DE2508474A1

DE2508474A1 - Infusions- und spuelfluessigkeiten zur behandlung von hirnoedemen

Info

Publication number: DE2508474A1
Application number: DE19752508474
Authority: DE
Inventors: Juergen Dr Rer Nat Dittmann
Original assignee: Boehringer Mannheim GmbH
Current assignee: Roche Diagnostics GmbH
Priority date: 1975-02-27
Filing date: 1975-02-27
Publication date: 1976-09-02

Description

Infusions- und Spülflüssigkeiten zur Behandlung von Hirnnsemen Hirnödeme, die durch Unfälle mit Schädelverletzungen oder durch die mechanische Einwirkung bei Hirnoperationen entstehen, stellen ein schwerwiegendes neurochirurgisches Problem dar. Zur Behandlung werden bisher überwiegend Spülungen und Infusionen von hypertonen Lösungen von Mannit, Sorbit oder Harnstoff bzw. Injektionen von Cortico-Steroiden eingesetzt. Nachträglich bei dieser Behandlung ist die Tatsache, daß zwar die Wasseranreicherung im Gewebe beseitigt, die Nebenwirkung des Ödens, d.h.
die Glucose-Verarmung und die unzureichende Sauerstoffversorgung des Gewebes nicht beeinflußt werden. Die häufig noch zu Spülzwecken verwendete isotone Natriumchloridlösung wirkt eher Ödemverstärkend und ist deshalb zu vermeiden.
Es hat sich nunmehr gezeigt, daß durch Infusion oder Spülung mit Lösungen, die Succinat, Fruktosedipnosphat und Glycerat-3-phosphat allein oder zusammen mit weiteren Substanzen in einer Menge enthalten, die einer isotonen oder hypertonen Lösung entspricht, nicht nur der Wassergehalt ödematöser Gewebe reduziert, sondern auch gleichzeitig der-Stoffwechsel dieses Gewebes verstärkt werden kann, Dies ist außerordentlich überraschend, da die Einzelsubstanzen, die seit langem bekannt sind, auch in hohleren Konzentrationen den Stoffwechsel nicht oder nur unwesentlich beeinflussen unerst in ihrer Kombination den erfindungsgemäßen positiven Effekt auf den Stoffwechsel aufweisen. Die Substanzen wirken auclî zeln in isotonischer Lösung bereits entwässernd auf Hirngewab.
jedoch zeigt sich bei der erfindungsgemäßen Kombination ebenfalls ein hyperadditiver Effekt Die er£ FSungsgemäßen Infusionslösungen und Spülflüssigkeiten zur Behandlung von Hirnödemen bestehen deshalb aus einer hypertonen oder isotonen wässrigen Lösung, gekennzeichnet durch einen Gehalt an Succinat, Fruktosediphosphat und Glycerat-3-phosphat, gegebenenfalls in Mischung mit cDP-Cholin, UDP-Glucose Glycerin, Sacchariden und/oder physiologisch verträglichen anorganischen Salzen.
Die Konzentration der gesamten Inhaltsstoffe der Lösung ist so -einzustellen, daß der osmotische Druck der Lösung zwischen etwa 300 und 5000 m0sm/l liegt. Spülflüssigkeiten, mit denen das Gehirn während einer Operation direkt behandelt wird, haben dabei vorzugsweise einen osmotischen Druck von etwa 300 - 400 mOsm/l, d.h. sie weichen nur geringfügig von einer isotonischen Lösung ab, während Infusionslösungen, die durch das Blut stark verdünnt werden, zur Durchdringung der Blut-Hirn-Schranke wesentlich stärker hyperton sein müssen und vorzugsweise etwa 1000 - 3000 mOsm/l aufweisen. Selbstverständlich muß bei der Infusion hochkonzentrierter Lösungen besonders langsam infundiert werden1 um eine Schädigung des Blutes und der Blutgefäße zu vermeiden. Wegen der unvollständigen Dissoziation der eingesetzten Salze entspricht die angegebene Konzentration in mosm/ltdie durch die Gefrierpunktserniedrigung, die Siedepunktserhöhung, die Dampfdruckerniedrigung oder ähnliche physikalische: Parameter gemessen wird, nicht genau der aus der Konzentration der eingesetzten Verbindungen berechneten Teilchenkonzentration (Ionen und nicht-dissozierte Moleküle). In erster Näherung können jedoch auch die berechneten Werte zur Ermittlung der gewünschten Konzentration eingesetzt werden.
Als erfindungsgemäß vorteilhafteste Mischung hat ich eine Lösung mit etwa 0,1 - 5 mMol Succinat, 5 - 100 mblol Fruktosediphosphat und 5 - 100 mMol Glycerat-3-phosphat pro Liter Wasser erwiesen.
Das Molverhältnis von Succinat zu Fruktosediphosphat und Glycerat-3-phosphat sollte dabei 1 : 20 bis 1 : 100 betragen, wobei diese Grenzen nicht kritisch sind. Eine wesentlich höhere Menge von Succinat wirkt sich ungünstig auf die Glycolyse aus, wesentlich geringere Mengen von Succinat bewirken die vorteilhafte Stimulierur,g der Zellatmung des Gewebes nicht in ausreichendem Maße.
CDP-Cholin und t'DP-Glucose steigern die Wirkung der erfindungsgemäßen Mischung noch und können sie in gewissem Umfang ersetzen.
Diese Stoffe kennen den Lösungen in Mengen von 0 - 100 mMol/l zugesetzt werden. Der gewünschte osmotische Druck der Lösung kann weiterhin durch Zugabe von Glycerin, Disacchariden oder physiologisch verträglichen anorganischen Salzen eingestellt werden. Glycerin und Disaccharide (insbesondere Lactose- und Saccharose) wirken sich dabei ebenfalls positiv auf die Verringerung des Wassergehaltes des Gewebes aus. Die anorganischen Salze werden vorzugsweise in einer Menge zugegeben, die dem Gehalt der verschiedenen Ionen im Serum bzw. der Gewebeflüssigkeit entspricht, wobei zu berücksichtigen ist, daß ein Teil der obengenannten Produkte ebenfalls in Salzform zugegeben wird.
Selbstverständlich muß durch Zugabe von einer entsprechenden Menge Säure oder Base der pH-Wert der Lösung auf den physiologisch richtigen pH-Wert eingestellt werden.
In den folgenden Versuchen wird die Wirkung der verschiedenen erfindungsgemäßen Substanzen auf ödematöses Gewebe beschrieben.
Versuch A Messung der Veränderung von Wassergehalt und Stoffwechsel von Hirnschnitten von Kanichen in verschiedenen isotonischen Lösungen METHODEN Kälteödeme Nach Lokalanästhesie mit ScandicainR und Hautschnitt wurde in der vorderen rechten Schädelhälfte eine quadratische Trepanation von ca. 11 mm Kantenlänge gemacht. Dic Trepanation reichte maximal 2 mm an die Mittellinie heran und ging bis zum Rand der Orbita. Die Kranznaht lag im vorderen Drittel der Trepanation, die Dura blieb unbeschadigt.
Ein Kupferwürfel, an einem wärmeisolierten Stiel befestigt, wurde in einer Aceton-Kohlendioxid-Mischung auf ca. -70° C gekühlt und 30 sec lang ohne zusätzlichen Druck auf die Dura unter der Trepanation gehalten. Nach Abspülen von Eisresten mittels dest. Wasser und Bestreuen der Offnung mit NebacetinR-Puder wurde die Haut wieder zugenaht.
Präparat ion Nach einem Tag wurden die Tiere durch Einspritzen von Luft in eine Ohrvene getötet. Nach Öffnen des Schädels und Aufschlitzen der Dura wurde das Gehirn herausgenommen und sofort in eisgekühlte Salz-Lösung gegeben. Die Salz-Lösung wird abgekürzt "K-Lösung" (weil der KREBS-RINGER-Lösung) ähnlich ) genannt und hat folgende Zusammensetzung: NaCl 106 mM KCl 4,7 mM CaCl2 2,5 mM MgSO4 0,8 mM Na2HPO4 1,2 mM KH2PO4 0,3 mM NaHCO 25 mM Glucose 5 mM Präpartiert und geschnitten wurde das Gehirn anschließend in einer PETRI-Schale, die in einer größeren, mit Eis und etwas Wasser gefüllten PETRI-Schale stand. Nach Abziehen der weichen Hirnhäute wurde aus beiden Hemisphären ein möglichst glcich großer und an gleicher Stelle gelegener Streifen Hirn herausgeschnitten. (Beachtung der Lage wogen örtlicher Differenzen der Stoffwechselrate) Die Stelle der Kälteschädigung des Cortex ist jeweils nekrotisch; der Hirn-Streifen wird so entnommen, daß er auf der rechten Hemisphäre unmittelbar occipital an die Nelcrose angrenzt und auf der linken Hälfte analog liegt. Die Streifen gehen von der Mittellinie in temporaler Richtung und haben eine Länge von ca. 215 cm und eine Breite von 5 - 7 ntm.
sie gehen zunächst in die Tiefe bis zu den Ventrikeln, enthalten also auch weiße Substanz.
Nach Abpräparieren von weichen Hirnhäuten, faßbaren Gefäßen und weißer Substanz haben die Streifen ein Frischgewicht von etwa 500 mg. Sic werden außer einem Stück zur Wasserbestimmung mit Skalpell und Pinzette in Schnitte von maximal 0,3 mm Dicke und Kantenlängen zwischen 0,5 und 1 mm geschnitten, die möglichst schnell in einem kleinen Kolben mit kalter K-Lösung gegeben werden. Geschnitten wurde innerhalb größerer Versuchsserien immer von der selben Person, mit etwa gleichbleibender Geschwindigkeit und unter Wechseln der Reihenfolge von Kontroll- und Ödem-Hemisphäre.
Nach mehrfachem Aufwirbeln der Schnitte in frischer kalter K-Lösung und Dekantieren und Abgießen der Waschlösung wurden die Schnitte mittels eines Faltenfilters abgetrennt uiid mit der Pinzette möglichst gleichmäßig in vorbereitete Reaktionsgefäße nach WARBURG verteilt. Von den Schnitten einer Hemisphäre wurden vier Gefäße angesetzt.
WARBURG-Vorsuche Es wurde nach der neuen Zwei-Gefäß-Methode von 0. WARBURG (Weiterentwicklung der zellphysiologischen Methoden, Georg Thieme Verlag Stuttgart, 1962) gearbeitet. Die Methode hat folgendes Prinzip: Wenn gleichzeitig O2-Verbrauch und CO2-Bildung zu bestimmen sind, so liegen 2 Unbekannte vor. Zwei Umbekannte kann man aus zwei Gleichungen berechnen. Die beiden Gleichungen für die Berechnung von Gas-Umsätzen aus Druckänderungen und Gefäßkonstanten der manometrischen Methode lassen sich dadurch aufstellen, daß man jeweils zwei Reaktionsgefäße mit gleichartiger Füllung des hauptraumes (Incubationslösung, biologisches Material ) zu einem Paar zusammenfaßt, in dem einen Gefaß das gebildete C02 aber eine Druckzunahme hervorrufen läßt und in dem anderen Gefäß das CO2 durch einen CO32-/HCO3-Puffer im Anhang des Gefäßes bindet, so daß es keine Druckzunahme verursacht. Die O2-Aufnahme verursacht in beiden Gefäßen gleiche Druckniedringungen. So mißt man praktisch im Gefäß I die Differenz aus positiver Druck änderung ( C02-Bildung ) und negativer Druckänderung ( O2 Aufnahme ! und im Gefäß II mit dem Carbonat/Bicarbonat-Puffer im Anhang nur die negative Druckänderung, die durch den O2-Verbrauch hervorgerufen wird. Der Puffer hat eine so hohe Konzentration, 3 M, daß er auch bei mehrstündigem Versuch alles CO2, bis auf einen sehr kleinen Rest bindet.
Diese Bindung kann für die jeweiligen Bedingungen ( Temperatur, Konzentration, Mischungsverhältnis Carbonat/Bicarbonat ) ermittelt werden und wird dann bei der rechnerischen Auswertung als Retentionsfaktor für den Puffer und die K-Lösung berücksichtigt.
Diese Methode hat zwei Vorteile gegenüber älteren Methoden: man kann O2-Verbrauch und cO2-Bildung simultan bestimmen, und man kann die Messung bei beliebig wählbaren CO2-Partialdrucken im Gasraum der Gefäße durchführen (bis zu etwa 10 % einer Atmosphäre ) . Die CO2-Gehalte bleiben dann im Gefiß mit dem Puffer im Anhänger während der Messung konstant.
In dem anderen Gefäß jedes Paares steigen sie leicht an, und hier liegt eine Begrenzung der Meßdauer. Man kann aber leicht ausrechnen, daß etwa im Vergleich zu stark gärenden Tumorzellen bei der Incubation von Hirnschnitten selbst in 3 - 4 Stunden die Menge des gebildeten C02 im Vergleich zu dem relativ großen Gasraum im Gefäß so klein ist, daß sich dessen Zusammensetzung nicht wesentlich ändert.
Einpipettiert wurde bei allen Versuchen: Hauptraum: 3,0 ml K-Lösung mit Hirnschnitten Birne: Leer oder 0,3 ml Lösung mit spater in den Hauptraum einzukippender Substanz ( in diesen Fällen im Hauptraum bei Versuchsbeginn nur 2,7 ml K-Lösung mit Hirnschnitten ).
Anhang: Gefäß I , 3,0 ml Wasser Gefäß II, 2,9 ml 3 M KHCO3/K2CO3-Puffer +0,1 ml Wasser mit 2 mg Carboanhydrase.
Mischungsverhältnis für den Puffer: %CO2 ml KHCO3 ml K2CO3 Retention mm³ CO2 2,0 65 35 27,83 4,0 76 24 12,22 5,0 79 21 9,16 6,3 82 18 6,66 Retention für die K-Lösung: 0,08 mm³ mm BRODIE#ml K-Lösung Begast wurden alle Gefäße 10 min lang an den Nanometern hängend unter Schütteln ( Frequenz 90/min ), das Aufheizen des Thermostaten wurde so eingerichtet, daß möglichst erst am Ende der Begasung die Incubationstemperatur von 38° C erreicht war. Etwa 5 min nach Schließen der Hähne wurde die Schüttelfrequenz auf 80/min erhöht, und die Ablesungen wurden begonnen. Die Druckänderungen während der ersten beiden 10 min-Intervalle wurden rechnerisch iioch nicht ausgewertet, weil hier neben Stoffwechsel auch noch Äquilibrie rungsvorgänge des CO2 abliefen. Dann wurde zunächst in allen Gefäßen 30 min lang der unbeeinflußte Stoffwechsel gemessen, ehe in den Hauptraum eines Teils der Gefäße Substanzen eingekippt wurden. Nach dem Einkippen wurde noch 2 Std. lang gemessen.
Wasser-Bestimmungen Ein Teil der abpräparierten Hirnstreifen beider Hemisphären im Gewicht von 50 - 80 mg wurde durch Abtupfen von äußerlich anhaftender Flüssigkeit befreit, gewogen, fast 24 Std.
bei 105°C getrocknet und nach Abkühlen im Vakuum über Silikagel erneut gewogen. So erhält man den relativen Wasser Gehalt des Original-Gehirns ( Kontrolle und Ödem ), der auch dein Wasser-Gehalt der Schnitte bei Begiim der Versucne entspricht.
Nach Beendigung der WARBURG-Versuche wurden nach einem bestimmten Schema, um keine Gefäßanordnung innerhalb jedes Versuches zeitlich vorzuzichen, die Reaktionsgefäße aus dem Thermostaten genommen. Die Suspcnsionen der Schnitte wurden mit leicht gekrümmten Glasröhrchen, an Gummisaugern befestigt, aus den Gefaßten vollstandig entfernt und in gewogene Zentrifugengläser von 2,5 ml Inhalt gegeben. Nach 10 min langem Zentrifugieren bei 3000#g wurde der klare Überstand abgegossen und bis zur enzymatischen Untersuchung bei 400 C eingefroren aufbewahrt. Das Zentrifugenglas mit dcn abzentrifugierten Schnitten wird ununterbrochen nach dem Abgießen des Überstandes mit der Öffnung nach unten gehalten; dadurch Einführen sauberer Zellsotff-Tupfer wird an den Wandungen haftende Flüssigkeit bis in unmittelbare Nähe der Schnitte hin abgesaugt. Das Glas mit den feuchten Schnitten wird gewogen, ca. 18 Std. bei 105° C getrocknet und wieder gewogen.
Der prozentuale Wasser-Gehalt der Schnitte am Ende der Verstache kann dann berechnet werden.
Messungen des osmotischen Druckes Der osmotische Druck der Incubationslösungen wurde durch Messung der Gefrierpunktserniedrigung mit dem KNAUER-Osmometer bestimmt.
Glucose-, Lactat- und Pyruvat-Bestimmungen Die Substrate wurden nach dem Optischen Test von O. WARBURG (Bergmeyer, Methoden der enzym. Analyse, Verlag Chemie, Weinheim, 1970) bestimmt. Die Originalvorschriften wurden so abgewandelt, daß es möglich war, aus einer Enteiweißung alle drei Substrate zu bestimmen. Die Bedingungen der Enteiweißung wurden so gewählt, daß am Ende eine optisch klare Lösung entstand, die fre war von ClO4, einen pH zwischen 7,4 und 7,6 hatte und die Substrate in solchen Konzentrationen enthielt, daß man im Photometer meßtechnisch günstige Extinktionsänderungen erhielt.
Entweißung 1 ml K-Lösung wird im Zentrifugenglas mit 4 ml 0,165 M eisgekühlter HClO4 versetzt, nach ca. 6 Std.
Stehen in der Kälte werden 3 ml 1,1 M K2HPO-Lsg. zugegeben, nach ca. 17 Std. Stehen in der Kälts wird 10 min bei 3000#g zentrifugiert.
Der klare überstand wird abgegossen und untersucht.
Nach dicser Vorschrift wurden alle Proben as WARBURG-Versuchen und auch die dazugehörigen K-Lösungen, allein oder mit Zusatz von Substanzen, behandelt.
Glucose-Bestimmung Lösungen: 1. 100mM Triäthanolamin-Puffer, pH 7,5, mit 1,33 mM MgSO4 2. 12 mM NADP-Lsg.
3. 16 mM ATP-Lsg.
4. Enzym-Suspension mit 1 mg HK/ml und 2 mg G-6-P-DH/ml Verfahren: 0,20 ml Überstand werden in Küvetten gegeben, 2,80 ml eines Gemisches aus 2,6 Vol. Lsg. 1., 0,1 Vol.
Lsg. 2. und 0,1 Vol. Lsg. 3. werden zugegeben.
Die Extinktionen bei 334 nm werden abgelesen: E1 0,02 ml Suspension 4. wird in die Küvetten eingemischt.
Nach jeweils 30 min werden die Extinktionen bei 334 nm erneut abgelesen: F2 Aus der Differenz E2 2 Ei werden die Glucose-Konzentrationen in Kontrollen (8K-Lsg. ohne Schnitte, nicht incubiert ) und in-Proben ( K-Lsg. mit Hirnschnitten incubiert ) berechnet.
Lactat-Bestimmung Lösungen: 1. 0,5 M Glycin-Puffer, pH 9,0, mit 0,4 M Hydrazinsulfat 2. 27 mM NAD-Lsg.
3. Enzym-suspension mit 2 mg LDlI/ml Vorfahren: 0,20 ml Überstand werden in verschließbare Röhrchen gegebell, 2,20 ml eines Gemisches aus 2,0 Vol. Lsg. i. und 0,2 Vol.
Lsg. 2. werden zugegeben, 0,03 ml Suspension 3. werden nach einem Minutenplan in die Röhrchen eingemischt Nach 60 min werden die Extinktionen bei 334 nm abgelesen.
Die Bestimmungen werden mit Kontrollen ( ohne und mit Substanz-Zusätze ) und Proben durchgeführt.
Pyruvat-Bestimmung Lösungen : 1. 12 mM NADll-Lsg.
2. Enzym-Suspension mit 0*75 mg LDH/ml Verfahren: 0,05 ml Lsg. t. und 2,60 ml Überstand werden in Küvetten gegeben.
Die Extinktion bei 334 nm wird abgelesen: E1 0,05 ml Suspension 2. werden nach einem Minutenplan eingemischt, 5 min nach der E1 wird die Ablesung bei 334 nm wiederholt: E2 - Nach weiteren 5 min wird eine letzte Ablesung gemacht: E3.
Die Bestimmungen werden mit Kontrollen ( ohne und mit Substanz-Zusätze ) und Proben durchgeführt. Bei der Berechnung der Pyruvat-Konzentrationen wird die Extinktionsänderung E1 - E2 um den "Schleich" E2 - E3 vermindert, der auch nach Ablauf der LDN-Reaktion noch anhält.
Sämtliche Bestimungen in Kontrollen (K-Lsg. ohne Hirnschnitte ) wurden dreifach, die Bestimmungen in den Proben wurden doppelt durchgeführt. Alle Glucose, Lactat- und Pyruvat-Bestimmungen eines manometrischen Versuches wurden in den letzten Versuchsserien als Mittelwerte mit Streuungen nach einem Computer-Programm rechnerisch ausgewertet, das folgende Größen ausdrucken läßt: Glucose: Anfangs-Konzentration in der K-Lsg. (mg/100 ml) Verbrauch (µg/mg Hirn-Trockensubstanz, nach WARBURG-Versuch bestimmt) Lactat: Bildung (µg/mg Hirn-Trockensubstanz) Pyruvat: Bildung ( pg/mg Hirn-Trockensubstanz) Alle Bestimmungen wurden in einem EPPENDORF-Photometer, Photozelle 90b, in Küvetten von 10 mm Schichtdicke bei breiter Blende durchgeführt, Versuch AI Wirkung einer erfindungsgemäßen Mischung (Q) Zusammensetzung der Mischung Q.
Substanz Konzentration Bernsteinsäure 0,5 mM Cytidin-5'-diphospho-cholin, Na-Salz 10 mM Fructose-1.6-diphosphat, Na3-Salz 15 mM Glycerat-3-phosphat, Na3-Salz 15 mM Lactose 10 mM Uridin-5'-diphospho-glucoze, Na2-Salz 5 mM Tabelle 1 Beeinflussung der Schwellung von Kaninchen-Hirnschnitten durch Mischung Q: Schwellung (in % des anfänglichen Frischgewichtes) Versuch Kontrolle Mischung Q Differenz Effekt % P i T9,4 39,4 40,0 50 p 2 83,5 41,8 41,7 50 P 3 77,6 35,3 42,3 54 P 4 70,2 31,3 38,9 55 P 5 74,4 41,5 32,9 44 P 6 92,0 47,1 44,9 49 p7. 87,0 41,7 45,3 52 P 8 82,2 39,6 42,6 52 80,8#2,5 39,7#1,7 41,1 51 R 1 61,6 29,0 32,6 53 R 2 60,8 26,9 33,9 56 - R 3 67,1 37,6 29,5 44 R 4 71,6 35,7 35,9 50 R 5 68,9 35,8 33,1 48 R6 - 69,3 36,4 32,9 47 R 7 76,0 44,7 31,3 41 R 8 71,0 34,8 36,2 51 68,3#1,8 35,1#1,9 33,2 49 Serie P : 8 % O2 und 5 % CO2 in N2.
Kontrollen 106 mM NaCl, osmotischer Druck 273#0,1 mOsm/L +Mischung Q 43,3 mM NaCl, osmotischer Druck 273#0,3 mOsm/L Serie R : 40 % O2 und 5 % C02 in Nz.

Kontrollen 106 mM NaCl, osmotischer Druck 272#0,1 mOsm/L +Mischung Q 42,6 mM NaCl, osmotischer Druck 271#0,3 mOsm/L T a b e'11 e 2 Beeinflussung des Glucose-Verbrauchs von Kaninchen-Hirnschnitten durch Mischung Q: Glucose - Verbrauch Effekt Versuch Kontrolle Mischung Q Differenz P 1 24,1 37,3 + 13,2 + 55 % P 2 18,1 37,5 + 19,4 +107 % p 3 .21,8 41s2 + 19,4 + 89 % P 4 20,8 38,1 + 7,3 + 83 % P 5 22,1 40,5 + 18,4 + 83 % P 6 17,1 41,4 + 24,3 +142 % P 7 19,4 35,4 + 16,o + 83 % P8 23,9 37,8 + 13,9 + 58 % 20,9 #0,9 38,7 #1,3 + 17.7 #1.3 + 88 % + 17,7 -1,3 R 1 16,9 28,4 + 11,5 + 68 % R 2 13,3 30,8 + 17,5 +132 % R 3 19,8 30,4 + 10,6 + 54 % R 4 15,1 34,6 + 19,5 +129 % R 5 20,6 35,9 + 15,3 + 74 % R 6 20,1 31,3 + 11,2 + 56 % R 7 19,4 27,6 + 8,2 + 42 % R 8 16,3 30,9 + 14,6 + 90 % 17,7 #0,9 31,2 #1,4 + 13,6 #1,4 + 13,6 #1,4 + 81 % Der Glucose-Verbrauch ist jeweils angegeben in: µg # mgTrs.-1 Serie P : 8 % O2 und 5 % C02 in N2 Serie R : 40 % O2 utnd 5 % C02 in N2 Tabelle 3 Beeinflussung der Lactat-Bildung durch Kaninchen-Hirnschnitte mittels Mischung Q: Lactat - Bildung Effekt Versuch Kontrolle Mischung Q Differenz P i 20,7 34,1 + 13,4 + 65 % P 2 13,4 35,8 + 22,4 +167 % P 3 17,3 24,8 + 7,5 + 43 % P 4 17,3 38,5 + 21,2 +122 % P 5 16,1 38,1 + 22,0 +137 % P 6 13,9 40,7 + 26,8 +193 % P 7 14,7 33,7 + 19,0 +129 % P 8 . 18,7 36,0 + 17,3 + 92 16,5 #0,9 35,2 #2,1 + 18,7#2,1 +119 % R i 10,1 21,7 + 11,6 +115 % R 2 9,2 23,8 + 14,6 +159 % R 3 12,7 22,8 + 10,1 + 80 % R 4 12,6 26,4 + 13,8 +110 % R 5 12,1 29,7 + 17,6 +145 % R 6 12,9 23,9 + 11,0 + 85 % R 7 12,8 20,2 + 7,4 + 58 % R 8 9,9 24,8 + 14,9 +151 % 11,5 #0,5 24,2 #1,1 + 12,6 #1,1 +113 % Die Lactat-Bildung ist jeweils angegeben in: µg . mg Trs.-1 . h-1 Serie P : 8 O2 und 5 % C02 in N2 Serie R : 40 % O2 und 5 % CO2 in N2 Tabelle 4 Beeinflussung der Pyruvat-Bildung durch Kaninchen-Hirnschnitte mittels Mischung O: Pyruvat - Bildung Effekt Versuch Kontrolle Mischung Q Differenz P 1 0,67 1,04 + 0,37 + 55 % P 2 0,70 1,58 + 0,88 +125 % P 3 0,89 1,12 + 0,23 + 26 % P 4 0,61 1,21 + 0,60 + 98 % P 5 0,89 2,09 + 1,20 +135 % P 6 0,87 1,93 + 1,06 +122 % P 7 0,78 1,61 + 0,83 +107 % P 8 0,81 1,32 + 0.51 + 63 % 0,78 #0,04 1,49 #0,12 + 0,71 #0,12 + 91 % R 1 0,42 0,79 + 0,37 + 88 % R 2 0,60 1,43 + 0,83 +138 % -R 3 0,56 . 0,84 + 0,28 + 50 % R 4 0,70 1,25 + 0,55 + 79 % R 5 0,68 1,14 + 0,46 + 68 % R 6 0,59 0,96 + 0,37 + 63 % R 7 0,50 0,87 + 0,37 + 74 % R 8 0,53 1,22 + 0,69 +130 % 0,57 #0,03 1,06 #0,07 + + 66 % + 0,49 +0,07 Die Pyruvat-Bildung ist jeweils angegeben in: µg # mg Trz.-1 #h-1 Serie P : 8 % O2 und 5 % CO2 in N2 Serie R : 40 % O2 und 5 CO2 in N2 Versuch A II Wirkung der Bestandteile der Mischung Q: Folgende Abkürzungen werden in den folgenden Tabellen verwendet: G3P = Glycerat-3-phosphat CDPC = Cytidindiphosphocholin FI.6P = Fructose-l.6-diphosphat UDPG = Uridindiphosphoglucose Tabelle 5 Beeinflussung des Glucose-Verbrauchs von Kaninchen-Hirnschnitten durch wäßrige Lösungen: (gemessen in µg Glucose/mg Hirnsubstanz # Stunde)

Substanz Glucose-Verbrauch Differenz Effekt % # Zahl der

gemessen berechnet gegenüber berechn.Wert Versuche

Kontrolle # 17,7 - - - 47

10mM Lactose 16,6 - -1,1 -6 22

lOmM G-3-P # 21,4 - # +3,7 +21 12

10mM CDPC 17,2 - -0,5 -3 6

lOmM Fl.6P 19,8 - +2,1 +12 10

0,5 mM Succint 14,3 - -3,4 -19 7.

5mM UDPG 16,3 - -1,4 +B 10

Fortsetzung der Tabelle

Glucose-V@ @@@@@

gemessen @e@e @@@ @ers

@@@@@+

@@ 26,4 @@ +@ @

19,7 19,3 +0,4 +2 -

@@@ @@@@+

@@5mM Succinat 22,3 + +20 1

@@@.6@

@@5mM Succinat 27,0 +10,6 +65 1

@M G@+

C.@mM Succinat +

@@.M Fl.6P 34,1 20,1 +14,2 +71 2

P mM G3P +

20mM Fl.6P+

0,5mM Succinat 44,3 25,9 +18,4 +71 1

0,25mM Succinat

+ 5mM Lactose 19,3 15,4 +3,9 +25 1

3mM Lactose +

5mM G3P 24,6 19,0 +5,6 +29 1

5mM UDPG +

5mM Lactose 21,8 15,7 +6,1 +39 1

Mischung Q -

UDPG 29,9 21,4 +8,5 +40 2

Mischung Q 31,2 20,0 +11,2 +56 8

T a b e l l e 6 Beeinflussung der Lactat-Bildung von Kaninchen-Hirnschnitten (gemeaaen in µg Lactat/mg Hirnsubstanz , Stunde) durch wäßrige Lösungen:

Lactat-Dildung

Substanz Messung Berechnung Differenz Effekt % Zahl der

gegenüber Konmrolle Versuche

Kontrolle 12,5 - - - 50

10mM Lactose 12,6 - +10,1 +1 22

5mM UDPG 13,4 - +0,9 +7 1

10mM G3P 17,4 - +4,9 +39 12

50mM G3P 23,4 - +10,9 +87 1

20mM Fl.6P 20,1 - +7,6 +61 1

10mM Fl.6P 15,9 - +3,4 +27 10

10mM CDPC 14,5 - +2,0 +16 6

1mM Succinat 9,7 - -2,8 -22 5

(Fortasetzung der Tabelle 6)

Lactat-Bildung

Substance Messung Berechnung Differenz Effekt % Zahl der

gegenüber Kontrolle Versuche

5mM Lactose +

@mM G3P 20,0 15,0 +5,0 33 1

10mM Lactose +

10mM G3P 24,0 17,5 +6,5 37 1

5mM Lactose +

2,5mM UDPg 15,4 13,0 +2,4 18 1

5mM Fl.6P +

50mM G3P 29,9 25,1 +4,8 19 1

5mM G3P +

5mM CDPC 17,0 16,0 +1,0 6 1

10mM Fl.6P +

0,5mM Succinat

+ 10mM G3P 21,6 19,4 +2,2 11 1

20mM Fl.6P +

0,5mM Succinat

+ 20mM G3P 32,6 28,5 +4,1 14 1

Mischung Q -

UDPG 27,9 25,7 +2,2 9 2

Mischung Q 28,2 26,6 +1,6 6 16

Beeinflussung der pyruyat-Bildung von Kaninchen-Hirnschnitten (gemessen in µg Pyruyat/mg Trc@@ersucs@z -Stunde) durch wäßrige-Lösungen: Substance Messung Berechnung Differenz Effekt % gegenüber Kontrolle Kontrolle 0,80 - - -@0mM G3P 1,12 - 0,32 37 10mCDPC 0,89 - 0,09 11 10mM Lactose 0,85 - 0,05 6 lOmM UDPG- 1,00 - 0,20 25 0,5mM Succinat 0,80 - - -1,5mM Fl.6P 0,84 - -0,16 -20 gegenüber berechn.Wert 5mM Lactose + 5mM G3P 1,23 0,98 0,25 25 5mM G3P + 5mM UDPG 1,26 1,06 0,20 19 5mM G3P+ 5mM UDPC 1,26 1,01 0,25 25 Mischung Q - UDCG 1, 03 1,16 -0,13 11 Mischung Q 1,49 1,26 0,523 18 Tabelle 8 Beeinflussung der Schwellung von Kaninchen-Hirnschnitten durch wäßrige Lösungen (gemessen in % des anfänglichen Frischgewichts)

Schwellung Differenz Effekt %

Substance Substanz Kontrolle

30mM G3P 58,1 69,1 -11,0 16

30mM CDPC 44,2 64,9 -20,7 32

30mM Fl.3P 50,8 76,5 -25,7 33

30mM Lactose 56,6 70,7 -14,1 20

0,5mM Succinat 71,8 73,6 -1,8 2

15mM G3P +

15mM Fl.6P +

0,5mM Succinat 50,3 80,8 -30,5 38

Mischung Q -

UDPG 56,5 81,4 -24,9 31

Mischung Q 31,1 68,3 -33,2 48

Versuch B Behandlung von Kaninchen mit Hirnodemen (Kälteschädigung) durch intravenöse Infusionen Methode der Tierversuche zur Erprobung von Mischung Gegen Hirnmodem Unilaterale Hirnödeme wurden genau nach derselben Methode erzeugt wie für die in vitro-Versuche beschrieben.

Nach lokaler Anästesie mit Scandicain wird ein Hautschnitt über der Mittellinie des Schädels gemacht. Die rechte Schädelhälfte wird mit Zahnarzt-Bohrer und Lüer auf einer quadratischen Fläche von ca. 10 mm Kantenlänge trepaniert. Die Trepanation liegt so, daß die KranznaEt des Schädels in ihrem vorderen Drittel lokalisiert wäre. Bis zur Mittellinie bleibt von der Kante der Trepanation ein Abstand von ca. 2 mm. Die Dura bleibt bei allen Maßnahmen intakt.
Ein Kupferwürfel von 8 mm Kantenlänge wird auf die Temperatur von Kohlensäureschnee-Aceton-Kältegemisch gebracht und 30 sec. lang ohne zusätzlichen Druck auf die Dura unter der Trepanation gehalten. Nach Abspülen mit dest. Wasser wird Nebacetin-Puder in die Trepanation gestreut, die Haut wird wieder vernäht und durch Aufsprühen eines Wund-Sprüh's dicht gemacht.
Bei der in unserem Labor üblichen Ernährung mit Trockenfutter und Wasser bleiben die Tiere, die als Kontrollen dienen, noch 24 Stunden sitzen und werden dann getötet.
Bei den behandelten Tieren wird 18 Stunden nach der Kälte-Einwirkung eine langsame Infusion (100 ml innerhalb ca. 4 Stunden) der angegebenen Lösungen durch eine Kanüle in eine Vene des linken Ohrs begonnen. Alle Tiere werden durch Injektion von Luft in eine große Ohrvene 24 Stunden nach der Kälte-Einwirkung getötet.
Nach Öffnung des Schädeis und der Dura wird das ganze Gehirn mit einer Löffel herausgenommen und in einer trockenen Petri-Schale, die in einer größeren Petri-Schale steht, präpariert. Der Zwischenraum beider Petri-Schalen ist mit Eis-Stücken gefüllt. Das Päparieren geschieht mit Pinzette und Skalpell. Nach Entfernen von Arachnoidea und Pia wird das Gehirn durch einen Längsschnitt in zwei symmetrische Hälften zerlegt. "N" ist die ungeschädlgte linke Hemisphäre, "Ö" ist die rechte Hemisphäre mit der Kälte-Schädigung. Die Stelle der lokalen Kälte-Applikation wird regelmäßig nekrotisch. Dieses Stück und ein analoges Stück der Gegen-Hemisphäre wereen herausgeschnitten und verworfen, Für die Elektrolyt-Bestimmungen werden möglichst einander entsprechende Stücke occipital und temporal von der Stelle der Kälte-Schädigung entnommen, wobei man in die Tiefe bis zum Stamm-Hirn (und äußere Ventrikelwände) geht. Nach Zerschneiden des herauspraparierten Gehirns in Streifen von 1 - 2 mm Breite wird jeder Streifen in graue und weiße Substanz zerlegt. Beide Arten Hirngewebe werden getrennt getrocknet, gewogen und analysiert.
Infusionslösungen Kontrolle: Nichts.
A: 100 ml mit 20 g Saccharose, 24,5 ml Glycerin, Rest Wasser.
B: 100 ml mit 20,2 g Saccharose, 20 ml Glycerin, 2 mMol Glucose, 0,47 mMol KC1, 0,25 mMol Ca12, 0,08 mMol MgS04, Rest Wasser.
F: 100 ml mit 15,2 g Saccharose,- 20 ml Glycerin, 2 mMol Glucose, 0,47 mMol KC1, 0,25 mMol Ca12, 0,08 mMol MgS04, O,1 mMol Bernsteinsäure, 2,4 mMol Fructose-l,6-diphosphat (Mono-Ca-Salz), 2,4 mMol Na2C03, 3 mMol Glycerat-3-phosphat (Tri-Na-Salz), 1 mMol CDP-Cholin (Na-Salz), 0, 5 mMol UDP-Glucose (Di-Na-Salz), Rest Wasser.

Ergebnisse: T a b e l l e 9 Trockensubstanz- und Elektrolyt-Gehalt von normaled und ödematösem Kaninchen-Hirn (weiße Substanz) nach verschiedenen Infusionen:

Trs. Na+ K+ Na+ / PO4³-

[%] [mVal/kg Trs.] [mMol/kg]

Scrie n N Ö N Ö N Ö N Ö N Ö

Kontr.29 27,7 24,5 223 287 233 243 0,94 1,19 531 510

#0,5 #0,3 #0 #8 #7 #10 #0,06 #007 #6 #6

A 8 32,2 29,0 208 254 200 211 i,07 1,03 nicht

#0,7 #0,7 #1j #ß #g #14 #0,03 #0,03 bestiumt

B ö 30,2 29,0 255 266 219 211 1 ,16 1,26 525 500

#1,2 #1,4 #29 #25 #15 #11 #0,08 #0,10 #5 #20

F 3 30,2 28,7 223 237 241 235 0,93 1,01 530 522

#1,1 #1,2 #6 #19 #14 #4 #0,04 #0,09 #13 #12

T a b e l l e 10 Trockensubstanz-Gehalt von normalem und ödematösem Kaninchen-Hirn (graue substanz) nach verschiedenen Infusionen (in %): Kontrollo ( n=29) A ( n=8) B ( n=5) F ( n=3) Normal 18,6 #0,1 19,9 #0,3 10,2 #0,3 19,7 #0,2 Ödom 17,9 #0,1 20,2 #0,3 19,3 #0,3 20,2 #0,5 Bei den Tabelle 9 und 10 sind sämtliche durchgeführten Versuche berücksichtigt.

Mittelwerte #Standardabweichungen der Mittelwerte.
Deutung der Versuche: Im Ödem der grauen Substanz waren keine wesentlichen Elektrolyt-Veränderungen nachweisbar. Die Wasser-Zunahme wird durch alle angewandten Infusionslösungen aufgehoben. Die relative Entwässerung auch der ungeschädigten Hemisphäre ließe sich durch Applikation kleinerer Mengen Infusionslösung vermeiden.
Im Ödem der weißen Substanz sind in übereinstimmung mit der Literatur vier wesentliche Veränderungen nachweisbar: Der Anstieg der Wasser- und Na -Gehaltes und der Na /K $-Quatienten, der Verlust von Phosphat. Die Wassererhöhung verringern die Lösungen i3 und F etwa um den gleichen Betrag, sie heben diese jedoch nicht völlig auf. Gegenüber dem Anstieg des Na + sind die Lösungen B und A jedoch wenig wirksam, und die Na+/K+-Quotienten werden anscheinend noc'r leicht über die bereits im Ödem gesteigerten Werte hinaus erhöht. Auch der Phosphat-Verlust wird durch Lösung B nicht vermindert, Hier wirkt Lösung F (Mischung Q enthaltend): Sie vermindert den Phosphat-Verlust, und trotz eigenen Na+-Gehaltes von 136 mUal/Liter (Lösung B ist frei von Na+) senkt sie beträchtlich den Anstieg des Na -Gehaltes und der Quotienten im Ödem, ohne die Werte in der normalen Kontroll-Hemisphäre der gleichen Tiere zu verändern.

Claims

Patentansprüche

iniusionsiosungen und spu@@@ussigkeiten zur Benanoiung von Hirnödemen, bestehed aus einer hypertonen oder isotonen wässrigen Lösung, gekennzeichnet durch einen Gehalt an Succinat, Fruktosediphosphat und Glycerat-3-phosphat.
2. Lösung gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß zusätzlich eine oder mehrere der folgenden Substanzen CDP-Cholin, UL)P-Gl-acose, Glycerin, Saccharide une/oder physiologisch verträgliches anorganisches Salz enthalten ist.
3. Lösung gemäß Ansprüchen 1 und 2, dadurch gekennzeichnet, daß 0,1 - 5 mMol/l Succinat, 5 - 100 mMol/l Fruktosediphosphat und 5 - 100 mMol/l und Glycerat-3-phosphat enthalten sind;
4. Lösung gemäß Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, daß das molare Verhältnis von Succinat zu Fruktosediphosphat und -Glycerat-3-phosphat 1 : 20 bis 1 : 100 beträgt.
5. Lösung gemäß einem der Ansprüche 1 - 4, dadurch gekennzeichnet, daß die Lösung eine Konzentration von 300 bis 5000 mOsum/1 aufweist.