WO1999015688A1 - PROCEDE DE CULTURE MIXOTROPHIQUE DE SPIRULINES POUR LA PRODUCTION D'UNE BIOMASSE RICHE EN ACIDES GRAS POLYINSATURES φ6 ET/OU EN SULFOLIPIDES - Google Patents

PROCEDE DE CULTURE MIXOTROPHIQUE DE SPIRULINES POUR LA PRODUCTION D'UNE BIOMASSE RICHE EN ACIDES GRAS POLYINSATURES φ6 ET/OU EN SULFOLIPIDES Download PDF

Info

Publication number
WO1999015688A1
WO1999015688A1 PCT/FR1998/001977 FR9801977W WO9915688A1 WO 1999015688 A1 WO1999015688 A1 WO 1999015688A1 FR 9801977 W FR9801977 W FR 9801977W WO 9915688 A1 WO9915688 A1 WO 9915688A1
Authority
WO
WIPO (PCT)
Prior art keywords
approximately
spirulina
culture
biomass
rich
Prior art date
Application number
PCT/FR1998/001977
Other languages
English (en)
Inventor
Quoc Kiet Pham
Hubert Durand-Chastel
Original Assignee
Quoc Kiet Pham
Durand Chastel Hubert
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Quoc Kiet Pham, Durand Chastel Hubert filed Critical Quoc Kiet Pham
Priority to AU91686/98A priority Critical patent/AU9168698A/en
Priority to IL12979198A priority patent/IL129791A/en
Publication of WO1999015688A1 publication Critical patent/WO1999015688A1/fr

Links

Classifications

    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K35/00—Medicinal preparations containing materials or reaction products thereof with undetermined constitution
    • A61K35/66—Microorganisms or materials therefrom
    • A61K35/74—Bacteria
    • A61K35/748—Cyanobacteria, i.e. blue-green bacteria or blue-green algae, e.g. spirulina
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A23—FOODS OR FOODSTUFFS; TREATMENT THEREOF, NOT COVERED BY OTHER CLASSES
    • A23L—FOODS, FOODSTUFFS, OR NON-ALCOHOLIC BEVERAGES, NOT COVERED BY SUBCLASSES A21D OR A23B-A23J; THEIR PREPARATION OR TREATMENT, e.g. COOKING, MODIFICATION OF NUTRITIVE QUALITIES, PHYSICAL TREATMENT; PRESERVATION OF FOODS OR FOODSTUFFS, IN GENERAL
    • A23L17/00—Food-from-the-sea products; Fish products; Fish meal; Fish-egg substitutes; Preparation or treatment thereof
    • A23L17/60—Edible seaweed
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A23—FOODS OR FOODSTUFFS; TREATMENT THEREOF, NOT COVERED BY OTHER CLASSES
    • A23L—FOODS, FOODSTUFFS, OR NON-ALCOHOLIC BEVERAGES, NOT COVERED BY SUBCLASSES A21D OR A23B-A23J; THEIR PREPARATION OR TREATMENT, e.g. COOKING, MODIFICATION OF NUTRITIVE QUALITIES, PHYSICAL TREATMENT; PRESERVATION OF FOODS OR FOODSTUFFS, IN GENERAL
    • A23L33/00—Modifying nutritive qualities of foods; Dietetic products; Preparation or treatment thereof
    • A23L33/10—Modifying nutritive qualities of foods; Dietetic products; Preparation or treatment thereof using additives
    • A23L33/115—Fatty acids or derivatives thereof; Fats or oils
    • A23L33/12—Fatty acids or derivatives thereof
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N1/00—Microorganisms, e.g. protozoa; Compositions thereof; Processes of propagating, maintaining or preserving microorganisms or compositions thereof; Processes of preparing or isolating a composition containing a microorganism; Culture media therefor
    • C12N1/12—Unicellular algae; Culture media therefor
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P7/00—Preparation of oxygen-containing organic compounds
    • C12P7/64—Fats; Fatty oils; Ester-type waxes; Higher fatty acids, i.e. having at least seven carbon atoms in an unbroken chain bound to a carboxyl group; Oxidised oils or fats
    • C12P7/6409—Fatty acids
    • C12P7/6427—Polyunsaturated fatty acids [PUFA], i.e. having two or more double bonds in their backbone
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P7/00—Preparation of oxygen-containing organic compounds
    • C12P7/64—Fats; Fatty oils; Ester-type waxes; Higher fatty acids, i.e. having at least seven carbon atoms in an unbroken chain bound to a carboxyl group; Oxidised oils or fats
    • C12P7/6436—Fatty acid esters
    • C12P7/6445—Glycerides
    • C12P7/6463—Glycerides obtained from glyceride producing microorganisms, e.g. single cell oil
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P7/00—Preparation of oxygen-containing organic compounds
    • C12P7/64—Fats; Fatty oils; Ester-type waxes; Higher fatty acids, i.e. having at least seven carbon atoms in an unbroken chain bound to a carboxyl group; Oxidised oils or fats
    • C12P7/6436—Fatty acid esters
    • C12P7/6445—Glycerides
    • C12P7/6472—Glycerides containing polyunsaturated fatty acid [PUFA] residues, i.e. having two or more double bonds in their backbone

Definitions

  • the invention relates to a mixotrophic culture method of spirulina for the production of a biomass rich in biologically active compounds, in particular rich in ins-6 polyunsaturated fatty acids, in particular in ⁇ -linolenic acid, and / or in sulfolipids.
  • Spirulina has been discovered and has been used as a food supplement for humans for several centuries. They are precious and rare blue-green microalgae with particular nutritional value in malnourished children [1-5]. They develop mainly in the soda waters of a certain number of tropical lakes, in arid zones. They are rich in compounds of nutritional and biomedical interest: essential amino acids, vitamins (A, B12, E), essential polyunsaturated fatty acids (especially ⁇ -linolenic acid) precursors of eicosanoids (prostaglandins PGE1, PGE2 and thromboxanes TXB2 etc .) in mammals [6]. Eicosanoids (PGE2) and leukotrienes are involved in immune response and the inflammatory response. Prostaglandin PGE2 inhibits the proliferation of T4 lymphocytes which are involved in the monitoring of cancer cells.
  • the present invention relates to a method of cultivating spirulina to obtain a biomass rich in ⁇ -linolenic acid and / or in antiviral sulfolipid [7].
  • Spirulina are blue-green algae belonging to the Phyllum Cyanophyta, class: Cyanophyceae, order: Nostocales, family: Oscillatoriaceae, genus: Spirulina or Arthrospira.
  • MGDG monogalactosyldiacylglycerol
  • DGDG digalactosyldiacylglycerol
  • SQLDG sulfoquinovosyldiacylglycerol
  • the invention therefore relates to a mixotrophic culture process of spirulina for the production of a biomass rich in en 6 polyunsaturated fatty acids, in particular in ⁇ -linolenic acid, and / or in sulfolipids, characterized in that said production comprises at least a step of culture of spirulina in the presence of ammonium linoleate.
  • the concentration of ammonium linoleate added to the medium is between 30 and 90 ⁇ M / l, preferably from 35 to 75 ⁇ M / l.
  • the step of culturing spirulina in the presence of ammonium linoleate is carried out at a temperature between 20 and 35 ° C and under an illumination between 50 and 125 ⁇ E / m 2 / s, preferably between 75 and 100 ⁇ E / m 2 / s, preferably according to a 24-hour illumination cycle of approximately 8 to 12 hours of white light and approximately 16 to 12 hours in the dark.
  • the lighting cycle is about 12 hours of white light and about 12 hours in the dark.
  • the ammonium lineolate is advantageously added to the culture medium during the exponential growth phase, preferably in the middle of this phase, advantageously when the optical density (O.D.) of the medium which indicates the cell concentration is approximately equal to 2.
  • the temperature is between about 24 ° C and 35 ° C, advantageously about 30 ° C and the illumination is preferably between 75 and 125 ⁇ E / m 2 / s, advantageously between 75 and 100 ⁇ E / m 2 / s, preferably according to an illumination cycle per 24 h of approximately 8 to 12 h of light white and around 4 to 12 p.m. in the dark.
  • the lighting cycle is about 12 hours of white light and about 12 hours in the dark.
  • the temperature is preferably between approximately 20 and 25 ° C.
  • the illumination is preferably between 100 and 125 ⁇ E / m 2 / s, advantageously according to a cycle of illumination per 24 h of approximately 8 to 12 h of white light and approximately 16 to 12 h in the dark.
  • the lighting cycle is about 12 hours of white light and about 12 hours in the dark.
  • the medium can also be supplemented with glucose, preferably during the exponential growth phase, at a concentration of the order of 2 to 5 g / 1, preferably 2.5 to 3 g. / 1.
  • This supplementation can advantageously be carried out at a temperature of approximately 30 ° C, under illumination of approximately 50 to 100 ⁇ E / m 2 / s according to an alternating cycle per 24 h of approximately 8-12 h of white light and 16- 12 h in the dark, preferably 12 h in white light and 12 h in the dark.
  • Spirulina biomass can be produced in tanks or in sterile photobioreactors. The pools and photobioreactors suitable for this type of culture are well known to those skilled in the art and described by several authors [12,13].
  • spirulina biomass rich in ins 6 polyunsaturated fatty acids in particular in ⁇ -linolenic acid and / or in sulfolipids in tanks or in photobioreactors can be carried out in 3 stages, namely:
  • the culture method according to the invention applies to all existing strains of wild spirulina (that is to say non-mutant), in particular to those described in the publications cited above.
  • the strain used can, for example, be chosen from the following strains: - Spirulina platensis PCC 8005 from the Pasteur Institute, Paris;
  • n-6 ( ⁇ 9-12 cis, cis C18: 2): linoleic acid (or cis acid, cis-9,12- octadecadienoic)
  • n-6 ( ⁇ 6.9-12 cis, cis, cis C18: 3): ⁇ -linolenic acid (or cis, cis, cis-6,9,12-octadecatrienoic acid).
  • the number of stages or phases of preculture or culture, as well as their duration, is indicated purely by way of indication, since it can of course vary according to the conditions used, in particular according to the initial cell concentration.
  • the phase of preparation of precultures for sowing also called inoculum preparation (multiplication of the strains) can for example be carried out in 7 successive stages which are detailed in FIG. 1. It will be noted that this phase of preparation of the inoculum is carried out in its entirety only once at the start of the process of production.
  • the measurement of the OD makes it possible to measure the initial cell concentration and to optimize the culture conditions: by using a high initial cell concentration, it is possible to reduce the culture time while increasing the production yield, which is particularly advantageous for production on an industrial scale.
  • This measurement also makes it possible to define the growth stage of the strain, and therefore to determine the moment when the ammonium linoleate is added to the culture medium (the D.O. at this time is of the order of 2).
  • Biomass is evaluated at this wavelength located in a hollow of the absorption spectrum and which therefore does not correspond to any particular pigment.
  • the absorbance at this wavelength varies linearly with the culture concentration.
  • ZK media (1) to (4) are new culture media particularly suitable for implementing the spirulina culture process described above, in particular on an industrial scale, and represent a further subject of the invention .
  • the ZK medium (1) is particularly preferred.
  • Table 5 Chemical composition of ZK media (1) to (4)
  • Particularly advantageous culture conditions for the production of a spirulina biomass rich in ins 6 polyunsaturated fatty acids, in particular in ⁇ -linolenic acid and / or in sulfolipids consist of:
  • the concentrations of bicarbonate, phosphate and nitrate ions covering the needs of the spirulina strains during growth are as follows:
  • the production of spirulina biomass rich in ⁇ -linolenic acid in a basin can for example be carried out in 5 successive phases in each of which a transplanting of a given quantity of culture from the previous phase is carried out into a given quantity of new medium (medium Zarrouk or ZK medium), from an inoculum prepared during a preliminary phase (phase 0).
  • a transplanting of a given quantity of culture from the previous phase is carried out into a given quantity of new medium (medium Zarrouk or ZK medium), from an inoculum prepared during a preliminary phase (phase 0).
  • an ammonium linoleate supplementation is carried out during the exponential growth phase, for example in the middle of this growth phase, under illumination from 75 to 100 ⁇ E / m 2 / s.
  • This phase is preferably carried out in a new 10 m 3 basin while the first 4 took place in a first 45 m 3 basin.
  • the basin is preferably equipped with a circulation system, for example an impeller, to ensure the circulation of the culture medium.
  • Alternating illumination of approximately 8-12 hrs of white light and approximately 16-12 hrs in the dark is used for 24 hrs for 72 to 96 hrs, preferably approximately 12 hrs of white light and approximately 12 hrs in the dark, maintaining the temperature at around 30 ° C, to stimulate the synthesis of ⁇ -linolenic acid in spirulina cells.
  • the bubbling of air enriched with 1% CO 2 is lowered, if necessary for maintaining the pH, and it is kept at the flow rate of 30-401 / 1 of culture h for 24 h to avoid the formation of mosses, then at the higher flow rate of 50 to 701/1 of culture / h.
  • the production of spirulina biomass rich in sulfolipids in a basin can, for example, be carried out in a 45 m 3 basin in 6 successive phases, the first 4 of which are carried out in the same manner as for obtaining biomass of spirulina rich in ⁇ -linolenic acid.
  • the culture is preferably maintained at approximately 30 ° C. under illumination from 75 to 100 ⁇ E / m 2 / s for 48 h, then at approximately 24 ° C under higher illumination from 100 to 125 ⁇ E / m 2 / s for 48 to 72 hours.
  • the 24 h lighting cycle should preferably be set to around 8-12 h of white light / 16-12 h in the dark, preferably 12 h of white light and 12 h in the dark, in order to stimulate the synthesis of sulfolipids in spirulina cells.
  • the culture is then preferably maintained at a temperature of 20 to 22 ° C, under an illumination of 100 to 125 ⁇ E / m 2 / s, with an alternating illumination cycle of approximately 8-12 h of white light / approximately 16 -12 h in the dark for 72 to 96 h before harvesting the biomass.
  • the bubbling of air enriched with 1% CO 2 is advantageously lowered and maintained at the rate of 25 1/1 of culture / hour for 24-48 h, then at the stronger rate of 40-60 1/1 of culture / h for 48-96 h after supplementation with ammonium linoleate, if necessary to maintain the pH. Supplementation with ammonium linoleate is carried out during this exponential growth phase, which may be, for example, the 5 * "* stage of production.
  • Harvesting of the spirulina biomass rich in ⁇ -linolenic acid is carried out at the end of the exponential growth phase while harvesting of the sulfolipid-rich biomass is carried out during the stationary phase.
  • the OD at this time is of the order of 3 to 4.
  • Biomass is maintained in the decanters at 24 ° C for 24 h to remove the supernatant.
  • Harvesting can for example be carried out as follows:
  • the biomass precipitated at the bottom of the decanters is filtered or subjected to centrifugation at 5,000 rpm for 15 min and then rinsed with a solution of
  • the salt content of the rinsing solution similar to that of the culture medium, makes it possible to avoid rupture of the cell membranes due to the osmotic pressure. Then, a new centrifugation is carried out at 5,000 rpm for 15 min and then rinsing with distilled or demineralized water (3 times) at 20 - 24 ° C.
  • Harvesting of spirulina biomass is preferably carried out at a temperature between 20 and 24 ° C to protect the transformation of linoleic acid into ⁇ -linolenic acid. This low temperature also makes it possible to avoid cell degradation and lipid denaturation.
  • the biomass thus obtained can be lyophilized or atomized, preferably immediately in order to avoid secondary contamination.
  • the supernatant can be recycled for a new culture (6 th phase) provided that the bicarbonate, nitrate, phosphate, potassium, sodium, linoleate, etc. concentrations are checked and the medium is replenished with the nutrients necessary for the growth of spirulina.
  • These requirements are approximately 470 g of carbon; 120 g of nitrogen; 13.3 g potassium; 7.6 g of phosphorus; 5.25 g of sulfur; 4 g of chlorine; 1.4 g of magnesium; 1 g of calcium; 0.47 g of iron and 0.3 g of sodium to synthesize 1 kg of biomass.
  • the spirulina biomass rich in ⁇ -linolenic acid and / or in sulfolipids can alternatively be produced in a sterile photobioreactor.
  • This type of culture is particularly advantageous because it makes it possible to obtain biomasses of spirulina containing an even greater quantity of ⁇ -linolenic acid or of sulfolipids than in a culture in a basin.
  • control of the culture conditions and the culture in closed system make it possible to ensure a high purity of the finished product, particularly suitable for pharmaceutical or cosmetic use.
  • the preparation of the inoculum (multiplication of spirulina strains) can for example be carried out in 4 successive stages in each of which a transplanting of a given quantity of the culture of the preceding stage is carried out into a given quantity of new medium, preferably the Zarrouk medium.
  • Preferred culture conditions are detailed below in the examples. a) Production of biomass rich in ⁇ -linolenic acid
  • the production can for example be carried out in 2 phases, in a photobioreactor, preferably in 2 photobioreactors different from 7 1.
  • Cell growth is also measured by the D.O. at 560nm.
  • the incorporation of ammonium linoleate is preferably carried out during the exponential growth phase, at a concentration of 30 to 90 ⁇ M / 1, in particular from 35 to 75 ⁇ M / 1, preferably for 4-6 days.
  • the culture is then preferably carried out under the following conditions: temperature of about 28 ° C to 32 ° C, preferably 30 ° C;
  • the stirring speed during production is preferably 100 to 150 revolutions / min.
  • the harvest is carried out after a period of 4 to 6 days of culture, under the conditions indicated above for the culture of spirulina in a tank.
  • production can, for example, be carried out in 2 phases.
  • the medium is supplemented with ammonium linoleate under the same conditions as for obtaining a spirulina biomass rich in ⁇ -linolenic acid.
  • This phase then preferably takes place for 5 to 8 days in 3 successive sub-phases under the following conditions:
  • the first sub-phase temperature from 28 ° C to 32 ° C, preferably 30 ° C;
  • the biomass of spirulina rich in sulfolipids is harvested under the conditions described above.
  • the proportion of ⁇ -linolenic acid in the biomass relative to the total fatty acids is at least about 25%, in particular about 29 to 35% for the culture in pond and around 30 to 36% for the photobioreactor culture, whereas in a conventional process, this proportion is of the order of 20 to 22%.
  • the proportion of said sulfolipids relative to the total lipids is at least about 35%, especially around 38 to 42% for pond culture and around 39 to 43% for the photobioreactor culture.
  • the percentage of ⁇ -linolenic acid is also slightly increasing.
  • the process for growing spirulina rich in ⁇ -linolenic acid according to the invention can advantageously be used to produce a biomass rich in this fatty acid in the form of a food supplement with high nutritional value for humans or animals (for example laying hen, shrimp, deer, goats).
  • the extraction of oil rich in ⁇ -linolenic acid from spirulina biomass can be carried out by known methods [14] to provide a category of edible oil containing from 75 to 85% of ⁇ acid -linolenic.
  • FIG. 1 diagram of the preparation of precultures (preparation of the inoculum) of spirulina for mass production
  • - Figure 2 diagram of the process for the production of spirulina biomass rich in ⁇ -linolenic acid in a basin
  • - Figure 3 diagram of the production process of spirulina biomass rich in sulfolipids in the basin;
  • Erlenmeyer precultures of 1 and 5 liters are prepared and transplanted every fortnight.
  • the pH of the Zarrouk medium is adjusted to 8.5 before sterilization at 120 ° C for 20 min.
  • Precultures can be started with the initial cell concentration measured by the optical density of 0.3 to 0.5, measured at 560 nm on a Varian DMS-90 spectrophotometer.
  • precultures are aerated thanks to an air bubbling which also allows the supply of CO 2 with a gas mixture flow at 1% CO 2 of 60-80 1/1 culture / h.
  • precultures in small Erlenmeyer flasks 500 ml, 1 1, 2 1) can also be carried out in a Gallemkamp CO 2 incubator, with orbital shaking 100 rotations per minute in which an atmosphere of 1% CO 2 is maintained. .
  • the lighting is 100 ⁇ E / m 2 / s.
  • the inoculum prepared in an Erlenmeyer flask of 5 1 will be used for the multiplication of the strains with plastic sheaths of 150 1 or basins of 100 and 500 1 for obtain 1000 l of preculture, which are transferred to the 45 m 3 basin in order to start mass production (see Figure 1).
  • the usual water can be sterilized by the ultrafiltration method with a Millipore Filter system or by sterilization with sodium hypochlorite: 20 ml of sodium hypochlorite are added to 140 liters of usual water and maintained at 25 - 30 ° C for 12-24 h. 15.4 ml of a sodium thiosulfate solution (350 g / liter) are added. The excess amount of chlorine can be removed by bubbling sterilized air for 30-60 min.
  • ammonium linoleate can be synthesized by the following 2 methods: (a) method 1:
  • (b) method 2 To 0.5 g of dry linoleic acid is added 5.4 ml of an 18% ammonia solution and 4.6 ml of double-distilled water. The mixture is heated to 50-60 ° C for 30-45 min. The pH is adjusted to 8-9 with double-distilled water after removing the excess ammonia with nitrogen. The final volume of the ammonium linoleate solution is approximately 50 ml. The concentration of this linoleate solution is approximately 10 mg / ml.
  • the linoleate solution is sterilized by filtration on a Millipore® 0.1 - 0.2 ⁇ m filter under sterile conditions. Furthermore, to remove the foams on the surface of the culture medium, silicone 426 R (at the concentration 1 mg / 1, pH 6) was used as anti-foam.
  • phase 0 1 m 3 of inoculum (7 cn ⁇ preculture) having an OD ⁇ 1- is prepared
  • Phase 1 1 m 3 of inoculum having an OD
  • 0.3-0.4 Phase 1: 1 m 3 of inoculum having an OD
  • the temperature is adjusted and maintained at 30 ° C and the light intensity at 100 to 125 ⁇ E / m 2 / s.
  • the speed of circulation of the culture medium (V) is maintained at 10 cm / s.
  • the OD ⁇ 0.55-0.65 is measured to determine the growth rate of spirulina.
  • Phase 2 2 m 3 of new ZK medium (1) is added to 3 m 3 of culture (from phase 1).
  • the OD ⁇ 0.76-0.9 is measured to know the growth of spirulina.
  • Phase 3 was added to 5 m 3 culture (Phase 2) 5 m 3 of fresh medium ZK (1) and all culture conditions are maintained in phase 2. After 72 hours, the OD is measured ⁇ 1.1-1.25.
  • Phase 4 5 m 3 of new ZK medium (1) are added to 10 m J of culture (of phase 3) and all the culture conditions of phase 3 are maintained. After 72-96 h, the
  • Phase 5 extract 4 m 3 of culture from phase 4 and transfer this quantity to the second 12 m J basin to continue cultivation in the presence of ammonium linoleate (35-75 ⁇ M linoleate / 1). The OD measured is "1.9-2.1.
  • 11 m J of culture in the main basin are added 4 m 3 of the new medium ZK (1) to prepare another culture in phase 4 by simultaneously controlling the medium and replenishing it with nutrients necessary for growth spirulina.
  • the culture supplemented with linoleate is maintained at 30 ° C, the illumination of 75-100 E / ⁇ r / s and the pH 9-10; after 72-96 h, the measured D.O. is ⁇ 2.4-2.9.
  • the spirulina culture is maintained in the decanters at 24 ° C. for
  • Table 6 General chemical composition of spirulina (%) cultivated in tanks to obtain biomasses rich in ⁇ -linolenic acid.
  • Table 7 Lipid composition of spirulina (%) cultivated in tanks to obtain biomasses rich in ⁇ -linolenic acid
  • the biomasses produced contain 6.7 to 7.5% of the dry weight in the form of lipids, an increase compared to the original strains.
  • the carotenoid content increases and reaches from 0.15 to 0.35% [Table 6].
  • the biomass obtained contains a large quantity of MGDG reaching 42.8 to 47.5% of the total lipids [Table 7] while the proportion of SQDG is only approximately 21.2 - 23.7% of the total lipids.
  • the content of ⁇ -linolenic acid in these biomasses clearly increases and reaches from 29 to 34.8% of the total fatty acids;
  • phase 0 to phase 4 (in the 1 st pool of 45 m 3 ): the spirulina are cultivated as described in Example 1. At the end of phase 4, 4 m 3 of culture are taken which are transferred towards the 2 im basin and one adds to 11 m 3 of culture 4 m 3 of the new medium ZK (1) by simultaneously controlling the medium and by replenishing it with nutritive elements necessary for the growth of spirulina.
  • Phase 5 (in the 2 nd basin 12 m 3) are cultivated 4 m 3 spirulina supplemented with ammonium linoleate linoleate concentration of 35-75 .mu.M / liter at 30 ° C / 48 h and then at 24 ° C for 48 h, under illumination of the order of 75-125 ⁇ E / m 2 / s.
  • this volume of culture is transferred to the 3 * "* basin to stimulate the synthesis of sulfolipids in spirulina cells.
  • a new culture volume (4 m 3 ) of the 1 st basin in order to redo another culture in the presence of ammonium linoleate.
  • the cell concentration reaches an O.D. at 560 nm ⁇ 2.4 - 2.7 at the end of phase 5.
  • Phase 6 (in the 3 rd basin 12 m 3) continues to grow Spirulina supplemented with linoleate at 20-22 ° C under illumination of 100- 125 ⁇ E / m 2 / s for 72 - 96 h before harvesting the biomass.
  • the cell concentration reaches an OD at 560 nm ⁇ 2.5 - 2.8 at the end of phase 6.
  • the harvest is carried out under the conditions described in example 1.
  • Table 10 Lipid composition (%) of spirulina cultivated in tanks to obtain biomass rich in sulfolipids
  • Table 11 Composition of total fatty acids (%) of spirulina cultivated in a basin to obtain biomass rich in sulfolipids
  • All the spirulina precultures were prepared by the cultures in Erlenmeyer flasks (50 ml, 250 ml and 1 1) and in photobioreactor of 2 1. The preparation of the precultures is carried out only once at the start of mass production .
  • the multiplication of the strains is carried out by the following 4 steps: a) the first preculture (10 ml) is prepared by a 50 ml Erlenmeyer flask placed in a Gallemkamp incubator, with orbital shaking of 100-120 rotations / min in which the atmosphere at 1% CO 2 , under the illumination of 100 ⁇ E / m 2 / s.
  • the lighting cycle is around 12 hrs of white light / 12 hrs in the dark for 5-7 days at 30 ° C.
  • the initial cell concentration is approximately 0.2 - 0.35 g dry per liter of Zarrouk medium (OD 560 "0.3 - 0.5) and the final cell concentration of the 1st preculture reaches an OD 560 " 1 - 1.2.
  • a) 4 1 of Zarrouk sterile medium is prepared in a 7 1 photobioreactor by adding 1 1 of fourth preculture as the inoculum prepared for step ld).
  • the culture is carried out under the same culture conditions as the previous precultures (DO 560 "1.4 - 2.0 after 5-7 days of culture), with a stirring speed of approximately 100 - 150 revolutions per minute.
  • the bubbling of air enriched with 1% CO 2 is adjusted at the flow rate of 50-70 1/1 of culture / h.
  • 4 l of culture are taken from the first photobioreactor by replenishing 4 1 of new sterile Zarrouk medium to continue preparing the next culture.
  • 4 1 of this culture are sterile transferred to the second photobioreactor of 7 1 by supplementing with ammonium linoleate (at a concentration of 35 - 75 ⁇ M linoleate / 1) in the middle of the exponential growth phase for 4-6 days .
  • the culture is carried out under the following conditions: at 30 ° C., under an illumination of 75 to 100 ⁇ E / ⁇ r / s, with an illumination cycle per 24 h of 8 - 12 h of white light / 16-12 h in l darkness after linoleate supplementation.
  • the bubbling of air enriched with 1% CO 2 is adjusted to the flow rate of 20-30 liters / 1 of culture / h after the linoleate supplementation and maintained for 24 h to prevent the formation of foams on the surface of the medium. culture. Silicone 426R is used as the defoaming agent.
  • the stirring speed is maintained at about 100 - 150 revolutions per minute.
  • the bubbling of air enriched with 1% CO must be increased and maintained between 50 and 701/1 of culture / h. c) after 4-6 days of culture, the biomass is harvested under the conditions described in Example 1.
  • the culture was carried out with a higher cell concentration. This made it possible to reduce the duration of production by increasing the crop yield (from 2.4 to 2.6 g dry per liter). 3. Results
  • Spirulina cultivated in photobioreactor according to the method of the invention contains a greater quantity of ⁇ -linolenic acid than those cultivated in a pond.
  • the proportion of ⁇ -linolenic acid in the biomass obtained is approximately 30-36% of the total fatty acids (Tables 12 and 13).
  • the yield of the photobioreactor culture is higher than that of the pond culture and reaches 1.78 - 2.2 g dry per liter.
  • Table 12 Lipid composition (%) of spirulina cultivated in photobioreactor to obtain biomasses rich in ⁇ -linolenic
  • Table 13 Composition of total fatty acids (%) of spirulina cultivated in photobioreactor to obtain biomasses rich in ⁇ -linolenic
  • STERILE PHOTOBIOREACTOR (FIGURE 5) 1. Production of a spirulina biomass rich in sulfolipids in photobioreactor The same strains were used as in example 1. a) the strain is multiplied by the 4 steps indicated in the example 3.1. The preparation of precultures is carried out only once at the start of mass production. b) the preparation of 5 1 of culture in the first photobioreactor of 7 1 is carried out by the steps cited in Example 3, 2), a). c) 4 l of culture are taken from the first photobioreactor by replenishing 4 1 of new sterile Zarrouk medium in this photobioreactor to continue preparing another culture.
  • the culture is maintained at 30 ° C under illumination from 75 to 100 ⁇ E / m 2 / s, for 48 h.
  • the lighting cycle should be set to around 8-12 hrs of white light / 16-12 hrs in the dark by 24 hrs.
  • the bubbling of air enriched with 1% CO 2 must be lowered and kept at the rate of 25-35 1/1 of culture / h for 24 to 48 h.
  • the stirring speed is maintained at about 100 - 150 revolutions per minute.
  • the culture is placed at 24 ° C, under stronger illumination from 100 to 125 ⁇ E / m 2 / s for 48 h.
  • the lighting cycle is around 8-12 hrs of white light / 16-12 hrs in the dark per 24 hrs.
  • the bubbling of air enriched with 1% CO 2 is increased and maintained at the higher flow rate of 40-50 1/1 of culture / h for 48- 72 h.
  • the stirring speed is maintained at about 100-150 rpm. c.2) in the second step, the culture temperature is lowered to 20-22 ° C, under the illumination 100 to 125 ⁇ E / m 2 / s.
  • the lighting cycle is approximately 12 h of white light / 12 h in the dark for 72 - 96 h before harvesting the biomass.
  • the pH is around 9-10.5 to optimize the synthesis of sulfolipid in spirulina cells.
  • the culture is aerated by a mixture of air enriched with 1% CO 2 at the rate of 50-60 1/1 of culture / h.
  • the stirring speed is maintained at about 100 - 150 revolutions / minute.
  • the duration of the second stage may vary depending on the strain cultivated.
  • the biomass rich in sulfolipids is harvested by the harvesting process indicated in Example 1.
  • the diagram for the production of spirulins rich in sulfolipids in photobioreactor is presented in FIG. 5.
  • the increase in the initial cell concentration makes it possible to reduce the duration of culture while increasing the production yield (from 2.3 to 2.6 g dry / 1).
  • the spirulina produced in photobioreactor by the process according to the invention contain a significant amount of sulfolipids reaching 39 - 43% of the total lipids (Tables 14 and 15).
  • the crop yield reaches 1.65 to 2.1 g dry / 1.
  • Table 14 Lipid composition (%) of spirulina cultivated in photobioreactor to obtain biomass rich in sulfolipids
  • Spirulina platensis PCC 8005 was cultured as a photobioreactor in Zarrouk medium supplemented with ammonium linoleate or ammonium linoleate and glucose.
  • the photobioreactor culture is carried out with the following conditions: - The precultures in the presence of glucose are incubated in the dark with shaking at 100 revolutions per minute for 10-14 days at 30 ° C. 250 ml Erlenmeyer flasks containing 100 ml of Zarrouk medium are used to prepare these precultures while the mixotrophic culture is carried out in a photobioreactor. The initial cell concentration (OD 560 nm) is approximately 0.5 - 0.8. - Then, the photobioreactor culture is placed at 30 ° C under continuous illumination of 50-100 E / m 2 / s for 5 - 7 days. Finally, the culture is maintained at 30 ° C under illumination of 50-100 ⁇ E / nr / s with 8 - 12 h of light / 16 - 12 hours in the dark by 24 h for 5 - 7 days.
  • the biomass harvest is carried out at the end of the dark period.
  • exogenous glucose has been used as a carbon source to synthesize organic substances in spirulina cells.
  • the optimal concentration of glucose for mixotrophic culture is approximately 2.5 to 3 g / l.
  • the culture yield increases as a function of the increase in glucose in the medium (from 0.5 to 2.5 g / l), then the culture yield decreases slightly at a higher exogenous glucose concentration (from from 5 g / 1 to 10 g / 1).
  • the crop yield reaches 2.5 - 2.7 g dry per liter.
  • the results are reported in Tables 16, 17 and 18 below.
  • the lipid content is approximately 7.7 - 9.2% of the dry weight in the case of simultaneous glucose and linoleate supplementation (Table 16).
  • MGlcDG monoglucosyldiacylglycerol
  • precursor of MGDG precursor of MGDG
  • the proportion of MGlcDG reaches 10.2 - 12.2% of total lipids (Table 17).
  • the synthesis of ⁇ -linolenic acid was stimulated in these cells and the content of this fatty acid reached 35.8% of total fatty acids (Table 18).
  • Table 16 General chemical composition (%) of Spirulina platensis PCC 8005 cultivated in Zarrouk medium supplemented with linoleate (35.7 ⁇ M / 1) or glucose (2.5 g / 1) & linoleate (35.7 ⁇ M / 1 ) at 30 °
  • Chlorophyll a 0.7 - 0.8 0.68 - 0.76 Table 17: Lipid composition in Spirulina platensis PCC 8005 cultivated in Zarrouk medium supplemented with linoleate (35.7 ⁇ M / 1) or glucose (2.5 g / 1) & linoleate (35.7 ⁇ M / 1) at 30 ° Culture conditions Polar lipids (%)
  • Table 18 Composition of total fatty acids in Spirulina platensis PCC 8005 cultivated in Zarrouk medium supplemented with linoleate (35.7 ⁇ M / 1) or glucose (2.5 g / 1) & linoleate (35.7 ⁇ M / 1) at 30 ° C
  • NGUYEN Lan Dinh 1995. "Evaluation of the project to fight against child malnutrition” led by the Child nutrition center of Hochiminh city thanks to the assistance of CESVI. Communication from Vietnam. 5. NGUYEN Lan Dinh, 1995. Steps of developing and researching Spirulina at Child nutrition center. Paper presented at the seminar on “Use of spirulina algae in nutrition and therapy", held at Hochiminh city, Vietnam, on April 12th, 1995.

Landscapes

  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Organic Chemistry (AREA)
  • Zoology (AREA)
  • Wood Science & Technology (AREA)
  • Biotechnology (AREA)
  • Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
  • Genetics & Genomics (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Microbiology (AREA)
  • Oil, Petroleum & Natural Gas (AREA)
  • General Engineering & Computer Science (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
  • General Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Medicinal Chemistry (AREA)
  • Polymers & Plastics (AREA)
  • Mycology (AREA)
  • Cell Biology (AREA)
  • Nutrition Science (AREA)
  • Food Science & Technology (AREA)
  • Animal Behavior & Ethology (AREA)
  • Biomedical Technology (AREA)
  • Virology (AREA)
  • Tropical Medicine & Parasitology (AREA)
  • Botany (AREA)
  • Veterinary Medicine (AREA)
  • Public Health (AREA)
  • Epidemiology (AREA)
  • Pharmacology & Pharmacy (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • Marine Sciences & Fisheries (AREA)
  • Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
  • Preparation Of Compounds By Using Micro-Organisms (AREA)

Abstract

L'invention concerne un procédé de culture mixotrophique de spirulines pour la production d'une biomasse riche en acides gras polyinsaturés omega 6, en particulier en acide gamma -linolénique, et/ou en sulfolipides comprenant au moins une étape de culture des spirulines en présence de linoléate d'ammonium et éventuellement de glucose.

Description

Procédé de culture mixotrophique de spirulines pour la production d'une hiomasse riche en acides gras polyinsaturés ω 6 et/ou en sulfolipides.
L'invention concerne un procédé de culture mixotrophique de spirulines pour la production d'une biomasse riche en composés biologiquement actifs, en particulier riche en acides gras polyinsaturés ω 6, en particulier en acide γ-linolénique, et/ou en sulfolipides.
Les spirulines ont été découvertes et sont utilisées comme complément alimentaire pour l'homme depuis plusieurs siècles. Ce sont des micro-algues bleues- vertes précieuses et rares ayant une valeur nutritionnelle particulière chez les enfants malnutris [1-5]. Elles se développent principalement dans les eaux sodées d'un certain nombre de lacs tropicaux, en zone aride. Elles sont riches en composés d'intérêt nutritionnel et biomédical : acides aminés indispensables, vitamines (A, B12, E), acides gras polyinsaturés essentiels (spécialement l'acide γ-linolénique) précurseurs des eïcosanoïdes (prostaglandines PGE1, PGE2 et thromboxanes TXB2 etc.) chez les mammifères [6]. Les eïcosanoïdes (PGE2) et leucotriènes sont impliqués dans la réactivité immunitaire et la réaction inflammatoire. La prostaglandine PGE2 inhibe la prolifération des lymphocytes T4 qui interviennent dans la surveillance des cellules cancéreuses.
La présente invention concerne un procédé de culture de spirulines pour obtenir une biomasse riche en acide γ-linolénique et/ou en sulfolipide antiviral [7].
Les spirulines sont des algues bleues-vertes appartenant au Phyllum Cyanophyta, classe : Cyanophyceae, ordre : Nostocales, famille : Oscillatoriaceae, genre : Spirulina ou Arthrospira.
Il en existe différentes espèces, notamment les espèces platensis et maxima (Bourrelly P. 1970. Les algues bleues ou cyanophycées, dans « Les Algues d'eau douce », Tome III, Editions N. Boubée).
On a maintenant trouvé que des conditions de culture particulières, utilisant en tant que supplément le linoleate d'ammonium dans des conditions de température et d'éclairement optimisées, permettaient d'obtenir une biomasse de spirulines particulièrement riche en composés biologiquement actifs. Les spirulines poussent assez bien dans les milieux de culture supplémentés en linoleate d'ammonium. Elles absorbent l'acide linoléique exogène sous forme de linoleate d'ammonium pour synthétiser l'acide γ-linolénique dans leurs lipides comme les monogalactosyldiacylglycérol (MGDG), le digalactosyldiacylglycérol (DGDG), le sulfoquinovosyldiacylglycérol (SQDG) et le phosphatidylglycérol (PG).
L'invention concerne donc un procédé de culture mixotrophique de spirulines pour la production d'une biomasse riche en acides gras polyinsaturés ω 6, en particulier en acide γ-linolénique, et/ou en sulfolipides, caractérisé en ce que ladite production comprend au moins une étape de culture des spirulines en présence de linoleate d'ammonium .
La concentration de linoleate d'ammonium ajouté dans le milieu est comprise entre 30 et 90μM/l, de préférence de 35 à 75μM/l.
Avantageusement, l'étape de culture des spirulines en présence de linoleate d'ammonium est effectuée à une température comprise entre 20 et 35°C et sous un éclairement compris entre 50 et 125 μE/m2/s, de préférence entre 75 et 100 μE/m2/s, de préférence selon un cycle d'éclairement par 24 h d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité.
Dans un aspect particulièrement préféré, le cycle d'éclairement est d'environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité. Le linéolate d'ammonium est avantageusement ajouté au milieu de culture durant la phase de croissance exponentielle, de préférence au milieu de cette phase, avantageusement lorsque la densité optique (D.O.) du milieu qui indique la concentration cellulaire est environ égale à 2.
De préférence, lorsqu'on effectue la production d'une biomasse de spirulines riche en acides gras polyinsaturés ω 6, en particulier en acide γ-linolénique, la température est comprise entre environ 24°C et 35°C, avantageusement environ 30°C et l'éclairement est de préférence compris entre 75 et 125 μE/m2/s, avantageusement entre 75 et 100μE/m2/s, de préférence selon un cycle d'éclairement par 24 h d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité. Dans un aspect particulièrement préféré, le cycle d'éclairement est d'environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité. Lorsqu'on veut produire une biomasse de spirulines riche en sulfolipides, la température est de préférence comprise entre environ 20 et 25°C, et l'éclairement est de préférence compris entre 100 et 125 μE/m2/s, avantageusement selon un cycle d'éclairement par 24 h d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité.
Dans un aspect particulièrement préféré, le cycle d'éclairement est d'environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité.
Dans un aspect avantageux de l'invention, on peut également supplémenter le milieu en glucose, de préférence pendant la phase de croissance exponentielle, à une concentration de l'ordre de 2 à 5 g/1, de préférence 2,5 à 3 g/1.
Cette supplémentation peut avantageusement être effectuée à une température d'environ 30°C, sous éclairement d'environ 50 à 100 μE/m2/s selon un cycle alterné par 24 h d'environ 8-12 h de lumière blanche et 16-12 h dans l'obscurité, de préférence 12 h de lumière blanche et 12 h dans l'obscurité. La biomasse de spirulines peut être produite en bassin ou en photobioréacteur stérile. Les bassins et photobioréacteurs appropriés pour ce type de culture sont bien connus de l'homme du métier et décrits par plusieurs auteurs [12,13].
La production de biomasse de spirulines riche en acides gras polyinsaturés ω 6, en particulier en acide γ-linolénique et/ou en sulfolipides en bassin ou en photobioréacteur peut être réalisée en 3 étapes, à savoir :
1) la conservation des souches originales et la multiplication des souches (préparation des précultures pour l'ensemencement),
2) la production en masse, et
3) la récolte de la biomasse ainsi produite. T - Souches de spirulines utilisées
Le procédé de culture selon l'invention s'applique à toutes les souches de spirulines sauvages (c'est-à-dire non mutantes) existantes, notamment à celles décrites dans les publications citées plus haut. La souche utilisée peut, par exemple, être choisie parmi les souches suivantes : - Spirulina platensis PCC 8005 provenant de l'Institut Pasteur, Paris ;
- Spirulina maxima et Spirulina texcoco (Société Texcoco, Mexique) ; - Spirulina crater (Laboratoire La Roquette, France).
La composition chimique générale de ces souches a été déterminée selon des méthodes d'analyse bien connues [8 - 12] et est présentée dans les tableaux 1, 2 et 3 ci-après.
Tableau 1 : Composition chimique générale ( % )
Sp.8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
Protéines 56-61 59-60 60-61 58-60
Carbohydrates 16-19 18-19 13-14 12-14
Lipides 6,7 - 6,9 6,3 - 6,4 6-6,3 5-6
Sels minéraux 7-13 7,5-8 6-12 7-8
Humidité 7-8 7,7-8 6,8-7 7-8
Caroténoides 0,12 - 0,22 0,25 - 0,27 0,1 - 0,14 0,12 - 0,15
Chlorophylle a 0,7 - 0,8 0,77 - 0,80 0,7 - 0,76 0,7 - 0,78
Tableau 2 : Composition lipidique ( % )
Sp.8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
MGDG 31,5 - 33 34,0 - 38,9 34-38 35-39
DGDG 15,7 - 17,3 15,0 - 17,8 14,0 - 17,5 16-18
PG 24,8 - 26,2 22,0 - 23,4 25,0 - 26,7 22,0 - 23,6
SQDG 24,8 - 26,6 22,3 - 23,7 24-26 22,0 - 24,5
Tableau 3 : Composition des acides gras totaux ( % )
Sp. 8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
A. palmitique 51,2 51,4 50,6 49,2
(C16:0)
A. palmitoléique 3,6 5,0 4,3 2,1
(C16:l)
A. stéarique 0,7 1,0 1,5 2,7
(C18:0)
A. oléique 5,9 7,3 7,2 7,0
(C18:1)
A. linoléique 18,2 14,6 15,0 18,5
(C18:2)
A.γ-linolénique 20,4 20,7 21,4 20,5
(γ-C18:3)
ΣC16 /ΣC18 54,8 / 45,2 56,4 / 43,6 54,9 / 45,1 51,3 / 48,7
Dans le tableau 3 ci-dessus, les acides gras saturés et insaturés sont désignés de la manière suivante :
- Cl 6:0 : acide palmitique (ou acide hexadécanoïque)
- C16:l (Δ9cis C16:l) : acide palmitoléique (ou acide cis-9-hexadécénoique)
- Cl 8:0 : acide stéarique (ou octadécanoïque)
- C18:l n-9 (Δ'cis C18:l) : acide oléique
- C18:2 n-6 (Δ9-12 cis,cis C18:2) : acide linoléique (ou acide cis,cis-9,12- octadécadiénoïque)
- C18:3 n-6 (Δ6,9-12 cis,cis,cis C18:3) : acide γ-linolénique (ou acide cis,cis,cis-6,9,12-octadécatriénoïque).
II - Conservation des souches originales
La conservation des souches originales est réalisée à partir de souches dites « de garde », sélectionnées et conservées de la manière suivante : a) Milieu Zarrouk liquide de culture aseptique ayant sensiblement la composition chimique citée dans le tableau 4 ci-après ; b) Température du milieu de culture d'environ 20 - 22°C ; c) Milieu de culture de réaction alcaline ou basique correspondant à un pH environ égal à 8,5 ; d) Eclairement de la culture relativement faible (de l'ordre de 50 à 75μE/m2/s) ; e) Eclairement dispensé pendant des plages d'environ 16 h alternant avec des plages d'obscurité d'environ 8 h par 24 h ; f) Bouillon de précultures préliminaires maintenu en aération et turbulence générale par barbotage d'air stérile, enrichi en gaz carbonique (CO2) à une teneur de 1 % en volume environ, au débit d'environ 20-30 litres d'air enrichi en CO2/ litre de culture / heure dans le cas de préparation d'inoculum pour la production en masse. Grâce à la lente croissance de la souche de garde dans le milieu Zarrouck liquide à 22°C, sous éclairement de 50 à 75 μE/m2/s, on peut repiquer régulièrement tous les 15-20 jours afin de toujours réserver une quantité suffisante de l'inoculum ; g) Dans le cas de conservation des souches originales, on n'a pas besoin d'aération pendant 2-3 mois, à environ 22°C, sous l'éclairement de 50 à 75 μE/m2/s; h) Le pH du milieu Zarrouk est ajusté à 8,5 avant la stérilisation à 120°C pendant 20 min.
Tableau 4 : Composition chimique du milieu de Zarrouk (1966)
NaHCO3 16,8 g
K2HPO4 0,5 g
NaNO3 2,5 g
MgSO4, 7H2O 0,2 g K2SO4 1,0 g
NaCl 1,0 g
CaCh 40 mg
FeSO4 10 mg
EDTA 80 mg Solution A5* 1 ml
Solution B6** 1 ml
H->O 1 litre * 1 litre de solution A5 contient :
H3BO3 2,86 g
MnCl2, 4H2O 1,81 g
ZnSO4, 7H2O 0,2 g
CuSO4, 5H2O 79 mg
M0O3 15 mg
(ou NaMoO4) 21 mg
** 1 litre de solution B6 contient :
NH4VO3 23 mg
K2Cr2(SO4)4, 24H O 96 mg
NiSO 7H2O 48 mg
Na2WO4, 2H2O 18 mg
Ti2(SO4)3 40 mg
Co(NO3)2, 6H2O 44 mg
ÎTT - Production en masse
Dans la suite de la description, le nombre d'étapes ou de phases de préculture ou de culture, ainsi que leur durée, est indiqué à titre purement indicatif, étant donné qu'il peut bien sûr varier selon les conditions utilisées, notamment selon la concentration cellulaire initiale. Pour la production mixotrophique de biomasse de spirulines riche en acides gras polyinsaturés ω 6, en particulier en acide γ-linolénique, et/ou en sulfolipides en bassin, la phase de préparation des précultures pour l'ensemencement, également appelée préparation de l'inoculum (multiplication des souches) peut par exemple être réalisée en 7 étapes successives qui sont détaillées dans la figure 1. On notera que cette phase de préparation de l'inoculum n'est effectuée dans sa totalité qu'une seule fois au début du procédé de production. Pour préparer l'inoculum final, on peut ensuite réensemencer le milieu à un stade antérieur soit avec l'inoculum obtenu aux dernières étapes de préculture (6ème ou 7eme étape), soit avec une partie des souches de spirulines obtenues en fin de production, ce qui représente un gain de temps et de faisabilité important à l'échelle industrielle.
Un paramètre important, indépendamment du nombre de phases, est la mesure de la concentration cellulaire, mesurée par la densité optique (D.O.) à 560 nm, qui permet une estimation du poids sec cellulaire.
La mesure de la D.O. permet de mesurer la concentration cellulaire initiale et d'optimiser les conditions de culture : en utilisant une concentration cellulaire initiale élevée, on peut diminuer la durée de culture tout en augmentant le rendement de production, ce qui est particulièrement avantageux pour une production à l'échelle industrielle.
Cette mesure permet également de définir le stade de croissance de la souche, et donc de déterminer le moment où le linoleate d'ammonium est ajouté dans le milieu de culture (la D.O. à ce moment est de l'ordre de 2).
La biomasse s'évalue à cette longueur d'onde située dans un creux du spectre d'absorption et qui ne correspond donc à aucun pigment particulier. L'absorbance à cette longueur d'onde, pour autant qu'elle ne dépasse pas une valeur de 2, varie de manière linéaire avec la concentration de culture. La courbe d'étalonnage montre que la D.O. à 560 nm, qui varie avec la concentration et les volumes cellulaires, est linéairement proportionnelle au poids sec cellulaire : D.O. = 1 ≈ 0,7 g sec / 1. Lorsque la multiplication initiale des souches (préparation des précultures) est réalisée en 7 étapes, il est possible, à partir de la 5eme étape, d'utiliser les milieux neufs stériles ZK dont les compositions sont données ci-après dans le tableau 5, à la place du milieu Zarrouk.
Les milieux ZK (1) à (4) sont des milieux de culture nouveaux particulièrement adaptés à la mise en oeuvre du procédé de culture des spirulines décrit ci-dessus, notamment à l'échelle industrielle, et représentent un objet ultérieur de l'invention. Le milieu ZK (1) est particulièrement préféré. Tableau 5 : Composition chimique des milieux ZK (1) à (4)
ZK (1) ZK (2)
NaHCO3 8,4 g NaHCO3 8,4 g
NaCl 5,0 g NaCl 4,5 g
K2HPO4 0,2 g K,HPO4 0,2 g
MgSO4, 7H2O 0,2 g NaNO3 3,0 g
KNO3 2,5 g MgSO4, 7H2O 0,2 g
FeSO4 0,01 g FeSO4 0,01 g ou FeSO4, 7H2O 0,018 g H2O 1 litre
H2O 1 litre
ZK (3) ZK (4)
NaHCOj 8,4 g NaHCO3 8,4 g
NaCl 5,5 g NaCl 5,5 g
K2HPO4 0,3 g (NH2)2CO ou (NH4)2SO4 0,1 g
MgSO4, 7H2O 0,2 g NH4H2PO4 0,1 g
(NH2)2CO ou (NH4)2SO4 0,2 g K2SO4 0,2 g
FeSO4 0,01 g MgSO4, 7H:O 0,2 g
H2O 1 litre FeSO4 0,01 g
H2O 1 litre
Des conditions de culture particulièrement avantageuses pour la production d'une biomasse de spirulines riche en acides gras polyinsaturés ω 6, en particulier en acide γ-linolénique et/ou en sulfolipides consistent à :
- faire barboter 60 à 80 1 d'air enrichi à 1 % (en volume) CO2/l de milieu/h dans les précultures ;
- maintenir le pH du milieu de culture pendant la croissance entre 8,5 et 10,5, de préférence de 9 à 10, pour éviter les contaminations par d'autres microorganismes qui ne peuvent pas se développer dans un milieu très basique ;
- maintenir les concentrations minimales en ions bicarbonate, phosphate et nitrate, adaptées aux besoins de la souche de spiruline au cours de la croissance ; - maintenir la température de culture à 30°C en assurant un éclairement de 100 à 125μE/m2/s à raison d'environ 8 à 12 h de lumière et environ 12 à 16 h dans l'obscurité par 24 h pendant la croissance, puis abaisser l'éclairement à 75- 100μE/m2/s pendant la dernière phase de la production. Dans un aspect avantageux, les concentrations en ions bicarbonate, phosphate et nitrate couvrant les besoins des souches de spirulines au cours de la croissance sont les suivantes :
* concentration de bicarbonate de sodium d'environ 8 à 10 g/1 au début de la phase exponentielle de croissance et environ 0,8 à 0,9 g1 en phase stationnaire ; * concentration en hydrogénophosphate d'environ 0,2 g/1 au début de la phase exponentielle et d'environ 0,02 g/1 en phase stationnaire ;
* concentration en nitrate de sodium ou nitrate de potassium d'environ 2,5 g/1 et celle de nitrate NO3 " est d'environ 0,45 à 1 g/1 ; m.1 - Production de biomasse en bassin a) Production de biomasse riche en acide γ-linolénique
La production de biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique en bassin peut par exemple être réalisée en 5 phases successives dans chacune desquelles on effectue un repiquage d'une quantité donnée de culture de la phase précédente dans une quantité donnée de milieu neuf (milieu Zarrouk ou milieu ZK), à partir d'un inoculum préparé lors d'une phase préalable (phase 0).
La croissance est mesurée par la densité optique (D.O.) à 560 nm. De manière avantageuse, on effectue une supplémentation de linoleate d'ammonium durant la phase de croissance exponentielle, par exemple au milieu de cette phase de croissance, sous éclairement de 75 à 100μE/m2/s. Cette phase est de préférence réalisée dans un nouveau bassin de 10 m3 alors que les 4 premières ont eu lieu dans un premier bassin de 45 m3. Le bassin est de préférence équipé d'un système de circulation, par exemple une roue à aubes, pour assurer la circulation du milieu de culture. On utilise réclairement alterné d'environ 8-12 h de lumière blanche et environ 16-12 h dans l'obscurité par 24 h pendant 72 à 96 h, de préférence environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité, en maintenant la température à environ 30°C, pour stimuler la synthèse d'acide γ-linolénique dans les cellules de spirulines. En outre, après la supplémentation en linoleate, on abaisse le barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2, si nécessaire pour le maintien du pH, et on le maintient au débit de 30-401/1 de culture h pendant 24 h pour éviter la formation de mousses, puis au débit plus fort de 50 à 701 / 1 de culture / h. b) Production de biomasse riche en sulfolipides
La production de biomasse de spirulines riche en sulfolipides en bassin peut, par exemple, être réalisée dans un bassin de 45 m3 en 6 phases successives dont les 4 premières sont effectuées de la même manière que pour l'obtention de biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique. Lors de la phase de croissance exponentielle, réalisée de préférence dans un second bassin de 12 m3, la culture est de préférence maintenue à environ 30°C sous éclairement de 75 à 100μE/m2/s pendant 48 h, puis à environ 24°C sous éclairement plus élevé de 100 à 125μE/m2/s pendant 48 à 72 heures. Simultanément, le cycle d'éclairement par 24 h doit être de préférence réglé à environ 8-12 h de lumière blanche / 16-12 h dans l'obscurité, de préférence 12 h de lumière blanche et 12 h dans l'obscurité, afin de stimuler la synthèse de sulfolipides dans les cellules de spirulines.
On maintient ensuite de préférence la culture à une température de 20 à 22°C, sous un éclairement de 100 à 125μE/m2/s, avec un cycle d'éclairement alterné d'environ 8-12 h de lumière blanche / environ 16-12 h dans l'obscurité pendant 72 à 96 h avant de récolter la biomasse.
En outre, le barbotage d'air enrichi en 1 % de CO2 est avantageusement abaissé et maintenu au débit de 25 1 / 1 de culture / heure pendant 24-48 h, puis au débit plus fort de 40-60 1 / 1 de culture / h pendant 48-96 h après la supplémentation en linoleate d'ammonium, si nécessaire pour le maintien du pH. La supplémentation en linoleate d'ammonium est effectuée durant cette phase de croissance exponentielle, qui peut être par exemple la 5*"* étape de la production.
La récolte de la biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique est effectuée à la fin de la phase de croissance exponentielle tandis que la récolte de la biomasse riche en sulfolipides est effectuée pendant la phase stationnaire. La D.O à ce moment est de l'ordre de 3 à 4. On maintient de la biomasse dans les décanteurs à 24°C pendant 24 h pour éliminer le surnageant. La récolte peut par exemple être effectuée de la manière suivante :
La biomasse précipitée au fond des décanteurs est filtrée ou soumise à une centrifugation à 5 000 tours / min pendant 15 min puis rincée avec une solution de
NaCl à la concentration de 10 g / litre à 24°C afin d'éliminer une partie importante des sels résiduels et des traces de linoleate présents dans le milieu de culture. De plus, la teneur en sel de la solution de rinçage, similaire à celle du milieu de culture, permet d'éviter une rupture des membranes cellulaires due à la pression osmotique. Puis, on effectue une nouvelle centrifugation à 5 000 tours / min pendant 15 min et ensuite un rinçage à l'eau distillée ou déminéralisée (3 fois) à 20 - 24°C. La récolte de biomasse de spiruline est réalisée de préférence à une température comprise entre 20 et 24°C pour protéger la transformation d'acide linoléique en acide γ-linolénique. Cette basse température permet également d'éviter la dégradation cellulaire et la dénaturation lipidique.
La biomasse ainsi obtenue peut être lyophilisée ou atomisée, de préférence immédiatement afin d'éviter une contamination secondaire.
Le surnageant peut être recyclé pour une nouvelle culture (6eme phase) sous réserve de recontrôler les concentrations en bicarbonate, nitrate, phosphate, potassium, sodium, linoleate, etc.. et de recompléter le milieu par les éléments nutritifs nécessaires à la croissance des spirulines. Ces besoins sont d'environ 470 g de carbone ; 120 g d'azote ; 13,3 g de potassium ; 7,6 g de phosphore ; 5,25 g de soufre ; 4 g de chlore ; 1,4 g de magnésium ; 1 g de calcium ; 0,47 g de fer et 0,3 g de sodium pour synthétiser 1 kg de biomasse. Selon ces besoins, on peut calculer les quantités des sels minéraux nécessaires afin de recompléter après la récolte d'une quantité connue de biomasse. III.2 - Production de hiomasse en photobioréacteur
La biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique et/ou en sulfolipides peut alternativement être produite en photobioréacteur stérile.
Ce type de culture est particulièrement avantageux car il permet d'obtenir des biomasses de spirulines contenant une quantité encore plus importante d'acide γ-linolénique ou de sulfolipides que dans une culture en bassin. De plus, le contrôle des conditions de culture et la culture en système fermé permettent d'assurer une grande pureté du produit fini, particulièrement adapté à une utilisation pharmaceutique ou cosmétique.
La préparation de l'inoculum (multiplication des souches de spiruline) peut par exemple être réalisée en 4 étapes successives dans chacune desquelles on effectue un repiquage d'une quantité donnée de la culture de l'étape précédente dans une quantité donnée de milieu neuf, de préférence le milieu Zarrouk.
On peut par exemple réaliser les 3 premières précultures en erlenmeyers de 50 ml, 250 ml et 1 1, et la 4ème préculture en photobioréacteur de 2 1. Des conditions de culture préférées sont détaillées ci-après dans les exemples. a) Production de biomasse riche en acide γ-linolénique
Pour l'obtention de biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique, la production peut être par exemple réalisée en 2 phases, en photobioréacteur, de préférence dans 2 photobioréacteurs différents de 7 1.
La croissance cellulaire est également mesurée par la D.O à 560nm. L'incorporation de linoleate d'ammonium est de préférence réalisée durant la phase de croissance exponentielle, à une concentration de 30 à 90 μM/1, notamment de 35 à 75 μM/1, de préférence pendant 4-6 jours.
La culture est ensuite réalisée préférentiellement dans les conditions suivantes : - température d'environ 28°C à 32°C, de préférence 30°C ;
- éclairement de 75 à 100μE/m2/s selon un cycle par 24 h de 8 à 12 h de lumière blanche / 16 à 12 h dans l'obscurité après la supplémentation en linoleate d'ammonium ;
- barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 avec un débit de 20 à 30 1 1 de culture / h pendant 24 h après la supplémentation en linoleate d'ammonium puis avec un débit plus fort de 50 à 70 1 / 1 de culture / h.
La vitesse d'agitation pendant la production est de préférence de 100 à 150 tours/min.
La récolte est effectuée après une durée de 4 à 6 jours de culture, dans les conditions indiquées ci-dessus pour la culture de spirulines en bassin. W 9 15
b) Production de biomasse riche en sulfolipides
Pour l'obtention de biomasse de spirulines riche en sulfolipides en photobioréacteur, la production peut, par exemple, être réalisée en 2 phases.
Au cours de la seconde phase, le milieu est supplémenté en linoleate d'ammomum dans les mêmes conditions que pour l'obtention d'une biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique.
Cette phase se déroule ensuite de préférence pendant 5 à 8 jours en 3 sous- phases successives dans les conditions suivantes :
- lèrc sous-phase : . température de 28°C à 32°C, de préférence 30°C ;
. éclairement de 75 à 100μE/m2/s selon un cycle de 8 à 12 h de lumière blanche / 16 à 12 h dans l'obscurité par 24 h pendant 48 h ;
. barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 avec un débit de 25 1/1 de culture/h pendant 24 à 48 h ; - 2*"* sous-phase :
. température de 20 à 25°C, de préférence 24°C ;
. éclairement de 100 à 125μE/m2/s selon le même cycle que dans la lte sous-phase ;
. barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 avec un débit de 40 à 50 1/1 de culture/h pendant 48 à 72 h ;
- 3*°* sous-phase :
. température de 20 à 22°C ;
. éclairement de 100 à 125 E/m2/s, selon le même cycle que dans la Ie™ sous-phase pendant 72 - 96 h ; . barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 avec un débit de 40 à 60 1/1 de culture/h pendant 72-96 h ;
La récolte de la biomasse de spirulines riche en sulfolipides est effectuée dans les conditions décrites plus haut.
Les procédés de culture décrits ci-dessus, en bassin ouvert ou en photobioréacteur stérile permettent d'obtenir des biomasses de spirulines particulièrement riches en acide γ-linolénique et/ou en sulfolipides, qui constituent un objet ultérieur de l'invention.
Pour la biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique, la proportion d'acide γ-linolénique dans la biomasse par rapport aux acides gras totaux est d'au moins environ 25 %, notamment d'environ 29 à 35 % pour la culture en bassin et d'environ 30 à 36 % pour la culture- en photobioréacteur, alors que dans un procédé classique, cette proportion est de l'ordre de 20 à 22 %.
Pour la biomasse de spirulines riche en sulfolipides, la proportion desdits sulfolipides par rapport aux lipides totaux est d'au moins environ 35 %, notamment d'environ 38 à 42 % pour la culture en bassin et d'environ 39 à 43 % pour la culture en photobioréacteur. Le pourcentage d'acide γ-linolénique est également en légère augmentation.
On observe également une augmentation de la teneur en lipides totaux dans les biomasses riches en acide γ-linolénique ou riches en sulfolipides produites. Le procédé de culture des spirulines riche en acide γ-linolénique selon l'invention peut avantageusement être utilisé pour produire une biomasse riche en cet acide gras sous forme d'un supplément alimentaire à haute valeur nutritive pour l'homme ou les animaux (par exemple poule pondeuse, crevettes, cerfs, chèvres). En outre, l'extraction de l'huile riche en acide γ-linolénique à partir de biomasse de spiruline peut être réalisée par des méthodes connues [14] pour fournir une catégorie d'huile alimentaire contenant de 75 à 85 % d'acide γ-linolénique. La purification d'acide γ-linolénique isolé à partir de cette huile peut efficacement être réalisée car elle ne contient que des teneurs faibles d'acides gras saturés et monoinsaturés. Le produit fini sous forme d'acide γ- linolénique naturel peut être utilisé dans l'industrie pharmaceutique et cosmétique. L'invention est illustrée par les exemples ci-après qui ne présentent aucun caractère limitatif. Les figures auxquelles il est fait référence dans les exemples sont les suivantes :
- figure 1 : schéma de la préparation des précultures (préparation de l'inoculum) de spirulines pour la production en masse ; - figure 2 : schéma du procédé de production de biomasse de spirulines riches en acide γ-linolénique en bassin ; - figure 3 : schéma du procédé de production de biomasse de spirulines riches en sulfolipides en bassin ;
- figure 4 : schéma de la production de biomasse de spirulines riches en acide γ-linolénique en photobioréacteur ; - figure 5 : schéma de la production de biomasse de spirulines riches en sulfolipides en photobioréacteur. EXEMPLE 1 - PRODUCTION D'UNE BIOMASSE DE SPIRULINES RICHES EN ACIDE γ-
LINOLENIQUE EN BASSIN 1. Préparation des souches originales et précultures pour la production en masse 1.1 Souches originales :
Les 5 souches suivantes de Spirulina ont été utilisées :
- Spirulina platensis PCC 8005 provenant de l'Institut Pasteur Paris ;
- Spirulina maxima et Spirulina texcoco (Société Texcoco, Mexique) ;
- Spirulina crater (Laboratoire La Roquette, France). Elles ont été purifiées et conservées dans le milieu Zarrouk solide et liquide
(Tableau 4), à 20-22°C et sous faible lumière alternée (50 à 75μE/m2/s), avec 16 h de lumière / 8 h dans l'obscurité. 1.2 Précultures :
Des précultures en erlenmeyer de 1 et 5 litres sont préparées et repiquées tous les quinze jours. Le pH du milieu de Zarrouk est ajusté à 8,5 avant la stérilisation à 120°C pendant 20 min. Les précultures peuvent être commencées par la concentration cellulaire initiale mesurée par la densité optique de 0,3 à 0,5, mesurées à 560 nm sur un spectrophotomètre Varian DMS-90.
Ces précultures sont aérées grâce à un barbotage d'air qui permet également l'alimentation en CO2 avec un débit de mélange gazeux à 1 % de CO2 de 60-80 1/1 de culture/h. En outre, les précultures en petit erlenmeyer (500 ml, 1 1, 2 1) peuvent aussi être réalisées dans un incubateur à CO2 Gallemkamp, avec une agitation orbitale 100 rotations par minute dans lequel est maintenue une atmosphère à 1 % de CO2. Pour toutes les précultures, l'éclairage est de 100μE/m2/s. L'inoculum préparé en erlenmeyer de 5 1 sera utilisé pour la multiplication des souches avec des gaines plastiques de 150 1 ou des bassins de 100 et 500 1 pour obtenir 1000 1 de préculture, qui sont transférés vers le bassin de 45 m3 afin de commencer la production en masse( voir figure 1).
2. Préparation du milieu de culture pour la production en bassin :
Toutes les précultures pour l'ensemencement ont été préparées avec le milieu de Zarrouk tandis que les cultures en masse à partir de 1 à 20 m ont été réalisées avec le milieu neuf ZK (1) (Tableau 5). Le milieu Zarrouk (stérilisé à 120°C, pH « 8,5 - 9 pendant 20 minutes et refroidi à 30°C) a été utilisé afin de préparer les précultures de spiruline (lèrc à 4ème préculture). Pour les autres précultures (5ème et 7ème précultures) et la production en masse, on peut utiliser le milieu neuf ZK (1) pour remplacer le milieu Zarrouk.
2.1 Stérilisation de l'eau usuelle pour la culture en masse.
L'eau usuelle peut être stérilisée par la méthode d'ultrafiltration avec un système de Millipore Filter ou par stérilisation avec l'hypochlorite de sodium : on ajoute à 140 litres d'eau usuelle 20 ml d'hypochlorite de sodium et on maintient à 25- 30°C pendant 12-24 h. On ajoute 15,4 ml d'une solution de thiosulfate de sodium (350 g/litre). On peut éliminer la quantité de chlore en excès par un barbotage d'air stérilisé pendant 30-60 min.
On peut également utiliser de l'eau de mer en ajoutant à 140 litres d'eau de mer 40 ml d'hypochlorite de sodium. 2.2 Préparation de linoleate d'ammonium :
Le linoleate d'ammonium peut être synthétisé par les 2 méthodes suivantes : (a) méthode 1 :
On ajoute 4 ml d'éther éthylique ammoniacal, préparé par barbotage d'ammoniac anhydre pendant 1 min dans un tube placé dans la glace contenant 10 ml d'éther éthylique, dans le tube contenant 0,5 g d'acide linoléique à sec. On évapore à sec avec de l'azote. On remet en solution dans du tampon dilué (par exemple du tampon tris-HCl 10 mM) ou dans de l'eau tamponnée à pH 8-9 avec de l'ammoniaque afin d'éviter leur dissociation. Après rinçage des parois, on ajoute l'eau tamponnée pour obtenir un volume final d'environ 50 ml. (b) méthode 2 : On ajoute à 0,5 g d'acide linoléique à sec 5,4 ml d'une solution d'ammoniaque 18 % et 4,6 ml d'eau bidistillée. On chauffe le mélange à 50-60°C pendant 30-45 min. On ajuste le pH à 8-9 avec de l'eau bidistillée après l'élimination de l'ammoniaque en excès avec de l'azote. Le volume final de la solution de linoleate d'ammonium est d'environ 50 ml. La concentration de cette solution de linoleate est d'environ 10 mg/ml.
La solution de linoleate est stérilisée par filtration sur filtre Millipore® 0,1 - 0,2 μm dans des conditions stériles. En outre, pour éliminer les mousses à la surface du milieu de culture, on a utilisé le silicone 426 R (à la concentration 1 mg/1, pH 6) en tant qu' antimousse.
3. Production en masse de spirulines riches en acide γ-linolénique en bassin (figure 2)
(a) Après la préparation de 1 πr d'inoculum ( ™ préculture) avec la concentration cellulaire initiale (D.O à 560 nm ≈ 1-1,2), on a utilisé un bassin de 45 nr5 équipé d'une roue à aubes pour faire circuler le milieu de culture avec la vitesse de 10 à 20 cm/s ; d'un thermorégulateur pour maintenir la température à 30°C et régler la température de culture à 20-35°C selon le besoin du procédé de culture ; d'un système d'éclairage pour assurer l'illumination de la culture de 50 à 125μE/m2/s et d'une pompe centrifugeuse pour alimenter de l'eau et récolter la culture de spiruline. La profondeur du milieu de culture peut être réglée à 20-40 cm. Le linoleate d'ammonium et le milieu neuf ZK (1) ont été préparés séparément à pH 8,5-9. Le bassin propre a été installé sous serre en plastique pour éviter la contamination en utilisant efficacement la lumière du soleil ;
(b) le procédé de production comprend les phases suivantes : * Phase 0 : on prépare 1 m3 d'inoculum (7cnκ préculture) ayant une D.O. ≈ 1-
1,2. On lave le bassin de 45 m3 et on en vérifie la propreté avant l'ensemencement, puis on prépare 2 m3 du milieu neuf ZK (1) et on ajuste le pH à 8,5-9.
* Phase 1 : on ajoute à 2 m3 du milieu neuf ZK (1) 1 m3 d'inoculum ayant une D.O. ≈ 0,3-0,4 . On règle et on maintient la température à 30°C et l'intensité lumineuse à 100 à 125μE/m2/s. La vitesse de circulation du milieu de culture (V) est maintenue à 10 cm/s. Après 72 h, on mesure la D.O. ≈ 0,55-0,65 pour connaître la vitesse de croissance de la spiruline.
* Phase 2 : on ajoute à 3 m3 de culture (de la phase 1) 2 m3 du milieu neuf ZK (1). On maintient la culture à 30°C, 100 à 125μE/m2/s, pH 9, V = 10 cm/s pendant 72 h. On mesure la D.O. ≈ 0,76-0,9 pour connaître la croissance de spiruline.
* Phase 3 : on ajoute à 5 m-3 de culture (de la phase 2) 5 m3 du milieu neuf ZK (1) et on maintient toutes les conditions de culture de la phase 2. Après 72 h, la D.O. mesurée est ≈ 1,1-1,25.
* Phase 4: on ajoute à 10 mJ de culture (de la phase 3) 5 m3 du milieu neuf ZK(1) et on maintient toutes les conditions de culture de la phase 3. Après 72-96 h, la
D.O. mesurée est ≈ 1,4-1,8.
* Phase 5 : on extrait 4 m3 de culture de la phase 4 et on transfère cette quantité vers de le second bassin de 12 mJ pour continuer à cultiver en présence de linoleate d'ammonium (35-75 μM linoléate/1). La D.O. mesurée est « 1,9-2,1. En même temps, on rajoute à 11 mJ de culture dans le bassin principal 4 m3 du milieu neuf ZK (1) pour préparer une autre culture en phase 4 en contrôlant simultanément le milieu et en le recomplétant en éléments nutritifs nécessaires à la croissance des spirulines.
On maintient la culture supplémentée en linoleate à 30°C, l'éclairement de 75-100 E/πr/s et le pH 9-10 ; après 72-96 h, la D.O. mesurée est ≈ 2,4-2,9.
(c) Conditions de culture
Les conditions de pH, température, éclairement, barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 mentionnées plus haut dans la description doivent être maintenues.
Il y a également lieu de veiller à maintenir des concentrations en ions adaptées aux besoins de la spiruline au cours de la croissance, comme indiqué également plus haut.
(d) Récolte de la biomasse de spirulines
La culture de spirulines est maintenue dans les décanteurs à 24°C pendant
24 h pour éliminer le surnageant. La biomasse précipite au fond de décanteurs et est récoltée par la filtration ou la centrifugation à 5000 tours / min pendant 15 min et ensuite rincée avec une solution de NaCl à la concentration de 10 g / litre à 24°C. Puis la biomasse est récoltée par une nouvelle centrifugation à 5000 tours / min pendant 15 min et ensuite rincée 3 fois avec de l'eau distillée ou déminéralisée à 20-24°C avant lyophilisation ou atomisation. 4. Résultats La composition chimique générale des spirulines cultivées selon le procédé de l'invention pour l'obtention de biomasses riches en acide γ-linolénique, leur composition lipidique et leur composition en acides gras totaux sont rapportées respectivement dans les tableaux 6, 7 et 8 ci-après.
Tableau 6 : Composition chimique générale des spirulines ( % ) cultivées en bassin pour obtenir les biomasses riches en acide γ-linolénique.
Sp. 8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
Protéines 55 - 60 54 - 59 53 - 58 56 - 58
Carbohydrates 15 - 18 13,5 - 15,0 10 - 12 11 - 13
Lipides 6,8 - 7,4 6,8 - 7,5 7,0 - 7,5 6,7 - 7,4
Sels minéraux 7,0 - 12,0 7,0 - 8,5 8 - 11 7,0 - 8,5
Humidité 7,0 - 8,0 7,0 - 8,0 7,0 - 8,0 7,0 - 8,0
Caroténoides 0,20 - 0,29 0,30 - 0,35 0,15 - 0,20 0,15 - 0,19
Chlorophylle a 0,7 - 0,8 0,67 - 0,72 0,70 - 0,78 0,7 - 0,8
Tableau 7 : Composition lipidique des spirulines ( % ) cultivées en bassin pour obtenir les biomasses riches en acide γ-linolénique
Sp. 8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
MGDG 46,1 - 47,5 44,8 - 46,8 45,0 - 46,3 42,8 - 44,5
DGDG 10,7 - 12,3 11,0 - 11,7 10,6 - 11,2 11,5 - 11,7
PG 19,0 - 20,4 18,9 - 19,5 18,8 - 19,6 19,5 - 20,1
SQDG 21,5 - 22,5 21,7 - 22,4 ">ι o _ 03 7 Tableau 8 : Composition des acides gras totaux ( % ) des spirulines cultivées en bassin pour obtenir les biomasses riches en acide γ-linolénique
Sp. 8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
A. palmitique 30 35 34,5 36,6
(C16:0)
A. palmitoléique !'3 1,2 1,3 1,2
(C16:l)
A. stéarique 1,4 1,4 1,4 1,4
(C18:0)
A. oléique 3,7 4,8 4,7 4,5
(C18:l)
A. linoléique 28,8 27,9 28,4
(C18:2)
A.γ-linolénique 34,8 29,7 29,7 29,1
(γ-C18:3)
ΣC16 /ΣC18 31,3 / 68,7 36,2 / 63,8 35,8 / 64,2 37,8 / 62,2
Les résultats montrent que :
- les biomasses produites contiennent de 6,7 à 7,5 % du poids sec sous forme de lipides, en augmentation par rapport aux souches originales. En outre, la teneur en caroténoides augmente et atteint de 0,15 à 0,35 % [tableau 6]. Les biomasses obtenues contiennent une quantité importante de MGDG atteignant de 42,8 à 47,5 % des lipides totaux [tableau 7] tandis que la proportion de SQDG n'est environ que de 21,2 - 23,7 % des lipides totaux. De plus, la teneur en acide γ-linolénique dans ces biomasses augmente nettement et atteint de 29 à 34,8 % des acides gras totaux ;
- l'accumulation d'acide γ-linolénique est parallèlement accompagnée par l'augmentation d'acide linoléique dans ces biomasses [tableau 8], ce qui montre que l'acide linoléique exogène sous forme de linoleate d'ammonium a été absorbé et désaturé par la Δ6 désaturase pour former l'acide γ-linolénique dans les cellules de spiruline ;
- les pourcentages des acides gras totaux Cl 6 dans les biomasses diminuent en fonction de l'augmentation des acides gras totaux Cl 8 (31,3 / 68,7 chez Spirulina 8005). EXEMPLE 2 - PRODUCTION D'UNE BIOMASSE DE SPIRULINES RICHES EN SULFOLIPIDES EN BASSIN 1. La préparation des souches originales, les précultures et la préparation du milieu de cultures sont telles que décrites pour l'exemple 1. 2. Le procédé de production dont le schéma est représenté dans la figure 3, comprend les 6 étapes suivantes :
* Phase 0 à phase 4 (dans le 1er bassin de 45 m3) : les spirulines sont cultivées comme décrit dans l'exemple 1. A la fin de la phase 4, on prend 4 m3 de culture que l'on transfère vers le 2im bassin et on rajoute à 11 m3 de culture 4 m3 du milieu neuf ZK (1) en contrôlant simultanément le milieu et en le recomplétant en éléments nutritifs nécessaires à la croissance des spirulines.
* Phase 5 (dans le 2ème bassin de 12 m3) : on cultive 4 m3 de spirulines supplémentées en linoleate d'ammonium à la concentration de linoleate de 35 - 75 μM / litre à 30°C / 48 h puis à 24°C pendant 48 h, sous éclairement de l'ordre de 75-125 μE/m2/s. Après 96 h de culture, ce volume de culture est transféré vers le 3*"* bassin pour stimuler la synthèse de sulfolipides dans les cellules de spirulines. En même temps, on continue à prélever un nouveau volume de culture (4 m3) du 1er bassin afin de refaire une autre culture en présence de linoleate d'ammonium.
La concentration cellulaire atteint une D.O. à 560 nm ≈ 2,4 - 2,7 à la fin de la phase 5.
* Phase 6 (dans le 3ème bassin de 12 m3) : on continue de cultiver les spirulines supplémentées en linoleate à 20 - 22°C sous éclairement de 100- 125μE/m2/s pendant 72 - 96 h avant de récolter la biomasse. La concentration cellulaire atteint une D.O. à 560 nm ≈ 2,5 - 2,8 à la fin de la phase 6. La récolte est effectuée dans les conditions décrites dans l'exemple 1.
3. Résultats
La composition chimique générale des spirulines cultivées selon le procédé de l'invention pour l'obtention de biomasses riches en sulfolipides, leur composition lipidique et leur composition en acides gras totaux sont rapportées respectivement dans les tableaux 9, 10 et 11 ci-après. Tableau 9 : Composition chimique générale ( % ) des spirulines cultivées en bassin pour obtenir les biomasses riches en sulfolipides.
Sp.8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
Protéines 54-59 53-60 53-59 56,0 - 59,5
Carbohydrates 13-16 13,0 - 14,8 10,0-11,5 12,0 - 13,4
Lipides 6,7-7,2 6,6-7,2 6,8 - 7,1 6,9 - 7,0
Sels minéraux 7,0 - 10,8 7,3 - 8,2 8,0-11,0 7,4 - 8,5
Humidité 7,0 - 8,0 7,2 - 8,0 7,0 - 8,0 7,3 - 8,2
Caroténoides 0,16-0,24 0,28 - 0,32 0,12-0,17 0,13-0,18
Chlorophylle a 0,7 - 0,8 0,7 - 0,8 0,73 - 0,78 0,72 - 0,77
Tableau 10 : Composition lipidique ( % ) des spirulines cultivées en bassin pour obtenir les biomasses riches en sulfolipides
Sp.8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
MGDG 34,0 - 34,8 34,5 - 35,6 37,0 - 38,4 36,9 - 38,1
DGDG 9,5 - 10,2 9,0 - 9,5 8,8 - 9,6 8,6 - 9,2
PG 12,9 - 13,4 14,0 - 14,6 12,0 - 12,8 13,6 - 14.0
SQDG 40,8 - 41,6 39,5 - 40,3 38,5 - 39,2 38,0 - 38,7
Tableau 11 : Composition des acides gras totaux ( % ) des spirulines cultivées en bassin pour obtenir les biomasses riches en sulfolipides
Sp. 8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
A. palmitique 40,2 41,0 41,5 41,1
(C16:0)
A. palmitoléique 2,7 2,8 2 5 3,3
(C16:l)
A. stéarique 3,0 3,3 3,2 3,8
(C18:0)
A. oléique 3,4 3,8 4,9 4,7
(C18:l)
A. linoléique 24,9 24,4 22 2 21,4
(C18:2)
A.γ-linolénique 25,8 25,1 25,7 25,7
(γ-C18:3)
ΣC16 /ΣC18 42,9 / 57,1 43,8 / 56,2 44 / 56 44,4 / 55,6
Les résultats montrent que :
- les spirulines contiennent environ de 6,6 à 7,2 % du poids sec sous forme de lipides, en augmentation par rapport aux souches originales [tableau 9] ;
- le pourcentage de MGDG diminue en fonction de l'augmentation de SQDG (ou sulfolipide). La proportion de sulfolipides augmente significativement dans toutes les souches utilisées et varie entre 38 et 41,6 % des lipides totaux tandis que le pourcentage de MGDG chez toutes les souches utilisées diminue et varie entre 34,0 et 38,4 % des lipides totaux [tableau 10]. Ces résultats prouvent que l'abaissement de la température (30°C - 24°C → 20°C) a stimulé la synthèse des sulfolipides ; - la proportion d'acide γ-linolénique augmente légèrement de 20,4 à
25,8 %chez Spirulina 8005 ;
- le rapport des acides gras totaux Cl 6 / des acides gras totaux Cl 8 ne varie pas fortement et n'est que d'environ 42,9 / 57,1 chez Spirulina 8005 [Tableau 11]. nr.
25
Ces résultats montrent que les conditions de culture du procédé selon l'invention influencent significativement la proportion de sulfolipides dans la biomasse.
EXEMPLE 3 - PROCEDE DE CULTURE DE SPIRULINES RICHES EN ACIDE γ- LINOLENIQUE EN PHOTOBIOREACTEUR STERILE (FIGURE 4).
1. Multiplication des souches de spiruline :
On a utilisé les mêmes souches que dans l'exemple 1.
Toutes les précultures de spirulines ont été préparées par les cultures en erlenmeyers (50 ml, 250 ml et 1 1) et en photobioréacteur de 2 1. La préparation des précultures n'est effectuée qu'une seule fois au début de la production en masse.
La multiplication des souches est réalisée par les 4 étapes suivantes : a) la première préculture (10 ml) est préparée par un erlenmeyer de 50 ml placé dans un incubateur Gallemkamp, à agitation orbitale de 100-120 rotations/min dans lequel est maintenue l'atmosphère à 1 % de CO2, sous l'éclairement de 100μE/m2/s. Le cycle d'éclairement est d'environ 12 h de lumière blanche/ 12 h dans l'obscurité pendant 5-7 jours à 30°C. La concentration cellulaire initiale est d'environ 0,2 - 0,35 g sec par litre de milieu Zarrouk (D.O.560 « 0,3 - 0,5) et la concentration cellulaire finale de la 1ère préculture atteint une D.O.560 « 1 - 1,2. b) on utilise 10 ml de 1ère préculture comme inoculum pour faire la seconde préculture dans un erlenmeyer de 250 ml contenu 40 ml de milieu stérile Zarrouk, placé dans un incubateur Gallemkamp sous les conditions de culture utilisées pour la première préculture. Après 5-7 jours de culture, on obtient 50 ml de seconde préculture avec une D.O.560 ≈ 1,2 -1,3. c) on ajoute à 200 ml de milieu stérile Zarrouk 50 ml de 2ème préculture pour commencer la troisième préculture. Cette préculture est réalisée dans un erlenmeyer d'un litre placé dans un incubateur sous les conditions de culture de la première préculture. Après 5-7 jours de culture, on obtient 50 ml de troisième préculture avec une D.O.550 « 1,2 -1,3. d) Pour faire la 4ème préculture, on prépare 1 1 de milieu stérile Zarrouk dans un photobioréacteur stérile de 2 1. Puis on ajoute 250 ml de la 3eme préculture à ce photobioréacteur placé sous les conditions de culture de la première préculture. Le barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 est réglé au débit de 50-70 1 / 1 de culture / h. Après 5-7 jours de culture, on peut obtenir 1 1 de la 4ème préculture avec une D.O.560 « 1,2-1,4. 2. Production d'une biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique en photobioréacteur (figure 4) a) on prépare 4 1 de milieu stérile Zarrouk dans un photobioréacteur de 7 1 en ajoutant 1 1 de quatrième préculture comme l'inoculum préparé à l'étape l.d). La culture est réalisée sous les mêmes conditions de culture que les précultures précédentes (D.O.560 « 1,4 - 2,0 après 5-7 jours de culture), avec une vitesse d'agitation d'environ 100 - 150 tours par minute. Le barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2est réglé au débit de 50-70 1 / 1 de culture / h. b) on prélève 4 1 de culture dans le premier photobioréacteur en recomplétant 4 1 de milieu neuf stérile Zarrouk pour continuer à préparer la prochaine culture. Ensuite, on transfère stérilement 4 1 de cette culture vers le second photobioréacteur de 7 1 en supplémentant en linoleate d'ammonium (à une concentration de 35 - 75 μM linoleate / 1) au milieu de la phase de croissance exponentielle pendant 4-6 jours. La culture est réalisée sous les conditions suivantes : à 30°C, sous un éclairement de 75 à lOOμE/πr/s, avec un cycle d'éclairement par 24 h de 8 - 12 h de lumière blanche / 16-12 h dans l'obscurité après la supplémentation de linoleate. Simultanément, le barbotage d'air enrichi en 1 % CO2 est réglé au débit de 20-30 litres / 1 de culture / h après la supplémentation de linoleate et maintenu pendant 24 h pour éviter la formation des mousses à la surface du milieu de culture. On utilise le silicone 426R comme agent antimousse. La vitesse d'agitation est maintenue à environ 100 - 150 tours par minute. Puis le barbotage d'air enrichi à 1 % de CO: doit être augmenté et maintenu entre 50 et 701 / 1 de culture / h. c) après 4-6 jours de culture, on récolte la biomasse dans les conditions décrites dans l'exemple 1.
Dans cet exemple, la culture a été réalisée avec une concentration cellulaire plus élevée. Ceci a permis de diminuer la durée de la production en augmentant le rendement de culture (de 2,4 à 2,6 g sec par litre). 3. Résultats
Les spirulines cultivées en photobioréacteur selon le procédé de l'invention contiennent une quantité d'acide γ-linolénique plus importante que celles cultivées en bassin. La proportion d'acide γ-linolénique de la biomasse obtenue est d'environ 30-36 % des acides gras totaux (Tableaux 12 et 13). Le rendement de la culture en photobioréacteur est supérieur à celui de la culture en bassin et atteint 1,78 - 2,2 g sec par litre.
Tableau 12 : Composition lipidique ( % ) des spirulines cultivées en photobioréacteur pour obtenir les biomasses riches en γ-linolénique
Sp.8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
MGDG 45,8-47,8 45,1-47,0 45,3-46,6 43,1-44,8 DGDG 11,0-11,5 11,3-11,8 11,0-11,5 11,6-11,8 PG 18,0-18,5 19,1-20,0 19,0-19,3 19,6-20,0 SQDG 21,4-22,2 20,7-21,2 22,4-22,6 21,0-23,4
Tableau 13 : Composition des acides gras totaux ( % ) des spirulines cultivées en photobioréacteur pour obtenir les biomasses riches en γ-linolénique
Sp.8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
A. palmitique 29,7 34,3 34,0 36,0
(C16:0)
A. palmitoléique 1,2 1,2 1,3 1,2
(C16:l)
A. stéarique 1,3 1,4 1,4 1,3
(C18:0)
A. oléique 3,5 4,6 4,5 4,2
(C18:l)
A. linoléique 28,3 28,0 28,6 27,3
(C18:2)
A.γ-linolénique 36,0 30,5 30,2 30,0
(γ-C18:3)
ΣC16/ΣC18 30,9/69,1 35,5 / 64,5 35,3 / 64,7 37,2 / 62,8 EXEMPLE 4 - PROCEDE DE CULTURE DE SPIRULINES RICHES EN SULFOLIPIDES EN
PHOTOBIOREACTEUR STERILE (FIGURE 5) 1. Production d'une biomasse de spiruline riche en sulfolipides en photobioréacteur On a utilisé les mêmes souches que dans l'exemple 1. a) la multiplication de souche est réalisée par les 4 étapes indiquées à l'exemple 3.1. La préparation des précultures n'est effectuée qu'une seule fois au début de la production en masse. b) la préparation de 5 1 de culture dans le premier photobioréacteur de 7 1 est réalisée par les étapes citées dans l'exemple 3, 2), a). c) on prélève 4 1 de culture du premier photobioréacteur en recomplétant 4 1 de milieu neuf stérile Zarrouk dans ce photobioréacteur pour continuer à préparer une autre culture. Ensuite, on transfère stérilement 4 1 de cette culture comme inoculum vers le second photobioréacteur de 7 1 en supplémentant en linoleate d'ammonium (à une concentration de 35 - 75 μM linoleate / 1) pendant 5-7 jours, sous les conditions de culture suivantes : cl) la première étape comprend 2 phases successives :
- Phase 1 : la culture est maintenue à 30°C sous éclairement de 75 à 100μE/m2/s, pendant 48 h. Simultanément, le cycle d'éclairement doit être réglé environ 8-12 h de lumière blanche / 16-12 h dans l'obscurité par 24 h. En outre, le barbotage d'air enrichi en 1 % CO2 doit être abaissé et maintenu au débit de 25-35 1 / 1 de culture / h pendant 24 à 48 h. La vitesse d'agitation est maintenue à environ 100 - 150 tours par minute.
- Phase 2 : la culture est placée à 24°C, sous éclairement plus fort de 100 à 125μE/m2/s pendant 48 h. Le cycle d'éclairement est d'environ 8-12 h de lumière blanche / 16-12 h dans l'obscurité par 24 h. Le barbotage d'air enrichi en 1 % de CO2 est augmenté et maintenu au débit plus fort de 40-50 1 / 1 de culture / h pendant 48- 72 h. La vitesse d'agitation est maintenue à environ 100-150 tours / minute. c.2) dans la seconde étape, la température de culture est abaissée à 20-22°C, sous l'éclairement 100 à 125μE/m2/s. Le cycle d'éclairement est d'environ 12 h de lumière blanche / 12 h dans l'obscurité pendant 72 - 96 h avant de récolter la biomasse. Le pH est d'environ 9-10,5 pour optimiser la synthèse de sulfolipide dans les cellules de spirulines. La culture est aérée par un mélange d'air enrichi en 1 % de CO2 au débit de 50-60 1 / 1 de culture / h. La vitesse d'agitation est maintenue à environ 100 - 150 tours / minute. La durée de la deuxième étape peut varier selon la souche cultivée. d) la biomasse riche en sulfolipides est récoltée par le procédé de récolte indiqué dans l'exemple 1. Le schéma de la production de spirulines riches en sulfolipides en photobioréacteur est présenté dans la figure 5. L'augmentation de la concentration cellulaire initiale permet de réduire la durée de culture tout en augmentant le rendement de production (de 2,3 à 2,6 g sec / 1).
2. Résultats
Les spirulines produites en photobioréacteur par le procédé selon l'invention contiennent une quantité importante de sulfolipides atteignant 39 - 43 % des lipides totaux (Tableaux 14 et 15). Le rendement de culture atteint de 1,65 à 2,1 g sec/1.
Tableau 14 : Composition lipidique ( % ) des spirulines cultivées en photobioréacteur pour obtenir les biomasses riches en sulfolipides
Sp. 8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
MGDG 33,8 - 34,9 34,0 - 35,2 36,8 - 37,3 36,5 - 37,4
DGDG 9,8 - 10,8 9,2 - 9,6 8,9 - 9,2 8,6 - 9,1
PG 11,0 - 11,3 13,0 - 14,0 12,4 - 12,8 12,6 - 13,0
SQDG 40,9 - 43,0 39,8 - 41,2 39,2 - 40,7 39,0 - 40,5 Tableau 15 : Composition des acides gras totaux ( % ) des spirulines cultivées en photobioréacteur pour obtenir les biomasses riches en sulfolipides
Sp. 8005 Sp. maxima Sp. texcoco Sp. crater
A. palmitique 40,2 41,3 41,8 41,5 (C16:0)
A. palmitoléique 2,7 2,6 2,4 3,1 (C16:l)
A. stéarique 3,2 3,4 3,2 3,6 (C18:0)
A. oléique 3,4 3,7 4,8 4,5 (C18:l)
A. linoléique 24,6 23.7 22,0 21,7 (C18:2)
A.γ-linolénique 25,9 25,3 25,8 25,6 (γ-C18:3)
ΣC16 / ΣC18 42,9 / 57,1 43,9 / 56,1 44,2 / 55,8 44,6 / 55,4
EXEMPLE 5 : EFFET DE LA SUPPLEMENTATION ADDITIONNELLE EN GLUCOSE
Spirulina platensis PCC 8005 a été cultivée en photobioréacteur dans le milieu de Zarrouk supplémenté en linoleate d'ammonium ou en linoleate d'ammonium et en glucose.
La culture en photobioréacteur est réalisée avec les conditions suivantes : - Les précultures en présence de glucose sont incubées dans l'obscurité sous agitation à 100 tours par minute pendant 10-14 jours à 30°C. On utilise des erlenmeyers de 250 ml contenant 100 ml du milieu Zarrouk pour préparer ces précultures tandis que la culture mixotrophique est réalisée dans un photobioréacteur. La concentration cellulaire initiale (DO 560 nm) est d'environ 0,5 - 0,8. - Puis, la culture en photobioréacteur est placée à 30°C sous éclairement continu de 50-100 E/m2/s pendant 5 - 7 jours. Enfin, la culture est maintenue à 30°C sous éclairement de 50-100 μE/nr/s avec 8 - 12 h de lumière / 16 - 12 heures dans l'obscurité par 24 h pendant 5 - 7 jours.
- La récolte de biomasse est réalisée à la fin de la période d'obscurité. Dans le cas de la supplémentation de glucose, le glucose exogène a été utilisé comme source de carbone pour synthétiser des substances organiques dans les cellules de spiruline. La concentration optimale de glucose pour la culture mixotrophique est d'environ 2,5 à 3 g/1. Le rendement de culture augmente en fonction de l'augmentation de glucose dans le milieu (de 0,5 à 2,5 g/1), puis le rendement de culture s'abaisse légèrement à une concentration de glucose exogène plus élevée (à partir de 5 g/1 jusqu'à 10 g/1). Le rendement de culture atteint 2,5 - 2,7 g sec par litre.
Les résultats sont rapportés dans les tableaux 16, 17 et 18 ci-après. La teneur en lipides est environ 7,7 - 9,2 % du poids sec dans le cas de la supplémentation simultanée en glucose et linoleate (tableau 16). Les cellules supplémentées soit en linoleate, soit en glucose et linoleate ont synthétisé significativement MGlcDG (monoglucosyldiacylglycérol), précurseur de MGDG et la proportion de MGlcDG atteint 10,2 - 12,2 % des lipides totaux (tableau 17). En même temps, la synthèse d'acide γ-linolénique a été stimulée dans ces cellules et la teneur de cet acide gras atteint 35,8 % des acides gras totaux (tableau 18).
Tableau 16 : Composition chimique générale (%) de Spirulina platensis PCC 8005 cultivée dans le milieu Zarrouk supplémenté en linoleate (35,7 μM/1) ou en glucose (2,5 g/1) & linoleate (35,7 μM/1) à 30°
+ Linoleate + Glucose & linoleate
Protéines 55 - 60 57 - 62
Carbohydrates 15 - 18 15 - 19
Lipides 6,8 - 7,4 7,7 - 9,2
Sels minéraux 7,0 - 12,0 3,7 - 5,5
Humidité 7,0 - 8,0 6 - 7
Caroténoides 0,20 - 0,29 0,2 - 0,3
Chlorophylle a 0,7 - 0,8 0,68 - 0,76 Tableau 17 : Composition lipidique chez Spirulina platensis PCC 8005 cultivée dans le milieu Zarrouk supplémenté en linoleate (35,7 μM/1) ou en glucose (2,5 g/1) & linoleate (35,7 μM/1) à 30° Conditions de culture Lipides polaires (%)
MGlcDG MGDG DGDG PG SQDG
- Sans supplémentation - • 31,5-33 15,7-17,3 24,8-26,2 24,8-26,6
+ Linoleate - 45,8-47,8 11,0-11,5 18,0-18,5 21,4-22,2
+ Glucose & linoleate 11,6-12,2 43,0-44,0 11,7-12,3 13,0-13,6 18,9-19,7
Tableau 18 : Composition des acides gras totaux chez Spirulina platensis PCC 8005 cultivée dans le milieu Zarrouk supplémenté en linoleate (35,7 μM/1) ou en glucose (2,5 g/1) & linoleate (35,7 μM/1) à 30°C
Conditions de culture Acides gras totaux (%) ΣC16/ ΣC18
C16:0 C16:l C18:0 C18:l C18:2 γC18:3
- Sans supplémentation 51,2 3,6 0,7 . 5,9 18,2 20,4 54,8/45,2
+ Linoleate 29,7 1,2 1,3 3,5 28,3 36,0 30,9/69,1
+ Glucose & linoleate 30,2 1,0 1,2 4,8 27,0 35,8 31,2/68,8
REFERENCES
1. ANUSUYA DEVI M. et VENKATARAMAN L.V., 1983b. Supplementary values of the proteins of the blue green alga Spirulina platensis to rice and wheat proteins. Nutr. Rep. Intem. 28, 1029-1935.
2. BUCAILLE P., 1990. Intérêt et efficacité de l'algue Spirulina dans l'alimentation des enfants présentant une malnutrition protéino-énergétique en milieu tropical. Thèse de doctorat d'état en Médecine générale, Université de Toulouse.
3. QUIDSIA AKHTER S., 1991. A study on recovery from malnutrition and anaemia using Spirulina. Paper presented at the lst seminar on "Use of Algae. A means to combat malnutrition." held at CESTI, Dhaka, on November 3rd, 1991.
4. NGUYEN Lan Dinh, 1995. "Evaluation du projet de lutte contre la malnutrition infantile" menée par le Centre de nutrition infantile de Hochiminh ville grâce à l'assistance du CESVI. Communication from Vietnam. 5. NGUYEN Lan Dinh, 1995. Steps of developing and researching Spirulina at Child nutrition center. Paper presented at the seminar on "Utilisation de l'algue spiruline en nutrition et en thérapeutique", held at Hochiminh city, Vietnam, on April 12th, 1995.
6. PHAM QUOC Kiet et PASCAUD Marc, 1996. Effects of dietary γ-linolenic acid on the tissue phospholipid fatty acid composition and the synthesis of eicosanoids in rats. Ann. Nutr. Metab. 40, 99-108.
7. GUSTAFSON K.R., CARDELLINA J.H., FULLER H.R.W., WEISLOW O.S., REBECCA F.K., SNADER K.M., PATTERSON G.M.L. et BOYD M.R., 1989. AIDS-antiviral sulfolipids from cyanobacteria (Blue-green algae). J. Nat. Cancer Inst., MD, Vol. 81, 16, 1254-1258.
8. BUSSON F., 1970. "Spirulina platensis (Gom.) Geitler et Spirulina Geitleri J. de Toni. Cyanophycées alimentaires". Service de santé, Parc du Pharo, 13 Marseille 7ème, 159p.
9. SOSA TEXCOCO, 1987. Communication from Sosa Texcoco, Mexique. 10. SCHREURS .H.P., 1987. Results of analysis of samples of Spirulina from Burma. TNO-CIVO Institutes, Netherlands. 11. CYANOTECH, 1990. Communication from Cyanotech, Hawaï, USA.
12. VONSHAK A. et RICHMOND A., 1988. Mass production of the blue-green alga Spirulina: an overview. Biomass 15, 233-247.
13. CORNET J.F., 1989. Etude cinétique et énergétique d'un photobioréacteur. Thèse de doctorat de l'université de Paris-Sud, Orsay, France.
14. COHEN Z. et HEIMER Y.M.,1990, Production of polyunsaturated fatty acids (EPA, ARA, and GLA) by the microalgae Porphyridium and Spirulina. In Microalgal Biotechnology, Cambridge University Press, 243-273.

Claims

REVENDICATIONS
1. Procédé de culture mixotrophique de spirulines pour la production d'une biomasse riche en acides gras polyinsaturés ω 6, en particulier en acide γ-linolénique, et/ou en sulfolipides, caractérisé en ce que ladite production comprend au moins une étape de culture des spirulines en présence de linoleate d'ammonium à une concentration comprise entre 30 et 90μM/l, de préférence de 35 à 75 μM/1 de milieu.
2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'étape de culture des spirulines en présence de linoleate d'ammonium est effectuée à une température comprise entre 20 et 35°C et sous un éclairement compris entre 50 et 125 E/m2/s, de préférence entre 75 et 100 E/m2/s.
3. Procédé selon l'une des revendications 1 ou 2, caractérisé en ce que le linéolate d'ammonium est ajouté au milieu de culture durant la phase de croissance exponentielle, de préférence au milieu de cette phase.
4. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3 pour la production d'une biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique, caractérisé en ce que la température est comprise entre environ 24°C et 35°C, avantageusement environ 30°C et l'éclairement est compris entre 75 et 125μE/m /s, avantageusement entre 75 et l00μE/m2/s.
5. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 3 pour la production d'une biomasse de spirulines riche en sulfolipides, caractérisé en ce que la température est de préférence comprise entre environ 20 et 25°C, et l'éclairement est compris entre 100 et 125μE/m2/s.
6. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce qu'on ajoute du glucose au milieu de culture, de préférence pendant la phase de croissance exponentielle, à une concentration de l'ordre de 2 à 5 g/1, de préférence de 2,5 à 3 g/1.
7. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce que la supplémentation en glucose est effectuée à une température d'environ 30°C, sous éclairement d'environ 50-100 μ m2/s.
8. Procédé selon l'une des revendications 2 à 7, caractérisé en ce que l'éclairement est effectué selon un cycle alterné par 24 h d'environ 8-12 h de lumière blanche et 16 à 12 h dans l'obscurité, de préférence 12 h de lumière blanche et 12 h dans l'obscurité.
9. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 8, caractérisé en ce que la biomasse de spirulines est produite en bassin ou en photobioréacteur stérile.
10. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 9, pour la production en masse d'une biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique et/ou en sulfolipides caractérisé en ce que les conditions de culture comprennent les conditions suivantes :
- faire barboter 60 à 80 1 d'air enrichi à 1 % COJ I de milieu/h dans les précultures ;
- maintenir le pH pendant la croissance du milieu de culture entre 8,5 et 10,5, de préférence de 9 à 10 ;
- maintenir les concentrations en ions bicarbonate, phosphate et nitrate, adaptées aux besoins de la souche de spiruline au cours de la croissance, - maintenir la température de culture à 30°C en assurant un éclairement de
100 à 125μE/m2/s à raison d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité par 24 h pendant la croissance, de préférence à raison d'environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité, puis abaisser l'éclairement à 75 à 100μE/m2/s pendant la dernière phase de la production de biomasse.
11. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 10, pour la production en bassin de biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique, caractérisé en ce que la production de ladite biomasse comprend une étape de supplémentation en linoleate sous éclairement de 75 à lOOμE/m /s, selon un cycle d'éclairement alterné par 24 h d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité, de préférence à raison d'environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité, en maintenant la température à environ 30°C et en abaissant si nécessaire le barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 à un débit de 30-40 1 / 1 de culture / h pendant 24 h après ladite supplémentation.
12. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 11 pour la production en photobioréacteur stérile de biomasse de spirulines riche en acide γ- Iinolénique, caractérisé en ce que, après l'incorporation de linoleate d'ammonium, la culture est réalisée dans les conditions suivantes : a) température de 28°C à 32°C, de préférence environ 30°C ; b) éclairement de 75 à 100 E/m2/s selon un cycle d'éclairement alterné par 24 h de 8 à 12 h de lumière blanche / 16 à 12 h dans l'obscurité, de préférence à raison d'environ 12 h de lumière blanche et environ 12 h dans l'obscurité, pendant 72 à 96 h ; c) barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 avec un débit de 20 à 30 1/1 de culture / h pendant 24 h après la supplémentation en linoleate d'ammonium.
13. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 10, pour la production en bassin de biomasse de spirulines riche en sulfolipides caractérisé en ce que la production de ladite biomasse comprend une étape de supplémentation de linoleate d'ammonium, sous éclairement de 75 à 100μE/m2/s à environ 30°C pendant 48 h, puis de 100 à 125μE/m2/s à environ 24°C pendant 48 à 72 h selon un cycle d'éclairement alterné d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité par 24 h, enfin, de 100 à 125 μBI Vs à environ 20-22°C pendant 72 à 96 h selon un cycle d'éclairement alterné d'environ 8-12 h de lumière blanche et environ 16-12 h dans l'obscurité, éventuellement avec un barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 à un débit de 25 1 / 1 de culture / h pendant 24-48 h après la supplémentation en linoleate d'ammonium, puis de 40-60 1 / 1 de culture / h pendant 48 à 96 h.
14. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 10 pour la production en photobioréacteur stérile de biomasse de spirulines riche en sulfolipides, caractérisé en ce que la production de ladite biomasse comprend une étape de supplémentation de linoleate d'ammonium, sous éclairement de 75 à 100 E/m2/s à environ 30°C pendant 48 h, puis de 100 à 125μE/m2/s à environ 24°C pendant 48 à 72 h selon un cycle d'éclairement alterné d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité par 24 h, enfin, de 100 à 125μE/m2/s à environ 20- 22°C pendant 72 à 96 h selon un cycle d'éclairement alterné d'environ 8 à 12 h de lumière blanche et environ 16 à 12 h dans l'obscurité, éventuellement avec un barbotage d'air enrichi à 1 % de CO2 à un débit de 25 1 / l de culture / h pendant 24-48 h après la supplémentation en linoleate d'ammonium, puis de 40-60 1 / 1 de culture / h pendant 48 à 96 h.
15. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 14, caractérisé en ce que la souche utilisée est choisie parmi Spirulina platensis, Spirulina maxima, Spirulina crater et Spirulina texcoco.
16. Biomasse de spirulines riche en acide γ-linolénique, caractérisée en ce que la proportion d'acide γ-linolénique dans la biomasse par rapport aux acides gras totaux est d'au moins environ 25 % et la teneur en lipides totaux dans la biomasse est augmentée.
17. Biomasse de spirulines riche en sulfolipides caractérisée en ce que la proportion desdits sulfolipides par rapport aux lipides totaux est d'au moins environ 35 %.
18. Biomasse de spirulines riche en sulfolipides selon la revendication 17, caractérisée en ce que la teneur en lipides totaux dans la biomasse est augmentée.
19. Milieu de culture pour la culture mixotrophique de spirulines, ayant l'une des compositions suivantes :
ZK (1) ZK (2)
NaHCO3 8,4 g NaHCO3 8,4 g
NaCl 5,0 g NaCl 4,5 g
K2HPO4 0,2 g K2HPO4 0,2 g
MgSO4, 7H2O 0,2 g NaNO3 3,0 g
KNO3 2,5 g MgSO4, 7H2O 0,2 g
FeSO4 0,01 g FeSO4 0,01 g ou FeSO4, 7H2O 0,018 g H2O 1 litre
H2O 1 litre
ZK (3) ZK (4)
NaHCO3 8,4 g NaHCO3 8,4 g
NaCl 5,5 g NaCl 5,5 g
K2HPO4 0,3 g (NH2)2CO ou (NH4)2SO4 0,1 g
MgSO4, 7H2O 0,2 g NH4H2PO4 0,1 g
(NH2)2CO ou (NH4)2SO4 0,2 g I^SO, 0,2 g
FeSO4 0,01 g MgSO4, 7H2O 0,2 g
H2O 1 litre FeSO4 0,01 g
H2O 1 litre
PCT/FR1998/001977 1997-09-19 1998-09-16 PROCEDE DE CULTURE MIXOTROPHIQUE DE SPIRULINES POUR LA PRODUCTION D'UNE BIOMASSE RICHE EN ACIDES GRAS POLYINSATURES φ6 ET/OU EN SULFOLIPIDES WO1999015688A1 (fr)

Priority Applications (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
AU91686/98A AU9168698A (en) 1997-09-19 1998-09-16 Method for mixotrophic culture of spirulinas for producing biomass rich in omega6 polyunsaturated fatty acids and/or in sulpholipids
IL12979198A IL129791A (en) 1997-09-19 1998-09-16 Method for Mixotropic Processing of Spirulina to Create Biomass Rich in Fatty Acids - 6W with Multiple Saturations or Solulipids

Applications Claiming Priority (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
FR97/11678 1997-09-19
FR9711678A FR2768744B1 (fr) 1997-09-19 1997-09-19 Procede de culture mixotrophique de spirulines pour la production d'une biomasse riche en acides gras polyinsatures omega 6 et/ou en sulfolipides

Publications (1)

Publication Number Publication Date
WO1999015688A1 true WO1999015688A1 (fr) 1999-04-01

Family

ID=9511259

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PCT/FR1998/001977 WO1999015688A1 (fr) 1997-09-19 1998-09-16 PROCEDE DE CULTURE MIXOTROPHIQUE DE SPIRULINES POUR LA PRODUCTION D'UNE BIOMASSE RICHE EN ACIDES GRAS POLYINSATURES φ6 ET/OU EN SULFOLIPIDES

Country Status (5)

Country Link
US (1) US20030017558A1 (fr)
AU (1) AU9168698A (fr)
FR (1) FR2768744B1 (fr)
IL (1) IL129791A (fr)
WO (1) WO1999015688A1 (fr)

Cited By (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
GB2358631A (en) * 1999-12-18 2001-08-01 Natural Asa Improvements in or relating to conjugated fatty acids and related compounds
EP1386969A1 (fr) * 2002-08-02 2004-02-04 Laboratoires Goemar S.A. Procédé de préparation d'acides gras polyinsaturés libres et leurs métabolites d'oxydation
CN100404662C (zh) * 2002-05-29 2008-07-23 彭阔基 提取自螺旋藻的新的抗逆转录病毒的硫脂、其制备方法,含有其的组合物及其作为hiv病毒逆转录酶抑制物的用途
EP1964481A1 (fr) 2007-02-14 2008-09-03 Philippe Alleon Complément alimentaire comprenant de la spiruline et un produit à base de plante du genre Aloe, et son utilisation cosmétique
CN113969240A (zh) * 2021-12-15 2022-01-25 海南大学 一种耐高光的螺旋藻及其应用

Families Citing this family (13)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
FR2867475B1 (fr) * 2004-06-10 2006-09-22 Quoc Kiet Pham Nouveaux sulfolipides antiretroviraux extraits de spirulines, leur procede d'obtention, les compositions les contenant et leur utilisation comme inhibiteurs de la transcriptase inverse des virus vih
WO2006018668A1 (fr) * 2004-08-13 2006-02-23 Council Of Scientific And Industrial Research Procede economique et efficace de production en masse de spiruline
CA2627187C (fr) * 2004-11-03 2015-12-08 Biovite Australia Pty Ltd Compositions a base d'arthrospira et utilisations de celles-ci
US8809037B2 (en) 2008-10-24 2014-08-19 Bioprocessh20 Llc Systems, apparatuses and methods for treating wastewater
MX2012001126A (es) * 2009-07-28 2012-04-20 Joule Unltd Technologies Inc Fotobiorreactores, sistemas de captacion de energia solar, y metodos de regulacion termica.
EP2468878A1 (fr) * 2010-12-21 2012-06-27 Sanbo International Establishment Procédé pour augmenter la teneur en CoQ10 et CoQH2 dans des micro-organismes phototrophes
WO2013002163A1 (fr) * 2011-06-27 2013-01-03 三井金属鉱業株式会社 Matière active d'électrode négative destinée à des batteries rechargeables à électrolyte non aqueux
WO2013075116A2 (fr) 2011-11-17 2013-05-23 Heliae Development, Llc Compositions riches en oméga 7 et procédés d'isolement d'acides gras oméga 7
WO2014074772A1 (fr) 2012-11-09 2014-05-15 Heliae Development, Llc Procédés et systèmes de combinaisons de mixotrophes, phototrophes et hétérotrophes
WO2014074770A2 (fr) 2012-11-09 2014-05-15 Heliae Development, Llc Procédés à mixotrophie équilibrée
FR3085171B1 (fr) * 2018-08-23 2022-03-25 Energaia Pte Ltd Methode de prolongation de la duree de conservation de la biomasse de microalgue
FR3101522A1 (fr) * 2019-10-04 2021-04-09 La Belle Ondulée Procédé de transformation d’une biomasse concentrée en vue d’obtenir une préparation alimentaire.
JP2022157460A (ja) * 2021-03-31 2022-10-14 本田技研工業株式会社 培養方法及び培養装置

Citations (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
FR1458061A (fr) * 1963-08-16 1966-03-04 Inst Francais Du Petrole Procédé de culture d'algues en milieu synthétique

Patent Citations (2)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
FR1458061A (fr) * 1963-08-16 1966-03-04 Inst Francais Du Petrole Procédé de culture d'algues en milieu synthétique
FR1496066A (fr) * 1963-08-16 1967-09-29 Inst Francais Du Petrole Procédé biologique de régénération de l'air

Non-Patent Citations (9)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
F. CHEN ET AL: "High cell density mixotrophic culture of Spirulina platensis on glucose for phycocyanin production using a fed-batch system", ENZYME AND MICROBIAL TEHNOLOGY, vol. 20, no. 3, 15 February 1997 (1997-02-15), pages 221 - 224, XP002065950 *
F. MARQUEZ ET AL: "Growth characteristics of Spirulina platensis in mixotrophic and heterotrophic conditions", JOURNAL OF FERMENTATION AND BIOENGINEERING, vol. 76, no. 5, 1993, pages 408 - 410, XP002065949 *
FRIDOR FUNTEU ET AL: "Effects of environmental factors on the lipid metabolism in Spirulina platensis", PLANT PHYSIOLOGY AND BIOCHEMISTRY, vol. 35, no. 1, 1997, pages 63 - 71, XP002055242 *
KIET PHAM QUOC ET AL: "Comparative effects of exogenous fatty acid supplementations on the lipids from the cyanobacterium Spirulina platensis", PLANT PHYSIOLOGY BIOCHEMISTRY, vol. 32, no. 4, 1994, pages 501 - 509, XP002055202 *
KIET PHAM QUOC ET AL: "Effect of growth temperature on the biosynthesis of eukaryotic lipid molecular species by the cyanobacterium Spirulina platensis", BIOCHIMICA BIOPHYSICA ACTA, vol. 1346, no. 3, 23 June 1997 (1997-06-23), pages 237 - 246, XP002055201 *
M. HIRANO ET AL: "Gamma-linolenic acid production by microalgae", APPLIED BIOCHEMISTRY AND BIOTECHNOLOGY, vol. 24/25, 1990, pages 183 - 191, XP002055204 *
M. TANTICHAROEN ET AL: "Optimization of gamma-linolenic acid (GLA) production in Spirulina platensis", JOURNAL OF APPLIED PHYCOLOGY, vol. 6, 1994, pages 295 - 300, XP002055203 *
Z. COHEN ET AL: "Fatty acid composition of Spirulina strains grown under various environmental conditions", PHYTOCHEMISTRY, vol. 26, no. 8, 1987, pages 2255 - 2258, XP002055205 *
ZHANG YIMING ET AL: "Effects of light intensity and glucose concentration on the growth of spirulina platensis", JOURNAL OF SOUTH CHINA UNIVERSITY, vol. 24, no. 2, February 1996 (1996-02-01), pages 141 - 145, XP002065948 *

Cited By (9)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
GB2358631A (en) * 1999-12-18 2001-08-01 Natural Asa Improvements in or relating to conjugated fatty acids and related compounds
GB2358631B (en) * 1999-12-18 2002-11-06 Natural Asa Improvements in or relating to conjugated fatty acids and related compounds
CN100404662C (zh) * 2002-05-29 2008-07-23 彭阔基 提取自螺旋藻的新的抗逆转录病毒的硫脂、其制备方法,含有其的组合物及其作为hiv病毒逆转录酶抑制物的用途
EP1386969A1 (fr) * 2002-08-02 2004-02-04 Laboratoires Goemar S.A. Procédé de préparation d'acides gras polyinsaturés libres et leurs métabolites d'oxydation
FR2843124A1 (fr) * 2002-08-02 2004-02-06 Goemar Lab Sa Procede de preparation d'acides gras polyinsatures libres et de leurs metabolites d'oxydation
US7041485B2 (en) 2002-08-02 2006-05-09 Laboratoires Goemer S.A. Method for preparing free polyunsaturated fatty acids and their oxidation metabolites
EP1964481A1 (fr) 2007-02-14 2008-09-03 Philippe Alleon Complément alimentaire comprenant de la spiruline et un produit à base de plante du genre Aloe, et son utilisation cosmétique
CN113969240A (zh) * 2021-12-15 2022-01-25 海南大学 一种耐高光的螺旋藻及其应用
CN113969240B (zh) * 2021-12-15 2024-01-26 海南大学 一种耐高光的螺旋藻及其应用

Also Published As

Publication number Publication date
AU9168698A (en) 1999-04-12
FR2768744B1 (fr) 2000-10-13
IL129791A (en) 2002-12-01
FR2768744A1 (fr) 1999-03-26
US20030017558A1 (en) 2003-01-23
IL129791A0 (en) 2000-02-29

Similar Documents

Publication Publication Date Title
WO1999015688A1 (fr) PROCEDE DE CULTURE MIXOTROPHIQUE DE SPIRULINES POUR LA PRODUCTION D'UNE BIOMASSE RICHE EN ACIDES GRAS POLYINSATURES φ6 ET/OU EN SULFOLIPIDES
US8603488B2 (en) Photoautotrophic growth of microalgae for omega-3 fatty acid production
Lebeau et al. Diatom cultivation and biotechnologically relevant products. Part II: Current and putative products
JP3957196B2 (ja) ドコサヘキサエン酸およびドコサヘキサエン酸を含む化合物
EP3019593B1 (fr) Procede de culture cellulaire decouple
EP3019592B1 (fr) Nouvelle souche de aurantiochytrium et procédé utilisant celle-ci
EP2825631B1 (fr) Production d'acide docosahexaénoïque et d'astaxanthine en mode mixotrophe par schizochytrium.
EP2825629B1 (fr) Production d'acide docosahexaenoique et/ou d'acide eicosapentaenoique et/ou de carotenoides en mode mixotrophe par nitzschia
EP2559342B1 (fr) Procédé d'amélioration de la valeur nutritive d'huîtres, par stabulation en présence de microalgues
US20220372430A1 (en) Protists enriched with lipids rich in polyunsaturated fatty acids
EP2844734B1 (fr) Production de lutéine en mode mixotrophe par scenedesmus
EP2723876A1 (fr) Nouvelles souches de microalgues du genre isochrysis pour la production d'epa et de dha en mode mixotrophe
FR2626890A1 (fr) Procede de preparation d'algues ayant un effet biologique ameliore
CA2145526A1 (fr) Procede de preparation, par voie enzymatique, d'aromes, notamment des ionones et des aldehydes en c6 a c10
EP2836586A1 (fr) Production d'acide eicosapentaenoique et/ou d'acide docosahexaenoique en mode mixotrophe par cyclotella
FR2837833A1 (fr) Procede de culture en masse, de la diatomee "haslea ostrearia simonsen" et utilisation des cultures obtenues par le procede
FR3019466A1 (fr) Microalgue enrichie en silicium sous une forme soluble dans l'eau
CH537456A (fr) Procédé de fabrication de zéaxanthine

Legal Events

Date Code Title Description
AK Designated states

Kind code of ref document: A1

Designated state(s): AL AM AT AU AZ BA BB BG BR BY CA CH CN CU CZ DE DK EE ES FI GB GE GH GM HR HU ID IL IS JP KE KG KP KR KZ LC LK LR LS LT LU LV MD MG MK MN MW MX NO NZ PL PT RO RU SD SE SG SI SK SL TJ TM TR TT UA UG US UZ VN YU ZW

AL Designated countries for regional patents

Kind code of ref document: A1

Designated state(s): GH GM KE LS MW SD SZ UG ZW AM AZ BY KG KZ MD RU TJ TM AT BE CH CY DE DK ES FI FR GB GR IE IT LU MC NL PT SE BF BJ CF CG CI CM GA GN GW ML MR NE SN TD TG

WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 09284961

Country of ref document: US

121 Ep: the epo has been informed by wipo that ep was designated in this application
REG Reference to national code

Ref country code: DE

Ref legal event code: 8642

NENP Non-entry into the national phase

Ref country code: CA

122 Ep: pct application non-entry in european phase