CN114921451A - 一种果胶裂解酶及其制备方法、以及其在制备优良性能天然纤维的应用 - Google Patents

一种果胶裂解酶及其制备方法、以及其在制备优良性能天然纤维的应用 Download PDF

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CN114921451A CN202210593277.4A CN202210593277A CN114921451A CN 114921451 A CN114921451 A CN 114921451A CN 202210593277 A CN202210593277 A CN 202210593277A CN 114921451 A CN114921451 A CN 114921451A
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Abstract

本发明提供了一种果胶裂解酶及其制备方法，以及其在制备优良性能天然纤维的应用，该果胶裂解酶的制备方法为：将基因工程菌株pEASY‑E1‑RP65/BL21或pEASY‑E1‑5P8/BL21接种至改良LB发酵培养液中扩培发酵，随后添加IPTG诱导产果胶酶，获得成熟发酵液后添加蛋白酶抑制剂，超滤收集分子量为10‑50kD或50‑100kD的酶液。将该果胶裂解酶应用于制备优良性能天然纤维，可避免了传统化学法和生物法中天然菌株产纤维素酶损伤纤维的弊端，而且成功制备优良性能的天然纤维。

Description

一种果胶裂解酶及其制备方法、以及其在制备优良性能天然 纤维的应用
技术领域
本发明涉及天然纤维制备技术领域，更具体地，涉及一种果胶裂解酶及其制备方法，以及其在制备优良性能天然纤维的应用。
背景技术
果胶酶是指能分解果胶质的一类酶的总称。根据底物及作用方式，果胶酶分为原果胶酶、多聚半乳糖醛酸酶、果胶酯酶、果胶裂解酶。
草本纤维生物提取有菌法和酶法，其本质均是酶催化胶质的降解。果胶酶是草本纤维原料非纤维素降解的引发因子，其催化能力是草本纤维提取的限速步骤。《苎麻生物脱胶技术规范》(NY/T 1537-2007)明确了用于苎麻生物脱胶的菌株需同时分泌包括果胶酶、甘露聚糖酶、木聚糖酶等非纤维素物质降解酶在内的关键性复合酶系。果胶酶作为草本纤维提取的“引发酶”被认为是最关键的因子，通常将果胶酶的酶活高低作为纤维提取酶制剂优劣的一个重要指标。果胶酶降解草本纤维原料起“黏合”作用的果胶质，使细胞结构松散，促进半纤维素酶类和其他脱胶因子的有效渗透，从而提高原料中非纤维素物质的降解效率。
目前，菌法提取获得广泛的应用。专利202010749926.6中使用黑曲霉Aspergillusniger HYA4对菠萝叶纤维进行处理，去除绝大部分木质素和半纤维素等物质；专利202110211453.9以枯草芽孢杆菌、蜡状芽孢杆菌、酵母菌中的至少一种经二次富集驯化得到脱胶菌种并用于罗布麻皮脱胶；专利201910749553.X和201510080723.1中分别以胡萝卜软腐果胶杆菌HG-49或芽孢杆菌HG224和拷打相互交替对苎麻进行脱胶；专利201510080723.1中通过卷枝毛霉菌DK1与双氧水联合对亚麻、苎麻、黄麻、红麻或竹的原茎、纤维、纱线或织物进行脱胶处理制备麻纤维。这些微生物菌法提取获得了一定成效，但还存在天然微生物生长周期长、酶活力不高、所产纤维素酶损伤纤维等不足之处。
生物酶法是用酶制剂直接浸渍原料进行纤维提取。酶活性具有选择性和专一性，能准确分解和去除纤维中的非纤维素物质，具有较好的可操作性。那金等(2018)用Bacillus cereus HDYM-02产生果胶裂解酶和果胶酸裂解酶，高效去除了亚麻胶质组分；胡佳丹等(2018)用Ralstonia sp.ZLXH-4产果胶酶对香蕉假茎废弃物进行纤维提取，有效去除大部分胶质，提高了纤维素含量和性能。
随着分子生物学技术的发展，从草本纤维提取高效菌种DCE-01中克隆出果胶酶基因，构建基因工程菌株，用于发酵生产特定的果胶裂解酶具有重要的实际生产意义。
发明内容
基于此，本发明的目的之一在于提供一种果胶裂解酶的制备方法，该方法包括以下步骤：
将基因工程菌接种至含Amp120～150μg/mL的改良LB发酵培养液中扩培发酵，虽有添加IPTG诱导产果胶裂解酶，获得成熟发酵液后添加蛋白酶抑制剂，超滤收集酶液，即得；
其中，所述改良LB发酵培养液的质量比配方为：胰蛋白胨0.7～1.0％+酵母提取物0.4～0.6％+NaCl0.5～1.0％，余量为水；
所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-RP65/BL21或基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21；
当所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-RP65/BL21时，收集分子量为10～50kD的酶液；当所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21时，收集分子量为50～100kD的酶液，得到所述果胶裂解酶。
在一些实施方式中，所述IPTG的添加时间为扩培发酵至OD600为0.4-0.6；和/或，所述IPTG的添加量为控制其终浓度为1.0-1.2mmol/L。
在一些实施方式中，所述蛋白酶抑制剂的添加时间为，添加所述IPTG后，在25-28℃下诱导培养20-22h，获得成熟发酵液。优选地，所述成熟发酵液中的果胶酶PelL活力大于1000U/mL。
在一些实施方式中，所述蛋白酶抑制剂为APMSF和DTT的混合物，所述APMSF和DTT的添加量为控制其终浓度分别为0.8-1mmol/L。
在一些实施方式中，所述扩培发酵的方法具体为：
按体积比为2-5：100的比例将所述pEASY-E1-RP65/BL21的种子液与所述改良LB发酵培养液置于密封的发酵罐中，控制灌装量为发酵罐容积的40-60％，同时通过添加NH3·H2O控制pH值为7.0-7.5，调节发酵罐温度和搅拌速度分别为37℃和220r/min，对应于每升种子液的通气量为0.4-0.6m3/h。
在一些实施方式中，在用于扩培发酵前，所述改良LB发酵培养液用NH3·H2O调pH值为7.5，并在121℃下灭菌30min，冷却后添加无菌氨苄青霉素(Amp)至终浓度为120-150μg/mL。
本发明的目的之二在于提供上述任一实施方式所述的果胶裂解酶的制备方法制成的果胶裂解酶。
本发明的目的之三在于提供上述的果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用。
在一些实施方式中，所述果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用包括以下步骤：
向所述果胶裂解酶中加入木聚糖酶、甘露聚糖酶和漆酶，制成混合酶制剂，所述混合酶制剂中，所述果胶裂解酶、木聚糖酶、甘露聚糖酶和漆酶的体积比为3～4.5：2～3：1～2：1；所述果胶裂解酶活力≥2000u/mL，木聚糖酶活力≥1000u/mL，甘露聚糖酶活力≥1000u/mL，漆酶活力≥2000u/mL；
将所述混合酶制剂按3-8％(v/v)添加到草本纤维提取溶液体系中，在40～60℃、pH为7.5～9.0条件下酶解，得到天然纤维。
在一些实施方式中，还包括：
酶解后，固液分离天然纤维和酶液，天然纤维通过升温灭活残留在表面的酶，终止酶解反应；高压水枪冲洗纤维表面的残胶等，烘干后给油即得纯净的天然纤维。
本发明的目的之四在于提供上述任一应用方法得到的天然纤维。
相较于现有技术，本发明的有益效果如下：
本发明提供的果胶裂解酶，是由特定的基因工程菌pEASY-E1-RP65/BL21或基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21经特定的方法发酵生产得到，在较短的发酵周期内即可获得，具有高的酶活力和比酶活力。与天然菌来源的果胶酶相比，含有的外源酶少，可避免天然菌所产生的纤维素酶的污染。
将本发明提供的果胶裂解酶用于制备天然纤维，可避免基因来源菌(DCE01菌种)产生污染，且可获得优良性能的天然纤维，实际应用前景广阔，理论和实际意义重大。
本发明提供的果胶裂解酶的制备方法，操作简单、成本低廉、易于推广应用。
附图说明
图1为本发明提供的果胶裂解酶制备的工艺流程图。
具体实施方式
在下面的描述中阐述了很多具体细节以便于充分理解本发明。但是本发明能够以很多不同于在此描述的其它方式来实施，本领域技术人员可以在不违背本发明内涵的情况下做类似改进，因此本发明不受下面公开的具体实施的限制。
除非另有定义，本文所使用的所有的技术和科学术语与属于本发明的技术领域的技术人员通常理解的含义相同。本文中在本发明的说明书中所使用的术语只是为了描述具体的实施例的目的，不是旨在于限制本发明。
若未特别指明，本发明实施例中所使用的实验试剂和材料等均可市购获得；
若未特别指明，本发明实施例中所用的技术手段均为本领域技术人员所熟知的常规技术手段。
本发明下述实施例和对比例中所使用的基因工程菌pEASY-E1-RP65/BL21和基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21，分别通过发明人公开于2013年6月的博士毕业论文《DCE-01菌株果胶酶基因克隆与表达及多样性研究》(成莉凤.DCE-01菌株果胶酶基因克隆与表达及其多样性研究[D].长沙:中国农业科学院麻类研究所,2013,6)中公开的方法制备得到。
本发明下述实施例和对比例中所使用的IPTG溶液母液配制浓度为20％(0.8mol/L)，-80℃保存备用。使用时冰上解冻，尽量减少反复冻融的次数，以免失效。
下述实施例和对比例中使用的APMSF溶液母液的配制浓度为10mg/mL，DTT溶液母液的配制浓度为1mol/L，分装后-20℃保存；避免反复冻溶，保质期一个月。
实施例1
如图1所示，一种果胶裂解酶PelL的制备方法，包括以下步骤：
从中国农业科学院麻类研究所功能纤维材料开发与利用团队-80℃保存的甘油管吸取1mL基因工程菌pEASY-E1-RP65/BL21菌液，接种至200mL改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)，充分混匀，随后在200r/min和37℃下培养10-12h，即为种子液；其中，上述改良LB发酵培养液的质量比配方为：胰蛋白胨1.0％+酵母提取物0.5％+NaCl 1.0％，余量为水，并用NH3·H2O调pH值为7.5。
将600mL种子液直接接种至盛有30L改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)的50L发酵罐(瑞士比欧，德国)中，不断自动补加氨水(NH3·H2O)，使pH维持至7.0，通气量0.5m3/h，37℃，200r/min培养3-4h，使OD600达到0.5，添加IPTG溶液至终浓度为1.2mmol/L，改为28℃诱导培养20h，即得成熟发酵液。
在4-8℃的条件下，往上述30L成熟发酵液中添加蛋白酶抑制剂APMSF和DTT，同时控制APMSF和DTT的终浓度均为1.0mmol/L，通过0.2μm超滤膜包(赛多利斯，德国)过滤除菌，再先后通过50kD和10kD膜包过滤，收集到10-50kD部分的超滤液3L，即为果胶裂解酶PelL液。
对比例1
一种果胶裂解酶PelL的制备方法，包括以下步骤：
与实施例1类似，从中国农业科学院麻类研究所功能纤维材料开发与利用团队-80℃保存的甘油管吸取1mL基因工程菌pEASY-E1-RP65/BL21菌液，接种至200mL改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)，充分混匀，随后在200r/min和37℃下培养10-12h，即为种子液。具体地，上述改良LB发酵培养液的质量比配方为：胰蛋白胨1.0％+酵母提取物0.5％+NaCl1.0％，余量为水，并用NH3·H2O调pH值为7.5。
将600mL种子液直接接种至盛有30L改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)的50L发酵罐(瑞士比欧，德国)中，不断自动补加氨水(NH3·H2O)，使pH维持至7.0，通气量0.3m3/h，37℃，200r/min培养3-4h，使OD600达到0.3左右，添加IPTG至终浓度为1.0mmol/L，改为25℃诱导培养12-18h，即得成熟发酵液。
在4-8℃条件下，往上述30L成熟发酵液中添加蛋白酶抑制剂APMSF和DTT，同时控制APMSF和DTT的终浓度均为1.0mmol/L，成熟发酵液通过0.2μm超滤膜包(赛多利斯，德国)过滤除菌，再先后通过50kD和10kD膜包过滤，收集到10-50kD部分的超滤液3L，即为果胶裂解酶PelL液。
对比例2
一种果胶裂解酶PelL的制备方法，包括以下步骤：
与实施例1类似，从中国农业科学院麻类研究所功能纤维材料开发与利用团队-80℃保存的甘油管吸取1mL基因工程菌pEASY-E1-RP65/BL21菌液，接种至200mL改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)，充分混匀，随后在200r/min和37℃下培养10-12h，即为种子液。具体地，上述改良LB培养液的质量比配方为：胰蛋白胨1.0％+酵母提取物0.5％+NaCl 1.0％，余量为水，并用NH3·H2O调pH值为7.5。
将600mL种子液直接接种至盛有30L改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)的50L发酵罐(瑞士比欧，德国)中，不断自动补加氨水(NH3·H2O)，使pH维持至7.0，通气量0.35m3/h，37℃，200r/min培养3-4h，使OD600达到0.5左右，添加IPTG至终浓度为1.2mmol/L，改为28℃诱导培养12-18h，即得成熟发酵液。
在4-8℃条件下，往上述30L成熟发酵液中添加蛋白酶抑制剂APMSF和DTT，同时控制APMSF和DTT的终浓度均为1.2mmol/L，成熟发酵液通过0.2μm超滤膜包(赛多利斯，德国)过滤除菌，再先后通过100kD和5kD膜包过滤，收集5-100kD部分的超滤液3L，即为果胶裂解酶PelL液。
分别对实施例1和对比例1-2得到的果胶裂解酶PelL液进行酶活力检测和蛋白质含量检测，具体如下：
发酵液中果胶裂解酶PelL活力检测方法为：
用pH 8.5的0.05mol/L甘氨酸-氢氧化钠缓冲液配置5mg/mL的苎麻果胶溶液；取0.8mL底物预热到50℃，添加0.2mL适当稀释倍数的酶液和3μL 1mol/L的CaCl2溶液，充分混匀，50℃准确反应10min，加9mL 0.01mol/L HCl，充分混匀，取出，冷却至室温；用沸水浴充分灭活的酶液，作相同反应处理的溶液为对照，测定OD235。
酶活力单位定义为：底物每分钟释放出相当于1μmol不饱和半乳糖醛酸酐所需的酶量为1个酶活力单位(以u表示)，235nm波长下消光系数为4600M-1·cm-1。
采用考马斯亮蓝G-250法测定成熟发酵液和果胶裂解酶PelL液中的蛋白质含量。
如下表1所示为本发明实施例1和对比例1-2在不同工艺条件下制备得到的果胶裂解酶PelL的结果对比表。
表1实施例1和对比例1-2制备得到的果胶裂解酶酶PelL的检测结果
Figure BDA0003666490600000101
分析表1的数据可以看出，本发明实施例1中对果胶裂解酶的实际酶活力、纯化倍数和回收率分别显著高于对比例1和2的果胶裂解酶的酶活力、纯化倍数和回收率。
实施例2
如图1所示，一种果胶裂解酶PelX的制备方法，包括以下步骤：
从中国农业科学院麻类研究所功能纤维材料开发与利用团队-80℃保存的甘油管吸取1mL基因工程菌pEASY-E1-5P8/BL21菌液，接种至200mL改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)，充分混匀，随后在200r/min和37℃下培养10-12h，即为种子液；其中，上述改良LB发酵培养液的质量比配方为：胰蛋白胨1.0％+酵母提取物0.5％+NaCl1.0％，余量为水，并用NH3·H2O调pH值为7.5。
将600mL种子液直接接种至盛有30L改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)的50L发酵罐(瑞士比欧，德国)中，不断自动补加氨水(NH3·H2O)，使pH维持至7.0，通气量0.5m3/h，37℃，200r/min培养3-4h，使OD600达到0.5左右，添加IPTG至终浓度为1.2mmol/L，改为22℃诱导培养24h，即得成熟发酵液。
在4-8℃的条件下，往上述30L成熟发酵液中添加蛋白酶抑制剂APMSF和DTT，同时控制APMSF和DTT的终浓度均为1.0mmol/L，通过0.2μm超滤膜包(赛多利斯，德国)过滤除菌，再先后通过100kD和50kD膜包过滤，收集到50-100kD部分的超滤液3L，即为果胶裂解酶PelX液。
对比例3
一种果胶裂解酶的制备方法，包括以下步骤：
与实施例2类似，从中国农业科学院麻类研究所功能纤维材料开发与利用团队-80℃保存的甘油管吸取1mL基因工程菌pEASY-E1-5P8/BL21菌液，接种至200mL改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)，充分混匀，随后在200r/min和37℃下培养10-12h，即为种子液；其中，上述改良LB发酵培养液的质量比配方为：胰蛋白胨1.0％+酵母提取物0.5％+NaCl1.0％，余量为水，并用NH3·H2O调pH值为7.5。
将600mL种子液直接接种至盛有30L改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)的50L发酵罐(瑞士比欧，德国)中，不断自动补加氨水(NH3·H2O)，使pH维持至7.0，通气量0.30m3/h，37℃，200r/min培养3-4h，使OD600达到0.3左右，添加IPTG至终浓度为1.0mmol/L，改为28℃诱导培养12-18h，即得成熟发酵液。
在4-8℃条件下，往上述30L成熟发酵液中添加蛋白酶抑制剂APMSF和DTT，同时控制APMSF和DTT的终浓度均为1.0mmol/L，成熟发酵液通过0.2μm超滤膜包(赛多利斯，德国)过滤除菌，再先后通过100kD和50kD膜包过滤，收集到50-100kD部分的超滤液3L，即为果胶裂解酶PelX液。
对比例4
一种果胶裂解酶PelX的制备方法，包括以下步骤：
与实施例2类似，从中国农业科学院麻类研究所功能纤维材料开发与利用团队-80℃保存的甘油管吸取1mL基因工程菌pEASY-E1-5P8/BL21菌液，接种至200mL改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)，充分混匀，随后在200r/min和37℃下培养10-12h，即为种子液。具体地，上述改良LB培养液的质量比配方为：胰蛋白胨1.0％+酵母提取物0.5％+NaCl 1.0％，余量为水，并用NH3·H2O调pH值为7.5。
将600mL种子液直接接种至盛有30L改良LB发酵培养液(含Amp 120μg/mL)的50L发酵罐(瑞士比欧，德国)中，不断自动补加氨水(NH3·H2O)，使pH维持至7.0，通气量0.35m3/h，37℃，200r/min培养3-4h，使OD600达到0.5左右，添加IPTG至终浓度为1.2mmol/L，改为22℃诱导培养22-24h，即得成熟发酵液。
在4-8℃条件下，往上述30L成熟发酵液中添加蛋白酶抑制剂APMSF和DTT，同时控制APMSF和DTT的终浓度均为1.2mmol/L，成熟发酵液通过0.2μm超滤膜包(赛多利斯，德国)过滤除菌，再先后通过100kD和10kD膜包过滤，收集10-100kD部分的超滤液3L，即为果胶裂解酶PelX液。
对实施例2和对比例3-4得到的果胶裂解酶进行酶活力和蛋白质含量测试，测试方法与实施例1相同，测试结果如表2所示。
如下表2所示为本发明实施例2和对比例3-4在不同工艺条件下制备得到的果胶裂解酶PelX的酶活力和蛋白质含量测试结果。
表2实施例2和对比例3-4制备得到的果胶裂解酶的测试结果
Figure BDA0003666490600000131
分析表2的数据可以看出，本发明实施例2得到的对果胶裂解酶的实际酶活力、纯化倍数和回收率均明显高于对比例3和4得到的果胶裂解酶的实际酶活力、纯化倍数和回收率。
实施例3
将实施例1得到的果胶裂解酶与木聚糖酶、甘露聚糖酶和漆酶按体积比为3:3:2:1进行混合，制成混合酶制剂，所得混合酶制剂中，果胶酶PelL活力2500-3500u/mL，木聚糖酶活力1000-1500u/mL，甘露聚糖酶活力1000-1300u/mL，漆酶活力2000-3500u/mL；添加2.5-3L混合酶液到60L自来水中，充分混匀，用稀碱调pH至8.0-8.5；把6-8kg经过机械碾压处理的苎麻韧皮原料接种到酶液，50℃条件下酶解2-3h。
果胶酶PelL活力的检测方法为：
用pH 8.5的0.05mol/L甘氨酸-氢氧化钠缓冲液配置5mg/mL的苎麻果胶溶液；取0.8mL底物预热到50℃，添加0.2mL适当稀释倍数的酶液和3μL 1mol/L的CaCl2溶液，充分混匀，50℃准确反应10min，加9mL 0.01mol/L HCl，充分混匀，取出，冷却至室温；用沸水浴充分灭活的酶液，作相同反应处理的溶液为对照，测定OD235，换算果胶酶PelL活力。
采用工业小型离心机对酶解体系进行固液分离，收集酶液，低温保存供后续重复利用；收集苎麻韧皮纤维进行酶灭活处理(90℃，5min)，再用高压水枪冲洗纤维表面的残胶，脱水，低温(不高于60℃)烘干，给油后即得纯净的草本纤维。
计算苎麻纤维的得率：
设苎麻原料质量为mp，苎麻精干麻质量为mo，精干麻得率(w)的计算公式为：w＝mo/mp×100％。
经检测，本实施例中，精干麻得率为：60-67％，得到的纤维相关性能检测结果如表3。
实施例4
本实施例所用的方法与实施例3的方法相同，区别在于，使用的果胶裂解酶为实施例2得到的果胶裂解酶，且果胶裂解酶、木聚糖酶、甘露聚糖酶和漆酶的体积比为3.5:3:1:1。
经检测，本实施例得到的精干麻得率为65-68％，得到的纤维相关性能检测结果如表3。
表3实施例3-4和化学法制备得到的精干麻纤维的力学性能比较
Figure BDA0003666490600000151
由表3可知，使用本发明的方法得到生物酶用于制备天然纤维，得到的精干麻的断裂强力、断裂功和初始模量都显著高于化学脱胶得到的精干麻。本发明的生物酶脱胶纤维强力高的原因一方面可能是原麻不经过预酸处理和化学试剂煮练，对纤维损伤较少，并且处理条件温和，最大限度地保留了纤维的原有性能；另一方面是采用的工程菌经本发明的方法分泌得到的果胶裂解酶含有的外源酶少，且无纤维素酶，避免了对天然纤维的损伤。
以上所述实施例的各技术特征可以进行任意的组合，为使描述简洁，未对上述实施例中的各个技术特征所有可能的组合都进行描述，然而，只要这些技术特征的组合不存在矛盾，都应当认为是本说明书记载的范围。
以上所述实施例仅表达了本发明的几种实施方式，其描述较为具体和详细，但并不能因此而理解为对发明专利范围的限制。应当指出的是，对于本领域的普通技术人员来说，在不脱离本发明构思的前提下，还可以做出若干变形和改进，这些都属于本发明的保护范围。因此，本发明专利的保护范围应以所附权利要求为准。

Claims (10)

1.一种果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用，其特征在于，所述果胶裂解酶的制备方法包括以下步骤：
将基因工程菌接种至含Amp120～150μg/mL的改良LB发酵培养液中扩培发酵，随后添加IPTG诱导产果胶裂解酶，获得成熟发酵液后添加蛋白酶抑制剂，超滤收集酶液，即得；
其中，所述改良LB发酵培养液的质量比配方为：胰蛋白胨0.7～1.0％+酵母提取物0.4～0.6％+NaCl 0.5～1.0％，余量为水；
所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-RP65/BL21或基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21；
当所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-RP65/BL21时，收集分子量为10～50kD的酶液；当所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21时，收集分子量为50～100kD的酶液。
2.根据权利要求1所述的果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用，其特征在于，包括以下步骤：向所述果胶裂解酶中加入木聚糖酶、甘露聚糖酶和漆酶，制成混合酶制剂，所述混合酶制剂中，所述果胶裂解酶、木聚糖酶、甘露聚糖酶和漆酶的体积比为3～4.5：2～3：1～2：1；所述果胶裂解酶活力≥2000u/mL，木聚糖酶活力≥1000u/mL，甘露聚糖酶活力≥1000u/mL，漆酶活力≥2000u/mL；
将所述混合酶制剂按3-8％添加到草本纤维提取溶液体系中，在40～60℃和pH为7.5～9.0条件下酶解，得到天然纤维。
3.根据权利要求1或2所述的果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用，其特征在于，所述IPTG的添加时间为扩培发酵至OD600为0.4～0.6；和/或，所述IPTG的添加量为控制其终浓度为1.0～1.2mmol/L。
4.根据权利要求1或2所述的果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用，其特征在于，所述蛋白酶抑制剂的添加时间为：添加所述IPTG后，在25～28℃下诱导培养20～22h，获得成熟发酵液。
5.根据权利要求1或2所述的果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用，其特征在于，蛋白酶抑制剂为APMSF和DTT的混合物，所述APMSF和DTT的添加量为控制其终浓度分别为0.8～1mmol/L。
6.根据权利要求1或2所述的果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用，其特征在于，所述扩培发酵的方法为：按体积比为2～5：100的比例将所述基因工程菌的种子液与所述改良LB发酵培养液置于密封发酵罐中，控制罐装量为发酵罐溶剂的40～60％，同时通过添加NH3·H2O控制pH值为7.0～7.5，调节所述发酵罐温度为37℃，搅拌速度为220r/min，对应于每升种子液的通气量为0.4～0.6m3/h。
7.根据权利要求1或2所述的果胶裂解酶在制备优良性能天然纤维的应用，其特征在于，在用于扩培发酵前，所述改良LB发酵培养液用NH3·H2O调节pH值为7.5，并在121℃下灭菌30min，冷却后添加无菌氨苄青霉素至终浓度为12～150μg/mL。
8.权利要求1-7任一项所述的应用方法得到的天然纤维。
9.一种果胶裂解酶的制备方法，其特征在于，包括以下步骤：
将基因工程菌接种至含Amp120～150μg/mL的改良LB发酵培养液中扩培发酵，添加IPTG诱导产果胶裂解酶，获得成熟发酵液后添加蛋白酶抑制剂，超滤收集酶液，即得；
其中，所述改良LB发酵培养液的质量比配方为：胰蛋白胨0.7～1.0％+酵母提取物0.4～0.6％+NaCl0.5～1.0％，余量为水；
所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-RP65/BL21或基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21；
当所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-RP65/BL21时，收集分子量为10～50kD的酶液；当所述基因工程菌为基因工程菌株pEASY-E1-5P8/BL21时，收集分子量为50～100kD的酶液，得到所述果胶裂解酶。
10.权利要求9所述的果胶裂解酶的制备方法制成的果胶裂解酶。
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