UA146819U - Спосіб довготривалого культивування гемопоетичних стовбурових клітин - Google Patents

Abstract

Спосіб довготривалого культивування гемопоетичних стовбурових клітин із використанням дифузійних камер, у порожнину яких вносять досліджувані клітини, що включає етапи виготовлення герметичних камер шляхом їх виштамповування з поліакриламідного гелю внаслідок його полімеризації, введення у порожнину камер клітинного матеріалу, наступне культивування клітин шляхом розміщення герметичних камер у відповідному повному живильному середовища in vitro або in vivo, вилучення камер у визначений термін із відповідного живильного середовища та дослідження культивованих клітин безпосередньо в камерах під інвертованим мікроскопом, або вилучення клітин з камери, їх фіксацію на предметних скельцях, забарвлення і вивчення під світловим мікроскопом. На етапі виготовлення камер створюють загальну двошарову гелеву пластину для декількох камер, сформовану накладенням пласкої гелевої пластини на гелеву пластину з лунками, та герметизують утворені внутрішні порожнини завдяки остаточній полімеризації компонентів гелю, отриману герметичну двошарову пластину відмивають від токсичних залишків складових гелю у фізіологічному розчині протягом доби, із 3-4-разовою зміною фізіологічного розчину, виштамповують з неї камери, які надалі зберігають у 40 % розчині етилового спирту, а за добу до початку культивування клітин камери переміщують із спиртового розчину у фізіологічний розчин 0,9 % NaCl, після чого у внутрішню порожнину камери вводять суспензії досліджуваних клітин у живильному середовищі за допомогою шприца через прокол її стінки та герметизують місце проколу шляхом введення через ту саму голку напіврідкого агару під час повільного виведення шприца із місця проколу

Description

Корисна модель належить до клітинної біології, біотехнології, токсикології та регенеративної медицини, пов'язана з підтримкою в умовах, найбільш наближених до природних, проліферації і диференціювання гемопоетичних клітин іп міїго та іп мімо, і може бути задіяна у гематологічних і імунологічних дослідженнях. Заявлене вирішення може бути використане для вирощування тканин ії формування потенційного трансплантату та оцінки його якості.

Основна мета реалізації клітинних технологій полягає у створенні поза організмом оптимальних умов, в яких могли би розвиватися, проліферувати і диференціюватися будь-які клітини до кількості, необхідної для майбутньої трансплантації пацієнту. При пошуках умов, найбільш наближених до фізіологічних, першочергова роль віддається способу, завдяки якому досягається експансія життєздатних, функціонально направлених у необхідне русло клітин.

Стовбурові клітини і серед них найбільш перспективні - гемопоетичні стовбурові клітини є привабливим об'єктом для накопичення клітин і вивчення клітинних взаємодій.

Загально відомим способом виявлення стовбурових клітин є спосіб розміщення клітинного матеріалу у скляних або пластикових чашках Петрі, заповнених живильним середовищем з напівпроникним фільтром, з наступним культивуванням іп міїго (11.

Одним із суттєвих недоліків способу є неможливість створення у чашках Петрі, флаконах, культуральних матрацах, планшетах тощо умов, найбільш приближених до природних, хоча на сьогодні запропоновано безліч живильних середовищ, добавок, ростових факторів, цитокінів та їх комбінацій для підтримки клітинної культури іп міїго. Але, на жаль, ще досі не існує способу, який би повністю імітував фізіологічні умови для живої клітини, оптимальні для її життєзабезпечення.

В останні роки з'явилися роботи, в яких причину згасання гемопоезу в культурі дослідники пов'язують з особливим характером жорсткості основи, яка формує мікрооточення. Підбір співвідношень компонентів гелів такої жорсткості, яка б дозволяла в експерименті отримати довготривалий гемопоез з накопиченням стовбурових клітин і клітин-попередників в культурі, є задачею сьогодення.

Вибір оптимальної за своїми характеристиками основи визначеної жорсткості для клітинної експансії залишається основним завданням при розробці біоїінженерних структур.

Наразі використовують як покриття полістиролових чи скляних чашок Петрі як природні, так і

Зо синтетичні матеріали з колагену, альгінату, хітозану, желатину, гідроксилапатиту, полімолочної та полігліколевої кислот тощо |2).

До тепер в експериментальній медицині, пластичній, естетичній і реконструктивній хірургії широко використовують різні марки біологічно сумісного гідрофільного поліакриламідного гелю (САкваліфт»-Україна, "Інтерфал»- Україна, "Фармакрил»-Росія, "Ата?іпде!" - Китай та інші).

Відомий спосіб культивування стовбурових клітин, що полягає у культивуванні стовбурових клітин на м'якому субстраті (поліакриламідному гелі різної консистенції) у присутності відповідного повного живильного середовища іп міїко (ЗІ.

Авторам вдалося отримати довготривалу підтримку в культурі проліферації ембріональних стовбурових клітин миші і довести, що причина довготривалої проліферації клітин криється у ступені жорсткості субстрату, на якому культивуються клітини ембріона.

Визначення модуля Юнга (ступеня жорсткості субстрату у кілопаскалях (КРа) засвідчило, що згасання проліферації при жорсткості 8 КРа (жорсткість гелю відповідає жорсткості пластика) відбувається на другу добу, а при 3.5 КРа - на третю добу. При культивуванні на субстраті з жорсткістю 0.6 КРа згасання проліферації не спостерігається навіть при вилученні фактора, який традиційно підтримує проліферацію стовбурових клітин в культурі (ГІЕ-лейкеміє- інгібіторний фактор).

Наявність маркерів проліферації і відсутність маркерів диференціювання на клітинах впродовж п'яти днів при культивуванні на м'якій гелевій основі свідчать про збереження проліферації у культурі ембріональних стовбурових клітин, тобто про експансію, накопичення клітинних елементів.

Відомий також спосіб виявлення стовбурових клітин шляхом розміщення клітинного матеріалу у камері, заповненій живильним середовищем з напівпроникним фільтром, яка з'єднана з ємністю, що містить живильне середовище, через насос, що забезпечує рівномірний односпрямований рух середовища через фільтр зі швидкістю 2,1-2,4 ммз/хв. Систему для культивування попередньо заповнюють відповідним живильним середовищем. Для дослідження були вибрані мононуклеари периферійної крові, що мають функціональну поліпотентність.

Мононуклеари периферійної крові здорових донорів-добровольців виділяли за допомогою градієнта фіколверографін.

Отримані методом фракціонування клітини доводили живильним середовищем до кінцевої бо концентрації З3х105 мононуклеарів / мл.

Клітинний матеріал вводили в камеру за допомогою шприца через клапанний отвір у бічній частині (4).

Таким чином, культивування проходить в умовах спрямованого руху живильного середовища при 37 "С протягом 24, 48 і 72 годин. Після закінчення експерименту фільтр вилучають з системи, клітинний матеріал фіксують і досліджують за допомогою цитологічних і цитохімічних методів.

Такий спосіб призводить до накопичення дещо більшої клітинної маси. Проте, маючи вагомі переваги у порівнянні зі способом культивування у чашках Петрі, цей спосіб не дозволяє отримати гемопоез в культурі, який би став могутнім продуцентом гемопоетичних клітин всіх стадій диференціювання, необхідних для трансплантації.

У культурі, згідно з цим способом, перші паростки гемопоетичних клітин з'являються протягом першої доби у вигляді макрофагів і лімфоцитів, а далі йде формування фібробластоподібних клітин, що доводиться цитохімічними методами дослідження. Недоліком способу є культивування на жорсткому ригідному субстраті, яким є скло і пластик (жорсткість 8КРа), який у кінцевому результаті призводить до згасання гемопоезу і підтримки фібробластоподібних структур.

Найбільш близьким до заявленого вирішення (його аналогом) є спосіб культивування клітин із використанням дифузійних камер, у порожнину яких вносять досліджувані клітини (51.

Дифузійні герметичні камери виготовляють шляхом полімеризації робочого розчину (суміші компонентів поліакриламідного гелю), який заливається у простір між двома паралельними пластинами з оргскла, верхня з яких має виступи для утворення порожнин у нижній пластині.

Полімеризують суміш до утворення гелю і знімають верхню пластину.

Вносять в утворені порожнини суспензію досліджуваних клітин, вкривають їх круглими кришками з поліакриламідного гелю дещо більшого діаметра, ніж діаметр порожнини.

Герметизують камери шляхом накладання зверху листового матеріалу з оргскла з зазором між ним і кришкою. Після чого заливають робочий розчин і полімеризують до утворення гелю, знімають листовий матеріал і виштамповують камери з подальшим їх відмиванням від залишків складових гелю, що не прореагували, фізіологічним розчином натрію хлориду.

Надалі камери імплантують в організм тварини при культивуванні іп мімо, або занурюють в

Зо живильне середовище при культивуванні іп міо. У визначений термін вилучають камери з відповідного живильного середовища та досліджують культивовані клітини безпосередньо в камерах під інвертованим мікроскопом.

Такий спосіб дійсно забезпечує накопичення клітинних елементів в камерах, завдяки культивуванню на м'якій гелевій основі.

При цьому камери з поліакриламідного гелю характеризуються оптичною прозорістю, що дозволяє проводити спостереження досліджуваних клітин при світловій мікроскопії у динаміці їх росту і розмноження, що значно спрощує процес дослідження.

Але головним суттєвим недоліком аналога є те, що, попри усі перелічені переваги способу культивування клітин у гелевих камерах, що сприяє їх активному росту і розмноженню, стовбурові клітини і клітини-попередники з них не підтримуються і, відповідно, тривале кровотворення не досягається.

На переконання Автора заявленого вирішення, це спричинено процедурними недоліками відомого способу (аналога) культивування, які безпосередньо пов'язані із зазначеною у ньому послідовністю етапів підготовки камер та внесенням суспензії досліджуваних клітин.

А саме, суспензія досліджуваних клітин вноситься у напівготові камери (у виїмки гелевої пластини) ще до їх герметизації робочим розчином шляхом його остаточної полімеризації до утворення гелю.

Тобто, живі клітини певний час перебувають в невідмитому гелі аж поки не виштамповують камеру і не відмиють її в фізіологічному розчині протягом доби. Стикаючись довгий час з токсичними залишками непрореагованих складових гелю (а вони завжди залишаються), а потім замість СО» інкубатора та живильного середовища з добавками, опинившись в фізіологічному розчині, вони втрачають частково життєздатність.

І, як наслідок, за їх розвитком можна спостерігати, але їх зіткнення з токсичними речовинами протягом усього часу формування камер негативно впливає на функціонування гемопоетичних клітин.

Задачею корисної моделі, що заявляється, є удосконалення способу культивування клітин у гелевих камерах шляхом забезпечення оптимальних фізіологічних умов для культивування гемопоетичних стовбурових клітин та їх проліферації і диференціювання протягом довготривалого періоду культивування завдяки виключенню контакту культивованих клітин із 60 токсичними компонентами гелю.

Поставлена задача вирішується тим, що заявлений спосіб довготривалого культивування гемопоетичних стовбурових клітин із використанням дифузійних камер, у порожнину яких вносять досліджувані клітини, включає етапи виготовлення герметичних камер шляхом їх виштамповування з поліакриламідного гелю внаслідок його полімеризації, введення у порожнину камер клітинного матеріалу, наступне культивуванням клітин шляхом розміщення герметичних камер у відповідному повному живильному середовищі іп міто або іп мімо, вилучення камер у визначений термін із відповідного живильного середовища та дослідження культивованих клітин безпосередньо в камерах під інвертованим мікроскопом, або вилучення клітин з камери, їх фіксацію на предметних скельцях, забарвлення і вивчення під світловим мікроскопом.

Новим, згідно з заявленим способом, є те, що на етапі виготовлення камер створюють загальну двошарову гелеву пластину для декількох камер, сформовану накладенням пласкої гелевої пластини на гелеву пластину з лунками, та герметизують утворені внутрішні порожнини завдяки остаточній полімеризації компонентів гелю.

Гелеві пластини для формування двошарової пластини створюють накладенням двох жорстких кришок, пласкої та кришки з виступами, відповідно на два шари необхідних товщин суміші компонентів гелю.

Отриману герметичну двошарову пластину відмивають від токсичних залишків складових гелю у фізіологічному розчині протягом доби із 3-4-разовою зміною фізіологічного розчину.

Після чого виштамповують та дезінфікують камери, і надалі зберігають їх у 40 95 розчині етилового спирту.

А за добу до початку культивування клітин камери переміщують із спиртового розчину у фізіологічний розчин 0,9 95 Масі.

Після чого у внутрішню порожнину камери вводять суспензії досліджуваних клітин у живильному середовищі за допомогою шприца через прокол її стінки та герметизують місце проколу шляхом введення через ту саму голку напіврідкого агару під час повільного виведення шприца із місця проколу.

Як фізіологічний розчин для відмивання отриманих гелевих камер використовують розчин натрію хлориду або фосфатно-буферний розчин (РВ5) у співвідношенні 1:10.

Зо Як живильне середовище іп мімо використовують організм лабораторної тварини, у який імплантують герметичну гелеву камеру, заповнену суспензією досліджуваних клітин.

Як живильне середовище іп мйго використовують повне живильне середовище, склад якого відповідає меті експерименту, у яке занурюють герметичну гелеву камеру, заповнену суспензією досліджуваних клітин.

Таким чином, згідно з заявленим способом культивування клітин, у порівнянні із відомим способом (аналогом), внесені зміни на етапі формування дифузійних камер, що дозволило отримати цілісні стерильні герметичні камери, забезпечити довготривале їх зберігання та використання у необхідних кількостях в залежності від мети дослідження.

Заявлене вирішення передбачає введення суспензії клітин саме у заздалегідь цілком сформовану стерильну герметичну камеру, що виключає їх контакт із складовими майбутнього гелю, які є до полімеризації токсичними. Завдяки чому клітини довготривало не втрачають життєздатність.

Новий підхід призводить до появи нових можливостей - спостерігається унікальне явище, коли поза організмом, завдяки створеним для клітин оптимальним комфортним умовам (організм миші, м'які прозорі нетоксичні камери, жорсткість яких строго регулюється дотриманням рецептури майбутнього гелю), тривало підтримується кровотворення (гемопоез) протягом довгого часу (1,5...4,5 місяця), що забезпечує накопичення стовбурових клітин.

Окрім цього, також з'ясувалося, що згідно з заявленим способом, завдяки створеним для клітин оптимальним комфортним умовам (напевно відповідним натуральному перебуванню клітин в організмі або на етапах ембріонального розвитку), в камерах підтримується зростання стовбурових клітин, які неможливо побачити (їх морфологія невідома), але результат їх дії, тобто функція, виявляється в тому, що при тривалому культивуванні кісткового мозку (де спочатку знаходяться "сплячі" стовбурні клітини) в камерах відбувається кровотворення (гемопоез).

Приклади виконання заявленого способу.

Згідно з заявленим способом, на етапі формування дифузійних камер суміш компонентів поліакриламідного гелю занурюють у виготовлені заздалегідь кювети з оргскла, які мають два прямокутні сектори однакового розміру. Суміш у кожній кюветі вкривають кришками, одна з яких - пласка, а інша має кругові виступи по усій поверхні. бо Після полімеризації гелю кришки видаляють, а у кюветах залишаються гелеві пластини,

одна з яких з лунками, а інша пласка.

Отримані пластини негайно накладають одна на одну, та витримують їх з'єднаними до повної полімеризації гелю, та відповідно - до повної герметизації утворених між ними порожнин.

Отримані таким чином двошарові гелеві пластини відмивають від токсичних залишків складових гелю у фізіологічному розчині натрію хлориду або фосфатно-буферному розчині (РВ5) у співвідношенні 1:10, протягом доби із 3-4 разовою зміною фізіологічного розчину.

Далі, із відмитих двошарових пластин виштамповують металевим циліндром відповідного розміру усі отримані камери і занурюють їх у 40 95 етиловий спирт для дезінфекції.

Експериментально доведено, що у такому розчині камери можуть зберігатись до п'яти років без змін функціональних характеристик культивованих клітин, що визначали методом Меїсаї!,

Мооге (1973) |бБ)| (за кількістю колоній, які утворюються при повторному культивуванні у напіврідкому агарі з клітин, які відносяться до відділу стовбурових клітин (гемопоетичних клітин- попередників).

Експериментальні дані, які підтверджують довготривалість зберігання камер без втрати їх якості, представлені у таблиці 1.

Таблиця 1

Ефективність колонієутворення кровотворних клітин-попередників кісткового мозку миші у пропонованих дифузійних камерах різного терміну зберігання 22418011 11111111111111111збо111 ниижининнши шин шишишшш ситу и

Тобто, статистично достовірної різниці в кількості колоній, що виростають в камерах різного терміну зберігання, не було виявлено (р20,05).

За добу до початку культивування необхідну кількість камер (в залежності від потреб дослідження) переміщують із спиртового розчину у фізіологічний розчин 0,995 Масі для відмивки.

У внутрішню порожнину стерильної, відмитої від спиртового розчину, камери вводять суспензії досліджуваних клітин у живильному середовищі за допомогою шприца через прокол її стінки.

Герметизують місце проколу шляхом введення через ту саму голку напіврідкого агару (наприклад, агару Оіїсо (0,33 95) під час повільного виведення шприца із місця проколу аж до повного закриття отвору у стінці камери.

Під контролем інвертованого мікроскопа перевіряється успішність процедури.

Зо Абсолютно стерильні та надійно герметизовані камери, наповнені суспензією досліджуваних клітин, шляхом оперативного втручання імплантують у перитонеальну порожнину лабораторної тварини (мишей-реципієнтів тощо), яка є джерелом ростових факторів і живильних речовин для клітин, при культивуванні іп мімо.

Або у чашки Петрі, заповнені повним живильним середовищем з ростовими факторами, ембріональною сивороткою і добавками при культивуванні іп міїго.

У разі культивування іп мімо у визначений термін камери вилучають з черевної порожнини тварин і вивчають під інвертованим мікроскопом.

За розвитком клітин, які культивуються у камерах іп міго, можна спостерігати в процесі культивування.

Після закінчення експерименту як іп мімо, так і іп міо камери демонтують. Клітини видаляють з їх порожнин, переносять на предметні скельця і виготовляють препарати для цитологічного, цитохімічного і гістологічного вивчення, розділяючи клітини голками чи користуючись цитоцентрифугою.

Експериментальні дослідження довели, що згідно з заявленим способом культивування іп мімо у гелевій дифузійній камері, наповненій кістковомозковими клітинами в рідкому живильному середовищі, тобто у суспензійній культурі, та імплантованій в черевну порожнину статевозрілих лінійних мишей, підтримується кровотворення, яке може тривати більше ніж 1,5 місяця.

Підтвердженням чого є висока життєздатність клітин (суправітальне забарвлення 0,1 95 трипановим синім на виживаність демонструє до 96 95 живих клітин), цитологічна, цитохімічна характеристика клітин і результати повторного культивування клітин з камер в напіврідкому агарі яке призводить до утворення колоній гранулоцитарно-макрофагальних клітин- попередників, що є свідченням підтримки в камері тривалої культури стовбурових гемопоетичних клітин.

Також, при культивуванні згідно з заявленим способом іп мйго у флаконах з середовищем

ЕРМІ або ОМЕМ (Зідта) з 20 95 ембріональної телячої сироватки в присутності ростового фактора гранулоцитарно-макрофагального ЗМ-С5Е, в яке занурена дифузійна камера з кістковомозковими клітинами у напіврідкому агарі, на 14-й день культивування спостерігаються колонії кровотворних клітин-попередників, найближчих нащадків стовбурових кровотворних клітин.

З метою порівняння морфофункціональних особливостей клітин, культивованих згідно з заявленим способом та згідно з відомим способом (аналога), був проведений експеримент, під час якого клітини кісткового мозку мишей, опромінених в сублетальній дозі, у рівній кількості (по 1х105), вводили у напіввиготовлену камеру (до факту її герметизації, згідно з способом- аналогом) і у стерильну та надійно герметизовану камеру (згідно з заявленим способом).

Через 2 тижні культивування знімали результати.

Для цього з внутрішньої порожнини кожної камери вимивали клітини, поміщали їх на предметне скельце і проводили суправітальне забарвлення на життєздатність.

Виявилося, що в пропонованому (згідно з заявленим способом) зразку усі порівнювані показники (показник життєздатності клітин, кількість клітин в культурах після їх вилучення з порожнини камер, колонієутворення в культурі з напіврідким агаром) були значно вищими, ніж у зразку згідно з відомим способом-аналогом.

Підрахунок клітин проводили в камері Горяєва.

Числові показники отриманих результатів, що наведені у таблиці 2, красномовно свідчать про значні переваги заявленого способу культивування гемопоетичних клітин.

Таблиця 2

Порівняльна характеристика морфофункціональних особливостей культивованих клітин

Порівнювані показники - - - - - (Колонієутворенняд//-/-:/ | 77777770 36б535 ССС

Пропонований спосіб дозволяє культивувати клітини в оптимальних фізіологічних умовах і не тільки виявляти стовбурові клітини на ранніх термінах, але й відтворювати гемопоез у камері,

Зо який забезпечує експансію гемопоетичних клітин, тобто їх проліферацію і диференціювання протягом довготривалого періоду культивування.

Досягнені результати стабільні та переконливі.

Що дозволить експериментально дослідити процес накопичення гемопоетичних клітин, та, у подальшому, застосувати принципи, розуміння процесу як підгрунтя для створення способів відновлення кровотворення у пацієнтів, тобто для регенеративної медицини.

Джерела інформації: 1. Адамс Р. Методьі культурьї клеток для биохимиков/Лер. с англ. М.А. Попова // Под редакцией В.Ю.Полякова - М.: Мир, 1983.- 2646. 2. Гупсн 5.5ієт сеї! тодеї!в5 аз ап іп мйго тоавї! Фог ргєдісіїме іохісоіоду. / Гупсй 5., Ргіддеоп б.5., бискКжмоп С.А., З5Нагта Р., Рак В.К., / Віоснет У. -2019. - 476(7): 1149-4158.

З. ОЙ БЗирвігайєз рготоїє Нотодепеои5 5ей-Непеулаї ої ЄЕтБгіопіс біет СеїЇІ5 міа

Ром/пгедиіайпд СеїІ-Майіх Тгасіїоп5. Е.Спомжапигу, М.Гі, М.-С.Рон, Т.Татакі, М.Мапа, Т.5. Тапака,

ИБА/ Оєс 2010, РіІо5 ОМЕ ммлиу.ріозопе.ога). 4. Патент РФ Мо 95663 01. Устройство для культивирования клеток /Запускалов И.В. (КІ),

Кривошеина О.И. (КО), Хлусов И.А. (КІ), Мартусевич Я.А. (КО), Кочмала О.Б. (КУ) //від 29.07.2009 - Офіційний бюлетень "Изобретения. Полезнье модели" - 2010.- Мо 19. 5. Патент України на винахід Мо 2692. Спосіб виготовлення камери для культивування клітин / Білько Н. М. (ОА); Білько І. П. (ША); Гашинський В. В. (ША); Войцеховський В. Г. (ША)//від 15.04.1994.- Офіційний бюлетень«Промислова власність".- 1994. - Мо 5. б. Мооге М.А.5 Нетаїйороїівїїс 5іет Сеїв Рііпсіріеєє ої Тіввце Епдіпеегіпуд (Бош Еайоп), 2014.

Claims (5)

ФОРМУЛА КОРИСНОЇ МОДЕЛІ

1. Спосіб довготривалого культивування гемопоетичних стовбурових клітин із використанням дифузійних камер, у порожнину яких вносять досліджувані клітини, що включає етапи виготовлення герметичних камер шляхом їх виштамповування з поліакриламідного гелю внаслідок його полімеризації, введення у порожнину камер клітинного матеріалу, наступне культивування клітин шляхом розміщення герметичних камер у відповідному повному живильному середовища іп мій або іп мімо, вилучення камер у визначений термін із відповідного живильного середовища та дослідження культивованих клітин безпосередньо в камерах під інвертованим мікроскопом, або вилучення клітин з камери, їх фіксацію на предметних скельцях, забарвлення і вивчення під світловим мікроскопом, який відрізняється тим, що на етапі виготовлення камер створюють загальну двошарову гелеву пластину для декількох камер, сформовану накладенням пласкої гелевої пластини на гелеву пластину з лунками, та герметизують утворені внутрішні порожнини завдяки остаточній полімеризації компонентів гелю, отриману герметичну двошарову пластину відмивають від токсичних залишків складових гелю у фізіологічному розчині протягом доби, із 3-4-разовою зміною фізіологічного розчину, виштамповують з неї камери, які надалі зберігають у 40 95 розчині етилового спирту, а за добу до початку культивування клітин камери переміщують із спиртового розчину у фізіологічний розчин 0,9 9о масі, після чого у внутрішню порожнину камери вводять суспензії досліджуваних клітин у живильному середовищі за допомогою шприца через прокол її стінки та герметизують місце проколу шляхом введення через ту саму голку напіврідкого агару під час повільного виведення шприца із місця проколу.

2. Спосіб за п. 1, який відрізняється тим, що гелеві пластини для формування двошарової пластини створюють накладенням двох жорстких кришок, пласкої та кришки з виступами, відповідно на два шари необхідних товщин суміші компонентів гелю.

З. Спосіб за будь-яким із пп. 1, 2, який відрізняється тим, що як фізіологічний розчин для відмивання отриманих гелевих камер використовують розчин натрію хлориду або фосфатно- буферний розчин (РВ5) у співвідношенні 1:10.

4. Спосіб за будь-яким із пп. 1-3, який відрізняється тим, що як живильне середовище іп мімо використовують організм лабораторної тварини, у який імплантують герметичну гелеву камеру, заповнену суспензією досліджуваних клітин.

5. Спосіб за будь-яким із пп. 1-3, який відрізняється тим, що як живильне середовище іп міо використовують повне живильне середовище, склад якого відповідає меті експерименту, у яке занурюють герметичну гелеву камеру, заповнену суспензією досліджуваних клітин.