CS268357B1 - Způsob přípravy elektrochemického senzoru na stanoveni alkoholů - Google Patents
Způsob přípravy elektrochemického senzoru na stanoveni alkoholů Download PDFInfo
- Publication number
- CS268357B1 CS268357B1 CS88476A CS47688A CS268357B1 CS 268357 B1 CS268357 B1 CS 268357B1 CS 88476 A CS88476 A CS 88476A CS 47688 A CS47688 A CS 47688A CS 268357 B1 CS268357 B1 CS 268357B1
- Authority
- CS
- Czechoslovakia
- Prior art keywords
- enzyme
- polysaccharide
- alcohols
- electrochemical sensor
- layer
- Prior art date
Links
Landscapes
- Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)
Abstract
Řešení se týká způsobu přípravy enzymového elektrochemického senzoru na stanovení alkoholů. Senzor je tvořen detektorem kyslíku, na němž je fixována vrstva nebo membrána obsahující polysacharid. Enzym alkoholoxidáza se na tuto vrstvu imobilizuje reakci svých aminoskupin s aldehydovými skupinami vytvořenými jodistanovou oxidací vicinálních díolů cukerných jednotek přítomného polysacharídu, alternativně se imobilizuje společně s rozpustným oligosacharidem nebo polysacharidem. Enzymový elektrochemický senzor připravený popsaným způsobem umožňuje rychle a spolehlivě měřit koncentraci alkoholů v technologických vzorcích bez předchozí úpravy analyzované směsi.
Description
Vynález se týká způsobu přípravy enzymového elektrochemického senzoru na stanovení alkoholů na principu enzymové reakce oxidace katalyzované imobilizovanou alkoholoxidázou v kombinaci s elektrochemickou detekci ekvivalentní spotřeby kyslíku.
Stanoveni primárních alkoholů, především methanolu a ethanolu, ale i například n-propanolu, n-butanolu a allylalkoholu, je velmi důležité v řadě technologií chemického průmyslu a zvláště v moderních technologiích. V mnoha případech je významné stanovení těchto alkoholů i v surovinách nebo produktech potravinářského průmyslu. Stanovení ethanolu je zvlášt potřebné a velmi časté i v soudních a klinických toxikologických laboratořích, především z důvodu legislativní kontroly při zajištováni bezpečnosti dopravy.
Z uvedených důvodů byla pro stanoveni titulních alkoholů vypracována řada postupů chemických, většinou s fotometrickou detekcí, i fyzikálně chemických, z nichž největšího uplatnění doznala plynová chromatografie.
V souvislosti s rozvojem enzymových analytických postupů vyznačujících se vysokou citlivosti, jednoduchosti a specifitou danou vlastni podstatou enzymové katalýzy, byla věnována pozornost též enzymovému stanovení především ethanolu. Při tomto stanovení se využívá katalytického účinku alkoholdehydrogenázy (E.C.1.1.1.1.), přičemž množství oxidovaného ethylalkoholu je nejběžněji sledováno fotometricky na základě ekvivalentní tvorby redukované formy koenzymu nikotinamidadenindínukleotidu (NAOH).
K enzymovému stanoveni ethanolu je možno použít též alkoholoxidázu, která katalyzuje oxidaci alkoholu přímo kyslíkem, aniž by byla nutná přítomnost koenzymu NAD. Substrátová speciflta alkoholoxidázy je však širší, zahrnuje i některé další primární alifatické alkoholy, i když jejich relativní rychlost oxidace je ve srovnáni s ethanolem výrazně nižší. Této skutečnosti může být na jedné straně využito pro stanovení těchto jednotlivých alkoholů, na druhé.· straně však může být v některých případech zkreslen výsledek analýzy přítomností kontaminujících alkoholů. Z tohoto hlediska je největší nebezpečí ovlivněni výsledků analýzy přítomnosti ethanolu jako kontaminující složky při stanovení jiných alkoholů. Naopak, při stanovení ethanolu zvláště ve fyziologických tekutinách, nebo jiných vzorcích fyziologického původu, toto nebezpečí prakticky nepřichází v úvahu.
Průběh enzymové reakce je možno sledovat přímo na základě tvorby nebo spotřeby určité substance, nebo pomocí následných chemických nebo enzymových reakci vzniklých reakčnich produktů. Vedle velmi často používané fotometrie má velký význam spojení enzymové reakce s elektrochemickými čidly detekujícími substráty, produkty nebo jiné látky ovlivňující průběh enzymové reakce.
Použití volných enzymů je spojeno v některých případech s technickými nebo ekonomickými problémy jejich získávání. Z tohoto důvodu je velmi atraktivní jejich fixace v blizkosti elektrochemického čidla, čímž je vytvořen senzor - enzymová elektroda, opakovaně použitelný pří stovkách analýz bez jakékoliv spotřeby chemikálií, vyjma v některých případech pouze pufru.
Pro stanovení alkoholů byla vypracována příprava enzymové elektrody spočívající v imobilizaci enzymu alkoholoxidázy ve spojeni buď s elektrochemickou detekci vznikajícího peroxidu vodíku, nebo s elektrochemickým stanovením spotřeby kyslíku kyslíkovým článkem Clarkova typu.
S ohledem na stabilitu vytvoření enzymové elektrody je výhodná imobilizace enzymu kovalentní vazbou. Pro přípravu enzymových elektrod je nejčastěji používanou technikou imobilizace prokříženi molekul pomocí glutaraldehydu, v některých případech v kom binaci s jinými enzymy či přidanou bílkovinou.
Tento problém řeší způsob přípravy elektrochemického senzoru na stanoveni alkoholu podle vynálezu, jehož podstatou je, že na vrstvu nebo membránu tvořenou materiálem
CS 268357 81 obsahujícím polysacharid se alkoholoxidáza imobilizuje reakci svých aminoskupin s aldehydovými skupinami tvořenými jodistanovou oxidaci vicinálnich diolů cukerných jednotek přítomného polysacharidu. Alternativní se enzym alkoholoxidáza imobilizuje na vrstvu nebo membránu společně s rozpustným oligosacharidem nebo polysacharidem.
Výhodou enzymového elektrochemického senzoru'vytvořeného způsobem podle vynálezu je zvýšeni jeho stability. Pro některé aplikace senzoru s ohledem na další zvýšení jeho stability je výhodné překrýt vrstvu s imobilizovaným enzymem další membránou propustnou pouze pro nizkomolekulárni látky.
Enzymový elektrochemický senzor na stanoveni alkoholů připravený podle vynálezu umožňuje rychle a spolehlivě měřit koncentrací alkoholů v technologických vzorcích bez předchozí úpravy analyzované směsi, zvláště výhodný je pro stanovení βthalalkoholu ve fyziologických tekutinách, především plazmě a v dechu intoxikovaných probantů v rozsahu desetin až stovek promile.
Předmět vynálezu je dokumentován na následujících příkladech, aniž by se jimi omezoval.
Přiklad 1
Celulózový terčík byl ponořen do roztoku jodistanu sodného (0,1 mol.dm-3), po dvou hodinách stání za občasného promícháni byl vyjmut a promyt destilovanou vodou. Na takto aktivovaný terčík obsahující aldehydové skupiny bylo aplikováno 150 ul alkoholoxidázy v 0,1 mol/dm fosfátovém pufru pH 7,5. Po šesti hodinách byl terčík s navázanou alkoholoxidázou fixován na detektor kyslíku a dále překryt membránou z acetátu propouštějící pouze nizkomolekulárni látky. Pomoci takto připraveného enzymového elektrochemického senzoru byl stanoven ethylalkohol na základě úbytku kyslíku v reakčni směsi s lineární -7 -4 3 odezvou v rozsahu 5.10 až 5.10 molů ethylalkoholu v dm .
Přiklad 2 ,Na celulózový terčík aktivovaný podle přikladu 1 byly aplikovány 2 ,ul kyseliny octové (0,5 ml.dm 3), 1 pl cyklohexylisokyanidu a 150 pl alkoholoxidázy v 0,1 mol/dm3 fosfátovém pufru pH 7,5. Po šesti hodinách byl terčík s navázanou alkoholoxidázou důkladně promyt 0,1 mol/dm3 fosfátovým pufrem pH 7,5 a potom byl fixován na detektor kyslíku. Pomoci takto připraveného enzymového elektrochemického senzoru byl stanoven n-butanol s lineární odezvou v koncentračním rozsahu 10 až 10-3 molů v dm3.
Přiklad 3 Oxidace dextranu
Ke 2 g dextranu bylo přidáno 50 ml 0,25 mol/dm3 jodistanu sodného ve 0,05 mol/dm3 fosfátovém pufru pH 6. Po třech hodinách míchání za nepřístupu světla při 20 °C byla reakční směs dialyzována proti vodě při 4 °C po dobu 48 hodin.
Aktivace skleněné porézní vrstvy
Tenký terčík ze síntrového skla byl v 10ti procentním gama-aminopropyltriethoxysilanu v toluenu zahříván k refluxu po dobu dvanácti hodin. Potom byl promyt toluenem a vysušen.
Imobilizace alkoholoxidázy
Směs alkoholoxidázy a aktivovaného dextranu v poměru 1 : 2 (obj. jed.) byla aplikována na terčík z porézního skla modifikovaného gama-aminopropyltriethoxysílaném. Terčík byl fixován na detektor kyslíku a dále překryt membránou z acetátu celulosy propouštějící pouze nizkomolekulárni látky. Pomoci takto připraveného enzymového elektrochemického senzoru byl stanoven methylalkohol ve vodných roztocích s lineární odezvou v rozsahu koncentrací 5.10 2 až 4.10”4 mol.dm-3.
Přiklad 4
Ke směsi alkoholoxidázy a aktivovaného dextranu připraveného podle příkladu 3 byl přidán bezprostředně před aplikací na modifikované porézní sklo obsahující amino % CS 268357 Bl 3 skupiny cyklohexylisokyanid v poměru 150 : 300 : 1. Po šesti hodinách byl terčík s imobilizovanou alkoholoxidázou a dextranem promyt 0,1 mol/dm fosfátovým pufrem pH 7,5 a potom byl fixován na detektor kyslíku a překryt membránou z acetátu celulózy. Pomoci takto připraveného enzymového clektrochemického senzoru byl stanoven ethylalkohol s lineární odezvou v rozsahu 5. 10 až 5. 10 mol . dm \
Claims (2)
- PŘEDMĚT VYNÁLEZU1. Způsob přípravy enzymového elektrochemického senzoru na stanovení alkoholů, který obsahuje detektor kyslíku, na němž je fixována vrstva nebo membrána tvořená materiálem obsahujícím polysacharid s imobilizovaným enzymem alkoholoxidázou, vyznačující se tím, že na vrstvu nebo membránu se enzym alkoholoxidáza imobilizuje reakci svých aminoskupin s aldehydovými skupinami vytvořenými jodistanovou oxidací vicinálních diolů cukerných jednotek přítomného polysacharidu.
- 2. Způsob podle bodu 1, vyznačující se tím, že na vrstvě nebo membráně se enzym alkoholoxidáza imobilizuje společně s rozpustným oligosacharidem nebo polysacharidem.
Priority Applications (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| CS88476A CS268357B1 (cs) | 1986-03-11 | 1988-01-26 | Způsob přípravy elektrochemického senzoru na stanoveni alkoholů |
Applications Claiming Priority (2)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| CS861637A CS263606B1 (cs) | 1986-03-11 | 1986-03-11 | Enzymový elektrochemický senzor na stanovení alkoholů a způsob jeho přípravy |
| CS88476A CS268357B1 (cs) | 1986-03-11 | 1988-01-26 | Způsob přípravy elektrochemického senzoru na stanoveni alkoholů |
Publications (2)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| CS47688A1 CS47688A1 (en) | 1989-08-14 |
| CS268357B1 true CS268357B1 (cs) | 1990-03-14 |
Family
ID=5351216
Family Applications (2)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| CS861637A CS263606B1 (cs) | 1986-03-11 | 1986-03-11 | Enzymový elektrochemický senzor na stanovení alkoholů a způsob jeho přípravy |
| CS88476A CS268357B1 (cs) | 1986-03-11 | 1988-01-26 | Způsob přípravy elektrochemického senzoru na stanoveni alkoholů |
Family Applications Before (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| CS861637A CS263606B1 (cs) | 1986-03-11 | 1986-03-11 | Enzymový elektrochemický senzor na stanovení alkoholů a způsob jeho přípravy |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| CS (2) | CS263606B1 (cs) |
-
1986
- 1986-03-11 CS CS861637A patent/CS263606B1/cs unknown
-
1988
- 1988-01-26 CS CS88476A patent/CS268357B1/cs unknown
Also Published As
| Publication number | Publication date |
|---|---|
| CS263606B1 (cs) | 1989-04-14 |
| CS47688A1 (en) | 1989-08-14 |
| CS163786A1 (en) | 1988-09-16 |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| US6051389A (en) | Enzyme sensor | |
| US4240889A (en) | Enzyme electrode provided with immobilized enzyme membrane | |
| Conrath et al. | A novel enzyme sensor for the determination of inorganic phosphate | |
| Zhu et al. | A novel flow through optical fiber biosensor for glucose based on luminol electrochemiluminescence | |
| Marazuela et al. | Free cholesterol fiber-optic biosensor for serum samples with simplex optimization | |
| EP0261591A2 (en) | Method for assaying 1,5-anhydroglucitol and kit therefor | |
| Tsuchida et al. | Immobilization of D-glucose oxidase onto a hydrogen peroxide permselective membrane and application for an enzyme electrode | |
| US4234681A (en) | Immobolized light emitting systems | |
| Barlikova et al. | Hybrid biosensor for the determination of sucrose | |
| JPH01206238A (ja) | ディジタル比色定量測定システム | |
| Guémas et al. | Biosensor for determination of glucose and sucrose in fruit juices by flow injection analysis | |
| Guilbault et al. | Preparation and analytical uses of immobilized enzymes | |
| Krysteva et al. | Multienzyme membranes for biosensors | |
| Zhang et al. | Simultaneous determination of glucose and sucrose by a dual‐working electrode multienzyme sensor flow‐injection system | |
| Vidal et al. | Study of an enzyme coupled system for the development of fibre optical bilirubin sensors | |
| CS268357B1 (cs) | Způsob přípravy elektrochemického senzoru na stanoveni alkoholů | |
| Campanella et al. | Determination of inorganic phosphate in drug formulations and biological fluids using a plant tissue electrode | |
| Tsiafoulis et al. | Development of an amperometric biosensing method for the determination of L-fucose in pretreated urine | |
| JP6459400B2 (ja) | 酵素固定化体およびそれを備えた分析装置ならびにｌ−スレオニンの測定方法 | |
| Sibirnyj et al. | The use of enzymes for ethanol, methanol and formaldehyde determination in food products | |
| Schwedt et al. | Immobilized enzymes as tools in food analysis | |
| JP2648361B2 (ja) | 選択透過膜およびそれを用いる電極 | |
| JP4622836B2 (ja) | 分析装置 | |
| Kiba et al. | Chemiluminometric determination of uric acid in plasma by closed-loop FIA with a coimmobilized enzyme flow cell | |
| Murachi et al. | [23] Use of immobilized enzyme column reactors in clinical analysis |