CA2384865A1 - Nouveau modele animal de la maladie d'alzheimer presentant a la fois des plaques amyloides et des dysfonctionnements mitochondriaux - Google Patents

Abstract

La présente invention concerne le domaine des modèles animaux transgéniques et plus particulièrement, les modèles animaux de la maladie d'Alzheimer. L'invention se rapporte à un nouveau modèle animal de la maladie d'Alzheimer présentant à la fois des plaques amyloïdes et des dysfonctionnements mitochondriaux.

Description

NOUVEAU MODELE ANIMAL DE LA MALADIE D'ALZHEIMER
PRESENTANT A LA FOIS DES PLAQUES AMYLOIDES ET DES
DYSFONCTIONNEMENTS MITOCHONDRIAUX
La présente invention concerne le domaine des modèles animaux transgéniques et S plus particulièrement, les modèles animaux de la maladie d'Alzheimer.
L'invention se rapporte à un nouveau modèle animal de la maladie d'Alzheimer présentant à la fois des plaques amyloïdes et des dysfonctionnements mitochondriaux.
La maladie d'Azheimer (AD) est une maladie neurodégénérative progressive qui affecte une large proportion de la population âgée. Cette maladie est caractérisée sur le plan clinique par une perte de la mémoire et un déclin des fonctions cognitives, sur le plan neuropathologique par la présence dans le cerveau de dépôts neurofibrillaires intracellulaires et de dépôts extracellulaires du peptide (3-amyloïde (A-~3) formant les plaques amyloïdes (tanker et al., 1996). A ces signes s'ajoutent un nombre important d'autres changements anormaux incluant une altération des systèmes immunitaires et inflammatoires ainsi qu'une altération de la fonction mitochondriale pouvant conduire à une augmentation du stress oxydatif, une activation des mécanismes de l'apoptose et de manière ultime à la mort cellulaire.
Les plaques amyloïdes sont majoritairement composées des peptides A-(3 à 40 ou résidus qui sont générés lors du processus protéolytique de la protéine précurseur du peptide (3-amyloïde (APP). Les dépôts extracellulaires de A-(3 sont très spécifiques de fAD et des désordres associés. Ils représentent la caractéristique précoce et invariable de toutes les formes de fAD, incluant les formes familiales (FAD). Les FAD
apparaissent de manière relativement précoce (entre 40 et 60 ans) et sont dûes à des mutations dans le gène de l'APP dans 5 % des cas de FAD (19 familles) avec six mutations faux-sens simples ou doubles; dans le gène de la préséniline 1 (PS 1 ) dans 50 à 70 % des cas de FAD (> à 50 familles) avec plus de 40 mutations différentes identifiées jusqu'à présent; et dans le gène de la préséniline 2 (PS 2) dans moins de cas de FAD avec 2 mutations faux-sens décrites dans 8 familles (pour revue voir Price

2 et Sisodia, 1998). Des mutations dans ces trois gènes ont été démontrées comme induisant des changements dans la protéolyse de l'APP, qui conduisent à une surproduction de A-(3 et à l'apparition précoce de la pathologie et des symptômes qui sont similaires à ceux des formes sporadiques de l'AD.
En plus des mutations dans les gènes de l'APP, PS1 et PS2, d'autres facteurs contribuant à l'AD ont été mis en évidence chez l'homme, en particulier les dysfonctionnements de la mitochondrie (Beal, 1998). En effet, par différentes voies d'investigations chez des individus atteints par l'AD, il a été démontré que le dysfonctionnement mitochondrial était important dans l'apparition de la maladie.
En effet, selon une première approche, des déficiences de l'activité
cytochrome C
oxydase mitochondriale (COX ou complexe IV de la chaîne respiratoire mitochondriale) ont été montrées dans le cerveau de sujets humain atteints par l'AD
(Parker et al., 1989; Parker et al., 1994; Mutisya et al., 1994; Kish et al., 1992). Des mutations des gènes COX mitochondriaux ont également été mises en évidence dans des formes tardives de fAD. (Davis et al. 1996, 1997). Dans des cellules cybrides dans lesquelles les mitochondries des plaquettes de patients atteints par fAD
sont fusionnées à la lignée cellulaire SH-SYSY caractérisée par une déplétion de son ADN
mitochondrial, l'activité mitochondriale COX est diminuée de 52 %. Cette diminution de l'activité mitochondriale a pour conséquence une surproduction des radicaux libres et une augmentation de la concentration basale de Ca2+ (Sheehan et al., 1997).
Dans une seconde approche, tout aussi importante, il a été démontré le rôle important du dysfonctionnement mitochondrial dans la mort cellulaire induite par apoptose chez des patients atteints par fAD (Su et al., 1997; Mac Gibbon et al., 1997;
Tortosa et al., 1998; Nagy et al., 1997), et en particulier le rôle important de Bax qui a été
identifié
dans des lésions de patients AD (Bax étant une protéine mitochondriale de la famille de Bcl-2, connue pour induire la mort cellulaire par l'ouverture du "mégachannel"
mitochondrial et la libération par la mitochondrie de molécules apoptotiques dans le cytosol incluant le cytochrome C , le substrat de COX, qui active les caspases, comme

3 cela a été démontré dans des cellules en cultures). En fait, Bax se concentre à la fois dans les éléments neuritiques entourant les plaques séniles (la localisation de bax est corrélée à celle des dépôts de A-(3 sur des sections adjacentes d'un même cerveau au niveau de l'hippocampe de sujet atteint par l'AD), et dans des neurones portant des dégénéréscences neurofibrillaires précoces, indiquant que Bax joue un rôle dans la formation des dégénéréscences neurofibrillaires chez les patients atteints par l'AD
(MacGibbon et al., 1997; Tortosa et al., 1998; Nagy et al., 1997).
En ce qui concerne le A-(3, il est clairement démontré dans la littérature que ses propriétés neurotoxiques montrées in vitro sont associées à la production de radicaux libres oxygénés (Pappola et al., 1998). Cette donnée semble cependant ne pas résoudre la question de savoir si le stress oxydatif est dû à un dysfonctionnement mitochondrial 'ôu. -si 1è stress oxydatif apparaîtrait in vivo dans le cerveau en association avèç -. lës,° dépôts de A=[3. En . effet, les données, disponibles en grand nôinbre dans,la litférâtüre, montrant etloû°~suggérant que la neurotoxicité de A-~3 est . médiée par .le stréss';ôx~datif ne sont en fait que des données in vitro (et non in vivo).
De plus, la toxicité de A-(3 in vivo a été mise en question dans de nombreux rapports (Papolla et al., 1998).
Tandis que dans le tissu cérébral humain, il est connu que les dépôts de A-(3 sont associés à un dysfonctionnement mitochondrial, aucune donnée n'a été rapportée à ce jour démontrant une association entre le dysfonctionnement mitochondrial et les dépôts de A-(3 dans un modèle animal transgénique de fAD. Deux récentes publications sur les animaux transgéniques exprimant l'APP muté (animaux developpés par Hsiao et al. 1996) rapportaient une augmentation de la superoxide dismutase (SOD) et de l'hème-oxygénase-1 (HO-1) et une augmentation de la peroxydation lipidique et de l'hydroxynonénal (HNE) en association avec des dépôts de A-~3 (Smith et al., 1998; Papolla et al., 1998). Cependant, tous ces marqueurs sont des marqueurs du stress oxydatif situés en aval du dysfonctionnement mitochondrial et ne sont pas spécifiques de ce dysfonctionnement. De plus, certains de ces marqueurs utilisés dans les études précédemment décrites, c'est-à-dire SOD et HO-1,

4 ne sont pas des oxydants induisant une mort neuronale mais sont par contre connus comme antioxydants impliqués dans les mécanismes de défense mis en jeu dans la réduction des dommages oxydatifs et de la mort cellulaire.
En ce qui concerne les présénilines, les mutations de PS 1 ont été décrites comme induisant fapoptose dans des cellules en culture et in vivo dans le cerveau de souris transgéniques exprimant PS 1 mutée (Chiu et al., 1999). Cependant, cela ne démontre pas que l'apoptose induite par les mutations de PSl est médiée par un dysfonctionnement mitochondrial. En effet, fapoptose peut être soit la conséquence d'un dysfonctionnement mitochondrial, soit la conséquence d'autres mécanismes de mort cellulaire non nécessairement impliqués dans le dysfonctionnement mitochondrial: par exemple, il a été démontré que l'inhibition de l'activité
protéasique de l'enzyme de conversion de finterleukine 1-(3 (ICE) prévient seulement des changements induits, par Bax qui sont en aval de la mitochondrie (dégradation de l'ADN par exemple) mais n'a 'aucun effet sur les changements mitochondriaux tels que la perté du potentiel de rnembrâne de la mitochondrie et la production de radicaûx libres (Xiang et al., 1996). De récentes études in vitro ont montré que les mutations de PS1 sont impliquées dans la surproduction de radicaux libres, dans l'altération de l'homéostase du calcium, et dans la perte du potentiel de membrane de la mitochondrie (Begley et al., 1999; Guo et al., 1996, 1997, 1998). Cependant, ces études ne montrent aucune association du dysfonctionnement mitochondrial avec les dépôts A-(3 chez des souris transgéniques exprimant PS 1 mutée puisque les souris transgéniques utilisées dans ces études pour la préparation des synaptosomes ne développent pas de dépôts A-(3. Il existe donc dans la littérature aucune évidence démontrant une association d'un dysfonctionnement mitochondrial et des dépôts A-~3 in vivo, dans le cerveau de souris transgéniques exprimant PS1 mutée (Chui et al., 1999) ou fAPP muté (Hsiao et al., 1996; Irizarry et al. 1997a, 1997b; Johson-Wood et al. 1997) ou encore coexprimant l'APP muté et PS 1 mutée (Borchelt et al., 1997;
Holcomb et al., 1998).

La présente invention résulte donc de la mise en évidence pour la première fois que les dépôts amyloïdes sont associés à des dysfonctionnements mitochondriaux in vivo dans le cerveau d'animaux transgéniques. En outre, l'invention résulte également de la recherche d'un nouveau modèle animal de l'AD plus représentatif et reproduisant la

5 neuropathologie rencontrée chez l'homme.
Un premier objet de l'invention concerne donc un modèle animal transgénique de la maladie d'Alzheimer présentant à la fois des plaques amyloïdes et un dysfonctionnement mitochondrial. Avantageusement il coexprime le précurseur du peptide [3 amyloïde (APP) et une préséniline, de prérérence la PS, .
On entend par animal transgénique tout animal non-humain présentant une modification de son génome. La modification du génome peut résulter d'une altération ou une modification de un ou plusieurs gènes par "knock-in" ou par "knock-out".
Cette modification peut être dûe à l'action d'agents altérants ou mutagènes classiques ou bien effectuée par mutagénèse dirigée, comme cela est décrit dans Matériels et Methodes.
La modification du génome peut également résulter d'une insertion de gènes) ou de remplacement de gènes) dans sa (leur) forme sauvage ou mutée.
Les modifications du génome sont avantageusement effectuées sur des cellules souches reproductrices et avantageusement sur les pronucléi.
Dans le cadre de la présente invention, le modèle animal est avantageusement un mammifère. En particulier il peut s'agir d'une souris, d'un rat ou d'un lapin obtenu selon les techniques classiques de transgénèse. A titre d'exemple illustant l'un des procédés de transgénèse, on peut citer la méthode de microinjection d'une cassette d'expression comprenant les gènes modifiés dans les deux pronucléi fécondés, tel que cela est décit dans Matériels et Méthodes.
A cet égard, le modèle animal de l'invention est obtenu par injection d'une cassette d'expression comprenant un acide nucléique. De manière préférentielle, cet acide

6 nucléique est un ADN qui peut être un ADN génomique (ADNg) ou un ADN
complémentaire (ADNc).
Dans le cadre du modèle de l'invention, l'ADN code pour tout gène pouvant intervenir dans le processus de mise en place de l'AD. A titre avantageux, le gène codé
par l'ADN intervient dans le mécanisme de production du peptide A-~3 dans sa forme amyloïdogénique.
En particulier, l'ADN code pour des formes mutées de l'APP et/ou des présénilines et notamment pour la PS1 de sorte que les cellules du modèle animal coexpriment les deux protéines mutées.
Les mutations dans le gène de l'APP peuvent être l'une des différentes mutations décrites jusqu'à présent dans la littérature. De manière préférentielle, les mutations dans le gène de l'APP sont choisies parmi les mutations "Swedish" (S), "London" (L) et "Dutch" (D) seules ou en combinaison.
Ces mutations sont bien décrites dans la littérature et sont caractérisées d'une manière générale par les modifications suivantes Nature et positionMutation SwedishMutation Dutch Mutation London par rapport K 670 N E 693 Q

l'APP770 et et/ou V 717 I

par rapport K 651 N E 674 Q

fAPP751 et et/ou V 698 I

par rapport K 595 N E 618 Q

fAPP695 et et/ou V 642 I

par rapport E 22 Q
au peptide A-(3 et/ou V 46 I
(A42)

7 PCT/FR00/02540 Sont également comprises par mutation London toutes les substitutions autres que par l'isoleucine qui sont situées en position 717 par référence à l'APP770, telles que par exemple les mutations V 717 G et V 717 F.
Il est entendu que fAPP utilisable dans le cadre de l'invention, peut être sous différentes isoformes et en particulier dans les formes 695, 751 et 770 ou dans une forme tronquée telle que par exemple l'isoforme APP99.
Les mutations dans le gène de PS1 peuvent être l'une des 40 mutations décrites jusqu'à présent dans la littérature. De manière préférentielle, les mutations dans le gène de PS 1 sont choisies parmi les mutations M 146L, A246E, C41 OY, H 163 R, L286V, L235P, etc..., seules ou en combinaison.
Pour la réalisation d'un modèle selon l'invention, la mutation M 146L est préférée.
Dans le cadre du modèle de l'invention, l'ADN est placé sous le contrôle de séquences permettant son expression et en particulier de séquences promotrices de la transcription.
A titre de séquences promotrices, on peut citer tout particulièrement le promoteur HMG (Gautier et al., 1989), ainsi que le promoteur PDGF (Sasahan et al., 1991 ), le promoteur Thy-1 (Lüthi et al.,) et le promoteur du gène du Prion (Scott et al., 1992).
Selon une mise en oeuvre particulièrement intéressante de l'invention, le modèle animal comprend le gène de l'APP ayant les mutations S, D et L, placé sous le contrôle du promoteur PDGF et le gène de la PS 1 ayant la mutation M 146 L
placé
sous le contrôle du promoteur HMG.
Le modèle animal selon l'invention est très avantageux car il correspond à un modèle très représentatif de fAD. En effet, ce modèle développe des plaques amyloïdes dès l'âge de 6 mois ce qui permet un temps d'élevage des animaux très court et coexprime l'APP et PS1 mutées à des niveaux bien supérieurs au niveaux endogènes; au moins

8 de 3 à 5 fois et de 2 à 3 fois les niveaux endogènes respectivement de l'APP
et de PS1.
Ainsi, les résultats décrits dans les exemples démontrent que la souris transgénique coexprimant 1'APP muté et la PS1 mutée, développe une neuropathologie de type maladie d'Alzheimer; c'est-à-dire qu'elle présente des dépôts A-(3 avec une conformation fibrillaire, des changements neurodégénératifs de type éléments neuritiques anormaux et une activation des cellules centrales de type inflammatoire tels que les astrocytes.
De manière particulièrement intéressante, ce modèle présente, en plus des plaques amyloïdes, un dysfonctionnement mitochondrial également mis en évidence chez des suj ets atteints par l'AD.
Les résultats décrits dans les exemples démontrent l'implication d'un dysfonctionnement mitochondrial dans la neuropathologie de ces souris transgéniques AD. Comparativement aux données publiées jusqu'à maintenant dans les domaines de la mitochondrie et de la maladie d'Alzheimer, ces résultats représentent la première démonstration, à travers l'étude de deux marqueurs importants de la mitochondrie, Bax et cytochrome C, qu'un dysfonctionnement mitochondrial se produit dans le cerveau des souris transgéniques AD de l'invention. Enfin, ces résultats montrent que de la même manière que dans le cerveau de patients AD, dans le cerveau de souris transgénique AD, une expression de Bax et cytochrome C est produite dans des éléments neuritiques intimement associés aux dépôts A-[3.
Dans la présente invention, le dysfonctionnement mitochondrial correspond à
une altération, une modification, une surexpression ou une inhibition de l'expression des protéines mitochondriales. Ces protéines ayant préférentiellement une localisation subcellulaire intramitochondriale incluent les protéines pro-apoptotiques de la famille Bcl-2, comme Bax, Bak, Bad et les protéines anti-apoptotiques de la famille Bcl-2, comme Bcl-2 et Bcl-xL, ou tout autre protéine mitochondriale n'appartenant pas à la famille Bcl-2 et qui joue un rôle dans l'apoptose, comme à titre d'exemple

9 cytochrome C et AIF, ou encore des protéines récemment décrites comme étant localisées dans la mitochondrie et pouvant jouer un rôle dans l'apoptose comme Aralar ou BMCP 1.
Préférentiellement, parmi les protéines mitochondriales dont l'expresssion est modifiée on peut citer notamment les protéines Bax et/ou cytochrome C.
La présente invention est également relative à l'utilisation du modèle animal, tel que décrit précédemment, pour la mise en évidence de composés destinés au traitement des maladies neurodégénératives, de préférence la maladie d'Alzheimer.
En effet, par les propriétés avantageuses qui reproduisent très fidèlement les caractéristiques de fAD, ce modèle permet, en comparaison des modèles connus, la mise en évidence de composés particulièrement adaptés au traitement de fAD, notamment, telle que décrite chez fhômme.
Ces composés peuvent être des molécules chimiques, des molécules peptidiques ou protéiques, des anticorps, des molécules chimériques ainsi que des ADNs antisens ou des ribozymes.
Les composés mis en évidence peuvent être utilisés comme médicament, tels quels ou en association avec un véhicule pharmaceutiquement acceptable afin d'obtenir une composition pharmaceutique. Il peut s'agir en particulier de solutions salines (phosphate monosodique, disodique, chlorure de sodium, potassium, calcium ou magnésium, etc, ou des mélanges de tels sels), stériles, isotoniques, ou de compositions sèches, notamment lyophilisées, qui, par addition selon le cas d'eau stérilisée ou de sérum physiologique, permettent la constitution de solutés injectables.
Les injections pouvant être réalisée par voie stéréotaxique, topique, orale, parentérale, intranasale, intraveineuse, intramusculaire, sous-cutanée, intraoculaire, transdermique, etc.
La mise en évidence des composés décrits précédement repose sur la mise en contact, notamment par une administration telle que par exemple une injection, du modèle animal de l'invention avec un composé ou un mélange de composés supposés) avoir une action et de mesurer ensuite le ou les effets) des composés notamment au niveau cérébral du modèle sur différents changements biochimiques et/ou histologiques comme par exemple ceux décrits dans les parties Méthodes et Résultats dont le taux 5 de production des dépôts de A-(3, les changements liés à la neurodégénéréscence, l'altération de l'expression des molécules mitochondriales....
Un autre objet de l'invention concerne une cellule extraite du modèle animal tel que décrit précédemment ainsi que son utilisation pour la mise en évidence de composés destinés au traitement des maladies neurodégénératives, de préférence la maladie

10 d'Alzheimer.
La mise en évidence de composés décrits précédemment repose sur la mise en contact de cellules extraites du modèle animal de l'invention avec un composé ou un mélange de composés supposés) avoir une action et de mesurer ensuite le ou les effets) des composés au niveau des cellules entières, dans des homogènâts de cellules ou sur une fraction subcellulaire, sur différents paramètres tels que la mort cellulaire, la production du peptide A-~3, l'activité mitochondriale (production de radicaux libres, chaîne respiratoire, potentiel mitochondrial, etc.).
Les résultats décrits dans les exemples démontrent les avantages du modèle de l'invention et supportent clairement l'utilisation de ce modèle transgénique pour le développement de stratégies thérapeutiques telles que notamment des agents mitochondriaux qui s'opposent au dysfonctionnement mitochondrial et à la mort neuronale induite par un dysfonctionnement mitochondrial.
La présente invention sera décrite plus en détail à l'aide des exemples qui suivent mais qui doivent être considérés comme illustratifs et non limitatifs.
LEGENDE DU TABLEAU I : tableau récapitulatif des résultats obtenus dans le modèle de souris double transgénique mettant en évidence des dépôts A-(3 et des

11 marqueurs de l'apoptose médiée par un dysfonctionnement mitochondrial dans des éléments neuritiques.
LÉGENDE DES FIGURES
Figure 1 Comparaison des niveaux d'expression de l'APP, du fragment ~3-secrétase et de l'A-(3 chez différentes lignées de souris transgéniques : 1 (AA LD2 (B6)), 2 (APP LD2 (FVB)), 3 (NT), 4 (Thy-1 Kozak APPAS, SL (28)), 5 (Thy-1 Kozak APPAS, SL
(26)), 6 (Thy APP~51 SDL (1001)), 7 (PDGF APP69s SDL (46)), 8 (HMG APP SDL 20 (76)).
Figure 2A
Analyse de l'expression de l'APP, du fragment l2kDa de la ~3-secrétase et de l'A-~3 dans des homogénats de cerveaux de souris transgéniques à différents âges porteuses d'une simple ou double mutation, via l'utilisation de l'anticorps WO-2 dirigé
spécifiquement contre la forme humaine de l'A-(3. L'âge des souris transgéniques ne modifie pas le niveau d'expression de l'APP mais conduit à une forte accumulation de l'A-(3.
Figure 2B
Analyse de l'expression de PS1 M146L humaine.
Figure 3 Planche illustrative de l'expression de l'APP humaine dans l'hippocampe et le cortex de souris transgéniques porteuses d'une simple (mutant APP) (bl,b2) ou d'une double mutation (mutant APP/PSl) (cl,c2). A noter le niveau d'expression élevé de l'APP
dans les neurones hippocampaux (b1, cl) et corticaux (b2,c2) de ces deux lignées de souris transgéniques et le niveau d'expression très faible voire indétectable de l'APP
dans les régions cérébrales correspondantes des animaux contrôles non transgéniques (al,a2). De la même façon, l'expression de la PS1 humaine au sein des mêmes régions

12 cérébrales est présente chez les souris transgéniques porteuses d'une simple (mutant PS 1 ) (el,e2) ou d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ) (fl, f2) et est indétectable chez les animaux contrôles non transgéniques (dl, d2).
Figures 4 et 5 Illustration des dépôts A-(3 dans le cerveau des souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSI) âgées de 6 mois (Fig. 4) et 12 mois (Fig. 5).
Détection immunohistochimique avec plusieurs anticorps dirigés spécifiquement contre des épitopes différents du peptide A-(3: anticorps 6E 10 pour A(3, _, ~
(Figure 4A
et SA), Dako pour A(38_,~ (Figure 4B et SB), 4G8 pour A(3i~_2a (Figure 4C et SC), QCB pour A[3i_42 (Figure 4D et SD) et FCA18 pour A~3total (Figure 4E et SE).
Figure 6 Images représentatives des histologies Thioflavine S (Figure 6A) et Rouge Congo (Figure 6B) (colorations verte et rouge, respectivement) au niveau de la formation hippocampale chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSI) agées de 12 mois. Démonstration de la conformation fibrillaire des dépôts A-(3 dans le cerveau de ces souris. A noter la morphologie variable des dépôts A-(3;
de forme sphérique (flèches) ou irrégulière (têtes de flèches) chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSl).
Figure 7 Progression des dépôts A-~i immunomarqués avec l'anticorps anti-A(3 4G8 chez la souris transgénique porteuse d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ). A noter la densité des dépôts A-~3 beaucoup plus forte à 12 mois d'âge (C1, C2, C3) comparativement à 9 et 6 mois d'âge (B1, B2, B3 et Al, A2, A3, respectivement). A
noter également que les dépôts A-[3 sont essentiellement localisés dans une région cérébrale restreinte, principalement le subiculum chez la souris jeune (Al-A2), tandis qu'ils sont présents dans l'ensemble de la formation hippocampale et des régions

13 corticales chez la souris âgée de 12 mois (C 1 -C2). Les figures A2, B2, C2 et A3, B3, C3 représentent un plus fort grossissement des régions délimitées par un cadre noir dans les figures Al, B 1, C 1 et des figures A2, B2, C2, respectivement. Hi:
hippocampus, Ctx: cortex.
Figure 8 Nombre de dépôts A-(3 en fonction de Page (6, 9 et 12 mois) immunomarqués avec l'anticorps anti-A[3 4G8 et quantifiés, sur des coupes d'hémicerveau de 6 pm d'épaisseur (niveau rostrocaudal Bregma -3,4 de l'Atlas Stéréotaxique de Franklin et Paxinos), via l'utilisation d'un système d'analyse d'images couplé à une caméra couleur et un microscope (Q600, LEICA) chez la souris double transgénique APP69s SDL X PS1 M146 L.
Figure 9 Distribution régiônale des dépôts A-~3 dans le cerveau d'une souris transgénique porteuse d'une double mutation (mutant APP/PS1) âgée de 12 mois.
L'immunomarquage avec l'Ac anti-A(3 4G8 a été réalisé sur des coupes de 25 pm correspondants à 6 niveaux représentatifs de l'axe rostrocaudal du cerveau de souris.
A noter le nombre très élevé de dépôts A-[3 dans la formation hippocampale et l'ensemble des régions corticales.
Figure 10 Quantification chez toutes les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSI) âgées de 12 mois de la charge en A-(3 visualisée par immunohistochimie A(3 (Ac 4G8) sur coupes d'hémicerveau de 25 ~,m d'épaisseur (niveau rostrocaudal Bregma -3,4) (Figure 10A). A noter la charge en A-(3 qui atteind plus de 3 et 1 % de la surface totale de l'hippocampe et du cortex (Figure 1 OB), respectivement, et plus de 9 et S% dans les régions les plus riches de ces deux

14 structures cérébrales (Figure 10C). La charge en A-(3 est en revanche inférieure à
0,5% dans les régions sous-corticales.
1 : Cortex dorsal comprenant notamment le cortex primaire visuel et le cortex auditif 2 : Cortex ventral comprenant notamment le cortex ectorhinal et le cortex entorhinal 3 : Formation hippocampale 4 : Reste d'hémicerveau (structures subcorticales) Figure 11 La figure 11A illustre la présence d'éléments neuritiques APP-immunoréactifs (têtes de flêches en 4) dans l'hippocampe des souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ) (4) et de leur absence dans l'hippocampe des souris contrôles non transgéniques ( 1 ) et des souris transgéniques porteuses d'une simple mutation APP (mutant APP) (2) ou PS 1 (mutant PS 1 ) (3 ). Chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ), les éléments neuritiques APP- immunoréactifs sont également présents dans toutes les régions corticales comme le montre la figure 11B, incluant le cortex entorhinal (a) et le cortex cingulaire (d), dans le gyrus denté et dans les régions hippocampales CA 1 et (b,c). Les régions délimitées par un cadre noir sur les figures b, b1 et b3 sont visualisées à plus fort grossissement en b1, en b2 et b3, et en b4, respectivement. A
noter également le niveau d'expression très élevé de la protéine APP humaine dans certains corps cellulaires neuronaux (flèches en b2). La flèche en 1, 2, 3 et 4 indique l'orientation de la tête du gyrus denté.
Figure 12 La figure 12A illustre la présence d'éléments neuritiques PS1-immunoréactifs (têtes de flèches en 4) dans l'hippocampe des souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS1) (4)et de leur absence dans l'hippocampe des souris contrôles non transgéniques ( 1 ) et des souris transgéniques porteuses d'une simple mutation APP (mutant APP) (2) ou PS1 (mutant PS1) (3). Chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS1), les éléments neuritiques PS1-immunoréactifs sont également présents dans toutes les régions corticales comme le montre la figure 12B, incluant le cortex entorhinal (a) et le cortex 5 cingulaire (d), dans le gyrus denté et dans les régions hippocampales CA1 et (b,c,e). Les régions délimitées par un cadre noir sur les figures c, d et e sont visualisées à plus fort grossissement en c', en d' et en e', respectivement. A
noter également le niveau d'expression très élevé de la protéine PS 1 humaine dans certains corps cellulaires neuronaux en e' et d' (flèches).
10 Figure 13 Cette figure illustre la présence d'éléments neuritiques delta caténine-immunoréactifs dans l'hippocampe (Hi) et le cortex (Ctx) des souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS1) (b1, b2) et de leur absence dans les mêmes structures cérébrales chez les souris contrôles non transgéniques (al, a2).
Les régions

15 délimitées par un cadre noir sur les figures b1 et b2 sont visualisées à
plus fort grossissement en bla, blb et en b2a, b2b, respectivement. A noter que, de même que les éléments neuritiques APP- et PS1-immunoréactifs, les éléments neuritiques delta caténine-immunoréactifs apparaissent groupés en plaques de taille variable, petite, moyenne ou grande.
Figure 14 Eléments neuritiques synaptophysine-immunoréactifs chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSl) (Figure 14A) et chez l'homme atteint de AD (Figure 14B). A noter que, dans les deux cas, sur coupes de cerveau doublement immunomarquées, les éléments neuritiques synaptophysine-immunoréactifs (immunomarquage brun) entourent fortement les dépôts A-(3 (immunomarquage bleu).
Figure 15

16 Neurofilaments phosphorylés SMI-immunoréactifs chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSl) et chez l'homme atteint de AD. A
noter que, dans les deux cas, sur coupes de cerveau doublement immunomarquées, les neurofilaments phosphorylés SMI-immunoréactifs (immunomarquage brun) entourent fortement les dépôts A-(3 (immunomarquage bleu).
Figure 16 Immunoréactivité tau-1 (immunomarquage brun) concentrée dans des éléments neuritiques incluant des neurites dystrophiques localisés autour ou à
l'intérieur des dépôts A-~3 (immunomarquage bleu) et des corps cellulaires neuronaux (têtes de flèches) dans le cerveau des souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ). Ni neurites dystrophiques, ni corps cellulaires immunoréactifs pour la protéine tau-1 ne sont présents chez les souris contrôles non transgéniques.
Figure 17 Astrocytes activés GFAP-immunoréactifs (immunomarquage brun) présents chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSl) (Figure 17A) et chez l'homme atteint de AD (Figure 17B). A noter que, dans les deux cas, sur coupes de cerveau doublement immunomarquées, les astrocytes activés entourent certains dépôts A-(3 (immunomarquage bleu).
Figure 18 Les figures 18A à 18H illustrent l'expression Bax dans les neurones du gyrus denté
(Figure 18A, Figure 18E), des régions hippocampales CA1 (Figure 18C, Figure 18G) et CA3 (Figure 18B, Figure 18F) et du cortex entorhinal (Figure 18D, Figure 18H) d'une souris contrôle non transgénique (Figure 18A à Figure 18D) et d'une souris transgénique porteuse d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ) (Figure 18E à
18H).
A noter que des .éléments neuritiques Bax-immunoréactifs (têtes de flèches) sont présents chez la souris double transgénique tandis qu'ils sont absents chez la souris contrôle non transgénique.

17 Les figures 18I à 18L représentent un double immunomarquage permettant de visualiser l'expression de Bax (en brun) et les dépôts A-(3 (en bleu) sur une même coupe de gyrus denté (Figures 18K et 18 L) et de la région hippocampale CA3 (Figures 18I et 18J) de souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ). A noter que l'immunoréactivité Bax est concentrée dans des éléments neuritiques anormaux tels que des neurites dystrophiques intimement associés aux dépôts A-(3 (flèches). L'immunoréactivité Bax est également concentrée dans certains corps cellulaires anormaux qui apparaissent fortement immunomarqués au niveau de leur cytoplasme périnucléaire et qui ressemblent aux neurones dits « sombres"
(têtes de flèches noires). Elle apparaît également dans certaines cellules gliales qui rappellent les astrocytes activés (têtes de flèches blanches).
Figure 19 Eléments neuritiques Bax-immunoréactifs dans le cortex frontal d'un sujet humain contrôle (Figure 19A) et d'un sujet atteint de AD (Figure 19B à 19F). A noter, chez le sujet AD et non chez le contrôle, la présence d'éléments neuritiques Bax-immunoréactifs (immunomarquage brun) tels que des neurites dystrophiques (flèches) dont certains apparaissent intimement liés aux dépôts A-~3 (immunomarquage bleu) et des corps cellulaires anormaux présentant des zones de marquage très intenses dans le cytoplasme et les prolongements proximaux ressemblant ainsi à des dégénérescences neurofibrillaires (têtes de flèches).
Figure 20 Figures 20A et 20B : Images représentatives de l'expression du cytochrome C
dans la région hippocampale CAl des souris contrôles non transgéniques (Figure 20A) et des souris transgéniques (Figure 20B) porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS1). A noter la présence d'éléments neuritiques cytochrôme C-immunoréactifs (flèches) chez la souris double transgénique et leur absence chez la souris contrôle non transgénique.

18 Figures 20C à 20H : images représentatives d'un double immunomarquage permettant de visualiser l'expression du cytochrome C (en brun) et les dépôts A-~3 (en bleu) sur une même coupe de gyrus denté, des régions hippocampales CA 1 et CA3 et du cortex cingulaire de souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSl).
A noter que fimmunoréactivité cytochrome C est concentrée dans des éléments neuritiques anormaux tels que des neurites dystrophiques intimement associés aux dépôts A-(3 (flèches en b, c, d, e, f). L'immunoréactivité cytochrome C est également concentrée dans certains corps cellulaires anormaux qui apparaissent fortement immunomarqués au niveaux de leur cytoplasme périnucléaire (têtes de flèches en c, d, f). Les images à fort grossissement en g et h montrent l'association intime des éléments cellulaires cytochrome C-immunoréactifs avec les dépôts A-(3 (flèches en g, h).
Figure 21 Eléments neuritiques cytochrome C-immunoréactifs dans le cortex frontal d'un sujet humain contrôle (Figure 21A) et d'un sujet atteint de AD (Figures 21B à 21F).
A
noter la présence, chez le sujet AD et non chez le contrôle, d'éléments neuritiques cytochrome C-immunoréactifs (immunomarquage brun) tels que des neurites dystrophiques (flèches) dont certains apparaissent intimement liés aux dépôts A-(3 (immunomarquage bleu) et des corps cellulaires anormaux présentant des zones de marquage très intense dans le cytoplasme et dans les prolongements proximaux ressemblant ainsi à des dégénérescences neurofibrillaires (têtes de flèches).
Figure 22 Double marquage immunofluorescent permettant de visualiser l'expression de Bax par fluorescence rhodamine en rouge (Figures 22A à C) et l'expression de l'APP, PS 1 ou SMI par fluorescence fluorescéine en vert (Figures 22D à F
respectivement) sur la même coupe de cerveau de souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PS 1 ). A noter la présence de Bax et APP, de Bax et PS 1 au sein des mêmes éléments neuronaux (colocalisation dans les. mêmes neurones et

19 plaques), et pour contrôle, la colocalisaion des immunofluorescences Bax et SMI à
l'intérieur ou autour des plaques et non dans les corps cellulaires. Le double marquage immunofluorescent (Figures 22G à 22H) montre la colocalisation du cytochrome C avec la delta caténine dans un nombre important d'éléments neuronaux (mais pas dans tous) dans le cerveau des souris doublement transgéniques. Les figures 22I et 22J montrent le double marquage immunofluorescent de Bax et APP et leur colocalisation dans les éléments neuritiques à l'intérieur ou autour des plaques dans le tissu cérébral chez l'homme atteint de AD.
Figure 23 Double marquage immunofluorescent permettant de visualiser l'expression de Bax par fluorescence CY3 en rouge (Figures 23A à 23C) et l'expression de l'APP, PSl ou cytochrome C par fluorescence fluorescéine en vert (respectivement Figures 23D, 23E
et 23F) sur la même coupe de cerveau de souris transgéniques porteuses d'une double 1 S mutation (mutant APP/PS 1 ). Confirmation de la colocalisation de Bax et APP, de Bax et PS 1 et de Bax et cytochrome C.
A/ Matériels et Méthodes 1. Mutagénèse de PS1 La mutagénèse de PSl humaine a été faite via l'utilisation d'un système de mutagénèse in vitro, le SculptorTM (Amersham, France). La région codante de PSI, incluant un motif consensus Kozak, a été sous-clonée dans le vecteur Bluscript (Stratagène) et les mutations ont été introduites selon le protocole fourni par le fabricant via l'utilisation d'oligonucléotides contenant la mutation désirée.
Les séquences mutées ont été vérifiées par analyse de séquence.

2 Génération et identification des souris transgéniques PS1 M146L
Pour la construction du transgène, le cDNA codant pour la PS 1 mutée humaine a été
sous-clonée entre les sites de restriction SmaI et BamHI du polylinker du vecteur d'expression transgénique HMG (Czech et al., 1997). Pour la microinjection, les 5 séquences du vecteur ont été éliminées par restriction avec l'enzyme NotI et purification du fragment contenant la cassette d'expression par gel d'électrophorèse.
Le fragment purifié a été dilué à la concentration finale de 2.5 ng/pl dans du Tris-HCl 10 mM (pH 7.4) EDTA 0.1 mM, et injecté dans un des deux pronucléi des embryons fertilisés de souris. Les embryons survivants ont été immédiatement transplantés dans 10 l'oviducte de mères adoptrices (pseudopregnant). La présence du transgène chez les nouveaux nés a été déterminée soit par PCR soit par une analyse en Southern.
La PCR
a été réalisée avec des oligomères correspondant à la PS1 humaine ( 5'-TAA TTG
GTC CAT AAA AGG C- 3'; 5'-GCA CAG AAA GGG AGT CAC AAG-3') amplifiant un fragment de 550 bp. Pour le Southern-blot, un fragment 1.2-kb PstI -15 SaII du premier intron de la cassette d'expression de HMG, radiomarqué avec l'alphaP-32- dCTP, a servi de sonde pour la détection du transgène et du gène HMG
endogène, comme contrôle interne. Par l'ensemble de ces analyses, tout réarrangement majeur ou délétions du transgène dans les fondateurs et leur descendance peuvent être exclus.

20 3 Construction des vecteurs d'expression du transgène pour 1 ~APP
3.1 PDGF APP69sSDL
Le plasmide contenant la cassette d'expression du promoteur PDGF a été
linéarisé via l'endonucléase de restriction Sna BI selon les procédures standards (Ausubel et al. ;
Current Protocols in Mol. Biol.) pour générer une coupure à bouts francs afm de sous cloné l'ADNc de APP.
La mutagénèse de l'APP a été décrite précédemment (Czech et al. 1997). L' ADNc codant pour l'APP69sSDL humaine a été excisé du plasmide de clonage à l'aide des

21 endonucléases de restriction SmaI and CIaI,. Les extrémités cohésives générées par CIaI ont été rendues à bout franc en traitant à l'aide du fragment de Klenow de l'ADN
polymérase. L'identité et l'intégrité de la construction PDGF APP69sSDL a été
vérifiée par analyse du patron de restriction et les jonctions entre les fragments de DNA fusionnés ont été contrôlées par séquençage partiel.
Un kit de préparation de plasmide (Qiagen) a été utilisé pour préparer du DNA
superenroulé. Le transgène complet a été purifié comme décrit ci-dessus par digestion via l'enzyme de restriction NotI et séparation du fragment transgène par électrophorèse. Les aliquots destinés à la microinjection ont été dialysés contre un tampon TE ( 10 mM Tris pH 7.4 ; 0 .1 mM EDTA) sur un filtre flottant (Millipore ;
type de membrane : VS ; 0 .025 gym) puis filtrés (Spin-X ; Costar ; membrane poly-acétate ; 0.22 gym). Le DNA a été dilué à la concentration finale de 1 - 2 ng/
~1 pour la microinj ection.
3.2 APP~S1SDL
La mutagénèse de l'APP a été décrite précédemment (Czech et al. 1997) et les séquences de l'APP mutées ont été introduites dans le cDNA APP~S~ par insertion du fragment APP Sma I/Bgl II contenant l'exon 8 dans le vecteur Bluescript contenant les mutations. Pour générer la construction d'expression transgénique APPAS ~
SDL
Thy-l, le cDNA APP, du site Sma I (-95) au site Cla I (2699) a été cloné dans un vecteur pBluescript modifié contenant des sites SaII de part et d'autre du site d'insertion. Le vecteur a été digéré avec Sal I et l'insert cloné dans le vecteur Thy-1 murin en utilisant le site Xho I (Lüthi et al. J Neuroscience 17, 4688-4699).
L'orientation correcte a été vérifiée par analyse de restriction et la construction séquencée aux sites de ligation. Pour la microinjection, la cassette a été
linéarisée par restriction Not I-Pvu I puis purification du fragment contenant le transgène.
3.3 APP~S~Kozak SL

22 La mutagénèse de l'APP a été décrite précédemment (Czech et al. 1997) et les séquences APP mutées ont été introduites dans le cDNA APPAS i par insertion du fragment APP Sma I/Bgl II avec l'exon 8 dans le vecteur Bluescript contenant les mutations. Pour optimiser le site d'initiation de traduction de l'APP, une séquence S concensus Kozak optimisée a été introduite par mutagénèse dirigée par PCR.
Pour la PCR, la combinaison d'oligonucléotides était: oligo sense (region d'initiation): ccc ggg tcc acc atg ctg ccc ggt ttg g (séquence Kozak sous-lignée), oligo antisense: ttc agg gta gac ttc ttg gc. Le produit de la PCR a été cloné dans pCR2 (Invitrogen, France), séquencé puis sous-cloné dans le vecteur Bluescript contenant le cDNA APPAS, SL
utilisant Sma I and Acc I, délétant ainsi le 5' UTR de l'APP et introduisant la séquence consensus Kozak. Pour générer la construction transgénique APPAS, Kozak SL Thy-1, le cDNA APP ci-dessus, étendu en 3 ' to Cla I (2699), a été sous-cloné en vecteur Bluescript modifié contenant deux sites Sal I de part et d'autre de l'insert. Le vecteur a été digéré avec Sal I et l'insert cloné dans le vecteur Thy-1 murin en utilisant le site Xho I (Lüthi et al. J Neuroscience 17, 4688-4699).
L'orientation correcte a été vérifiée par analyse de restriction et la construction séquencée aux sites de ligation. Pour la microinjection, la cassette a été linéarisée par restriction Not I-Pvu I puis purification du fragment contenant le transgène.
3.4 Génération des animaux transgéniques Les animaux transgéniques ont été obtenus et identifiés selon des procédures standard déjà décrites (e.g. « Manipulating the Mouse Embryo » ; Hogan et al CSH Press ;
Cold Spring Harbor. N.Y.).
4 Analyse par Western, blot Le tissu cérébral de souris transgéniques et de souris contrôles non transgéniques (littermate) a été homogénisé sur de la glace dans une solution de sucrose 0.32 M
contenant des inhibiteurs de protéase (CompleteTM, Boehringer-Mannheim, Allemagne). Les débris cellulaires ont été éliminés par centrifugation à
4°C pendant 5 min à 1500g. La concentration en protéine dans le surnageant a été mesuré à
l'aide du

23 test de protéine BCA (Pierce, USA). Pour la détection de PS1, 25 ~.g d'extrait protéique ont été incubés à 56°C pendant 20 min dans du tampon de dépôt Laemmli contenant de l'urée 8mM et du dithiothreitol 50 mM. Pour la détection de l'APP
et de l'A-(3, 25~g d'extrait protéique ont été dénaturés à 95°C pendant 10 min dans 30 ~1 du tampon standard de dépôt Laemmli. Les protéines ont été fractionnées par électrophorèse sur gel polyacrylamide (SDS-PAGE). Après transfert des protéines sur filtre de nitrocellose (Amersham, France), le filtre a été chauffé dans du PBS
pendant 5 min afm d'augmenter la sensibilité et immédiatement saturé avec 5% (w/V) de lait écrémé en poudre dans du TBST 850mM Tris-HCl pH 8.1, 150 mM NaCI, 0.05%
(V/V) Tween 20 pendant 1h et incubé la nuit à 4°C avec l'Ac primaire en tampon TBST seul. La liaison de l'Ac a été détecté avec un Ac-anti IgG conjugué à la peroxidase de Raifôrt (Amersham, France) suivi d'un système de détection par chemiluminescence (Amersham, France) selon les instructions du fabricant. Pour la détection de PS1, l'Ac primaire MAB1563 (Chemicon, USA) a été utilisé à la dilution 1/10000 ; pour la détection de l'APP et l'A-(3, l'anticorps WO-2 a été utilisé
à la concentration 0,1 ~g/ml.
5 Anticorps utilisés pour l'immunohistochimie Les anticorps (Ac) primaires qui ont été utilisés sont les suivants Ac monoclonal de souris anti-APP (1:100 ; 22C11, Boehringer) Ac monoclonal biotinylé de souris anti-A(3,~_24 (1:200, clone 4G8, Senetek) Ac monoclonal biotinylé de souris anti-A(3,_1~ (1:200, clone 6E10, Senetek) Ac monoclonal de souris anti-A(3g_» (1:100, clone 6F/3D, Dako) Ac polyclonal de lapin anti-A(3 ~ ~2 ( 1:300, QCB) Ac polyclonal de lapin anti-A(3~°~a, (1:1000, FCA18 de Checler)

24 Ac monoclonal de rat anti-PS 1 ( 1:50, Chemicon) Ac polyclonal de lapin anti-delta caténine ( 1:2000, RPR) Ac polyclonal de lapin anti-GFAP (1:3000, Dako) Ac polyclonal de lapin anti-synaptophysine (1:100, Dako) Ac monoclonal de souris anti-neurofilaments phosphorylés (PNF) (SMI 312, 1:100, Sternberger) Ac monoclonal de souris anti-Tau-1 (Tau, protéine associée aux microtubules) (S~g/ml, Boehringer Mannheim) Ac polyclonal de lapin anti-Bax (P19, 1:300, Santa Cruz) Ac monoclonal de souris anti-cytochrome C (clone 7H8.2C12, 1:200, Pharmingen) Les anticorps secondaires (1:400, Vector) qui ont été utilisés sont des Ac anti-IgG de souris (H + L) pour les expériences impliquant l'utilisation d'Ac primaires de souris, et des Ac anti-IgG de lapin ou des anti-IgG de rat (H + L) pour les expériences impliquant l'utilisation d'Ac primaires de lapin ou de rat, respectivement.
Dans certaines expériences de marquage immunofluorescent, l'Ac secondaire qui a été
utilisé est un anti-IgG de lapin conjugué au fluorochrome CY3 (1/400, Vector), 6 Manipulation des animaux Les animaux ont été hébergés dans des conditions de température et humidité
contrôlées et soumis à un cycle de 12h de jour/ 12 heures de nuit (lumière 7 :00 EST).
Les animaux avaient libre accès à l'alimentation et à l'eau. Les expérimentations sur ces animaux ont été réalisées avec l'accord du Comité d'Ethique de Rhône Poulenc Rorer sur le soin et l'utilisation des animaux, en conformité avec les standards du « Guide for the care and use of laboratory animais » (National Research Council ILAR) et dans le respect des règlements françaises et de la directive CEE.

Les animaux utilisés pour les études neurohistopathologiques sont listés dans le tableau suivant:
Souris Souris Souris Souris non simple simple double transgniques transgniques transgniques transgniques (littermate) PDGF HMG PDGF
APP69sSDL PS1M146L APP695SDL

X

Age 6 9 12 15 186 9 12 IS18 6 9 12IS 18 6 9 12 IS

(mois) Nombre I 5 4 6 2 4 2 2 4 - 1 2 9 5 7 4 5 5 -5 7 Neurohistopathologie 7.1 Préparation du tissu cérébral Les souris ont été profondément anesthésiées (Pentobarbital: 60 mg/ml/kg i.p., Kétamine: 40 mg/ml/kg i.p.) puis perfusées en transcardiaque avec du sérum 10 physiologique puis du paraformaldéhyde (4% dans du PBS). Les cerveaux ont été
ensuite prélevés puis postfixés dans la même solution de fixation 24h à
4°C. Après la fixation, les cerveaux ont été séparés en hémicerveaux droit et gauche puis soumis au protocole classique d'enrobage dans la paraffine.
Les hémicerveaux gauches enrobés dans la paraffine des souris transgéniques et non 15 transgéniques, et également des blocs de tissu de cerveau humain postmortem (cortex frontal) d'un sujet atteint de AD et d'un sujet contrôle (fournis par Dr J.P, Brion, Belgique), ont été coupés à 6 ~m d'épaisseur (coupes sériées), via l'utilisation d'un microtome (LEICA RM 2155, France). Les blocs de tissu correspondants aux hémicerveaux droits des souris transgéniques et non transgéniques ont été
coupés à
20 une épaisseur de 25 gym.

Pour chaque expérience d'immunohistochimie, les coupes de cerveaux ont d'abord été
déparaffinées avec du xylène et déshydratées dans de féthanol 100 %. Les coupes ont ensuite été incubées dans de 1'H202 ( 1 % dans du méthanol) afin de bloquer les activités peroxidasiques endogènes, rincées dans de l'éthanol et du tampon citrate ( 10 Mm citrate de sodium, pH 6) et finalement placées dans un micro-ondes (650W, Whirlpool) pendant 2x 5 min dans la solution de citrate. Pour les expériences d'immunomarquage de la protéine A-/3, les coupes ont été soumises à une étape supplémentaire, une incubation de 3 min dans l'acide formique à 80%.
7.2. Thioflavine S
Les coupes ont été colorées avec la thioflavine S 1 % (Sigma, France) après avoir été
incubées 10 min dans une solution d'hématoxyline de Mayer (Sigma, France) pour bloquer la fluorescence nucléaire. Elles ont ensuite été observées au microscope équipé d'un système de fluorescence (Axioscop Zeiss, France) via l'utilisation d'un filtre FITC.
7.3. Rouge Congo Les coupes colorées au Rouge Congo (Kit de coloration de l'amyloïde, Accustain, Sigma, France) ont été analysées via un système de lumière polarisée. Seuls les dépôts rouges biréfringents (à la rotation du polariseur) ont été considérés comme des dépôts Congo rouge-positifs.
7.4. Marquage immunoenzymatique Après une incubation de 30 min dans du tampon de blocage (sérum normal de chèvre (Chemicon) à 10% dans du PBS contenant 0,1 % de triton (Sigma)), les coupes de cerveaux déparaffinées ont été incubées dans la solution d'Ac primaire (toute la nuit à
4°C). Après rinçages, les coupes ont été mises en présence de fAc secondaire biotinylé (pendant 2h à température ambiante) puis en présence du complexe avidin biotin peroxidase selon les instructions du fabricant (Kit ABC Vectastin, Laboratoires Vector, Burlingame, CA). La 3-3'-diaminobenzydine a été utilisée comme chromogène pour l'enzyme peroxidase.
Pour les expériences de préabsorption, fAc anti-Bax (anticorps P19, Santa Cruz) a été
incubé avec le peptide synthétique Bax (Contrôle peptide P 19, Santa Cruz) (concentrations du peptide testées: 0,002, 0,02 et 0,2 mg/ml) pendant au moins 12 h avant d'être utilisé selon le protocole d'immunohistochimie décrit précédemment.
L'Ac anti-cytochrome C (7H8.2C 12, Pharmingen) a été incubé selon le même protocole avec du cytochrome C purifié exogène de coeur de cheval ou de rat (Sigma) (concentrations des protéines purifiées testées: 0,01 et 0,1 mg/ml).
7.5. Quantification de la charge en amyloïde La déposition en A-(3 a été quantifiée sur des coupes d'hémicerveaux de 25 pm A(3-immunomarquées (Ac monoclonal de souris biotinylé anti-A(3 ~ ~_z4, 4G8, Senetek) via l'utilisation de la diaminobenzidine comme chromogène et d'un système d'analyse d'images couplé à une caméra couleur et à un microscope (Système Q600, LEICA).
Des images vidéo de chaque région anatomique d'intérêt ont été capturées et un seuil de détection automatique du niveau de gris moyen correspondant à
l'immunomarquage des dépôts A-(3 (et capable de discriminer le marquage spécifique du bruit de fond) a été défini. Un contrôle manuel de chaque champs a été
effectué par l'expérimentateur afin d'éliminer manuellement tout artefact. Pour chaque souris, la charge en A-(3 a été mesurée au niveau rostrocaudal bregma -3,4 de l'atlas stéréotaxique de souris (Franklin et Paxinos). La charge en A-(3 est définie comme le pourcentage de la surface de fimmunomarquage A-(3 par rapport à la surface totale de la région cérébrale analysée, c'est-à-dire l'hippocampe, le cortex et le reste de la coupe (régions sous corticales).
7.6. Double marquage immunoenzymatique Les expériences de double marquage immunohistochimique ont été réalisées par incubation des coupes de cerveau selon un protocole à deux étapes. Brièvement, les coupes ont été immunomarquées dans une première étape via l'utilisation d'un Ac primaire (par exemple: anti-GFAP, anti-synaptophysine, anti-Bax ou anti-cytochrome C) visualisé par un marquage brun via l'utilisation de la diaminobenzidine (substrat enzymatique de la peroxidase de Raifort) selon le protocole décrit précédemment. Les mêmes coupes ont été ensuite immunomarquées via l'utilisation de fAc primaire anti-A(31~_24 (Ac monoclonal de souris, 4G8, Senetek) visualisé par un marquage bleu via l'utilisation du substrat SG de la peroxidase de Raifort (Kit Substrat SG de la peroxidase, Vector).
7.7. Double marquage immunofluorescent Dans certaines expériences, un double marquage immunofluorescent a été réalisé
en particulier dans le but de démontrer si Bax colocalise avec APP, PS1, cytochrome C
ou SMI dans des éléments neuritiques associés aux dépôts A-(3 chez les souris transgéniques porteuses d'une double mutation (mutant APP/PSI). Brièvement, les coupes ont d'abord été incubées dans l'Ac anti-Bax et révélées soit via l'utilisation d'un Ac secondaire biotinylé anti-IgG de lapin conjugué au CY3 (1:400, Chemicon), soit via l'utilisation d'un Ac secondaire anti-IgG de lapin puis d'un kit d'amplification du signal (Complexe streptavidine-peroxidase /tétraméthyl-Rhodamide Tyramide) selon les instructions du fabricant (New England Nuclear). Pour le second marquage immunofluorescent, les coupes ont été incubées successivement avec un Ac primaire anti-APP, anti-PSI, anti-cytochrome C ou anti-SMI puis un Ac secondaire biotinylé
anti-IgG de souris ou de rat. Les coupes ont été finalement révélées via l'utilisation d'un second système d'amplification du signal (Complexe streptavidine-peroxidase /
Fluorescéine Tyramide) selon les instructions du fabricant (New England Nuclear).
Les observations microscopiques des coupes ont été réalisées via l'utilisation des filtres CY3 ou rhodamine (excitation à 550 nm, émission à 570 nm) pour le marquage immunofluorescent Bax et du filtre fluorescéine (excitation à 495 nm, émission à
S 17nm) pour le deuxième marquage immunofluorescent. De la même manière, pour les expériences de double marquage immunofluorescent réalisées dans le but de démontrer si le cytochrome C colocalise avec la protéine delta caténine, les coupes ont été dans un premier temps incubées dans fAc anti-cytochrome C et révélées via le système de fluorescence Rhodamine. Dans une deuxième étape ces mêmes coupes ont été incubées dans l'Ac anti-delta caténine et révélées via le système de fluorescence Fluorescéine comme décrit ci-dessus.

EXEMPLES
EXEMPLE 1 : Analyse des niveaux d'expression du transgène S 1.1 Comparaison des niveaux d'expression du transgène dans différentes souris transgéniques exprimant l'APP mutée Les homogénats de cerveau de différentes lignées de souris transgéniques (différentes constructions d'expression) ont été analysés par Western blot pour l'expression de l'APP, via l'utilisation d'un anticorps monoclonal WO-2. Cet anticorps est 10 spécialement indiqué car il reconnaît l'APP et l'A-~3 humaines mais ne reconnaît pas l'APP endogène de souris. Aucun signal n'a été en effet détecté dans la piste correspondant à la souris non transgénique (Fig. 1, piste 3). Les pistes 1 et 2 de la figure 1 correspondent aux extraits de cerveaux de souris transgéniques précédemment montrées exprimant des niveaux élevés du transgène APP (Moechard et a1.1999a).
15 Les souris transgéniques PDGF APP69sSDL dans la piste 7 ont été utilisées pour produire des lignées de souris doubles transgéniques avec les souris porteuses du transgène PS1 M146L. Un niveau modéré de l'expression de l'APP est visible chez les souris avec le promoteur HMG dans la construction (Czech et al. 1997). A noter que chez les souris transgéniques pour la forme mutation suédoise de l'APP, le fragment 20 béta-secrétase (12 KDa) est augmenté relativement à l'holoprotéine APP
complète.
1.2 Analyse par Western blot de l'expression et du processing du transgène dans le cerveau de souris double transgéniques APP et Présénilines.
Afin de savoir si l'expression de chaque transgène individuel était modifié
dans les

25 souris portant les deux transgènes (obtenues par croisement), des homogénats de cerveaux de souris double transgéniques à différents âges ont été analysés par Western blot pour l'expression de fAPP et de l'A-(3 via l'utilisation de l'anticorps monoclonal WO-2 (décrit ci-dessus). Aucune différence d'intensité des bandes correspondant à la séquence complète de l'APP à 110kDa et au fragment amino 30 terminal de 12 kDa n'est visible entre la souris PDGF-APP69sSDL

(monotrangéniques) et les souris double transgéniques APP69sSDL x PS1M146L
(Fig 2A, comparer aussi avec la pistez, Fig. l ). De plus, l'âge des souris transgéniques n'influence pas l'expression du transgène APP ni son métabolisme au niveau du site de clivage béta. Néanmoins, il y a une forte accumulation de l'A-[3 à 9 mois et débutant à l'âge de 6 mois. Cette augmentation de l'A-~i est bien corrélée avec le début de la formation des plaques amyloïdes dans le cerveau des souris transgéniques (voir ci-dessous). Ceci suggère que l'augmentation de l'A-(3 détectée par western blot peut correspondre à 1A-(3 accumulée dans les plaques amyloïdes.
Une autre analyse par Western blot sur homogénats de cerveaux a été réalisée afm de déterminer si la protéine PS1 humaine est exprimée chez les souris double transgéniques et chez les souris contrôles (littermate) non transgéniques. Un Ac monoclonal dirigé contre la partie amino-terminale de PS1 a été utilisé. Cet Ac est spécifique pour la PS 1 humaine; aucun signal de la protéine PS 1 endogène n'est détecté dans l'homogénat cérébral de la souris APP simple mutante (Fig. 2B, pistes 1, 2). Le fragment PS 1 amino-terminal caractéristique est détecté dans le cerveau de la souris exprimant PS1M146L (Fig_2B, pistes 3-7) avec l'apparition de l'holoprotéine complète (approx. 51 kDa) PS1M146L vraisemblablement dûe à la saturation du processing des présénilines, comme cela a été décrit précédemment chez le rat et la souris transgéniques exprimant des quantités élevées de PS 1 (Czech et al., 1998;
Thinakaran et al., 1996). L'expression et le processing de la PS1 humaine chez la souris double transgénique ne varient pas avec l'âge de l'animal.
En conclusion, les niveaux d'expresssion des transgène individuels (APP ou PS1) sont similaires dans les souris mono et double transgéniques.
EXEMPLE 2 : Localisation et expression régionale des transgènes chez les souris simple (PDGF APP69ssDL ou HMG PS1M146L) ou double (PDGF APP69sSDLx HMG PS1M146L).
Les expériences d'immunohistochimie de l'APP, utilisant l'Ac monoclonal de souris dirigé contre la protéine APP (Ac 22C 11 ), ont montré que les souris simple (PDGF
APP69sSDL) et double (PDGF APP69sSDL x HMG PS1M146L) transgéniques expriment plus fortement la protéine APP que les souris contrôles non transgéniques (Fig. 3). Ce résultat confirme que ces deux lignées de souris transgéniques expriment la protéine APP humaine codée par le transgène APP69sSDL. L'APP humaine est localisée exclusivement dans les neurones. Son pattern d'expression est similaire dans les deux lignées de souris transgéniques et concerne de nombreuses structures cérébrales; le niveau d'expression le plus élevé étant observé dans les couches neuronales de la formation hippocampale (Fig. 3), suivi d'une expression homogène dans les régions corticales tel que le cortex entorhinal et dans famygdala.
Les régions sous-corticales montrent un niveau d'expression plus faible du transgène et la protéine APP humaine n'est pas détectée ni dans les cellules gliales ni au niveau vasculaire.
De la même manière, les expériences d'immunohistochimie de PS1, utilisant fAc monoclonal de rat dirigé contre la protéine PS1 humaine (Ac qui reconnaît spécifiquement la PS 1 humaine), ont montré que les souris simple (HMG PS 1 M 146L) et double (PDGF APP69sSDL x HMG PS 1 M 146L) transgéniques expriment la protéine PS1 humaine dans le cerveau avec une localisation spécifique dans les neurones (Fig. 3), bien que certaines cellules gliales immunomarquées soient occasionnellement observées. Le pattern d'expression de la protéine PS 1 humaine est similaire dans les deux lignées de souris transgéniques. Son niveau d'expression est élevé dans les structures corticales telles que la formation hippocampale (Fig. 3) et différentes régions du cortex et aussi dans les régions sous-corticales. Elle n'est pas exprimée dans la substance blanche. A la fois pour la protéine APP humaine et pour la protéine PS1 humaine, ni le pattern ni le niveau d'expression ne changent avec l'âge (de 6 à 12 mois).
EXEMPLE 3 . Mise en évidence d'un processus accéléré de déposition de l'amyloïde dans le cerveau des souris double transgéniques porteuses à la fois de la protéine APP mutante et de la protéine PS1 mutante (PDGF APP69sSDL x HMG PS1M146L) Afin de démontrer si les différents modèles de souris transgéniques générés développent des dépôts A-(3 dans le cerveau, nous avons utilisé à la fois différents Ac anti-A(3 (voir Matériel et Méthodes) et des marqueurs histologiques classiques (Thioflavine S et Rouge Congo) connus pour colorés les dépôts A-(3 dans le tissu humain de sujets atteints de AD.
En utilisant l'ensemble de ces marqueurs des dépôts A-~3, nous avons démontré
qu'aucune des souris simple transgéniques, PDGF APP69sSDL ou HMG PS1M146L, ne présente de déposition d'amyloïde dans le cerveau aux âges 3, 6, 9, 12 et 15 mois.
En revanche, les souris double transgéniques PDGF APP69sSDL x HMGPS 1 M 146L
présentent des dépôts A-~3 dès l'âge de 6 mois. L'existence d'un tel processus de déposition de la protéine amyloïde est démontrée avec les différents Ac anti-A~3 utilisés (Fig. 4 et 5). Ces dépôts A-~3 sont également colorés par la Thioflavine S et le Rouge Congo, confirmant ainsi leur conformation fibrillaire (Fig.6).
EXEMPLE 4 : Progression et profil régional de la déposition de l'amyloïde chez les souris double transgéniques (PDGF APP695SDL x HMG PS1M146L) Dans le but d'évaluer la progression et le profil de distribution régionale de la déposition de l'amyloïde résultant de l'expression du transgène chez les souris doubles transgéniques (PDGF APP69sSDL x HMG PS 1 M 146L), le nombre de dépôts A-[3 sur des coupes d'hémicerveau de 6 ~m d'épaisseur à différents âges et la charge en amyloïde sur des coupes de 25 pm d'épaisseur à l'âge del2 mois ont été
quantifiés via l'utilisation de l'Ac anti-A(3 4G8. Pour la quantification de la charge en amyloïde, nous nous sommes focalisés sur le cortex et l'hippocampe car ce sont deux structures cérébrales impliquées de manière précoce et prédominante dans la neuropathologie chez les souris transgéniques et chez l'homme atteint de AD.
Le nombre de dépôts A-~3 est plus élevé chez les souris à 12 mois que chez les souris âgées de 6 et 9 mois, comme le montre de manière qualitative et quantitative les figures 7 et 8, respectivement. Les dépôts A-(3, à 6 et 9 mois, sont localisés dans une région cérébrale restreinte correspondant au subiculum et à la portion dorsale de la région hippocampale CA1 (Fig.7). En revanche, à 12 mois, les dépôts A-(3 plus nombreux sont localisés dans l'ensemble les régions hippocampales et corticales tout le long de l'axe rostrocaudal du cerveau (Fig. 7 et Fig. 9). Chez les souris âgées de 12 mois, les dépôts A-(3 sont présents seulement occasionnellement dans certaines structures sous-corticales (par exemple, la capsule interne, le thalamus dorsolatéral et les ganglions de la base). Ils ne sont présents ni dans le cervelet, ni dans la moelle épinière. L'analyse quantitative de la charge en amyloïde chez les souris âgées de 12 mois (Fig. 10) montre que les pourcentages de la surface de l'immunomarquage A(3 par rapport à la surface totale de la région analysée atteignent des valeurs de 3,1; de 0,8 à 1,1 et <0,5 pour l'hippocampe, le cortex et le reste de l'hémicerveau, respectivement. La charge en amyloïde atteint plus de 9% et 5% dans les champs les plus riches de l'hippocampe et du cortex, respectivement. De telles charges en amyloïde sont situées dans un ordre de valeur similaire à celui décrits précédemment dans le cerveau humain AD (6-12%) (Hyman et al., 1993).
EXEMPLE 5 : Eléments neuritiques chez la souris double transgénique (PDGF
APP69sSDL x HMG PS1M146L) Dans toutes les souris transgéniques qui développent des dépôts A-(3, les dépôts de grande et moyenne tailles contiennent de nombreux éléments neuritiques, comme le montrent d'une part les images de simples immunomarquages avec différents marqueurs des neurites dystrophiques telles que l'APP (Fig. 11 ), la PS 1 (Fig. 12) et la delta caténine (Fig.l3) et d'autre part les images de doubles immunomarquages, qui permettent de visualiser, sur une même coupe de cerveau, les dépôts A-(3 avec l'Ac anti-A~3 4G8 et les éléménts neuritiques avec l'Ac anti-synaptophysine ou anti-SMI
(Fig. 14 et Fig. 15, respectivement). Comme illustré sur les figures 14 et 15, des éléments neuritiques synaptophysine- et SMI-immunoréactifs sont présents dans le cerveau des souris double transgéniques et ils sont intimement associés aux dépôts A-(3. De plus, nos résultats montrent que les éléments neuritiques sont très similaires à
ceux décrits dans le cerveau humain AD.
Afin de démontrer si des dégénérescences neurofibrillaires sont aussi présentes dans 5 le cerveau des souris double transgéniques, un double immunomarquage a été
réalisé
pour visualiser, sur une même coupe de cerveau, les dépôts A-(3 avec l'Ac anti-A(3 4G8 et les dégénérescences neurofibrillaires avec l'Ac anti-Tau-1. Comme illustré sur la figure 16, l'Ac anti-Tau-1 marque les éléments neuritiques tels que les neurites qui tapissent les dépôts A-~3 et les corps cellulaires anormaux. Ces deux types d'éléments 10 immunomarqués sont présents dans les régions cérébrales riches en dépôts A-(3 (formation hippocampale et cortex) tandis qu'ils sont absents dans les régions sous-corticales pauvres ou dépourvues de dépôts A-Vii.
L'ensemble de ces résultats démontre clairement que des processus dégénératifs, en plus du phénomène de déposition d'amyloïde, se produisent au sein des structures 15 cognitives chez les souris double transgéniques et ceci de façon similaire à ceux présents dans le cerveau AD.
EXEMPLE 6 : Présence d'astrocytes activés à l'intérieur ou autour des dépôts amyloïdes chez la souris double transgénique (PDGF APP69sSDL x HMG
20 PS1M146L) Dans la mesure où les dépôts A-(3 dans le tissu cérébral AD sont associés avec des cellules gliales (les cellules inflammatoires du système nerveux central), il a été
examiné si une réaction gliale dans le neuropil se produit chez nos souris transgéniques qui développent des dépôts A-(3. Aucun astrocyte réactif GFAP-25 immunoréactif dans le cerveau ni des souris contrôles non transgéniques, ni des souris transgéniques qui ne développent pas de dépôts A-~3 (par exemple les souris simple transgéniques PDGF APP69sSDL ou HMG PS1M146L) n'a été observé. En revanche, toutes les souris double transgéniques avec des dépôts A-(3 dans leur cerveau ont des astrocytes réactifs GFAP-immunoréactifs intimement associés aux dépôts A-(3 (Fig.
17).
EXEMPLE 7 : Mise en évidence d'un dysfonctionnement mitochondrial chez la souris double transgénique (PDGF APP695SDL x HMG PS1M146L) Un immunomarquage simple a été réalisé pour visualiser la protéine Bax seule et un immunomarquage double pour visualiser, sur une même coupe de cerveau, la protéine Bax et les dépôts A-(3; ceci dans le but de déterminer une relation entre l'expression de Bax et les plaques amyloïdes.
Les résultats du simple marquage ont montré que, chez les souris contrôles non transgéniques et aussi chez les souris transgéniques, la protéine Bax est exprimée dans les neurones de nombreuses structures cérébrales, telles que les couches neuronales de la formation hippocampale et toutes lés régions corticales (Fig.

à H). Néanmoins, seules les souris double transgéniques (PDGF APP69sSDL x HMG
PS1M146L), et non les souris simple transgéniques (PDGF APP69sSDL or HMG
PS 1 M 146L) ou contrôles non transgéniques, montrent une immunoréactivité Bax dans des éléments cellulaires tels que des neurites dystrophiques (Fig.l8A à
H), des corps cellulaires neuronaux semblables à des dégénérescences neurofibrillaires précoces, et occasionnellement des cellules gliales activées (voir ci-dessous). De façon intéressante, ces éléments cellulaires Bax-immunoréactifs anormaux sont localisés exclusivement dans des régions cérébrales riches en dépôts A-[3, comme le gyrus denté, les régions hippocampales CA1 et CA3, le subiculum, et les cortex cingulaire et entorhinal.
Le double immunomarquage avec les Ac anti-Bax et anti-Agi a confirmé dans un deuxième temps que l'immunoréactivité Bax dans les éléments neuritiques et les cellules gliales activées sont intimement associés aux dépôts A-(3 chez les animaux double transgéniques (Fig.l8I à L). De tels éléments cellulaires Bax-immunoréactifs n'ont jamais été détectés dans le cerveau des animaux non transgéniques ou simples transgéniques. Dans ces études, l'immunomarquage Bax est spécifique comme l'ont démontré les expériences de préabsorption avec un peptide bloquant.
Les résultats de simple immunomarquage du cytochrome C ont montré que la protéine cytochrome C est exprimée dans les corps cellulaires neuronaux chez les 4 groupes d'animaux examinés (contrôles non transgéniques, simple et double transgéniques- tableau I). Le pattern de distribution des neurones cytochrome C-immunoréactifs est similaire à celui décrit pour Bax. De façon intéressante, comme pour Bax, l'expression du cytochrome C est démontrée dans des éléments cellulaires tels que des neurites et des corps cellulaires neuronaux anormaux (Fig. 20) uniquement chez la souris double transgénique. Ces éléments cellulaires cytochrome 1 S C-immunoréactifs ne sont jamais observés chez les souris simple transgéniques ou contrôle non transgénique (Fig. 20). Chez les souris double transgéniques, les éléments neuritiques cytochrome C-immunoréactifs, comme les éléments neuritiques Bax-immunoréactifs, sont localisés dans les structures cérébrales dans lesquelles les dépôts A-(3 sont présents, principalement le gyrus denté, les régions hippocampales CA1 et CA3, les cortex cingulaire (Fig. 20). Le double immunomarquage du cytochrome C et des dépôts A-(3 montre que les éléments neuritiques cytochrome C-immunoréactifs chez ces animaux double transgéniques sont intimement associés aux plaques amyloïdes (Fig.20). De la même manière que l'immunomarquage Bax, l'immunomarquage cytochrome C est spécifique comme l'ont démontré les expériences de préabsorption avec des protéines cytochrome C purifiées.
En parallèle aux expériences menées sur les souris transgéniques, les doubles immunomarquages Bax/A(3 et cytochrome C/A(3 ont été réalisés sur du tissu de cerveau humain postmortem d'un individu contrôle et d'un sujet AD. Les résultats obtenus (Fig. 19 et Fig.21 ) montrent que, dans le cerveau humain AD, les éléments neuritiques Bax- ou cytochrome C-immunoréactifs tels que des neurites dystrophiques et des neurodégénérescences neurofibrillaires précoces sont présents à
l'intérieur ou autour des plaques amyloïdes. Les éléments neuronaux anormaux, Bax- et cytochrome C-immunoréactifs n'ont pas été observés dans le tissu humain contrôle.
Afin de confirmer la présence dans le cerveau de souris double transgéniques des protéines Bax et cytochrome C dans des éléments neuritiques anormaux, des doubles marquages immunofluorescents ont également été réalisés, lesquels ont permis de démontrer la colocalisation de Bax avec l'APP, la PS 1 et le cytochrome C dans les mêmes éléments neuritiques qui tapissent les dépôts A-(3 (Fig. 22et 23). Enfin la colocalisation du cytochrome C avec la delta caténine dans ces mêmes éléments neuritiques a été montrée (Fig. 22).
Le fait que, Bax et cytochrome C soient surexprimées dans les éléments neuritiques tels que des neurites et des corps cellulaires neuronaux anormaux aussi bien dans le cerveau humain AD que dans le cerveau des souris double transgéniques, démontre l'implication de ces protéines dans la régulation d'évènements précoces associés à la mort neuronale chez l'homme AD et dans ce modèle de souris transgéniques.
Ces données chez la souris sont les premières à démontrer que l'expression de deux protéines mitochondriales différentes, Bax et cytochrome C connues pour induire la mort cellulaire en culture (voir introduction), est altérée dans le cerveau de souris transgéniques qui développent des dépôts A-[3. Cette expression modifiée de Bax et cytochrome C consiste en l'accumulation des ces deux marqueurs mitochondriaux dans des éléments neuronaux anormaux qui sont intimement associés aux plaques amyloïdes.

Un point important est qûe les éléments neuritiques Bax et cytochrome C-immunoréactifs chez la souris double transgénique sont semblables à ceux observés dans le cerveau humain AD, ceci indiquant que le même type de dysfonctionnement mitochondrial est trouvé chez l'homme AD.

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Claims (12)

REVENDICATIONS

1. Modèle animal transgénique non-humain de la maladie d'Alzheimer présentant à la fois des plaques amyloïdes et un dysfonctionnement mitochondrial.

2. Modèle animal selon la revendication 1, caractérisé en ce qu'il coexprime le précurseur du peptide .beta.-amyloïde (APP) et une préséniline, de préférence la préséniline 1 (PS1).

3. Modèle animal selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'il coexprime des formes mutées de l'APP et/ou de PS1.

4. Modèle animal selon la revendication 3, caractérisé en ce que la mutation dans le gène de l'APP est choisie parmi les mutations "Swedisch", "London" et "Dutch"
seules ou en combinaison.

5. Modèle animal selon la revendication 3, caractérisé en ce que la mutation dans le gène de la PS1 est choisie parmi les mutations M146L, A246E, C410Y, H163R, L286V, L235P, seule ou en combinaison.

6. Modèle animal la revendication 5, caractérisé en ce que la mutation est M146L.

7. Modèle animal selon la revendication 1, caractérisé en ce que le dysfonctionnement mitochondrial correspond à une altération, une modification, une surexpression ou une inhibition de l'expression des protéines mitochondriales.

8. Modèle animal selon la revendication 7, caractérisé en ce que les protéines sont intramitochondriales.

9. Modèle selon la revendication 8, caractérisé en ceque les protéines sont les protéines BAX et/ou cytochrome C.

10. Utilisation du modèle animal tel que décrit selon les revendications 1 à 9 pour la mise en évidence de composés destinés au traitement des maladies neurodégénératives, de préférence la maladie d'Alzheimer.

11. Cellule extraite d'un modèle animal tel que décrit selon les revendications 1 à 9.

12. Utilisation d'une cellule telle que décrite selon la revendication 11, pour la mise en évidence de composés destinés au traitement des maladies neurodégénératives, de préférence la maladie d'Alzheimer.