylmuraminsäure.
Bevorzugt werden solche Kohlenhydratanteile, die auf Zelloberflächen als
Bestandteil von Glycoproteinen, Glycolipiden oder Proteoglycanen vorkommen
sowie beliebige Teilstücke daraus.
Besonders bevorzugt sind solche Kohlenhydratanteile, die aus Monosacchariden
bestehen, die auch im menschlichen Organismus vorkommen, wie Glucose,
N-Acetylglucosamin, Galactose, N-Acetylgalactosamin, Mannose, Fucose,
N-Acetylneuraminsäure und/oder Glucuronsäure.
Die den Kohlenhydratanteil bildenden Monosaccharidbausteine können gleich
oder verschieden sein. Außerdem kann die Stereochemie der glycosdischen
Verknüpfung (axial oder äquatorial bzw. α oder β) der einzelnen
Monosaccharidbausteine gleich oder verschieden sein.
Der gesamte Kohlenhydratanteil kann beispielsweise aus den folgenden
Zuckerresten bestehen:
Galβ1-4GlcNAc-;
Galβ1-3GlcNAc-;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAc-;
Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc-;
Galβ1-3(Fucα1-3)GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1 -3)GlcNAc-;
Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
Galβ1-3GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAc b1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
Galβ1-3( Fucα1-4)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-4Gal-;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-4Gal-;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4G lcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ21-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ13Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucu1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ13Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucci1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4G lcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ 1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4 Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc β1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1- 4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3G alβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)Glc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ 1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc.
Galβ1-3GlcNAc-;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAc-;
Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc-;
Galβ1-3(Fucα1-3)GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1 -3)GlcNAc-;
Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
Galβ1-3GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAc b1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
Galβ1-3( Fucα1-4)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-4GlcNAc-;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-4Gal-;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-4Gal-;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4G lcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ21-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ13Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucu1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ13Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucci1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4G lcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ 1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4 Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc β1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-3GlcNAcβ1-4Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1- 4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3G alβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)Glc;
SAα2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ 1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc;
SAα2-6Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)Glc.
[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8
bedeutet;
[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNA-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-6Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3]m-Galβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)m-GlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4GlcNAcβ-3]n-Galβ1-4GlcNA-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)m-GlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 2 bedeutet.
[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNA-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-6Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3]m-Galβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)m-GlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4GlcNAcβ-3]n-Galβ1-4GlcNA-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)m-GlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 2 bedeutet.
Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der
Reihe 1 bis 8 bedeutet;
Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-6Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
Galβ1-4(Fucu1-3)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)mGlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und
wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)mGlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und
wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4GlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 6 bedeutet;
(GlcNAcβ1-3Galβ1-4)nGlcNAcβ1-3Gal, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-6Gal-;
SAα2-6Galβ1-4(GlcNAcβ1-3Galβ1-4)nGlcNAcβ1-3Gal, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 10 bedeutet;
SAα2-3Gal-; and
SAα2-3Galβ1-4(GlcNAcβ1-3Galβ1-4)nGlcNAcβ1-3Gal-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 10 bedeutet.
Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-6Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-4[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3[GlcNAcβ1-3Galβ1-4]nGlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
Galβ1-4(Fucu1-3)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)mGlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und
wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4(Fucα1-3)mGlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei m eine Zahl aus der Reihe 0 bis 1 bedeutet und
wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 4 bedeutet;
SAα2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAcβ1-3[Galβ1-4GlcNAcβ1-3]n-Galβ1-4GlcNAcβ1-4GlcNAc-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 6 bedeutet;
(GlcNAcβ1-3Galβ1-4)nGlcNAcβ1-3Gal, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 8 bedeutet;
SAα2-6Gal-;
SAα2-6Galβ1-4(GlcNAcβ1-3Galβ1-4)nGlcNAcβ1-3Gal, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 10 bedeutet;
SAα2-3Gal-; and
SAα2-3Galβ1-4(GlcNAcβ1-3Galβ1-4)nGlcNAcβ1-3Gal-, wobei n eine Zahl aus der Reihe 1 bis 10 bedeutet.
Beispiele für bevorzugte Ausführungsformen des Kohlenhydratanteils sind:
Sialyl-Lewis X, Sialyl-Lewis A, VIM-2 sowie die folgenden Blutgruppendeterminanten Lewis A, B, X, Y und A-Typ¹, A-Typ², B-Typ¹, B-Typ² und H-Typ¹, H-Typ² (R.U. Lemieux, Chem. Soc. Rev., 1978, S. 423 und 1989, S. 347).
Sialyl-Lewis X, Sialyl-Lewis A, VIM-2 sowie die folgenden Blutgruppendeterminanten Lewis A, B, X, Y und A-Typ¹, A-Typ², B-Typ¹, B-Typ² und H-Typ¹, H-Typ² (R.U. Lemieux, Chem. Soc. Rev., 1978, S. 423 und 1989, S. 347).
Beispiele für die besonders bevorzugte Ausführungsform des
Kohlenhydratanteils sind Sialyl-Lewis X, Sialyl-Lewis A oder VIM-2.
Die Formel von Sialyl-Lewis X lautet: NeuNAca2-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc und
von Sialyl-Lewis A: NeuNAca2-3Galβ1-3(Fucα1-4)GlcNAc. Die Formel von
VIM-2 lautet:
NeuNAca2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc.
NeuNAca2-3Galβ1-4GlcNAcβ1-3Galβ1-4(Fucα1-3)GlcNAc.
Der Spacer ist eine physiologisch verträgliche, natürliche oder synthetische
Verbindung, die die Aufgabe der räumlichen Trennung von Kohlenhydratanteil
und biodegradabelem Polymer hat. Diese räumliche Trennung ist notwendig, um
sterische Wechselwirkungen zwischen Kohlenhydratanteil und Polymer zu
verhindern und damit eine optimale Zugänglichkeit des Liganden
(Kohlenhydratanteils) für einen Rezeptor zu gewährleisten.
Um eine Kopplung des Spacers an den Kohlenhydratanteil bzw. das Polymer zu
gewährleisten, muß der Spacer bifunktionell sein.
Der Betriff "bifunktioneller Spacer" wird wie folgt definiert:
Ein bifunktioneller Spacer trägt an beiden Enden reaktive, funktionelle Einheiten, die zur Verknüpfung des Spacers mit dem Polymeranteil einerseits und dem Kohlenhydratanteil andererseits unter Ausbildung einer kovalenten Bindung verwendet werden.
Ein bifunktioneller Spacer trägt an beiden Enden reaktive, funktionelle Einheiten, die zur Verknüpfung des Spacers mit dem Polymeranteil einerseits und dem Kohlenhydratanteil andererseits unter Ausbildung einer kovalenten Bindung verwendet werden.
Grundsätzlich hat der Spacer die folgende Formel:
(Kohlenhydratanteil)-A₁-[B-C]y-DzA₂-(biodegradables, hydrophiles Polymer- Wirkungsverstärker), wobei
x für 0 oder 1;
y für 1, 2, 3,4, 5, 6 oder 7;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn x = 1 ist;
B und D gleich oder verschieden sein können und Alkylen mit 0 bis 30 C-Atomen,
vorzugsweise 0 bis 15 C-Atome und besonders bevorzugt 0 bis 10 C-Atome bedeuten, die geradkettig, verzweigt oder cyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- oder/und Doppelbindungen oder 1 bis 3 aromatische Ringe enthalten können.
(Kohlenhydratanteil)-A₁-[B-C]y-DzA₂-(biodegradables, hydrophiles Polymer- Wirkungsverstärker), wobei
x für 0 oder 1;
y für 1, 2, 3,4, 5, 6 oder 7;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn x = 1 ist;
B und D gleich oder verschieden sein können und Alkylen mit 0 bis 30 C-Atomen,
vorzugsweise 0 bis 15 C-Atome und besonders bevorzugt 0 bis 10 C-Atome bedeuten, die geradkettig, verzweigt oder cyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- oder/und Doppelbindungen oder 1 bis 3 aromatische Ringe enthalten können.
B und D können unabhängig voneinander die folgenden Substituenten bevorzugt
enthalten: Hydroxy-, Alkoxy-, Carboxy- , Amino- oder Carboxyalkylgruppen, der
Formel CO₂-R¹, wobei R¹ = H oder C₁-C₆-Alkyl, vorzugsweise R¹ = H oder
C₁-C₄-Alkyl und besonders bevorzugt R¹ = H oder C₁-C₂-Alkyl bedeutet;
C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet:
C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet:
wobei R² Wasserstoff, Methyl, Ethyl, Benzyl, Propyl, Acetyl oder Benzoyl
unabhängig voneinander bedeuten kann.
Die durch den Substituenten y definierten, repetitiven Einheiten können gleich
oder verschieden sein.
A₁ und A₂ können gleich oder verschieden sein.
A₁/A₂ ist als Teil des Spacers definiert, der den Spacer mit dem
Kohlenhydratanteil und mit dem biodegradabelen, hydrophilen
Polymer verbindet.
A₁/A₂ entstehen aus der kovalenten Verknüpfung von je einer reaktiven mit
einer aktivierten Gruppe.
Die Begriffe "reaktive Gruppe" und "aktivierte Gruppe" werden wie folgt
definiert:
"reaktive Gruppen" sind funktionelle Gruppen, die als Donor
fungieren, bevorzugt OH-, NH₂- oder
SH-Funktionen, die mit "aktivierten Gruppen"
unter Ausbildung einer kovalenten Bindung
reagieren. Besonders bevorzugt sind NH₂- oder
die OH-Gruppe.
"aktivierte Gruppen" sind funktionelle Gruppen, die als Akzeptor
fungieren und mit der "reaktiven Gruppen" unter
Ausbildung einer kovalenten Bindung reagieren.
Vorzugsweise verwendet werden Bromide,
Jodide, Aktivester, besonders bevorzugt
p-Nitrophenyl- oder N-Hydroxysuccinimid-
Derivate. Außerdem bevorzugt werden
Carbonsäurechloride und
Carbonsäureimidazolide, gemischte
Carbonsäureanhydride, besonders bevorzugt aus
den folgenden Einheiten:
wobei R³ = C₁-C₆ bedeutet, gerade oder
verzweigt, sowie Phenylreste.
Vorzugsweise verwendet werden Aldehyde,
Acrylester, -amide, Malonimid, Succinimid,
2-Vinylpyridin, Jodessigester, Isothiocyanat
und/oder Isocyanat. Besonders bevorzugt sind
N-Hydroxysuccinimid-Aktivreste, Maleinimid,
Succinimid, Acrylamide, Aldehyd oder
Isocyanat.
Reaktive Gruppen sind Bestandteile des Polymers, da das Polymer aus
Monomeren aufgebaut ist, die reaktive Gruppen enthalten.
Aktivierte Gruppen sind entweder bereits als ein Teil des Polymers vorhanden
oder können nach dem Fachmann bekannten Verfahren (siehe u. a. R. C.
Larock: Comprehensive Organic Transformations, VCK-Verlagsgesellschaft,
1989, Weinheim/Deutschland) aus reaktiven Gruppen, die bereits Teil des
Polymers sind, hergestellt werden.
Polymere, die in ihrer Funktion als Träger Bestandteil von
Kohlenhydratrezeptorblockern sind und diagnostische oder therapeutische
Verwendung finden sollen, müssen grundsätzlich eine Reihe von Anforderungen
erfüllen, um physiologisch gut verträglich zu sein:
- a) keine Immunanwort zu induzieren und
- b) um unspezifische Wechselwirkungen und Kumulation im RES (Retikuloendotheliales System) zu vermeiden
Definitionsgemäß besteht das biodegradable, hydrophile Polymer aus
wenigstens zwei gleichen oder verschiedenen Monomerbausteinen, die linear,
verzweigt, ringförmig (z. B. Makrocyclen), sternförmig (Dendrimere) oder
kugelförmig (z. B. Fullerene) miteinander verknüpft sind und eine
Molekulargewichtsverteilung aufweisen können.
Für die Herstellung polymerer Kohlenhydratrezeptorblocker geeignete Polymere
sind: Polyamide, Polycarbonate, Polyiminocarbonate, Polyanhydride,
Polyorthoester, Polyester, Polydioxanone, Polyhydroxycarbonsäuren,
Polyaminosäuren, Polyphosphazene sowie Polysaccharide.
Das biodegradable, hydrophile Polymer ist vorzugsweise eine Polyaminosäure,
eine Polyhydroxycarbonsäure als Polyester, Polyamid oder -anhydrid verknüpft
oder ein Polysaccharid vorzugsweise mit einem Molekulargewicht 70 kd.
Vorzugsweise hat das Polymer eine Mindestgröße von 2 kd, um im Vergleich zu
niedermolekularen Trägern eine erhöhte Verweilzeit im Blut zu erzielen.
Für die Herstellung polymerer Kohlenhydratrezeptorblocker besonders bevorzugt
geeignete Polymere sind die zu den Polyaminosäuren gehörende
Polyaspartatamide, Polysuccinimide, Polyglutamate, Polylysinfumaramide, die zu
den Polyhydroxycarbonsäuren gehörenden funktionellen
Polyhydroxycarbonsäuren auf Basis der Apfelsäure, Weinsäure oder
Zitronensäure in Form ihrer Polyester, Polyamide oder Polyanhydride sowie
substituierte Chitosane, Heparine, Hyaluronsäuren oder Stärkederivate.
Der Belegungsgrad des Polymers mit dem Kohlenhydratanteil (via Spacer) liegt
zwischen 0,5-50 Mol.-%, vorzugsweise zwischen 2-25 Mol.-%.
Die Belegdichte des Polymermoleküls variiert je nach dem zu blockierenden
Rezeptormolekül:
- - Ein Polymer kann Träger mehrerer, über Spacer gekoppelte Kohlenhydratanteile sein oder nur einen einzigen Kohlenhydratanteil tragen. Die Kohlenhydratanteile können gleich oder verschieden sein. Die Anzahl der vom Polymer getragenen Spacer-Kohlenhydratanteil-Komplexe richtet sich nach der medizinischen Verwendung und Wirksamkeit des erfindungsgemäßen Kohlenhydratrezeptorblockers.
- - Mehrere dieser Kohlenhydratanteile-tragenden Polymere können miteinander verbunden sein.
Der Wirkungsverstärker ist eine Verbindung, die kovalent mit dem Komplex
Kohlenhydratanteil-Ligand-Polymerverknüpft ist. Diese Verbindung ist ein
intramolekularer Vernetzer, eine hydrophobe, hydrophile oder ionische
Verbindung oder auch ein Löslichkeitsverbesserer. Er hat die Aufgabe, die
Konformation des Polymers zu beeinflussen, um eine verbesserte Präsentation
des Liganden auf dem Polymer und damit auch eine verbesserte Zugänglichkeit
des Liganden zum Rezeptor zu erzielen. Außerdem kann mit Hilfe des
Wirkungsverstärkers die mangelnde Löslichkeit des
Kohlenhydratrezeptorblockers verbessert werden.
Intramolekulare Vernetzer tragen an beiden Enden reaktive, funktionelle
Einheiten, die zur kovalenten Verknüpfung mit zwei reaktiven, funktionellen
Einheiten, die Teil des Polymers sind, verwendet werden.
Ein intramolekularer Vernetzer hat die folgende Formel:
(hydrophiles, biodegradables Polymer)
wobei
x für 0 oder 1;
y für 1, 2;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn x = 1 ist;
B oder D gleich oder verschieden sind und Alkylen, mit 0-20 C-Atomen, vorzugsweise 0-15 C-Atome und besonders bevorzugt 0-10 C-Atome bedeuten, die geradkettig, verzweigt oder cyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- oder/und Doppelbindungen oder 1-2 aromatische Ringe enthalten können. Bevorzugte Substituenten für B oder D sind außerdem Hydroxy-, Alkoxy-, Amino-, Carboxy- Carboxyalkylgruppen der Formel CO₂R⁴, wobei R⁴ = H oder C₁-C₆, besonders bevorzugt C₁-C₄ und ganz besonders bevorzugt C₁-C₂ oder vorzugsweise Carbonylamino- und Carbonylaminoalkylgruppen der Formel CONR⁵R⁶, wobei R⁵ und R⁶ gleich oder verschieden sein kann und H oder C₁-C₄-Alkyl, besonders bevorzugt R = H oder C₁-C₂-Alkyl bedeutet;
C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet:
x für 0 oder 1;
y für 1, 2;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn x = 1 ist;
B oder D gleich oder verschieden sind und Alkylen, mit 0-20 C-Atomen, vorzugsweise 0-15 C-Atome und besonders bevorzugt 0-10 C-Atome bedeuten, die geradkettig, verzweigt oder cyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- oder/und Doppelbindungen oder 1-2 aromatische Ringe enthalten können. Bevorzugte Substituenten für B oder D sind außerdem Hydroxy-, Alkoxy-, Amino-, Carboxy- Carboxyalkylgruppen der Formel CO₂R⁴, wobei R⁴ = H oder C₁-C₆, besonders bevorzugt C₁-C₄ und ganz besonders bevorzugt C₁-C₂ oder vorzugsweise Carbonylamino- und Carbonylaminoalkylgruppen der Formel CONR⁵R⁶, wobei R⁵ und R⁶ gleich oder verschieden sein kann und H oder C₁-C₄-Alkyl, besonders bevorzugt R = H oder C₁-C₂-Alkyl bedeutet;
C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet:
wobei R⁷ Wasserstoff, Methyl, Ethyl, Benzyl, Propyl, Acetyl, Benzoyl
unabhängig voneinander bedeuten kann.
A₁ und A₂ haben die schon für den Spacer genannten Bedeutungen.
Die durch den Substituenten y definierten, respektiven Einheiten können gleich
oder verschieden sein.
Hydrophobe, hydrophile und ionische bzw. ionisierbare Gruppen sind
Substituenten, die eine reaktive, funktionelle Einheit tragen und die mit einer
weiteren reaktiven, funktionellen Einheit des Polymeranteils unter Ausbildung
einer kovalenten Bindung reagieren. Die Anzahl der eingesetzten Gruppen hängt
davon ab, inwieweit die Konformation des Polymer beeinflußt werden soll.
Hydrophobe Substituenten sind Moleküle mit einer hydrophoben Oberfläche, die
eine reaktive, funktionelle Einheit tragen, wie z. B. Alkohole, Amine, Aktivester
oder Säurechloride des Cyclododecans, Adamantan, 2-Methylpropans,
2,2-Dimethylpropans und der Fullerene.
Hydrophile Substituenten sind Moleküle mit einer hydrophilen Oberfläche, die
eine reaktive, funktionelle Einheit tragen, wie z. B. Cyclodextrin, Mono- und
Oligosaccharide.
Ionische bzw. ionisierbare Substituenten sind Moleküle, die polare, ionische
bzw. ionisierbare Gruppen enthalten und eine reaktive, funktionelle Einheit
tragen, wie z. B. Purine, Pyridine, Lysine und Verbindungen mit mehreren
Carbon-, Phosphon- oder Sulfonsäuregruppen an einer kurzen Alkylkette
(C₁-C₈), die verzweigt, unverzweigt oder cyclisch sein kann und eine reaktive
Gruppe enthält, wie z. B. Weinsäure und Asparaginsäure.
Löslichkeitsverstärker tragen eine reaktive, funktionelle Einheit, die zur
kovalenten Verknüpfung mit einer reaktiven, funktionellen Einheit, die Teil des
Polymers ist, verwendet wird. Sie sind polare, gut wasserlösliche Verbindungen
wie Polyole, Polyethylenglykole, Aminoalkohole oder Verbindungen mit
mehreren Carbon-, Phosphon- oder Sulfonsäuregruppen an einer kurzen
Alkylkette, vorzugsweise C₁-C₈, die verzweigt, unverzweigt oder cyclisch sein
kann.
Zusätzlich zu den o.g. Verbindungen ist es möglich, Substituenten in Form einer
Markergruppe und/oder eines Pharmakons an das Polymer zu koppeln.
Die Markergruppe ermöglicht den Einsatz des Kohlenhydratrezeptorblockers für
in vivo Diagnosen. Die Kopplung des Markers an das Polymer erfolgt über
kovalente Bindungen. Es können alle dem Fachmann bekannten Marker für in vivo
Diagnosen hierfür verwendet werden, wie z. B. radioaktive Marker, die ein
gebundenes Radionuklid enthalten, z. B. Technetium, Röntgenkontrastmittel, die
z. B. eine jodierte Verbindung beinhalten sowie Kernresonanzkontrastmittel,
z. B. auf Basis von Gadoliniumverbindungen. Der Anteil des Markers am
Gesamtmolekül beträgt <1Mol.-%.
Es wird jeweils das Pharmakon an das Polymer gekoppelt, von dem bekannt ist,
daß es die zu behandelnde Erkrankung therapiert. Die Kopplung des Pharmakons
an das Polymer erfolgt über kovalente oder ionischen Bindungen.
Als Pharmakon können:
- - Antitumormittel, wie z. B. Daunomycin, Doxorubicin, Vinblastin, Bleomycin;
- - Antibiotika, wie z. B. Penecilline, Erythromycine, Azidamfenicol, Cephalotin und Griseofulvin;
- - Immunmodulatoren, wie z. B. FK-506, Azthioprin, Levamisol;
- - Antagonisten des Blutplättchenaktivierungsfaktoren;
- - Leukotrien Antagonisten;
Inhibitoren des Cyclooxygenase-Systems, wie z. B. Salicylsäureverbindungen; - - Lipoxygenase-Inhibitoren,
- - Antiphlogistica, wie z. B. Indomethacin;
- - Antirheumatica, wie z. B. Nifenazon,
verwendet werden.
Werden die Rezeptorblocker als Anti-Adhäsionstherapeutika eingesetzt, so sollen
sie im Fall von Entzündungen verhindern, daß die ELAM-1-Rezeptoren auf
stimulierten Endothelzellen an Sialyl Lewis-X-Strukturen auf der Oberfläche von
Leukozyten binden. Im Fall der Influenza-Therapie verhindern die
Kohlenhydratrezeptorblocker die Anheftung von Viren an die Neuraminsäure auf
der Zelloberfläche und damit auch die Endozytose der Viruspartikel.
Die Kohlenhydratrezeptorblocker sind in der Lage, mit allen natürlich
vorkommenden Rezeptoren, die in vivo spezifisch den Kohlenhydratanteil von
Liganden erkennen, zu reagieren.
Vorzugsweise handelt es sich hierbei um Rezeptoren, die an der Zelloberfläche
exprimiert werden, z. B. von Säugerzellen, einschl. menschlicher Zellen,
Bakterienzellen oder Viren. Auch bevorzugt sind Hormone und Toxine,
erkennende Rezeptoren, die Hormone oder Toxine erkennen.
Besonders bevorzugt sind solche Zelloberflächenrezeptoren, die zur Klasse der
Selektine gehören.
Ganz besonders bevorzugt werden die bei entzündlichen Erkrankungen
exprimierten Rezeptoren, beispielsweise Leu-8 (= L-Selektin = gp90mel =
LAM-1 = LEC-CAM-1), ELAM-1 (= E-Selektin) und GMP-140 (= P-Selektin=
CD62 = PADGEM).
Der erfindungsgemäße Kohlenhydratreceptorblocker besteht aus
Kohlenhydratanteil, Spacer, Polymer und Wirkungsverstärker.
Grundsätzlich erfolgt die Synthese des Kohlenhydratrezeptorblockers durch
Bildung einer kovalenten Bindung zwischen Kohlenhydratanteil und
bifunktionellem Spacer, anschließender kovalenten Verknüpfung des Komplexes
Kohlenhydratanteil-Spacer mit dem Polymer und abschließender kovalenter
Verknüpfung mit dem Wirkungsverstärker.
Alternativ kann die Verknüpfung in anderer Reihenfolge erfolgen:
- - Umsetzungen des Polymers mit dem Wirkungsverstärker einerseits und des Kohlenhydratanteils mit dem bifunktionellen Spacer andererseits erfolgen unter Ausbildung kovalenter Bindungen. Der fertige Kohlenhydratrezeptorblocker entsteht durch kovalente Verknüpfung der komplexe Polymer-Wirkungsverstärker mit dem Kohlenhydratanteil- Spacer.
- - Durch kovalente Verknüpfung von Polymer und Wirkungsverstärker entsteht eine Verbindung, die unter Ausbildung einer kovalenten Bindung mit dem Spacer umgesetzt wird. Wird diese Verbindung kovalent mit dem Kohlenhydratanteil umgesetzt, so erhält man den erfindungsgemäßen Kohlenhydratrezeptorblocker.
- - Die Synthese des Kohlenhydratrezeptorblockers kann auch so erfolgen, daß ein Komplex, der durch kovalente Verknüpfung des Polymers mit dem bifunktionellen Spacer entstanden ist, zuerst kovalent mit dem Kohlenhydratanteil verknüpft wird und anschließend mit dem Wirkungsverstärker unter Ausbildung einer kovalenten Bindung umgesetzt wird.
- - Eine weitere Alternative zur Synthese des Kohlenhydratrezeptorblockers stellt die kovalente Verknüpfung des Polymers mit dem Spacer im ersten Reaktionsschritt, gefolgt von kovalenten Verknüpfungen mit dem Wirkungsverstärker im nächsten und mit dem Kohlenhydratanteil im letzten Schritt dar.
Bevorzugt ist der erstgenannte Syntheseweg und der erstgenannte, alternative
Syntheseweg.
Die Synthese des Kohlenhydratrezeptorblockers unter kovalenter Verknüpfung
seiner Bestandteile erfolgt durch Reaktion von reaktiven mit aktivierten Gruppen.
Die Verteilung von reaktiven und aktivierten Gruppen auf die vier Bestandteile ist
dabei für die generelle Durchführbarkeit der Synthese nicht von Bedeutung.
Die Reaktion zwischen reaktiver und aktivierter Gruppe erfolgt nach dem
Fachmann bekannten Verfahren durch Veresterung, Amidierung, Addition an
eine Doppelbindung und Alkylierung (R.C. Larock: Comprehensive Organic
Transformation, VCH-Verlagsgesellschaft, Weinheim, Deutschland, 1989,
L.-F. Tietze und Th. Eichler, Reaktionen und Synthesen im Org.-chem.
Praktikum, G. Thieme Verlag, Stuttgart, Deutschland, 1981).
Der Kohlenhydratanteil, der über einen Spacer kovalent mit dem biodegradablen
Polymer, das einen Wirkungsverstärker trägt, verknüpft ist, kann aus natürlichen
Quellen stammen, chemisch, chemoenzymatisch oder enzymatisch hergestellt
werden.
Geeignete natürliche Quellen für Kohlenhydrate sind dem Fachmann bekannt
und können in der biochemischen Literatur nachgelesen werden (z. B.
Biochemistry, Biol. Chem. Hoppe-Seyl. J. Biol. Chem. Biochemistry and Cell
Biology, Cell). Dort werden ebenfalls etablierte, dem Fachmann bekannte
Verfahren zur Aufreingung von Oligosacchariden beschrieben.
Kohlenhydrate, die aus natürlichen Quellen stammen, liegen grundsätzlich mit
"freiem reduzierenden Ende" vor.
Verfahren zur chemischen, enzymatischen oder chemoenzymatischen Synthese
von Kohlenhydraten, die von Zelloberflächenrezeptoren erkannt werden, sind
dem Fachmann aus der chemischen Literatur sowie aus Übersichtsartikeln
bekannt. Für die chemische Synthese z. B. Carbohydrate Research, Elsevier
Science Publishers B. U., Amsterdam, Journal of Carbohydrate Chemistry,
Marcel Dekker, Inc., New York; H. Paulsen, Angewandte Chemie 1982 (94)
184; R. R. Schmidt, Angewandte Chemie, 1987 (98) 213; H. Kunz,
Angewandte Chemie, 1987 (44) 247; H. Paulsen, Angewandte Chemie, 1990
(102) 851). Für die enzymatische Synthese z. B. Carbohydrate Research,
Elsevier Science Publishers B. U., Amsterdam, Journal of Carbohydrate
Chemistry, Marcel Dekker, Inc., New York; Advances in Carbohydrate
Chemistry and Biochemistry, David, S. et al., Vol. 49,1991, S. 175; Applied
Biocatalasis, Nielsson, K.G.I., Vol. 1, 1991, S. 117 ff.; Synthesis,
Drueckhammer, D.G. et al., 1991, S. 499 ff.).
Unter chemoenzymatischer Synthese versteht man die Kombination chemischer
und enzymatischer Reaktionsschritte zur Synthese des Kohlenhydratanteils bzw.
einer kovalenten Verbindung von Kohlenhydratanteil und Spacer.
Synthetisch hergestellte Oligosaccharide können sowohl mit freiem
reduzierenden Ende als auch in einer Spacer-verknüpften Form erhalten werden.
Die Einführung des Spacers erfolgt nach dem Fachmann bekannten Verfahren
zur chemischen oder enzymatischen Glycosylierung (s. o.). Bevorzugt werden
solche Herstellungsverfahren verwendet, bei denen ein Oligosaccharid entsteht,
das bereits durch kovalente Bindung mit dem Spacer verknüpft ist.
Die Kopplung des Kohlenhydratanteils mit freiem reduzierenden Ende an den
Spacer erfolgt über eine kovalente Bindung. Folgende Verfahren zur Kopplung
sind durchführbar:
- 1) Das Oligosaccharid mit freiem reduzierenden Ende wird z. B. analog zu dem Verfahren von Lundquist et al. (Journal of Carbohydrate Chemistry, 1991 (10) 377) in das freie 1-Aminoglycosid überführt, das im Anschluß daran durch Acylierung kovalent mit einem Spacer verknüpft wird. Die Acylierung kann z. B. analog zu den Verfahren von Kochetkow (Carbohydrate Research 1986 (146) C1) unter Verwendung eines N-Hydroxysuccinimid-Aktivesters als aktivierte Gruppe am Spacer mit diesen kovalent verknüpft werden.
- 2) Das freie reduzierende Ende des Oligosaccharids kann analog zu dem Verfahren Isebell et al. in Methods of Carbohydrate Chemistry, Academic Press, New York, von mit Jod und Kaliumhydroxid in ein Lacton überführt werden. Dieses Lacton kann z. B. analog nach dem Verfahren von Isebell et al. in Methods of Carbohydrate Chemistry, Academic Press, New York, mit einer primären Aminogruppe, die Bestandteil des Spacers ist, mit diesem kovalent verknüpft werden.
- 3) Die Knüpfung einer kovalenten Bindung zwischen den reduzierenden Ende eines Oligosaccharids und dem Spacer gelingt auch durch reduktive Aminierung mit einem Spacer, der an dem entsprechenden Ende eine primäre Aminofunktion aufweist, z. B. analog Lane, Synthesis, 1975, 135.
- 4) Enthält das Oligosaccharid an seinem reduzierenden Ende einen Aminozucker mit freier Aminogruppe so kann diese z. B. analog zu dem Verfahren von Kochetkow (s. o.) mit einem N-Hydroxysuccinimid- Aktivester des Spacers mit diesem kovalent verknüpft werden.
Die kovalente Verknüpfung des Polymers mit dem Spacer bzw. mit einer
Verbindung bestehend aus kovalent verknüpftem Spacer und Kohlenhydrat
sowie einer kovalenten Verbindung aus Polymer und Wirkungsverstärker mit
dem Spacer bzw. mit einer Verbindung bestehend aus kovalent verknüpftem
Spacer und Kohlenhydrat erfolgt durch Reaktion zwischen einer reaktiven
Gruppe und einer aktivierten Gruppe. Dabei können sich sowohl die reaktive
Gruppe am Ende des Spacers bzw. einer Verbindung bestehend aus kovalent
verknüpftem Spacer und Kohlenhydrat und die aktivierte Gruppe auf Seiten des
Polymers bzw. einer Verbindung bestehend aus kovalent verknüpftem Polymer
und Wirkungsverstärker als auch die aktivierte Gruppe am Ende des Spacers
bzw. einer Verbindung bestehend aus kovalent verknüpftem Spacer und
Kohlenhydrat und die reaktive Gruppe auf Seiten des Polymers bzw. einer
Verbindung bestehend aus kovalent verknüpftem Polymer und
Wirkungsverstärker befinden.
Die Reaktion zwischen einer reaktiven Gruppe und einer aktivierten Gruppe
erfolgt nach dem Fachmann bekannten Verfahren zur Veresterung, Amidierung,
Addition an eine Doppelbindung und Alkylierung. Diese Verfahren sind dem
Fachmann aus der Literatur bekannt (z. B. Larock, R.C., Comprehensive Organic
Transformations, 1989, VCH Verlagsgesellschaft Weinheim, Deutschland;
L.-F. Tietze und Th. Eicher, Reaktionen und Synthesen im Org.-chem.
Praktikum, G. Thieme Verlag, Stuttgart, Deutschland, 1981).
Die Herstellung von biodegradablem, hydrophilen Polymeren erfolgt nach dem
Fachmann bekannten Verfahren. Diese sind z. B. beschrieben in: H.G. Elias,
Makromoleküle, Bd. 1 und 2, Hüthig & Wepf Verlag, Basel, Schweiz, 1991/92
oder D. Braun, H. Cherdron, W. Kern, Praktikum der Makromolekularen,
Organischen Chemie, Hüthig-Verlag, 1979.
Der Wirkungsverstärker ist eine Verbindung, die kovalent mit dem Polymeranteil
des Kohlenhydratrezeptorblockers verknüpft ist.
Seine Aufgabe besteht darin, die Struktur des Gesamtmoleküls so zu
beeinflussen, daß der Kohlenhydratanteil für den Rezeptor (optimal) zugänglich
ist, und die in einigen Fällen auftretende mangelnde Löslichkeit zu verbessern.
Die kovalente Verknüpfung zwischen Wirkungsverstärker und Polymer erfolgt
durch Reaktion einer reaktiven Gruppe mit einer aktivierten Gruppe. Die Reaktion
zwischen reaktiven Gruppen und aktivierten Gruppen erfolgen nach dem
Fachmann bekannten Verfahren zur Alkylierung, Acylierung oder Addition an
eine Doppelbindung. Diese Verfahren sind dem Fachmann aus der Literatur
bekannt. (Larock, R.C., Comprehensive Organic Transformations, 1989, VCH
Verlagsgesellschaft Weinheim, Deutschland; L.-F. Tietze und Th. Eicher,
Reaktionen und Synthesen im Org.-chem. Praktikum, G. Thieme Verlag,
Stuttgart, Deutschland, 1981).
Die Herstellung des Kohlenhydratrezeptorblockers kann alternativ zu den oben
genannten chemischen Synthesewegen auch über eine enzymatische bzw.
chemoenzymatische Verknüpfung der Einzelkomponenten erfolgen. Als Enzyme
werden Glykosidasen, Glykosyltransferasen, Transglykosidasen und/oder
Lipasen verwendet. Glykosidasen, Glykosyltransferasen und/oder
Transglykosidasen werden bevorzugt zum Aufbau des Kohlenhydratanteils
sowie zur Verknüpfung von Kohlenhydrantanteil und Spacer eingesetzt.
Lipasen, wie z. B. aus Pseudomonas, Candida, Mucor oder Rhizopus werden
vorzugsweise zur Verknüpfung der reaktiven mit der aktivierten Gruppe
verwendet. Als aktivierte Gruppen werden in diesem Fall eingesetzt:
Carbonsäuren, Methylester und/oder Vinylester.
Carbonsäuren, Methylester und/oder Vinylester.
Die oben beschriebenen Verfahren zur Herstellung sind beispielhaft aufgeführte
Ausführungsformen, die keinen Anspruch auf Vollständigkeit erheben.
Demzufolge ist die Herstellung der erfindungsgemäßen
Kohlenhydratrezeptorblocker nicht auf die genannten Verfahren beschränkt.
Die Kohlenhydratrezeptorblocker dürfen bei in-vivo-Applikation keine
nachteiligen Nebenwirkungen aufweisen. So sind im Falle intravenöser
Anwendungen beispielsweise hämolytische und immunogene Eigenschaften zu
vermeiden. Die Enzyme der Blutgerinnungskaskade dürfen nicht aktiviert
werden, um die Bildung von Thromben auszuschließen. Außerdem sollen nicht
genutzte Rezeptorblocker zu untoxischen Stoffen metabolisiert oder
ausgeschieden werden.
Es hat sich außerdem gezeigt, daß für eine optimale therapeutische und/oder
diagnostische Anwendung des Kohlenhydratrezeptorblockers sowohl die Länge
des Spacers, der das Polymer mit dem Kohlenhydrat verknüpft, als auch der
Belegungsgrad des Polymers mit dem Oligosaccharid innerhalb eines definierten
Bereiches von 0,5-50 Mol.-%, vorzugsweise von 2-20 Mol.-%, liegen muß.
Die Verweilzeit des Kohlenhydratrezeptorblockers ist über die Natur und
Abbaubarkeit des Polymeranteils und das Molekulargewicht so steuerbar, daß
die Lebensdauer des Kohlenhydratrezeptorblockers zwischen 1 Min., mehreren
Stunden, bis zu wenigen Tagen betragen kann.
Der erfindungsgemäße Kohlenhydratrezeptorblocker und seine physiologisch
verträglichen Salze eignen sich aufgrund ihrer wertvollen pharmakologischen
Eigenschaften sehr gut zur Anwendung als Heilmittel bei Säugern, insbesondere
dem Menschen. Die Arzneimittel eignen sich vorzugsweise zur Prophylaxe
und/oder Therapie von bakteriellen und viralen Infektionen sowie von
Krankheiten, die unter Beteiligung entzündlicher Prozesse ablaufen,
vorzugsweise von Nachinfarktsyndrom, Schocklunge des Erwachsenen, Schock,
Schlaganfall, akute und chronische Organabstoßung, Vasculitis, Sepsis,
entzündliche Erkrankungen der Haut, rheumatische Arthritis sowie
metastasierender Tumore.
Die erfindungsgemäßen Arzneimittel werden im allgemeinen intravenös, oral
oder parenteral oder als Implantate verabreicht, aber auch eine rektale
Anwendung ist prinzipiell möglich. Geeignete feste oder flüssige galenische
Zubereitungsformen sind beispielsweise Granulate, Pulver, Tabletten, Dragees,
(Mikro-)Kapseln, Zäpfchen, Sirupe, Emulsionen, Suspensionen, Aerosole,
Tropfen oder injizierbare Lösungen in Ampullenform sowie Präparate mit
protrahierte Wirkstoff-Freigabe, bei deren Herstellung üblicherweise Trägerstoffe
und Zusätze und/oder Hilfsmittel wie Spreng-, Binde-, Überzugs-, Quellungs-,
Gleit- oder Schmiermittel, Geschmacksstoffe, Süßungsmittel oder
Lösungsvermittler Verwendung finden. Als häufig verwendete Träger- oder
Hilfsstoffe seien z. B. Magnesiumcarbonat, Titandioxid, Laktose, Mannit und
andere Zucker, Talkum, Milcheiweiß, Gelatine, Stärke, Vitamine, Cellulose und
ihre Derivate, tierische und pflanzliche Öle, Polyethylenglykole und
Lösungsmittel, wie etwa steriles Wasser, Alkohole, Glycerin und mehrwertige
Alkohole genannt.
Vorzugsweise werden die pharmazeutischen Präparate in Dosierungseinheiten
hergestellt und verabreicht. Bei festen Dosierungseinheiten sind Tabletten,
Kapseln und Suppositorien.
Für die Behandlung eines Patienten sind je nach Wirksamkeit der Verbindung,
Art der Applikation, Art und Schwere der Erkrankung, Alter und Körpergewicht
des Patienten, unterschiedliche Tagesdosen notwendig. Unter Umständen
können jedoch auch höhere oder niedrigere Tagesdosen angebracht sein. Die
Verabreichung der Tagesdosis kann sowohl durch Einmalgabe in Form einer
einzelnen Dosierungseinheit oder aber mehrerer kleiner Dosierungseinheiten als
auch durch Mehrfachgabe unterteilten Dosen in bestimmten Intervallen erfolgen.
Die zu verabreichende Tagesdosis kann außerdem von der Anzahl der während
des Krankheitsverlaufs exprimierten Rezeptoren abhängig sein. Es ist vorstellbar,
daß im Anfangsstadium der Krankheit nur wenige Rezeptoren auf der
Zelloberfläche expirmiert werden und demzufolge die zu verabreichende
Tagesdosis geringer ist als bei stark erkrankten Patienten.
Die erfindungsgemäßen Arzneimittel werden dadurch hergestellt, daß man dem
Kohlenhydratrezeptorblocker mit üblichen Träger- sowie gegebenenfalls Zusatz-
und/oder Hilfsstoffen in die bzw. eine geeignete Darreichungsform bringt.
Mit diesem Assay wird die Wirkung von polymergebundenen
Kohlenhydratbausteinen auf die Zellanheftung von promyelozytischen Zellen
mittels Selektinen nachgewiesen:
Um die Wirksamkeit von polymergebundenen Kohlenhydratbausteinen auf die Interaktion zwischen den E- und P-Selektinen (alte Nomeklatur ELAM-1 bzw. GMP-140) mit ihren Liganden zu testen, wird ein Assay verwendet, der jeweils nur für eine dieser Interaktionen spezifisch ist. Die Liganden werden in ihrer natürlichen Form als Oberflächenstrukturen auf promyelozytischen HL60 Zellen angeboten. Da HL60 Zellen Liganden und Adhäsionsmoleküle unterschiedlichster Spezifität aufweisen, kann die gewünschte Spezifität des Assays nur über den Bindungspartner erbracht werden. Als Bindungspartner wurden gentechnisch hergestellte lösliche Fusionsproteine aus der jeweils extrazytoplasmatischen Domäne von E- bzw. P-Selektin und der konstanten Region eines humanen Immunglobulins der Subklasse IgG1 verwendet.
Um die Wirksamkeit von polymergebundenen Kohlenhydratbausteinen auf die Interaktion zwischen den E- und P-Selektinen (alte Nomeklatur ELAM-1 bzw. GMP-140) mit ihren Liganden zu testen, wird ein Assay verwendet, der jeweils nur für eine dieser Interaktionen spezifisch ist. Die Liganden werden in ihrer natürlichen Form als Oberflächenstrukturen auf promyelozytischen HL60 Zellen angeboten. Da HL60 Zellen Liganden und Adhäsionsmoleküle unterschiedlichster Spezifität aufweisen, kann die gewünschte Spezifität des Assays nur über den Bindungspartner erbracht werden. Als Bindungspartner wurden gentechnisch hergestellte lösliche Fusionsproteine aus der jeweils extrazytoplasmatischen Domäne von E- bzw. P-Selektin und der konstanten Region eines humanen Immunglobulins der Subklasse IgG1 verwendet.
Zur Herstellung von löslichem L-Selektion-IgG1 Fusionsprotein wurde das von
Walz et al., 1990 publizierte genetische Konstrukt "ELAM-Rg" verwendet.
Zur Expression wurde die Plasmid DNA in COS-7 Zellen (ATCC) mittels DEAE-
Dextran transfiziert (Molekularbiologische Methoden: siehe Ausubel, F.M., Brent,
R., Kingston, R.E., Moore, D.D., Seidman, J.G., Struhl, K. und Smith,
J.A. 1990. Current Protocols in Molecular Biology, John Wiley, New York.).
Sieben Tage nach der Transfection wird der Kulturüberstand gewonnen, durch
Zentrifugation von Zellen und Zellfragmenten befreit und auf 25 mM Hepes
pH 7,0, 0,3 mM PMSF, 0,02% Natriumazid gebracht und bei +4°C
aufgehoben.
Walz, G., Aruffo, A., Kolanus, W., Bevilacqua, M. und Seed, B. 1990.
Recognition by ELAM-1 of the sialyl-Lex determinant on myeloid and tumor
cells. Science 250,1132-1135.
Zur Herstellung des löslichen P-Selektin-IgG1 Fusionsproteins wird das von
Aruffo et al., 1991 publizierte genetische Konstrukt "CD62Rg" verwendet. Die
weitere Vorgehensweise entspricht der unter A1 dargestellten Herstellung von
L-Selektin-IgG1.
Aruffo, A., Kolanus, W., Walz, G., Fredman, P. und Seed, B. 1991. CD62/P-
Selectin recognition of myeloid and tumor cell sulfatides. Cell 67, 35-44.
Zur Herstellung des löslichen CD4-IgG1 Fusionsproteins wird das von
Zettlemeissl et al., 1990 publizierte genetische Konstrukt "CD4:IgG1 hinge"
verwendet. Die weitere Vorgehensweise entspricht der unter A1 dargestellten
Herstellung von L-Selektin-IgG1.
Zettelmeissl, G., Gregersen, J.-P.-, Duport, J.M., Mehdi, S., Reiner, G. und
Seed, B. 1990. Expression and characterization of human CD4: Immunoglobulin
Fusion Proteins. DNA and Cell Biology 9, 347-353.
- 1. 96er Mikrotitertestplatten (Nunc Maxisorb) werden mit 100 µl eines in 50 mM Tris pH 9,5 verdünnten (1+100) Ziege anti human IgG Antikörpers (Sigma) 2 Std. bei Raumtemperatur inkubiert. Nach Entfernen der Antikörperlösung wird einmal mit PBS gewaschen.
- 2. 1 50 µl des Blockierungspuffers werden für 1 Std. bei Raumtemperatur in
den Näpfchen belassen. Die Zusammensetzung des Blockierungspuffers
ist:
0,1% Gelatine, 1% BSA, 5% Kalbserum, 0,2 mM PMSF₁ 0,02% Natriumazid. Nach Entfernen des Blockierungspuffers wird einmal mit PBS gewaschen. - 3. In die Näpfchen werden je 100 µl Zellkulturüberstand von entsprechend transfektierten und exprimierenden COS-Zellen pipettiert. Die Inkubation erfolgt 2 Std. bei Raumtemperatur. Nach Entfernen des Zellkulturüberstandes wird einmal mit PBS gewaschen.
- 4. In die Näpfchen werden 20 µl Bindungspuffer gegeben. Der Bindungspuffer
hat die Zusammensetzung: 50 mM Hepes, pH 7,5; 100 mM NaCl; 1
mg/ml BSA;
2 mM MgCl2; 1mM CaCl2; 3 mM MnCl2; 0,02% Natriumazid; 0,2 mM PMSF. Dazu werden 5 µl der Testsubstanz pipettiert, durch Schwenken der Platte vermischt und 10 Min. bei Raumtempeartur inkubiert. - 5. 50 ml einer HL60 Zellkultur mit 200.000 Zellen/ml werden 4 Min. bei 350 g zentrifugiert. Das Pellet wird in 10 ml RPMI 1640 resuspendiert und die Zellen erneut zentrifugiert. Zur Markierung der Zellen werden 50 µg BCECF-AM (Molecular Probes) in 5 µl wasserfreiem DMSO aufgelöst; anschließend werden 1,5 ml RPMI 1640 auf die BCECF- AM/DMSO-Lösung gegeben. Mit dieser Lösung werden die Zellen resuspendiert und 30 Min. bei 37°C inkubiert. Nach zweiminütiger Zentrifugation bei 350 g wird das markierte Zellpellet in 11 ml Bindungspuffer resuspendiert und die resuspendierten Zellen in 100 µl Aliquots in die Mikrotiterplatten-Näpfchen verteilt. Die Platte wird 10 Min. bei Raumtemperatur stehen gelassen, um die Zellen auf den Boden der Testplatte sedimentieren zu lassen. Dabei haben die Zellen Gelegenheit an das beschichtete Plastik zu adhärieren.
- 6. Zum Abstoppen des Tests wird die Mikrotiterplatte im 450 Winkel gänzlich in den Stoppuffer getaucht (25 mM Tris, pH 7,5; 125 mM NaCl; 0,1% BSA; 2 mM MgCl2; 1 mM CaCl2; 3 mM MnCl2; 0,02% Natriumazid). Durch Invertierung wird der Stoppuffer aus den Näpfchen entfernt und die Prozedur noch zweimal wiederholt.
- 7. Die Messung der in den Näpfchen festhaftenden, BCECF-AM-markierten Zellen erfolgt in einem Cytofluorimeter (Millipore), bei einer Empfindlichkeitseinstellung von 4, einer Anregungswellenlänge von 485/22 nm und einer Emissionswellenlänge von 530/25 nm.
Der Test der Wirksamkeit von polymeren Kohlenhydratrezeptorblockern auf die
Zelladhäsion an rekombinante, lösliche Fusionsproteine ist ein hochspezifischer
Assay, der auf der Interaktion einer Art von Adhäsionsmolekülen mit den
entsprechenden Liganden beruht. Um die in vivo Situation von Zell-Zell
Interaktionen zu simulieren, verwenden wir einen Assay, bei dem HL60-Zellen
an stimulierte, humane Nabeschnurendothelzellen adhärieren.
1. Gewinnung der humanen Nabelschnurendothelzellen (HUVEC)
1. Gewinnung der humanen Nabelschnurendothelzellen (HUVEC)
Nabelschnüre werden nach der Geburt in PBS mit 100 000 IU/L Penicillin,
100 mg/L Streptomycin, 50 mg/L Gentamycin, 50 000 IU/L Mycostatin bei
+4°C bis zur Weiterverarbeitung aufgehoben.
Die längsten unverletzten Stücke werden aus der Nabelschnur mit einem Skalpell
herausgeschnitten und auf frische Aluminiumfolie gelegt. Ein Ende der
Nabelschnur wird mit einer Klemme verschlossen. Am anderen Ende inseriert
man einen passenden Schlauch in die Nabelschnurvene und fixiert diesen durch
Umbinden des Nabelschnurendes.
Die Vene wird durch das Schlauchstück mit Collagenaselösung gefüllt (50 mg
Collagenase /100 ml 25 mM Hepes, pH 7,0) und 15 Min. bei 37°C inkubiert.
Um die Zellausbeute zu erhöhen, wird die Nabelschnur nach der Inkubation
leicht massiert, um die noch anhängenden Endothelzellen abzulösen.
Anschließend läßt man die Zellsuspension aus der Vene in ein Kulturröhrchen
mit Zellkulturmedium und 10% Foetalem Kälberserum ausfließen. Die Vene
wird mit PBS gewaschen, um die zurückgebliebenen Zellen zu erhalten.
Die Zellsuspension wird 5 Min. bei 500 g zentrifugiert; das Zellpellet
anschließend in 4 ml Kulturmedium resuspendiert und die Zellen ausplattiert.
Nach 3-4 Tagen sind die Zellen konfluent gewachsen und können passagiert
werden.
Zur Überprüfung der Reinheit der Endothelzellkultur, wird die Kultur mit einem
Antikörper gegen Faktor VIII für die Immunfluoreszenz gefärbt. Lediglich
Endothelzellen, nicht jedoch kontaminierende Fibroblasten zeigen eine positive
Reaktion.
2. Durchführung des Assay
2. Durchführung des Assay
20 000 Endothelzellen werden pro Näpfchen einer 96er Mikrotiterplatte
ausplattiert und 24 Std. bei 37°C inkubiert. Die Endothelzellen dürfen dazu
nicht öfter als 5-6 mal passagiert worden sein. Vier Std. vor dem Assay werden
die Endothelzellen durch Zugabe von II-1 (finale Konzentration: 15 U/ml)
stimuliert. Nach Entfernung des Kulturmediums werden die Zellen einmal mir
RPMI-Medium ohne Serum gewaschen. Nach Entfernung und erneutem
Pipettieren von 20 µl RPMI-Medium, erfolgt die Zugabe von Testsubstanzen.
3. Die weiteren Schritte des Assays, Markierung der HL60 Zellen, Aufbringen der HL60 Zellen, werden wie unter A4. Punkte 5.-7. durchgeführt
3. Die weiteren Schritte des Assays, Markierung der HL60 Zellen, Aufbringen der HL60 Zellen, werden wie unter A4. Punkte 5.-7. durchgeführt
In vitro läßt sich untersuchen, in welchem Maße Leukozyten an Endothelzellen
auf Gefrierschnitten lymphatischer Gewebe binden. Diese Zell-Zell-Interaktionen
beruhen auf der Interaktion zwischen Adhäsionsmolekülen auf der Oberfläche
der gefriergeschnittenen Endothelzellen und den entsprechenden Liganden auf
der Oberfläche von Leukozyten. Stellvertretend für primäre Leukozyten lassen
sich HL60-Zellen verwenden, deren Oberflächen-Liganden in der
wissenschaftlichen Literatur gut beschrieben sind. Ob eine Anheftung von
HL60-Zellen auf Lymphknoten-Gefrierschnitte stattfindet, läßt sich an der Zahl
gebundener HL60-Zellen bestimmen.
- 1. Axilläre, cervicale oder mesenteriale Lymphknoten werden aus frisch getöteten Ratten präpariert und in flüssigem Stickstoff schnell eingefroren.
- 2. Von den gefrorenen Lymphknoten werden 10 µm dicke Cryostat-Schnitte angefertigt, auf runde Deckgläser (Durchmesser 18 mm) übertragen und 2 Std. bei Raumtemperatur getrocknet.
- 3. Auf die Schnitte werden 20 µl Bindungspuffer pipettiert. Die Testsubstanzen werden hinzugefügt und 10 Min. bei Raumtemperatur inkubiert. HL60-Zellen werden wie unter A4. Punkt 5. markiert. 200 000 markierte HL60-Zellen in 100 µl Bindungspuffer werden pro Deckglas hinzugefügt und 10 Min. stehen gelassen. Die sedimentierenden Zellen gelangen dabei auf Endothelzellen, an die sie teilweise anheften.
- 4. Im 45°-Winkel werden die Deckgläser in Stoppuffer getaucht um die nich tangehefteten Zellen abzuspülen. Anschließend werden die Deckgläser in 4% Formaldehyd in PBS für 10 Min. bei Raumtemperatur fixiert.
- 5. Im Immunfluoreszenzmikroskop (FITC-Anregung) werden Querschnitte von lymphatischen Blutgefäßen photografisch dokumentiert. Die angehefteten HL60- Zellen heben sich deutlich vom nicht gefärbten Hintergrund ab. Das Ergebnis wird als gebundene HL60-Zellen pro Flächeneinheit Endothel ausgedrückt.
Das nachfolgend aufgeführte Verfahren ist in der Lage, die Wirksamkeit von
Substanzen in vivo festzustellen, die die Anheftung von Leukozyten an die
Gefäßinnenwände hemmen.
Es ist bekannt, daß einige der zirkulierenden weißen Blutzellen die Tendenz
besitzen, an den Innenwänden der Blutgefäße anzuheften. Diese Tendenz
verstärkt sich erheblich bei Entzündungsvorgängen. Leukozyten stoßen
normalerweise ständig gegen die Blutgefäßwände, diese Kollision ist jedoch
elastisch, so daß die Zellen gewissermaßen zurückprallen und in die Zirkulation
zurückgelangen. Bei Entzündungsvorgängen führen biochemische
Veränderungen sowohl in den Leukozyten, aber auch in den die Blutgefäße
auskleidenden Endothelzellen zu Veränderungen der Oberflächeneigenschaften
beider Zellarten. Die Zellen verhalten sich adhäsiver. Diese Adhäsivität drückt
sich zunächst in einer Tendenz der Leukozyten aus, nach Kollision mit dem
Endothel auf den Endothelzellen zu rollen. Dieses Rollen der Leukozyten auf dem
Endothel induziert weitere biochemische Reaktionen auf beiden
Bindungspartnern in deren Folge die Zellanheftung verstärkt wird. Durch diese
weitere Verstärkung der Adhäsivität verlangsamt sich das Rollen der
Leukozyten, bis diese fest auf dem Endothel anhaften. Dem festen Anhaften
folgt als weiterer Schritt das Auswandern der Leukozyten aus dem Blutgefäß.
Das Rollen der Leukozyten, die feste Anheftung und das Auswandern aus den
Blutgefäßen läßt sich mit Leukozyten-stimulierenden Faktoren wie FMLP
(f-Met-Leu-Phe), LPS (Lipopolysacchariden) oder TNF (tumor necrosis factor)
induzieren. Eine mikroskopische Dokumentation dieser Vorgänge ist am
präparierten Mesenterialgewebe, z. B. der Ratte, möglich. In die Blutbahn
inkizierte Substanzen lassen sich daher daraufhin untersuchen, ob sie in der
Lage sind, die induzierte Leukozyten-Adhäsionen zu beeinflussen.
Zur praktischen Durchführung dieser Untersuchung werden Ratten mit
anaesthetisiert. Die Bauchhöhe wird eröffnet und ein Abschnitt des Dünndarms
herausgezogen. Der Dünndarmabschnitt wird auf einem heizbaren
Mikroskopiertisch ständig feucht gehalten. Zur mikroskopischen Betrachtung
wird ein Bereich von Mesenterialgewebe mit Paraffinöl abgedeckt. Zur Kontrolle
werden in diesem Bereich alle 5 Min. über einen Zeitraum von 30 Min. alle
anhaftenden - nicht stimulierten - Leukozyten gezählt. Parallel dazu werden
Blutdruck, Körpertemperatur und Fließgeschwindigkeit des Blutes aufgezeichnet.
Die Testsubstanz wird durch kontinuerliche venöse Infusion während des
gesamten Tests appliziert. Nach Aufbringen von Leukozyten-Stimulantien, die
auf das Mesenterialgewebe getropft werden, werden die anheftenden
Leukozyten alle 5 Min. über einen Zeitraum von 90 Min. gezählt.
Die Untersuchung erfolgt in Testgruppen, die aus jeweils drei Tieren bestehen.
Das erste Tier erhält lediglich das Vehikel, um die spontane Adhäsion zu
bestimmen. Das zweite Tier erhält lediglich die Leukozyten-Stimulation zur
Bestimmung der pathogenen Kontrolle. Das dritte Tier erhält Leukozyten-
Stimulanz und Testsubstanz.
Die Zahl der adhäsierenden Leukozyten in der pathogenen Kontrolle wird gleich
100% gesetzt. Die prozentuale Änderung der Leukozyten-Adhäsion bei
Testsubstanz Gabe gegenüber der pathogenen Kontrolle gibt die Wirksamkeit
einer Testsubstanz an.
Im folgenden werden beispielhaft die Vorschriften für die Synthese beschrieben,
ohne daß die Synthese des Kohlenhydratrezeptorblockers auf diese Vorschriften
eingeschränkt wird.
2-Amino-2-deoxyglucose-Hydrochlorid [1] wird entsprechend der Vorschrift von
R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)) durch Umsetzung mit
Phthalsäureanhydrid und anschließende Reaktion mit Acetanhydrid/Pyridin in
1,3,4,6-Tetraacetyl-2-N-acetyl-2-deoxyglucose [2] überführt.
Durch Behandlung mit Zinntetrachlorid/Thiophenol entsteht nach K. C. Nicolaou
et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990) das entsprechende
1-Thiophenylderivat [3]. Dieses wird nach der Vorschrift von B. A. Silwanis et.
al. (J. Carbohydr. Chem. 10, 1067 (1991)) mit 6-Azidohexanol umgesetzt.
Analog zu der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114,
3127 (1992)) erfolgt die Spaltung der Acetyl- und der Phthaloylschutzgruppen
mit Hydrazinhydrat. Vor Abspaltung der Benzylschutzgruppen (H₂/Pd(OH)₂,
MeOH) wird die freie Aminogruppe selektiv in Gegenwart der freien
Hydroxylgruppen mit überschüssigem Acetanhydrid acetyliert. Es entsteht [4].
2-Amino-2-deoxyglucose-Hydrochlorid [1] wird entsprechend der Vorschrift von
R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)) durch Umsetzung mit
Phthalsäureanhydrid und anschließende Reaktion mit Acetanhydrid/Pyridin in
1,3,4,6-Tetraacetyl-2-N-acetyl-2-deoxyglucoSe [2] überführt.
Durch Behandlung mit Zinntetrachlorid/Thiophenol entsteht nach K. C. Nicolaou
et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)) das entsprechende
1-Thiophenylderivat [3]. Nach Abspaltung der Acetylschutzgruppen [5] werden
die Benzyliden- und die Allylgruppe (Benzyldimethylacetal/CSA; Allylbromid/NaH)
eingeführt. Durch Reduktion mit NaCNBH₃ wird die 4-OH-Gruppe freigesetzt [6].
Galactose [7] wird entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al.
(J. Chem. Soc., Chem. Comm. 870 (1991)) durch Versetzen mit
Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP und Zinntetrachlorid/Thiophenol in das
Thioglycosid [8] überführt. Nach Abspaltung der Acectylschutzgruppen entsteht
[9] durch Umsetzung mit Benzaldehyddimethylacetal/CSA. Nach Acetylierung
(Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP) wird durch Reduktion mit NaCNBH₃ [10]
erhalten. Nach erneuter Acetylierung (Acetanhydrdid/Triethylamin/DMAP) wird
das Thioglycosid durch NBS/HF ins Fluorid [11] überführt.
Entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. (J. Chem. Soc., Chem.
Comm. 870 (1991)) wird das Galactosylfluorid [11] mit dem
N.Acetylglucoseaminderivat [5] in Gegenwart von AgClO₄/SnCl₂ zu [12]
verknüpft, das durch Abspaltung der Allylschutzgruppe (Ru(PPh₃)₄/H₂;
TsOH/Me9H) in [13] überführt wird. Dieses wird analog zu der Vorschrift von B.
A. Silwanis et. al. (J. Carbohydr. Chem. 10,1067 (1991)) mit 6-Azidohexanol
umgesetzt.
Analog zu der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114,
3127 (1992)) erfolgt die Spaltung der Acetyl- und der Phthaloylschutzgruppen
mit Hydrazinhydrat. Vor Abspaltung der Benzylschutzgruppen (H₂/Pd(OH)₂,
MeOH) wird die freie Aminogruppe selektiv in Gegenwart der freien
Hydroxylgrupen mit überschüssigem Acetanhydrid acetyliert. Es entsteht [14].
2-Amino-2-deoxyglucose-Hydrochlorid [1] wird entsprechend der Vorschrift von
R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)) durch Umsetzung mit
Phthalsäureanhydrid und anschließende Reaktion mit Acetanhydrid/Pyridin in
1,3,4,6-Tetraacetyl-2-N-acetyl-2-deoxyglucose [2] überführt.
Durch Behandlung mit Zinntetrachlorid/Thiophenol entsteht nach K. C. Nicolaou
et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990) das entsprechende
1-Thiophenylderivat [4]. Nach Abspaltung der Acetylschutzgruppen [5] werden
die Benzyliden- und die Allylgruppe (Benzyldimethylacetal/CSA; Allylbromid/NaH)
eingeführt . Durch Reduktion mit NaCNBH₃ wird die 4-OH-Gruppe freigesetzt
[6].
Galactose [7] wird entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al.
(J. Chem. Soc., Chem. Comm. 870 (1991)) durch Versetzen mit
Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP und Zinntetrachlorid/Thiophenol in das
Thioglycosid [8] überführt. Nach Abspaltung der Acetylschutzgruppen entsteht
[9] durch Umsetzung mit Benzaldehyddimethylacetal/CSA. Nach Acetylierung
(Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP) wird durch Reduktion mit NaCNBH₃ [10]
erhalten. Nach erneuter Acetylierung (Acetanhydrdid/Triethylamin/DMAP) wird
das Thioglycosid durch NBS/HF ins Fluorid [11] überführt.
Fucose [15] wird nach der Vorschrift von K.C. Nicolaoue et. al. (K. Am. Chem.
Soc. 112, 3694 (1990)) peracetyliert (Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP) und
mit Zinntetrachlorid/Thiophenol in das Thioglycosid [16] überführt. Anschließend
wird nach einem Austausch der Acetyl- gegen Benzylschutzgruppen
(NaOMe/MeOH; NaH/BnBr) das Thiophenol mit NBS/HF oder NBS/DAST in das
Fluorid [17] überführt.
Entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. (J. Chem. Soc., Chem.
Comm. 870 (1991)) wird das Galactosylfluorid [11] mit dem
N-Acetylglucoseaminderivat [5] in Gegenwart von AgClO₄/SnCl₂ zu [12]
verknüpft, das durch Abspaltung der Allylschutzgruppe (Ru(PPh₃)₄1H₂;
TsOH/MeOH) in [13] überführt wird.
Das Disaccharid [13] wird nach der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al.
(J. Chem. Soc., Chem. Comm. 870 (1991)) mit dem Fucosylfluorid [17]
(AgClO₄/SnCl₂) zum Lewis-X-Derivat [18] umgesetzt.
Dieses wird analog zu der Vorschrift von B. A. Silwanis et. al. (J. Carbohydr.
Chem. 10,1067 (1991)) mit 6-Azidohexanol umgesetzt.
Analog zu der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114,
3127 (1992)) erfolgt die Spaltung der Acetyl- und der Phthaloylschutzgruppen
mit Hydrazinhydrat. Vor Abspaltung der Benzylschutzgruppen (H₂lPd(OH)₂,
MeOH) wird die freie Aminogruppe selektiv in Gegenwart der freien
Hydroxylgruppen mit überschüssigem Acetanhydrid acetyliert. Es entsteht [19].
2-Amino-2-deoxyglucose-Hydrochlorid [1] wird entsprechend der Vorschrift von
R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)) durch Umsetzung mit
Phthalsäureanhydrid und anschließende Reaktion mit Acetanhydrid/Pyridin in
1,3,4,6-Tetraacetyl-2-N-acetyl-2-deoxyglucose [2] überführt.
Durch Behandlung mit Zinntetrachlorid/Thiophenol entsteht nach K. C. Nicolaou
et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990) das entsprechende
1-Thiophenylderivat 64821 00070 552 001000280000000200012000285916471000040 0002004326777 00004 64702[4]. Nach Abspaltung der Acetylschutzgruppen [5] werden
die Benzyliden- und die Allylgruppe (Benzyldimethylacetal/CSA; Allylbromid/NaH)
eingeführt. Durch Reduktion mit NaCNBH₃ wird die 4-OH-Gruppe freigesetzt [6].
Galactose [7] wird entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al.
(J. Chem. Soc., Chem. Comm. 870 (1991)) durch Versetzen mit
Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP und Zinntetrachlorid/Thiophenol in das
Thioglycosid [8] überführt. Nach Abspaltung der Acetylschutzgruppen entsteht
[9] durch Umsetzung mit Benzaldehyddimethylacetal/CSA. Nach Acetylierung
(Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP) wird durch Reduktion mit NaCNBH₃ [10]
erhalten. Nach erneuter Acetylierung (Acetanhydrdid/Triethylamin/DMAP) wird
das Thioglycosid durch NBS/HF ins Fluorid [11] überführt.
Fucose [15] wird nach der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem.
Soc. 112, 3694 (1990)) peracetyliert (Acetanhydrid/Triethylamin/DMAP) und
mit Zinntetrachlorid/Thiophenol in das Thioglycosid [16] überführt. Anschließend
wird nach einem Austausch der Acetyl- gegen Benzylschutzgruppen
(NaOMe/MeOH; NaH/BnBr) das Thiophenol mit NBS/HF oder NBS/DAST in das
Fluorid [17] überführt.
N-Acetylneuraminsäure [20] wird durch Behandlung mit Dowex 50 in Methanol
nach der Vorschrift von R. Kuhn et. al. (Chem. Ber. 99, 611 (1966)) in den
entsprechenden Methylester [15] überführt und mit Acetanhydrid in Gegenwart
von katalytischen Mengen Schwefelsäure nach der Vorschrift von
K. C. Nicolaou et. al. (J. Chem. Soc., Chem. Comm. 870 (1991)) peracetyliert.
Anschließend wird mit Natronlauge deacetyliert und mit
Benzylbromid/NaO/Bu₄NI zu [21] perbenzyliert. Durch Umsetzung mit
Phenylsulfenylchlorid entsteht dann der Neuraminsäuredonor [22].
Entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. (J. Chem. Soc., Chem.
Comm. 870 (1991)) wird das Galactosylfluorid [11] mit dem
N-Acetylglucoseaminderivat [5] in Gegenwart von AgClO₄/SnCl₂ zu [12]
verknüpft, das durch Abspaltung der Allylschutzgruppe (Ru(PPh₃)₄1H₂;
TsOH/MeOH) in [13] überführt wird.
Das Disaccharid [13] wird nach der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al.
(J. Chem. Soc., Chem. Comm. 870 (1991)) mit dem Fucosylfluorid [17]
(AgClO₄/SnCl₂) zum Lewis-X-Derivat [18] umgesetzt.
Das Trisaccharid [18] wird entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et.
al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)) mit NBSIDAST in das Fluorid
überführt, das nach Umsetzung mit o-Nitrobenzylalkohol/AgClO₄/SnCl₂ das
entsprechende Glycosid liefert. Die Reaktion mit NaOMe/HOMe liefert die
Trihydroxyverbindung [23].
Diese wird entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem.
Soc. 114, 3127 (1992)) durch Umsetzung mit [22] in Gegenwart von
Hg(CN)₂/HgBr₂ zum Sialyl-Lewis-X-Derivat [24] verknüpft.
Entsprechend der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114,
3127 (1992)) wird mit Acetanhydrid/Pyridin acetyliert und zur Abspaltung der
Nitrobenzylgruppe bestrahlt. Anschließend erfolgt die Abspaltung der
Thiophenylgruppe durch Reaktion mit Triphenylzinnhydrid/AIBN sowie die
Umwandlung in das Fluorid [25] durch Umsetzung mit
Diethylaminoschwefelftifluorid. Diese Verbindung wird dann analog zu obiger
Vorschrift mit 6-Azidohexanol in Gegenwart von AgOTf/HfCp₂Cl₂ zum
entsprechenden Glycosid umgesetzt.
Analog zu der Vorschrift von K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114,
3127 (1992)) erfolgt die Spaltung der Acetylschutzgruppen sowie die der
Phthaloylschutzgruppe mit Hydrazinhydrat, die des Methylesters mit Lil/Pyridin.
Vor Abspaltung der Benzylschutzgruppen (H₂/Pd(OH)₂, MeOH) wird die freie
Aminogruppe selektiv in Gegenwart der freien Hydroxylgruppen mit
überschüssigem Acetanhydrid acetyliert. Es entsteht [26].
In den sich anschließenden Beispielen wird die Erfindung weiter erläutert.
Prozentangaben beziehen sich auf das Gewicht. Mischungsverhältnisse bei
Flüssigkeiten beziehen sich auf das Volumen, wenn keine anderen Angaben
gemacht wurden.
Die in den Beispielen in eckigen Klammern angegebenen Zahlen beziehen sich
auf die in den Zeichnungen angegebenen Zahlen.
D-Glucosaminhydrochlorid [1] (0,22-5,32 g, 1-20 mMol) werden zu einer
Natriummethylatlösung (hergestellt aus 0,02-0,56 g Natrium und 1-20 ml
Methanol) gegeben, 10 min geschüttelt und von ausgefallenen Natriumchlorid
abfiltriert. Das Filtrat wird mit Phthalsäureanhydrid (0,07-1,48 g, 0,5-10 mMol)
10 min gerührt und dann mit Triethyamino (0,10-2,20 g, 1-20 mMol) versetzt.
Nach ab geschlossener Reaktion wird das Lösungsmittel eingedampft und der
Rückstand unter Kühlung mit Pyridin (2-40 ml) und Acetanhydrid (5-20 ml)
versetzt. Nach 16 Std. bei Raumtemperatur wird gießt man auf Eis und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Nach Waschen mit Wasser,
verdünnter Salzsäure und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhält
man das Rohprodukt, das aus Ether umkristallisiert wird (0,31-8,02 g, ca. 82%
Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 454.
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
Das Produkt [2] (0,31-8,02 g, 0,68-17,7 mMol) wird in 3,2-100 ml trockenem
Dichlormethan gelöst, mit Thiophenol (0,15-3,9 g, 1,36-35,4 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,35-9,22 g, 1,36-35,4 mMol) versetzt und bis zur
vollständigen Reaktion gerührt. Nach Verdünnen des Reaktionsgemischs wäscht
man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung. Nach dem Einengen erhält
man das Rohprodukt [3]. Die Reinigung erfolgt durch Chromatographie an
Kieselgel mit einem Essigester/iso-hexan-Gradienten (0,27-71.4 g,
0,54-14,2 mMol, ca. 80%).
FAB-MS: M+H⁺ = 504.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)) T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)) T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Das Rohprodukt [3] (0,27-7,14 g, 0,54-14,2 mMol) und 6-Azidohexanol
(0,27-3,54 g, 1,08-14,1 mMol) werden in trockenem Acetonitril gelöst und bei
0°C mit Molsieb (0,2-5 g, 3 Å), Trifluormethansulfonsäuretrimethylsilylester
(0,02-1,56 g, 0,1-7 mMol) versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird
abfiltriert und mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Nach
Einengen erhält man das Rohprodukt das durch Chromatographie an Kieselgel
mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt wird (0,17-2,23 g,
0,35-4,58 mMol, ca. 69% Ausbeute). Anschließend wird in
Methanol/Hydrazinhydrat (1 : 1) (1-30 ml) aufgenommen und bis zur
vollständigen Reaktion auf 80°C erwärmt. Nach Verdampfen des Lösungsmittels
wird das Rohprodukt in Dichlormethan/Methanol (1 : 1) aufgenommen und bei
0°C mit Acetanhydrid (3,5-45,8 mMol) bis zur vollständigen Reaktion gerührt.
Nach Eindampfen erfolgt die Reduktion des Azids mit Wasserstoff in Gegenwart
katalytischer Mengen Palladium auf Kohle (10%) (0,01-1,5 g) in Methanol
(0,5-40 ml). Das nach Eindampfen anfallende Rohprodukt wird durch
Gelchromatographie an Biogel P2 gereinigt ([4]; 0,08-1,02 g, 0,25-3,2 mMol,
ca.: 70% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 321.
¹H-NMR [300 MHz, DMSO]: 7,68 (HNAc), 4,23 (GlcNAc-H-1), 3,78-3,6 (m), 3,49-3,23 (m), 3,08-3,02 (m) 2,58, 1,79 (GlcNCOCH₃), 1,51-1,21 (O-(CH₂)-N).
¹H-NMR [300 MHz, DMSO]: 7,68 (HNAc), 4,23 (GlcNAc-H-1), 3,78-3,6 (m), 3,49-3,23 (m), 3,08-3,02 (m) 2,58, 1,79 (GlcNCOCH₃), 1,51-1,21 (O-(CH₂)-N).
D-Glucosaminhydrochlorid [1] (0,22-5,32 g, 1-20 mMol) werden zu einer
Natriummethylatlösung (hergestellt aus 0,02-0,56 g Natrium und 1-20 ml
Methanol) gegeben, 10 min geschüttelt und von ausgefallenen Natiriumchlorid
abfiltriert. Das Filtrat wird mit Phthalsäureanhydrid (0,07-1,48 g, 0,5-10 mMol)
10 min gerührt und dann mit Triethylamin (0,10-2,02 g, 1-20 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion wird das Lösungsmittel eingedampft und der
Rückstand unter Kühlung mit Pyridin (2-40 ml) und Acetanhydrid (5-20 ml)
versetzt. Nach 16 Std. bei Raumtemperatur wird gießt man auf Eis und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Nach Waschen mit Wasser,
verdünnter Salzsäure und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhält
man das Rohprodukt, das aus Ether umkristallisiert wird (0,31-8,02 g, ca. 82%
Ausbeute).
FAB-MS:M+H⁺ =454.
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
Das Produkt [2] (0,31-8,02 g, 0,68-17,7 mMol) wird in 3,2-100 ml trockenem
Dichlormethan gelöst, mit Thiophenol (0,15-3,9 g, 1,36-35,4 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,35-9,22 g, 1,36-35,4 mMol) versetzt und bis zur
vollständigen Reaktion gerührt. Nach Verdünnen des Reaktionsgemischs wäscht
man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung. Das so erhaltene
Rohprodukt [3]. [3] wird durch Chromatograhie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt (0,27-7,14 g, 0,54-14,2 mMol, ca.
80%), wird in wasserfreiem Methanol (3-90 ml) gelöst und mit katalytischen
Mengen Natriummethylat (hergestellt aus 0,002-0,05 g Natrium in 0,1-2 ml
Methanol) versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird mit saurem
Ionenaustauscher (0,2-5 g Amberlite IR-120, H⁺-Form) neutralisiert
([5]; 0,21-5,31 g, 0,54-14,1 mMol, ca. 99% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 378.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)); bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)); bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Das Rohprodukt [5] (0,21-5,31 g, 0,54-14,1 mMol) wird in wasserfreiem
Acetonitril (3-90 ml) mit Benzaldehyddimethylacetal (0,12-3,22 g,
0,81-21,1 mMol) und katalytischen Mengen p-Toluolsulfonsäure (4-90 mg) bis
zum Ende der Reaktion gerührt. Das nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung anfallende Rohprodukt wird in wasserfreiem
Dimethylformamid (2,5-85 ml) mit Natriumhydrid (0,02-0,51 g,
0,81-21,15 mMol) und Allylbromid (0,09-2,37 g, 0,75-19,74 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion versetzt man mit Methanol (0,06-1,55 ml,
2,7-70,5 mMol), verdünnt mit Essigester und wäscht nacheinander mit
gesättigter Ammoniumchlorid- und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung.
Das Rohprodukt [5] wird durch Chromatograhie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt (0,23-5,98 g, 0,46-12,13 mMol, ca.
86%), anschließend in trockenem Tetrahydrofuran (3,5-90 ml) aufgenommen
und mit Natriumcyanoborhydrid (0,67-17,7 g, 10,8-282 mMol) versetzt.
Anschließend wird bis zur abgeschlossenen Reaktion langsam etherischer
Salzsäurelösung zugegeben. Nach Filtration wird die organische Phase mit
Essigester verdünnt und mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung neutral
gewaschen. Das Rohprodukt [6] wird durch Chromatographie an Kieselgel mit
einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt (0,17-4,56 g, 0,35-9,17 mMol,
ca. 74% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 416.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)); bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)); bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Galactose [7] (0,18-3,6 g, 1-20 mMol) wird in Dichlormethan (5-90 ml)
suspendiert und mit Acetanhydrid (0,75-15,43 g, 7,5-150 mMol), Triethlyamin
(0,8-16,3 g, 8-160 mMol) und katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,01-0,1 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt man auf Eiswasser und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das Rohprodukt, das durch Waschen
des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem Dichlormethan
(3,5-110 ml) gelöst und mit Thiophenol (0,22-4,41 g, 2-40 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,51-10,28 g, 2-40 mMol) versetzt. Nach beendeter Reaktion
verdünnt man und erhält nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung das Rohprodukt [8], das durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt wird (0,37-7,48 g, 0,85-17 mMol, ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS:M+H⁺ =441.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)); bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)); bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Das Produkt [8] (0,37-7,48 g, 0,85-17 mMol) wird in wasserfreiem Methanol
(4-150 ml) gelöst und mit katalytischen Mengen Natriummethylat (hergestellt
aus 0,003-0,06 g Natrium in 0,1-2,5 ml Methanol) versetzt. Nach
abgeschlossener Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher (0,25-6 g
Amberlite IR-120, H⁺-Form) neutralisiert und eingedampft. Das erhaltene
Reaktionsprodukt wird in wasserfreiem Acetonitil (4,5-150 ml) mit
Benzaldehyddimethylacetal (0,19-5,05, 1,27-33,1 mM) und katalytischen
Mengen p-Toluolsulfonsäure (4-90 mg) bis zum Ende der Reaktion gerührt. Nach
Waschen mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung entsteht das
Rohprodukt [9], das durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Dichlormethan/Methanol-Gradienten gereinigt wird (0,28-5,51 g, 0,77-15,3
mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 361.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Das Produkt [9] (0,28-5,51 g, 0,77-15,3 mMol) wird in Dichlormethan (4-60 ml)
suspendiert und mit Acetanhydrid (0,23-4,75 g, 2-40 mMol), Triethlyamin
(0,25-5,02 g, 2,46-49,23 mMol) und katalytischen Mengen
Dimethylaminopyridin (0,01-0,08 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt
man auf Eiswasser und extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das
Rohprodukt, das durch Waschen des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und
gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem
Tetrahydrofuran (2,45-130 ml) gelöst und mit Natriumcyanoborhydrid
(0,96-25,3 g, 15,4-402,8 mMol). Anschließend wird bis zur abgeschlossenen
Reaktion langsam mit etherischer Salzsäurelösung versetzt. Nach Filtration wird
die organische Phase mit Essigester verdünnt und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung neutral gewaschen. Das Rohprodukt [10] wird
durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt (0,27-5,46 g, 0,62-12,24 mMol, ca. 80% Ausbeute).
FAB-MS:M+H⁺ =447.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Das Produkt [9] (0,27-5,46 g, 0,62-12,24 mMol) wird in Dichlormethan (4-60
ml) suspendiert und mit Acetanhydrid (0,14-2,91 g, 1,24-24,8 mMol),
Triethlyamin (0,15-3,11 g, 1,53-30,53 mMol) und katalytischen Mengen
Dimethylaminopyridin (0,003-0,04 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt
man auf Eiswasser und extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das
Rohprodukt, das durch Waschen des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und
gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem
Dichlormethan bei -78°C (5-80 ml) mit Dimethylaminoschwefeltrifluorid
(0,25-4,89 g, 1,86-36,7 mMol) und N-Bromsuccinimid (0,11-3,26 g,
0,93-18,36 mMol) versetzt und auf Raumtemperatur aufgewärmt. Nach
Waschen mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung engt man ein und
trennt die Reaktionsnebenprodukte durch Kieselgelchromatographie
(Stufengradient: Essigester/iso-Hexan) ab, so daß [11] entsteht (0,21-4,14g,
0,53-10,4 mMol, ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 399.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Das N-Acetylglucosaminderivat [5] (0,17-4,56 g, 0,35-9,17 mMol) und das
Galactosederivat [11] (0,21-4,14 g, 0,53-10,4 mMol) werden in Dichlormethan
(3-120 ml) gelöst, mit Molsieb 4 Å (0,15-7,8 g), Silberperchlorat (0,11-5,39,
0,525-26,0 mMol) und Zinn(II)chlorid (0,1-4,93 g, 0,525-26,0 mMol) bei 0°C
versetzt. Nach vollständiger Reaktion wird abfiltriert und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Das Rohprodukt [12] wird durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt (0,23-5,61 g, 0,26-6,42 mMol, ca. 70% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 874.
NMR-Daten Im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten Im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[12] (0,23-5,61 g, 0,26-6,42 mMol) werden in Ethanol (30-900 ml) gelöst und
mit katalytischen Mengen Tetrakis-(triphenylphosphin)-ruthenium(II)hydrid
(0,005-0,04 g) auf 95°C erwärmt. Nach beendeter Reaktion wird abfiltriert,
eingeengt, in Methanol (2,5-85 ml) aufgenommen und mit katalytischen Mengen
p-Toluolsulfonsäure (0,001-0,08 g) versetzt. Nach vollständiger Reaktion
wäscht man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und erhält nach
Einengen das Rohprodukt [13]. Die Reinigung erfolgt durch Chromatographie an
Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten (0,2-4,81 g,
0,234-5,78 mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 834.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[13] (0,21-2,66 g, 0,54-7,05 mMol) und 6-Azidohexanol (0,27-3,54 g,
1,08-14,1 mMol) werden in trockenem Acetonltril gelöst und bei 0°C mit
Molsieb (0,2-5 g), Trifluormethansulfonsäuretrimethylsilylester (0,02-1,56 g,
1-70 mMol) versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird abfiltriert und mit
gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Nach Einengen erhält
man das Rohprodukt das durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt wird (0,17-2,23 g, 0,35-4,58 mMol,
ca. 65% Ausbeute). Anschließend wird in Methanol/Hydrazinhydrat (1 : 1)
(1-30 ml) aufgenommen und bis zur vollständigen Reaktion auf 80°C erwärmt.
Nach Verdampfen des Lösungsmittels wird das Rohprodukt in
Dichlormethan/Methanol (1 : 1) aufgenommen und bei 0°C mit Acetanhydrid
(3,5-45,8 mMol) bis zur vollständigen Reaktion gerührt. Nach Eindampfen
erfolgt die Reduktion des Azids mit Wasserstoff in Gegenwart katalytischer
Mengen Palladium auf Kohle (10%) (0,01-1,5 g) in Methanol (0,5-40 ml). Das
nach Eindampfen anfallende Rohprodukt wird durch Gelchromatographie an
Biogel P2 gereinigt [14] (0,12-1,54 g, 0,25-3,2 mMol, ca.: 70% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 483.
¹H-NMR [300 MHz, D₂O]: 4,98 (Fuc-H-1), 4,28 (Gal-H-1), 4,33, 3,99-3,38 (m), 2,99, 2,09 (GlcNCOCH₃), 1,72-1,32 (O-(CH₂)₅-CH₂-N), 1,11 (Fuc-CH₃) ppm.
¹H-NMR [300 MHz, D₂O]: 4,98 (Fuc-H-1), 4,28 (Gal-H-1), 4,33, 3,99-3,38 (m), 2,99, 2,09 (GlcNCOCH₃), 1,72-1,32 (O-(CH₂)₅-CH₂-N), 1,11 (Fuc-CH₃) ppm.
D-Glucosaminhydrochlorid [1] (0,216-5,32 g, 1-20 mMol) wird zu einer
Natriummethylatlösung (hergestellt aus 0,023-0,56 g Natrium und 1-20 ml
Methanol) gegeben, 10 min geschüttelt und von ausgefallenen Natriumchlorid
abfiltriert. Das Filter wird mit Phthalsäureanhydrid (0,074-1,48 g, 0,5-10mMol)
10 min geführt und dann mit Triethylamin (0,1-2,02 g, 1-20 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion wird das Lösungsmittel eingedampft und der
Rückstand unter Kühlung mit Pyridin (2-40 ml) und Acetanhydrid (5-20 ml)
versetzt. Nach 16 Std. bei Raumtemperatur wird gießt man auf Eis und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Nach Waschen mit Wasser,
verdünnter Salzsäure und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhält
man das Rohprodukt, das aus Ether umkristallisiert wird (0,31-8,02 g,
ca. 82% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 454.
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
[2] (0,31-8,02 g, 0,68-17,7 mMol) wird in 3,2-100 ml trockenem
Dichlormethan gelöst, mit Thiophenol (0,15-3,9 g, 1,36-35,4 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,35-9,22 g, 1,36-35,4 mMol) versetzt und bis zur
vollständigen Reaktion gerührt. Nach Verdünnen des Reaktionsgemischs wäscht
man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung. Das so erhaltene
Rohprodukt wird durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-
Hexan-Gradienten gereinigt (0,27-7,14 g, 0,54-14,2 mMol, ca. 80%). [3] wird
in wasserfreiem Methanol (3-90 ml) gelöst und mit katalytischen Mengen
Natriummethylat (hergestellt aus 0,002-0,05 g Natrium in 0,1-2 ml Methanol)
versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher
(0,2-5 g Amberlite IR-120, H⁺-Form) neutralisiert (4 : 0,21-5,31 g, 0,54-14,1 mMol,
ca. 99% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 378.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Das Rohprodukt [5] (0,21-5,31 g, 0,54-14,1 mMol) wird in wasserfreiem
Acetonitril (3-90 ml) mit Benzaldehyddimethylacetal (0,12-3,22 g,
0,81-21,1 mMol) und katalytischen Mengen p-Toluolsulfonsäure (4-90 mg) bis
zum Ende der Reaktion gerührt. Das nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung anfallende Rohprodukt wird in wasserfreiem
Dimethylformamid (2,5-85 ml) mit Natriumhydrid (0,02-0,51 g,
0,81-21,15 mMol) und Allylbromid (0,09-2,37 g, 0,75-19,74 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion versetzt man mit Methanol (0,06-1,55 ml,
2,7-70,5 mMol), verdünnt mit Essigester und wäscht nacheinander mit
gesättigter Ammoniumchlorid- und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung.
Das Rohprodukt [5] wird durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt (0,23-5,98 g, 0,46-12,13 mMol, ca.
86%) und anschließend in trockenem Tetrahydrofuran (3,5-90 ml)
aufgenommen und mit Natriumcyanoborhydrid (0,67-17,7 g, 10,8-282 mMol)
versetzt. Anschließend wird bis zur abgeschlossenen Reaktion langsam
etherischer Salzsäurelösung zugegeben. Nach Filtration wird die organische
Phase mit Essigester verdünnt und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung neutral gewaschen. Das Rohprodukt [6] wird
durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt (0,17-4,56 g, 0,35-9,17 mMol, ca. 74% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 416.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)) T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)) T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Galactose [7] (0,18-3,6 g, 1-20 mMol) wird in Dichlormethan (5-90 ml)
suspendiert und mit Acetanhydrid (0,75-15,43 g, 7,5-150 mMol), Triethlyamin
(0,8-16,3 g, 8-160 mMol) und katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,01-0,1 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt man auf Eiswasser und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das Rohprodukt, das durch Waschen
des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem Dichlormethan
(3,5-110 ml) gelöst und mit Thiophenol (0,22-4,41 g, 2-40 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,51-10,28 g, 2-40 mMol) versetzt. Nach beendeter Reaktion
verdünnt man und erhält man nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung das Rohprodukt [8], das durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt wird (0,374-7,48 g, 0,85-17 mMol, ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 441.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
[8] (0,374-7,48 g, 0,85-17 mMol) wird in wasserfreiem Methanol (4-150 ml)
gelöst und mit katalytischen Mengen Natriummethylat (hergestellt aus
0,003-0,06 g Natrium in 0,1-2,5 ml Methanol) versetzt. Nach abgeschlossener
Reaktion wird mit sauerem Ionenaustauscher (0,25-6 g Amberlite IR-120,
H⁺-Form) neutralisiert und eingedampft. Das erhaltene Reaktionsprodukt wird in
wasserfreiem Acetonitril (4,5-150 ml) mit Benzaldehyddimethylacetal
(0,19-5,05 g, 1,27-33,1 mMol) und katalytischen Mengen p-Toluolsulfonsäure
(4-90 mg) bis zum Ende der Reaktion gerührt. Nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung entsteht das Rohprodukt [9] (0,28-5,51 g,
0,77-15,3 mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 361.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[9] (0,28-5,51 g, 0,77-15,3 mMol) wird in Dichlormethan (4-60 ml) suspendiert
und mit Acetanhydrid (0,23-4,75 g, 2-40 mMol), Triethlyamin (0,25-5,02 g,
2,46-49,23 mMol) und katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,01-0,08 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt man auf Eiswasser und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das Rohprodukt, das durch Waschen
des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem
Tetrahydrofuran (2,45-130 ml) gelöst und mit Natriumcyanoborhydrid
(0,96-25,3 g, 15,4-402,8 mMol). Anschließen wird bis zur abgeschlossenen
Reaktion langsam mit etherischer Salzsäurelösung versetzt. Nach Filtration wird
die organische Phase mit Essigester verdünnt und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung neutral gewaschen. Das Rohprodukt [10] wird
durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt (0,27-5,46 g, 0,62-12,24 mMol, ca. 80% Ausbeute).
FAB-MS:M+H⁺ =447.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[9] (0,27-5,46 g, 0,62-12,24 mMol) wird in Dichlormethan (4-60 ml)
suspendiert und mit Acetanhydrid (0,14-2,91 g, 1,24-24,8 mMol), Triethlyamin
(0,15-3,11 g, 1,53-30,53 mMol) und katalytischen Mengen
Dimethylaminopyrid in (0,003-0,04 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt
man auf Eiswasser und extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das
Rohprodukt, das durch Waschen des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und
gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem
Dichlormethan bei -78°C (5-80 ml) mit Dimethylaminoschwefeltrifluorid
(0,25-4,89 g, 1,86-36,7 mMol) und N-Bromsuccinimid (0,11-3,26 g,
0,93-18,36 mMol) versetzt und auf Raumtemperatur aufgewärmt. Nach
Waschen mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung engt man ein und
trennt die Reaktionsnebenprodukte durch Kieselgelchromatographie
(Stufengradient: Essigester/iso-Hexan) ab, so daß [11] entsteht (0,21-4,14 g,
0,53-10,4 mMol, ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 399.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Fucose [15] (0,16-32,8 g, 1-20 mMol) wird in Dichlormethan (5-90 ml)
suspendiert und mit Acetanhydrid (0,75-15,43 g, 7,5-150 mMol), Triethlyamin
(0,8-16,3 g, 8-160 mMol) und katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,01-0,1 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt man auf Eiswasser und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das Rohprodukt, das durch Waschen
des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem Dichlormethan
(3,5-110 ml) gelöst und mit Thiophenol (0,22-4,41 g, 2-40 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,51-10,28 g, 2-40 mMol) versetzt. Nach beendeter Reaktion
verdünnt man und erhält nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung das Rohprodukt [16], das durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt wird (0,34-6,88 g, 0,9-18 mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 382.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
[16] (0,34-6,88 g, 0,9-18 mMol) wird in wasserfreiem Methanol (5-180 ml)
gelöst und mit katalytischen Mengen Natriummethylat (hergestellt aus
0,005-0,09 g Natrium in 0,2-2,9 ml Methanol) versetzt. Nach abgeschlossener
Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher (0,3-6,7 g Amberlite IR-120,
H⁺-Form) neutralisiert und eingedampft. Das erhaltene Reaktionsprodukt wird in
wasserfreiem Dimethylformamid (5-140 ml) mit Natriumhydrid (0,16-3,21 g
6,75-135 mMol) und Benzylbromid (0,92-18,46 g, 5,4-108 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion versetzt man mit Methanol (0,16-3,2 g,
5-100 mMol), verdünnt mit Essigester und wäscht nacheinander mit gesättigter
Ammoniumchlorid- und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung. Das
Rohprodukt wird nach Chromatographie an Kieselgel (Essigester/iso-Hexan-
Gradient) anschließend in trockenem Dichlormethan bei -78°C
(8-1 20 ml) mit Dimethylaminoschwefeltrifluorid (0,36-7,09 g,
2,69-53,18 mMol) und N-Bromsuccinimid (0,16-4,73 g, 1,35-26,6 mMol)
versetzt und auf Raumtemperatur aufgewärmt. Nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung engt man ein und trennt die
Reaktionsnebenprodukte durch Kieselgelchromatographie (Stufengradient:
Essigester/iso-Hexan) ab, so daß [17] entsteht (0,33-6,47 g, 0,72-14,4 mMol, ca. 80% Ausbeute).
Essigester/iso-Hexan) ab, so daß [17] entsteht (0,33-6,47 g, 0,72-14,4 mMol, ca. 80% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 450.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Das N-Acetylglucosaminderivat [5] (0,17-4,56 g, 0,35-9,17 mMol) und das
Galactosederivat [11] (0,21-4,14 g, 0,53-10,4 mMol) werden in Dichlormethan
(3-120 ml) gelöst, mit Molsieb, 4 Å, (0,15-7,8 g), Silberperchlorat
(0,11-5,39, 0,525-26,0 mMol) und Zinn(II)chlorid (0,1-4,93 g, 0,525-26 mMol)
bei 0°C versetzt. Nach vollständiger Reaktion wird abfiltriert und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Das Rohprodukt [12] wird durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt (0,23-5,61 g, 0,26-6,42 mMol, ca. 70% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 874.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[12] (0,23-5,61 g, 0,26-6,42 mMol) werden in Ethanol (3-90 ml) gelöst und mit
katalytischen Mengen Tetrakis-(triphenylphosphin)-ruthenium(II)hydrid
(0,005-0,04 g) auf 95°C erwärmt. Nach beendeter Reaktion wird abfiltriert,
eingeengt, in Methanol (2,5-85 ml) aufgenommen und mit katalytischen Mengen
p-Toluolsulfonsäure (0,001-0,08 g) versetzt. Nach vollständiger Reaktion
wäscht man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und erhält nach
Einengen das Rohprodukt [13]. Die Reinigung erfolgt durch Chromatographie an
Kieselgel mit einem Essigester/isoHexan-Gradienten gereinigt (0,2-4,81 g,
0,234-5,78 mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 834.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[13] (0,2-4,81 g, 0,234-5,78 mMol) werden mit [17] (0,17-4,15 g,
0,37-9,25 mMol) in trockenem Diethylether (5-100 ml) gelöst und mit Molsieb
4 Å, (0,1-6,8 g), Silberperchlorat (0,15-3,59 g, 0,702-17,34 mMol),
Zinn(II)chlorid (0,13-3,29 g, 0,702-17,34 mMol) bis zum Ablauf der Reaktion
gerührt. Anschließend filtriert man und reinigt das nach Einengen anfallende
Rohprodukt [18] durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Essigester/isoHexan-Gradienten (0,25-6,2 g, 0,2-4,91 mMol,
ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 1262.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[18] (0,25-6,2 g, 0,2-4,91 mMol) und 6-Azidohexanol (0,11-2,47 g,
0,4-9,82 mMol) werden in trockenem Acetonitril gelöst und bei 0°C mit
Molsieb, 3 Å, (0,1-2,5 g), Trifluormethansulfonsäuretrimethylsilylester
(0,01-0,78 g, 0,02-7 mMol) versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird
abfiltriert und mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Nach
Einengen erhält man das Rohprodukt, das durch Chromatographie an Kieselgel
mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt wird (0,18-4,48 g,
0,13-3,19 mMol, ca. 65% Ausbeute). Anschließend wird in
Methanol/Hydrazinhydrat (1 : 1) (1-50 ml) aufgenommen und bis zur
vollständigen Reaktion auf 80°C erwärmt. Nach Verdampfen des Lösungsmittels
wird das Rohprodukt in Dichlormethan/Methanol (1 : 1) aufgenommen und bei
0°C mit Acetanhydrid (1,3-40 mMol) bis zur vollständigen Reaktion gerührt.
Nach Eindampfen erfolgt die Reduktion des Azids mit Wasserstoff in Gegenwart
katalytischer Mengen Palladium auf Kohle (10%) (0,01-1,5 g) in Methanol
(0,5-35 ml). Das nach Eindampfen anfallende Rohprodukt wird durch
Gelchromatographie an Biogel P2 gereinigt [19] (0,06-1,35 g, 0,09-2,23 mMol,
ca.: 70% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 608.
¹H-NMR [300 MHz, DMSO]: 7,98 (NH₃⁺OAc⁻), 4,92 (Fuc-H-1), 4,65 (HNAc), 4,36 (GlcNAc-H-1), 4,28 (Gal-H-1), 4,1-3,35 (m), 3,26 (CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 1,79 (GlcNCOCH₃) 1,58-1,18 (O-(CH₂)₅-CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 0,99 (Fuc-CH₃) ppm.
¹H-NMR [300 MHz, DMSO]: 7,98 (NH₃⁺OAc⁻), 4,92 (Fuc-H-1), 4,65 (HNAc), 4,36 (GlcNAc-H-1), 4,28 (Gal-H-1), 4,1-3,35 (m), 3,26 (CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 1,79 (GlcNCOCH₃) 1,58-1,18 (O-(CH₂)₅-CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 0,99 (Fuc-CH₃) ppm.
D-Glucosaminhydrochlorid [1] (0,216-5,32 g, 1-20 mMol) wird zu einer
Natriummethylatlösung (hergestellt aus 0,023-0,56 g Natrium und 1-20 ml
Methanol) gegeben, 10 min geschüttelt und von ausgefallenen Natriumchlorid
abfiltriert. Das Filtrat wird mit Phthalsäureanhydrid (0,074-1,48 g, 0,5-10 mMol)
10 min gerührt und dann mit Triethylamin (0,1-2,02 g, 1-20 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion wird das Lösungsmittel eingedampft und der
Rückstand unter Kühlung mit Pyridin (2-40 ml) und Acetanhydrid (5-20 ml)
versetzt. Nach 16 Std. bei Raumtemperatur wird gießt man auf Eis und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Nach Waschen mit Wasser,
verdünnter Salzsäure und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhält
man das Rohprodukt, das aus Ether umkristallisiert wird (0,31-8,02 g,
ca. 82% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 454.
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
NMR-Daten im Einklang mit R. U. Lemieux et. al. (ACS Symp. Ser., 39, 90 (1976)).
[2] (0,31-8,02 g, 0,68-17,7 mMol) wird in 3,2-100 ml trockenem
Dichlormethan gelöst, mit Thiophenol (0,15-3,9 g, 1,36-35,4 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,35-9,22 g, 1,36-35,4 mMol) versetzt und bis zur
vollständigen Reaktion gerührt. Nach Verdünnen des Reaktionsgemischs wäscht
man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung. Das so erhaltene
Rohprodukt wird durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-
Hexan-Gradienten gereinigt (0,27-7,14 g, 0,54-14,2 mMol, ca. 80%). [3] wird
in wasserfreiem Methanol (3-90 ml) gelöst und mit katalytischen Mengen
Natriummethylat (hergestellt aus 0,002-0,05 g Natrium in 0,1-2 ml Methanol)
versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher
(0,2-5 g Amberlite IR-120, H⁺-Form) neutralisiert [4] (0,21-5,31 g, 0,54-14,1
mMol, ca. 80% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 378.
NMR-Daten Im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten Im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Das Rohprodukt [5] (0,21-5,31 g, 0,54-14,1 mMol) wird in wasserfreiem
Acetonitril (3-90 ml) mit Benzaldehyddimethylacetal (0,12-3,22 g,
0,81-21,1 mMol) und katalytischen Mengen p-Toluolsulfonsäure (4-90 mg) bis
zum Ende der Reaktion gerührt. Das nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung anfallende Rohprodukt wird in wasserfreiem
Dimethylformamid (2,5-85 ml) mit Natriumhydrid (0,02-0,51 g,
0,81-21,15 mMol) und Allylbromid (0,09-2,37 g, 0,75-19,74 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion versetzt man mit Methanol (0,06-1,55 ml,
2,7-70,5 mMol), verdünnt mit Essigester und wäscht nacheinander mit
gesättigter Ammoniumchlorid- und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung.
Das Rohprodukt [5] wird durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt (0,23-5,98 g, 0,46-12,13 mMol, ca.
86%) und anschließend in trockenem Tetrahydrofuran (3,5-90 ml)
aufgenommen und mit Natriumcyanoborhydrid (0,67-17,7 g, 10,8-282 mMol)
versetzt. Anschließend wird bis zur abgeschlossenen Reaktion langsam
etherischer Salzsäurelösung zugegeben. Nach Filtration wird die organische
Phase mit Essigester verdünnt und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung neutral gewaschen. Das Rohprodukt [6] wird
durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt (0,17-4,56 g, 0,35-9,17 mMol, ca. 74% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 416.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
Galactose [7] (0,18-3,6 g, 1-20 mMol) wird Dichlormethan (5-90 ml)
suspendiert und mit Acetanhydrid (0,75-15,4 g, 7,5-150 mMol), Triethlyamin
(0,8-16,3 g, 8-160 mMol) und katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,01-0,1 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt man auf Eiswasser und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das Rohprodukt, das durch Waschen
des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem Dichlormethan
(3,5-110 ml) gelöst und mit Thiophenol (0,22-4,41 g, 2-40 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,51-10,28 g, 2-40 mMol) versetzt. Nach beendeter Reaktion
verdünnt man und erhält man nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung das Rohprodukt [8], das durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt wird (0,374-7,48 g, 0,85-17 mMol, ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ =441.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. (J. Am. Chem. Soc. 112, 3695 (1990)), bzw. T. J. Caulfield, Ph. D. Dissertation, The University of Pennsylvania, 1991.
[8] (0,374-7,48 g, 0,85-17 mMol) wird in wasserfreiem Methanol (4-150 ml)
gelöst und mit katalytischen Mengen Natriummethylat (hergestellt aus
0,003-0,06 g Natrium in 0,1-2,5 ml Methanol) versetzt. Nach abgeschlossener
Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher (0,25-6 g Amberlite IR-120,
H⁺-Form) neutralisiert und eingedampft. Das erhaltene Reaktionsprodukt wird in
wasserfreiem Acetonitril (4,5-150 ml) mit Benzaldehyddimethylacetal
(0,19-5,05 g, 1,27-33,1 mMol) und katalytischen Mengen p-Toluolsulfonsäure
(4-90 mg) bis zum Ende der Reaktion gerührt. Nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung entsteht das Rohprodukt [9] (0,28-5,51 g,
0,77-15,3 mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 361.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[9] (0,28-5,51 g, 0,77-15,3 mMol) wird Dichlormethan (4-60 ml) suspendiert
und mit Acetanhydrid (0,23-4,75 g, 2-40 mMol), Triethlyamin (0,25-5,02 g,
2,46-49,23 mMol) und katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,01-0,08 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt man auf Eiswasser und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das Rohprodukt, das durch Waschen
des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem
Tetrahydrofuran (2,45-130 ml) gelöst und mit Natriumcyanoborhydrid
(0,96-25,3 g, 15,4-402,8 mMol). Anschließend wird bis zur abgeschlossenen
Reaktion langsam mit etherischer Salzsäurelösung versetzt. Nach Filtration wird
die organische Phase mit Essigester verdünnt und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung neutral gewaschen. Das Rohprodukt [10] wird
durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/isoHexan-Gradienten
gereinigt (0,27-5,46 g, 0,62-12,24 mMol, ca. 80% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ =447.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[9] (0,27-5,46 g, 0,62-12,24 mMol) wird Dichlormethan (4-60 ml) suspendiert
und mit Acetanhydrid (0,14-2,91 g, 1,24-24,8 mMol), Triethlyamin
(0,15-3,11 g, 1,53-30,53 mMol) und katalytischen Mengen
Dimethylaminopyridin (0,003-0,04 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt
man auf Eiswasser und extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das
Rohprodukt, das durch Waschen des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und
gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem
Dichlormethan bei -78°C (5-80 ml) mit Dimethylaminoschwefeltrifluorid
(0,25-4,89 g, 1,86-36,7 mMol) und N-Bromsuccinimid (0,11-3,26 g,
0,93-18,36 mMol) versetzt und auf Raumtemperatur aufgewärmt. Nach
Waschen mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung engt man ein und
trennt die Reaktionsnebenprodukte durch Kieselgelchromatograpie
(Stufengradient: Essigester/iso-Hexan) ab, so daß [11] entsteht (0,21-4,14 g,
0,53-10,4 mMol, ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 399.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Fucose [15] (0,16-32,8 g, 1-20 mMol) wird in Dichlormethan (5-90 ml)
suspendiert und mit Acetanhydrid (0,75-15,43 g, 7,5-150 mMol), Triethylamin
(0,8-16,3 g, 8-160 mMol) und katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,01-0,1 g) versetzt. Nach beendeter Reaktion gießt man auf Eiswasser und
extrahiert das Produkt mit Dichlormethan. Das Rohprodukt, das durch Waschen
des Extrakts mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung erhalten wird, wird in trockenem Dichlormethan
(3,5-110 ml) gelöst und mit Thiophenol (0,22-4,41 g, 2-40 mMol) und
Zinntetrachlorid (0,51-10,28 g, 2-40 mMol) versetzt. Nach beendeter Reaktion
verdünnt man und erhält man nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung das Rohprodukt [16], das durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt wird (0,34-6,88 g, 0,9-18 mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 382.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[16] (0,34-6,88 g, 0,9-18 mMol) wird in wasserfreiem Methanol (5-180 ml)
gelöst und mit katalytischen Mengen Natriummethylat (hergestellt aus
0,005-0,09 g Natrium in 0,2-2,9 ml Methanol) versetzt. Nach abgeschlossener
Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher (0,3-6,7 g Amberlite IR-120,
H⁺-Form) neutralisiert und eingedampft. Das erhaltene Reaktionsprodukt wird in
wasserfreiem Dimethylformamid (5-140 ml) mit Natriumhydrid (0,16-3,21 g,
6,75-135 mMol) und Benzylbromid (0,92-18,46 g, 5,4-108 mMol) versetzt.
Nach abgeschlossener Reaktion versetzt man mit Methanol (0,16-3,2 g,
5-100 mMol), verdünnt mit Essigester und wäscht nacheinander mit gesättigter
Ammoniumchlorid- und gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung. Das
Rohprodukt wird nach Chromatographie an Kieselgel (Essigester/iso-Hexan-
Gradient) anschließend in trockenem Dichlormethan bei -78°C (8-120 ml) mit
Dimethylaminoschwefeltrifluorid (0,36-7,09 g, 2,69-53,18 mMol) und
N-Bromsuccinimid (0,16-4,73 g, 1,35-26,6 mMol) versetzt und auf
Raumtemperatur aufgewärmt. Nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung engt man ein und trennt die
Reaktionsnebenprodukte durch Kieselgelchromatographie (Stufengradient:
Essigester/iso-Hexan) ab, so daß [17] entsteht (0,33-6,47 g, 0,72-14,4 mMol, ca. 80% Ausbeute).
Essigester/iso-Hexan) ab, so daß [17] entsteht (0,33-6,47 g, 0,72-14,4 mMol, ca. 80% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 450.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
N-Acetylneuraminsäure [20] (0,31-6,18 g, 1-20 mMol) wird in
Essigsäureanhydrid (3-100 ml) gegeben und mit katalytischen Mengen
Schwefelsäure (0,001-0,5 g) versetzt. Nach vollständiger Reaktion gießt man
auf Eiswasser und extrahiert das Rohprodukt mit Essigsäureethylester. Die
Extrakte werden mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen
und eingeengt. Das Rohprodukt wird mit Wasser vermischt und anschließend
mit 1 M Natronlauge versetzt. Nach dem Ablauf der Reaktion wird das
Lösungsmittel entfernt und das Rohprodukt in Dimethylformamid (5-260 ml)
aufgenommen. Anschließend versetzt man mit Natriumhydroxid (0,03-7,2 g,
0,8-180 mMol), Benzylbromid (0,14-30,78 g, 0,8-180 mMol) sowie mit
katalytischen Mengen Tetrabutylammoniumjodid (0,005-0,75 g) und erhitzt bis
zur abgeschlossenen Reaktion auf 60°C. Danach versetzt man mit Methanol
(1,5-35 ml) und bringt das Reaktionsgemisch durch Zugabe von 1M wäßriger
Salzsäure auf pH 2. Das Rohprodukt erhält man durch Extraktion mit
Essigsäureethylester und waschen der Extrakte mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung. Die Reinigung erfolgt durch Chromatographie
an Kieselgel mit einem Dichlormethan/Methanol-Gradienten [21] (0,29-5,77 g,
0,45-9 mMol, Ausbeute ca. 45%).
FAB-MS: M+H⁺ = 642.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[21] (0,29-5,77 g, 0,45-9 mMol) werden in Dichlormethan (2,5-80 ml) mit
Phenylsulfenylchlorid verletzt. Nach Ablauf der Reaktion wäscht man mit
gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und engt ein. Das Rohprodukt [22]
wird durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt (0,29-5,83 g, 0,36-7,2 mMol,
ca. 80%, Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 810.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Das N-Acetylglucosaminderivat [5] (0,17-4,56 g, 0,35-9,17 mMol) und das
Galactosederivat [11] (0,21-4,14 g, 0,53-10,4 mMol) werden in Dichlormethan
(3-120 ml) gelöst, mit Molsieb, 4 Å, (0,15-7,8 g), Silberperchlorat (0,11-5,39;
0,525-26 mMol) und Zinn(II)chlorid (0,1-4,93 g, 0,525-26 mMol) bei 0°C
versetzt. Nach vollständiger Reaktion wird abfiltriert und mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Das Rohprodukt [12] wird durch
Chromatographie an Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten
gereinigt (0,23-5,61 g, 0,26-6,42 mMol, ca. 70% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 874.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[12] (0,23-5,61 g, 0,26-6,42 mMol) werden in Ethanol (3-90 ml) gelöst und mit
katalytischen Mengen Tetrakis-(triphenylphosphin)-ruthenium(II)hydrid
(0,005-0,04 g) auf 95°C erwärmt. Nach beendeter Reaktion wird abfiltriert,
eingeengt, in Methanol (2,5-85 ml) aufgenommen und mit katalytischen Mengen
p-Toluolsulfonsäure (0,001-0,08 g) versetzt. Nach vollständiger Reaktion
wäscht man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und erhält nach
Einengen das Rohprodukt [13]. Die Reinigung erfolgt durch Chromatographie an
Kieselgel mit einem Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt (0,2-4,8 g,
0,234-5,78 mMol, ca. 90% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 834.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[13] (0,2-4,81 g, 0,234-5,78 mMol) wird mit [17] (0,17-4,15 g,
0,37-9,25 mMol) in trockenem Diethylether (5-100 ml) gelöst und mit Molsieb,
4 Å, (0,1-6,8 g), Silberperchlorat (0,15-3,59 g, 0,702-17,34 mMol),
Zinn(II)chlorid (0,13-3,29 g, 0,702-17,34 mMol) bis zum Ablauf der Reaktion
gerührt. Anschließend filtriert man und reinigt das nach Einengen anfallende
Rohprodukt [18] durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten (0,25-6,2 g, 0,2-4,91 mMol,
ca. 85% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 1262.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[18] (0,25-6,2 g, 0,2-4,91 mMol) wird in trockenem Dichlormethan bei -78°C
(3-85 ml) mit Dimethylaminoschwefeltrifluorid (0,08-1,93 g, 0,6-14,73 mMol)
und N-Bromsuccinimid (0,05-1,23 g, 0,28-6,87 mMol) versetzt und auf
Raumtemperatur aufgewärmt. Nach Waschen mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung engt man ein und trennt die
Reaktionsnebenprodukte durch Kieselgelchromatographie (Stufengradient:
Essigester/iso-Hexan) ab [22] (0,33-6,47 g, 0,72-14,4 mMol), ca. 80% Ausbeute). Das Reaktionsprodukt wird in Dichlormethan gelöst und mit o-Nitrobenzylalkohol (0,08-1,88 g, 0,5-12,28 mMol), Molsieb, 4 Å, (0,1-7,5 g), Silbertrifluormethansulfonat (0,18-4,42 g, 0,7-17,19 mMol), Hafnocendichlorid (0,27-6,53 g, 0,7-17,19 mMol) bei -78°C versetzt und auf Raumtemperatur aufwärmen gelassen. Nach Abfiltrieren wäscht man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und engt ein. Das so erhaltene Rohprodukt wird durch Chromatographie an Kieselgel (Dichlormethan/Methanol- Gradient) in trockenem Methanol (3-80 ml) gelöst und mit katalytischen Mengen Natriummethylat (hergestellt aus 0,001-0,09 g Natrium in 0,2-2,5 ml Methanol) versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher (0,2-6,5 g Amberlite IR-120, H⁺-Form) neutralisiert. Nach Eingedampft erhält man [23].
Essigester/iso-Hexan) ab [22] (0,33-6,47 g, 0,72-14,4 mMol), ca. 80% Ausbeute). Das Reaktionsprodukt wird in Dichlormethan gelöst und mit o-Nitrobenzylalkohol (0,08-1,88 g, 0,5-12,28 mMol), Molsieb, 4 Å, (0,1-7,5 g), Silbertrifluormethansulfonat (0,18-4,42 g, 0,7-17,19 mMol), Hafnocendichlorid (0,27-6,53 g, 0,7-17,19 mMol) bei -78°C versetzt und auf Raumtemperatur aufwärmen gelassen. Nach Abfiltrieren wäscht man mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung und engt ein. Das so erhaltene Rohprodukt wird durch Chromatographie an Kieselgel (Dichlormethan/Methanol- Gradient) in trockenem Methanol (3-80 ml) gelöst und mit katalytischen Mengen Natriummethylat (hergestellt aus 0,001-0,09 g Natrium in 0,2-2,5 ml Methanol) versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird mit saurem Ionenaustauscher (0,2-6,5 g Amberlite IR-120, H⁺-Form) neutralisiert. Nach Eingedampft erhält man [23].
FAB-MS: M+H⁺ = 1186.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Das erhaltene Reaktionsprodukt [23] wird mit [22] (0,1-2,81 g, 0,12-3,47
mMol) in Tetrachlorkohlenstoff gelöst, bei 0°C mit Molsieb, 4 Å, (0,08-0,7 g),
Ouecksilber(II)cyanid (0,13-2,67 g, 0,36-10,43 mMol) und Ouecksilber(II)bromid
(0,14-1,25 g, 0,12-3,47 mMol) versetzt und langsam auf Raumtemperatur
aufgewärmt. Nach Waschen mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung
wird eingeengt und das Rohprodukt durch Chromatographie mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten an Kieseigel gereinigt [24] (0,14-3,36 g,
0,07-1,72 mMol, ca. 35% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 1959.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
[24] (0,14-3,36 g, 0,07-1,72 mMol) wird in Essigsäureanhydrid (0,5-10 ml) und
Pyridin (0,5-10 ml) gelöst und mit katalytischen Mengen Dimethylaminopyridin
(0,001-0,1 g) versetzt. Nach vollständiger Reaktion gießt man auf Eiswasser
und extrahiert das Rohprodukt mit Essigsäureethylester. Anschließend wäscht
man nacheinander mit verdünnter Salzsäure und gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung. Das Reaktionsprodukt wird in einem
10 : 1.Tetrahydrofuran-Wasser-Gemisch (0,5-30 ml) aufgenommen und bei 0°C
mit einer UV-Lampe bestrahlt. Nach Ablauf der Reaktion wird eingeengt, in
Toluol (0,5-60 ml) aufgenommen und mit Triphenylzinnhydrid (0,25-6,04 g;
0,7-17,2 mMol) sowie Azoisobutyronitril (0,01-0,25 g, 0,06-1,55 mMol) am
Rückfluß erhitzt. Nach Ablauf der Reaktion wird eingeengt und das
Reaktionsprodukt an Kieselgel mit einem Dichlormethan/Methanol-Gradienten
chromatographiert (0,036-0,92 g, 0,02-0,52 mMol, ca. 30% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ = 1644.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
NMR-Daten im Einklang mit K. C. Nicolaou et. al. J. Am. Chem. Soc. 114, 3127 (1992)); bzw. C. W: Hummel, Ph. D. Dissertation, University of California, San Diego, 1993.
Das gereinigte Produkt wird in trockenem Dichlormethan (0,1-10 ml) gelöst und
bei -78°C mit Diethylaminoschwefeltrifluorid (0,016-0,41 g, 0,12-3,1 mMol)
versetzt. Nach abgelaufener Reaktion extrahiert man mit gesättigter
Natriumhydrogencarbonatlösung und erhält das Rohprodukt [25] nach Einengen,
das durch Chromatographie an Kieselgel mit einem Dichlormethan/Methanol-
Gradienten gereinigt wird.
[25] und 6-Azidohexanol (0,017-0,44 g, 0,12-3,1 mMol) werden in trockenem
Acetonitril gelöst und bei 0°C mit Molsieb, 4 Å,
(0,06-1,5 g), Trifluormethansulfonsäuretrimethylsilylester (0,001-1,14 g,
0,005-5,1 mMol) versetzt. Nach abgeschlossener Reaktion wird abfiltriert und
mit gesättigter Natriumhydrogencarbonatlösung gewaschen. Nach Einengen
erhält man das Rohprodukt das durch Chromatographie an Kieselgel mit einem
Essigester/iso-Hexan-Gradienten gereinigt wird (0,021-0,51 g, 0,01-0,27 mMol,
ca. 55% Ausbeute). Anschließend wird in Methanol/Hydrazinhydrat (1 : 1)
(1-30 ml) aufgenommen und bis zur vollständigen Reaktion auf 80°C erwärmt.
Nach Verdampfen des Lösungsmittels wird das Rohprodukt in
Dichlormethan/Methanol (1 : 1) aufgenommen und bei 0°C mit Acetanhydrid
(0,03-4,1 mMol) bis zur vollständigen Reaktion gerührt. Nach Eindampfen
erfolgt die Reduktion des Azids mit Wasserstoff in Gegenwart katalytischer
Mengen Palladium auf Kohle (10%) (0,001-0,15 g) in Methanol (1-45 ml). Das
nach Eindampfen anfallende Rohprodukt wird durch Gelchromatographie an
Biogel P2 gereinigt [26] (0,0064-0,17 g, 0,007-0,18 mMol,
ca. 65% Ausbeute).
FAB-MS: M+H⁺ 920.
¹H-NMR [300 MHz, D₂O]: 4,92 (Fuc-H-1), 4,36 (GlcNAc-H-1), 4,28 (Gal-H-1), 4,1-3,35 (m), 3,29 (CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 2,19 (NANA-H-3eq.), 1,93 (NANA-NCOCH₃), 1,81 (GlcNCOCU₃), 1,77 (NANA-H-3ax.), 1,58-1,18 (O-(CH₂)₅-CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 0,99 (Fuc-H₃) ppm.
¹H-NMR [300 MHz, D₂O]: 4,92 (Fuc-H-1), 4,36 (GlcNAc-H-1), 4,28 (Gal-H-1), 4,1-3,35 (m), 3,29 (CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 2,19 (NANA-H-3eq.), 1,93 (NANA-NCOCH₃), 1,81 (GlcNCOCU₃), 1,77 (NANA-H-3ax.), 1,58-1,18 (O-(CH₂)₅-CH₂-NH₃⁺OAc⁻), 0,99 (Fuc-H₃) ppm.
Claims (59)
1. Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer
Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis mit einem HLB*-Wert von
10 bis 20 enthaltend:
Kohlenhydratanteil - bifunktionellen Spacer - hydrophiles, biodegradabeles Polymer - Wirkungsverstärker, wobei der aus 1 bis 20 natürlich vorkommenden gleichen oder verschiedenen Monosaccharidbausteinen bestehende Kohlenhydratanteil via ein oder mehrere bifunktionelle Spacer, der ein natürliches oder synthetisches Molekül ist, an ein hydrophiles, biodegradabeles Polymer gekoppelt ist, wobei das Polymer seinerseits Träger ein oder mehrerer Spacer ist und das hydrophile, biodegradable Polymer außerdem mit dem Wirkungsverstärker verbunden ist, welcher ein Vernetzer, ein oder mehrere Gruppen mit hydrophoben, hydrophilen oder ionischen Eigenschaften oder ein Löslichkeitsverbesserer ist.
Kohlenhydratanteil - bifunktionellen Spacer - hydrophiles, biodegradabeles Polymer - Wirkungsverstärker, wobei der aus 1 bis 20 natürlich vorkommenden gleichen oder verschiedenen Monosaccharidbausteinen bestehende Kohlenhydratanteil via ein oder mehrere bifunktionelle Spacer, der ein natürliches oder synthetisches Molekül ist, an ein hydrophiles, biodegradabeles Polymer gekoppelt ist, wobei das Polymer seinerseits Träger ein oder mehrerer Spacer ist und das hydrophile, biodegradable Polymer außerdem mit dem Wirkungsverstärker verbunden ist, welcher ein Vernetzer, ein oder mehrere Gruppen mit hydrophoben, hydrophilen oder ionischen Eigenschaften oder ein Löslichkeitsverbesserer ist.
2. Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer
Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis mit einem HLB*-Wert von
10 bis 20, erhältlich durch kovalente chemische, chemoenzymatische
und/oder enzymatische Verknüpfung der folgenden Komponenten:
- - Kohlenhydratanteil aus 1-20 natürlich vorkommenden, gleichen oder verschiedenen Monosaccharid-Bausteinen,
- - bifunktionellem Spacer, der ein natürliches oder synthetisches Molekül ist,
- - hydrophiles, biodegradabeles Polymer sowie
- - Wirkungsverstärker, der ein Vernetzer, ein oder mehrere Gruppen mit hydrophoben, hyrophilen oder ionischen Eigenschaften oder ein Löslichkeitsverbesserer ist.
3. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß sein Molekulargewicht 70 kd ist.
4. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der HLB*-Wert des Polymers 14 bis 20 ist.
5. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der Belegungsgrad des Polymers mit dem
Kohlenhydratanteil via Spacer zwischen 0,5 und 50 Mol.-% liegt.
6. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der Belegungsgrad des Polymers mit dem
Kohlenhydratanteil via Spacer zwischen 2 und 25 Mol.-% liegt.
7. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil Bestandteil von
Glycoproteinen, Glycolipiden oder Proteoglycanen auf Virus- oder
Zelloberflächen ist.
8. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus 1-15 natürlich
vorkommenden gleichen oder verschiedenen
Monosaccharidbausteinen besteht.
9. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus 1-10 natürlich
vorkommenden gleichen oder verschiedenen
Monosaccharidbausteinen besteht.
10. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus natürlich
vorkommenden unsubstituierten und/oder substituierten
Monosaccharidbausteinen besteht.
11. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 10, dadurch
gekennzeichnet, daß die unsubstituierten Monosaccharidbausteine
Alosen und/oder Ketosen sind.
12. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 10 oder 11, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus ein oder mehreren
Monosaccharidbausteinen der Gruppe der folgenden Aldosen besteht:
Glycerinaldehyd, Erythrose, Threose, Ribose, Arabinose, Xylose, Lyxose, Allose, Altrose, Glucose, Mannose, Gulose, Idose, Galactose oder Talose.
Glycerinaldehyd, Erythrose, Threose, Ribose, Arabinose, Xylose, Lyxose, Allose, Altrose, Glucose, Mannose, Gulose, Idose, Galactose oder Talose.
13. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 10 oder 11, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus ein oder mehreren
Monosaccharidbausteinen der Gruppe der folgenden Ketosen besteht:
Dihydroxyaceton, Erythrulose, Ribulose, Xylulose, Puscose, Fructose, Sorbose und/oder Tagatose.
Dihydroxyaceton, Erythrulose, Ribulose, Xylulose, Puscose, Fructose, Sorbose und/oder Tagatose.
14. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 10, dadurch
gekennzeichnet, daß die substituierten Monosaccharidbausteine
Dexyzucker, Deoxyaminozucker, Deoxyacylaminozucker, Aldon-, Aldar-
und/oder Uronsäuren sind.
15. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 10 oder 14, dadurch
gekennzeichnet, daß als Deoxyzucker 2-, 3-, 4- oder 6-Deoxyaldosen
und/oder 2-, 3-, 5- oder 6-Deoxyketosen, als Aldonsäure die Gluconsäure
und als Uronsäure die Glucuronsäure eingesetzt werden.
16. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 10, 14 oder 15,
dadurch gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus ein oder
mehreren Monosaccharidbausteinen der Gruppe der folgenden 2-, 3-, 4-
oder 6-Deoxyaldosen besteht: Fucose, Rhamnose, Digitoxase.
17. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 10, 14 oder 15,
dadurch gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus ein oder
mehreren Monosaccharidbausteinen der Gruppe der folgenden
Deoxyaminozucker besteht:
Glucosamin, Monosamin und/oder Galactosamin.
Glucosamin, Monosamin und/oder Galactosamin.
18. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, oder 10, dadurch
gekennzeichnet, daß substituierte Monosaccharidbausteine mit einer
Kohlenstoffkette, die länger als 6 C-Atome ist, verwendet werden.
19. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 10 oder 14, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus ein oder mehreren
Monosaccharidbausteinen der Gruppe der folgenden
Deoxyacylaminozucker besteht:
N-Acetylglucosamin, N-Acetylmanosamin und/oder N-Acetylgalactosamin.
N-Acetylglucosamin, N-Acetylmanosamin und/oder N-Acetylgalactosamin.
20. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 18, dadurch gekennzeichnet,
daß als substituierte Monosaccharidbausteine Ketodeoxyoctan-,
Ketodeoxynonon-, N-Acetylneuramin- und/oder N-Acetylmuraminsäure
verwendet werden.
21. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 7, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil aus ein oder mehreren
Monosaccharidbausteinen der folgenden Gruppe besteht:
Glucose, N-Acetylglucosamin, Galactose, N-Acetylgalactosamin, Mannose, Fucose, N-Acetylneuraminsäure und/oder Glucoronsäure.
Glucose, N-Acetylglucosamin, Galactose, N-Acetylgalactosamin, Mannose, Fucose, N-Acetylneuraminsäure und/oder Glucoronsäure.
22. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 7, dadurch
gekennzeichnet, daß der Kohlenhydratanteil Sialyl-Lewis X, Sialyl-Lewis A
oder VIM-2 ist.
23. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der bifunktionelle Spacer die folgende Formel hat:
(Kohlenhydratanteil)-A₁-[B-Cx]y-Dz-A2- (biodegradables hydrophiles Polymer-Wirkungsverstärker),
wobei
x für 0 oder 1;
y für 1, 2, 3, 4, 5, 6 oder 7;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn
x = 1 ist;
B, D gleich oder verschieden sind und Alkylen mit 0 bis 30 C-Atomen, die geradkettig, verzweigt oder mono- oder bicyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- und/oder Doppelbindungen oder 1 bis 3 aromatische Ringe bedeutet,
C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet: wobei R² Wasserstoff, Methyl-, Ethyl-, Benzyl-, Propyl-, Aceyl- oder Benzoylgruppe unabhängig voneinander bedeuten kann;
die durch den Substituenten y definierten, repetitiven Einheiten gleich oder verschieden sein können;
A₁ und A₂ gleich oder verschieden sind und aus der kovalenten Verknüpfung von je einer reaktiven mit einer aktivierten Gruppe entstehen.
(Kohlenhydratanteil)-A₁-[B-Cx]y-Dz-A2- (biodegradables hydrophiles Polymer-Wirkungsverstärker),
wobei
x für 0 oder 1;
y für 1, 2, 3, 4, 5, 6 oder 7;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn
x = 1 ist;
B, D gleich oder verschieden sind und Alkylen mit 0 bis 30 C-Atomen, die geradkettig, verzweigt oder mono- oder bicyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- und/oder Doppelbindungen oder 1 bis 3 aromatische Ringe bedeutet,
C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet: wobei R² Wasserstoff, Methyl-, Ethyl-, Benzyl-, Propyl-, Aceyl- oder Benzoylgruppe unabhängig voneinander bedeuten kann;
die durch den Substituenten y definierten, repetitiven Einheiten gleich oder verschieden sein können;
A₁ und A₂ gleich oder verschieden sind und aus der kovalenten Verknüpfung von je einer reaktiven mit einer aktivierten Gruppe entstehen.
24. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 23, dadurch
gekennzeichnet, daß B oder D unabhängig voneinander 0 bis 15 C-Atome
bedeuten.
25. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 23, dadurch
gekennzeichnet, daß B oder D unabhängig voneinander 0 bis 10 C-Atome
bedeuten.
26. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 23, dadurch
gekennzeichnet, daß C einen Substituenten der folgenden Formel
bedeutet:
wobei R¹ die schon genannten Bedeutungen haben kann.
27. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 23 oder 26, dadurch
gekennzeichnet, daß die in B und D unabhängig voneinander, enthaltenen
Substituenten Hydroxy-, Alkoxy-, Carboxy-, Amino- und/oder
Carboxyalkylgruppen der Formel CO₂-R¹ bedeuten, wobei R¹ = H oder
C₁-C₆-Alkyl bedeutet.
28. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 23 oder 27, dadurch
gekennzeichnet, daß R¹ = H oder C₁-C₄-Alkyl bedeutet.
29. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 23 oder 27, dadurch
gekennzeichnet, daß R¹ = H oder C₁-C₂-Alkyl bedeutet.
30. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 23, dadurch
gekennzeichnet, daß die reaktive Gruppe eine Hydroxy-, NH₂- oder SH-
Gruppe bedeutet.
31. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 23, dadurch
gekennzeichnet, daß die aktivierte Gruppe Bromide, Jodide, Aktivester,
Carbonsäurechloride, Carbonsäureimidazolide, gemischte
Carbonsäureanhydride, Aldehyde, Acrylester, Acrylamide, Malonimid,
Succinimid, 2-Vinylpyridin, Jodessigester, Isothiocyanit und/oder
Isocyanat ist.
32. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 23 oder 31, dadurch
gekennzeichnet, daß als Aktivester p-Nitrophenyl- oder N-
Hydroxysuccinimid-Derivate, als Carbonsäureanhydride
wobei R³ = C₁-C₆ bedeutet, gerade oder verzweigt oder Phenylreste
eingesetzt werden.
33. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 32, dadurch gekennzeichnet,
daß R³ = C₁-C₄ bedeutet.
34. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 32, dadurch gekennzeichnet,
daß R³ = C₁-C₂ bedeutet.
35. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 23 oder 26, dadurch
gekennzeichnet, daß als aktivierte Gruppe N-Hydroxysuccinimid-
Aktivreste, Maleinimid, Succimid, Aldehyd, Isocyanat und/oder Acrylamid
verwendet wird.
36. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 23, 26 oder 30,
dadurch gekennzeichnet, daß als reaktive Gruppe NH₂- oder eine OH-
Gruppe eingesetzt wird.
37. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß das hydrophile, biodegradabele Polymer aus
wenigstens zwei gleichen oder verschiedenen Monomerbausteinen
besteht, die linear, verzweigt, ringförmig, sternförmig oder kugelförmig
miteinander verknüpft sind.
38. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 37, dadurch gekennzeichnet,
daß Polycarbonate, Polyester, Polyamide, Polyanhydrid,
Polyiminocarbonate, Polyanhydride, Polyorthoester, Polydioxanone,
Polyphosphazene, Polyhydroxycarbonsäuren, Polyaminosäuren, oder
Polysaccharide verwendet werden.
39. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 38, dadurch gekennzeichnet,
daß das hydrophile, biodegradabele Polymer eine Polyaminosäure,
Polyhydroxycarbonsäure oder ein Polysaccharid ist.
40. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 39, dadurch gekennzeichnet,
daß Polyaspartatamide, Polysuccimide, Polyglutamate,
Polylysinfumaramide und/oder Polyhydroxycarbonsäuren auf Basis der
Apfelsäure, Zitronensäure oder Weinsäure in Form ihrer Polyester,
Polyamide oder Polyanhydride sowie substituierte Chitosane, Heparine,
Hyaluronsäuren oder Stärkederivate verwendet werden.
41. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß der Wirkungsverstärker ein intramolekularer
Vernetzer, eine hydrophobe, hydrophile oder ionische Gruppe oder ein
Löslichkeitsverbesserer ist.
42. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 41, dadurch
gekennzeichnet, daß der Wirkungsverstärker die folgende Formel hat:
(hydrophiles, biodegradables Polymer) wobei
x für 0 oder 1;
y für 1, 2;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn x = 1 ist;
B, D gleich oder verschieden sind und Alkylen mit 0 bis 20 C-Atomen, die geradkettig, verzweigt oder mono- oder bicyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- und/oder Doppelbindungen oder 1 bis 2 aromatische Ringe bedeutet, C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet: wobei R⁷ unabhängig voneinander Wasserstoff, Methyl, Ethyl, Benzyl-, Propyl- oder Acetylgruppe bedeuten können;
die durch den Substituenten y definierten, repetitiven Einheiten gleich oder verschieden sein können;
A₁ und A₂ gleich oder verschieden sind und aus der kovalenten Verknüpfung von je einer reaktiven mit einer aktivierten Gruppe entstehen.
(hydrophiles, biodegradables Polymer) wobei
x für 0 oder 1;
y für 1, 2;
z für 0 oder 1 steht, mit der Maßgabe, daß z nur 1 sein kann, wenn x = 1 ist;
B, D gleich oder verschieden sind und Alkylen mit 0 bis 20 C-Atomen, die geradkettig, verzweigt oder mono- oder bicyclisch sein können, unsubstituiert oder substituiert sind, Einfach- und/oder Doppelbindungen oder 1 bis 2 aromatische Ringe bedeutet, C einen Substituenten der folgenden Formel bedeutet: wobei R⁷ unabhängig voneinander Wasserstoff, Methyl, Ethyl, Benzyl-, Propyl- oder Acetylgruppe bedeuten können;
die durch den Substituenten y definierten, repetitiven Einheiten gleich oder verschieden sein können;
A₁ und A₂ gleich oder verschieden sind und aus der kovalenten Verknüpfung von je einer reaktiven mit einer aktivierten Gruppe entstehen.
43. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 41 oder 42, dadurch
gekennzeichnet, daß B oder D unabhängig voneinander 0 bis 15 C-Atome
bedeuten.
44. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 41-43, dadurch
gekennzeichnet, daß B oder D unabhängig voneinander 0 bis 10 C-Atome
bedeuten.
45. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 41 oder 42, dadurch
gekennzeichnet, daß C einen Substituenten der folgenden Formel
bedeutet:
wobei R⁷ die schon genannten Bedeutungen hat.
46. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2 oder 41-44, dadurch
gekennzeichnet, daß B und D unabhängig voneinander Hydroxy-, Alkoxy-,
Carboxy-, Amino- und/oder Carboxyalkylgruppen der Formel CO₂-R⁴
wobei R⁴ = H oder C₁-C₆-Alkyl bedeutet oder Carbonylamino- und
Carbonylaminoalkylgruppen der Formel CONR⁵R⁶, wobei R⁵ und R⁶ gleich
oder verschieden sein können und H oder C₁-C₄-Alkyl bedeuten.
47. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 41-44 oder 46,
dadurch gekennzeichnet, daß R⁵, R⁶ = H oder C₁-C₄-Alkyl bedeuten.
48. Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch 1, 2, 41-44 oder 46-47,
dadurch gekennzeichnet, daß R⁵, R⁶ = H oder C₁-C₂-Alkyl bedeuten.
49. Arzneimittel, enthaltend den Kohlenhydratrezeptorblocker nach Anspruch
1 oder 2 und pharmazeutische Träger.
50. Verfahren zur Herstellung des physiologisch verträglichen und
physiologisch abbaubaren Kohlenhydratrezeptorblockers auf Polymerbasis
mit einem HLB*-Wert von 10 bis 20, dadurch gekennzeichnet, daß
Kohlenhydratanteil, bifunktioneller Spacer, hydrophiles, biodegradabeles
Polymer und Wirkungsverstärker enzymatisch, chemisch und/oder
chemoenzymatisch verknüpft sind.
51. Verfahren zur Herstellung des Kohlenhydratrezeptorblockers nach
Anspruch 49, dadurch gekennzeichnet, daß die Synthese durch Bildung
einer kovalenten Bindung zwischen Kohlenhydratanteil und
bifunktionellem Spacer, anschließender kovalenten Verknüpfung des
Kohlenhydratanteil-Spacer-Komplexes mit dem biodegradablen,
hydrophilen Polymer und abschließender kovalenter Verknüpfung des
Kohlenhydratanteil-Spacer-Polymer-Komplexes mit dem
Wirkungsverstärker erfolgt.
52. Verfahren zur Herstellung des Kohlenhydratrezeptorblockers nach
Anspruch 50, dadurch gekennzeichnet, daß die Synthese durch
Umsetzung des biodegradablen, hydrophilen Polymers mit dem
Wirkungsverstärker einerseits und des Kohlenhydratanteils mit dem
bifunktionellen Spacer andererseits unter Ausbildung kovalenter
Bindungen unter anschließender kovalenter Verknüpfung des Polymer-
Wirkungsverstärker-Komplexes mit dem Kohlenhydratanteil-Spacer-
Komplex.
53. Verfahren zur Herstellung nach Anspruch 50, dadurch gekennzeichnet,
daß die chemische Verknüpfung eine Alkylierung, Acylierung oder eine
Additionsreaktion an eine Doppelbindung ist.
54. Verfahren zur Herstellung nach Anspruch 50, dadurch gekennzeichnet,
daß für die enzymatische Verknüpfung eine oder mehrere Enzyme aus der
folgenden Gruppe eingesetzt werden: Glykosidasen, Glykosyltransferasen,
Transglykosidasen und/oder Lipasen.
55. Verfahren zur Herstellung nach Anspruch 50 oder 54, dadurch
gekennzeichnet, daß Glykosidasen, Glykosyltransferasen und/oder
Transglykosidasen zum Aufbau des Kohlenhydratanteils aus
Monosaccharidbausteinen gemäß Ansprüchen 8-21 sowie zur
Verknüpfung von Kohlenhydratanteil und bifunktionellen Spacer
eingesetzt werden.
56. Verfahren zur Herstellung nach Anspruch 50 oder 54, dadurch
gekennzeichnet, daß Lipasen zur Verknüpfung der reaktiven mit der
aktivierten Gruppe von Spacer bzw. Wirkungsverstärker eingesetzt
werden.
57. Verfahren zur Herstellung nach Anspruch 50 und 56, dadurch
gekennzeichnet, daß die aktivierte Gruppe eine Carbonsäure, ein
Methylester und/oder ein Vinylester ist.
58. Verwendung des Kohlenhydratrezeptorblockers nach Anspruch 1 oder 2
zur Herstellung eines Arzneimittels diagnostischen, therapeutischen oder
prophylaktischen Anwendung bei der Bekämpfung von Krankheiten, bei
welchen bakterielle oder virale Infektionen sowie metastasierende Tumore
und entzündliche Prozesse involviert sind.
59. Verwendung nach Anspruch 58 zur Prophylaxe, Diagnostik oder Therapie
von Nachinfarktsyndrom, Schock, Schlaganfall, akute und chronische
Organabstoßung, Vasculitis, Sepsis, entzündliche Erkrankungen der Haut,
rheumatische Arthritis, metastasierenden Tumore sowie Schocklunge des
Erwachsenen.
Priority Applications (10)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| DE4326777A DE4326777A1 (de) | 1993-08-10 | 1993-08-10 | Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seiner Verwendung |
| EP93119098A EP0601417A3 (de) | 1992-12-11 | 1993-11-26 | Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer, Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seine Verwendung |
| TW082110418A TW318182B (de) | 1992-12-11 | 1993-12-09 | |
| CA002111129A CA2111129A1 (en) | 1992-12-11 | 1993-12-10 | Physiologically tolerated and physiologically degradable polymer-based carbohydrate receptor blocker, a process for its preparation and its use |
| AU52328/93A AU672643B2 (en) | 1992-12-11 | 1993-12-10 | Physiologically tolerated and physiologically degradable polymer-based carbohydrate receptor blocker, a process for its preparation and its use |
| JP5310148A JPH06279295A (ja) | 1992-12-11 | 1993-12-10 | 生理学的に許容性を有し且つ生理学的に分解可能な重合体系炭水化物受容体ブロッカー、その製造方法およびその使用 |
| HU9303538A HUT67045A (en) | 1992-12-11 | 1993-12-10 | Carbohydrate receptor blockers on polymer base, pharmaceutical compn.s contg. them and process for prepg. them |
| KR1019930027166A KR940013531A (ko) | 1992-12-11 | 1993-12-10 | 생리학적으로 내성이 있고 분해가능한 중합체계 탄수화물 수용체 차단제, 이의 제조방법 및 이의 용도 |
| US08/165,805 US5470843A (en) | 1992-12-11 | 1993-12-13 | Carbohydrate-containing polymers, their preparation and use |
| US08/898,464 US6037467A (en) | 1992-12-11 | 1997-07-24 | Methods for preparing carbohydrate-containing hydrophilic polymers |
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| DE4326777A DE4326777A1 (de) | 1993-08-10 | 1993-08-10 | Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seiner Verwendung |
Publications (1)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| DE4326777A1 true DE4326777A1 (de) | 1995-02-16 |
Family
ID=6494825
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| DE4326777A Withdrawn DE4326777A1 (de) | 1992-12-11 | 1993-08-10 | Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seiner Verwendung |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| DE (1) | DE4326777A1 (de) |
-
1993
- 1993-08-10 DE DE4326777A patent/DE4326777A1/de not_active Withdrawn
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| EP0601417A2 (de) | Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer, Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seine Verwendung | |
| EP0749452B1 (de) | Polymerkonjugierte malonsäurederivate und deren verwendung als arzneitmittel und als diagnostika | |
| EP0714903B1 (de) | Kohlenhydratkonjugate als Inhibitoren der Zelladhäsion | |
| EP0671409A2 (de) | Malonsäurederivate mit antiadhäsiven Eigenschaften | |
| EP0787739B1 (de) | Antiadhäsive Piperidin- und Pyrrolidin-Carbonsäuren | |
| US8530448B2 (en) | Compounds and methods for inhibiting selectin-mediated function | |
| DE602004011272T2 (de) | Spezifischer antagonist sowohl für e- als auch p-selektine | |
| WO1996005209A9 (en) | Sialic acid/fucose based medicaments | |
| EP0786467A1 (de) | Mehrfach fucosylierte Dicarbonsäuren mit antiadhäsiven Eigenschaften | |
| DE102006036326A1 (de) | Dendritische Polyglycerolsulfate und -sulfonate und deren Verwendung bei entzündlichen Erkrankungen | |
| EP1685145A2 (de) | Glycomimetische antagonisten von sowohl e- als auch p-selektinen | |
| US20210228725A1 (en) | Drug delivery | |
| JP5465542B2 (ja) | 合成糖脂質含有リポソーム | |
| EP0771795A1 (de) | Neuartige Glycomimetika als Selektin-Antagonisten und entzündungshemmend wirkende Arzneimittel | |
| DE4326777A1 (de) | Physiologisch verträglicher und physiologisch abbaubarer Kohlenhydratrezeptorblocker auf Polymerbasis, ein Verfahren zu seiner Herstellung und seiner Verwendung | |
| JP2003519628A (ja) | α−Ｄ−ＧＡＬ（１→３）ＧＡＬ−含有オリゴ糖の合成方法 | |
| EP2289904A1 (de) | Hemmer für mikrobielle Infektionen | |
| Zhang et al. | The influence of the long chain fatty acid on the antagonistic activities of Rhizobium sin-1 lipid A | |
| EP0804608B1 (de) | Verfahren zur herstellung von polyvalenten und physiologisch abbaubaren kohlenhydrat-rezeptorblockern durch enzymatische glycosylierungsreaktionen und deren verwendung zur herstellung von kohlenhydratbausteinen | |
| WO1998030573A1 (de) | Antiadhäsive sulfatid-mimetika | |
| Xu | Synthesis of alginate neoglycolipids | |
| O'Flaherty | Synthetic Alkyl Glycolipids as Therapeutic Agents: Their Synthesis as Potential iNKT Cell Stimulators and their Anti-Microbial Properties | |
| Shelke | Exploring the carbohydrate-binding sites of myelin-associated glycoprotein (MAG) and its ligands by a integrated dynamic approach | |
| DE4430005A1 (de) | Malonsäurederivate mit antiadhäsiven Eigenschaften | |
| WO1998023626A1 (de) | Antiadhäsive benzoesäure-derivate |
Legal Events
| Date | Code | Title | Description |
|---|---|---|---|
| 8127 | New person/name/address of the applicant |
Owner name: AVENTIS RESEARCH & TECHNOLOGIES GMBH & CO KG, 6592 |
|
| 8130 | Withdrawal |