CN101868535A - 肾源干细胞繁殖、鉴别及用途 - Google Patents

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Abstract

新颖的源自肾脏的细胞群被描述，该细胞群表面共表达CD133和CD24标记；所述细胞具有干细胞能力可以进行成管、成脂、成骨和神经源性分化。

Description

肾源干细胞繁殖、鉴别及用途
技术领域：
本发明涉及干细胞及其用途。
背景技术：
已知许多成人组织含有多能干细胞，这些干细胞涉及维持组织完整性以及修复过程。
损伤后再生肾脏组织的能力使得肾脏干细胞的可用性对于保护和治疗任何类型的肾损伤的前景而言非常重要。事实上，急性和慢性肾病已经成为公众健康危机，这是因为其流行病学相关性以及替代疗法(例如透析和移植)的高费用。
发明内容：
本发明使得在其表面上共表达CD133和CD24标记的肾脏干细胞可用。
附图说明：
图1显示在成人肾脏肾小囊(即鲍曼氏囊)中CD24和CD133干细胞标记的共表达以及识别细胞亚群。
图2涉及分离和表征CD24+CD133+细胞。
图3显示CD24+CD133+细胞增殖能力与CD24-CD133-细胞的对比。
图4显示源自肾小囊的CD24+CD133+细胞所得克隆分化为小管上皮细胞。
图5显示源自肾小囊CD24+CD133+细胞所得克隆分化为成骨细胞和脂肪细胞。
图6显示源自肾小囊的CD24+CD133+细胞所得克隆的神经元表型和功能特性。
图7显示注入急性肾衰竭(ARF)的严重联合免疫缺陷(SCID)鼠的人类肾脏CD24+CD133+细胞以及不同类型管状细胞世代。
图8显示CD24+CD133+细胞保护甘油处理的鼠的肾脏结构和功能退化。
具体实施方案：
本发明通过多能肾脏干细胞克服前述问题。
事实上，令人惊讶地发现可以在其表面共表达CD133和CD24标记(CD24+CD133+)的肾脏细胞拥有干细胞能力。
鉴别和分离肾脏干细胞。
20个正常人肾脏已经通过使用抗-CD24和抗-CD133单克隆抗体的共聚焦显微镜检查过。CD24(肾脏胚祖细胞标记)被发现选择性地表达在肾小囊壁层上皮细胞上和小管上皮细胞亚群内。抗-CD133单克隆抗体(选择性识别源自各种人类组织的干细胞)检测肾小囊细胞亚群和少量小管结构(图1)。CD24和CD133的双重免疫荧光显示两个标记识别的肾小囊细胞亚群主要位于肾小球的尿极并且经常延伸到最接近尿极的小管部分(图1)。同样的细胞也被抗-CD106单克隆抗体所标记。总的说，这些结果意味着在成人肾脏中在肾小囊上皮水平的细胞群和少量小管上皮细胞存在，在其中不同的干细胞标记被共表达，如图1所示，各图详述如下：
a)双重免疫荧光着色，显示CD24(红)和CD133(绿)在源自成人的肾小囊细胞中的表达。两个叠加的着色图案(黄)显示CD24和CD133共表达在位于尿极的细胞亚群(标尺(Bar)50μm)。To-pro-3染色剂复染细胞核(蓝)。
b)双重免疫荧光着色，在更高的放大率下发现，显示CD24(红)和CD133(绿)在肾小囊细胞中表达。两个着色图案的叠加显示CD24和CD133共定位在细胞质中以及面对肾小球(G)的细胞膜上，而只有CD24表达在基底膜(黄色，Bar10μm)。To-pro-3染色剂复染细胞核(蓝)。
c)用两种不同抗-CD133单克隆抗体检测CD133。抗体293C3(红)和抗体AC133(绿)着色同一肾小囊中的细胞亚群。显示所有着色图案的叠加图像显示同一细胞的共染色(黄，Bar50μm)。To-pro-3染色剂复染细胞核(蓝)。
d)在肾小球层级检测CD24(红)、CD133(绿)和CD29(蓝)。CD29着色使得识别入球微动脉(AA)。叠加的图像显示CD24和CD133选择性共表达在位于血管极对侧的细胞亚群(黄，Bar50μm)。
e)三重免疫荧光着色，在更高放大率下发现，显示CD24(红)、CD133(绿)和CD106(蓝)在囊细胞的表达。叠加图像显示CD24和CD133(黄)在细胞质中以及在面对肾小球(G)的细胞膜上共定位，而CD24和CD106(紫色)共表达在基底膜上。CD24、CD133和CD106共表达的可见区域被染成白色(Bar10μm)。
CD24+CD133+细胞然后被分离以便评估它们的形态和功能特征。为了这个目的，肾脏组织的皮质部分从髓质部分分离出并被压碎。通过使用不同孔目筛网的标准分离工艺分离肾小球。为避免破坏肾小囊CD24+CD133+细胞，肾小球悬浊液没有被消化而是直接在塑料盘中培养，所述塑料盘中含有添加有20％胎牛血清(FBS)的微血管上皮细胞培养基(EGM-MV)。来自培养的肾小球的细胞被检查其形成类似神经干细胞的细胞聚集的能力，它们的干细胞显型由共聚焦显微镜评估并用流式细胞仪分析，如图2所示，下面对各图进行详细描述：
a)左侧第一个图显示增殖细胞，这些细胞来自培养的肾小球小囊(x40)。随后的图像是通过激光共焦显微镜而得，其显示增殖细胞群表达CD24(绿)。To-pro-3染色剂复染细胞核(蓝)。叠加图像显示增殖细胞表达大量CD24(Bar100μm)。
a)双重免疫荧光着色检测CD24(红)和CD133(绿)表达，显示两个标记在源自增殖肾小球细胞的群体中的选择性共定位。To-pro-3染色剂复染细胞核(蓝)。叠加的图像强烈地显示CD24和CD133在同一细胞中着色(黄，Bar100μm)。
c)原代培养的肾小囊细胞表现为同质群，其包括100％表达CD24、CD133、CD106、CD105和CD44的细胞，并且对CD31和CD34内皮细胞标记测试成阴性。流式细胞仪分析也被显示出来。
d)源自CD24+CD133+肾小囊细胞的原代培养没有表达肾系标记，例如CD35或EMA-1，如在头两个图中流式细胞仪分析所示。通过共聚焦显微镜显示同一细胞没有表达THG(第三个图)和LTA(第四个图)(Bar100μm).阴性组织化学着色碱性磷酸酶(最后一个图)。所表现的培养被显示。
e)通过“实时定量RT-PCR”测量在培养的内皮细胞、肾脏小管上皮细胞、系膜细胞、足细胞和平滑肌细胞、CD24+CD133+细胞和人胚肾细胞(HEK)中Oct-4mRNA的水平。结果表达为5个不同捐赠者的原代培养的三次测量平均±SD。
e)通过“实时定量RT-PCR”测量在培养的内皮细胞、肾脏小管上皮细胞、系膜细胞、足细胞、平滑肌细胞，CD24+CD133+细胞和HEK细胞中BmI-1mRNA水平。结果表达为5个不同捐赠者的原代培养的三次测量平均±SD。
被分离细胞表达CD24和CD133而不表达造血(CD34，CD45)、内皮(CD31，CD34)，足细胞或小管上皮(EMA-1，荆豆凝集素，双花扁豆凝集素(DBA)、碱性磷酸酶)标记(图2)。
为了更好定义分离出来的干细胞特性，Oct-4(一种典型胚干细胞标记)的表达与BmI-1(另一种转录因子，其对于维持干细胞的自我更新能力以及防止细胞老化是决定性的)的表达被一起评估，因此证实CD24+CD133+细胞的干细胞本性(图2)。这也是第一次描述培养的表达干细胞转录因子Oct-4和BmI-1的肾源细胞。
为了评估是否CD24+CD133+细胞也具有干细胞的功能特性，所述培养的细胞也被羧基荧光素乙酰乙酸(CFDA-SE)标记，并涂在有20％FBS的EGM-MV中。增殖数据显示所述细胞与不共表达CD133和CD24标记的其它肾脏细胞相比具有明显高的增殖能力。
事实上，CD24-CD133-细胞(即，不表达CD133和CD24)是从成人肾脏皮质组织制得的，所述组织通过酶法(例如胶原酶)消化以降解结缔组织，然后通过免疫方法(特别是免疫磁分法)进行分离的。这些细胞然后被涂在相同基质上，粘附后，由流式细胞仪分析评估。CD24+CD133+细胞与CD24-CD133-细胞以1:1比例涂在同一培养皿的不同培养基上，经过10天培养后，CD24+CD133+和CD24-CD133-细胞比例变为大约9:1(图3)。为了进一步证实培养的CD24+CD133+细胞具有干细胞功能特性，所述来自培养的肾小球的细胞被分离，单细胞在涂覆有纤维连接蛋白的多孔板中通过有限稀释法克隆。由免疫磁分法分离并在涂覆有纤维连接蛋白的多孔板中通过有限稀释法克隆的CD24-CD133-细胞被用作对照；只有含有单个细胞的孔被评估。克隆潜能为41.3±14％(源自培养的肾小球的CD24+CD133+细胞)以及2.1±1.9(CD24-CD133-细胞)。同样注意到极少量源自CD24-CD133-细胞克隆是因为小区域污染CD24+CD133+细胞。
为了评估培养的CD24+CD133+细胞分化不同类型细胞的能力，源自不同供体的单个CD24+CD133+细胞克隆被培养，培养的条件为有利于成管、成脂、成骨和神经源性分化。
成管分化是通过在商用肾脏商品细胞培养基(REBM)中孵育CD24+CD133+细胞30天得到的，所述的培养基中含有SingleQuotes(商品名)(氢化可的松、人表皮生长因子(hEGF)、FBS、肾上腺素、胰岛素、三碘甲状腺原氨酸、运铁蛋白和庆大霉素/两性霉素-B)(Cambrex Bio Science公司出品)，以及50ng/ml肝细胞生长因子(HGF)(Peprotech，Rocky Hill，NJ公司出品)。
CD24+CD133+细胞克隆的成骨、成脂和神经源性分化是通过如前述所诱导。对于成骨诱导，PEC CD24+CD133+细胞被培养在α-MEM基质中，该基质中添加有10％马血清、100nM地塞米松、50μM抗坏血酸和2mM双β-甘油磷酸盐(所有这些试剂由Sigma-Aldrich公司出品)。培养基在3周时间内每周更换2次。对于成脂分化，CD24+CD133+细胞在高糖DMEM中孵育(Invitrogen，Carlsbad，CA，USA出品)，其添加有10％双FBS、1μM双地塞米松、0.5μM1-甲基-3-异丁基黄嘌呤(IBMX)、10μg/ml胰岛素和100μM吲哚美辛(所有试剂由Sigma-Aldrich公司出品)。72小时后，基质被换为DMEM高糖(添加有10％FBS、10μg/ml胰岛素)，24小时。这些处理被重复3次。细胞然后保持在添加有10％FBS和10μg/ml胰岛素的高糖DMEM中再一个星期。对于神经源性分化，CD24+CD133+细胞被涂在高糖DMEM(含10％FBS)。24小时后，培养基由DMEM高糖(添加有10％FBS、B27(Invitrogen公司出品)、10ng/ml双EGF(Peprotech公司出品)和20ng/ml bFGF(Peprotech公司出品))替换。5天后，细胞被清洗并在DMEM(添加有5μg/ml胰岛素、200μM吲哚美辛和0.5mM IBMX，无FBS)中孵育5小时。以已经描述过的方法进行茜素红、油红O或碱性磷酸酶着色[参见Romagnani P.等：CD14+CD34low cells with stem cell phenotypic andfunctional features are the major source of circulating endothelial progenitors.Circ Res97：314-322，2005；Boquest AC等.：Isolation and transcriptionprofiling of purified uncultured human stromal stem cells：alteration of geneexpression after in vitro cell culture.Mol Biol Cell16：1131-1141，2005；Pittenger MF等：Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells.Science284：143-147，1999]。
成管分化的被证实是基于完全分化的肾脏小管内皮细胞的标记特征的采集的评估，例如碱性磷酸酶、氨基肽酶A(由近端小管内皮细胞主要表达)，噻嗪类-敏感的Na-Cl协同转运子(由远端小管内皮细胞主要表达)，EMA-1，荆豆凝集素、双花扁豆凝集素和水孔蛋白1、3)。这些标记由共聚焦显微镜检测，流式细胞仪分析，mRNA由定量RT-PCR确定(图4)。
结果显示在图4，下面对各个图进行详细描述：
a)典型的碱性磷酸酶组织化学着色的CD24+CD133+细胞显微照片，在利于成管分化的培养基中孵育之前(第0日)和之后(第30日)。原始放大率分别为：x65，x80和x320。
b)LTA着色，在利于成管分化培养基中孵育之前(第0日)和之后(第30日)，共聚焦显微镜评估(绿)。To-pro-3蓝复染细胞核(Bar100μm)。
c)THG表达，在利于成管分化培养基中孵育之前(第0日)和之后(第30日)，共聚焦显微镜评估(绿)。To-pro-3蓝复染细胞核(Bar100μm)。
d)LTA(绿)和THG(红)双重着色，显示同一共表达不同小管片段标记的细胞的克隆上的共存在(叠加图像，黄)，以及表达近端或远端小管标记的细胞(Bar100μm)。
e)RT-PCR测量在利于成管分化培养基中30天后小管标记的mRNA增长水平，该水平是与相同细胞分化前的值相比的。柱图显示分化后所得50个克隆的平均±SD值。
f)左：显微图像显示共焦荧光染色图。图像记录在488nm激励波长，添加血管紧张素II(1μM)之前和之后(Bar20μm)。右：每10个不同被检克隆中5个单独细胞中荧光染色密度变化时间动力学图。
成脂分化的证实是通过评估所得表征细胞形态学以及油红O液泡阳性着色。另外，定量RT-PCR显示脂连素mRNA水平的急剧升高(图5)。细胞克隆形成碱性磷酸酶阳性克隆的能力来评估成骨分化；在分化期，这些克隆进入矿化结节，如茜素红着色所示，检查到细胞钙富集沉淀。成骨被进一步通过分析Runx2mRNA表达证实。成脂和成骨分化结果显示在图5，下面对各图进行详细描述：
a)左：表示茜素和碱性磷酸酶组织化学着色显微照片，在利于成骨分化的培养基中孵育CD24+CD133+细胞(x100)之前(第0日)和之后(day21)。右:测量Runx2mRNA水平，在同一培养基中孵育之前(第0日)和之后(第21天)。柱图显示所得50个不同克隆的平均±SD。
b)左：油红O组织化学着色显微照片，在利于成脂分化的培养基中孵育CD24+CD133+细胞(x200)之前(第0日)和之后(第21天)。插入：少量分化的细胞在更高放大率(x320)下检测。右：测量脂连素mRNA水平，在同样培养基中孵育的第0日和第21天。柱图显示所得50个不同克隆的平均±SD。
神经源性分化的证实是基于采集的tau蛋白、微管相关蛋白(MAP-2)、神经元特异性烯醇化酶、巢蛋白、胆固醇-酰基转运酶、β-微管蛋白III和神经丝蛋白200等神经元类形态学和高表达(在mRNA和蛋白质水平)。另外，电生理学研究使得可以证实所得神经元细胞显示的电位依赖于钙和钠通道有完整神经类特征，如图6所示，下面详述各图：
a)在利于神经源性分化的培养基中孵育CD24+CD133+细胞前没有NF200，NFM，ChAT和MAP-2神经元标记，由共聚焦显微镜所评估，To-pro-3复染细胞核(Bar100μm)。典型实验被显示。
b)在同样培养基下细胞质分化后强烈表达NF200、NFM、ChAT和MAP-2神经元标记(绿)。To-pro-3复染细胞核(Bar100μm)。典型实验被显示。
c)更高放大率的典型实验显示采集的典型神经形态学，以及ChAT着色(绿)在利于神经源性分化的条件下孵育CD24+CD133+细胞(Bar100μm)。
d)“实时定量RT-PCR”测量与同样细胞在神经源性分化前相比在利用神经源性分化条件下孵育细胞后神经元标记mRNA水平增加的区别。柱图显示50个不同克隆的平均±SD。
e-h)源自CD24+CD133+细胞的神经元中Ca2+和Na+电流。
记录在电势为-90mV脉冲为1-s的电流被施用在-80-50mV范围(10-mV增加)。数据在不同的取样时间(在测试开始的100ms为50μs，在剩余时间为1ms)获得以检测L型Ca2+电流ICa快速和慢速现象和时间动力学；为了清楚，只有记录在-60，-40，-20，0，20，30和40mV的电流跟踪被显示。f为ICa-V曲线，其被确定在电流峰值(n＝26)。g为Na+电流INa时间动力学；只有记录在-60，-40，-30，-20，-10，0，20和30mV的电流跟踪被显示；红线显示INa在0mV以及存在TTX(1μM)时被诱导。h为INa-V曲线，其被确定在电流峰值(n＝26)。f，h数值叠加的连续线表示活化函数：Ia(V)＝Gmax(V-Vrev)/{1+exp[(Va-V)/ka]}，其中Gmax是最大电导系数，Vrev是电势的表观倒置(apparent inversion)，Va是使得电导系数升高到最大值一半的电势，ka是斜率因子。i为在-90mV电势下引起的INa失活；只有没有预脉冲(-90mV)以及有-70，-60，-30，-40e-30mV预脉冲的跟踪被显示。j为规格化的INa失活曲线，数值叠加的连续线表示失活函数：Ih(V)＝1/{1+exp[-(Vh-V)/kh]}，其中Vh是触发一半最大电流值的电势，kh是失活斜率因子。作为对比，这个曲线位于激活曲线右侧。
根据本发明，CD24+CD133+细胞也通过免疫磁分法从胶原酶消化的肾脏组织中提纯分离出来，同样分离出CD24-CD133-细胞。
在这个情况下，所要的细胞通过提纯前述所得细胞悬浊液得到，先CD133然后CD24或者反过来。这样可以事实上得到所有CD24+CD133+细胞。这样所得的群体是混合有肾小囊细胞群和源自少量表达CD133和CD24的肾脏小管上皮细胞的细胞。总体，CD24+CD133+细胞群为大约全部肾脏细胞的0.5-9％，因个体而不同。所有上述实验也重复于上述免疫磁选法分离所得的CD24+CD133+群，并证实肾脏含有具有再生和放大能力成人干细胞群，其表征在于共表达CD133和CD24标记，其大部分来自肾小囊尿极的极少部分来自于肾脏小管上皮细胞。
另外，本发明还涉及治疗用途的组合物，其含有如上述的具有共表达CD133+和CD24+标记的能力并具有成管、成脂、成骨和神经源性再生能力的肾脏干细胞。
另外，本发明涉及上述细胞用于制备用于修复肾脏损伤的组合物的用途。
急性肾小管坏死的SCID鼠模型被用于测试本申请所鉴别的分离自成人肾脏的干细胞，其可以再生受损肾脏组织。这个模型肌肉注射高渗甘油，这导致大规模肌溶解和溶血，结果为严重小管损伤和急性肾脏衰竭。小管损伤的峰值出现在注射后第三天，然后10天后自然恢复。损伤区域评估是通过苏木精/伊红着色，显示广泛的小管上皮细胞坏疽，形成透明小管柱，从近端管小管上皮细胞失去细胞边缘刷和扁平化。
在第三和第四天，经由相同程序，一组8个鼠在尾部静脉注射1.5x106CD24+CD133+细胞，而另一组8个鼠被注射生理盐水，第三组8个鼠注射1.5x106CD24-CD133-肾脏细胞。CD24+CD133+干细胞在受损肾小管中的整合通过使用标记有荧光染料PKH26(红)并同时分别用LTA和双花扁豆素标记小管近端和远端来证实。另外，干细胞群在小管结构中整合通过免疫组织化学方法证实，该方法使用对人细胞特效的HLA-I抗原以及角蛋白作为常规上皮细胞标记。最后，用于Y染色体的荧光原位杂交(FISH)方法被用来检测注射在雌性SCID鼠中的源自男性人类供体的肾脏细胞。三种方法结果显示CD24+CD133+细胞质肾小管被注射的SCID鼠的肾小管中选择性整合。而在注射生理盐水或CD24-CD133-人肾脏细胞的鼠中没有融合，如图7所示，下面对各图进行详述：
a)经典显微镜显示，由苏木精/伊红(左)鬼笔环肽(绿，右)染色的正常鼠肾脏组织(Bar50μm)。
b)小管坏疽在肌肉注射甘油后被观测到，通过苏木精和伊红(左)或鬼笔环肽(右)着色，后者显示上皮细胞失去边缘刷和扁平化(绿，Bar50μm)。
c)显微照片显示注射有人CD24-CD133-肾脏细胞的急性肾衰竭的SCID鼠肾脏片段；通过共聚焦显微镜(Bar20μm)，LTA着色显示没有红色染色细胞。
d)显示注射CD24+CD133+细胞(PKH26-标记(红)处理过，LTA(绿)染色)的急性肾衰竭鼠肾脏片段，共聚焦显微镜显示。小箭头指示存在许多红色细胞。大箭头显示近端小管(Bar20μm).
e)更大放大率的肾片段在d)显示近端小管结构再生(Bar20μm)。
f)更大放大率的另一肾脏片段，其获得于急性肾衰竭SCID鼠，注射有PEC CD24+CD133+细胞(PKH26-标记(红)处理过，且DBA染色在两个小管结构的基底面(绿))，显示小管结构再生(箭头)。另一小管结构由PKH26染色，但是没有采集管标记DBA，可见(Bar20μm)。
g)双重免疫组织化学着色角蛋白(蓝)和人I型HLA抗原(红)在甘油诱导急性肾衰竭SCID鼠的肾脏中。左：注射CD24-CD133-细胞的鼠的肾片段的小管中缺乏红色信号；中间和右侧：在角蛋白中人I型HLA抗体阳性细胞着色(红，箭头)从注射PEC CD24+CD133+细胞后的急性肾衰竭SCID鼠中显示小管(蓝)。
h)FISH技术检测Y染色体，注射生理盐水的对照鼠(左侧)和注射源自男性人肾脏的CD24+CD133+细胞的雌性鼠肾脏(红，中间和右侧)(Bar20μm)。
在肾脏中鉴别这个群体，并证实他们的修复能力，具有重要的意义对于再生医疗，以治疗肾病。
最后，CD24+CD133+多能肾脏干细胞群岛体内修复能力以及随之而来的恢复肾脏功能已经通过两个不同的实验方法证实。事实上，注射甘油后在CD24+CD133+细胞处理的以及注射生理盐水的鼠中多次测量到氮血症。对比注射生理盐水的鼠和CD24+CD133+细胞处理的鼠，显示出，注射甘油14天后，明显低的氮血症值，这个值被充分对比于诱导肾损伤前同一鼠所测量到的值。此外，纤维化区域通过“α-SMA”着色来评估(同一鼠注射甘油14后)。与注射生理盐水的鼠群相比，注射CD24+CD133+细胞的鼠群显示明显低的纤维化区域，如图8所示，各图详述如下：
a.血氮水平(BUN)在不同的时间间隔下对接受生理盐水(红线)和CD24+CD133+细胞(黑线)的甘油处理鼠进行测量。柱图表示平均±SD值，对于每个时间点n＝8；总共80个鼠.*p<0.01且**p<0.001与甘油+生理盐水以相同次数相比。
b.在第14天比较健康鼠(白)、生理盐水处理鼠(浅灰)和CD24+CD133+细胞处理鼠(深灰)的血氮水平(BUN)。
c.显微照片：生理盐水处理鼠肾脏，α-SMA染色(绿)。细胞核由To-pro-3染色(Bar100μm)。
d.显微照片，CD24+CD133+细胞处理鼠肾脏，α-SMA染色(绿)。细胞核由To-pro-3染色(Bar100μm)。

Claims (13)

1.肾脏干细胞，其特征在于其共表达CD133和CD24标记。
2.如权利要求1所述的细胞，其中所述标记是CD133+和CD24+。
3.如权利要求1和2所述的肾脏细胞源自肾小囊。
4.如权利要求1和2所述的肾脏细胞源自肾小囊尿极。
5.如权利要求1和2所述的肾脏细胞源自紧邻肾小囊的肾小管部分。
6.组合物，其包括权利要求1-5所述的肾脏干细胞。
7.分离如权利要求1-5所述的肾脏细胞的工艺，其中：
-肾脏肾小球通过使用不同渗透性的筛网的标准分离技术被分离出来；
-所得肾小球悬浊液被直接培养在塑料盘中，所述塑料盘中含添加有20％胎牛血清的微血管上皮细胞培养基；
-源自培养的肾小球并表达CD133和CD24标记的细胞被分离。
8.分离如权利要求1-5所述的细胞的工艺，通过使用CD133和CD24标记经免疫磁选法从胶原酶消化的整个肾脏组织中分离出来。
9.如权利要求1-5所述干细胞群在制备用于修复肾脏损伤的组合物中的用途。
10.如权利要求9所述的用途，其中所述细胞具有成管再生能力。
11.如权利要求9所述的用途，其中所述细胞具有成脂再生能力。
12.如权利要求9所述的用途，其中所述细胞具有成骨再生能力。
13.如权利要求9所述的用途，其中所述细胞具有神经源性再生能力。
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