WO2003008965A1 - Metodo de deteccion y evaluacion de compuestos mimeticos de paclitaxel - Google Patents

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WO2003008965A1
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paclitaxel
microtubules
probe
flutax
binding
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José Manuel ANDREU MORALES
José Fernando DÍAZ PEREIRA
María Isabel BARASOAIN BLASCO
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Definitions

  • Anti-tumor agents Homogeneous high performance assay for the detection of substances that can replace paclitaxel at its binding site in microtubules and therefore with potential activity as antitumor agents.
  • Paclitaxel (Taxol ®), a compound widely used in cancer chemotherapy, presents as other anticancer agents, side effects. This diterpenoid compound was originally extracted from the bark of a plant, Taxus brevifolia, of slow growth, which led to a problem of lack of a cheap and available source of paclitaxel.
  • the paclitaxel currently used is a semi-synthesis product from a precursor extracted from the yew leaf.
  • paclitaxel presents problems of extreme insolubility. Therefore, although paclitaxel is a chemotherapeutic agent with a very important biological activity, the discovery of new sources of paclitaxel or paclitaxel mimetic compounds has a decisive utility.
  • Paclitaxel promotes the assembly of ⁇ -tubulin in microtubules by preferential binding to assembled tubulin rather than to non-assembled tubulin. Its effect is related to that of the GTP nucleotide, with important differences.
  • the GTP is attached to one end of the tubulin dimer making contact with the next dimer along each protofilament that forms the microtubule, while the paclitaxel is attached to one side of ⁇ -tubulin near the contact with the next protofilament; in the ⁇ -tubulin, the area corresponding to the paclitaxel binding cavity is occupied by a loop of the peptide chain (Nogales, E.).
  • Unassembled tubulin dimers bind GTP and the binding site is occluded by the assembly, while the paclitaxel binding site exists only in assembled tubulin.
  • GTP hydrolysis allows disassembly and regulation of the microtubule system, however, the activation of tubulin by paclitaxel is permanent, stabilizing the microtubules.
  • paclitaxel The suppression of cell microtubule dynamics by paclitaxel is a leading cause of inhibition of cell division and death of tumor cells (Jordan, MA and Wilson, L.).
  • a number of diverse natural substances, including epothilones (Bollag, DM et al), discodermolide (Ter Haar, E. et al), eleuterobin (Long, BH et al), and laulimalide (Mooberry, Sl et al) mimic the cytotoxic effects of paclitaxel, apparently joining its site in microtubules.
  • epothilones Bollag, DM et al
  • discodermolide Ter Haar, E. et al
  • eleuterobin Long, BH et al
  • laulimalide Mooberry, Sl et al
  • Luminescence based methods are very useful for these purposes.
  • the fluorescent, water-soluble and active derivatives of paclitaxel bound with an alanine intermediate in the nonessential position 7 are specific probes of the paclitaxel binding site to the microtubules (Evangelio, J.A., et al).
  • These fluorescent taxoids have been used primarily to locate subcellular sites of cytotoxic taxoid binding to microtubules of the spindle pole and centrosomes (Abal, MA, et al), as well as to measure rapid binding and dissociation kinetics of the paclitaxel site, which is exposed in microtubules (D ⁇ az, JF, et al).
  • the primary object of this invention is the development of a homogeneous fluorescent assay of ligand binding to the paclitaxel site in the microtubules, which allows high-performance detection of new paclitaxel mimetics.
  • the method is based on the combination of two components, a target and a probe.
  • the target consists of in vitro assembled microtubules which are stabilized by chemical crosslinking and stored in liquid nitrogen. This method of conservation is novel.
  • Paclitaxel fluorescent derivatives are used as probes, which specifically bind to microtubules (patents ES 2121549, ES 2105983, W09719938, Higher Council for Scientific Research) (Diaz, JF, et al).
  • the applications of this method are: search for new antitumor agents from libraries of natural and synthetic extracts and compounds; evaluation of chemical modifications of series of existing compounds (including paclitaxel, epothilone, discodermolide, euterobine, laulimalide); content assessment of active taxanes in natural sources; Biological and cancer research. DESCRIPTION OF THE INVENTION Brief description of the invention
  • the microtubule paclitaxel binding site also binds other recently discovered ligands with antitumor activity.
  • a high performance homogeneous assay for the detection of paclitaxel biomimetics has been designed, based on the displacement of the fluorescent taxoid 7-0- [N- (2,7-difluoro-4'-fluorescecarbonyl) - L-alanyl] Paclitaxel from its binding site in dilute solutions of conserved microtubules.
  • the method of detection, object of the present invention and which is claimed is based on the combination of the two components, the target, which consists of in vitro assembled microtubules that are stabilized by chemical cross-linking and stored indefinitely frozen in liquid nitrogen. Until its use, this method of preserving the microtubules is also claimed in the present invention, and the probe, which consists of said fluoresceinated paclitaxel derivative that specifically binds to the microtubules.
  • the method consists in adding the substances to be tested (non-fluorescent) to multiple aliquots of a diluted solution of the target and the probe in multiwell microplates.
  • the substances to be tested may be the compounds of the families of discodermolide, eleutherobin, sarcodicitin, epothilones and paclitaxel.
  • This method also has application to measure active paclitaxel-like contents from natural sources and for the high-performance detection of new paclitaxel biomimetics.
  • the target-bound probe has a fluorescence anisotropy value much greater than that of the free probe; Displacement by any competing substances of the interaction of the probe (reference ligand) with the target is detected by measuring the decrease in anisotropy of the fluorescence of the probe with a fluorescence polarization reader in microplates.
  • RET resonant energy transfer
  • fluorescence probe 7-0- [N- (4'-fluoresceincarbonyl) -L-alanyl-] Paclitaxel This method has application in the development of tools for conducting tests in cancer and / or biological research.
  • the method of preserving the microtubules indefinitely is also an object of the present invention. This method consists of dialyzing the cross-linked microtubules against a preservation buffer and cryopreserving them.
  • microtubules bind to Paclitaxel and Flutax with high affinity, low concentrations of binding sites are needed in order to detect competitors of lower affinity. These dilution stabilized binding sites were provided by gently cross-linked microtubules (see Example; Gospel, J.A. et al .; Diaz, J.F. et al.).
  • Both the negative anisotropy of the 329nm band and the positive anisotropy of the lower energy excitation transition (495nm) of the difluoro-fluorescein are specifically enhanced by binding of Flutax-2 to microtubules.
  • the binding of Flutax-2 at these concentrations is completely annulled by 10 ⁇ M paclitaxel.
  • Flutax- 2 can be considered a genuine microtubule paclitaxel binding site probe. Validation of the probe and target.
  • Fluorescent assay for the detection and evaluation of pandoids that interact with the paclitaxel binding site in the microtubules.
  • Flutax-2 as a reference probe of the paclitaxel binding site
  • the binding of other non-fluorescent ligands that displace Flutax-2 from the microtubules can be easily measured by changes in their own fluorescence properties in a competition rehearsal The change in fluorescence anisotropy has been used, which was analyzed in 96-well plates with a microplate reader.
  • Figure 2 shows how paclitaxel and docetaxel effectively decrease fluorescence anisotropy of 50nM Flutax-2 solutions - 50nM microtubule sites.
  • Baccatina III is equivalent to the taxane ring system, in which the C-13 OH group replaces the paclitaxel side chain (see chemical structures in Fig. 2).
  • the C-13 side chain has previously been considered a determinant essential for paclitaxel recognition, however, the methyl ester of the C-13 side chain was, within its solubility limit, inactive to displace Flutax-2.
  • Taxane-specific monoclonal antibodies offer possibly unsurpassed sensitivity for the determination of drug contents and closely related compounds (Grothaus, PG, et al .; O'Boyle, KP; Bicamumpaka, C. and Page, M.), however, they may fail to recognize non-chemically related ligands of the microtubule paclitaxel binding site.
  • this assay is a useful tool for the evaluation of the binding affinity of newly designed compounds of the discodermolide, eleutherobin, epothilones and paclitaxel families. It is also applicable to the measurement of active paclitaxel-like contents from natural sources, and for the high-performance investigation of new paclitaxel biomimetics, in a complementary way to cellular scans for mitotic inhibitors, such as those used in the discovery of monastrol (Mayer , TU, et al.).
  • An interesting property of the fluorescence anisotropy assay is its sensitivity for the detection of medium affinity ligands.
  • FIGURE 1 A fluorescence micrograph of a typical reaction mixture used in this invention, consisting of stabilized microtubules (100nM taxoid sites) and Flutax-2 fluorescent taxoid (100nM). The bar indicates 10 ⁇ m.
  • FIGURE 2 Competition isotherms of ligands that bind to the microtubule paclitaxel site in GAB-GDP buffer at 25 ° C. Fluorescence anisotropy of multiple 50nM Flutax-2 solutions and 50nM microtubule binding sites with various concentrations of competitors was measured in duplicate, using a microplate reader. Solid circles, paclitaxel (1); the empty circles, docetaxel; the squares, baccatina lll (2), the triangles, methyl ester of the C-13 side chain of paclitaxel (3); the crosses, corresponding controls with 1% DMSO (v / v) without ligand.
  • EXAMPLE OF EMBODIMENT OF THE INVENTION 1. Taxoids. Fluorescent probe Concentrated series solutions were prepared and kept at -20 C in a dry environment. Paclitaxel (from the National Cancer Institute, Bethesda, MD) was measured spectrophotometrically at 273 nm after dilution in methanol, using an extinction coefficient of 1,700 M "1 cm " 1 (Diaz, JF and Andreu, JM). 3 H-Paclitaxel (4 Ci mmol "1 ) was obtained from Moravek Biochemicals (Brea, CA). Docetaxel (Taxotere) was provided by Rhóne-Poulenc Rorer (Antony, France).
  • Baccatina III was obtained from Sigma; it was found devoid of HPLC impurities (a 20-80% gradient of acetonitrile in 0.05% aqueous trifluoroacetic acid, on a C-18 column, monitored at 228 nm). A baccatin III extinction coefficient determined approximately was 900 +/- 100 M "1 cm " 1 (273nm, methanol).
  • Baccatina III was soluble at the concentrations used in 10mM sodium phosphate, ethylene glycol bis ( ⁇ -aminoethyl ether) -N, N, N ⁇ N'-tetraacetic acid (EGTA) 1 mM, 0.1 mM GTP, 6mM MgCl 2 , 3.4 M glycerol, (GAB buffer) pH 6.5 with 1% DMSO
  • EGTA ethylene glycol bis ( ⁇ -aminoethyl ether) -N, N, N ⁇ N'-tetraacetic acid
  • GTP ethylene glycol bis ( ⁇ -aminoethyl ether) -N, N, N ⁇ N'-tetraacetic acid
  • GTP 0.1 mM GTP
  • 6mM MgCl 2 6mM MgCl 2
  • 3.4 M glycerol GAB buffer
  • cross-linked microtubules have the same specificity, kinetics, and stoichiometry of Flutax-2 binding, as the non-cross-linked controls; they have a normal morphology under the electron microscope (D ⁇ az, JF, et al.).
  • the cross-linked microtubules were dialyzed against GAB-0.1 mM nucleotide (GTP or GDP) for more than 16h cold in dialysis cassettes (Pierce) and kept frozen dropwise under liquid nitrogen, or at 4 ° C with 0 , 05% sodium azide.
  • GTP or GDP GAB-0.1 mM nucleotide
  • This method of conserving crosslinked microtubules, by dialysis against a preservation and cryopreservation buffer is claimed in the present invention.
  • the cross-linked microtubules were used within a half-life from the preparation A fluorescence micrograph of these microtubules with Flutax-2 is shown in Fig. 1. 3. Fluorescence and anisotropy spectroscopy measurements Fluorescence spectra were obtained corrected with a Fluorolog-3-221 photon counting instrument (Jobin Yvon-Spex, Longiumean, France), with an emission bandwidth of 5nm and excitation of 1 ⁇ m, at 25 ° C.
  • Fluorometric concentration measurements were made with a Shimadzu RF-540 spectrofluorometer Anisotropy spectra and measurements were collected in Fluorolog's T-format mode with vertical polarized excitation mind and s and corrected for the sensitivity of each channel with horizontally polarized excitation (Lackowicz JR). Multiple anisotropy measurements were performed with a PolarStar microplate reader (BMG Labtechnologies, Offenburg, Germany) at 25 ° C. The solutions were excited with 200 pulses of vertically polarized light (485-P bandpass filter, 480-492nm) and the emission was analyzed simultaneously with vertical and horizontal polarization filters (520-P bandpass, 515-550nm) .
  • the sensitivity of the two channels was adjusted to give the anisotropy value of free Flutax-2 (0.055, polarization 0.080; GAB buffer at 25 ° C) in cavities containing Flutax-2 and not microtubules.
  • the white values of wells with microtubules and without Flutax-2, the fluorescence intensity values were subtracted (whites typically accounted for less than 4% of the measurement).
  • Flutax binding to microtubules Flutax-2 (50nM) was first titrated with increasing concentrations of binding sites provided by cross-linked microtubules, in GAB buffer at 25C.
  • the bound Flutax-2 fraction is:
  • [F] b / [F] 0 (r - r min ) / (r ma ⁇ -r m m) [1]
  • [F] 6 and [F] o are total and joined concentrations of Flutax-2 respectively
  • r is fluorescence anisotropy measured with the spectrofluorometer
  • the value of r m ⁇ n is 0.055
  • the value of r ⁇ x was an adjustable parameter. Assuming a one-to-one binding, the concentration of free binding sites [S] is:
  • Control measurements with microtubule binding sites blocked by 10 ⁇ M paclitaxel gave r values very close to m n n , within a range [S] 0 of 0 to 100 nM.
  • the cross-linked microtubules 50-1 OOnM total tubulin) were then titrated with known concentrations of Flutax-
  • concentration of free Flutax-2 is:
  • the ligands to be tested were added in small volumes of DMSO (final DMSO concentration 2% v / v) to make the desired duplicate concentrations. It was also found that paclitaxel did not adsorb to the plate during the test, using 3 H-Paclitaxel and a scintillation counter. Cavities without protein and without Flutax-2 were included for calibration and background measurements respectively (see anisotropy measurements above). The plates were agitated by rotation for 10 minutes and measured twice within 30-90 minutes after equilibration at 25 ° C in the microplate reader. Flutax-2 anisotropy data was calculated using the evaluation software (BMG) and plotted versus the total competitor concentration.
  • BMG evaluation software

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Abstract

Una gran parte de los citostáticos, entre ellos paclitaxel (Taxol ®) y otras substancias recientemente descubiertas que mimetizan sus efectos antitumorales, tienen como diana los microtúbulos celulares. La presente invención es un ensayo homogéneo de alto rendimiento, basado en la utilización de microtúbulos estabilizados y taxoides fluorescentes, para detectar cualesquiera substancias que puedan sustituir al paclitaxel en su sitio de unión en los microtúbulos, y constituir potencialmente agentes anticancerosos.

Description

TITULO:
MÉTODO DE DETECCIÓN Y EVALUACIÓN DE COMPUESTOS MIMETICOS DE PACLITAXEL.
SECTOR DE LA TÉCNICA: Sector farmacéutico. Agentes antitumorales. Ensayo homogéneo de alto rendimiento para la detección de substancias que puedan sustituir a paclitaxel en su sitio de unión en los microtúbulos y por tanto con actividad potencial como agentes antitumorales.
ESTADO DE LA TÉCNICA: El paclitaxel (Taxol ®), un compuesto muy empleado en la quimioterapia del cáncer, presenta como otros agentes anticancerosos, efectos secundarios. Este compuesto diterpenoide se extrajo originalmente de la corteza de una planta, Taxus brevifolia, de crecimiento lento, lo que conllevaba un problema de falta de una fuente barata y disponible de paclitaxel. El paclitaxel utilizado actualmente es un producto de semisíntesis a partir de un precursor extraído de la hoja del tejo. Además, el paclitaxel presenta problemas de extrema insolubilidad. Por lo tanto, aunque el paclitaxel es un agente quimioterapéutico con una muy importante actividad biológica, el descubrimiento de nuevas fuentes de paclitaxel o bien de compuestos miméticos de paclitaxel tiene una decisiva utilidad.
El paclitaxel promueve el ensamblaje de αβ-tubulina en microtubulos por unión preferencial a tubulina ensamblada más que a la tubulina no ensamblada. Su efecto está relacionado con el del nucleótido GTP, con importantes diferencias. El GTP se une a un extremo del dímero de tubulina haciendo contacto con el siguiente dímero a lo largo de cada protofilamento que forma el microtúbulo, mientras el paclitaxel se une a un lado de β-tubulina cerca del contacto con el siguiente protofilamento; en la α-tubulina, la zona correspondiente a la cavidad de unión a paclitaxel está ocupada por un bucle de la cadena peptídica (Nogales, E.). Los dímeros de tubulina sin ensamblar unen GTP y el sitio de unión queda ocluido por el ensamblaje, mientras el sitio de unión a paclitaxel existe sólo en tubulina ensamblada. La hidrólisis de GTP permite el desensamblaje y la regulación del sistema de microtúbulos, sin embargo, la activación de la tubulina por paclitaxel es permanente, estabilizando los microtúbulos.
La supresión de la dinámica de microtúbulos celular por paclitaxel es una causa principal de la inhibición de la división celular y de la muerte de las células tumorales (Jordán, M.A. y Wilson, L.). Un número de sustancias naturales diversas, incluyendo epotilonas (Bollag, D.M. et al), discodermolida (Ter Haar, E. et al), eleuterobina (Long, B.H. et al), y laulimalida (Mooberry, S.l. et al) imitan los efectos citotóxicos de paclitaxel, aparentemente uniéndose a su sitio en los microtúbulos. Cada una de estas sustancias fue descubierta con diferentes ensayos para actividades similares a la de paclitaxel. Algunas patentes describen métodos para identificar compuestos con actividades semejantes a paclitaxel. En la patente americana US 5340724 (Upjohn Co.) se describe un método empleando células (Tax 2-4 CHO) dependientes de paclitaxel y detectando su crecimiento. La solicitud PCT WO9420134 (Universidad de Columbia) proporciona dos anticuerpos monoclonales producidos por dos hibridomas que son capaces de unirse a paclitaxel y a sus análogos, así como su utlización para determinar la presencia y cantidad de paclitaxel o sus derivados biológicamente activos. Otra solicitud PCT WO0056894 (Cytoclonal pharmaceutics, Inc.), describe las secuencias de ADN que codifican la beta tubulina de distintas especies de hongos del género Pestalotiopsis, estos segmentos de ADN purificados se emplean para detectar compuestos con actividad antitumoral. Otra solicitud PCT WO 9953295 (Universidad de California), consiste en un método para la detección de agentes que modulan la despolimerización de los microtúbulos, poniendo en contacto microtúbulos polimerizados, una proteína que los despolimeriza y las substancias a ensayar en presencia de ATP o GTP y detectando la formación de monómeros, dímeros u oligómeros de tubulina mediante diferentes métodos como cambio de fluorescencia (DAPI), centrifugación, etc. Sin embargo, en contraste con otras dianas biológicas importantes, hasta ahora se carecía de un ensayo estándar para detectar y medir directamente otros ligandos cualesquiera capaces de reemplazar a paclitaxel en su sitio de unión en los microtúbulos.
Los métodos basados en la luminiscencia son muy útiles para estos propósitos. Los derivados fluorescentes, hidrosolubles y activos, de paclitaxel unidos con un intermediario de alanina en la posición no esencial 7 (Souto, A.A. et al) son sondas específicas del sitio de unión de paclitaxel a los microtúbulos (Evangelio, J.A., et al). Estos taxoides fluorescentes se han usado principalmente para localizar sitios subcelulares de unión de taxoide citotóxico a microtúbulos del polo del huso y a centrosomas (Abal, M.A., et al), así como para medir la cinética rápida de unión y de disociación del sitio de paclitaxel, que está expuesto en microtúbulos (Díaz, J.F., et al).
El objeto primordial de esta invención es el desarrollo un ensayo fluorescente homogéneo de unión de ligando al sitio de paclitaxel en los microtúbulos, que permite la detección de alto rendimiento de nuevos miméticos de paclitaxel. El método se basa en la combinación de dos componentes, una diana y una sonda. La diana está constituida por microtúbulos ensamblados ¡n vitro los cuales se estabilizan mediante entrecruzamiento químico y se conservan en nitrógeno líquido. Este método de conservación es novedoso. Como sonda se emplean derivados fluorescentes de paclitaxel, que se unen específicamente a los microtúbulos (patentes ES 2121549, ES 2105983, W09719938, Consejo Superior de Investigaciones Científicas) (Diaz, J.F., et al). Las aplicaciones de este método son: búsqueda de nuevos agentes antitumorales a partir de bibliotecas de extractos y compuestos naturales y sintéticos; evaluación de modificaciones químicas de series de compuestos existentes (incluyendo paclitaxel, epotilona, discodermolida, euterobina, laulimalida); valoración de contenido en taxanos activos en fuentes naturales; investigación biológica y oncológica. DESCRIPCIÓN DE LA INVENCIÓN Descripción breve de la invención
El sitio de unión a paclitaxel de microtúbulos también une otros ligandos recientemente descubiertos con actividad antitumoral. En la presente invención se ha diseñado un ensayo homogéneo de alto rendimiento para la detección de biomiméticos de paclitaxel, basado en el desplazamiento del taxoide fluorescente 7-0-[N-(2,7-difluoro-4'-fluoresce¡ncarbonil)-L-alanil]Paclitaxel de su sitio de unión en soluciones diluidas de microtúbulos conservados. El método de detección, objeto de la presente invención y que se reivindica, se basa en la combinación de los dos componentes, la diana, que consiste en los microtúbulos ensamblados in vitro que se estabilizan mediante entrecruzamiento químico y se conservan indefinidamente congelados en nitrógeno líquido hasta su utilización, este método de conservar los microtúbulos también se reivindica en la presente invención, y la sonda, que consiste en dicho derivado fluoresceinado de paclitaxel que se une específicamente a los microtúbulos.
El método consiste en la adición de las substancias a ensayar (no fluorescentes) a múltiples alícuotas de una solución diluida de la diana y la sonda en microplacas multipocillo. Las substancias a ensayar pueden ser los compuestos de las familias de discodermolida, eleuterobina, sarcodicitina, epotilonas y paclitaxel. Este método también tiene aplicación para medir contenidos activos de tipo paclitaxel de fuentes naturales y para la detección de alto rendimiento de nuevos biomiméticos de paclitaxel. La sonda unida a la diana posee un valor de anisotropía de fluorescencia mucho mayor que el de la sonda libre; el desplazamiento por cualesquiera substancias competidoras de la interacción de la sonda (ligando de referencia) con la diana se detecta midiendo el descenso de anisotropía de la fluorescencia de la sonda con un lector de polarización de fluorescencia en microplacas. Alternativamente se utiliza el descenso de transferencia resonante de energia (RET) de la sonda unida a un ligando aceptor rodaminado, 7-0-[N- (4'-tetrametilrodamina-carbonil)-L-alanil-] Paclitaxel o el cambio de intensidad de fluorescencia de la sonda 7-0-[N-(4'-fluoresceincarbonil)-L-alanil-] Paclitaxel. Este método tiene aplicación en el desarrollo de herramientas para la realización de ensayos en investigación oncológica y/o biológica. También es objeto de la presente invención el método para conservar los microtúbulos indefinidamente. Este método consiste en dializar los microtúbulos entrecruzados contra un tampón de conservación y criopreservarlos.
Descripción detallada de la invención
Con el fin de establecer un ensayo eficaz de competición basado en fluorescencia para la unión de ligando al sitio de paclitaxel en los microtúbulos, se investigaron los cambios de las propiedades fluorescentes de la sonda 7-0- [N-(2,7-difluoro-4'-fluoresceincarbonil)-L-alanil]Paclitaxel (Flutax-2;10) sobre la unión específica a microtúbulos. El Flutax-2 se prefirió al análogo Flutax-1 con fluoresceína no fluorada por su superior fotoestabilidad y pK ácido (dando el di- anión fuertemente fluorescente a valores de pH neutros). Se investigaron métodos de anisotropía de fluorescencia y de transferencia de energía de resonancia (RET), y medidas de intensidad de la emisión (con Flutax-1). Puesto que los microtúbulos se unen a Paclitaxel y a Flutax con gran afinidad, se necesitan bajas concentraciones de sitios de unión con el fin de detectar los competidores de afinidad inferior. Estos sitios de unión estabilizados por dilución fueron proporcionados por microtúbulos entrecruzados suavemente (ver Ejemplo; Evangelio, J.A. et al.; Diaz, J.F. et al.).
Validación de la sonda y diana. A) Medida de la unión específica de Flutax-2 a microtúbulos mediante anisotropía de fluorescencia y su cancelación por paclitaxel
La intensidad de fluorescencia de Flutax-2 cambia muy poco con la unión a microtúbulos. Hay un pequeño cambio en el máximo de excitación de 494nm a 495nm (punto isosbéstico a 500nm) y un desplazamiento azul de emisión de 523nm a 520nm (no mostrado aquí, punto isosbéstico a 525nm; Diaz, J.F. et al.). Sin embargo, la polarización de fluorescencia de Flutax-2 aumenta significativamente por la unión. Se compararon el espectro de anisotropía de excitación de una solución de sitios de microtúbulo-Flutax-2 50nM con el espectro de una solución similar en la que los sitios de unión fueron bloqueados con un exceso de paclitaxel y con el del Flutax-2 libre. Tanto la anisotropía negativa de la banda 329nm como la anisotropía positiva de la transición de excitación de energía inferior (495nm) de la difluoro-fluoresceína son específicamente aumentados por unión de Flutax-2 a microtúbulos. Los valores de anisotropía determinados para la banda 495nm (emisión 520nm; tampón GAB que contiene glicerol, 25°C) fueron: Flutax-2 libre (50nm), rm¡n = 0,055; en presencia de microtúbulos bloqueados con paclitaxel, r = 0,060; Flutax-2 específicamente unido a los microtúbulos, rmaχ = 0,29 (el último se determinó por valoración de Flutax-2 50nm con concentraciones crecientes de microtúbulos). Estos cambios son consistentes con una fuerte inmovilización del fluoróforo por la unión. Además del anclaje de Flutax-2 a través de su resto paclitaxel, se ha propuesto una interacción del di-anion fluoresceína con un residuo catiónico de microtúbulos, posiblemente Arg 282 de β-tubulina (Evangelio, J.A. et al.; ver Fig. 10 en Díaz, J.F. et al.).
Una isoterma de unión de Flutax-2 a microtúbulos, determinada a partir del cambio de anisotropía del ligando, indica una constante de equilibrio de la unión con valor Kb = 11 ,5 +/- 0,4) x 108 M"1 en tampón GAB-GDP a 25°C (no es significativamente diferente de los valores previamente determinados por centrifugación (Díaz, J.F. et al.). La unión de Flutax-2 a estas concentraciones es completamente anulada por paclitaxel 10μM.
Basándose en estos resultados, en la observación de la capacidad de Flutax-2 de sustituir a 3H-Paclitaxel de su sitio de unión, y en los resultados previos discutidos en un estudio cinético detallado (Díaz, J.F. et al.), Flutax-2 puede considerarse una sonda genuina del sitio de unión a paclitaxel de microtúbulos. Validación de la sonda y diana. B) Detección de la unión de Flutax-2 a microtúbulos mediante transferencia de enerpía (RET) a otro taxoide fluorescente y su cancelación por paclitaxel. Las distancias de mayor proximidad entre sitios de unión a paclitaxel en subunidades de β-tubulina de microtúbulos son ca. 5,5, 8 y 9,5nm (Nogales, E., et al.), un intervalo de distancia apropiado para RET desde fluoresceína a fluoróforos de rodamina. El desplazamiento del donador o aceptor de sus sitios de unión por otro ligando no fluorescente suprimiría la emisión del aceptor por excitación del donador. El espectro de emisión (excitación a 460nm) de sitios de unión de microtúbulos 50nM con Flutax-2 10nM y Rotax 40nM (7-0-[N-(4'- tetrametilrodamina-carbonil)-L-alanil-] Paclitaxel (Evangelio, J.A. et al) mostró un pico de emisión sensibilizada de Rotax, además de la emisión de Flutax-2 . Cuando los sitios de unión se bloquearon con paclitaxel la emisión de fluoresceína aumentó (no se apagó) y cambió de 521 a 524 nm, mientras la contribución de rodamina decreció a un nivel (un hombro) que era similar al de la emisión no sensibilizada de Rotax a 582nm. Este experimento indicó la posibilidad de detectar una unión de ligando al sitio de paclitaxel por el decrecimiento de RET.
Validación de la sonda y diana. C) Detección de la unión de Flutax-1 a microtúbulos mediante transferencia de energía (RET) a otro taxoide fluorescente y su cancelación por paclitaxel. Utilizando Flutax-1 es posible caracterizar el desplazamiento por variación de la intensidad de fluorescencia.
Ensayo fluorescente de detección y evaluación de ¡¡pandos ue interaccionan con el sitio de unión de paclitaxel en los microtúbulos. Usando Flutax-2 como una sonda de referencia del sitio de unión a paclitaxel, la unión de otros ligandos no fluorescentes que desplazan Flutax-2 de los microtúbulos (ver Figura 1 ) puede medirse fácilmente por los cambios en sus propias propiedades de fluorescencia en un ensayo de competición. Se ha empleado el cambio en la anisotropía de fluorescencia, que fue analizado en placas de 96 pocilios con un lector de microplaca. La Figura 2 muestra cómo el paclitaxel y el docetaxel disminuyen eficazmente la anisotropía de fluorescencia de soluciones de Flutax-2 50nM- sitios de microtúbulos 50nM. El análisis numérico de las isotermas de desplazamiento (ver Ejemplo) indicó que paclitaxel y docetaxel se unen a microtúbulos con constantes de unión de equilibrio de (3,7 +/- 1 ,5) x 107 M"1 (4 determinaciones) y (6,0 +/- 2,3) x 107 M"1 (2 determinaciones) respectivamente a 25°C. La relación de afinidades de docetaxel a paclitaxel fue 2,7 +/- 0,2 a partir de los experimentos individuales. Una afinidad 2 veces mayor de docetaxel comparado con paclitaxel está de acuerdo con una determinación directa previa (Diaz, J.F. y Andreu, J.M.). La afinidad de paclitaxel es del mismo orden de magnitud que los valores previamente determinados para paclitaxel (Parness, J. y Horwitz, S.B.), 2- debenzoil-2-(m-aminobenzoil) paclitaxel (Han. Y., et al.) y 3'-N-m- aminobenzamido-3'-N-debenzamido-Paclitaxel (Li, Y. et al.). La baccatina III, generalmente considerada hasta ahora como un compuesto inactivo, inhibió completamente la anisotropía de microtúbulo Flutax-2, aunque a concentraciones totales aproximadamente 200 veces más grandes que paclitaxel (ver Fig. 1). El análisis de los datos de desplazamiento indicó que baccatina III es reconocida por el sitio de unión a paclitaxel de microtúbulos con una constante de equilibrio de (1 ,5 +/- 0,5) x 105 M"1 (7 determinaciones). Baccatina III es equivalente al sistema de anillo taxano, en el que el grupo C-13 OH sustituye a la cadena lateral de paclitaxel (ver estructuras químicas en la Fig. 2). La cadena lateral C-13 ha sido considerada previamente como un determinante esencial para el reconocimiento de paclitaxel. Sin embargo, el éster metílico de la cadena lateral C-13 fue, dentro de su límite de solubilidad, inactivo para desplazar a Flutax-2. Los resultados indicaron una constante de equilibrio de unión inferior a 103 M"1 para este análogo de la cadena lateral C- 13 separado del resto de la molécula (ver Fig. 2; 2 determinaciones). En una serie de medidas de control, el desplazamiento de la interacción de 3H- paclitaxel con microtúbulos por baccatina III y Flutax-2 se evidenció por sedimentación y contaje de centelleo. Los resultados de estas mediciones (ver Ejemplo) fueron compatibles con los de los ensayos de anisotropía de fluorescencia, excepto para una afinidad aparente 7-veces inferior de Flutax-2. Esto confirmó que baccatina III se reconoce por el sitio de unión a paclitaxel de microtúbulos. Sin embargo, con el fin de tener la mayoría del trazador radiactivo 3H-paclitaxel en solución, en vez de adsorberse al tubo de policarbonato de la ultracentrífuga de mesa, fue necesario incluir 1 mg mL"1 de seroalbúmina bovina, que une paclitaxel (manteniéndolo disponible para la interacción con microtúbulos) así como Flutax-2 (disminuyendo su afinidad aparente). Estos procesos de adsorción imposibilitan una medida rigurosa directa de la afinidad de la unión a paclitaxel a microtúbulos en nuestras manos, y por tanto de la afinidad de sus competidores usando paclitaxel como un ligando de referencia en estos ensayos diluidos. Las desventajas adicionales de los ensayos de unión de 3H-paclitaxel en comparación con el ensayo homogéneo de anisotropía de taxoide fluorescente, son las operaciones de centrifugación, separación y medición radioactiva, requeridas. Utilización del ensayo de anisotropía de fluorescencia en microplaca en comparación con otros métodos para detectar miméticos de paclitaxel. El método fluorescente de detección de unión de ligandos al sitio paclitaxel de microtúbulos desarrollado en este trabajo constituye un primer ensayo homogéneo para cualquier otra sustancia que actúe sobre este importante blanco antitumoral. Su simplicidad se compara favorablemente con métodos de cribaje (screening) basados en la estabilización de microtúbulos (Bollag, D.M., et al.; www.cvtoskeleton.com) y con los ensayos competitivos que utilizan Paclitaxel marcado radiactivamente (más arriba, Bollag, D.M. et al.; Diaz, J.F. y Andreu, J.M.). Los anticuerpos monoclonales específicos de taxano ofrecen sensibilidad posiblemente insuperable para la determinación de contenidos de fármacos y compuestos estrechamente relacionados (Grothaus, P.G., et al.; O'Boyle, K.P.; Bicamumpaka, C. y Page, M.), sin embargo, pueden fallar en reconocer ligandos no relacionados químicamente del sitio de unión a paclitaxel del microtúbulo. Puesto que se pueden analizar fácilmente múltiples muestras con el método de polarización por fluorescencia, este ensayo constituye una herramienta útil para la evaluación de la afinidad de unión de compuestos recientemente diseñados de las familias de discodermolida, eleuterobina, epotilonas y paclitaxel. También es aplicable a la medición de contenidos activos tipo paclitaxel de fuentes naturales, y para la investigación de alto rendimiento de nuevos biomiméticos de paclitaxel, en un modo complementario de las exploraciones celulares para inhibidores mitóticos, como los utilizados en el descubrimiento de monastrol (Mayer, T.U., et al.). Una propiedad interesante del ensayo de anisotropía de fluorescencia es su sensibilidad para la detección de ligandos de afinidad media. Ello es posible por la combinación de un taxoide altamente fluorescente (Flutax-2) con microtúbulos estabilizados, permitiendo la gran dilución necesaria para el desplazamiento efectivo de la sonda por ligantes más débiles, que de otra forma no se detectarían. Un ejemplo es la detección de la unión de baccatina III, que proporciona una nueva visión del reconocimiento molecular de paclitaxel por microtúbulos.
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DESCRIPCIÓN DETALLADA DE LAS FIGURAS FIGURA 1. Una micrografía de fluorescencia de una mezcla de reacción típica utilizada en esta invención, que consiste en microtúbulos estabilizados (sitios de taxoide 100nM) y Flutax-2 taxoide fluorescente (100nM). La barra indica 10μm.
FIGURA 2. Isotermas de competición de ligandos que se unen al sitio de paclitaxel de microtúbulos en tampón GAB-GDP a 25°C. La anisotropía de fluorescencia de soluciones múltiples de Flutax-2 50nM y sitios de unión de microtúbulos 50nM con diversas concentraciones de competidores se midió por duplicado, utilizando un lector de microplaca. Los círculos sólidos, paclitaxel (1); los círculos vacíos, docetaxel; los cuadrados, baccatina lll (2), los triángulos, éster metílico de la cadena lateral C-13 de paclitaxel (3); las cruces, controles correspondientes con DMSO 1% (v/v) sin ligando. En este ensayo, cada curva de competición comienza con un valor de anisotropía correspondiente a dos tercios de moléculas de Flutax-2 unidas, que se reducen progresivamente por el competidor que sustituye a Flutax-2 en los sitios de unión. La constante de equilibrio de unión de Flutax-2 es 1 ,5 x 108 M"1. Las líneas 1 (discontinua corta) y 2 (continua) corresponden a los mejores ajustes para la unión de paclitaxel y baccatina al mismo sitio con valores de constante de equilibrio de K = 3,2 x 107 M"1 y K = 1 ,5 x 105 M"1 respectivamente; la línea larga discontinua es el ajuste a los datos de docetaxel, K = 8 x 107 M"1; la línea de puntos que pasa a través de los datos del éster metílico de cadena lateral es una simulación de una unión de afinidad baja con K = 7 x 102 M"1 (obsérvese que estos últimos datos son similares a los de los controles).
EJEMPLO DE REALIZACIÓN DE LA INVENCIÓN 1. Taxoides. Sonda fluorescente. Se prepararon soluciones de serie concentradas y se mantuvieron a - 20 C en ambiente seco. El paclitaxel (del National Cáncer Institute ,Bethesda, MD) se midió espectrofotométricamente a 273nm después de dilución en metanol, usando un coeficiente de extinción de 1.700 M"1 cm"1 (Diaz, J.F. y Andreu, J.M.). 3H-Paclitaxel (4 Ci mmol"1) se obtuvo de Moravek Biochemicals (Brea, CA). Docetaxel (Taxotere) fue proporcionado por Rhóne-Poulenc Rorer (Antony, France). Baccatina III se obtuvo de Sigma; se encontró desprovisto de impurezas por HPLC (un gradiente 20-80% de acetonitrilo en ácido trifluoroacético acuoso al 0,05%, en una columna C-18, monitorizado a 228nm). Un coeficiente de extinción de baccatina III determinado aproximadamente fue 900 +/- 100 M"1 cm"1 (273nm, metanol). Baccatina III era soluble a las concentraciones utilizadas en fosfato sódico 10mM, etilénglicol bis (β-aminoetil éter)-N,N,N\N'-ácido tetracético (EGTA) 1 mM, GTP 0,1 mM, MgCI2 6mM, glicerol 3,4 M, (tampón GAB) pH 6,5 con DMSO al 1%. El éster metílico de la cadena lateral C-13 de paclitaxel fue proporcionado por E. Baloglu y D.G. I. Kingston del Virginia Polytechnic Institute (Blacksburg, VA). La absortividad molar de este compuesto es de alrededor de 750 M"1 cm"1 a 273nm (cola de absorción, metanol) y era soluble a 0,75mM en tampón GAB-DMSO 1%. Obsérvese que las absortividades 273nm añadidas de baccatina III y el éster metílico de la cadena lateral eran aproximadamente las de paclitaxel. F. Amat- Guerri, del Instituto de Química Orgánica, CSIC (Madrid, España) proporcionó la sonda fluorescente Flutax-2; se comprobó su pureza con HPLC y se determinó su concentración espectrofotométricamente con dodecil sulfato de sodio al 0,5% (SDS), a pH neutro, usando un coeficiente de extinción de 49,100 M"1 cm"1 a 496nm (Díaz, J.F., et al.). 2. Diana: microtúbulos entrecruzados. Se purificó y almacenó tubulina de cerebro bovino, y se midió su concentración como se ha descrito (Andreu, J.M., et al.). Antes de su utilización se equilibró en fosfato sódico 10mM, EGTA 1mM, GTP 0,1 mM, glicerol 3,5M pH 6,8, con una columna de gravedad de Sephadex G-25 en frío, y se centrifugó 10 min. a 50.000 en un rotor TLA 100,4 en frío (Beckman). La tubulina 50μM se hizo 6mM en MgCI2 (es decir tampón de ensamblaje de glicerol GAB, pH final 6,5) y GTP 1mM, se ensambló en microtúbulos a 37°C y estos se entrecruzaron suavemente con glutaraldehido 20mM, deteniendo la reacción con NaBH como se ha descrito (Díaz, J.F., et al). Estos microtúbulos entrecruzados tienen la misma especificidad, cinética, y estequiometría de unión de Flutax-2, que los controles no entrecruzados; tienen una morfología normal bajo el microscopio electrónico (Díaz, J.F.,et al.). Los microtúbulos entrecruzados se dializaron contra GAB-0,1 mM nucleótido (GTP o GDP) durante más de 16h en frío en casettes de diálisis (Pierce) y se conservaron congelados gota a gota bajo nitrógeno líquido, o bien a 4°C con 0,05% de azida sódica. Este método de conservación de los microtúbulos entrecruzados, mediante diálisis contra un tampón de conservación y criopreservación se reivindica en la presente invención.
Su concentración de tubulina total se midió después de diluirlos en SDS al 1 % utilizando un coeficiente de extinción de 107,000 M"1 cm"1 a 275nm (Diaz, J.F. y Andreu, J.M.). La concentración de la tubulina unida se determinó por sedimentación y se encontró que era típicamente 80%-90% del total. La concentración de sitios de unión de taxoide se determinó por adición de concentraciones crecientes de microtúbulos entrecruzados a Flutax-2 5μM en el tampón GAB-GDP, sedimentación (Díaz, J. F., et al.), 50.000 rpm en un rotor Beckman TLA 120 a 25°C) y medición espectrofotométrica de Flutax-2. Se observó que las preparaciones de microtúbulos entrecruzados unían 0,75 +/- 0,05 de Flutax-2 por tubulina total (es decir, como mínimo el 95% de la tubulina unida era activa uniendo este ligando). Las mediciones de control utilizando 3H- paclitaxel y centelleo líquido dieron valores similares a Flutax-2. Una vez que se determinaron los valores de anisotropía de Flutax unido a microtúbulo y libre, el número de sitios pudo también determinarse por valoración de soluciones diluidas de microtúbulos entrecruzados con Flutax-2 (véase mas abajo). La concentración de sitios de unión de taxoides de las preparaciones de microtúbulos entrecruzados resultó estable bajo nitrógeno líquido, decayendo a velocidades comprendidas entre 0,02 y 0,05 día"1 a 4°C (vidas medias de cinco y dos semanas respectivamente). Se utilizaron los microtúbulos entrecruzados dentro de una vida media a partir de la preparación. Una micrografía de fluorescencia de estos microtúbulos con Flutax-2 se muestra en la Fig.1. 3. Mediciones de espectroscopia de fluorescencia y anisotropía. Se obtuvieron espectros de fluorescencia corregidos con un instrumento Fluorolog-3-221 de recuento de fotones (Jobin Yvon-Spex, Longiumean, Francia), con un ancho de banda de emisión de 5nm y excitación de 1μm, a 25°C. Las mediciones fluorométricas de concentración se realizaron con un espectrofluorómetro Shimadzu RF-540. Los espectros de anisotropía y las mediciones se recogieron en el modo formato-T de Fluorolog con excitación polarizada vertical mente y se corrigieron por la sensibilidad de cada canal con excitación polarizada horizontalmente (Lackowicz J.R.). Las mediciones múltiples de anisotropía, se realizaron con un lector de microplaca PolarStar (BMG Labtechnologies, Offenburg, Alemania) a 25°C. Las soluciones se excitaron con 200 pulsos de luz polarizada verticalmente (filtro de paso de banda 485-P, 480-492nm) y la emisión se analizó simultáneamente con filtros de polarización vertical y horizontal (paso de banda 520-P, 515-550nm). La sensibilidad de los dos canales se ajustó para dar el valor de anisotropía de Flutax-2 libre (0,055, polarización 0,080; tampón GAB a 25°C) en cavidades que contenían Flutax-2 y no microtúbulos. Los valores de blancos de pocilios con microtúbulos y sin Flutax-2 se sustrajeron de los valores de intensidad de fluorescencia (los blancos representaron típicamente menos del 4% de la medición).
4. Unión de Flutax a microtúbulos. Se valoró primero Flutax-2 (50nM) con concentraciones crecientes de sitios de unión proporcionados por microtúbulos entrecruzados, en tampón GAB a 25C.
La fracción de Flutax-2 unido es:
[F]b / [F]0 = (r - rmin ) / (rmaχ -rmm ) [1 ] donde [F]6 y [F]o son concentraciones totales y unidas de Flutax-2 respectivamente, r es anisotropía de fluorescencia medida con el espectrofluorómetro, el valor de rm¡n es 0,055 y el valor de r^x era una parámetro ajustable. Suponiendo una unión uno a uno, la concentración de sitios de unión libre [S] es:
[S] = [S]0 - [F]b [2] y se aplica la siguiente expresión: r = rmin + (rmax - rmin ) Kb [S] / (1 + K [S]) [3]
La ecuación 3 se aplicó iterativamente para ajusfar los datos r vs [S], usando valores de partida diferentes de rmax en las ecuaciones 1 y 2, con un programa basado en el algoritmo de Marquardt, de lo que se obtuvo el valor mejor fijado rmaχ = 0,29. Las mediciones de control con sitios de unión de microtúbulos bloqueados por 10μM paclitaxel dieron valores r muy cercanos a rmin, dentro de un intervalo [S]0 de 0 a 100 nM. Los microtúbulos entrecruzados (50-1 OOnM de tubulina total) se valoraron después con concentraciones conocidas de Flutax-
2. La unión se determinó como: [F]b / [T]o = [F]0 (r-rm¡n ) / [T]o (rmaχ - rm¡n ) [4] donde [T]0 es la concentración de tubulina total, y rmax y rmin tienen los valores determinados previamente. La concentración de Flutax-2 libre es:
[F] = [F]o - [F]b [5]
La ecuación de unión para sitios independientes [F]b / [T]o = n Kb [F] / (1 + Kb [F]) [6] se ajustó iterativamente a los datos con un programa basado en el algoritmo de Marquardt, con el fin de obtener los mejores valores fijados de n, el número de sitios de unión de Flutax-2 por tubulina total, y Kb, y la constante de equilibrio de unión. Cuando se repitieron estos procedimientos usando el lector de placa de polarización, en vez del espectrofluorómetro, se obtuvieron unos valores rmax de 0,245 (con placas Costar 3599) y 0.27 (con placas negras Nunc 267342) y valores Kb y n dentro del error experimental.
5. Mediciones de unión de ligando al sitio de unión a paclitaxel de microtúbulos por desplazamiento de Flutax-2.
Estas mediciones competitivas se realizaron con el lector de polarización en placa. Una solución de concentraciones conocidas de sitios de unión de microtúbulo y Flutax-2, ambas próximos a 50nM, en tampón GAB-GDP se preparó reciente a partir de las reservas concentradas de microtúbulos entrecruzados y Flutax-2. Se dispensó en alícuotas de 200 μL (volumen final) a temperatura ambiente en placas con 96 cavidades (Costar cat. n° 3599, no se utilizaron las cavidades de los bordes). Las placas se seleccionaron comprobando que Flutax-2 permanecía en solución, en vez de adsorberse al poliestireno, midiendo los contenidos de las cavidades en el espectrofluorómetro (recuperación del 90%). Los ligandos a ensayar se añadieron en volúmenes pequeños de DMSO (concentración de DMSO final 2% v/v) para hacer las concentraciones duplicadas deseadas. También se comprobó que el paclitaxel no se adsorbía a la placa durante el ensayo, empleando 3H-Paclitaxel y un contador de centelleo. Las cavidades sin proteína y sin Flutax-2 se incluyeron para mediciones de calibrado y de fondo respectivamente (véase las medidas de anisotropía más arriba). Las placas se agitaron por rotación durante 10 minutos y se midieron 2 veces dentro de 30-90 minutos después de equilibrado a 25°C en el lector de microplaca. Los datos de anisotropía de Flutax-2 se calcularon con el software de evaluación (BMG) y se trazaron versus la concentración total de competidor.
Con el fin de medir la afinidad de unión de un ligando (L) que desplaza el ligando de referencia Flutax-2 de su sitio de unión de microtúbulo (S), se asumió estequiometría unitaria, determinándose la unión fraccionaria de Flutax- 2 a partir de la anisotropía como [F]b [S]o = [F]o (r -rmin ) / [S]0 (rmaχ - rmin) [8] y se aplicaron las siguientes expresiones: K(F) = [SF] / [S][F] [9]
K(B) = [SB] / [S][B] [10]
[F] = [F]0 - [SF] [11] [L] = [L]0 - [SL] [12]
[S] = [S]0 - [SL] -[SF] [13]
Un programa de ordenador personal, que implementaba la solución a las ecuaciones (9-13) a partir de los valores conocidos de [F[o,[L]o,[S]o y K(F), se utilizó para encontrar el mejor valor de ajuste por mínimos cuadrados de la constante de unión de equilibrio del ligando competidor K(L) a los datos [F]b/[S]0 versus [L]o (Medrano, F.J., et al.; J.F. Díaz, programa sin publicar Equigra.4). La curva de desplazamiento ajustada se expresó como anisotropía y se trazó junto con los datos (ver Fig. 2). 6. Desplazamiento de 3H Paclitaxel de los microtúbulos por ligandos competidores.
3H Paclitaxel 100nM, sitios de unión de microtúbulos 100nM y la concentración deseada de competidor en un volumen final de 200μL de tampón GAB-GDP que contenía 1 mg mL"1 de albúmina de suero bovino (BSA) y DMSO al 1 %, se incubaron durante 30 min. y se centrifugaron 10 min. a 50.000 rpm, 25°C, en tubos de policarbonato en un rotor TLA 100 con una ultracentrífuga TLX (Beckman, Palo Alto, CA). Los sobrenadantes y los tubos que contenían los sedimentos se separaron y se sometieron a recuento con un contador de centelleo líquido. Los datos pudieron tratarse numéricamente de modo similar a la sección de más arriba, sustituyendo Paclitaxel por Flutax-2.

Claims

REIVINDICACIONES
1. Método consistente en un ensayo homogéneo para la detección de cualesquiera substancias antitumorales sustitutivas de paclitaxel en el sitio de unión de paclitaxel de los microtúbulos, caracterizado porque: - se basa en la combinación de una diana y una sonda,
- se añaden las substancias a ensayar a una solución de la diana que consiste en microtúbulos y la sonda fluorescente unida a la diana,
- se determina el desplazamiento de las substancias competidoras de la interacción de la sonda con la diana mediante la medida del descenso de anisotropía de la variación de intensidad de fluorescencia de la sonda o de la transferencia resonante de energía de la sonda a un aceptor adecuado.
- y se identifica un compuesto biomimético de paclitaxel si se observa un descenso de la anisotropía de la fluorescencia de la sonda o mediante el descenso de transferencia resonante de energía de la sonda unida a un ligando.
2. Método según la reivindicación 1 caracterizado porque la diana de este método son microtúbulos ensamblados in vitro los cuales se estabilizan mediante entrecruzamiento químico y se conservan indefinidamente mediante diálisis contra un tampón de conservación y criopreservación.
3. Método según las reivindicaciones 1 a la 2 caracterizado porque la sonda de este método son cualesquiera derivados fluorescentes de paclitaxel que se unen específicamente a los microtúbulos, incluyendo entre otros: 7-0-[N-(2,7-difluoro-4'-fluoresceincarbonil)-L-alanil]Paclitaxel
7-0-[N-(2,7-difluoro-4'-fluoresceinsulfonil)-L-alanil]Paclitaxel
7-0-[N-(4'-tetrametilrodamincarbonil)-L-alanil]Paclitaxel
7-0-[N-(2,7-difluoro-4'-fluoresceincarbonil)-L-beta-alanil]Paclitaxel
4. Método según las reivindicaciones 1 a la 3 caracterizado porque puede ser robotizado y porque las medidas se pueden realizar empleando lectores de fluorescencia en placa.
5. Uso del método según las reivindicaciones 1 a la 4 para la identificación de alto rendimiento (HTP) de compuestos antitumorales que actúen sobre el sitio de unión de paclitaxel en los microtubulos, provenientes de fuentes naturales o sintéticas.
6. Uso del método según las reivindicaciones 1 a la 5 para la evaluación de nuevos derivados de taxanos, epotilonas, discodermolida, eleuterobina, sarcodicitina y cualesquiera otros ligandos del sitio de unión de paclitaxel en los microtubulos.
7. Uso del método según las reivindicaciones 1 a la 6 para la evaluación del contenido en dichas substancias activas de una fuente natural de producción.
8. Uso del método según la reivindicaciones 1 a la 7 para la evaluación de nuevas fuentes para la extracción o preparación de substancias potencialmente activas a partir de precursores farmacológicamente no activos o semi-activos.
9. Uso del método según la reivindicaciones 1 a la 8 para el desarrollo de herramientas para la realización de ensayos en investigación oncológica y/o biológica relacionadas con los microtubulos celulares.
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