DE4304558A1 - Gereinigte Saccharose-Synthase, Verfahren zur Herstellung derselben und deren Verwendung - Google Patents
Gereinigte Saccharose-Synthase, Verfahren zur Herstellung derselben und deren VerwendungInfo
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Description
Saccharose-Synthase (Glycosyltransferase EC 2.4.1.13
UDPG:D-Fructose 2-glucosyltransferase) ist ein
insbesondere in Pflanzen (z. B. Weizen, Reis, Mais,
Zuckerrüben, etc.) weit verbreitetes, seit langem
bekanntes Enzym (siehe z. B. Y. Milner u. a. in
"Nature"206 (1965), S. 825), dessen Funktion als
Katalysator zur Bildung aktivierter Zucker innerhalb
des Stoffwechsels der Pflanze bereits umfänglich
untersucht und zusammenfassend dargestellt worden ist
(Avigad, G. in: Loewus, F.A. et al. (eds.)
Encyclopedeia of Plant Physiology New Series Vol. 13A,
Carbohydrates I, Intraacellular Carbohydrates,
Springer-Verlag, Berlin 1982, 217-347). Danach
katalysiert das Enzym in vivo die Spaltung von
Saccharose gemäß folgender Gleichung
Saccharose + NDP ⇄ NDP-Glucose + Fructose (I),
in der N für Nukleoside, wie Uridin, Thymidin, Cytidin,
Guanin und Adenin steht.
Reinigung und Eigenschaften des Enzyms wurden u. a. von
T. Nomura u. a. in Arch. Biochem. Biophysics 156 (1973)
Seiten 644-52 beschrieben, die eine Ausbeute von
8,8% bei 11,4-facher Aufreinigung durch Ammonsulfat-
Fällung und Säulenchromatographie an DEAE-Cellulose und
Neusilin (MgO·Al2O3·2SiO2) erreichten und Kam-Werte für Synthese- und Spaltungsreaktion angeben.
Neusilin (MgO·Al2O3·2SiO2) erreichten und Kam-Werte für Synthese- und Spaltungsreaktion angeben.
Über eine im wesentlichen auf Ammonsulfat-Fällungen basierend
gereinigte Saccharose-Synthase und deren Anwendung für die
Saccharosesynthese durch Umsetzung von UDP-Glucose und Fructose
berichten auch jüngst S.L.Haynie & G.M.Whitesides in Appl.
Biochem. & Biotechnol. 23 (1990) Seiten 155ff. Dabei wird
auf die geringe Stabilität des Enzyms (S. 158), insb. von hoch
gereinigten Enzympräparaten hingewiesen (S.160) sowie auf den
Nachteil weit stabilerer Enzym-Präparate von minderer Reinheit
auf Grund begleitender Aktivitäten, ins. von Phosphogluco
mutasen und der infolge niedriger Aktivität bestehenden Notwen
digkeit der Anwendung großer Gelvolumina (des gel-immobilisier
ten Enzyms).
R.H. Juang u. a. beschreiben im J. Chinese Biochem. Soc.
17 (1988) 42-51 eine Saccharose-Synthase-Reinigung
durch Säulenchromatographie und Elektrophorese mit
38facher Aufreinigung, die im Hinblick auf die
Proteinzusammensetzung durchgeführt wurde.
Trotz der seit langem bekannten Funktionsweise der
Saccharose-Synthase und Aufreinigungsverfahren ist die
Herstellung aktivierter Zucker gemäß obiger Gleichung
(I) wirtschaftlich bislang nicht angewandt worden,
obwohl die Saccharose-Synthase im Handel erhältlich ist
und aktivierte Zucker sowie darüber erhältliche Di- und
Oligosaccharide in der Zuckerchemie erhebliche
Bedeutung besitzen.
Mono-, Oligo- und Polysaccharide haben vielfältige
Funktionen als antigene Determinanten, bei der Zell-
Zell-Erkennung, bei der Zelldifferenzierung und als
Bindungsstellen für Toxine, Bakterien und Viren.
Eine zusammenfassende Darstellung von Herstellung und
Anwendung findet sich bei S. David u. a. in Advances in
Carbohydrate Chem. a. Biochem. 149 (1991) 175-237. Y. Ichikawa
u. a. geben in Anal. Biochem. 202 (1992) 215-238 unterschied
liche Umsetzungsmechanismen an. Als "Large Scale Synthese"
wird jedoch insbesondere auf die Umsetzung von Zucker-
1-Phosphat (insbesondere Glucose-1-Phosphat) mit
Nucleosidtriphosphat, insbesondere mit UTP, in Gegenwart von
Pyrophosphorylase nach C.H. Wong u. a. (J.Org. Chem. 47
(1982) 5416-18) hingewiesen, die eine mehrstufige
enzymatische Synthese von Nucleotidzuckern beschreiben.
Diese Synthese nach C.H. Wong wird auch von Toone &
Whiteside in Am. Chem. Soc. Sympos. Ser. 466 (1991)
1-22 als Methode der Wahl genannt.
Es wurde nun überraschenderweise festgestellt, daß
Saccharose-Synthase-Isolate (insbesondere das im Handel
erhältliche Enzym) allgemein mehr oder minder hohe Anteile
an Nucleotidphosphatasen enthalten und daß deren
Anwesenheit - auch in nur geringer Menge - die Synthese von NDP-Glucose
und homologen Verbindungen so weit stört, daß die überzeugen
de Synthesetauglichkeit von Saccharose-Synthase bislang nicht
erkannt werden konnte.
Durch angepaßte Reinigungsmethoden und empfindlichen
Phosphatase-Nachweis wurde nunmehr eine Saccharose-
Synthase entwickelt, die ausreichend stabil ist und
eine glatte einstufige Synthesereaktion nach (I)
ermöglicht.
Gegenstand der Erfindung ist mithin eine aufgereinigte
Saccharose-Synthase, in deren HPLC-Chromatogramm Nucleotid
phosphatasen nicht mehr nachweisbar (0,1%) sind.
Weitere Besonderheiten der Erfindung ergeben sich aus den
Patentansprüchen und der nachfolgenden Beschreibung.
Als Quelle für die Saccharose-Synthase dienen
insbesondere Reis, Mais oder Weizenkörner, die
angequollen und mechanisch aufgeschlossen werden. Der
dabei gewonnene wäßrige Rohextrakt wird entweder einer
PEG-Fällung (A) oder einer Verteilung im wäßrigen 2-Phasen
system (B) unterworfen. Bei (A) kann eine fraktionierte
Fällung vorgesehen werden, indem zunächst (A1) mit relativ
niedermolekularem PEG (Polyethylenglykol; M≳1000) und min
deren PEG-Konzentrationen für die Ausfällung begleitender
Proteine gesorgt wird (z. B. mit 5% PEG 4000), während die
Saccharose-Synthase im Überstand verbleibt, die dann in
einem zweiten Schritt (A2) mit erhöhter PEG-Konzentration
ausgefällt und aus dem Niederschlag mit 200 mM Hepes Puffer (pH 7,2)
wieder herausgelöst wird. Die Fällung (A2) ist nicht unbe
dingt erforderlich und kann zur Vereinfachung des Verfahrens
und Ausbeutesteigerung weggelassen werden, wie weiter unten
gezeigt wird.
Das Molekulargewicht des PEGs bei den PEG-Fällungen kann
mit entsprechender Änderung des PEG-Prozentsatzes variiert
werden.
Die wieder in Lösung gebrachte Saccharose-Synthase bzw. der
Überstand oder die enzymhaltige Phase der Ex
traktion wird zweckmäßigerweise nach einer Adsorption an
Sephadex A50 und Stufenelution bei pH 7,2 (eingestellt mit
Hepes-NaOH) mit 100 mM KCl und 300 mM KCl und Umpuffern
sowie Ultrafiltration auf eine Sepharose-Q-Säule geladen
und einer linearen Gradienten-Elution mit 50-500 mM KCl
bei pH 8 (200mM Hepes-NaOH) unterworfen und auf einer Gel
filtrationssäule chromatographiert.
Besonders wichtig ist dabei der Behandlungsschritt auf
der Sepharose-Q-Säule mit Gradienten-Elution, wie
angegeben. Auf diese Weise erhält man aufgereinigte
Saccharose-Synthase, deren Nucleotidphosphatasegehalt
< 0,1%, d. h. im Phosphatase-Test der Enzym-Präparation
nicht mehr nachweisbar ist.
Die erfindungsgemäße aufgereinigte Saccharose-Synthase läßt
sich insbesondere zur enzymatischen Synthese von aktivierter
Glucose und aktivierten Glucoseabkömmlingen durch Spaltung eines
Di- Tri-, Oligosaccharids oder deren Abkömmlingen mit
Nukleosiddiphosphaten nutzen. Daraus resultierende Produkte, z. B.
UDP-Glucose, TDP-Glucose und CDP-Glucose, sind wichtige
Ausgangssubstrate für die enzymatische und/oder chemische
Darstellung von aktivierten Desoxyzuckern und deren Abkömmlingen.
Ein weiteres Beispiel für die oben genannten Anwendung ist die
enzymatische Spaltung von 2-Desoxysaccharose mit Saccharose-
Synthase unter Verwendung von Nukleosiddiphosphaten, z. B. UDP oder
TDP.
In Kombination mit anderen Enzymen, z. B. UDP-Glucose Epimerase und
Galaktosyltransferase, wird Saccharose-Synthase zur zyklischen
Regenerierung von z. B. UDP-Glucose eingesetzt. So wird eine enzyma
tische Synthese eines Disaccharid-Abkömmlings wie z. B. N-Acetyl
lactosamin (LacNAc) mit 3 Enzymen durchgeführt. Im Vergleich zur
publizierten enzymatischen Synthese von LacNAc (Wong u. a. J. Org.
Chem. 47 (1982) 5416-5418) ergeben sich durch Reduktion der Anzahl
der Enzyme wirtschaftliche Vorteile.
Die erfindungsgemäß aufgereinigte Saccharose-Synthase ist
auch für die Synthese von Glucosiden sowie deren Abkömmlinge
nützlich. So werden UDP-Glucose oder aktivierte Glucoseabkömmlinge
auf Akzeptormoleküle mit mindestens einer Hydroxylgruppe
übertragen. Beispiele für Zuckermoleküle als Akzeptoren sind bei
den Ketosen die Isomeren der D-Fructose, z. B. D-Psicose, D-
Tagatose und L-Sorbose sowie deren Abkömmlinge, z. B. 5,6-Didesoxy-
5-keto-D-Fructose und 6-Desoxy-L-Sorbose. Beispiele für
Zuckermoleküle als Akzeptoren bei den Aldosen sind L-Arabinose, D-
Lyxose, D-Mannose sowie deren Abkömmlinge, z. B. 1,6-
Anhydroglucose.
Di-, Tri- und Oligosaccharide sind ebenfalls Akzeptormoleküle,
z. B. Lactulose, Isomaltulose und Raffinose. Andere hydroxylgrup
pen-haltige Akzeptormoleküle, die nicht zu der
Substanzklasse der Zucker gehören, sind insbesondere
heterocyclische Verbindungen mit mindestens einer Hydroxylgruppe
am heterocyclischen Ring und/oder in einer daran befindlichen
Seitenkette, z. B. 1-Ethyl-3-hydroxy-pyrollidin oder N-(2-
Hydroxyethyl)piperidin.
Die nachfolgenden Beispiele zeige die erfindungsgemäße
Arbeitsweise im einzelnen. Dabei wird Bezug genommen auf
die angefügten Zeichnungen; es zeigen:
Fig. 1 das Chromatogramm der Sepharose Q Trennung;
Fig. 2 die NDP-Glucose-Bildung mit unterschiedlichen
Nucleotiden;
Fig. 3 u. 4 Die Bildung von TDP- und UDP-Glucose mit
mit Saccharose-Synthase;
Fig. 5 u. 6 Reaktionsschemata für die enzymatische Synthese
von N-Acetyllactosamin (nach Wong; Fig. 5 bzw.
erfindungsgemäß; Fig. 6)
Fig. 7 u. 8 Nucleotid-Chromatogramme der Produktmischung
(Schritt 1 u. 2 gemäß Fig. 6) nach Hitzeinakti
vierung des Enzyms;
Fig. 9 das HPLC-Chromatogramm der Produktmischung (voll
ständiger Zyklus gemäß Fig. 6),
Fig. 10-12 Kurven zur Kinetik der Synthese-Reaktion (I),.
Fig. 13 den Einfluß von Metallionen auf die Enzymaktivität;
und
Fig. 14 ein Diagramm für die Bildung von TDP-Glucose im EMR
Enzymmembranreaktor (EMR).
800 g Reiskörner werden über Nacht in Hepes-NaOH Puffer pH 7,2
gequollen und anschließend im Waring Blender für 1,5 Min. aufge
schlossen. Nachdem mit einem Handmixer weitere 3 min. homogeni
siert worden ist, wird das Pellet abzentrifugiert (Sorvall GS3, 20
min. 5000 rpm 4°C). Anschließend wird das Protein im Überstand mit
PEG 4000 fraktioniert gefällt (5 und 20% PEG). Das Pellet nach
der 20%igen PEG Fällung wird in Puffer aufgelöst und in einer
Batch Adsorption an Sephadex A50 gebunden. 200 ml Sephadex A50 Gel
werden mit ca. 4 g Protein beladen. Die Stufenelution startet mit
300 ml Hepes-NaOH pH 7,2 und 300 ml Hepes-NaOH pH 7,2 mit 100 mM
KCl. Das Enzym wird mit zwei Volumina (100 ml) Hepes-NaOH pH 7,2
mit 300 mM KCl eluiert. Nach Umpufferung und Ultrafiltration wird
diese Fraktion auf eine Sepharose-Q-Säule (Hepes-NaOH pH 8,0 mit
50 mM KCl) geladen und mit einem linearen Gradienten (50 mM-500
mM KCl in Hepes-NaOH 200 mM pH 8,0) eluiert. Die gesammelten
Enzymfraktionen werden abschließend in einer Gelfiltrationssäule
(Superdex 200 prep grade) chromatographiert.
Saccharose-Synthase aus Reis wurde 151-fach mit einer Ausbeute von
5,4% angereichert (Tabelle 1A). Ein großer Verlust entsteht bei
der Fällung mit Polyethylenglykol 4000 (ca. 80% Verlust bei der
5-20% Fällung). Alternativ kann eine Enzymanreicherung aus dem
Rohextrakt mit Hilfe eines wäßrigen 2-Phasensystems (PEG/Salz)
vorgesehen werden. Sehr effektiv sind die Batch Adsorption an
Sephadex A50 u. die anschließende Anionenchromatographie an Sepharose Q
FastFlow mit einem Aufreinigungsfaktor von insgesamt 43. Außerdem
wird die Nukleotiddi- und -monophosphatase-Aktivität vollständig
abgetrennt (Fig. 1), was für den Einsatz der Saccharose-
Synthase in enzymatischen Synthesen sehr wichtig ist.
Das Molekulargewicht des nativen Enzyms beträgt 362000 ± 7000 Da,
es besteht aus 4 Untereinheiten zu je 90000 Da und besitzt keine
inter- oder intramolekularen Disulfidbrücken. Die N-terminale
Aminosäuresequenzierung durch automatisierten Edman-Abbau in einem
Pulsed Liquid Protein Seguencer erbrachte, daß der N-Terminus der
Untereinheit blockiert ist. Der isoelektrische Punkt des nativen
Enzyms liegt bei pH 6,16.
Die Reinigung der Saccharose-Synthase wurde hinsichtlich der
eingesetzten Menge Reis und der Anzahl der Reinigungsschritte
optimiert. Tabelle 1B zeigt, daß die Ausbeute bei nur geringfügig
geringerer Reinheit auf 21% gesteigert wurde. Die Reinigung
umfaßt statt sechs nur noch vier Schritte, wobei die Fällung bei
20% PEG 4000 und die Batch Adsorption auf Sephadex A50 entfallen.
Das gereinigte Enzym ist auch nach dieser Reinigung frei von
Nukleotidmono- und -diphosphatasen.
Die Untersuchung der Spalt- und Synthese-Reaktion mit Saccharose-
Synthase läßt erkennen, daß
- 1. Saccharose-Synthase zur enzymatischen Synthese von UDP- Glucose, TDP-Glucose, GDP-Glucose und CDP-Glucose aus Saccharose geeignet ist.
- 2. die Kombination der Saccharose-Synthase mit anderen Enzymen (siehe oben) zur enzymatischen Synthese von sekundären Nukleotidzuckern (UDP-Galactose, UDP-Glucuronsäure) genutzt werden kann.
- 3. bei der enzymatischen Synthese von Oligosacchariden im Enzymmembranreaktor der Einsatz der Saccharose-Synthase zur "Kofaktorregenierung" eine erhebliche Vereinfachung der kinetischen Kontrolle darstellt.
- 4. das Substratspektrum der Saccharose-Synthase für Di-, Tri- und Oligosaccharide sowie Glykoside zu bisher noch nicht zugänglichen aktivierten Mono-, Di- und Oligosacchariden führt.
- 5. andere Nukleotidzucker als UDP-Glucose in der Synthesereak tion mit Fructose eingesetzt werden können.
- 6. Fructose durch andere Zucker mit β-Furanosekonfiguration, sowie durch Zuckeralkohole und andere chemische Verbindun gen mit strukturellen Ähnlichkeiten zur β-Furanose, ersetzt werden kann.
Nachfolgend werden Beispiele für die Wirkungsweise und Anwendung
der Saccharose-Synthase beschrieben:
Es wurden UDP, TDP, CDP, ADP und GDP untersucht. Die Reaktionsan
sätze enthielten:
550 µl Hepes-NaOH (200 mM, pH 7,2)
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl Nukleosiddiphosphat (15-90 mM)
100 µl gereinigte Saccharose Synthase (21,1 mU/ml).
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl Nukleosiddiphosphat (15-90 mM)
100 µl gereinigte Saccharose Synthase (21,1 mU/ml).
Die Reaktionsansätze wurden bei 30°C inkubiert und zu verschie
denen Zeiten abgestoppt (5 min. bei 95°C). Nach Filtration der
Probe durch einen 0,22 µm Filter wurden die entstandenen Nukleo
tidzucker mittels Ionenpaar HPLC analysiert.
Die Bildung von UDP- und TDP-Glucose wurde an Hand von Eichkurven
für die HPLC Chromatogramme (Peak Area/Konzentration) quantifi
ziert.
Fig. 2 zeigt, daß die Nukleosiddiphosphate in der Reihenfolge
UDP, TDP, ADP, CDP und GDP akzeptiert werden. Das gereinigte Enzym
war frei von Nukleotidphosphatasen (NPasen, Kontrolle ohne Saccha
rose), die Nukleosiddiphosphate zu den -monophosphaten oder auch
Basen abbauen. Im HPLC Chromatogramm konnten die auftretenden
Peaks für UMP, TMP, Uridin und Thymidin durch geeignete Kontroll
versuche auf Verunreinigungen im Substrat und auf die Zersetzung
der Nukleosiddiphosphate durch die Hitzebehandlung zurückgeführt
werden. Nach Hitzebehandlung von 1,57 mM UDP entstanden 0,123 mM
UMP; davon waren 0,082 mM (5%) als Verunreinigungen im UDP Sub
strat bereits vorhanden.
Aus einer Untersuchung des zeitlichen Konzentrationsver
lauf der Synthese von UDP- und TDP-Glucose wird deutlich,
daß durch steigende Mengen des Enzyms die nahezu vollständige
Umsetzung der Nukleosiddiphosphate zu Nukleotidzucker in kurzen
Reaktionszeiten erreicht werden kann.
Tabelle 2 faßt die Umsatzraten für die Synthese von UDP- und TDP-
Glucose zusammen. Mit 0,16 mU Enzym wird die Raum-Zeit-Ausbeute
bei höheren Substratkonzentrationen nur wenig gesteigert. Mit 1,8
mU Saccharose-Synthase wird nach 3 h ein 99%iger Umsatz bezogen
auf die eingesetzte UDP-Konzentration (1,57 mM) erreicht. Das
entspricht einer Raum-Zeit-Ausbeute von 0,21 g/l*h. Mit einer
höheren UDP-Konzentration (7,86 mM) beträgt die Raum-Zeit-Ausbeute
0,4 g/l*h.
Die Raum-Zeit-Ausbeute für die Synthese von TDP-Glucose beträgt
für 0,16 mU eingesetztes Enzym 0,011 g/l*h; das entspricht einem
49%igen Umsatz nach 30 h für 0,16 mU Enzym. Ein weiteres Experi
nent zeigt, daß der Umsatz von 8,2 mM TDP mit 0,2 mU Enzym nach
24 h auf 80% gesteigert werden kann.
Zum Vergleich wurde ein kommerzielles Präparat der Saccharose-
Synthase aus- Weizen (spezifische Aktivität 8,15 mU/mg) getestet.
Dieses Enzym zeigt ähnliche Raum-Zeit-Ausbeuten wie das gereinigte
Enzym aus Reis. Allerdings zeigen die HPLC Chromatogramme die
gleichzeitige Bildung relativ großer Mengen UMP und Uridin durch
Nukleotidphosphatasen (Tabelle 2). Diese Enzymverunreinigungen
sind im gereinigten Enzym aus Reis nicht mehr vorhanden. Die auf
tretenden UMP- und Uridin-Peaks im Chromatogramm sind allein auf
Erhitzung der Proben zurückzuführen.
Das Pufferspektrum für die Synthese von UDP- und TDP-Glucose mit
der gereinigten Saccharose-Synthase aus Reis und dem kommerziellen
Enzym aus Weizen wurde untersucht. Folgende Puffer wurden getestet
(alle 200 mM und pH 7,2, angegeben sind die pH-Pufferbereiche):
Mops-NaOH-NaCl | |
pH 6,25-8,15 | |
TES-NaOH-NaCl | pH 6,55-8,45 |
Tris-HCl | pH 7,00-9,00 |
Hepes-NaOH | pH 6,80-8,20 |
KH2PO4-NaOH | pH 5,80-8,00 |
Na2HPO4-NaH2PO4 | pH 5,80-8,00 |
Imidazol-HCl | pH 6,20-7,80 |
TEA-hydrochlorid - NaOH | pH 6,80-8,80 |
Die Inkubationsansätze enthielten:
550 µl Puffer (200 mM, pH 7,2)
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (15,7 mM) oder TDP (16,4 mM)
100 µl Enzymlösung
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (15,7 mM) oder TDP (16,4 mM)
100 µl Enzymlösung
Inkubation und Analytik wurden wie unter 1. beschrieben durchge
führt.
Es zeigt sich, daß der bisher benutzte Hepes-NaOH
Puffer für die Synthese von UDP- und TDP-Glucose am besten geeignet
ist. Für beide Enzyme ergeben der Mops und der TES Puffer 60-80
% Restaktivität. Das kommerzielle Enzym zeigt im Gegensatz zum
Reisenzym im TEA-Puffer eine um 30-40% höhere Restaktivität. In
den restlichen Puffern haben beide Enzyme eine Restaktivität von
unter 50%.
Diese Ergebnisse zeigen, daß die Wahl des Puffers Auswirkungen auf
die Aktivität der Saccharose-Synthase hat und die Bestimmung des
pH-Optimums beeinflussen kann.
Folgende Puffer wurden für die Bestimmung des pH-Optimums verwen
det (alle 200 mM):
Na-Citrat-Citronensäure | |
pH 4,0-6,2 | |
KH2PO4-NaOH | pH 5,8-7,2 |
Mops-NaOH-NaCl | pH 6,3-7,4 |
Hepes-NaOH | pH 6,8-8,2 |
TEA-hydrochlorid - NaOH | pH 7,2-8,8 |
Die Inkubationsansätze enthielten:
640 µl Puffer (200 mM)
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (15,7 mM) oder TDP (16,4 mM)
10 µl Enzymlösung.
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (15,7 mM) oder TDP (16,4 mM)
10 µl Enzymlösung.
Inkubation und Analytik erfolgten wie unter 1. beschrieben.
Beide Enzyme zeigen in Abhängigkeit von den verwendeten Puffer
unterschiedliche pH-Optima.
Mit UDP als Substrat haben beide Enzyme bei Verwendung von Citrat-
oder Phosphat-Puffer ein pH-Optimum zwischen pH 5,5 und 5,7.
Bei Verwendung von Hepes- und Mops-Puffer
liegt das Optimum für die UDP-Glucose-Synthese zwischen 6,7 und
7,0.
Für die Synthese von TDP-Glucose gilt dies in gleicher Weise; mit
Citrat- oder Phosphat-Puffer liegt das Optimum zwischen pH 5,8 und
6,2 und mit Mops-oder Hepes-Puffer zwischen pH 6,5 und 6,8.
Für die Ermittlung der pH-Stabilität wurde das Reisenzym bei
verschiedenen pH-Werten in Hepes-NaOH Puffer (200 mM) und Raumtem
peratur verschieden lang inkubiert. Das Enzym wurde anschließend
in den herkömmlichen Aktivitätstest eingesetzt:
550 µl Hepes-NaOH (200 mM, verschiedene pH-Werte)
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (20 mM)
100 µl Enzymlösung.
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (20 mM)
100 µl Enzymlösung.
Nach 1 h Reaktionszeit wurde die Probe wie oben beschrieben mit
HPLC analysiert.
Die gereinigte Saccharose-Synthase aus Reis zeigt bei pH 7,0 und
7,9 nach 2 Tagen eine Restaktivität von < 60%, die
sich für die Synthese von UDP- und TDP-Glucose ausnutzen lassen.
Zur Bestimmung des Temperaturoptimums wurde das Reisenzym 1 h bei
pH 6,5 (pH Optimum) und verschiedenen Temperaturen inkubiert.
Anschließend wurde das Enzym in folgenden Aktivitätstest einge
setzt:
550 µl Puffer (200 mM, pH 6,5)
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (20 mM)
100 µl Enzymlösung.
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl UDP (20 mM)
100 µl Enzymlösung.
Nach 1 h Reaktionszeit wurde die Probe wie oben beschrieben mit
HPLC analysiert. Zusätzlich wurde jeweils eine Kontrolle ohne
Enzym inkubiert und analysiert.
Für die Spaltung von Saccharose mit UDP liegt das Temperaturopti
mum der Saccharose-Synthase aus Reis bei pH 6,5 zwischen 50° und
60°C.
Das Enzym besitzt nach 5 h bei 37°C seine volle Aktivität, nach 5
h bei 56°C ist eine Restaktivität von 37% vorhanden.
Zur Bestimmung von Vmax und Km der Substrate wurden UDP oder TDP
bei konstanter Saccharose-Konzentration von 500 mM zwischen 0 und
10 mM im Reaktionsansatz variiert. Bei konstanter UDP (2 mM)
Konzentration wurde Saccharose zwischen 0 und 500 mM im
Reaktionsansatz variiert. Alle Reaktionsansätze wurden 1 h bei
30°C und pH 6,5 (Hepes-NaOH 200 mM) inkubiert. Die Proben wurden
wie oben beschrieben behandelt und mit HPLC analysiert.
Das Reisenzym zeigt für UDP eine Substratüberschußinhibition
(Ki(S) = 16 mM mit 0,9 mU Enzym) bei einem Km-Wert von 0,4 mM
(Fig. 10). Der Km-Wert für TDP beträgt 0,65 mM (Fig. 11). Der
Substratüberschußinhibition kann durch höhere Enzymmengen
entgegengewirkt werden. Der Km-Wert für Saccharose beträgt 108 mM
(Fig. 12).
Fig. 13 zeigt, daß in Anwesenheit von 1 mM Metallionen, wie z. B.
Mn2+ und Mg2+ die Aktivität der Saccharose-Synthase nur wenig
beeinflußt wird. Eine Stimulierung der Enzymaktivität tritt durch
Mn2+ und Ca2+ mit TDP als Substrat auf. In Anwesenheit von Cu2+
und Fe2+ wird das Enzym vollständig inaktiviert.
Die Reaktionsansätze enthielten:
550 µl Hepes-NaOH (200 mM, pH 7,2)
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl Nukleosiddiphosphat (UDP 100 mM oder TDP 124 mM)
100 µl gereinigte Saccharose-Synthase (15 mU/ml).
250 µl Saccharose (2 M)
100 µl Nukleosiddiphosphat (UDP 100 mM oder TDP 124 mM)
100 µl gereinigte Saccharose-Synthase (15 mU/ml).
Die Reaktionsansätze wurden mit UDP bei pH 7,0 bzw. mit TDP bei pH
6,8 bei 30°C inkubiert und zu verschiedenen Zeiten abgestoppt (5
min. bei 95°C). Nach Filtration der Probe durch einen 0,22 µm
Filter wurden die entstandenen Nukleotidzucker mittels Ionenpaar
HPLC analysiert.
Die Bildung von UDP- und TDP-Glucose wurde an Hand von Eichkurven
für die HPLC Chromatogramme (Peak Area/Konzentration) quantifi
ziert.
Fig. 3 und 4 zeigen, daß nach 24 h 92% des UDP′s zu UDP-Glucose
und 84% des TDP′s zu TDP-Glucose umgesetzt wurden.
Die gereinigte Saccharose-Synthase wurde zur enzymatischen
Synthese von TDP-Glucose im Enzymmembranreaktor (10 ml
Reaktorvolumen) eingesetzt. Fig. 14 zeigt den Umsatz von TDP zu
TDP-Glucose und die Konzentrationen von TDP, TDP-Glucose und
Fructose bei 5 mM TDP, 350 mM Saccharose, 40 Minuten Verweilzeit
und 990 mU Saccharose-Synthase. Der Umsatz beträgt 89,6% bezogen
auf das eingesetzte TDP. Die theoretische Raum-Zeit-Ausbeute für
ein Liter Reaktorvolumen ergibt 98,1 g TDP-Glucose pro Liter und
Tag.
Für die Spaltreaktion der Saccharose-Synthase wurde Saccharose
gegen andere Di- oder Trisaccharide ausgetauscht:
α Glc 1-2 β-Fruc + UDP (TDP) ⇄ UDP-Glc (TDP-Glc) + Fruc
Die Konzentration der Saccharide betrug 75 bis 500 mM im
Reaktionsansatz. Es wurden 2 mM UDP oder TDP und in der Regel
10-80 mU Enzym eingesetzt. Nach 3 h bei 30°C und pH 7,2 (200 mM
Hepes-NaOH) wurde die Reaktion bei 95°C 5 min. abgestoppt. Die
Bildung von Nukleotidzuckern wurde mit HPLC verfolgt und mit einer
Kontrolle (ohne Enzym) verglichen.
Tabelle 3 zeigt, daß das Disaccharid Isomaltulose (Palatinose) und
die Trisaccharide Raffinose und Melezitose anstelle der Saccharose
umgesetzt werden können.
Für die Synthesereaktion wurden die Nukleotidzucker variiert:
UDP-Glucose + Fructose ⇄ Saccharose + UDP
Es wurden zunächst nur UDP-aktivierte Zucker eingesetzt:
UDP-Galactose, UDP-N-Acetylglucosamin, UDP-Glucuronsäure, UDP-N-
Acetylgalactosamin.
Die Ansätze enthielten:
550 µl Puffer (200 mM, pH 7,5)
250 µl Fructose (40 mM)
100 µl UDP-Zucker (20 mM)
100 µl Enzymlösung.
250 µl Fructose (40 mM)
100 µl UDP-Zucker (20 mM)
100 µl Enzymlösung.
Die Ansätze wurden 2 h bei 30°C inkubiert und 5 min. bei 95°C
gestoppt. Mit HPLC wurde nach Vergleich mit einer Kontrolle (ohne
Enzym) die Entstehung von UDP verfolgt.
Neben UDP-Glucose kann auch UDP-N-Acetylglucosamin und UDP-Xylose
vom Reisenzym umgesetzt werden (Tabelle 4).
Für die Synthesereaktion wurde der Akzeptor variiert. Neben dem
natürlichen Akzeptor wurden andere Diastereomere der D-Fructose,
wie D-Psicose, D-Tagatose, D-Sorbose eingesetzt. Weiterhin wurden
systematisch einige Ketosen getestet. Neben Aldosen wurden auch
Nichtzuckerakzeptoren untersucht.
Tabelle 5 verdeutlicht, daß die untersuchten Diastereomere der D-
Fructose bis auf D-Sorbose alle akzeptiert werden. L-Sorbose, D-
Xylulose und die aufgeführten Desoxyketosen sind ebenfalls
Akzeptoren der Saccharose Synthase. Von den Aldosen werden D-
Mannose, D-Lyxose und L-Arabinose akzeptiert. Als Akzeptoren
können auch Derivate der Glucose fungieren, z. B. 1,6 Anhydro-β-D-
Glucose oder Octyl-β-D-Glucopyranosid.
Di- und Trisaccharide (z. B. Lactulose oder Raffinose) können
ebenfalls als Akzeptoren dienen. Von den Nichtzuckerakzeptoren
können Derivate des Pyrrolidins in der Synthesereaktion der
Saccharose Synthase eingesetzt werden.
UDP-Galaktose und N-Acetyllactosamin wurden gemäß Fig. 6
hergestellt (Fig. 5 zeigt Synthesezyklus nach Wong)
Ansatz:
677 µl Hepes Puffer (50 mM, pH 7)
100 µl UDP (100 mM)
100 µl Saccharose
123 µl Enzym (10 mU im Ansatz).
677 µl Hepes Puffer (50 mM, pH 7)
100 µl UDP (100 mM)
100 µl Saccharose
123 µl Enzym (10 mU im Ansatz).
Nach 3 h Inkubation bei 30°C waren 80% des UDP zu UDP-Glucose
laut HPLC-Analyse umgesetzt. Anschließend wurden 100 mU UDP-
Galaktose Epimerase zugegeben und über Nacht bei 30°C inkubiert.
Fig. 7 zeigt, daß UDP-Galaktose aus UDP-Glucose entstanden ist.
Da das Gleichgewicht der UDP-Galaktose Epimerase stark auf der
Seite von UDP-Glucose liegt, können UDP-Glucose/UDP-Galaktose
Verhältnisse von 0.3 erwartet werden (siehe Peakhöhenverhältnisse
von UDP-Glucose/UDP-Galaktose in Fig. 7).
UDP-Galaktose kann auch enzymatisch hergestellt werden, indem die
benötigten Enzyme gleichzeitig im Ansatz inkubiert werden.
Ansatz:
500 mM Saccharose
1-10 mM UDP
3-30 mU Saccharose-Synthase
200 mU UDP-Gal-Epimerase
alles in 200 mM Hepes Puffer pH 7,2.
500 mM Saccharose
1-10 mM UDP
3-30 mU Saccharose-Synthase
200 mU UDP-Gal-Epimerase
alles in 200 mM Hepes Puffer pH 7,2.
Die Ergebnisse sind in Fig. 8 dokumentiert.
Zur enzymatischen Synthese von N-Acetyllactosamin wurde folgender
Versuch durchgeführt.
1 mM UDP
1 mM MnCl2
5 mM N-Acetylglucosamin
500 mM Saccharose
200 mU UDP-Gal-Epimerase
100 mU β1,4 Galaktosyltransferase
120 mU Saccharose Synthase
alles in 200 mM Hepes-NaOH Puffer pH 7,2 bei 30°C über Nacht inkubiert.
1 mM MnCl2
5 mM N-Acetylglucosamin
500 mM Saccharose
200 mU UDP-Gal-Epimerase
100 mU β1,4 Galaktosyltransferase
120 mU Saccharose Synthase
alles in 200 mM Hepes-NaOH Puffer pH 7,2 bei 30°C über Nacht inkubiert.
Fig. 9 zeigt, daß N-Acetyllactosamin mit Hilfe von drei Enzymen
(Fig. 6) gebildet wird. Der Umsatz beträgt 80% bezogen auf die
eingesetzte Konzentration an N-Acetylglucosamin.
Im Rahmen der vorliegenden Untersuchungen wurde aus Reiskörnern
isolierte Saccharose-Synthase verwendet, jedoch kann auch aus
Weizen o.a. unter Beachtung der erfindungsgemäßen Vorschriften
eine für die einstufige Bildung aktivierter Monosaccharide
brauchbare Saccharose-Synthase erhalten werden.
Claims (9)
1. Aufgereinigte Saccharose-Synthase, in deren HPLC-Chromato
gramm Nukleotidphosphatasen nicht mehr nachweisbar ( 0,1%)
sind.
2. Saccharose-Synthase nach Anspruch 1 vegetabilen Ursprungs,
insbesondere isoliert aus Reiskörnern.
3. Verfahren zur Herstellung von Saccharose-Synthase nach An
spruch 1 oder 2,
dadurch gekennzeichnet,
daß man einen Saccharose-Synthase enthaltenden Rohextrakt
einer Folge von Reinigungsschritten unterwirft, die die Auf
gabe eines ultrafiltrierten 50 mM KCl aufweisenden Extraktes
von pH 8 auf eine Sepharose-Q-Säule und eine Gradienten-Elu
tion aus der Säule bei pH 8 mit 50-500 mM KCl umfaßt.
4. Verfahren nach Anspruch 3,
dadurch gekennzeichnet,
daß man einen Rohextrakt aus angequollenen und mechanisch
aufgeschlossenen Reiskörnern folgenden Reinigungsschritten
unterwirft:
- - Ausfällung begleitender Proteine mit PEG oder wäßrige 2-Phasentrennung;
- - Aufgabe des auf pH 8 eingestellten Überstandes bzw. der entsprechend eingestellten, die Enzymaktivität enthaltenden Phase auf eine Sepharose-Q-Säule;
- - Gradienten-Elution bei pH 8 mit 50-500 mM KCl; und
- - Gelfiltrationssäulen-Chromatographie.
5. Verwendung von Saccharose Synthase nach Anspruch 1 oder 2
zur Umsetzung von Nucleosiddiphosphaten mit Di-, Tri-
oder Oligosaccharide bzw. Abkömmlingen derselben unter
Bildung von Nucleotidzuckern bzw. -zuckerabkömmlingen.
6. Verwendung nach Anspruch 5, bei der als Nucleosid
diphosphat UDP, ADP, TDP oder CDP und als Disaccharid
Saccharose vorgesehen werden.
7. Verwendung nach Anspruch 5 von Saccharose Synthase
zusammen mit Epimerasen (a) und/oder Transferasen (b)
zur Bildung eines aktivierten Zuckers oder Zucker
abkömmlings und
- (a) Abwandlung ihres Zuckeranteils; oder
- (b) Übertragung des Zuckeranteils auf andere Akzep tormoleküle.
8. Verwendung nach Anspruch 7b, dadurch gekennzeichnet,
daß ein Zucker als Akzeptor vergesehen wird.
9. Verwendung von Saccharose-Synthase nach Anspruch 1 oder 2,
zur Umsetzung von aktivierter Glucose bzw. Abkömmlingen
derselben mit einem hydroxylgruppen-haltigen Akzeptor,
insb. einem Zucker zur Bildung von Glucosiden bzw.
Abkömmlingen derselben.
Priority Applications (7)
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---|---|---|---|
DE4304558A DE4304558A1 (de) | 1993-02-16 | 1993-02-16 | Gereinigte Saccharose-Synthase, Verfahren zur Herstellung derselben und deren Verwendung |
EP93912629A EP0650520B1 (de) | 1992-07-01 | 1993-06-26 | Verfahren zur herstellung von saccharose-synthase |
PCT/DE1993/000562 WO1994001540A1 (de) | 1992-07-01 | 1993-06-26 | Gereinigte saccharose-synthase, verfahren zur herstellung derselben und deren verwendung |
CA002139419A CA2139419C (en) | 1992-07-01 | 1993-06-26 | Purified saccharose synthase, process for its production and its use |
DE59310312T DE59310312D1 (de) | 1992-07-01 | 1993-06-26 | Verfahren zur herstellung von saccharose-synthase |
US08/367,178 US5750389A (en) | 1992-07-01 | 1993-06-26 | Purified saccharose-synthase, process for its production and its use |
JP6502816A JP2780062B2 (ja) | 1992-07-01 | 1993-06-26 | 精製されたショ糖‐合成酵素,その製造方法及びその使用方法 |
Applications Claiming Priority (1)
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DE4304558A DE4304558A1 (de) | 1993-02-16 | 1993-02-16 | Gereinigte Saccharose-Synthase, Verfahren zur Herstellung derselben und deren Verwendung |
Publications (1)
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DE4304558A1 true DE4304558A1 (de) | 1994-08-18 |
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DE4304558A Withdrawn DE4304558A1 (de) | 1992-07-01 | 1993-02-16 | Gereinigte Saccharose-Synthase, Verfahren zur Herstellung derselben und deren Verwendung |
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DE (1) | DE4304558A1 (de) |
Cited By (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
CN114736942A (zh) * | 2022-03-25 | 2022-07-12 | 上海龙殷生物科技有限公司 | 一种α-甘油葡萄糖苷的制备方法 |
-
1993
- 1993-02-16 DE DE4304558A patent/DE4304558A1/de not_active Withdrawn
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Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
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CN114736942A (zh) * | 2022-03-25 | 2022-07-12 | 上海龙殷生物科技有限公司 | 一种α-甘油葡萄糖苷的制备方法 |
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