WO2005116249A1 - Marqueur predictif de l'evolution des melanomes et ses applications. - Google Patents

Marqueur predictif de l'evolution des melanomes et ses applications. Download PDF

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WO2005116249A1
WO2005116249A1 PCT/FR2005/001054 FR2005001054W WO2005116249A1 WO 2005116249 A1 WO2005116249 A1 WO 2005116249A1 FR 2005001054 W FR2005001054 W FR 2005001054W WO 2005116249 A1 WO2005116249 A1 WO 2005116249A1
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WO
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mitf
transcripts
seq
exon
nucleotides
Prior art date
Application number
PCT/FR2005/001054
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Inventor
Marie-Dominique Galibert-Anne
Original Assignee
Centre National De La Recherche Scientifique
Universite De Rennes 1
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Publication date
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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • C12Q1/68—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions involving nucleic acids
    • C12Q1/6876—Nucleic acid products used in the analysis of nucleic acids, e.g. primers or probes
    • C12Q1/6883—Nucleic acid products used in the analysis of nucleic acids, e.g. primers or probes for diseases caused by alterations of genetic material
    • C12Q1/6886—Nucleic acid products used in the analysis of nucleic acids, e.g. primers or probes for diseases caused by alterations of genetic material for cancer
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q2600/00—Oligonucleotides characterized by their use
    • C12Q2600/136—Screening for pharmacological compounds

Definitions

  • the present invention relates to a method for screening, evaluating the prognosis and / or monitoring the treatment of a malignant melanoma which is based on the detection of a new marker predicting the progression of melanomas in humans or other mammals.
  • Malignant melanoma is a rapidly expanding pathology, with an increasing increase in the incidence of the disease which doubles every ten years or so. In France, 4,000 to 6,000 new cases are identified per year, due to new sociological behaviors with regard to ultra-violet radiation (UN): search for solar irradiation; use of poorly protective products; access to solariums, etc.
  • UN ultra-violet radiation
  • the diagnosis of melanoma is anatomo-clinical and is based, at present, essentially on a morphological analysis, according to the rules of ABCDaire (asymmetry of the lesion (A), irregular edges (B), color (C), diameter (D), extension (E)) and histological of suspicious skin lesions.
  • the histological examination is based on the biphasic theory, which postulates that melanomas evolve, in a first phase "horizontally", in a layer, above the basement membrane (intra-epidermal phase), then in the superficial dermis (microinvasive phase) with often an invasion of the surface layers of the epidermis, and in a second phase "vertically", penetrating deep into the dermis, with a dermal invasion associated with inflammation (invasive phase).
  • the purpose of the histological analysis is to establish: (i) the melanocytic nature of the tumor, which poses problems during achromic (non-pigmented) melanomas, (ii) the malignancy of the tumor, which poses problems in early intradermal tumors or in certain forms of nevus, and (iii) the prognosis of melanoma (risk of recurrence and risk of death at 5 and 10 years), depending on the degree of invasion and the thickness of the tumor (Breslow index).
  • the histological examination is cumbersome to implement and can only be carried out by specialized and qualified personnel.
  • the markers PS 100 and HMB45 which are specific for cancer cells are used routinely in case of doubt about the malignancy of a sample, while the markers Melan-A / MARTl, PMEL17, MAGE-1 and MITF-M, which are specific melanocyte cells are used only in certain protocols. However, there is no marker with prognostic value at the early stage of the disease (stage I: primary tumor).
  • the protein S 100 which has been considered as a prognostic marker for melanoma and has the advantage of being detectable in serum (non-invasive diagnosis), has prognostic value only in the late stages of the disease (stage II (regional lymph node involvement) and stage III (distant metastases); Martenson et al, J Clin Oncol, 2001, 19, 824-831;.... Poggi et al, abstract of the paper to 18 l ⁇ me Symposium in Immunoassay and specialized Biology, France, October 2001).
  • this marker poses reliability and reproducibility problems and this marker is not specific for melanoma, since it can be elevated in other pathological situations such as cerebrovascular accidents (Thollet et al., communication to the J inherents Dermatologies de Paris, December 2-6, 2003).
  • the inventors set themselves the goal of highlighting a specific marker for malignant melanoma, making it possible both to establish the diagnosis of malignant melanoma and to screen patients at high risk, at an early stage of the disease, so as to set up an adapted treatment.
  • Melanocytes are derived from a transient embryonic structure, the neural crest.
  • the pre-melanoblasts cells that are precursors of melanocytes, leave the neural crest and migrate into the mesenchyme over considerable distances, to come to localize themselves at the level of the basement membrane of the epidermis.
  • the precursor cells then complete their differentiation into functional melanocytes.
  • Melanocytes are dendritic cells specialized in the synthesis of the photoprotective pigment, melanin.
  • the production of melanin is the result of close cooperation between the melanocytes and the adjacent cells, the keratinocytes. More than 1 10 loci may have been implicated in the development or functioning of melanocyte cells.
  • membrane receptors such as c-Kit, endothelin B or MC1R, upstream of the signaling pathways, and transcription factors such as M-Microphthalmia (MITF-M), Pax3, Sox10 or Brn2 .
  • M-Microphthalmia M-Microphthalmia
  • Pax3, Sox10 or Brn2 transcription factors
  • mice carrying mutations of the microphthalmia gene in the heterozygous state are characterized by pigmentation abnormalities but also and above all by the migration of melanocytic cells (Steingrimsson et al., Genetics, 2003, 163, 267-276). Comparable abnormalities also affect humans (aardenburg syndrome; Tassbehji et al., Nature genetics, 1994, 8, 251-255).
  • the transcriptional activity of the protein M-Microphthalmia is therefore not limited to the regulation of the genes responsible for the synthesis of melanin (tyrosinase, TRP-1 and -2) in the acquisition of a pigmented phenotype but probably possesses other targets during early development and in maintaining cell survival.
  • M-Microphtalmia has been implicated in the regulation of the pro-apoptotic gene, bcl2 (Me Gill et al., Cell, 2002, 74, 395-404).
  • the isoform M of the microphthalmia gene is therefore potentially a marker for specific differentiation of the melanocyte line.
  • the human mitf gene or its counterparts are composed of 10 exons (1, 2a, 2b, 3-9) and code for transcription factors of the bHLH-Zip family (basic-Helix- Loop-Helix-LeucineZipper) involved in cell differentiation.
  • MITF-A, C, H and -M isoforms of MITF
  • mitf + and mitf- respectively.
  • the corresponding proteins may or may not have an insertion of 6 amino acids upstream of the basic domain (DNA binding domain) and are called MITF + and MITF-.
  • the mitf + transcript consists of all of the exons and all of exon 6 (a and b), while the mitf- transcript consists of all of the exons and only from part 6b of exon 6 (FIG.
  • the sequences of the mitf + transcript of the isoform M are accessible in GenBank respectively under the following access numbers: n ° NM_000248.2 (man), n ° NM_008601 (mouse) and n ° AY240952 ( dog).
  • n ° NM_000248.2 man
  • n ° NM_008601 molecular identifier
  • n ° AY240952 dog.
  • two proteins are translated, MITF-M + of 419 amino acids and MITF-M- of 413 amino acids (FIG. 2).
  • the 6 difference amino acids are located upstream of the DNA binding domain (for the mitf + form).
  • the evaluation of the relative quantity of mitf-M + and mitf-M- transcripts in a suspected melanoma sample would make it possible to establish the diagnosis, to assess the prognosis and to follow the treatment of melanoma.
  • the method described in this International Application is only semi-quantitative and therefore does not allow the relative quantification of the mitf-M + and mitf-M- transcripts.
  • the data presented only show that the mitf-M + transcript is predominant in melanocytes while the relative proportion of mitf-M + and mitf-M- transcripts varies in tumors.
  • the inventor has developed a method for the relative quantification of mitf-M- and mitf-M r + transcripts and he has shown that there is indeed a variation in the relative proportion of mitf-M- and mitf-M + transcripts, between a sample of healthy tissue and a sample of melanoma.
  • the relative proportion of mitf-M- and mitf-M + transcripts is comparable to the level of healthy tissue (approximately 50% of mitf-M- transcripts and 50% of mitf-M + transcripts) while the relative proportion of mitf-M- transcripts is generally increased in tumor samples where it becomes the majority.
  • mitf-M- and mitf-M + transcripts can also observe a change in the quantity relative of mitf-M- and mitf-M + transcripts, depending on the type of differentiation of melanocytes (melanoblasts and melanocytes versus melanomas), indicating a role for these transcripts and / or the corresponding proteins in the acquisition or accompaniment of a cancer phenotype in melanocytes. Consequently, the mitf-M- transcript represents a useful marker for the diagnosis of melanoma.
  • the relative quantity of mitf-M- transcripts is a predictive factor for the development of a melanoma; the higher the relative amount of mitf-M-, the poorer the prognosis for melanoma (high risk of recurrence and death at 5 or 10 years).
  • the mitf-M- marker allows the early diagnosis of high-risk patients and the monitoring of the evolution of melanoma after the removal of the primary tumor and / or metastases; this diagnosis makes it possible to better select the treatment most appropriate to the context.
  • This marker can also be used to identify drugs active on this pathology.
  • the subject of the present invention is a method for screening, evaluating the prognosis and / or monitoring the treatment of a malignant melanoma, which method comprises at least the relative quantification of the alternative isoform splicing transcripts M of the microphthalmia gene, mitf-M + and mitf-M-, in a tissue sample suspected of malignant melanoma, according to the following steps: (a1) the simultaneous amplification of the two alternative transcripts mitf- M + and mitf-M- in said or said sample (s), in the presence of a pair of primers, each of said primers comprising between 15 and 50 nucleotides, preferably between 15 and 30 nucleotides, the forward primer corresponding to a fragment located upstream from the exon 6a of the mitf-M transcript preferably in exon 5 and the antisense primer corresponding to a fragment located downstream of exon 6a, preferably in exon 6b, and simultaneously (a2) la detection of the quantity of each of the amplimers,
  • the diagnosis of a malignant melanoma is in this case almost certain.
  • it comprises: carrying out steps (a1) and (a2) from both said sample of tissue suspected of malignant melanoma and from a reference sample, and a step additional (b) determining the variation in the relative proportion of mitf-M- transcripts, between the two samples analyzed.
  • the reference sample is in particular a sample of healthy tissue from the same individual or a mixture of RNAs from samples of healthy skin of different phototype.
  • said method comprises a step of extracting total RNA from said sample of tissue suspected of melanoma and possibly from said reference sample, in particular a sample of healthy tissue from the same individual.
  • the simultaneous amplification of the transcripts is carried out by RT-PCR; the reverse transcription and PCR amplification steps are either dissociated and in this case the quantification is carried out by PCR-quantitative, or they are coupled and in this case the quantification is carried out by quantitative RT-PCR.
  • said quantification is carried out using an internal standard such as, for example, the 18S subunit of ribosomal RNA.
  • the detection of the amplimers is carried out by any suitable means, in particular by measuring the signal emitted by the probe, in particular a fluorescent signal.
  • Said quantification is carried out in real time, that is to say that the detection and quantification of the signal emitted by the probe, in particular the fluorescence emission, are carried out during the amplification process, insofar as the increase in the signal is directly proportional to the amount of amplimers produced during the reaction.
  • the positions of the primers are selected so as to obtain amplimers of approximately 100-200 base pairs.
  • the sequences of the primers are chosen so as to obtain a specific hybridization: absence of cross hybridization, Tm of approximately 60 ° C., absence of secondary structure, positive GC criteria.
  • the sense primer can advantageously correspond to a fragment of approximately 20 to 25 nucleotides of exon 5, the 3 'end of which is preferably situated at a distance between 1 and 50 nucleotides, starting from the 5 'end of exon 6a and the antisense primer may advantageously correspond to a fragment of approximately 20 to 25 nucleotides of exon 6b, the 3' end of which is preferably located at a distance between 1 and 50 nucleotides, from the 3 'end of exon 6a.
  • said pairs of primers are selected from the group consisting of pairs of primers SEQ ID NO: 1 and 2 (amplification of a fragment of human transcript), SEQ ID NO : 3 and 4 (amplification of a murine transcript fragment), SEQ ID NO: 1 and 5 (amplification of a canine transcript fragment) and SEQ ID NO: 19 and 20 (amplification tion of a fragment of human or murine transcript).
  • SEQ ID NO: 1 5 'GGCCTCACCATCAGCAACTC 3'
  • SEQ ID NO: 2 5 * TCTCTTTGGCCAGTGCTCTTG 3 'SEQ ID NO: 3: 5' CGCCACCAGGCCTTACCATCA 3 'SEQ ID NO: 4: 5' CTGCCTCTCTCTAGCCA 3 'SEQ ID NO: 5: 5' CCTCTCTTTAGCCAATGCTCTCG 3 '.
  • SEQ ID NO: 19 5 'CCTGTCCAGCCAACCTTCCC 3'
  • SEQ ID NO: 20 5 'CATGTCTGGATCATTTGACTTGGG 3'
  • the positions of the primers SEQ ID NO: 1 and SEQ ID NO: 2 are illustrated in Figures 2 and 3.
  • the positions of the probes are selected so as to obtain a specific hybridization with each of the transcripts, mitf-M + and mitf-M-.
  • the length of the probes is at most 22 and 24 nucleotides, respectively for the mitf- M + and mitf-M- probes, preferably from 10 to 20 nucleotides.
  • the addition of a stabilizing group such as an MGB group (Minor Groove Binder) makes it possible to artificially increase the hybridization temperature of each of the probes, so as to obtain a Tm of around 70 ° C., and thus to reduce their length.
  • the specific probe of the mitf-M + transcript which is complementary to exon 6a and has a length less than or equal to 22 nucleotides, comprises a central sequence constituted by a fragment complementary to exon 6a which represents at least 80% of the total length of the probe, and possibly 1 to 4 nucleotides at its 5 'and / or 3' ends, which are complementary, respectively to the 3 'end of the sequence of exon 5
  • the specific probe of the mitf-M- transcript which is complementary to the exon 5-exon 6b junction and has a length less than or equal
  • each of said probes is marked, at at least one end, by a fluoro- different chrome.
  • the 5 'end is marked by an emitting fluorochrome (reporter) and the 3' end by a suppressing fluorochrome (quencher).
  • one of the ends, preferably the 3 ′ end of each of the probes is also marked by an MGB group (Minor Groove Binder), which makes it possible to artificially increase the hybridization temperature of each of the probes and to reduce thus their length.
  • the emitting fluorochromes useful for quantitative detection are known to those skilled in the art, these include: 6-FAM (6-carboxyfluorescein), TET (tetrachloro-6-carboxyfluorescein), HEX (hexachloro-6 - fluorescein), fluorescein isothyocyanate (FITC), rhodamine, cyanine (CY3, CY5) and Texas red (Texas Red).
  • 6-FAM 6-carboxyfluorescein
  • TET tetrachloro-6-carboxyfluorescein
  • HEX hexachloro-6 - fluorescein
  • fluorescein isothyocyanate FITC
  • rhodamine cyanine
  • Texas red Texas red
  • suppressing fluorochromes are known to a person skilled in the art; these include methyl red and TAMRA (6-carboxytetramethylrhodamine).
  • the specific probes of the mitf-M + and mitf-M- transcripts are selected from the group consisting of the sequences SEQ ID NO: 6 to SEQ ID NO: 9. More specifically, the detection of each of the two transcripts of the Microphtalmia gene is carried out, respectively, using the probes defined by the sequences SEQ ID NO: 6 (mitf-M +) and 7 (mitf-M-) for human transcripts , SEQ ID NO: 7 (mitf-M-) and 8 (mitf-MX) for urine transcripts and SEQ ID NO: 6 (mitf-M +) and 9 (mitf-M-) for canine transcripts.
  • SEQ ID NO: 6 5 'CAGCGTGTATTTTTCCCAC 3'
  • SEQ ID NO: 7 5 'AGCTCACAGAGTCTGAAG 3'
  • SEQ ID NO: 8 5 'CAGCGTGTATTTTCCCCAC 3'
  • SEQ ID NO: 9 5 'AGCTCACAGAATCTGAAG 3 '.
  • the probe centered on exon 6a is specific for the mitf-M + transcript and the probe complementary to the exon 5-exon 6b junction is specific for the mitf-M- transcript.
  • step a2) it is possible in step a2), to use in parallel a third probe marked with a fluorochrome different from the two fluorochromes used for the other probes, comprising from 10 to 20 nucleotides which hybridize between the two primers, in a region of the amplimers which is common to the two transcripts.
  • This probe which is common to the two transcripts makes it possible to determine the total quantity of mitf-M transcript and therefore to verify the relevance of the results obtained for each of the mitf-M + and mitf-M- transcripts, with its specific probe.
  • said probe is the sequence SEQ ID NO: 25 which is common to the mitf-M + and mitf-M-, human, murine and canine transcripts.
  • said method comprises, in parallel, verification, by any appropriate means, that the transcripts / nt quantified from said sample of tissue suspected of melanoma and possibly from said reference sample, correspond to the isoform M.
  • Said verification is notably carried out by RT-PCR using a pair of primers specific for exon lm (specific for isoform M) such as for example the pair SEQ ID NO: 14 and 11 or SEQ ID NO: 15 and 11.
  • the absence of transcripts of the other isoforms (A, H and / or C) of the mitf gene in the sample of tissue suspected of melanoma is also verified, in particular by RT-PCR at using either a pair of specific primers of exons la, le and lh as the pair SEQ ID NO: 16 and 1 1, or three pairs of specific primers of exon la respectively (pair SEQ ID NO: 10 and 1 1), the (SEQ ID NO: 12 and 11) and 1h (SEQ ID NO: 13 and 11).
  • the present invention also relates to a kit for screening, evaluating the prognosis and monitoring the monitoring of a malignant melanoma, characterized in that it comprises, in addition to the buffers and reagents necessary for the amplification: - at least one pair of primers specific for the mitf-M + and mitf-M- alternative transcripts, each of said primers comprising between 15 and 50 nucleotides, preferably between 15 and 30 nucleotides, the sense primer corresponding to a fragment of approximately 20 to 25 nucleotides located upstream of exon 6a of the mitf-M transcript, preferably in exon 5, and the anti primer sense corresponding to a fragment of about 20 to 25 nucleotides located downstream of exon 6a, preferably in exon 6b
  • said probes are labeled, at the 5 ′ end with a different emitting fluorochrome, and at the 3 ′ end with a suppressing fluorochrome and by an MGB (Minor Groove Binder) group.
  • said pairs of primers specific for the mitf-M + and mitf-M- alternative transcripts are selected from the group consisting of primer pairs SEQ ID NO: 1 and 2, SEQ ID NO: 3 and 4, SEQ ID NO: 1 and 5 and SEQ ID NO: 19 and 20, and said labeled probes are selected from the group consisting of sequences SEQ ID NO: 6 to SEQ ID NO: 9.
  • said pairs of specific primers of exon lm are selected from the group consisting of pairs SEQ ID NO: 14 and 1 1 or SEQ ID NO: 15 and 1 1.
  • said pairs of primers specific for exon la, le and / or lh are selected from the group consisting of: - the pair SEQ ID NO: 16 and 1 1 which is specific for exons 1 a, 1 c and 1 h, and - the three pairs of specific primers of exon respectively (pair SEQ ID NO: 10 and 1 1), le (SEQ ID NO: 12 and 1 1) and lh (SEQ ID NO: 13 and 1 1).
  • it also comprises a third labeled probe comprising from 10 to 20 nucleotides complementary to a region of the amplimers which is common to the mitf- transcripts
  • said probe is the sequence SEQ ID NO: 25 which is common to the mitf-M + and mitf-M-, human, murine and canine transcripts.
  • the present invention also relates to pairs of primers specific for mitf-M- and mitf-M + transcripts, characterized in that they are selected from the group consisting of primer pairs SEQ ID NO: 1 and 2, SEQ ID NO: 3 and 4, SEQ ID NO: 1 and 5 and SEQ ID NO: 19 and 20.
  • the present invention also relates to primer pairs specific to exon la, le, and / or lh du microphthalmia gene, as defined above.
  • the present invention further relates to probes specific for the mitf-M- transcript, characterized in that they are selected from the group consisting of the sequences SEQ ID N: 7 and SEQ ID NO: 9.
  • the present invention also relates to probes specific for the mitf-M + transcript, characterized in that they are selected from the group consisting of the sequences SEQ ID NO: 6 and SEQ ID NO: 8.
  • the present invention has, in addition , for object a probe of sequence SEQ ID NO: 25, which is common to the transcripts mitf-M- and mitf-M +, humans, murins and canines.
  • the present invention also relates to a method of identifying a molecule active in the treatment of melanoma, characterized in that it comprises: - the incubation of melanoma cells, in the presence of the molecule to be tested, - the relative quantification of the mitf-M + and mitf-M- transcripts, before and after incubation with said molecule, according to the steps of the screening method as defined above, and - the identification of molecules capable of modulating (increasing or decreasing) the relative quantity of mitf-M- transcripts in said cells.
  • said molecule to be tested is a modulator (activator / inhibitor) of the MAP kinase signaling pathway.
  • FIG. 1 represents the structure of the isoforms of the microphthalmia gene. Exon 1 is specific to each of the isoforms MITF-A, MITF-C, MITF-H, AND MITF-M and makes it possible to differentiate the transcripts mitf A, CH and M, by RT-PCR using primers specific for, respectively exon la, le, lh and lm.
  • FIG. 2A represents the exon / intron structure of the isoform M of the microphthalmia gene, as well as that of the transcripts (mitf-M + and mitf-M-) and the corresponding proteins (MITF + and -), resulting from alternative splicing at the junction exon 5-exon 6.
  • FIG. 2B illustrates the structure of the junctions 6a / 6b and 5 / 6b, specific, respectively of the transcripts mitf-M + and -.
  • FIG. 3A shows the nucleotide sequence of exons 5-6a-6b and 7 of the splicing transcripts of the isoform M of the human microphthalmia gene.
  • Primers 1 and 2 allow simultaneous amplification of each of the transcripts, which differ only by 18 nucleotides.
  • the end of exon 5 and the start of exon 6b are boxed, exon 6a is underlined and the sequence of probe A, centered on exon 6a is indicated in gray.
  • FIG. 3B represents the nucleotide sequences and the structure of the primers and probes of the TaqMan TM type.
  • the probes have at their 5 ′ end a fluorochrome which emits the FAM or VIC TM, respectively for probe A (SEQ ID NO: 6) and probe B (SEQ ID NO: 7), and at their 3 ′ end a fluorochrome suppressor and an MGB group (Minor Groove Binder), - Figure 4 illustrates the detection of isoforms A, C, H and M of the microphthalmia gene in different cell lines, by RT-PCR using pairs of specific primers of isoform A (pair A), C (pair C), H (pair H), and M (pairs M and M ')) or common to isoforms A, C and H (pair ACH).
  • Melanocyte lines melanocytes (Mel a), murine melanomas (B16-C36, B16-F1, B16-F10) and human melanomas (A375 (parental line A375P or metastatic derivative line A375M), MeWo, 501) were analyzed, by comparison with non-melanocyte lines (NIH-3T3 and HeLa).
  • the transcripts of the gapdh gene are used to control RT-PCR.
  • - Figure 5 illustrates the analysis by RT-PCR, microphthalmia-M transcripts, according to the stage and type of cell differentiation: melanoblasts, melanocytes and melanomas.
  • a single peak is observed during the simultaneous amplification of the two splicing transcripts mitf-M + and mitf-M-, because the Tm of the 2 amplimers, verified by the Primer Express software, are identical (81 ° C). Identical results are observed with the different cell lines and the different tissue samples that have been studied.
  • - Figure 7 illustrates the relative amount of mitf-M + and mitf-M- transcripts, determined with separate or mixed probes.
  • the joint use of the two TaqMan TM probes was validated by quantitative PCR using a sample of B16 cells, before treatment (T0) and after treatment with the compound U0126.
  • the relative percentages of mitf-M + and mitf-M- transcripts obtained for each experimental condition are identical with the probes used separately or simultaneously.
  • - Figure 8 illustrates the comparison of the relative quantities of mitf-M + transcripts (in black) and mitf-M- (in gray) in healthy skin and the cutaneous tumor sample of two patients.
  • the relative proportion of mitf-M + and mitf- M- transcripts is comparable to the level of healthy tissue, close to 50%.
  • the mitf-M- transcript becomes largely majority compared to the mitf-M + transcript.
  • - Figure 9 illustrates the effect of activation and inhibition of the MAPKinases pathway on the differential splicing of microphthalmia-M transcripts.
  • the mitf-M + and mitf-M- transcripts were analyzed by semi-quantitative RT-PCR, after stimulation of the B16, A375P and A375M cell lines, by an activator (TPA: tetradecanoyl phorbol-13 acetate) or an inhibitor (U0126).
  • MAP kinases for 2 h and 30 min or 5 h.
  • the relative proportion of the mitf-M + (200 bp amplifier) and mitf-M- (182 bp amplifier) transcripts is indicated before (T) and after stimulation (TPA, U0126).
  • the amplification products correspond to the exponential phase of RT-PCR (34 th cycle).
  • the transcripts of the gapdh gene were chosen as a control (500 bp amplifier).
  • FIG. 10 shows the signaling pathways involved in the transcriptional regulation of the M isoform of the microphthalmia gene.
  • the relative quantity of mitf-M + and mitf-M- transcripts is dependent on the MAPKinase pathway.
  • the inhibition of the ERK-2 kinase with the chemical compound U0126 promotes splicing of the form - of the microphthalmia-M transcript.
  • the activation of the MAPKinases pathway by compounds such as ⁇ -MSH (alpha-Melanocyte Specifies Hormone) or SCF (Stem Cell Factor or c-kit Ligand) promotes splicing of the + form. of the microphthalmia-M transcript.
  • - Figure 1 1 illustrates the variation in the relative quantity of mitf-M + and mitf-M- splicing transcripts after stimulation of the MAPKinase pathway by different chemical compounds (MSH, SCF, TPA, U0126), for a period 6 hours and 96 hours. The analysis is performed by PCR-quantitative on genetically distinct human melanoma lines.
  • Figure 12 illustrates the comparison of the relative amounts of mitf-M + and mitf-M- transcripts in primary cultures of melanocytes (A) and melanomas (B).
  • FIG. 13 illustrates the comparison of the relative quantities of mitf-M + and mitf-M- transcripts in cells in culture, derived from the primary tumor and from a metastasis of the same patient. A significant increase in the relative quantity of mitf-M- transcripts is observed between the primary tumor and the metastasis; in metastasis, the quantity of mitf-M- transcripts represents 79% of mitf-M transcripts.
  • FIG. 14 illustrates the comparison of the relative amounts of mitf-M + and mitf-M- transcripts in biopsies of healthy skin (A) and samples of melanomas (B). Compared with biopsies of healthy skin (12 samples), melanoma samples (69 samples) are characterized by a significant change in the ratios of microphthalmia-M + and - transcripts, with a significant increase in the relative quantity of mitf- transcripts. M-.
  • Example 1 Analysis of the transcripts of the different isoforms of the mitf gene in the melanocyte line (FIG. 4). 1) Materials and methods a) cells The studies were carried out using the following melanocyte lines: - melanocyte line: Melan-a (Bennett et al., J.
  • - murine melanoma lines B16-C36 (Bennett, Cell., 1983, 2, 445-453), B16-F1 (ATCC number: CRL-6322), B16-F10 (ATCC number: CRL-6475).
  • the human and murine non-melanocytic lines used as control are the HeLa line and the 3T3 line respectively.
  • the melanoma lines are cultured in RPMI-1640 medium (Cat No. 21875-034, Gibco BRL, Invitrogen) containing 10% fetal calf serum and 1% of a penicillin-streptomycin mixture (Gibco BRL, Invitrogen), at 37 ° C, in the presence of 10% CO 2 .
  • the melanocytes and the melanoblasts are cultured under the same conditions as the melanoma lines, with the exception of the culture medium which is supplemented with 200 nM of tetradecanoyl phorbol-13-acetate (TPA, Sigma), in order to preserve the cells at the differentiated state.
  • the control lines are cultivated under the same conditions as the melanoma lines, with the exception of the culture medium which is DMEM.
  • RNA extractions were carried out using the “RNAeasy mini kit” kit (Qiagen), according to the manufacturer's instructions. The RNAs obtained are treated with DNAse (RQ DNase, Promega), to eliminate the genomic DNA.
  • the reverse transcription reactions are carried out, from 1 to 2 ⁇ g of RNA, using the "Superscript II Reverse Transcriptase kit" (Gibco BRL, Invitrogen) according to the supplier's recommendations.
  • the PCR amplification of the transcripts of isoforms A, C, H and M of the mitf gene was carried out using pairs of primers specific for exon 1 of the following isoforms, namely: - isoform A (exon 1 a ):
  • - antisense primer (M): CATACCTGGGCACTCACTCTCTG (SEQ ID NO: 1 1)
  • CATACCTGGGCACTCACTCTCTG SEQ ID NO: 1 1
  • sense primers CTTCATTGACCTCAACTACATG (SEQ ID NO: 17) and antisense: CAGTGAGCTTCCCGTTCAG (SEQ ID NO: 18)
  • CAGTGAGCTTCCCGTTCAG SEQ ID NO: 18
  • the amplification protocol includes an initial denaturation at 95 ° C for 2 min, followed by 40 cycles including a denaturation step at 95 ° C for 45 sec, a hybridization step at 60 ° C for 45 sec and a step d elongation at 72 ° C for 1 min 30 sec, then a final elongation at 72 ° C for 10 min.
  • the isoform M analyzed using two pairs of primers (M and M ′), is found only in the melanocytic cells. It is absent from the NIH-3T3 and HeLa lines which, on the other hand, have other isoforms (A, H).
  • the transcript of the isoform M of the mitf gene (mitf M) which represents the single isoform or predominantly present in the melanocyte lines, constitutes a specific marker of this line. This marker makes it possible to establish the melanocytic origin of a skin lesion of unusual primary or secondary presentation or of a lymph node metastasis or the like.
  • Example 2 Analysis of the transcripts of the isoform M of the mitf gene according to the stage and the type of melanocyte differentiation (FIG. 5).
  • Materials and methods a) cells The studies were carried out using the following melanocyte lines: - melanoblast line (Sviderskaya et al., Development, 1995, 121, 1547-1557) - melanocyte lines - Melan-a (Bennett et al., Int J Cancer., 1987, 39, 414-418)
  • HMB-2 HMB-2 (Svec et al., Neoplasma, 1988, 35, 665-681 - murine melanoma lines
  • the melanocyte lines (melanoblasts, melanocytes and melanomas) are cultured as described in Example 1.
  • RNA extractions and the RT-PCR reactions are carried out as described in Example 1.
  • Amplification PCR of the mitf-M + and mitf-M- transcripts was carried out, according to a standard protocol, using the following pair of primers:
  • the RT-PCR results on 16 cell lines highlight differences in the relative proportion of the two forms of splicing of the mitf-M transcript, depending on the stage and the type of differentiation of the melanocytic cells (melanoblasts and melanocytes versus melanomas).
  • the non-spliced form mitf-M + is in the majority (around 90%) in melanoblasts (precursor cells of melanocytes) and melanocytes, (melan-a, melan-c).
  • melanomas present variations in the expression of one or the other of the forms of this transcript.
  • Example 3 Detection of the relative quantity of mitf-M + and mitf-M- transcripts by quantitative real-time PCR. Quantitative real-time PCR, of the TaqMan TM type (Applied Biosystems) was used to simultaneously detect the splicing transcripts of the M isoform of the microphthalmia gene, the sequence of which differs only by 18 nucleotides. A pair of unique and specific primers of the two splicing transcripts makes it possible to carry out a joint amplification of each of the transcripts ( Figures 2 and 3).
  • Each of the nucleotide sequences meets the quality criteria necessary for obtaining a specific hybridization (absence of cross hybridization, Tm of 60 ° C for the primers and of 70 ° C for the MGB probes, absence of secondary structure, positive GC criteria).
  • Primer 1 (SEQ ID NO: 1: 5 'GGCCTCACCATCAGCAACTC 3') is chosen upstream of the splicing region, in exon 5.
  • Primer 2 (SEQ ID NO: 2: 5 'TCTCTTTGGCCAGTGCTCTTG 3' ) is chosen downstream of the splicing region, in exon 6b.
  • Specific probes for each of the microphthalmia-M + and - transcripts were obtained by the addition of an MGB group at the 3 ′ position. The use of MGB grouping makes it possible to artificially increase the Tm of each of the probes and thus to reduce their length.
  • FAM fluorescent-emitting fluorochrome
  • CAGCGTGTATTTTTCCCAC probe A, SEQ ID ⁇ O: 6
  • AGCTCACAGAGTCTGAAG probe B, SEQ ID NO: 7
  • the probe A comprises 16 nucleotides on a total sequence of 19 nucleotides, which are complementary to the sequence of exon 6a, present only at the level of the mitf-M + transcript.
  • the probe A cannot therefore hybridize at the level of the mitf-M- transcript since the sequence complementarity is limited to 3 nucleotides out of 19.
  • the probe A is therefore specific for the mitf-M + transcript.
  • the sequence of probe B consists of 9 nucleotides of exon 5 and 9 of exon 6b, it is therefore centered on the junction between exons 5 and 6b which characterizes the mitf-M- transcript ( Figure 3). No sequence element from exon 6a is present.
  • the presence of 9 nucleotides complementary to exon 5 or complementary to those of exon 6b do not allow hybridization on the sequence of the mitf-M + transcript because it is separated from the 18 nucleotides corresponding to the sequence of exon 6a.
  • the Tm of a sequence of 9 nucleotides is much lower than 70 ° C., the hybridization temperature of the probe. Probe B is therefore specific for the mitf-M- transcript.
  • 2) Conditions of the PCR Reaction The extraction of the RNAs and the reverse transcription are carried out as described in Example 1. The reactions are carried out in microtiter plates of 96 hermetic wells, using mixtures from Applied Biosystems ( TaqMan TM and SYBR Green TM PCR Master Mix).
  • the 18S ribosomal RNA subunit was used as an internal positive control because it has constant values regardless of the point chosen over 24 hours.
  • the primers and probes used are as defined above.
  • the primers for positive internal control are as follows: ml 8S sense: 5 'AGGTTCTGGCCAACGGTCTAG 3' (SEQ ID NO: 21) ml 8S antisense: 5 'CCCTCTATGGGCTCGAATTTT 3 * (SEQ ID NO: 22) hl8S sense: 5' CCTAGCAATGGTCTGGACAA 3 '(SEQ ID NO: 23is hlS 5 'TCTATGGGCCCGAATCTTCTT 3' (SEQ ID NO: 24)
  • the amplification conditions are as follows: an incubation step at 50 ° C for 1 min then a denaturation step at 95 ° C for 10 min, are followed by 40 cycles comprising a denaturation step at 95 ° C for 15 sec and a hybridization and elongation step
  • the gene expression analyzes were carried out using the ABI Prism 7000 sequence detection system (Applied Biosystems) and the results were evaluated using the associated software (version 1.0, Applied Biosystems).
  • the relative quantity of mitf-M + and - transcripts was determined using the C T method as described by the manufacturer or in Heid et al., Cited above. Each experiment was carried out at least 2 times and each measurement at a given time is carried out in triplicate.
  • a single peak is observed during the simultaneous amplification of the 2 mitf-M + and mitf-M- splicing transcripts, because the Tm of the 2 amplimers produced, verified by the Primer Express software, are identical (81 ° C).
  • the joint use of the two TaqMan TM -MGB probes was validated by PCR-quantitative using the same sample, in two different experimental situations.
  • FIG. 7 shows that the relative percentages of microphthalmia-M + and - transcripts obtained for each condition are identical, that is approximately 20% of M-mitf- transcript and 80% of M-mitf + transcript, on the untreated line and approximately 30 and 70% respectively on the same line treated with the inhibitor U0126, whether the probes are used separately or jointly ( Figure 7).
  • the probes and the pair of primers proposed make it possible to specifically determine, during the same amplification, the relative quantity of microphthalmia-M + and - transcripts.
  • Example 4 Analysis of the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in samples of healthy skin and of malignant melanoma.
  • the real-time PCR-quantitative method as defined in Example 3 was used to compare the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in a sample of healthy skin and in a sample of malignant melanoma from the same individuals.
  • the results presented in FIG. 8 show that the relative proportion of microphthalmia-M + and - transcripts is comparable with the level of healthy tissue, close to 50%, while at the tumor level the mitf-M- transcripts become largely predominant compared to mitf-M + transcripts.
  • Example 5 Differential splicing of microphthalmia-M transcripts and activation of MAPKinases.
  • the melanoblasts and melanocytes which are characterized by a fixed and majority quantity of M-mitfi transcripts, require the presence of active compounds on the signaling pathway of MAP kinases (or MAPKinases) to maintain their status of differentiated cells.
  • MAP kinases or MAPKinases
  • RNA-plus solution Q-BIO-gene
  • RNA extraction and reverse transcription are carried out as described in Example 1.
  • Real-time quantitative PCR is carried out as described in Example 3.
  • Results a) Semi-quantitative RT-PCR The results obtained with the A375P, A375M and B16 lines demonstrate the role of MAPKinases in the differential splicing of mitf-M transcripts ( Figures 9 and 10).
  • Example 6 Analysis of the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in primary cultures of melanocytes and melanomas.
  • the real-time PCR-quantitative method as defined in Example 3 was used to compare the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in primary cultures of melanocytes and melanomas (passage 3).
  • the primary melanocytes in culture are characterized by an equivalent amount of mitf-M + and mitf-M- transcripts whereas melanomas in culture are characterized by an increase in the amount of mitf-M- transcripts compared to mitf- M + transcripts ( Figure 12 ).
  • Example 7 Analysis of the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in the primary tumor and a metastasis of the same patient.
  • Example 3 The real-time PCR-quantitative method as defined in Example 3 was used to compare the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in cells in culture, derived from the primary tumor and from a metastasis, of the same patient. A significant increase in the relative quantity of mitf-M- transcripts is observed between the primary tumor and the metastasis; in metastasis, the quantity of mitf-M- transcripts represents 79% of m itf-M transcripts ( Figure 13).
  • Example 8 Analysis of the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in biopsies of healthy skin and samples of melanomas.
  • the real-time PCR-quantitative method as defined in Example 3 was used to compare the relative quantity of mitf-M + and - transcripts in biopsies of healthy skin (12 samples) and of melanoma samples (69 samples ).
  • the results presented in FIG. 14 show a significant modification in the proportion of microphthalmia-M + and - transcripts in melanomas, with a significant increase in the relative quantity of mitf-M- transcripts.

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Abstract

Procédé de dépistage, d'évaluation du pronostic et/ou du suivi du traitement d'un mélanome malin qui repose sur la détection d'un marqueur prédictif de l'évolution des mélanomes chez l'homme ou les autres mammifères. Ledit procédé comprend au moins la quantification relative, par tout moyen approprié, des transcrits d'épissage alternatif de l'isoforme M du gène microphtalmia, mitf-M+ et mitf-M-, dans un échantillon de tissu suspecté de mélanome malin.

Description

MARQUEUR PREDICTIF DE L'EVOLUTION DES MELANOMES ET SES APPLICATIONS. La présente invention est relative à un procédé de dépistage, d'évaluation du pronostic et/ou du suivi du traitement d'un mélanome malin qui repose sur la détection d'un nouveau marqueur prédictif de l'évolution des mélanomes chez l'homme ou les autres mammifères. Le mélanome malin constitue une pathologie en pleine expansion, avec une augmentation croissante de l'incidence de la maladie qui double tous les dix ans environ. En France, 4000 à 6000 nouveaux cas sont recensés par an, du fait des nouveaux comportements sociologiques vis-à-vis des rayonnements ultra-violets (UN) : recherche de l'irradiation solaire ; utilisation de produits peu protecteurs ; accès aux solariums, etc .. Ces comportements stimulent la pigmentation, mais induisent par ailleurs de nombreuses mutations géniques. L'accumulation de ces mutations est déterminante dans l'apparition des différents cancers de la peau, dont le plus redoutable est le mélanome malin. Ce sont surtout les jeunes adultes (à partir de 30 ans), de la population à peau blanche qui sont victimes de mélanomes. Ainsi, le mélanome menace de devenir le cancer le plus fréquent dans cette tranche de la population et constitue un véritable problème de santé publique. Aucune thérapie efficace n'est à ce jour identifiée en dehors de l'exérèse de la tumeur primitive et des métastases ganglionnaires. La survie à cinq ans des patients atteints de mélanome est directement corrélée à l'étendue de la tumeur, à l'atteinte ganglionnaire et à la présence de métastases ; le pronostic du mélanome cutané au stade métastatique est de 2 à 3 % à 5 ans. En conséquence, le diagnostic précoce et l'exérèse correcte sont les clés d'un pronostic favorable. Le diagnostic du mélanome est anatomo-clinique et repose, à l'heure actuelle, essentiellement sur une analyse morphologique, selon les règles de l'ABCDaire (asymétrie de la lésion (A), bords irréguliers (B), couleur (C), diamètre (D), extension (E)) et histologique des lésions cutanées suspectes. En particulier, l'examen histologique est basé sur la théorie biphasique, qui postule que les mélanomes évoluent, dans une première phase « horizontalement », en nappe, au dessus de la membrane basale (phase intra-épidermique), puis dans le derme superficiel (phase microinvasive) avec souvent un envahissement des couches superficielles de l'épiderme, et dans une seconde phase « verticalement », en pénétrant profondément dans le derme, avec une invasion dermique associée à une inflammation (phase invasive). L'analyse histologique a pour but d'établir : (i) la nature mélanocytaire de la tumeur, ce qui pose des problèmes lors de mélanomes achromiques (non-pigmentés), (ii) la malignité de la tumeur, ce qui pose des problèmes dans les tumeurs débutantes intradermiques ou dans certaines formes de naevus, et (iii) le pronostic du mélanome (risque de récidive et risque de décès à 5 et 10 ans), en fonction du degré d'invasion et de l'épaisseur de la tumeur (indice de Breslow). Toutefois, l'examen histologique est lourd à mettre en œuvre et ne peut être effectué que par un personnel spécialisé et qualifié. En conséquence, pour établir le diagnostic et évaluer le pronostic d'un mélanome malin, par un test biologique simple à mettre en œuvre et automati- sable, différents marqueurs protéiques ont été recherchés. Parmi les marqueurs qui ont été plus particulièrement étudiés, on peut citer notamment les suivants : Melan-A/MARTl , S100 ou PS100, HMB45,
PMEL17/G100 (tyrosinase), MAGE-1, NA17A et MITF-M (Sheffield et al., Am. J.
Clin. Pathol., 2002, 1 18, 6, 930-936 ; XU et al., Am. J. Surg. Pathol., 2002, 26, 1, 82- 87 ; Martenson et al., J. Clin. Oncol., 2001, 19, 3, 824-831 ; Dorvault et al, Cancer,
2001, 93, 5, 337-343). La détection est effectuée par immunohistochimie
(Ramachandra et al, Virchows Arch., 1996, 429, 6, 371-376 ; Sheffield et al, précité), ou par un dosage sérique (S 100), à l'aide d'anticorps dirigés contre ces différents marqueurs. Ces marqueurs, notamment en combinaison, permettent de diagnostiquer un mélanome avec un niveau de spécificité et de sensibilité acceptable.
Les marqueurs PS 100 et HMB45 qui sont spécifiques des cellules cancéreuses sont utilisés en routine en cas de doute sur la malignité d'un prélèvement, alors que les marqueurs Melan-A/MARTl, PMEL17, MAGE-1 et MITF-M, qui sont spécifiques des cellules mélanocytaires sont utilisés uniquement dans certains protocoles. Toutefois, il n'existe pas de marqueur possédant une valeur pronostique au stade précoce de la maladie (stade I : tumeur primaire). En effet, la protéine S 100 qui a été envisagée comme marqueur pronostique du mélanome et présente l'avantage d'être détectable dans le sérum (diagnostic non-invasif), a une valeur pronostique uniquement aux stades tardifs de la maladie (stade II (atteinte régionale ganglionnaire) et stade III (métastases à distance) ; Martenson et al., J. Clin. Oncol., 2001, 19, 824-831 ; Poggi et al., résumé de la communication au 18lέme Colloque en Immunoanalyse et Biologie spécialisée, Nantes, octobre 2001). En outre, la méthode utilisée pour le dosage de ce marqueur (immunoluminescence) pose des problèmes de fiabilité et de reproductibilité et ce marqueur n'est pas spécifique du mélanome, étant donné qu'il peut être élevé dans d'autres situations pathologiques comme les accidents vasculaires cérébraux (Thollet et al., communication aux Journées Dermatologies de Paris, 2-6 décembre 2003). Dans ce contexte, les Inventeurs se sont donné pour but la mise en évidence d'un marqueur spécifique du mélanome malin, permettant à la fois d'établir le diagnostic de mélanome malin et de dépister des patients à haut risque, à un stade précoce de la maladie, de façon à mettre en place un traitement adapté. Les mélanocytes dérivent d'une structure embryonnaire transitoire, la crête neurale. Les pré-mélanoblastes, cellules précurseurs des mélanocytes, quittent la crête neurale et migrent dans le mésenchyme sur des distances considérables, pour venir se localiser au niveau de la membrane basale de l'épiderme. Les cellules précur- seurs achèvent alors leur différenciation en mélanocytes fonctionnels. Les mélanocytes sont des cellules dendritiques spécialisées dans la synthèse du pigment photoprotecteur, la mélanine. La production de mélanine est le résultat d'une coopération étroite entre les mélanocytes et les cellules adjacentes, les kératinocytes. Plus de 1 10 locus ont pu être impliqués dans le développement ou le fonctionnement des cellules mélanocytaires. Parmi eux figurent des récepteurs membranaires, tels que le c-Kit, l'endothéline B ou le MC1R, en amont des voies de signalisation, et des facteurs de transcription tels que M-Microphtalmia (MITF-M), Pax3, SoxlO ou Brn2. Ces gènes participent à la différenciation des cellules précurseurs non pigmentées de la crête neurale en mélanocytes, et à leur migration vers l'épiderme (Goding, Gènes and Dev., 2000, 14:1712-1728). Leurs fonctions ne sont toutefois pas équivalentes. Ainsi, seul le facteur de transcription M-Microphtalmia présente une expression spécifique de tissus, et est indispensable à l'établissement et au maintien de la lignée mélanocytaire. Les souris ne possédant pas de forme fonctionnelle de la protéine M-Microphtalmia (mutation vga9 +/+) ou les souris invalidées pour le gène microphtalmia (mi ou mit/ pour microphthalmia associated transcription factor) présentent un phénotype sévère puisque les animaux sont totale- ment dépourvus de mélanocytes. De même, les souris porteuses de mutations du gène microphtalmia à l'état hétérozygote se caractérisent par des anomalies de pigmentation mais aussi et surtout de la migration des cellules mélanocytaires (Steingrimsson et al., Genetics, 2003, 163, 267-276). Des anomalies comparables affectent également l'homme (syndrome de aardenburg; Tassbehji et al., Nature genetics, 1994, 8, 251- 255). L'activité transcriptionnelle de la protéine M-Microphtalmia ne se limite donc pas à la régulation des gènes responsables de la synthèse de la mélanine (tyrosinase, TRP-1 et -2) dans l'acquisition d'un phénotype pigmenté mais possède vraisemblablement d'autres cibles au cours du développement précoce et dans le maintien de la survie cellulaire. En faveur de cette hypothèse, M-Microphtalmia a été impliquée dans la régulation du gène pro-apoptotique, bcl2 (Me Gill et al., Cell, 2002, 74, 395-404). L'isoforme M du gène microphtalmia est donc potentiellement un marqueur de différenciation spécifique de la lignée mélanocytaire. Le gène mitf humain ou ses homologues (murin ou canin, notamment) sont composés de 10 exons (1, 2a, 2b, 3-9) et codent pour des facteurs de trans- cription de la famille bHLH-Zip (basic-Helix-Loop-Helix-LeucineZipper) impliqués dans la différenciation cellulaire. Au moins quatre isoformes de MITF (MITF-A, C, H et -M) ont été identifiées et comportent des extrémités N-terminales distinctes (différences au niveau de l'exon 1), (figure 1). En plus des transcrits correspondant aux différentes isoformes de MITF, qui sont générés par épissage différentiel de l'exon 1, il existe également un deuxième niveau de diversité des transcrits mitf et des protéines MITF : l'épissage différentiel à la jonction entre l'exon 5 et l'exon 6, génère des transcrits possédant ou non une séquence de 18 paires de bases, dénommés respectivement mitf+ et mitf-. Les protéines correspondantes présentent ou non une insertion de 6 acides aminés en amont du domaine basique (domaine de liaison à l'ADN) et sont dénommées MITF+ et MITF-. Le transcrit mitf+ est constitué de l'ensemble des exons et de la totalité de l'exon 6 (a et b), alors que le transcrit mitf- se compose de l'ensemble des exons et seulement de la partie 6b de l'exon 6 (figure 2 illustrant l'isoforme M). Les séquences du transcrit mitf+ de l'isoforme M (mitf-M +) sont accessibles dans GenBank respectivement sous les n° d'accès suivants : n°NM_000248.2 (homme), n°NM_008601 (souris) et n°AY240952 (chien). Par exemple, dans le cas de l'isoforme M, deux protéines sont traduites, MITF-M+ de 419 acides aminés et MITF-M- de 413 acides aminés (figure 2). Les 6 acides aminés de différence sont situés en amont du domaine de liaison à l'ADN (pour la forme mitf+). L'analyse génétique de la complémentation interallélique de muta- tions du locus mitf chez la souris, indique uniquement que les protéines MITF+ et MITF- régulent l'expression génique différemment (Steingrimsson et al., 2003, précité). Jusqu'à présent, l'existence d'une relation entre l'un des transcrits de l'isoforme M du gène mitf ou son produit et le développement d'une pathologie n'a pas été démontrée. En effet, la Demande Internationale PCT WO 00/47765 suggère que le transcrit mitf-M+ serait majoritaire dans le tissu sain, alors que la proportion serait inversée dans les mélanomes où c'est le transcrit mitf-M- qui serait majoritaire. Ainsi, l'évaluation de la quantité relative de transcrits mitf-M+ et mitf-M- dans un échantillon suspecté de mélanome permettrait d'établir le diagnostic, d'évaluer le pronostic et de suivre le traitement du mélanome. Toutefois, le procédé décrit dans cette Demande Internationale est uniquement semi-quantitatif et ne permet donc pas la quantification relative des transcrits mitf-M+ et mitf-M-. En outre, les données présentées montrent uniquement que le transcrit mitf-M+ est majoritaire dans les mélanocytes alors que la proportion relative des transcrits mitf-M+ et mitf-M- varie dans les tumeurs. L'Inventeur a développé un procédé permettant la quantification relative des transcrits mitf-M- et mitf-M r+ et il a montré qu'il existe effectivement une variation de la proportion relative de transcrits mitf-M- et mitf-M+, entre un échantillon de tissu sain et un échantillon de mélanome. La proportion relative de transcrits mitf-M- et mitf-M+ est comparable au niveau du tissu sain (environ 50 % de transcrits mitf-M- et 50 % de transcrits mitf-M+) alors que la proportion relative de transcrits mitf-M- est généralement augmentée dans les échantillons tumoraux où elle devient majoritaire. On peut également observer une modification de la quantité relative de transcrits mitf-M- et mitf-M+, en fonction du type de différenciation des mélanocytes (mélanoblastes et mélanocytes versus mélanomes), indiquant un rôle de ces transcrits et/ou des protéines correspondantes dans l'acquisition ou l'accompagnement d'un phénotype cancéreux dans les mélanocytes. En conséquence, le transcrit mitf-M- représente un marqueur utile pour le diagnostic du mélanome. En outre, la quantité relative de transcrits mitf-M- est un facteur prédictif de l'évolution d'un mélanome ; plus la quantité relative de mitf-M- est élevée plus le pronostic du mélanome semble défavorable (risque élevé de récidive et de décès à 5 ans ou 10 ans). En conséquence, le marqueur mitf-M- permet le diagnostic précoce des patients à haut risque et la surveillance de l'évolution du mélanome après l'exérèse de la tumeur primitive et/ou des métastases ; ce diagnostic permet de mieux sélectionner le traitement le plus approprié au contexte. Ce marqueur peut également être utilisé pour identifier des médica- ments actifs sur cette pathologie. En conséquence, la présente invention a pour objet un procédé de dépistage, d'évaluation du pronostic et/ou du suivi du traitement d'un mélanome malin, lequel procédé comprend au moins la quantification relative des transcrits d'épissage alternatif de l'isoforme M du gène microphtalmia, mitf-M+ et mitf-M-, dans un échantillon de tissu suspecté de mélanome malin, selon les étapes suivantes : (al) l'amplification simultanée des deux transcrits alternatifs mitf- M+ et mitf-M- dans ledit ou lesdits échantillon(s), en présence d'une paire d'amorces, chacune desdites amorces comprenant entre 15 et 50 nucléotides, de préférence entre 15 et 30 nucléotides, l'amorce sens correspondant à un fragment situé en amont de l'exon 6a du transcrit mitf-M de préférence dans l'exon 5 et l'amorce anti-sens correspondant à un fragment situé en aval de l'exon 6a, de préférence dans l'exon 6b, et de façon simultanée, (a2) la détection de la quantité de chacun des amplimères, en présence de deux sondes marquées, comprenant de préférence de 10 à 20 nucléotides, l'une desdites sondes étant complémentaire de l'exon 6a et l'autre desdites sondes étant complémentaire de la jonction exon 5-exon 6b. Lorsque la proportion relative de transcrits mitf-M- est majoritaire, le diagnostic d'un mélanome malin est dans ce cas quasiment certain. Selon un mode de mise en œuvre avantageux dudit procédé, il comprend : la réalisation des étapes (al) et (a2) à partir, à la fois dudit échantillon de tissu suspecté de mélanome malin et d'un échantillon de référence, et une étape supplémentaire (b) de détermination de la variation de la proportion relative de transcrits mitf-M-, entre les deux échantillons analysés. L'échantillon de référence est en particulier un échantillon de tissu sain du même individu ou un mélange des ARN issus d'échantillons de peau saine de phototype différent. Une augmentation de la proportion relative de mitf-M- entre l'échantillon de tissu sain et l'échantillon de tumeur permet d'établir le diagnostic de mélanome. En outre, plus cette augmentation est importante, plus le pronostic semble être défavorable. Ainsi, l'établissement d'un lien entre la proportion relative de mitf- M- dans l'échantillon de tumeur et le pronostic du mélanome permet de mieux adapter la stratégie thérapeutique et de prévenir d'éventuelles récidives en adaptant le traitement. Conformément à l'invention, préalablement à ladite quantification, ledit procédé comprend une étape d'extraction des ARN totaux, à partir dudit échantillon de tissu suspecté de mélanome et éventuellement dudit échantillon de référence, notamment un échantillon de tissu sain du même individu. L'amplification simultanée des transcrits est effectuée par RT- PCR ; les étapes de transcription inverse et d'amplification PCR sont, soit dissociées et dans ce cas la quantification est réalisée par PCR-quantitative, soit elles sont couplées et dans ce cas la quantification est réalisée par RT-PCR quantitative. De préférence, ladite quantification est réalisée à l'aide d'un étalon interne comme par exemple, la sous-unité 18S d'ARN ribosomal. La détection des amplimères est réalisée par tout moyen approprié, en particulier par mesure du signal émis par la sonde, notamment un signal fluorescent. Ladite quantification est réalisée en temps réel, c'est à dire que la détection et la quantification du signal émis par la sonde, notamment l'émission de fluorescence, sont effectuées pendant le processus d'amplification, dans la mesure où l'augmentation du signal est directement proportionnelle à la quantité d'amplimères produits durant la réaction. Les principes généraux de la PCR et de la RT-PCR quantitatives en temps réel, ainsi que les différentes techniques de détection quantitative des ampli- mères à l'aide de sondes fluorescentes, à savoir : hydrolyse de sondes par l'activité 5' nucléase de l'ADN polymérase (TaqMan™), hybridation de 2 sondes (Hybprobes), balises moléculaires (Molecular Beacons) et amorces scorpion (Scorpion primcrs) sont connues de l'Homme du métier et sont notamment décrites dans Poitras et al., Reviews in Biology and Biotechnology, 2002, 2, 1-1 1. La PCR et la RT-PCR quantitative en temps réel à l'aide de sondes du type TaqMan™ sont notamment décrites, respectivement dans Heid C. et al. (Génome Research, 1996, 6, 986-994) et Gibson U. et al. (Génome Research, 1996, 6, 995-1001). Les positions des amorces sont sélectionnées de façon à obtenir des amplimères d'environ 100-200 paires de bases. Les séquences des amorces sont choisies de façon à obtenir une hybridation spécifique : absence d'hybridation croisée, Tm d'environ 60°C, absence de structure secondaire, critères GC positifs. Ainsi l'amorce sens peut avantageusement correspondre à un fragment d'environ 20 à 25 nucléotides de l'exon 5 dont l'extrémité 3' est située, de préférence, à une distance comprise entre 1 et 50 nucléotides, à partir de l'extrémité 5' de l'exon 6a et l'amorce anti-sens peut avantageusement correspondre à un fragment d'environ 20 à 25 nucléotides de l'exon 6b, dont l'extrémité 3' est située, de préfé- rence, à une distance comprise entre 1 et 50 nucléotides, à partir de l'extrémité 3' de l'exon 6a. Selon une disposition avantageuse de ce mode de mise en œuvre, lesdites paires d'amorces sont sélectionnées dans le groupe constitué par les paires d'amorces SEQ ID NO : 1 et 2 (amplification d'un fragment de transcrit humain), SEQ ID NO :3 et 4 (amplification d'un fragment de transcrit murin), SEQ ID NO : 1 et 5 (amplification d'un fragment de transcrit canin) et SEQ ID NO :19 et 20 (amplifica- tion d'un fragment de transcrit humain ou murin). Ces différentes amorces présentent les séquences suivantes : SEQ ID NO : 1 : 5' GGCCTCACCATCAGCAACTC 3' SEQ ID NO : 2 : 5* TCTCTTTGGCCAGTGCTCTTG 3' SEQ ID NO : 3 : 5' CGCCACCAGGCCTTACCATCA 3' SEQ ID NO : 4 : 5' CTGCCTCTCTTTAGCCAATGCT 3' SEQ ID NO : 5 : 5' CCTCTCTTTAGCCAATGCTCTCG 3'. SEQ ID NO : 19: 5' CCTGTCCAGCCAACCTTCCC 3' SEQ ID NO : 20: 5' CATGTCTGGATCATTTGACTTGGG 3' Les positions des amorces SEQ ID NO :1 et SEQ ID NO :2 sont illustrées aux figures 2 et 3. Les positions des sondes sont sélectionnées de façon à obtenir une hybridation spécifique avec chacun des transcrits, mitf-M+ et mitf-M-. La longueur des sondes est au plus de 22 et 24 nucléotides, respectivement pour les sondes mitf- M+ et mitf-M-, de préférence de 10 à 20 nucléotides. L'addition d'un groupement stabilisateur comme un groupement MGB (Minor Groove Binder) permet d'augmenter artificiellement la température d'hybridation de chacune des sondes, de façon à obtenir un Tm d'environ 70°C, et de réduire ainsi leur longueur. La sonde spécifique du transcrit mitf-M+ qui est complémentaire de l'exon 6a et a une longueur inférieure ou égale 22 nucléotides, comprend une séquence centrale constituée par un fragment complémentaire de l'exon 6a qui représente au moins 80 % de la longueur totale de la sonde, et éventuellement 1 à 4 nucléotides à ses extrémités 5' et/ou 3', qui sont complémentaires, respectivement de l'extrémité 3' de la séquence de l'exon 5
(extrémité 5' de la sonde) et/ou de l'extrémité 5' de la séquence de l'exon 6b (extrémité 3' de la sonde). La sonde spécifique du transcrit mitf-M- qui est complémentaire de la jonction exon 5-exon 6b et a une longueur inférieure ou égale
24 nucléotides, est symétrique et comprend autant de nucléotides complémentaires de l'exon 5 que de nucléotides complémentaires de l'exon 6b et aucun nucléotide complémentaire de l'exon 6a. Selon une autre disposition avantageuse de ce mode de mise en œuvre, chacune desdites sondes est marquée, à au moins une extrémité, par un fluoro- chrome différent. De préférence, l'extrémité 5' est marquée par un fluorochrome émetteur (reporter) et l'extrémité 3' par un fluorochrome suppresseur (quencher). Avantageusement, l'une des extrémités, de préférence l'extrémité 3' de chacune des sondes est également marquée par un groupement MGB (Minor Groove Binder), qui permet d'augmenter artificiellement la température d'hybridation de chacune des sondes et de réduire ainsi leur longueur. Les fluorochromes émetteurs utiles pour la détection quantitative, sont connus de l'homme du métier, il s'agit notamment de : 6-FAM (6-carboxy- fluorescéine), TET (tétrachloro-6-carboxyfluorescéine), HEX (hexachloro-6- fluorescéine), isothyocyanate de fluorescéine (FITC), rhodamine, cyanine (CY3, CY5) et rouge Texas (Texas Red). De même, les fluorochromes suppresseurs sont connus de l'Homme du métier ; il s'agit notamment du rouge de méthyle et du TAMRA (6- carboxytétraméthylrhodamine). Selon une autre disposition avantageuse de ce mode de mise en œuvre, les sondes spécifiques des transcrits mitf-M+ et mitf-M- sont sélectionnées dans le groupe constitué par les séquences SEQ ID NO :6 à SEQ ID NO :9. Plus précisément, la détection de chacun des deux transcrits du gène Microphtalmia est réalisée, respectivement, à l'aide des sondes définies par les séquences SEQ ID NO :6 (mitf-M+) et 7 (mitf-M-) pour les transcrits humains, SEQ ID NO :7 (mitf-M-) et 8 (mitf-MX) pour les transcrits urins et SEQ ID NO :6 (mitf-M+) et 9 (mitf-M-) pour les transcrits canins. Ces différentes sondes présentent les séquences suivantes : SEQ ID NO : 6 : 5' CAGCGTGTATTTTTCCCAC 3' SEQ ID NO : 7 : 5' AGCTCACAGAGTCTGAAG 3' SEQ ID NO : 8 : 5' CAGCGTGTATTTTCCCCAC 3' SEQ ID NO : 9 : 5' AGCTCACAGAATCTGAAG 3'. Leurs positions sont illustrées à la figure 3. La sonde centrée sur l'exon 6a est spécifique du transcrit mitf-M+ et la sonde complémentaire de la jonction exon 5-exon 6b est spécifique du transcrit mitf-M-. En outre, à titre de contrôle de la qualité de la détection de chacun des transcrits à l'aide de sa sonde spécifique, il est possible à l'étape a2), d'utiliser en parallèle une troisième sonde marquée par un fluorochrome différent des deux fluorochromes utilisés pour les autres sondes, comprenant de 10 à 20 nucléotides s'hybridant entre les deux amorces, dans une région des amplimères qui est commune aux deux transcrits. Cette sonde qui est commune aux deux transcrits permet de déterminer la quantité totale de transcrit mitf-M et donc de vérifier la pertinence des résultats obtenus pour chacun des transcrits mitf-M+ et mitf-M-, avec sa sonde spécifique. De préférence, ladite sonde est la séquence SEQ ID NO : 25 qui est commune aux transcrits mitf-M+ et mitf-M-, humains, murins et canins. Selon une autre disposition avantageuse dudit procédé, il comprend en parallèle, la vérification, par tout moyen approprié, que les transcrits /n t quantifiés à partir dudit échantillon de tissu suspecté de mélanome et éventuellement dudit échantillon de référence, correspondent à l'isoforme M. Ladite vérification est notamment réalisée par RT-PCR à l'aide d'une paire d'amorces spécifiques de l'exon lm (spécifique de l'isoforme M) comme par exemple la paire SEQ ID NO :14 et 1 1 ou SEQ ID NO :15 et 11. De préférence, l'absence de transcrits des autres isoformes (A, H et/ou C) du gène mitf dans l'échantillon de tissu suspecté de mélanome est également vérifiée, notamment par RT-PCR à l'aide, soit d'une paire d'amorces spécifiques des exons l a, l e et lh comme la paire SEQ ID NO :16 et 1 1, soit de trois paires d'amorces spécifiques de respectivement l'exon la (paire SEQ ID NO :10 et 1 1), le (SEQ ID NO : 12 et 1 1) et lh (SEQ ID NO: 13 et 11). Dans la mesure où l'isoforme M est l'isoforme unique ou majoritairement présente dans les mélanocytes et les mélanomes, cette vérification permet d'établir l'origine mélanocytaire du tissu prélevé et donc de confirmer le diagnostic de mélanome. La présente invention a également pour objet un kit de dépistage, d'évaluation du pronostic et de surveillance du suivi d'un mélanome malin, caractérisé en ce qu'il comprend outre les tampons et réactifs nécessaires à l'amplification : - au moins une paire d'amorces spécifiques des transcrits alternatifs mitf-M+ et mitf-M-, chacune desdites amorces comprenant entre 15 et 50 nucléotides, de préférence entre 15 et 30 nucléotides, l'amorce sens correspondant à un fragment d'environ 20 à 25 nucléotides situé en amont de l'exon 6a du transcrit mitf-M, de préférence dans l'exon 5, et l'amorce anti-sens correspondant à un fragment d'environ 20 à 25 nucléotides situé en aval de l'exon 6a, de préférence dans l'exon 6b ; - au moins deux sondes comprenant de préférence de 10 à 20 nucléotides, l'une desdites sondes étant complémentaire de l'exon 6a et l'autre desdites sondes étant complémentaire de la jonction exon 5-exon 6b du transcrit mitf- M, lesquelles sondes sont marquées à au moins une extrémité par un marqueur différent, de préférence un fluorochrome ; et - au moins une paire d'amorces spécifiques de l'exon lm et éventuellement une paire d'amorces spécifiques des exons la, le et/ou lh du gène microphtalmia. Selon un mode de réalisation avantageux dudit kit, lesdites sondes sont marquées, à l'extrémité 5' par un fluorochrome émetteur différent, et à l'extrémité 3' par un fluorochrome suppresseur et par un groupement MGB (Minor Groove Binder). Selon un autre mode de réalisation avantageux dudit kit, lesdites paires d'amorces spécifiques des transcrits alternatifs mitf-M+ et mitf-M-, sont sélectionnées dans le groupe constitué par les paires d'amorces SEQ ID NO : 1 et 2, SEQ ID NO :3 et 4, SEQ ID NO :1 et 5 et SEQ ID NO : 19 et 20, et lesdites sondes marquées sont sélectionnées dans le groupe constitué par les séquences SEQ ID NO:6 à SEQ ID NO : 9. Selon un autre mode de réalisation avantageux dudit kit, lesdites paires d'amorces spécifiques de l'exon lm sont sélectionnées dans le groupe constitué par les paires SEQ ID NO : 14 et 1 1 ou SEQ ID NO :15 et 1 1. Selon un autre mode de réalisation avantageux dudit kit, lesdites paires d'amorces spécifiques de l'exon l a, le et/ou lh sont sélectionnées dans le groupe constitué par : - la paire SEQ ID NO : 16 et 1 1 qui est spécifique des exons 1 a, 1 c et 1 h, et - les trois paires d'amorces spécifiques de respectivement l'exon la (paire SEQ ID NO : 10 et 1 1) , le (SEQ ID NO : 12 et 1 1) et lh (SEQ ID NO :13 et 1 1). Selon un autre mode de réalisation avantageux dudit kit, il comprend également une troisième sonde marquée comprenant de 10 à 20 nucléotides complémentaires d'une région des amplimères qui est commune aux transcrits mitf-
M+ et mitf-M-. De préférence, ladite sonde est la séquence SEQ ID NO : 25 qui est commune aux transcrits mitf-M+ et mitf-M-, humains, murins et canins. La présente invention a également pour objet des paires d'amorces spécifiques des transcrits mitf-M- et mitf-M+, caractérisées en ce qu'elles sont sélectionnées dans le groupe constitué par les paires d'amorces SEQ ID NO : 1 et 2, SEQ ID NO :3 et 4, SEQ ID NO :1 et 5 et SEQ ID NO : 19 et 20. La présente invention a également pour objet des paires d'amorces spécifiques de l'exon la, le, et/ou lh du gène microphtalmia, telles que définies ci- dessus. La présente invention a, en outre, pour objet des sondes spécifiques du transcrit mitf-M-, caractérisées en ce qu'elles sont sélectionnées dans le groupe constitué par les séquences SEQ ID N : 7 et SEQ ID NO: 9. La présente invention a, en outre, pour objet des sondes spécifiques du transcrit mitf-M+, caractérisées en ce qu'elles sont sélectionnées dans le groupe constitué par les séquences SEQ ID NO: 6 et SEQ ID NO: 8. La présente invention a, en outre, pour objet une sonde de séquence SEQ ID NO : 25, qui est commune aux transcrits mitf-M- et mitf-M+, humains, murins et canins. La présente invention a également pour objet un procédé d'identification d'une molécule active sur le traitement du mélanome, caractérisé en ce qu'il comprend : - l'incubation de cellules de mélanome, en présence de la molécule à tester, - la quantification relative des transcrits mitf-M+ et mitf-M-, avant et après l'incubation avec ladite molécule, selon les étapes du procédé de dépistage tel que défini ci-dessus, et - l'identification des molécules capables de moduler (augmenter ou diminuer) la quantité relative de transcrits mitf-M- dans lesdites cellules. Selon un mode de mise en œuvre avantageux dudit procédé d'identification, ladite molécule à tester est un modulateur (activateur/inhibiteur) de la voie de signalisation des MAP-kinases. L'extraction des ARN totaux, l'amplification et la détection des transcrits mitf sont réalisées selon les techniques classiques connues de l'homme du métier, en suivant les protocoles standards tels que ceux décrits notamment dans
Current Protocols in Molecular Biology (Frederick M. A USUBEL, 2000, Wiley and son Inc, Library ofCongress, USA). Outre les dispositions qui précèdent, l'invention comprend encore d'autres dispositions qui ressortiront de la description qui va suivre, qui se réfère à des exemples de mise en œuvre du marqueur mitf-M- de la présente invention, ainsi qu'aux dessins annexés dans lesquels : - la figure 1 représente la structure des isoformes du gène microphtalmia. L'exon 1 est spécifique de chacune des isoformes MITF-A, MITF-C, MITF-H, ET MITF-M et permet de différencier les transcrits mitf A, C H et M, par RT-PCR à l'aide d'amorces spécifiques de, respectivement l'exon la, l e, lh et lm. Les positions sont indiquées relativement à la séquence en acides aminés correspondant à chacun des transcrits mitf-A, -C, -H, et -M. - la figure 2A représente la structure exons/introns de l'isoforme M du gène microphtalmia, ainsi que celle des transcrits (mitf-M+ et mitf-M-) et des protéines (MITF+ et -) correspondants, résultant d'un épissage alternatif au niveau de la jonction exon 5-exon 6. La figure 2B illustre la structure des jonctions 6a/6b et 5/6b, spécifiques, respectivement des transcrits mitf-M + et -. Les positions des sondes A et B spécifiques de chacun des transcrits et le couple d'amorces 1 et 2, utilisés en PCR-quantitative en temps réel au cours d'une amplification conjointe des transcrits mitf-M + et - sont indiquées. - la figure 3A représente la séquence nucléotidique des exons 5-6a-6b et 7 des transcrits d'épissage de l'isoforme M du gène microphtalmia humain.
Les amorces 1 et 2 (SEQ ID NO:l et SEQ ID NO:2) permettent une amplification simultanée de chacun des transcrits, qui ne diffèrent que par 18 nucléotides. La fin de l'exon 5 et le début de l'exon 6b sont encadrés, l'exon 6a est souligné et la séquence de la sonde A, centrée sur l'exon 6a est indiquée en grisé. La figure 3B représente les séquences nucléotidiques et la structure des amorces et des sondes du type TaqMan™. Les sondes possèdent à leur extrémité 5' un fluorochrome émetteur le FAM ou le VIC™, respectivement pour la sonde A (SEQ ID NO:6) et la sonde B (SEQ ID NO:7), et à leur extrémité 3' un fluorochrome suppresseur et un groupement MGB (Minor Groove Binder), - la figure 4 illustre la détection des isoformes A, C, H et M du gène microphtalmia dans différentes lignées cellulaires, par RT-PCR à l'aide de couples d'amorces spécifiques de l'isoforme A (couple A), C (couple C), H (couple H), et M (couples M et M')) ou communes aux isoformes A, C et H (couple ACH). Des lignées mélanocytaires : mélanocytes (Mel a), mélanomes murins (B16-C36, B16-F1, B16-F10) et mélanomes humains (A375 (lignée parentale A375P ou lignée métastatique dérivée A375M), MeWo, 501) ont été analysées, par comparaison avec des lignées non-mélanocytaires (NIH-3T3 et HeLa). Les transcrits du gène gapdh sont utilisés comme contrôle de la RT-PCR. - la figure 5 illustre l'analyse par RT-PCR, des transcrits microphtalmia-M, selon le stade et le type de différenciation cellulaire : mélanoblastes, mélanocytes et mélanomes. La proportion relative de transcrits mitf-M+ et mitf-M-est fixe dans les mélanoblastes (melanoblast) et les mélanocytes (melan-a et mel-c) en culture avec 90% de forme mitf-M+, alors qu'elle varie d'une lignée de mélanome à l'autre. - la figure 6 représente les courbes de dissociation des produits d'amplification d'un échantillon d'ADNc de lignée de mélanome humain (501 -mel), par PCR quantitative en temps réel avec les amorces SEQ ID NO :1 et SEQ ID NO :2, selon le protocole SYBR Green™. Les 3 courbes ont été établies à partir de mesures réalisées en triplicata. Un seul pic est observé lors de l'amplification simultanée des deux transcrits d'épissage mitf-M+ et mitf-M-, car les Tm des 2 amplimères, vérifiés par le logiciel Primer Express, sont identiques (81°C). Des résultats identiques sont observés avec les différentes lignées cellulaires et les différents prélèvements tissu- laires qui ont été étudiés. - la figure 7 illustre la quantité relative de transcrits mitf-M+ et mitf- M-, déterminée avec des sondes séparées ou mélangées. L'utilisation conjointe des deux sondes TaqMan™ a été validée en PCR-quantitative à l'aide d'un échantillon de cellules B16, avant traitement (T0) et après traitement avec le composé U0126. Les pourcentages relatifs de transcrit mitf-M+ et mitf-M- obtenus pour chaque condition expérimentale sont identiques avec les sondes utilisées séparément ou simultanément. - la figure 8 illustre la comparaison des quantités relatives de transcrits mitf-M+ (en noir) et mitf-M- (en grisé) dans la peau saine et le prélèvement tumoral cutané de deux patients. La proportion relative de transcrits mitf-M+ et mitf- M- est comparable au niveau du tissu sain, proche de 50%. En revanche, au niveau de la tumeur le transcrit mitf-M- devient largement majoritaire par rapport au transcrit mitf-M+. - la figure 9 illustre l'effet de l'activation et de l'inhibition de la voie des MAPKinases sur l'épissage différentiel des transcrits microphtalmia-M. Les transcrits mitf-M+ et mitf-M- ont été analysés par RT-PCR semi-quantitative, après stimulation des lignées cellulaires B16, A375P et A375M, par un activateur (TPA : tétradécanoyle phorbol-13 acétate) ou un inhibiteur (U0126) des MAP kinases, pendant 2h et 30 min ou 5h. La proportion relative des transcrits mitf-M+ (amplimère de 200 pb) et mitf-M- (amplimère de 182 pb) est indiquée avant (T) et après la stimu- lation (TPA, U0126). Les produits d'amplification correspondent à la phase exponentielle de la RT-PCR (34eme cycle). Les transcrits du gène gapdh ont été choisis comme contrôle (amplimère de 500pb). - la figure 10 représente les voies de signalisation impliquées dans la régulation transcriptionnelle de l'isoforme M du gène microphtalmia. La quantité relative de transcrits mitf-M+ et mitf-M- est dépendante de la voie des MAPKinases. L'inhibition de la kinase ERK-2 avec le composé chimique U0126 favorise l'épissage de la forme - du transcrit microphtalmia-M. A l'inverse l'activation de la voie des MAPKinases par des composés tel que l'α-MSH (alpha-Melanocyte Spécifie Hormone) ou le SCF (Stem Cell Factor ou c-kit Ligand) favorise l'épissage de la forme + du transcrit microphtalmia-M. La kinase ERK-2 est également impliquée dans la phosphorylation des protéines MITF-M (indiqué par le symbole P°). - la figure 1 1 illustre la variation de la quantité relative de transcrits d'épissage mitf-M+ et mitf-M- après stimulation de la voie des MAPKinases par des composés chimiques différents (MSH, SCF, TPA, U0126), pendant une durée de 6 heures et 96 heures. L'analyse est réalisée en PCR-quantitative sur des lignées de mélanomes humains génétiquement distincts. - la figure 12 illustre la comparaison des quantités relatives de transcrits mitf-M+ et mitf-M- dans des cultures primaires de mélanocytes (A) et de mélanomes (B). Les mélanocytes primaires en culture sont caractérisés par une quantité équivalente de transcrits mitf-M+ et mitf-M- alors que les mélanomes en culture sont caractérisés par une augmentation de la quantité de transcrits mitf-M- par rapport aux transcrits mitf-M+. - la figure 13 illustre la comparaison des quantités relatives de transcrits mitf-M+ et mitf-M- dans des cellules en culture, dérivées de la tumeur primitive et d'une métastase d'un même patient. Une augmentation significative de la quantité relative de transcrits mitf-M- est observée entre la tumeur primitive et la métastase ; dans la métastase, la quantité de transcrits mitf-M- représente 79 % des transcrits mitf-M. - la figure 14 illustre la comparaison des quantités relatives de transcrits mitf-M+ et mitf-M- dans des biopsies de peau saine (A) et des prélèvements de mélanomes (B). Par comparaison avec les biopsies de peau saine (12 échantillons), les prélèvements de mélanomes (69 échantillons) sont caractérisés par une modification importante des rapports de transcrits microphtalmia-M + et -, avec une augmentation significative de la quantité relative de transcrits mitf-M-. Exemple 1 : Analyse des transcrits des différentes isoformes du gène mitf dans la lignée mélanocytaire (figure 4). 1) Matériels et méthodes a) cellules Les études ont été réalisées à l'aide des lignées mélanocytaires suivantes : - lignée de mélanocytes : Melan-a (Bennett et al., J. Cancer., 1987, 39, 414-418), - lignées de mélanomes humains : A375 (n° ATCC : CRL-1619 ; A375P : lignée parentale ; A375M : lignée métastatique dérivée), MeWo (n° ATCC : HTB-65) et Mel-501 (501mel ou 501 ; Murray et al., J. Immunother., 2000, 23, 28-35), et
- lignées de mélanomes murins : B16-C36 (Bennett, Cell., 1983, 2, 445-453), B16-F1 (n° ATCC : CRL-6322), B16-F10 (n° ATCC: CRL-6475). Les lignées non-mélanocytaires humaines et murines utilisées comme contrôle sont respectivement la lignée HeLa et la lignée 3T3. Les lignées de mélanomes sont cultivées dans du milieu RPMI-1640 (Cat N° 21875-034, Gibco BRL, Invitrogen) contenant 10 % de sérum de veau fœtal et 1 % d'un mélange pénicilline-streptomycine (Gibco BRL, Invitrogen), à 37°C, en présence de 10 % de CO2. Les mélanocytes et les mélanoblastes sont cultivés dans les mêmes conditions que les lignées de mélanome, à l'exception du milieu de culture qui est supplémenté avec 200 nM de tétradécanoyle phorbol-13-acétate (TPA, Sigma), afin de conserver les cellules à l'état différencié. Les lignées contrôle sont cultivées dans les mêmes conditions que les lignées de mélanomes, à l'exception du milieu de culture qui est du DMEM. b) RT-PCR Les extractions d'ARN ont été réalisées à l'aide du kit "RNAeasy mini kit" (Qiagen), selon les instructions du fabricant. Les ARN obtenus sont traités à la DNAse (RQ DNase, Promega), pour éliminer l'ADN génomique. Les réactions de transcription inverse sont réalisées, à partir de 1 à 2 μg d'ARN, à l'aide de la "Superscript II Reverse Transcriptase kit" (Gibco BRL, Invitrogen) selon les recommandations du fournisseur. L'amplification PCR des transcrits des isoformes A, C, H et M du gène mitf a été réalisée à l'aide de couples d'amorces spécifiques de l'exon 1 des isoformes suivantes, à savoir : - isoforme A (exon 1 a) :
- amorce sens : ATGCAGTCCGAATCGGAA (SEQ ID NO :10)
- amorce antisens : CATACCTGGGCACTCACTCTCTG (SEQ ID NO : 1 1) - isoforme C (exon le) :
- amorce sens : ATGGGACACCTTGAAAATACTTCAGT (SEQ ID NO :12) - amorce antisens : CATACCTGGGCACTCACTCTCTG (SEQ ID NO : 1 1) - isoforme H (exon lh) :
- amorce sens : ATGGAGGCGCTTAGATTTGAGAT (SEQ ID NO : 13)
- amorce antisens : CATACCTGGGCACTCACTCTCTG (SEQ ID NO :1 1) - isoforme M (exon lm) :
- amorce sens (M) : ATGCTGGAAATGCTAGAATACAGAT (SEQ ID NO :14)
- amorce antisens (M) : CATACCTGGGCACTCACTCTCTG (SEQ ID NO : 1 1)
- amorce sens (M') : GCTATGCTGGAAATGCTAGAATACAG (SEQ ID NO :15)
- amorce antisens (M') : CATACCTGGGCACTCACTCTCTG (SEQ ID NO :1 1) - isoformes A, C et H (exons la. le et lh):
- amorce sens : GCCAGCAACTCATGCGTGA (SEQ ID NO .16)
- amorce antisens : CATACCTGGGCACTCACTCTCTG (SEQ ID NO :1 1) L'amplification du gène gapdh à l'aide des amorces sens : CTTCATTGACCTCAACTACATG (SEQ ID NO :17) et antisens : CAGTGAGCTTCCCGTTCAG (SEQ ID NO : 18) sert de référence. Le protocole d'amplification comprend une dénaturation initiale à 95°C pendant 2 min, suivie de 40 cycles comprenant une étape de dénaturation à 95°C pendant 45 sec, une étape d'hybridation à 60°C pendant 45 sec et une étape d'élongation à 72°C pendant 1 min 30 sec, puis une élongation finale à 72°C pendant 10 min. 2) Résultats La présence des isoformes M, H, A et C dans la lignée mélanocytaire (mélanocyte murin, mélanomes murin et humain) a été analysée par RT-PCR à l'aide d'amorces spécifiques de chacune des isoformes ou communes aux isoformes A, C et H (Figure 1). Les résultats (Figure 4) montrent que les transcrits H et C sont absents dans les mélanocytes (Mel a), les mélanomes murins testés (B 16-36, FI , F 10) et les mélanomes humains testés (A375P, A375M, MeWo, 501). L'isoforme A a été retrouvée en quantité négligeable par rapport à l'isoforme M, uniquement dans deux mélanomes (A375P, MeWo). L'isoforme M, analysée à l'aide de deux couples d'amorces (M et M'), est retrouvée uniquement au niveau des cellules mélanocytaires. Elle est absente des lignées NIH-3T3 et HeLa qui possèdent en revanche d'autres isoformes (A, H). Le transcrit de l'isoforme M du gène mitf (mitf M ) qui représente l'isoforme unique ou majoritairement présente dans les lignées mélanocytaires, constitue un marqueur spécifique de cette lignée. Ce marqueur permet d'établir l'origine mélanocytaire d'une lésion cutanée de présentation inhabituelle primitive ou secondaire ou d'une métastase ganglionnaire ou autre.
Exemple 2 : Analyse des transcrits de l'isoforme M du gène mitf selon le stade et le type de différenciation mélanocytaire (figure 5). 1) Matériels et méthodes a) cellules Les études ont été réalisées à l'aide des lignées mélanocytaires suivantes : - lignée de mélanoblastes (Sviderskaya et al., Development, 1995, 121 , 1547-1557) - lignées de mélanocytes - Melan-a (Bennett et al., Int J Cancer., 1987, 39, 414-418)
- mel-c (Bennett et al., Development, 1989, 105, 379-385) - lignées de mélanomes humains
- A375 (n° ATCC : CRL-1619 ; A375P : lignée parentale ; A375M : lignée métastatique dérivée) - MeWo (n° ATCC : HTB-65)
- MM96 (Whitehead, R. H. et Little, J. H., 1973, in : Pigment Cell, Vol. 1, Me
Govern, V. J. and Russell, P., eds, pp. 382-389, S. Karger, Basel, Switzerland)
- SK-Mel-24 (SK24 ; n° ATCC : HTB-71)
- SK-Mel-28 (SK28 ; n° ATCC : HTB-72) - WM9 (Ciolczyk-Wierzbicka et al., Acta Biochim Pol., 2002, 49,991 -998)
- SK-Mel-19 (Mel 19 ; Bouchard et al., J Exp Med., 1989, 169, 2029-2042)
- VuP (Vrba et al., Neoplasma, 2002, 49, 184-188)
- Dx3 (Easty et al., Clin Exp Metastasis, 1991 , 9, 221-230)
- HMB-2 (HMB; Svec et al., Neoplasma, 1988, 35, 665-681 - lignées de mélanomes murins
- B16-F1 (n° ATCC : CRL-6322 et Melnikova et al., Oncogene, 2004, 25, 23, 2347-
2356). Les lignées mélanocytaires (mélanoblastes, mélanocytes et mélanomes) sont cultivées comme décrit à l'exemple 1. b) RT-PCR Les extractions d'ARN et les réactions de RT-PCR sont réalisées comme décrit à l'exemple 1. L'amplification PCR des transcrits mitf-M+ et mitf-M- (humains et murins) a été réalisée, selon un protocole standard, à l'aide du couple d'amorces suivantes :
- amorce sens : CCTGTCCAGCCAACCTTCCC (SEQ ID NO :19) - amorce antisens : CATGTCTGGATCATTTGACTTGGG (SEQ ID NO :20) Les produits d'amplification sont analysés en gel d'agarose 3%, avec une migration lente, de façon à visualiser à la fois les transcrits mitf-M+ et mitf-M-. 2) Résultats Les transcrits microphtalmia-M + et - (mitf-M+ et -) ont été analysés dans différentes cellules de la lignée mélanocytaire correspondant à différents stades et types de différenciation cellulaire. Les résultats de RT-PCR sur 16 lignées cellulaires (Figure 5), mettent en évidence des différences dans la proportion relative des deux formes d'épissage du transcrit mitf-M, en fonction du stade et du type de différenciation des cellules mélanocytaires (mélanoblastes et mélanocytes versus mélanomes). De façon tout à fait intéressante, la forme non épissée mitf-M+ est majoritaire (environ 90%) dans les mélanoblastes (cellules précurseurs des mélanocytes) et les mélanocytes, (melan-a, melan-c). En revanche, les mélanomes présentent des variations de l'expression de l'une ou l'autre des formes de ce transcrit. Les mélanomes B16, MeWo et A375M expriment 90% de la forme mitf-M+, tandis que la forme mitf-M- est majoritaire dans les lignées MM96, SK24, VuP et A375P. Enfin, les lignées WM9, HMB, Mel 19 et Dx3 expriment les transcrits mitf-M + et mitf-M- en proportion équivalente. Ces résultats qui montrent une variation dans l'épissage différentiel de l'isoforme M du gène mitf selon le stade et le type de différenciation cellulaire (mélanoblastes et mélanocytes versus mélanomes), indiquent un rôle des transcrits d'épissage microphtalmia-M + et - et éventuellement de leurs produits dans l'acquisition ou l'accompagnement d'un phénotype cancéreux.
Exemple 3 : Détection de la quantité relative de transcrits mitf-M+ et mitf-M- par PCR quantitative en temps réel. La PCR quantitative en temps réel, de type TaqMan™ (Applied Biosystems) a été utilisée pour détecter simultanément les transcrits d'épissage de l'isoforme M du gène microphtalmia dont la séquence ne diffère que par 18 nucléotides. Un couple d'amorces unique et spécifique des deux transcrits d'épissage permet de réaliser une amplification conjointe de chacun des transcrits (Figures 2 et 3). L'utilisation des deux sondes spécifiques de chacun des transcrits contenant un groupement MGB (Minor Groove Binder) et marquées avec deux fluorophores différents (FAM et VIC™ (Applied Biosystems)), permet de déterminer spécifiquement la quantité relative de chacun des transcrits. La quantification est réalisée par rapport à un étalon interne, la sous-unité 18S de l'ARN ribosomal. 1) Conception des amorces et des sondes La conception des amorces d'amplification et des sondes a été réalisée à l'aide du logiciel Primer Express 2.0 (Applied Biosystem). Chacune des séquences nucléotidiques répond aux critères de qualité nécessaires pour obtenir une hybridation spécifique (absence d'hybridation croisée, Tm de 60°C pour les amorces et de 70°C pour les sondes MGB, absence de structure secondaire, critères GC positifs).
L'amorce 1 (SEQ ID NO: l : 5' GGCCTCACCATCAGCAACTC 3') est choisie en amont de la région d'épissage, dans l'exon 5. L'amorce 2 (SEQ ID NO:2 : 5' TCTCTTTGGCCAGTGCTCTTG 3') est choisie en aval de la région d'épissage, dans l'exon 6b. Des sondes spécifiques de chacun des transcrits microphtalmia-M+ et - ont été obtenues grâce à l'addition d'un groupement MGB en position 3'. L'utilisation de groupement MGB permet d'augmenter artificiellement le Tm de chacune des sondes et de réduire ainsi leur longueur. Des sondes de 19 et 18 nucléotides, spécifiques de respectivement, le transcrit mitf-M+ (Sonde A: centrée sur l'exon 6a) et le transcrit mitf-M- (Sonde B :jonction exon 5 / exon 6b) ont ainsi été définies (Figure 3). Les sondes A et B comprennent successivement de 5' en 3' :
- un fluorochrome émetteur de fluorescence (FAM (6-carboxy-fluorescéine) pour la sonde A, NIC™ pour la sonde B),
- la séquence nucléotidique : CAGCGTGTATTTTTCCCAC (sonde A, SEQ ID ΝO:6) et AGCTCACAGAGTCTGAAG (sonde B, SEQ ID NO :7), et
- un fluorochrome suppresseur et un groupement MGB. La sonde A comporte 16 nucléotides sur une séquence totale de 19 nucléotides, qui sont complémentaires de la séquence de l'exon 6a, présente uniquement au niveau du transcrit mitf-M+. La sonde A ne peut donc pas s'hybrider au niveau du transcrit mitf-M- puisque la complémentarité de séquence se limite à 3 nucléotides sur 19. La sonde A est donc spécifique du transcrit mitf-M+. La séquence de la sonde B se compose de 9 nucléotides de l'exon 5 et 9 de l'exon 6b, elle est donc centrée sur la jonction entre les exons 5 et 6b qui caractérise le transcrit mitf-M- (Figure 3). Aucun élément de séquence de l'exon 6a n'est présent. Par ailleurs, la présence de 9 nucléotides complémentaires de l'exon 5 ou complémentaires de ceux de l'exon 6b ne permettent pas l'hybridation sur la séquence du transcrit mitf-M+ car séparé des 18 nucléotides correspondants à la séquence de l'exon 6a. En effet, le Tm d'une séquence de 9 nucléotides est très inférieur à 70°C, température d'hybridation de la sonde. La sonde B est donc spécifique du transcrit mitf-M-. 2) Conditions de la réaction de PCR L'extraction des ARN et la transcription inverse sont réalisées comme décrit à l'exemple 1. Les réactions sont effectuées dans des plaques de microtitration de 96 puits hermétiques, en utilisant des mélanges de chez Applied Biosystems (TaqMan™ et SYBR Green™ PCR Master Mix). La sous unité d'ARN ribosomal 18S a été utilisée comme contrôle positif interne car elle présente des valeurs constantes quel que soit le point choisi sur 24 heures. Les amorces et les sondes utilisées sont telles que définies ci-dessus. Les amorces du contrôle interne positif sont les suivantes : ml 8S sens : 5' AGGTTCTGGCCAACGGTCTAG 3' (SEQ ID NO:21) ml 8S antisens: 5' CCCTCTATGGGCTCGAATTTT 3* (SEQ ID NO:22) hl8S sens : 5' CCTAGCAATGGTCTGGACAA 3' (SEQ ID NO:23) hl8S antisens : 5' TCTATGGGCCCGAATCTTCTT 3' (SEQ ID NO:24) Les conditions d'amplification sont les suivantes: une étape d'incubation à 50°C pendant 1 min puis une étape de dénaturation à 95°C pendant 10 min, sont suivies de 40 cycles comprenant une étape de dénaturation à 95°C pendant 15 sec et une étape d'hybridation et d'élongation à 60°C pendant 1 min. Les analyses d'expression de gène ont été réalisées à l'aide du système de détection de séquences ABI Prism 7000 (Applied Biosystems) et les résultats ont été évalués à l'aide du logiciel associé (version 1.0, Applied Biosystems). La quantité relative de transcrits mitf-M+ et - a été déterminée en utilisant la méthode CT telle que décrite par le fabriquant ou dans Heid et al., précité. Chaque expérience a été réalisée au moins 2 fois et chaque mesure à un temps donné est réalisée en triplicata.
3) Spécificité des sondes et amorces La spécificité des sondes TaqMan™-MGB microphtalmia-M a été validée en PCR en temps réel à l'aide de plasmides contenant l'équivalent ADN, soit du transcrit microphtalmia-M(+), soit celle de microphtalmia-M(-). Aucune réaction croisée n'a été observée. La qualité de l'amplification obtenue avec le couple d'amorces (1 et 2) a été vérifiée à partir d'un échantillon d'ADNc de lignée humaine de mélanome (501) par PCR quantitative en présence de SYBR Green™. La courbe de dissociation obtenue (monopic) et l'analyse des produits d'amplification sur gel d'électrophorèse témoignent d'une amplification spécifique et simultanée des transcrits microphtalmia- M + et - (Figure 6). Les 3 courbes observées sur cette figure, correspondent à des mesures réalisées en triplicata. Un seul pic est observé lors de l'amplification simultanée des 2 transcrits d'épissage mitf-M+ et mitf-M-, car les Tm des 2 amplimères produits, vérifiés par le logiciel Primer Express, sont identiques (81°C). L'utilisation conjointe des deux sondes TaqMan™-MGB a été validée en PCR-quantitative à partir d'un même échantillon, dans deux situations expérimentales différentes. Les transcrits mitf-M+ et mitf-M- ont été quantifiés à partir de la lignée de cellules B16, avant traitement (TO) ou après traitement avec le composé inhibiteur U0126, en présence des sondes utilisées séparément ou simultanément. La figure 7 montre que les pourcentages relatifs de transcrit microphtalmia-M + et - obtenus pour chaque condition sont identiques, soit environ 20 % de transcrit M-mitf- et 80 % de transcrit M-mitf+, sur la lignée non traitée et environ 30 et 70 % respectivement sur la même lignée traitée avec l'inhibiteur U0126, que les sondes soient utilisées séparément ou conjointement (Figure 7). En conclusion, les sondes et le couple d'amorces proposées permettent de déterminer spécifiquement au cours d'une même amplification la quantité relative de transcrits microphtalmia-M + et -. Ces outils sont performants et potentiellement utilisables en routine pour le diagnostic et le pronostic du mélanome. 4) Comparaison des résultats de PCR- quantitative et semi-quantitative Les résultats de PCR-quantitative obtenus pour différentes lignées de mélanocytes et mélanomes ont été comparés à ceux de la PCR semi-quantitative (exemple 2) Tableau 1 : Résultats comparatifs des données de PCR semi-quantitative et quantitative PCR semi-quantitative PCR-quantitative en temps réel
Figure imgf000026_0001
Les valeurs obtenues par les deux techniques sont en accord et permettent de valider la technologie TaqMan™ et les sondes spécifiques choisies pour quantifier simultanément les transcrits d'épissage Microphtalmia-M^ et -. Exemple 4 : Analyse de la quantité relative de transcrits mitf-M+et - dans des prélèvements de peau saine et de mélanome malin. Le procédé de PCR-quantitative en temps réel tel que défini à l'exemple 3 a été utilisé pour comparer la quantité relative de transcrits mitf-M+et - dans un prélèvement de peau saine et dans un prélèvement de mélanome malin des mêmes individus. Les résultats présentés à la figure 8, montrent que la proportion relative des transcrits microphtalmia-M + et - est comparable au niveau du tissu sain, proche de 50 %, tandis qu'au niveau de la tumeur les transcrits mitf-M- deviennent largement majoritaires par rapport aux transcrits mitf-M+.
Exemple 5 : Epissage différentiel des transcrits microphtalmia-M et activation des MAPKinases. Les mélanoblastes et mélanocytes qui se caractérisent par une quantité fixe et majoritaire de transcrits M-mitfi-, nécessitent la présence de composés actifs sur la voie de signalisation des MAP-kinases (ou MAPKinases) pour conserver leur statut de cellules différenciées. Pour établir le lien potentiel entre l'activation des MAPKinases et la présence du transcrit mitf-M+, une analyse des transcrits M- microphtalmia après activation ou inhibition de cette voie a été réalisée par RT-PCR semi-quantitative puis par PCR-quantitative en temps réel. 1) Matériel et Méthodes a) RT-PCR semi-quantitative Les lignées cellulaires A375P, A375M et B16 telles que décrites à l'exemple 1 ou 2, ont été traitées pendant 2h et 30 min et/ou 5 heures avec un inhibiteur (U0126 ; 10 μM) ou un activateur (TPA ; 1 μM) de la voie des MAPKinases. Après deux lavages avec du tampon PBS, les cellules ont été récoltées, centrifugées à basse vitesse et remises en suspension dans 300 μl de solution RNA-plus (Q-BIO-gene). L'extraction des ARN et la transcription inverse sont réalisées comme décrit à l'exemple 1. La RT-PCR semi-quantitative est réalisée comme décrit à l'exemple 2. b) PCR quantitative en temps réel Les lignées 501 -mel, A375P et M44 (lignées de mélanomes humains génétiquement distinctes) telles que décrites à l'exemple 1 ou 2, ont été traitées pendant 3 ou 6 heures avec l'un des composés suivants : U0126, TPA, SCF (c-kit ligand) à une concentration de 10 ng/ml ou α-MSH (a\pha-Melanocyte Stimulating
Hormone) à une concentration de 10 nM. Après deux lavages avec du tampon PBS, les cellules ont été récol- tées, centrifugées à basse vitesse et remises en suspension dans 300 μl de solution RNA-plus (Q-BIO-gene). L'extraction des ARN et la transcription inverse sont réalisées comme décrit à l'exemple 1. La PCR quantitative en temps réel est réalisée comme décrit à l'exemple 3. 2) Résultats a) RT-PCR semi quantitative Les résultats obtenus avec les lignées A375P, A375M et B16 démontrent le rôle des MAPKinases dans l'épissage différentiel des transcrits mitf-M (figures 9 et 10). En effet, l'activation de la voie des MAPKinases après stimulation par le TPA permet d'obtenir une majorité de transcrits mitf-M+ dès 2 heures et 30 min ; dans le cas de la lignée A375M, 60% de forme mitf-M+ sont obtenus contre 20% avant stimulation. Inversement, l'inhibition des MAPKinases par le U0126 permet d'obtenir un effet maximum après 5 heures avec une majorité de transcrit mitf-M- ; dans le cas de la lignée B16, 80% de forme mitf-M- sont obtenus contre 10% avant stimulation. Les modifications des proportions relatives des transcrits mitf-M + et - en fonction de l'activation des MAPKinases ont été observées de façon constante sur plusieurs expériences indépendantes, pour chacune des lignées cellulaires. Ces résultats indiquent que les MAPKinases sont impliquées dans l'épissage différentiel des transcrits de l'isoforme M du gène microphtalmia. b) PCR quantitative en temps réel Les variations de la proportion de transcrits mitf-M (+ et -) dans des lignées de mélanomes humains génétiquement distinctes, après activation ou inhibition de la voie des MAPKinases par différents composés (α-MSH ou a-Melanocyte Stimulating Hormone, SCF ou c-kit ligand et U0126 ; figure 10), ont été analysées en PCR-quantitative en temps réel. Les résultats montrent que l'inhibition de la kinase Erk-2 à l'aide du composé U0126 permet d'obtenir, dès 48 heures de traitement, et ce sur une durée de 96 heures, 100% de transcrits microphtalmia-M -, alors que la quantité relative de transcrit microphtalmia-M - était inférieure à 50% avant traitement des cellules 501-mel (Figure 1 1A). Un traitement de plus courte durée (6 heures) des lignées 501-mel, A375P et M44 avec le U0126 conduit également à une augmentation de la quantité relative de transcrits microphtalmia-M- (Figures 1 1C-1 ID). A l'inverse, une augmentation relative des transcrits microphtalmia- M + est observée après traitement de la lignée 501-mel avec le SCF et l'α-MSH, atteignant respectivement 77 et 61% dès 3 heures, alors que le niveau relatif de transcrit microphtalmia-M + ne dépasse pas les 56% avant traitement (Figure 11B). En revanche, la stimulation des lignées A375P et M44 par le SCF n'induit pas d'augmentation relative des transcrits microphtalmia-M + alors que l'α-MSH ou le TPA restent actifs. Ces résultats a priori divergents s'expliquent par le fait que les lignées A375P et M44 possèdent la mutation V599E du gène B-Raf a l'origine d'une activité kinase constitutivement active de la protéine B-Raf. L'effet du SCF en amont de B-Raf est donc bloqué, alors que l'action de l'α-MSH ou du TPA qui suivent une autre voie d'activation des MAPKinases n'est pas bloquée. Ces résultats obtenus avec des lignées de mélanome humain généti- quement distinctes et après différentes modalités de traitement démontrent que la régulation de l'épissage des transcrits microphtalmia est dépendante de la voie des MAPKinases.
Exemple 6 : Analyse de la quantité relative de transcrits mitf-M+et - dans des cultures primaires de mélanocytes et de mélanomes. Le procédé de PCR-quantitative en temps réel tel que défini à l'exemple 3 a été utilisé pour comparer la quantité relative de transcrits mitf-M+et - dans des cultures primaires de mélanocytes et de mélanomes (passage 3). Les mélanocytes primaires en culture sont caractérisés par une quantité équivalente de transcrits mitf-M+ et mitf-M- alors que les mélanomes en culture sont caractérisés par une augmentation de la quantité de transcrits mitf-M- par rapport aux transcrits mitf- M+ (figure 12). Exemple 7 : Analyse de la quantité relative de transcrits mitf-M+ et - dans la tumeur primitive et une métastase d'un même patient. Le procédé de PCR-quantitative en temps réel tel que défini à l'exemple 3 a été utilisé pour comparer la quantité relative de transcrits mitf-M+et - dans des cellules en culture, dérivées de la tumeur primitive et d'une métastase, d'un même patient. Une augmentation significative de la quantité relative de transcrits mitf- M- est observée entre la tumeur primitive et la métastase ; dans la métastase, la quantité de transcrits mitf-M- représente 79 % des transcrits m itf-M (figure 13). Exemple 8 : Analyse de la quantité relative de transcrits mitf-M+ et - dans des biopsies de peau saine et des prélèvements de mélanomes. Le procédé de PCR-quantitative en temps réel tel que défini à l'exemple 3 a été utilisé pour comparer la quantité relative de transcrits mitf-M+ et - dans des biopsies de peau saine (12 échantillons) et des prélèvements de mélanomes (69 échantillons). Les résultats présentés à la figure 14, montrent une modification importante de la proportion de transcrits microphtalmia-M + et - dans les mélanomes, avec une augmentation significative de la quantité relative de transcrits mitf-M-. Ainsi que cela ressort de ce qui précède, l'invention ne se limite nullement à ceux de ses modes de mise en œuvre, de réalisation et d'application qui viennent d'être décrits de façon plus explicite ; elle en embrasse au contraire toutes les variantes qui peuvent venir à l'esprit du technicien en la matière, sans s'écarter du cadre, ni de la portée, de la présente invention.

Claims

REVENDICATIONS 1°) Procédé de dépistage, d'évaluation du pronostic et/ou du suivi du traitement d'un mélanome malin, lequel procédé comprend au moins la quantification relative des transcrits d'épissage alternatif de l'isoforme M du gène microphtalmia, mitf-M+ et mitf-M-, dans un échantillon de tissu suspecté de mélanome malin, selon les étapes suivantes : (al) l'amplification simultanée des deux transcrits alternatifs mitf- M+ et mitf-M- dans ledit ou lesdits échantillon(s), en présence d'une paire d'amorces, chacune desdites amorces comprenant entre 15 et 50 nucléotides, de préférence entre 15 et 30 nucléotides, l'amorce sens correspondant à un fragment situé en amont de l'exon 6a du transcrit mitf-M, de préférence dans l'exon 5 et l'amorce anti-sens correspondant à un fragment situé en aval de l'exon 6a, de préférence dans l'exon 6b, et de façon simultanée, (a2) la détection de la quantité de chacun des amplimères en présence de deux sondes marquées, comprenant de préférence de 10 à 20 nucléotides, l'une desdites sondes étant complémentaire de l'exon 6a et l'autre desdites sondes étant complémentaire de la jonction exon 5-exon 6b. 2°) Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'amorce sens correspond à un fragment d'environ 20 à 25 nucléotides de l'exon 5 dont l'extrémité 3' est située, de préférence, à une distance comprise entre 1 et 50 nucléotides, à partir de l'extrémité 5' de l'exon 6a et l'amorce anti-sens correspond à un fragment d'environ 20 à 25 nucléotides de l'exon 6b, dont l'extrémité 3' est située, de préférence, à une distance comprise entre 1 et 50 nucléotides, à partir de l'extrémité 3' de l'exon 6a. 3°) Procédé selon la revendication 1 ou la revendication 2, caractérisé en ce que lesdites paires d'amorces sont sélectionnées dans le groupe constitué par les paires d'amorces SEQ ID NO .1 et 2, SEQ ID NO :3 et 4, SEQ ID NO : 1 et 5, et SEQ ID NO :19 et 20. 4°) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3, carac- térisé en ce chacune desdites sondes est marquée, à au moins une extrémité, par un marqueur fluorescent différent. 5°) Procédé selon la revendication 4, caractérisé en ce que l'extrémité 5' est marquée par un fluorochrome émetteur et l'extrémité 3' par un fluorochrome suppresseur. 6°) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que les sondes spécifiques des transcrits mitf-M+ et mitf-M- sont sélectionnées dans le groupe constitué par les séquences SEQ ID NO :6 à SEQ ID NO :9. 7°) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 6, caractérisé en ce qu'il comprend : la réalisation des étapes (al) et (a2) à partir, à la fois dudit échantillon de tissu suspecté de mélanome malin et d'un échantillon de référence, et une étape supplémentaire (b) de détermination de la variation de la proportion relative des transcrits mitf-M- entre les deux échantillons analysés. 8°) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 7, caractérisé en ce qu'il comprend en parallèle, la vérification, par tout moyen appro- prié, que les transcrits du gène microphtalmia quantifiés à partir dudit échantillon de tissu suspecté de mélanome et éventuellement dudit échantillon de référence, correspondent à l'isoforme M. 9°) Procédé selon la revendication 8, caractérisé en ce que ladite vérification est réalisée par RT-PCR à l'aide d'une paire d'amorces spécifiques de l'exon lm du gène microphtalmia, notamment la paire SEQ ID NO : 14 et 1 1 ou SEQ ID NO :15 et l l . 10°) Procédé selon la revendication 8 ou la revendication 9, caractérisé en ce que l'absence de transcrits d'autres isoformes du gène microphtalmia dans le dit échantillon de tissu suspecté de mélanome est également vérifiée, notam- ment par RT-PCR à l'aide, soit d'une paire d'amorces spécifiques des exons la, l e et lh comme la paire SEQ ID NO :16 et 1 1 , soit de trois paires d'amorces spécifiques de respectivement l'exon la (paire SEQ ID NO :10 et 1 1), le (SEQ ID NO : 12 et 1 1) et lh (SEQ ID NO :13 et l l). 11°) Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 10, caractérisé en ce que l'étape a2 est réalisée en parallèle avec une troisième sonde marquée, comprenant de 10 à 20 nucléotides complémentaires d'une région des amplimères qui est commune aux transcrits mitf-M+ et mitf-M-, de façon à déterminer la quantité totale de transcrits mift-M. 12°) Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que ladite sonde est la séquence SEQ ID NO : 25. 13°) Kit de diagnostic pour la mise en œuvre du procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 12, caractérisé en ce qu'il comprend outre les tampons et réactifs nécessaires à l'amplification : - au moins une paire d'amorces spécifiques des transcrits mitf-M- et mitf-M+, chacune desdites amorces comprenant entre 15 et 50 nucléotides, de préfé- rence entre 15 et 30 nucléotides, l'amorce sens correspondant à un fragment situé en amont de l'exon 6a du transcrit mitf-M, de préférence dans l'exon 5 et l'amorce antisens correspondant à un fragment situé en aval de l'exon 6a, de préférence dans l'exon 6b, telle que définie à l'une quelconque des revendications 1 à 3 ; - au moins deux sondes marquées comprenant de préférence de 10 à 20 nucléotides, l'une desdites sondes étant complémentaire de l'exon 6a et l'autre desdites sondes étant complémentaire de la jonction exon 5-exon 6b du transcrit mitf- M, telles que définies à l'une quelconque des revendications 1 et 4 à 6. 14°) Kit selon la revendication 13, caractérisé en ce qu'il comprend également une troisième sonde marquée, comprenant de 10 à 20 nucléotides complémentaires d'une région des amplimères qui est commune aux transcrits mitf- M+ et mitf-M-. 15°) Paires d'amorces spécifiques des transcrits mitf-M- et mitf-M+, caractérisées en ce qu'elles sont sélectionnées dans le groupe constitué par les paires d'amorces SEQ ID NO :1 et 2, SEQ ID NO :3 et 4, SEQ ID NO : 1 et 5 et SEQ ID NO :19 et 20. 16°) Sondes spécifiques du transcrit mitf-M-, caractérisées en ce qu'elles sont sélectionnées dans le groupe constitué par les séquences SEQ ID NO :7 et SEQ ID NO :9. 17°) Sondes spécifiques du transcrit mitf-M+, caractérisées en ce qu'elles sont sélectionnées dans le groupe constitué par les séquences SEQ ID NO :6 et SEQ ID NO :8. 18°) Sonde commune aux transcrits mitf-M+ et mitf-M-, de séquence SEQ ID NO : 25. 19°) Procédé d'identification d'une molécule active sur le traitement du mélanome, caractérisé en ce qu'il comprend : - l'incubation de cellules de mélanome, en présence de la molécule à tester, - la quantification relative des transcrits d'épissage alternatif de l'isoforme M du gène microphtalmia, mitf-M+ et mitf-M-, avant et après l'incubation avec ladite molécule, selon les étapes du procédé de dépistage telles que définies aux revendications 1 à 12, et - l'identification des molécules capables de moduler la quantité relative de transcrits mitf-M- dans lesdites cellules.
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