TW202024319A - 三維類組織移植體及其製備與應用 - Google Patents

Abstract

本發明涉及一種用於移植至有需要的個體之三維(3D)類組織移植體，包含細胞叢，該細胞叢包含間質幹細胞(mesenchymal stem cells，MSCs)以及由其分化的特異性細胞。本發明還涉及從間質幹細胞(MSCs)製備三維(3D)類組織移植體之方法，具體而言是透過在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)以及在三維(3D)灌注條件下培養具有間質幹細胞(MSCs)的該藻酸鹽支架。此外，本發明提供一種在有需要的受體患者中治療缺陷之方法，其透過施用如本文所述之三維(3D)類組織移植體至該患者的缺陷部位，例如，骨缺陷部位。

Description

三維類組織移植體及其製備與應用

本發明涉及用於移植至一有需要的個體之三維(three-dimensional，3D)類組織移植體，包含細胞叢，該細胞叢包含間質幹細胞(mesenchymal stem cells，MSCs)以及由其分化的特異性細胞。本發明還涉及從間質幹細胞(MSCs)製備三維(3D)類組織移植體之方法，具體而言是透過在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)以及在三維(3D)灌注條件下培養具有間質幹細胞(MSCs)的該藻酸鹽支架。此外，本發明提供一種在有需要的受體患者中治療缺陷之方法，其透過施用如本文所述之三維(3D)類組織移植體至該患者的缺陷部位，例如，骨缺陷部位。

器官或組織的喪失或衰竭是一種非常嚴重的人類健康問題。組織工程(Tissue engineering，TE)是一種跨學科領域，其將工程學以及生物科學的原理與實現人體組織再生或重建的目標結合[1-3]。組織工程(TE)目標在於開發體外創建的工程組織或替代物，以恢復、維持或改善組織功能[4-6]。已知由於細胞的分化受到含有未分化前驅物的生態區位以及內在及外在訊號的極大影響，因此二維(2D)培養方法存在嚴重的局限性，導致分化效率低[13]。然而，用於研究控制體外細胞行為之機制的大多數技術已經使用二維(2D)細胞培養系統來開發，而在三維(3D)環境中的用途有限，例如工程化組織構築體。傳統的二維(2D)培養方法對細胞功能的偏導造成無法預測的體內結果而妨礙轉用於臨床應用上。

特別是，全世界的預期壽命每年增加，與年齡相關的骨骼疾病，例如骨質流失幾乎在每個人群中都成為嚴重的健康問題[7,8]。骨缺損的再生仍然是重建手術面臨的最重大挑戰之一[9]。考慮到自發骨再生僅限於相對較小的缺損上，通常需要骨移植材料來治療由創傷性損傷、骨髓炎、腫瘤切除或移植體鬆動引起的大型骨缺損[10,11]。然而，由於與自體以及同種異體骨移植程序相關的限制及風險，需要有替代策略。最近用於從新生成骨組織的體外組織工程(TE)策略包括組合使用自體骨形成細胞以及作為細胞結構支撐的三維(3D)多孔支架材料。於此方面，生物反應器系統已成為骨組織工程(TE)策略的關鍵組成分，其透過提供組織工程化構築體的物理刺激並允許質量傳輸進出細胞。成骨細胞接種於藻酸鈣支架中並在封閉的灌注生物反應器中培養的培養系統已被報導可產生用於自體移植的骨細胞叢[31]。然而，成人成骨細胞的來源是有限的，且它們必須透過讓患者痛苦的手術獲得。此外，成骨細胞為終端分化的細胞，因此仍然存在細胞死亡的問題。

間質幹細胞(MSCs)為一種特異性細胞族群，具有高度調節的自我更新能力；間質幹細胞(MSCs)分泌多種生物活性分子，包括生長因子及細胞激素，以避免同種異體排斥，因此，間質幹細胞(MSCs)可被視為用於治療的理想細胞來源，開闢醫學新領域[28]。分泌的生物活性因子為缺陷部位提供再生微環境，以限制損傷區域並透過自我調節再生天然組織。成人類間質幹細胞(MSCs)會黏附於培養皿上，因此其可容易地從骨髓抽出物中分離，並在培養中擴增且同時保持其多能分化性。由於間質幹細胞(MSCs)已被大量用於組織工程的臨床前試驗及臨床使用；作為組織工程材料的間質幹細胞(MSCs)在修復及重建受損或患病的間質組織中具有相當大的治療用途[29]。

間質幹細胞(MSCs)已用於組織工程技術，其中間質幹細胞(MSCs)在二維(2D)條件下，體外分化及增殖段時間以產生足夠量的分化細胞，並在酶處理後，可收集到一定量的游離形式的分化細胞。然後將這些游離(分化的)細胞直接移植到患者體內，或首先附著在適當的支架上(具有增加細胞生長的表面積的孔洞)，在適當的生物反應器中培養一段時間以獲得所需的細胞量，最後將帶有支架的細胞移植至患者體內[45]。然而，游離形式的分化細胞無法良好地固定並保持在體內的缺損部位；縱使分化細胞附著在支架上，由於仍然觀察到高細胞死亡率，因此在進入體內後似乎不會產生適合於細胞生長或功能的微環境[2]。此外，由於二維(2D)環境的限制，上述方法不容易達到所需的細胞量，這需要許多步驟及很長的時間來完成。例如，在二維(2D)培養條件下完成增殖及分化間質幹細胞(MSCs)的步驟需要大約6-7週，將分化的細胞附著到支架上，以支架將細胞轉移到生物反應器中，並獲得所需數量的細胞[46-49]。此外，支架可能在體內引起發炎反應，導致癒合時間延長，例如，如先前報導的約2個月的時間[50-51]。除了上述之外，一些其他方法已經被報導，其中在附著到支架上的間質幹細胞(MSCs)轉移到缺陷部位後，給予某些刺激物以產生合適的微環境以使細胞生長及分化。然而，這種方法可能是危險的，因為間質幹細胞(MSCs)對其所處的環境敏感，且當間質幹細胞(MSCs)在沒有適當保護的情況下暴露於許多刺激物時可能產生各種不需要的細胞[52]。另一方面，已知細胞外基質(extracellular matrix，ECM)對細胞的黏附、增殖及分化是重要的，而常規的細胞分離/收穫過程，特別是經由酶(例如，胰蛋白酶)處理，導致細胞外基質(ECM)的損害，因此不能良好地建立適合細胞的微環境。

於本發明中，意外地發現在基於藻酸鹽的支架中接種間質幹細胞(MSCs)並且在灌注生物反應器中，在允許該間質幹細胞(MSCs)朝向一種或多種類型的特異性細胞增殖及分化的條件下，體外培養該具有間質幹細胞(MSCs)的藻酸鹽支架，可以產生三維(3D)類組織移植體，其包含該間質幹細胞(MSCs)以及該特異性細胞（細胞叢形式），其可用於移植至有需要的個體。

因此，於一方面，本發明提供了一種製備三維(3D)類組織移植體之方法，包含： (a) 在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)以獲得間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體； (b) 將該間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體轉移到灌注生物反應器系統中；以及 (c) 在該灌注生物反應器系統中，在允許該間質幹細胞(MSCs) 增殖及朝向該特異性細胞分化並且形成該三維(3D)類組織移植體的條件下培養該間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體，該三維(3D)類組織移植體包含嵌有細胞叢的該藻酸鹽支架，該細胞叢含有該間質幹細胞(MSCs)與該特異性細胞。

於某些具體實施例中，本發明進一步包含(c)' 將該三維(3D)類組織移植體暴露於螯合劑以溶解該支架以提供無支架的三維(3D)類組織移植體。本發明可進一步包含(d)收集該三維(3D)類組織移植體，例如，透過離心方式收集。

本發明進一步提供一種用於移植至有需要的個體中的三維(3D)類組織移植體或醫藥組合物，包含細胞叢，該細胞叢包含間質幹細胞(MSCs)以及由其分化之特異性細胞，以及可選擇的醫藥上可接受之載體。於某些具體實施例中，作為活性成分的該細胞叢，以有效修復有需要的個體的該缺陷的量，與一醫藥上可接受之載體一起配製。

本發明還提供了一種三維(3D)類組織移植體，用於透過本文所述之方法移植至有需要的個體中。

特定而言，該細胞叢進一步包含細胞外基質，其圍繞並支撐該間質幹細胞(MSCs)及該特異性細胞。於某些具體實施例中，從間質幹細胞(MSCs)分化的該特異性細胞可為類骨細胞、類軟骨細胞、類肌肉細胞、類神經元細胞、類脂肪細胞、類肝細胞、類肺細胞、類心臟細胞、類纖維母細胞的細胞，以及上述任何組合。於某些具體實施例中，該細胞叢形成類骨、類軟骨、類肌肉、類神經、類脂肪、類肝、類肺、類心臟，及/或類血管組織。

另一方面，本發明提供一種治療有需要的受體患者的缺陷之方法，包含將如本文所述之三維(3D)類組織移植體或醫藥組合物以有效治療該缺陷的量放置在該患者的缺陷部位。

具體而言，本發明提供一種用於修復在有需要的受體患者的骨缺損之方法，包含： (i) 提供三維(3D)類骨移植體，其透過包含下列之方法製備：(a) 在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)以獲得間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體；(b) 將該間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體轉移至灌注生物反應器系統中，在允許該間質幹細胞(MSCs) 增殖及朝向類骨細胞分化並且形成該三維(3D)類骨移植體的條件下進行培養，該三維(3D)類骨移植體包含細胞叢，該細胞叢包含該間質幹細胞(MSCs)與該類骨細胞；(c) 可選擇地將該三維(3D)類骨移植體暴露於螯合劑以溶解該支架，以提供無支架的三維(3D)類骨移植體；以及(d) 收集該三維(3D)類骨移植體；以及 (ii) 將該三維(3D)類骨移植體以有效修復該骨缺損的量放置在該患者的骨缺損部位。

本發明還提供一種如本文所述之三維(3D)類組織移植體於製造用於治療在有需要的受體患者內的缺陷的藥物之用途。

在以下的描述中闡述了本發明的一或多個具體實施例之細節。從以下對數個具體實施例之詳細描述以及從所附之申請專利範圍中，本發明的其他特徵或優點將顯而易見。

除非另外定義，否則本文使用的所有技術及科學術語具有與本發明所屬領域的技術人員通常理解之含義相同的含義。

1. 定義

如本文所用，單數形式「一」、「一個」，以及「該」包括複數指示物，除非上下文另有明確規定。因此，例如，提及「一種組成分」包括多種這樣的組成分及本領域技術人員已知的等同物。

「包含(動詞)」或「包含(動名詞)」等詞通常以包括(動詞)/包括(動名詞)的含義使用，其代表允許存在一種或多種特徵、成分或組成分。「包含(動詞)」或「包含(動名詞)」等詞包括「由......組成(動詞)」或「由......組成(動名詞)」等詞。

如本文所用之「約」乙詞係指其使用數量的數值的加或減10%。因此，約1%代表在0.9%至1.1%的範圍內。

如本文所用之「基本上」乙詞係指大部分或大部分為至少約50%、60%、70%、80%、90%、95%、96%、97%、98%、99%，或100%。

如本文所用，「三維(3D)類組織移植體」乙詞包括在功能上彼此結合的細胞團，形成細胞叢，其非單獨反應，而是類似於有功能的組織或器官地存在，這對於作為移植至有需要的個體中的移植體而言是有用的。具體而言，如本文所述之細胞叢為「三維(3D)」細胞叢(或聚集體或團)，其不同於二維(2D)細胞培養物(例如，附著於用於細胞生長的支架表面的單層或少量細胞層)，至少在於其含有多於數層的細胞，更具體而言，其形成空間結構及形態。特定而言，三維(3D)細胞叢可包括細胞外基質(ECM)，其為蛋白質(如，纖維接合素、層黏連蛋白、膠原蛋白，以及玻璃黏連蛋白)、碳水化合物(如，糖胺聚醣)以及其他組成分的網絡，形成圍繞細胞的支架，如細胞存在的物理微環境，提供(結構/功能)支撐以及細胞之間的連接。如本文所述之三維(3D)細胞叢可包含一種類型的細胞或可包含複數種不同類型的細胞。例如，如本文所述之三維(3D)細胞叢可包含類骨細胞，包括骨祖細胞或更成熟的(終端分化的)骨細胞，例如成骨細胞、蝕骨細胞，以及骨細胞；這些細胞與細胞外基質(ECM)聚集在一起，形成類骨組織。於某些具體實施例中，三維(3D)細胞叢為球形或類球形的細胞叢，直徑為5 μm至500 μm，例如，特別是10 μm至400 μm，更特別是，20 μm至300 μm。透過過濾或離心可以容易地收集三維(3D)細胞叢。

如本文所用，「間質幹細胞(MSCs)」乙詞係指可分化成多種細胞類型的多能幹細胞，例如成骨細胞(骨細胞)、軟骨細胞(cartilage cell)、肌肉細胞、神經元細胞、脂肪細胞(fat cell)、肝細胞(liver cell)、肺細胞、心肌細胞，以及纖維母細胞。間質幹細胞(MSCs)可從各種組織中獲得，例如骨髓、脂肪組織、肌肉組織、牙齒組織、胎盤、臍帶組織、臍帶血，以及周圍血。於一具體實施例中，使用本領域已知的標準程序從骨髓獲得間質幹細胞(MSCs)。

如本文所用，「多能分化性」乙詞在本文中係指幹細胞具有分化成多於一種細胞類型之能力。多能幹細胞可變成至少一種或兩種特異性細胞類型。例如，間質幹細胞(MSCs)可分化為成骨細胞、脂肪細胞，以及軟骨細胞。

如本文所用，「分化」可指用於將多能幹細胞(例如，間質幹細胞(MSCs))分化成富含特定形式或功能的細胞之後代的過程。分化是一個相對的過程。例如，從間質幹細胞(MSCs)分化的骨祖細胞是相對原始的，當與所得的成熟(終端分化的)骨細胞，例如成骨細胞、蝕骨細胞，以及骨細胞，相比時。

如本文所用，「特異性細胞」乙詞可指相對分化自間質幹細胞(MSCs)的一群細胞。特定而言，「特異性細胞」乙詞不包括間質幹細胞(MSCs)。

如本文所用，「增殖」乙詞可指細胞的生長與分裂。於某些具體實施例中，如本文所用之關於細胞的「增殖」乙詞係指一群細胞在一段時間內可增加數量。

如本文所用，本文所用之「支架」乙詞係指基質或構築體，例如，一多孔可生物降解的聚合物，其支撐細胞生長及/或遷移。

如本文所用，「藻酸鹽支架」係指包含藻酸鹽或藻酸的支架。藻酸為包含D-甘露醣醛酸(M單元)與L-葡萄醣醛酸(G單元)的重複單元的線性多醣。藻酸鹽為藻酸的鹽類，例如鈉鹽、鉀鹽或銨鹽，或二價鈣鹽或鎂鹽及其藻酸鹽的混合物。特定而言，藻酸鹽或藻酸可具有約10 kDa至約600 kDa的分子量，較佳約50 kDa至約400 kDa；及/或具有約1厘泊(cP)至約40,000 cP的黏度，較佳約4 cP至約10,000 cP。

如本文所用，「藻酸鈣支架」乙詞係指與鈣離子交聯的藻酸鹽支架。

如本文所用，「接種」乙詞係指將細胞平鋪、放置，及/或滴加到環境中，例如支架，以用於培養。例如，細胞(例如，間質幹細胞(MSCs))將黏附到支架上以形成「細胞-藻酸鹽構築體」 (例如，間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體)，為該細胞在該支架中生長及/或分化的地方。

如本文所用，「生物反應器」乙詞係指培養細胞的系統，在其中發生生物反應或轉化以產生一種或多種所需產品而供用於，例如，組織工程或生物化學工程。通常，生物反應器提供封閉迴圈培養環境，其中控制細胞培養所需的培養液及/或氣體的進入與釋放。具體而言，生物反應器能夠在三維環境中動態培養細胞，例如，其中培養液在細胞周圍流動，經由攪拌、滾動或灌注向細胞提供養分。特定而言，灌注式生物反應器可提供溫和有效的營養物質、氧氣給細胞及細胞接種的支架核心，以及從這些地方移除廢物，例如經由擴散，特別是培養液可均勻地流動而不會產生導致細胞死亡的不想要的剪切力，這是滾動或攪拌生物反應器中的常見問題。更佳的是，如本文所述之灌注生物反應器系統提供條件，其中培養液以溫和的速率流動，使細胞-藻酸鹽構築體轉移到系統中並在該系統中培養後，細胞能不像傳統的二維(2D)培養盤那樣以擴散的扁平形態「附著」在藻酸鹽支架的表面，而是大量的細胞保持非附著形態(例如，圓形或橢圓形)並保持在藻酸鹽支架的多孔結構周圍或內部(沒有從支架中釋放出來)以進行增殖及分化，然後可以聚合形成嵌入藻酸鹽支架內的細胞叢。可根據各種因素調節流速，例如細胞數/密度、培養基體積，以及細胞培養罐的大小。

如本文所用，「無血清」乙詞用於描述基本上沒有血清或血漿的培養物及/或培養基。

如本文所用，「移植體」乙詞係指設計成部分或全部放置於患者體內以用於一種或多種治療或預防目的之任何物體。例如恢復生理功能，減輕與疾病相關的症狀，及/或修復、更換或增加受損或患病的器官及組織。

2. 三維 (3D) 類組織移植體與醫藥組合物

根據本發明，可製備含有某些特異性細胞的三維(3D)類組織移植體，透過在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)，並在灌注生物反應器系統中，在允許間質幹細胞(MSCs) 增殖及朝向某些特異性細胞分化並形成該三維(3D)類組織移植體的條件下培養該所得之間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體， 其中該三維(3D)類組織移植體包含嵌入細胞叢的藻酸鹽支架，該藻酸鹽支架包含該間質幹細胞(MSCs)與該特異性細胞。

藻酸鹽支架為可用的且可透過本領域已知之方法製備。 例如，可使用自由乾燥方法來製備支架，其中包含以下步驟：(i) 提供藻酸鹽溶液，(ii) 冷凍該藻酸鹽溶液並使該溶液冷凍乾燥以產生多孔結構，(iii) 交聯該海綿狀結構，以及(iv) 對交聯的海綿狀結構進行滅菌及脫水，該結構可在室溫下儲存備用。

藻酸鹽支架與交聯劑交聯以增加其機械強度。於某些具體實施例中，該藻酸鹽支架與二價金屬離子交聯(例如，Ca²⁺ 、 Ba²⁺ 、Mg²⁺ 、 Sr²⁺ 、Zn²⁺ )。

於某些特定的具體實施例中，濃度為約2%至約15%的鈣溶液，例如約2%或更高、約5%或更高、約7.5%或更高，以及約10%或更高，高達約15%，用於進行交聯反應。

合適的支架可具有一或多個結構特徵，其允許將培養基組成分充分運輸至細胞，從細胞中除去廢物，且細胞可穩定地保留在多孔結構周圍或內部。合適的支架可具有約70至約95%或更高的孔隙率。於某些具體實施例中，該支架可具有約80%至約90%或更高的孔隙率，更特別的是，約85%至約95%或更多。合適的支架可具有約50 μm至約1,000 μm的平均孔徑，特別是約50 μm至約800 μm。

間質幹細胞(MSCs)可以從各種組織獲得，包括，但不限於，骨髓、脂肪組織、肌肉組織、牙齒組織、胎盤、臍帶組織、臍帶血，以及周圍血。於某些具體實施例中，透過手術從骨髓抽出物中收集間質幹細胞(MSCs)。分離單核細胞部分，在37°C、5%CO₂ 的適宜培養基中培養。去除未附著的細胞，使附著的細胞生長。在支架中接種之前，間質幹細胞(MSCs)可以擴增約3-4次培養繼代。

然後將間質幹細胞(MSCs)接種到支架中以形成間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體。於某些具體實施例中，將間質幹細胞(MSCs)懸浮在培養基中並以約1×10⁵ 至約1×10⁷ 的平均密度接種到支架中，特別是每個支架約1×10⁵ 至約2×10⁶ 個細胞。接種後，可將細胞培養約24小時以與該支架黏附，並可將獲得的間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體直接置於灌注生物反應器中進行細胞培養。較佳地，其需要大約24小時(1天)，不超過72-120小時(3-5天)，以使細胞黏附到支架上，然後細胞增殖與分化基本上發生在下一階段，即，在轉移到一灌注生物反應器中之後。

在該灌注生物反應器中的細胞培養，係在允許該間質幹細胞(MSCs) 增殖及朝向目標的特異性細胞分化以及形成這種特異性細胞的三維(3D)類組織移植體的條件下進行。特定而言，該生物反應器可包括合適的培養基以進行細胞培養，其包含基礎培養基與其他組成分，以根據需要誘導間質幹細胞(MSCs)朝向目標的特異性細胞分化。目標的特異性細胞之實例包括，但不限於，類骨細胞、類軟骨細胞、類肌肉細胞、類神經元細胞、類脂肪細胞、類肝細胞、類肺細胞、類心臟細胞、類纖維母細胞，以及上述的任何組合。如本文所述之此類「特異性細胞」可指與間質幹細胞(MSCs)相對分化的一群細胞，該間質幹細胞(MSCs)可包含一種特定類型的細胞，或者可包含處於不同分化階段或具有相同譜系的不同功能的幾種類型的細胞。例如，類骨細胞可指成骨譜系中的幾種類型的細胞，其可包括骨祖細胞或更成熟(終端分化的)骨細胞，例如，成骨細胞、蝕骨細胞，以及骨細胞。用於誘導間質幹細胞(MSCs)分化為目標的特異性細胞的培養基可在本領域中獲得。

基礎培養基通常含有細胞生長及增殖的必需元素，包括糖、胺基酸、各種營養素、礦物質及其類似物。各種培養基可在本領域中市售而得，例如，包括Dulbecco氏改良的Eagle氏培養基(Dulbecco's modified Eagle's medium，DMEM)，最小必需培養基(minimal essential medium，MEM)以及基礎培養基(basal medium eagle，BME)。可添加基礎培養基與其他組成分以誘導間質幹細胞(MSCs)朝向目標的特異性細胞分化。

於某些具體實施例中，為了誘導成骨分化，在基礎培養基中補充皮質類固醇(例如，地塞米松)，以及一磷酸鹽來源(例如，抗壞血酸-磷酸鹽以及β-甘油磷酸鹽)。

於某些具體實施例中，為了誘導軟骨形成分化，在基礎培養基中補充胰島素與腫瘤生長因子β (例如，TGF-β1、TGF-β2、TGF-β3)。

於某些具體實施例中，為了誘導脂肪形成分化，在基礎培養基中補充皮質類固醇(例如，地塞米松)、胰島素、異丁基甲基黃嘌呤，以及吲哚美辛。

於某些具體實施例中，該基礎培養基通常還可以補充血清成分(例如，胎牛血清(fetal bovine serum，FBS))、抗生素(例如，青黴素及鏈黴素)，以及其他補充物(例如，丙酮酸、胰島素、運鐵蛋白、硒酸，以及亞油酸)。

於某些具體實施例中，如本文所用之培養基不含血清，且培養基替代地包括無異種/血清替代物，例如，UltraGRO。於其他具體實施例中，如本文所用之培養基可含有濃度範圍為5%至30%，較佳15%至25%的血清。

具體而言，如本文所述之灌注生物反應器系統提供適合於形成包含間質幹細胞(MSCs)以及特異性細胞的三維(3D)細胞叢的適當條件。特定而言，在該生物反應器系統中，培養基以一定的流速循環，為細胞提供足夠的營養供應並定期從細胞中除去廢物，且足以使大量細胞表現出不附著的細胞(非擴散或非平坦)形態並留在該藻酸鹽支架的多孔結構周圍或內部，提供合適的三維(3D)微環境，其中進行細胞增殖與分化，然後這些非附著細胞可生長並聚集在一起形以成嵌入藻酸鹽支架中的細胞叢。較佳地，該培養基均勻且一致地流動，而不產生導致細胞死亡的不想要的剪切力。可根據各種因素調節流速，例如細胞數/密度、培養基體積，以及細胞培養罐大小。於某些特定具體實施例中，該灌注生物反應器系統中培養基的流速保持在約0.001至約20 mL/分鐘，特別是約0.1至約10 mL/分鐘，例如，約 1mL/分鐘。此外，對於細胞培養，該生物反應器系統可提供約37°C的正常溫度以及約0.5%至約21%的典型氧濃度。

各種生物反應器配置為本領域已知且為可用的。於各種具體實施例中，該生物反應器系統包括以下中的一或多個：用於供應培養基的槽(例如，玻璃瓶)，用於進行培養的槽(例如離心管)，用於循環該培養基的一或多個幫浦(例如，蠕動幫浦)，複數個管線、控制閥、容器、攪拌葉片，以及監視器/調節器單元，包括一或多個監測器或感應器、數據處理器，以及監視器一。通常，如本文所述之生物反應器系統包含培養基槽與細胞培養槽。該培養基槽含有培養基，且該細胞培養槽接收培養基，其中可以放置間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體以進行細胞培養。通常，在兩個罐之間連接有多個管線，以在它們之間循環以及轉移培養基。該系統可進一步包含灌注幫浦，其可操作以使培養基以合適的流速循環。該培養基罐還可包含用於氣體灌注及培養基交換的端口/開口。特定而言，使用中的生物反應器系統允許培養基從培養基罐流出到細胞培養罐中並從細胞培養罐流回到培養基罐中，以穩定的方式提供所需的營養物並去除細胞生長的廢物。該生物反應器系統可進一步包含監測器/調節器單元，以在某些時間點檢測培養條件或進行即時檢測，包括氧氣、葡萄糖，以及含氮廢物的濃度與pH。於某些具體實施例中，該生物反應器系統可進一步包含容器以提供溶解劑(例如，螯合劑)，其可將其運輸到細胞培養罐中以溶解支架，從而獲得無支架的細胞叢產品。

在生物反應器中進行細胞培養的一段適當時間之後，可產生三維(3D)類組織移植體，其包含細胞叢，該細胞叢包含嵌入藻酸鹽支架內的間質幹細胞(MSCs)與由該間質幹細胞(MSCs)分化而來的特異性細胞。於某些具體實施例中，該細胞培養物可根據需要進行至少1天或更長時間、3天或更長時間、7天或更長時間、14天或更長時間、21天或更長時間、28天或更長時間。可選擇合適的培養基以驅動間質幹細胞(MSCs)對本領域已知且可獲得的目標的特異性細胞的分化方向。於某些具體實施例中，目標的特異性細胞包括，但不限於，類骨細胞、類軟骨細胞、類肌肉細胞、類神經元細胞、類脂肪細胞、類肝細胞、類肺細胞、類心臟細胞，以及類纖維母細胞的細胞。於某些具體實施例中，該細胞叢形成類骨、類軟骨、類肌肉、類神經、類脂肪、類肝、類肺、類心臟，及/或類血管組織。

可分析並確認根據本發明形成之三維(3D)細胞叢的特徵，包括形態及細胞類型。本發明之方法可包括進行常規測定以確認所製備的三維(3D)類組織移植體的一或多個特徵的步驟，例如電子顯微鏡及免疫染色。細胞標記檢測可用於確認細胞叢顯示間質幹細胞(MSCs)表面標記以及特異性細胞的分化標記。含有間質幹細胞(MSCs)與特異性細胞的細胞叢能夠同時具有細胞增殖及分化，進而增強細胞活力。於某些具體實施例中，細胞活力測試證明該細胞叢包含基於該細胞叢中的總細胞數比例為50%或更高的活細胞(例如，60%或更多、70%或更多、80%或更多、90%或更多、95%或更多)。根據本發明之含有間質幹細胞(MSCs)與特異性細胞的細胞叢在模擬生態位(微環境)中形成，其中細胞受到保護並被捕獲，與周圍的細胞外基質緊密接觸，並進行支持正常細胞分化、增殖與功能的細胞交互作用。

於一特定實例中，如本文所述之三維(3D)類組織移植體包含由間質幹細胞(MSCs)以及由細胞外基質包圍的類骨細胞製成的細胞叢，形成類骨組織。因此，為獲得類骨組織的示例性細胞培養條件包括： -             細胞培養在含有一基礎培養基、皮質類固醇(例如，地塞米松)、一還原劑(例如，抗壞血酸-磷酸鹽)，以及一無機磷酸鹽來源(例如，β-甘油磷酸鹽)的成骨培養基中進行。 -             細胞培養在37°C下進行約7至21天或更長時間，例如為期28天。 -             使用0.5-21%的氧氣使培養基以約0.1-10 mL/分鐘的流速循環。 -             每個支架的間質幹細胞(MSCs)細胞數量比率為每個支架約1×10⁵ 至2×10⁶ 個細胞。 -             一細胞培養罐包含1至20個支架。

這種類骨組織具有如下之一或多個特徵： -             細胞叢經由軟骨內骨化形成類骨組織。 -             該類骨組織包括成骨與軟骨形成特徵。 -             該細胞叢周圍有細胞外基質(ECM)及/或鈣化區域。 -             該類骨組織在培養期間顯示出增加的體積骨礦物質密度(volumetric bone mineral density，vBMD)值，增加鈣離子及/或磷離子，及/或增加鈣化區域。 -             該類骨組織顯示體積骨礦物質密度(vBMD)值為約0.03 mg/cm³ 至約0.13 mg/cm³ 及/或Ca/P原子比為約1.85至約1.98。 -             類骨組織包括羥基磷灰石(HAp)。 -             類骨組織顯示一間質幹細胞(MSCs)表面標記、一軟骨標記、一成骨標記/生長因子及/或成骨輔助因子/相關生長因子 -             間質幹細胞(MSCs)表面標記選自由CD73、CD90、CD105及其任何組合所組成之群組。 -             該軟骨標記為分泌的糖胺聚醣(secreted glycosaminoglycan，sGAG)。 -             該成骨標記/生長因子選自由鹼性磷酸酶(alkaline phosphatase，ALP)、骨鈣蛋白(osteocalcin，OCN)；骨保護素(osteoprotegerin，OPG)、骨形態發生蛋白-2 (bone morphogenetic protein-2，BMP-2)、腫瘤生長因子β1 (tumor growth factor beta1，TGFβ1)、血管內皮生長因子A (vascular endothelial growth factor A，VEGF-A)及其任意組合所組成之群組。 -             該成骨輔助因子/相關生長因子選自由sCD105、鹼性纖維母細胞生長因子 (basic fibroblast growth factor，bFGF)、基質細胞衍生因子-1α (stromal cell derived factor-1alpha，SDF-1α)、血管內皮生長因子(VEGF)及其任意組合所組成之群組。 -             該類骨組織不包括血管細胞。

細胞培養完成後，可簡單地收集所產生的三維(3D)類組織移植體，例如通過離心。酶處理，例如不需要胰蛋白酶消化以從培養平台或基質中分離貼壁細胞。以這種方式，可將細胞以及支撐該細胞叢中細胞的細胞外基質保存的很好，並可從培養物中收集所產生的三維(3D)類組織移植體，而不會由於常規酶處理而顯著損害。

於某些具體實施例中，將三維(3D)類組織移植體進一步暴露於溶解劑(例如，螯合劑)以溶解該支架，從而提供無支架的三維(3D)類組織移植體。於某些具體實施例中，該生物反應器系統可包括含有溶解劑之容器，該溶解劑可從容器轉移至細胞培養罐以溶解支架，然後提供無支架的三維(3D)組織如移植體。較佳地，選擇這種溶解劑並以適當的量使用以充分溶解支架而不會對細胞及細胞外基質造成實質性損害。溶解劑可為螯合劑，如乙二胺四乙酸(ethylenediminetetra acetic acid，EDTA)、檸檬酸鈉或乙二醇 - 雙(2-胺基乙基醚)- N′,N′,N′,N′-四元酸(ethyleneglycol-bis (2-aminoethylether)-N′,N′,N′,N′-tetraactic acid，EGTA)。

根據本發明，如本文所述之類組織細胞叢可用於治療有需要的受體患者的缺陷的活性成分。於某些具體實施例中，治療有效量的活性成分可與醫藥上可接受的載體配製成適當形式的醫藥組合物，以便遞送及吸收。根據施用方式，本發明之醫藥組合物較佳包含約0.1%重量至約100%重量的活性成分，其中重量百分比基於整個組合物的重量計算。該組合物可以直接作為移植體或進一步修飾成適合移植的形式。

如本文所用，「醫藥上可接受的」係指載體與組合物中的活性成分相容，且較佳地可穩定該活性成分並對接受治療的個體是安全的。醫藥上可接受的載體之實例包括常規緩衝劑(磷酸、檸檬酸，其他有機酸等)、生理鹽水、滅菌水、抗氧化劑(抗壞血酸等)、等滲劑，以及防腐劑。

於某些具體實施例中，將根據本發明之組合物配製成適於注射的劑型，其中該細胞叢懸浮在醫藥上可接受的載體中，例如，滅菌水或生理鹽水或在使用前冷凍儲存。於某些具體實施例中，該組合物可進一步包含可生物降解的聚合物，其可在局部注射到缺陷部位後用於穩定、支撐並固定該細胞叢。該可生物降解的聚合物在一段時間後可在體內緩慢分解，且較佳為生物相容的。這種可生物降解的聚合物之實例包括，但不限於，膠原蛋白、纖維蛋白、明膠、殼聚醣、藻酸鹽、透明質酸、右旋糖酐、聚乳酸、聚乙二醇、聚丙烯酸及其混合物。根據本發明之組合物可配製成單位劑型或摻入多劑量容器中。劑型可為懸浮液、溶液，或在油或水介質中的乳液，或粉末、顆粒、片劑或膠囊。本發明之組合物可透過生理學上可接受的途徑遞送，通常經由注射遞送。

3. 修復組織缺陷之方法

如本文所述之類組織細胞叢可移植到需要治療組織缺陷的受體個體中。

因此，本發明提供了一種治療有需要的受體患者的缺陷之方法，包含將有效治療該缺陷的量的移植體或包含如本文所述之類組織細胞叢的醫藥組合物放置在該患者的缺陷部位上。要修復的缺陷可能包括骨骼、軟骨、肌肉、神經、脂肪、肝臟、肺、心臟，及/或血管的缺陷。

具體而言，本發明之方法用於修復有需要的受體患者的骨缺損，其包含 (i) 提供一種三維(3D)類骨移植體，其透過包含以下之方法製備：(a) 在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)以獲得間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體；(b) 將該間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體轉移到灌注生物反應器系統中，在允許該間質幹細胞(MSCs) 增殖及朝向類骨細胞分化以及形成該三維(3D)類骨移植體的條件下進行培養，該三維(3D)類骨移植體包含細胞叢，該細胞叢包含間質幹細胞(MSCs)以及該類骨細胞；(c)可選擇地將該三維(3D)類骨移植體暴露於螯合劑以溶解支架以提供無支架的三維(3D)類骨移植體；以及(d)收集該三維(3D)類骨移植體；以及 (ii) 將該三維(3D)類骨移植體以有效修復該骨缺損的量放置在該患者的骨缺損部位上。

本文使用之「個體」或「受試者」等詞或患者包括人類與非人類動物，例如伴侶動物(如，狗、貓等)、農場動物(如，牛、羊、豬、馬等)，或實驗動物(如，大鼠、小鼠、天竺鼠等)。

如本文所用之「治療」乙詞可指將包括一種或多種活性劑的組合物或移植體應用或施用於患有疾病、該疾病之症狀或病症或該疾病之進展的個體，目的為治療、治癒、緩解、減緩、改變、補救、改善、增進，或影響該疾病、該疾病之症狀或病症、由該疾病引起之殘疾，或該疾病的進展或其症狀或病症。特定而言，治療一缺陷部位，例如骨損傷部位，包括幫助該骨頭完全或部分地從受損狀態恢復、再生或回復到正常/健康狀態。

本文使用之「有效量」乙詞係指在受治療的個體中賦予所需治療效果之活性成分的量。例如，用於治療骨損傷部位的一有效量可為如本文所述之類骨組織的量，其足以引起從損傷狀態到完全或部分正常狀態的一定程度的恢復(或逆轉)。該有效量可根據各種原因而改變，例如施用途徑及頻率，接受該活性成分的個體之體重及種類，以及施用之目的。本領域技術人員可基於本文之公開內容、已建立之方法，以及他們自己的經驗確定每種情況下的劑量。

常規方法可用於將如所述之三維(3D)類組織移植體遞送給有需要的受體患者，例如，透過經由合適的針注射到待治療的缺陷部位。

透過以下實施例進一步說明本發明，提供這些實施例是為了說明而非限制。根據本發明之內容，本領域技術人員應當理解，在不脫離本發明的精神與範圍之情況下，可以對所公開的特定具體實施例進行許多改變並仍然獲得相同或相似的結果。

實施例

本研究提供了一個示例平台，其由人類間質幹細胞(hMSC)、藻酸鹽支架，以及灌注生物反應器系統組成，以產生用於骨自體移植的類骨組織。該生物反應器為一種封閉程序灌注系統，其不僅提供用於養分運輸的基礎細胞培養基，還可防止因培養基更換而導致的細胞污染。此外，分泌的細胞激素與生長因子可直接產生作用並在該動態系統中反饋該細胞。該系統中的藻酸鹽支架提供作為細胞生長、增殖、分化與功能維持的細胞生態區位。基於安全性的考量，個人化的類骨組織允許自體移植而沒有免疫反應之風險。此外，該系統易於組裝，對研究人員或醫生而言是一種便捷的工具。此外，該裝置的所有部件都是一次性的，且價格對於患者來說是可負擔的。因此，該策略可應用於細胞療法，並為克服骨骼疾病的外科手術開闢了新的途徑。

1. 材料與方法

1.1 藻酸鹽 支架之製作及製備

藻酸鹽支架透過如前所述之冷凍乾燥技術製備[27]。簡而言之，將1.5 wt%醫藥級藻酸鈉(Keltone® LV, FMC BioPolymer公司)粉末溶解在去離子水中，並以1 mL/孔的體積注入48孔培養盤中。將該聚合物溶液於-20°C下冷凍整夜，然後透過冷凍乾燥技術製成多孔結構。將海綿狀支架在2%氯化鈣溶液中在室溫下交聯1小時，然後以75%乙醇滅菌，在梯度系列的乙醇中脫水並在室溫下儲存備用。

1.2 人類間質幹細胞 (hMSCs) 之分離及擴增

在全髖/膝關節置換手術(IRB No. 201112082 RIC)中從骨髓抽出物收集人類間質幹細胞(hMSC)。根據標準技術，透過使用無菌密度梯度培養基Ficoll-Paque PLUS (密度為1.077±0.001 g/ml的水溶液，GE Healthcare公司，英國)分離單核細胞(mononuclear cells，MNC)分段，並以約300xg於20°C下離心40分鐘。將分離的細胞以磷酸鹽緩衝溶液(PBS)洗滌3次，並重新懸浮於補充有10%胎牛血清(FBS，Biological Industries公司，以色列)的低葡萄糖Dulbecco's Modified Eagle's培養基(LG-DMEM)中。將這些細胞在37°C、5%CO₂ 氣氛中培養3天。培養72小時後，透過以PBS輕輕洗滌除去非黏附細胞，留下貼壁細胞群生長。當達到70-80%覆蓋率時，將細胞以胰蛋白酶消化並進行繼代培養以進行擴增。在該研究中，在以下實驗中，使用第3-4代的人類間質幹細胞(hMSC)。

1.3 以流式細胞儀 (flow cytometry ， FC) 分析人類間質幹細胞 (hMSCs) 之特徵

使用流式細胞儀方法，使用具有綴合的單株抗體的直接染色方法進行人類間質幹細胞(hMSC)的免疫表型分析。第3代的分離細胞的特徵與表面抗原的表現有關。透過具有488 nm激發光選項(BD Biosciences公司，美國)的LSR II流式細胞儀證實以下四種表面抗原的表現：CD29 (BD Biosciences公司，美國)、CD34 (BD Biosciences公司，美國)、CD44 (BD Biosciences公司，美國)、CD45 (BD Biosciences公司，美國)、CD73 (BD Biosciences公司，美國)，以及CD90 (BD Biosciences公司，美國)。使用FlowJo軟體(Treestar公司，美國)分析數據。利用前向與側向散射(FSC/SSC)輪廓來區分訊號細胞群以及出閘門的碎片或死細胞。

1.4 人類間質幹細胞 (hMSCs) 之分化分析

為了誘導成骨分化，將間質幹細胞(MSCs) (繼代P0-P2)以5×10³ 個細胞/cm² 的密度接種在組織培養塑膠盤上並在成骨培養基中培養。成骨培養基由補充有2%胎牛血清(FBS，Biological Industry公司)，1%青黴素-鏈黴素-兩性黴素(PSA，Biological Industry公司)，0.1 μM地塞米松(Sigma-Aldrich公司)，0.2 mM L-抗壞血酸2-磷酸(Sigma-Aldrich公司)，以及10 mMβ-甘油磷酸鹽(Sigma-Aldrich公司)的低葡萄糖DMEM培養基(Gibco公司)所組成。每二日更換培養基，持續14天。

為了誘導軟骨形成分化，將間質幹細胞(MSCs) (繼代P0-P2)以5×10⁵ 個細胞/滴密度接種在未塗覆的塑膠盤上以形成沉澱的微團，並在軟骨形成培養基中培養。軟骨形成培養基由補充有2%胎牛血清(FBS，Biological Industry公司)，1%青黴素-鏈黴素-兩性黴素(PSA，Biological Industry公司)，50 μg/mL L-抗壞血酸2-磷酸(Sigma-Aldrich公司)，100 μg/mL丙酮酸鈉(Sigma-Aldrich公司)，40 μg/mL脯胺酸(Sigma-Aldrich公司)，10 ng/mL TGF-β2 (Invitrogen公司)，以及50 mg/mL ITS⁺ 預混物(Sigma-Aldrich公司；6.25 μg/mL胰島素、6.25 μg/mL運鐵蛋白、6.25 ng/mL硒酸、1.25 mg/mL牛血清白蛋白，以及5.35 mg/mL亞油酸)的低葡萄糖DMEM培養基(Gibco公司)所組成。每二日更換培養基，持續21天。

為了誘導脂肪形成分化，將間質幹細胞(MSCs) (繼代P0-P2)以1×10⁴ 個細胞/cm² 密度接種在組織培養塑膠盤上並在脂肪形成培養基中培養。脂肪細胞培養基由補充有10%胎牛血清(FBS，Biological Industry公司)，1%青黴素-鏈黴素-兩性黴素(PSA，Biological Industry公司)，10 mg/ml胰島素(Sigma-Aldrich公司)，0.2 mM吲哚美辛(Sigma-Aldrich公司)，1 mM地塞米松(Dex，Sigma-Aldrich公司)，0.5 mM 3-異丁基-1-甲基黃嘌呤(IBMX，Sigma-Aldrich公司)的低葡萄糖DMEM培養基(Gibco公司)所組成。每二日更換培養基，持續14天。

1.5 生物反應器系統

本研究中使用之生物反應器系統先前已有描述[30,31]。簡言之，生物反應器系統可分為兩部分：細胞培養罐與培養基罐。生物反應器系統的細胞培養罐由一個50 mL無菌離心管與一玻璃套管組成，用於物質轉運。生物反應器系統的培養基罐為一個500 mL帶有塑膠蓋的玻璃瓶，其包含4個不銹鋼端口，用於灌注培養基與氣體。該生物反應器系統的所有消耗品均可透過高壓滅菌或環氧乙烷(EO)滅菌進行滅菌。整個系統安裝在加濕空氣(37°C、5%CO₂ )的培養箱內。通過蠕動幫浦(LongerPump公司)控制流速為1 mL/分鐘，其提供連續的培養基補充。

1.6 骨骼組織之生成

藻酸鹽支架以75%乙醇滅菌。將人類間質幹細胞(hMSC)懸浮在培養基中，然後以5×10⁵ 活細胞/支架的密度接種到支架中。將具有人類間質幹細胞(hMSC)的支架(人類間質幹細胞(hMSC)-支架)置於24孔培養盤中24小時以進行細胞黏附，然後在含有成骨培養基的生物反應器系統中培養7、14、21，以及28天。透過蠕動幫浦以1 mL/分鐘的初始幫浦設定循環培養基。培養後，骨細胞衍生自該人類間質幹細胞(hMSCs)，且這些包含該骨細胞與該人類間質幹細胞(hMSCs)的細胞聚集形成一細胞叢，嵌入該藻酸鹽支架的多孔結構中，形成類骨組織，然後經由離心收集並收穫該組織。

1.7 細胞增殖定量

通過Alamar Blue (Life Technologies公司)測定以及Scepter™ 2.0細胞計數器(Merck Millipore公司)評估細胞增殖定量。根據製造商的方法測定類骨組織中細胞的Alamar Blue還原能力。簡言之，工作溶液由來自Alamar Blue試劑原液的10倍稀釋液與無血清低葡萄糖DMEM培養基組成。所產生的類骨組織與2 ml工作溶液在15 ml無菌離心管中在培養箱中反應1小時並保持在黑暗中。使用螢光微量盤讀取儀(SpectraMax M5，Molecular Devices公司)在530 nm激發光與590 nm發射光下測量Alamar Blue還原的相對螢光反應，並呈現粒線體活性。

Scepter™ 2.0細胞計數器使用基於阻抗的粒子檢測的庫爾特(Coulter)原理。根據製造商的方法，藻酸鹽支架在開始時透過EDTA溶液溶解。以1x胰蛋白酶-EDTA溶液處理細胞叢以將結構分解為單細胞。將獲得的單細胞懸浮液在1.5mL微量離心管中的磷酸鹽緩衝的1x PBS中稀釋至總體積為100 μL。使用Scepter™ 2.0細胞計數器直接檢測細胞數量。

1.8 含有藻酸鹽 支架的類骨組織的活 / 死細胞染色

在培養1、7、14、21，以及28天後，將獲得的含有支架的類骨組織以4 μM鈣黃綠素AM染劑(激發光/發射光：約495nm/約515nm，Life Technologies公司)和4 μM碘化丙啶(PI，激發光/發射光：約540nm/約615nm，Life Technologies公司) 染色30分鐘。活細胞以鈣黃綠素AM染劑染色，死細胞以PI染色。經由共焦顯微鏡(LSM 780，Zeiss公司)觀察樣品並重建三維(3D)影像。

1.9 凋亡蛋白酶 3/7 染色

CellEvent®凋亡蛋白酶-3/7Green ReadyProbes®試劑(Life Technologies公司)為活化的凋亡蛋白酶-3/7的螢光、不需清洗指示劑，適合應用於活細胞以及固定細胞。將含有支架的類骨組織與CellEvent®凋亡蛋白酶-3/7 Green ReadyProbes®試劑反應30分鐘，並以1 μg/ml Hoechst 33342複染5分鐘。經由共焦顯微鏡(LSM 780，Zeiss公司)觀察預定細胞死亡的細胞(激發光/發射光：約502nm/約530nm)，並重建三維(3D)細胞影像。

1.10 JC-1 染色

螢光探針JC-1 (Life Technologies公司)用於研究粒線體膜電位(ΔΨm)以及監測粒線體健康程度。具有較高粒線體膜電位的細胞主要含有聚集形式的JC-1，且其應顯示螢光(激發光/發射光：約514 nm/約590 nm)；當ΔΨm消散時，JC-1染色主要顯示發射螢光的單體形式(激發光/發射光：約514 nm/約529 nm)。將含有支架的類骨組織與JC-1工作溶液一起作用30分鐘，並以1 μg/ml Hoechst 33342複染5分鐘。以1x PBS洗滌處理過的類骨組織二次，然後經由共焦顯微鏡(LSM 780，Zeiss公司)顯現，並重建三維(3D)細胞影像。

1.11 MitoTracker Red FM 染色

MitoTracker® Red FM染劑(Life Technologies公司)為一種红色螢光染料，可以染色活細胞中的粒線體，其積累依賴於膜電位。含有支架的類骨組織與MitoTracker® Red FM染劑工作溶液反應45分鐘，並以1 μg/ml Hoechst 33342複染5分鐘。經由共焦顯微鏡(LSM 780，Zeiss公司)觀察粒線體質量(激發光/發射光：約581nm/約644nm)，並重建三維(3D)細胞影像。

1.12 二甲酚橙染色

為了進行生物礦化檢測，含有支架的類骨組織以4%多聚甲醛(Affymetrix公司)固定。使類骨組織的鈣化區域與20 μM二甲酚橙(Sigma-Aldrich公司)反應15分鐘，並以1 μg/ml Hoechst 33342複染5分鐘。透過共焦顯微鏡(LSM 780，Zeiss公司)，鈣化區域將以亮橙紅色(激發光/發射光：約440nm/約610nm)顯示，並重建三維(3D)細胞影像。

1.13 三維 (3D) 微電腦斷層掃描

在組織學處理之前，通過微電腦斷層掃描儀(SkyScan 1176，Bruker公司)分析含有支架的類骨組織的總骨密度與相對骨體積。體積骨礦物質密度(vBMD)的結果以mg/cm³ 表示。重建數據並以三維方式顯示。

1.14 1,9- 二甲基亞甲基藍 (1,9-dimethylmethylene blue ， DMMB) 測定

在指定的時間點，收集釋放培養基並儲存於-80°C。樣品以三重複種植於平盤上，並添加1,9-二甲基亞甲基藍(DMMB，Sigma-Aldrich公司)試劑。將它們在室溫下作用15分鐘，並使用微量盤讀取儀(SpectraMax M5，Molecular Devices公司)讀取525 nm處的吸光度。使用硫酸軟骨素(chondroitin 6-sulfate，C6S)基質產生標準曲線，並將樣品標準化透過PicoGreen測定法(Life Technologies公司)評估DNA含量。

1.15 鹼性磷酸酶 (Alkaline Phosphatase ， ALP) 活性

根據製造商的方法，透過鹼性磷酸酶活性螢光測定套組(BioVision公司)測量鹼性磷酸酶(ALP)活性。使用螢光微量盤讀取儀(SpectraMax M5，Molecular Devices公司)在360 nm激發光與440 nm發射光下測量數據。使用4-甲基繖形酮磷酸二鈉鹽(4-Methylumbelliferyl phosphate disodium salt，MUP)基質產生總鹼性磷酸酶(ALP)活性的標準曲線，檢測靈敏度為~1 μU。

1.16 X 射線繞射 (X-ray diffraction ， XRD)

透過Rigaku X射線粉末繞射儀在20°至60°的2θ範圍內測量生物磷灰石(biological appetites)的X射線繞射(XRD)光譜，以找出生物磷灰石的結構與晶格參數。

1.17 傅里葉轉換紅外光譜 (Fourier transform infrared spectroscopy ， FT-IR)

將生物磷灰石在50°C下乾燥48小時，然後以溴化鉀(KBr)粉末製備成顆粒。透過傅里葉轉換紅外光譜(FT-IR)光譜儀(Jasco公司)分析化學結構，並且在4000-400 cm^-1 的波數範圍內記錄傅里葉轉換紅外光譜(FT-IR)光譜，每個樣品循環進行62次掃描。

1.18 Q-PCR 定量

將含有支架的類骨組織在37°C下溶於50 mM EDTA溶液中5分鐘，並透過短暫離心收集細胞。在三維(3D)培養1、7、14、21，以及28天後，使用總RNA Miniprep純化套組(GeneMark公司)從人類間質幹細胞(hMSC)中萃取總RNA。根據製造商的方法，使用Thermo Scientific First Strand cDNA Synthesis套組將總RNA反轉錄為cDNA。將5 μL的5x OmicsGreen qPCR Master Mix試劑(Omics公司)，10 μL引子以及10 μL的cDNA以25 μL的終體積混合用於單一反應。B2M 作為內源管家基因。檢測的基因為誘導型CD73 、CD90 、CD105 、Alpl 、Runx2 、Bglap 、骨橋蛋白(OPN )、BMP-2 、血管內皮生長因子-A (VEGF-A )、Col1a1 、第II型膠原蛋白(Col2a1 )，以及基質金屬蛋白酶-3 (matrix metalloproteinase-3，MMP-3 )。透過ABI PRISM 7500序列檢測系統(Life Technologies公司)進行反應，PCR條件為：95°C變性10秒，60°C退火20秒，在72°C延伸34秒，最多40個循環。使用2^{- ΔΔ Ct} 的表現式計算基因表現的相對定量值之數據。

1.19 酵素聯結免疫吸附試驗 (Enzyme-linked immunosorbent assay ， ELISA)

使用人類ELISA套組定量分泌形式的生長因子以及培養基的骨相關蛋白的含量。檢測的基因為可誘導的轉化生長因子β1 (Transforming growth factor beta 1，TGF-β1，eBioscience公司)、OCN (eBioscience公司)、骨保護素(OPG，R&D System公司)、BMP-2 (R&D System公司)、sCD105 (eBioscience公司)、纖維母細胞生長因子(FGF，R&D System公司)、基質細胞衍生因子1 (stromal cell-derived factor 1，SDF-1α，也稱為CXCL12，R&D System公司)，以及VEGF-A (PeproTech公司)。在指定的時間點收集釋放培養基並儲存於-80°C。分泌型生長因子與骨相關蛋白的釋放量化長達28天。

1.20 在 NOD/SCID 小鼠中皮 下植入

該程序根據國立台灣大學醫學院的機構動物照顧小組的動物實驗指南(Institutional Animal Care Committee, IACUC No.20130506)進行。以0.3 mg/ml膠原蛋白製造類骨組織，初始接種密度為1×10⁶ 個細胞/ml。將48隻NOD/SCID雄性小鼠(25-30 g)以1%異氟烷麻醉並分成4組(n = 12)。在背部切開以形成3×3 cm的皮下袋，並以G23注射針透過皮下注射植入類骨組織。在植入後1天、2週、1個月，以及2個月經由微-電腦斷層掃描觀察動物，並透過CO₂ 窒息犧牲小鼠。收穫植入部位的皮瓣用於以下實驗。

1.21 蘇木精 / 伊紅 (Hematoxylin/eosin ， H&E) 與免疫組織化學 (immunohistochemical ， IHC) 染色

在培養結束時(第7、14，以及21天)，在每個時間點取出所得的類骨組織用於組織學檢查。進行蘇木精和伊紅染色以研究類骨組織的形態，並對第II型膠原蛋白及聚集蛋白聚醣的表現進行免疫組織化學觀察。簡言之，將石蠟包埋的組織塊切成5 μm厚度用於染色。在脫蠟及再水化過程後，內源性過氧化物酶以在PBS溶液中的0.1%過氧化氫(Sigma-Alderich公司，美國)阻斷10分鐘。對於回收過程，非特異性背景染色以20 µg/mL蛋白酶K (Sigma-Alderich公司，美國)溶液阻斷，並於37°C下在濕潤室中作用20分鐘。在組織切片上加入適當稀釋度的初級抗體，兔抗第II型膠原蛋白(Abcam公司，美國)以及兔抗聚集蛋白聚醣(GeneTex公司，台灣)，並於4°C作用整夜。作用後，沖洗組織切片，然後在室溫下與SuperPicture™聚合物檢測套組(Life Technologies公司，美國)一起作用10分鐘。最後，透過3,3'-二胺基聯苯胺(3,3’-diaminobenzidine，DAB，Sigma-Alderich公司，美國)基質溶液顯示組織切片。對於所有組織切片染色方法，以蘇木精作為載玻片的複染劑。

1.22 統計分析

統計分析至少進行三重複，所有結果均以平均值±標準差(standard deviation，SD)表示。使用學生氏t-檢驗對所有定量結果進行統計分析，以比較來自二個獨立樣品群組的平均值。p值小於0.05的差異被認為是統計學上顯著的。

2. 結果

2.1 在灌注的生物反應器系統中培養間質幹細胞 (MSCs)- 藻酸鹽 支架用於微組織形成

在本項研究中，已創建了一種使用灌注生物反應器系統的間質幹細胞(MSCs)微環境，用於微組織形成，作為一種模式，係透過一步法則（one-step ）創建三維(3D)類組織細胞叢 (在間質幹細胞(MSCs)黏附於藻酸鹽支架後，產生的間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽構築體可以直接轉移到灌注生物反應器系統，使得細胞分化與增殖都在支架中進行，且產生包含間質幹細胞(MSCs)與從該間質幹細胞(MSCs)分化的目標的特異性細胞的三維(3D)類組織細胞叢，其可用於組織移植(圖1)；而常規下，係需要在二維(2D)條件下從個體或培養間質幹細胞(MSCs)獲得分化的(初級)細胞，以便首先用於擴增與分化，以在移植之前製備移植體)。特定而言，在開始時，在手術時從骨髓腔收穫細胞，使用Ficoll-Plaque PLUS溶液純化人類間質幹細胞(hMSC)，並離體擴增以獲得足夠量的細胞(步驟1)。分離的人類間質幹細胞(hMSC)可在超低溫下保存備用；反之，細胞可直接接種到藻酸鹽支架中進行三維(3D)培養(步驟2'與步驟2)。藻酸鹽支架提供高度多孔的結構，並提供相對柔軟的生長環境作為細胞生態區位。在接種到支架中後，將人類間質幹細胞(hMSC)-藻酸鹽構築體轉移到含有地塞米松、抗壞血酸2-磷酸、β-甘油磷酸鹽，以及FBS (20%)的成骨培養基中的灌注生物反應器系統中，用於培養7、14、21，以及28天(步驟3)。在指定的培養期後，骨細胞衍生自該人類間質幹細胞(hMSC)，且這些包含骨細胞的細胞以及該人類間質幹細胞(hMSC)聚集形成細胞叢，包埋在藻酸鹽支架的多孔結構中，形成類骨組織。獲得的類骨組織可以螯合劑進一步處理，例如EDTA，以溶解支架，進而產生無支架的類骨組織，而無需酵素處理。透過簡單離心收穫該類骨組織(步驟4)。該類骨組織為可注射且有可能應用於自體骨移植(步驟5)。

2.1.1 人類間質幹細胞 (hMSCs) 的鑑定與鑑別

透過流式細胞儀分析特異性細胞表面標記CD29、CD44、CD73、CD90，以及造血CD34與CD45的表現。未分化的人類間質幹細胞(hMSC)的螢光細胞篩選，如圖3所示，CD29、CD44、CD73，以及CD90呈現陽性訊號；反之，CD34與CD45的表現呈現陰性。透過流式細胞儀數據，我們證明了我們收穫的細胞保留了幹細胞的幹性。

圖3所示為人類間質幹細胞(hMSC)的分化能力。在圖3中(下部，左側)，人類間質幹細胞(hMSC)在14天內分化為類骨細胞。圖3(下部，中間)顯示人類間質幹細胞(hMSCs)透過沉澱培養在21天內分化為類軟骨細胞。圖3 (下部，右側)顯示人類間質幹細胞(hMSCs)在14天內分化為類脂肪細胞。F-肌動蛋白分子與細胞核也被染色並觀察到。根據該數據，這些人類間質幹細胞(hMSC)可用於以下實驗。

2.1.2 藻酸鹽 支架中人類間質幹細胞 (hMSC) 細胞叢的活 / 死細胞染色

透過螢光染色(鈣黃綠素AM染劑/碘化丙啶)評估含有藻酸鹽支架的類骨組織的細胞活力，並顯示於圖4中。在第1天，人類間質幹細胞(hMSC)自組裝為細胞叢並在藻酸鹽支架中存活；形成鮮明對比的是，在成骨誘導下，第7天有41.5%，第14天有38.5%的死亡率。然而，在第21天，僅有6.6%的總細胞在細胞叢內死亡，且在第28天發現5.4%的總細胞死亡。細胞死亡集中在細胞叢的中心，且在人類間質幹細胞(hMSC)細胞叢內部發生一些空位。過去，科學家們已經證明，即使在早期階段，人類間質幹細胞(hMSCs)也會增加對分化過程中細胞凋亡的敏感性[32]。因此，該灌注生物反應器系統中的藻酸鹽支架產生了允許人類間質幹細胞(hMSC)分化與細胞叢形成的環境。

2.1.3 人類間質幹細胞 (hMSC) 細胞叢的凋亡與粒線體跨膜電位檢測

活/死細胞染色的結果顯示細胞叢的顯著細胞死亡伴隨著分化，因此我們研究了凋亡蛋白酶-3/7活性以進行凋亡檢測(圖5)並透過粒線體跨膜電位檢測檢查細胞健康狀態(圖6)。凋亡蛋白酶-3/7的活化在第7天及第14天顯著增加，對應於活/死細胞染色數據，細胞死亡可能由凋亡蛋白酶調節的細胞凋亡所引起。粒線體跨膜電位檢查呈現出相同的趨勢。因此，我們認為細胞叢在生物反應器系統中趨於分化並伴隨著細胞凋亡的活化。

2.1.4 人類間質幹細胞 (hMSC) 細胞叢的粒線體質量及形態

使用鬼筆環肽（phalloidin）標記評估類骨組織的結構，並使用MitoTracker Red FM染劑測定粒線體質量(圖7)。在圖7中，鬼筆環肽與螢光訊號綴合並顯示人類間質幹細胞(hMSC)細胞叢的結構。此外，MitoTracker Red FM染劑在生物反應器系統培養過程中呈現出粒線體質量略有下降(從第1天到第28天，從左到右)。

通過掃描式電子顯微鏡(SEM)觀察藻酸鹽支架中人類間質幹細胞(hMSC)的形態，並透過掃描式電子顯微鏡(SEM)以能量色散X-射線光譜分析(EDX)評估鈣/磷訊號。在第1天，單個細胞以隨機模式分佈在藻酸鹽支架內，並且僅透過能量色散X-射線光譜分析(EDX)測量檢測來自支架的鈣訊號(圖8，下部，第1天)。在動態灌注下，人類間質幹細胞(hMSC)聚集成圍繞有豐富細胞外基質(ECM)的細胞叢(圖8，下部，從第7天到第14天)。繼續進行能量色散X-射線光譜分析(EDX)檢查，數據表示隨著時間的進展，在人類間質幹細胞(hMSC)細胞叢的表面組織了生物磷灰石(圖8，從第7天到第28天的較低部分)。這些人類間質幹細胞(hMSC)細胞叢呈現三維(3D)結構並表現出生物礦化，表示與灌注生物反應器系統整合的藻酸鹽支架為間質幹細胞(MSCs)提供了適合於類骨組織形成的環境。

2.1.5 軟骨內骨化的評估

按照圖9中的數據，在第一行顯示活/死細胞染色的橫切面視圖(圖9，上部，第一行，橫切面影像)，其中白色箭頭表示在類骨組織內發生一些空位。我們假設這些空位可能由細胞外基質(ECM)與鈣化組織組成，因此我們檢查了細胞外分泌的糖胺聚醣(sGAG)的含量與鹼性磷酸酶(ALP)活性。分泌的糖胺聚醣(sGAG)作為軟骨特異性蛋白多醣，且透過DMMB定量方法測定在培養基中釋放形式，並且數據顯示在第21天後分泌的糖胺聚醣(sGAG)的含量降低(圖9，上部，第二行，左側)。另一方面，鹼性磷酸酶(ALP)為早期成骨標記，且其活性隨時間降低(圖9，上部，第二行，右側)。根據顯示的數據，成骨在前7天開始並伴有軟骨形成分化。因此，我們建議透過軟骨內骨化使類骨組織朝向成熟的骨組織分化。

2.1.6 類骨組織 的生物礦化

生物礦化過程為透過骨形成中的生物生成形成有機-無機雜化複合材料。二甲酚橙(XO)為廣泛用於標記鈣化組織的螢光染料。在特定的培養期後，以二甲酚橙(XO)檢查類骨組織的鈣化區域(圖9，下部)。根據橫切面圖(圖9，上部)與二甲酚橙(XO)染色(圖9，下部)的數據，我們建議鈣化組織補充類骨組織內的空位並隨時間朝向成熟組織分化。這些結果表示，藻酸鹽支架結合誘導性成骨補充劑可為生物礦物質的產生提供合適的環境並調節骨骼成熟。

2.1.7 體積骨礦物質密度 (vBMD) 與骨量

通過堆疊二維(2D)影像獲得三維(3D)重建，並且從藻酸鹽支架的全視圖中隨機選擇3個目標區域，用於透過具有9-μm各向同位體素尺寸分辨率的微-電腦斷層掃描進行分析。數據顯示支架越來越硬(圖10，上半部分)。通過使用所提供的軟體(CTAn 1.14，Bruker公司，比利時)中提供的演算法來量化體積骨礦物質密度(vBMD)值。灌注7、14、21，以及28天後，體積骨礦物質密度(vBMD)隨時間增加(圖10，下部)，表示本研究中獲得的類骨組織有可能應用於骨組織工程的治療。

此外，鈣與磷原子元素的量透過ICP-OES測定。數據顯示來自生物磷灰石殘留物的鈣與磷離子隨著時間的進展而增加(圖10，下部)，其被收集在培養基中。此外，四個實驗組中生物磷灰石殘留的鈣/磷原子比約為1.85-1.98。已公佈數據的鈣/磷原子比平均值在很廣的範圍內[33]；透過元素量表追蹤，含有各種取代或空位的生物磷灰石奈米晶體，因此，在該研究中計算的鈣/磷原子比偏離化學合成的羥基磷灰石(HAP)比率1.67。

2.1.8 X 射線繞射 (XRD) 與傅里葉轉換紅外光譜 (FT-IR) 測定

在哺乳動物體內，所有正常的生物礦化與鈣化都由非化學計量及離子取代的正磷酸鈣組成。在圖11中，左邊，在(211)面的羥基磷灰石(HAP)的特定繞射圖案中，所有群組中都有特定的峰。在所有離子取代中，特別是0.5-1.5% Mg²⁺ 與4-8%碳酸鹽(CO₃ ^2- )代替正磷酸鹽陰離子(H₂ PO₄ ^- 或HPO₄ ^2- )的存在是非常重要的，因為它會顯著提高溶解度並導致結晶度較低的大晶格應變[34]。

繼續進行傅里葉轉換紅外光譜(FT-IR)光譜分析(圖11，右圖)，最令人印象深刻的峰歸因於磷酸基團，其落在1200-900與600-500 cm^-1 處。碳酸鹽峰的帶顯示在1650與1300cm^-1 之間，並且在3570cm^-1 附近顯示出明顯的羥基彎曲模式。此外，一級胺基與二級胺基的寬度顯示在3500-3100 cm^-1 與1640-1550 cm^-1 的範圍內，其由膠原蛋白或一些其他蛋白質提供。根據生物礦化之數據，如能量色散X-射線光譜分析(EDX)、微-電腦斷層掃描、ICP-OES、X射線繞射(XRD)，以及傅里葉轉換紅外光譜(FT-IR)，我們已經證實人類間質幹細胞(hMSCs)在成骨過程中會在生物反應器系統中產生大量的生物磷灰石。所有證據顯示，生物反應器系統不僅為成骨分化提供了合適的環境，而且還支撐類骨組織朝向成熟骨骼分化。

2.1.9 類骨組織 的 mRNA 表現之含量

為了確定三維(3D)培養中的相對mRNA表現的含量，透過Q-PCR測量數據。在本節中，我們討論了基因表現並分為四個部分，具有不同的細胞性能：間質幹細胞(MSCs)相關表面標記、早期成骨標記、骨相關標記物與生長因子，以及細胞外基質(ECM)相關標記。將目標基因表現的值與對照組進行比較，並且透過對照組(沒有成骨誘導培養的單層人類間質幹細胞(hMSC))將所有基因表現數據標準化，並使用2^-ΔΔCt 的表現式計算。

對於間質幹細胞(MSCs)相關的表面標記，間質幹細胞(MSCs)必須表現CD73、CD90，以及CD105；在圖12A (間質幹細胞(MSCs)表面標記)之後，成骨誘導下的人類間質幹細胞(hMSC)可以在第7天上調生物反應器系統中的CD表面標記表現。它與二維(2D)組中顯示的數據完全不同。

我們還檢查了三種早期成骨標記；鹼性磷酸酶(ALP)編碼在骨中高度表現的水解酶，其在早期骨形成期間增加(圖12B，早期成骨標記)；Runx2編碼成骨分化所需的轉錄因子(圖12B，早期成骨標記)；此外，OCN為一種分泌的分子，其作為激素在早期成骨分化中刺激骨形成(圖12C，早期成骨標記)。

繼續研究與骨相關的標記與生長因子，OPN具有誘導未分化的人類間質幹細胞(hMSC)的能力，以增強隨後的骨生成，且該系統中OPG的基因表現隨著時間的進展而增加(圖12C，骨關聯標記與生長因子)。在成骨過程中，BMP-2致力於成骨譜系，且在該系統中mRNA的含量升高(圖12C，骨關聯標記與生長因子)。在圖12C中，VEGF-A在開始時顯示增量，但隨著時間的進展降低mRNA的含量(圖12C，骨相關標記與生長因子)。

細胞外基質(ECM)透過指導訊號的產生決定細胞行為，因此，我們檢查了細胞外基質(ECM)相關標記，其調節人類間質幹細胞(hMSC)的成骨作用。Col1a1編碼骨細胞外基質(ECM)的主要結構組成分，且其基因表現隨時間增加(圖12D，細胞外基質(ECM)相關基因)；此外，Col2a1為軟骨細胞外基質(ECM)的主要細胞外組成分，且其基因表現呈現相同的趨勢(圖12D，細胞外基質(ECM)相關基因)。此外，MMP-3為降解第II型膠原蛋白的基質金屬蛋白酶，也顯示出相同的趨勢(圖12D，細胞外基質(ECM)相關基因)。根據Col2a1與MMP-3的Q-PCR數據，我們認為人類間質幹細胞(hMSCs)透過生物反應器系統中的軟骨內骨化分化成類骨組織。

2.1.10 類骨組織 的生長因子與骨相關蛋白表現之含量

透過以骨替代軟骨模型，軟骨內骨化為哺乳動物骨骼系統胎兒發育過程中的必需過程。首先，我們檢查了成骨相關標記，如TGF-β1、OCN、OPG，以及BMP-2 (圖13A，成骨標記)。TGF-β1為促進早期軟骨形成的關鍵需求，數據顯示第14天後TGF-β1蛋白的含量下降(圖13A，成骨標記)。如上一節所述，OCN通常作為早期成骨標記，其蛋白質的含量在第14天後降低(圖13A，成骨標記)。OPG具有誘導未分化的人類間質幹細胞(hMSC)以增強隨後的骨生成的能力，並且隨著時間的進展，該系統中OPG的量增加(圖13A，成骨標記)。在成骨分化中，BMP-2致力於成骨譜係並且在該系統中為可檢測的(圖13A，成骨標記)。

此外，我們檢查了成骨相關輔助因子和生長因子，包括sCD105、bFGF、SDF-1α，以及VEGF-A (圖13B，成骨標記)。sCD105為CD105的可溶形式，並且表現出不同的細胞功能，用於促進TGF-β1訊號傳導途徑朝向成骨分化(圖13B，成骨標記)。bFGF為最常見的生長因子之一，配合支撐幹性；數據顯示，第7天後bFGF蛋白的含量下降，與間質幹細胞(MSCs)相關CD標記的基因表現相對應，後者由CD73、CD90，以及CD105組成(圖13B，成骨標記)。SDF-1α控制VEGF的細胞增殖與分泌，且SDF-1α分泌的含量隨時間增加(圖13B，成骨標記)。由於SDF-1α可能刺激VEGF分泌，因此在該系統中發現了VEGF-A並且隨著時間積累(圖13B，成骨標記)。

2.2 無異體 (Xeno) 系統

如實施例2.1中所述，透過在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)並在間質幹細胞(MSCs)中以三維灌注條件培養藻酸鹽支架來獲得類骨組織，然而，培養基不包括血清，而是包括無異種/血清替代物，例如，UltraGRO (0.1%-10%，特別是1%-8%，更特別是3%-6%)。

2.2.1 類骨組織 無異種灌注生物反應器系統的活 / 死細胞染色

透過螢光染色(鈣黃綠素AM染劑/碘化丙啶)評估含有藻酸鹽支架的無異種灌注生物反應器系統中的類骨組織的細胞活力，並顯示於圖14中。在第1天，人類間質幹細胞(hMSC)自組裝為細胞叢並在藻酸鹽支架中存活；與基於FBS的系統形成鮮明對比的是，類骨組織在所有時間段都表現出優異的細胞活力。過去，科學家們已經證明，受脅迫的人類間質幹細胞(hMSCs)會增加分化過程中細胞凋亡的敏感性[35]；因此，數據顯示，無異種補充劑可為人類間質幹細胞(hMSCs)提供穩定的環境並保護人類間質幹細胞(hMSCs)免於凋亡程序。

2.2.2 靜態條件下類骨組織的活 / 死細胞染色

與上一節中類骨組織的動態群組相比，無異種系統中的靜態方法也以活/死細胞染色方法進行了檢驗。在我們之前的研究[36]的基礎上，靜態條件可能導致三維(3D)環境中細胞明顯死亡(圖15)，而人類間質幹細胞(hMSCs)在具有動態流體的藻酸鹽支架中存活(灌注條件)(圖14)。在靜態群組中，於第7天，31.8%的總細胞死於細胞叢內，於第14天，33.8%的總細胞死於細胞叢內，於第14天，59.8%的總細胞死於細胞叢內，並且於第28天，91.6%的總細胞死亡。因此，灌注系統在維持細胞活力方面具有關鍵作用。

2.2.3 類骨組織 的生物礦化

生物礦化過程為透過骨形成中的生物生成形成有機-無機雜化複合材料。在本節中，我們利用微-電腦斷層掃描與二甲酚橙(XO)染色方法來檢查生物礦化。透過使用所提供軟體中(CTAn 1.14，Bruker公司，比利時)提供的演算法來量化體積骨礦物質密度(vBMD)值。灌注7、14、21，以及28天後，體積骨礦物質密度(vBMD)隨時間增加(圖16，上部)，表示本研究中獲得的無異種系統中的類骨組織也呈現成骨活性，並具有潛在的作用，適合用於治療。透過堆疊二維(2D)影像獲得三維(3D)重建，並從藻酸鹽支架的全視圖中隨機選擇3個目標區域，用於透過具有9-μm各向同位素尺寸分辨率的微-電腦斷層掃描進行分析。(圖16，下部，第一行)。數據顯示通過時間支架越來越硬(圖16，下部，第一行，空白以及第7天至第28天)。

二甲酚橙(XO)為一種對鈣化組織專一的螢光染料。在指定的灌注期後，以二甲酚橙(XO)染色類骨組織的鈣化區域(圖16，下部，第二行，第1天至第28天)。這些結果顯示，藻酸鹽支架結合誘導性成骨補充劑可為生物礦物質的產生提供合適的環境並調節骨骼成熟。

2.2.4 體內 NOD-SCID 模型的體積骨礦物質密度

對於活的NOD/SCID小鼠模型方法，皮下類骨組織注射的過程透過微-電腦斷層掃描在活的NOD/SCID小鼠中在第1天、第2週以及第4週以9-μm各向同位素尺寸分辨率評估(圖17，上部)。透過提供的軟體(DataViewer 1.5，Bruker公司，比利時)轉換二維(2D)影像，並在圖18A-18中表示。使用所提供的軟體(CTvox 2.4，Bruker公司，比利時)中提供的演算法以百分比(%)計算體積骨礦物質密度(vBMD)，並從移植組織的全視圖中隨機選擇3個目標區域用於分析(圖17，下部)。根據本研究中的數據，皮下移植到NOD/SCID小鼠中的類骨組織證明來自無異種系統的類骨組織具有用於治療應用的潛力。

3. 結論

在這項研究中，我們已經開發並建立了一個平台，通過在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)並在灌注生物反應器系統中培養間質幹細胞(MSCs)-藻酸鹽支架來產生三維(3D)類組織移植體。基於細胞治療之目的，體內模擬細胞生態區位是維持細胞能力的關鍵媒介。在該平台中，例如，在成骨作用下的人類間質幹細胞(hMSC)可以分化並生長成具有生物礦化結構以及豐富細胞外基質(ECM)的功能性類骨組織。透過如本文所述之灌注生物反應器系統中的成骨過程，人類間質幹細胞(hMSC)可以生長、分化並組裝類骨組織。我們已經建立了類骨組織形成與收集的標準操作程序。這些策略可以減少手術過程並形成足夠的三維(3D)類組織移植體以用於細胞治療。這種策略可以構成足夠的三維(3D)類組織移植體用於細胞治療，並避免同種異體移植或異種移植物的副作用。綜上所述，這項研究表示我們的系統可以為組織工程提供安全且實惠的工具。參考文獻 1.         Langer, R. and J. Vacanti,Tissue engineering. Science, 1993.260 (5110): p. 920-926. 2.         Walgenbach, K.-J., et al.,Tissue engineering in plastic reconstructive surgery. The Anatomical Record, 2001.263 (4): p. 372-378. 3.         Kim, K. and G. Evans,Tissue engineering: the future of stem cells. Topics in tissue engineering, 2005.2 : p. 1-21. 4.         Griffith, L.G. and G. Naughton,Tissue Engineering--Current Challenges and Expanding Opportunities. Science, 2002.295 (5557): p. 1009-1014. 5.         Purnell, B.,New Release: The Complete Guide to Organ Repair. Science, 2008.322 (5907): p. 1489. 6.         Ikeda, E., et al.,Fully functional bioengineered tooth replacement as an organ replacement therapy. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2009.106 (32): p. 13475-13480. 7.         Brooks, P.,The burden of musculoskeletal disease—a global perspective. Clinical Rheumatology, 2006.25 (6): p. 778-781. 8.         Rauh, J., et al.,Bioreactor systems for bone tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev, 2011.17 (4): p. 263-80. 9.         Zhang, Y.-B., et al.,Involvement of Oxidative Stress in Age-Related Bone Loss. Journal of Surgical Research, 2011.169 (1): p. e37-e42. 10.       Sun, J.-S., et al.,Vitamin-D Binding Protein Does Not Enhance Healing in Rat Bone Defects: A Pilot Study. Clinical Orthopaedics and Related Research®, 2009.467 (12): p. 3156-3164. 11.       Huey, D.J., J.C. Hu, and K.A. Athanasiou,Unlike Bone, Cartilage Regeneration Remains Elusive. Science, 2012.338 (6109): p. 917-921. 12.       Schubert, T., et al.,Critical size bone defect reconstruction by an autologous 3D osteogenic-like tissue derived from differentiated adipose MSCs. Biomaterials, 2013.34 (18): p. 4428-4438. 13.       Wang, W., et al.,3D spheroid culture system on micropatterned substrates for improved differentiation efficiency of multipotent mesenchymal stem cells. Biomaterials, 2009.30 (14): p. 2705-2715. 14.       Lund, A.W., et al.,The natural and engineered 3D microenvironment as a regulatory cue during stem cell fate determination. Tissue engineering. Part B, Reviews, 2009.15 (3): p. 371-380. 15.       Rowley, J.A., G. Madlambayan, and D.J. Mooney,Alginate hydrogels as synthetic extracellular matrix materials. Biomaterials, 1999.20 (1): p. 45-53. 16.       Draget, K.I., O. Smidsrød, and G. Skjåk-Bræk,Alginates from Algae , inBiopolymers Online . 2005, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA. 17.       Hwang, Y.-S., et al.,The use of murine embryonic stem cells, alginate encapsulation, and rotary microgravity bioreactor in bone tissue engineering. Biomaterials, 2009.30 (4): p. 499-507. 18.       Lee, K.Y. and D.J. Mooney,Alginate: Properties and biomedical applications. Progress in Polymer Science, 2012.37 (1): p. 106-126. 19.       Pawar, S.N. and K.J. Edgar,Alginate derivatization: A review of chemistry, properties and applications. Biomaterials, 2012.33 (11): p. 3279-3305. 20.       Sun, J.-Y., et al.,Highly stretchable and tough hydrogels. Nature, 2012.489 (7414): p. 133-136. 21.       Shull, K.R.,Materials science: A hard concept in soft matter. Nature, 2012.489 (7414): p. 36-37. 22.       Leslie, S.K., et al.,Controlled release of rat adipose-derived stem cells from alginate microbeads. Biomaterials, 2013.34 (33): p. 8172-8184. 23.       Kuo, C.K. and P.X. Ma,Ionically crosslinked alginate hydrogels as scaffolds for tissue engineering: Part 1. Structure, gelation rate and mechanical properties. Biomaterials, 2001.22 (6): p. 511-521. 24.       Awad, H.A., et al.,Chondrogenic differentiation of adipose-derived adult stem cells in agarose, alginate, and gelatin scaffolds. Biomaterials, 2004.25 (16): p. 3211-3222. 25.       Hunt, N.C., et al.,Encapsulation of fibroblasts causes accelerated alginate hydrogel degradation. Acta Biomaterialia, 2010.6 (9): p. 3649-3656. 26.       Higuchi, A., et al.,Biomaterials for the Feeder-Free Culture of Human Embryonic Stem Cells and Induced Pluripotent Stem Cells. Chemical Reviews, 2011.111 (5): p. 3021-3035. 27.       Shapiro, L. and S. Cohen,Novel alginate sponges for cell culture and transplantation. Biomaterials, 1997.18 (8): p. 583-590. 28.       Ryan, J.M., et al.,Mesenchymal stem cells avoid allogeneic rejection. J Inflamm (Lond), 2005.2 : p. 8. 29.       Caplan, A.I.,Adult mesenchymal stem cells for tissue engineering versus regenerative medicine. J Cell Physiol, 2007.213 (2): p. 341-7. 30.       Lin, Y.-J., et al.,Chondrocytes culture in three-dimensional porous alginate scaffolds enhanced cell proliferation, matrix synthesis and gene expression. Journal of Biomedical Materials Research Part A, 2009.88A (1): p. 23-33. 31.       Chen, C.-Y., et al.,3D porous calcium-alginate scaffolds cell culture system improved human osteoblast cell clusters for cell therapy. Theranostics, 2015.5 (6): p. 643-655. 32.       Oliver, L., et al.,Distinct Roles of Bcl-2 and Bcl-Xl in the Apoptosis of Human Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells during Differentiation. PLoS ONE, 2011.6 (5): p. e19820. 33.       Tzaphlidou, M. and V. Zaichick,Calcium, Phosphorus, calcium-phosphorus ratio in rib bone of healthy humans. Biological Trace Element Research, 2003.93 (1-3): p. 63-74. 34.       Dorozhkin, S.V.,Calcium orthophosphates in nature, biology and medicine. Materials, 2009.2 (2): p. 399-498. 35.       Freyman, T.M., et al.,Fibroblast contraction of a collagen–GAG matrix. Biomaterials, 2001.22 (21): p. 2883-2891. 36.       Hardy, R. and M.S. Cooper,Glucocorticoid-induced osteoporosis–a disorder of mesenchymal stromal cells? Frontiers in endocrinology, 2011.2 . 37.       Wen, X., et al.,Frequent epigenetic silencing of the bone morphogenetic protein 2 gene through methylation in gastric carcinomas. Oncogene, 2006.25 (18): p. 2666-2673. 38.       Lavik, E. and R. Langer,Tissue engineering: current state and perspectives. Applied microbiology and biotechnology, 2004.65 (1): p. 1-8. 39.       Enestvedt, C.K., et al.,VEGF gene therapy augments localized angiogenesis and promotes anastomotic wound healing: a pilot study in a clinically relevant animal model. Journal of Gastrointestinal Surgery, 2008.12 (10): p. 1762-1772. 40.http://www.ebioscience.com/media/images/resources/knowledge-center/application/elisa/platinum-elisa-kits/platinum-elisa-plate.jpg . 41.http://www.nlm.nih.gov/medlineplus/ency/images/ency/fullsize/8745.jpg . 42.       Mitsui, N., et al.,Effect of compressive force on the expression of MMPs, PAs, and their inhibitors in osteoblastic Saos-2 cells. Life sciences, 2006.79 (6): p. 575-583. 43.       Usta, S.N., et al.,Chemically defined serum-free and xeno-free media for multiple cell lineages. Annals of Translational Medicine, 2014.2 (10): p. 97. 44.       Pradel, W., et al.,Cell passage and composition of culture medium effects proliferation and differentiation of human osteoblast-like cells from facial bone. Journal of physiology and pharmacology : an official journal of the Polish Physiological Society, 2008.59 Suppl 5 : p. 47-58. 45.       K. Le Blanc, L.C. Davies, MSCs—cells with many sides, Cytotherapy 20(3) (2018) 273-278. 46.       E. Santos, R.M. Hernández, J.L. Pedraz, G. Orive, Novel advances in the design of three-dimensional bio-scaffolds to control cell fate: translation from 2D to 3D, Trends in biotechnology 30(6) (2012) 331-341. 47.       P. Newman, Z. Lu, S. Roohani-Esfahani, T.L. Church, M. Biro, B. Davies, A. King, K. Mackenzie, A. Minett, H. Zreiqat, Porous and strong three-dimensional carbon nanotube coated ceramic scaffolds for tissue engineering, Journal of Materials Chemistry B 3(42) (2015) 8337-8347. 48.       H. Tavassoli, S.N. Alhosseini, A. Tay, P.P. Chan, S.K.W. Oh, M.E. Warkiani, Large-scale Production of Stem Cells Utilizing Microcarriers: A Biomaterials Engineering Perspective from Academic Research to Commercialized Products, Biomaterials 181 (2018) 333-346. 49.       K.M. Yamada, E. Cukierman, Modeling tissue morphogenesis and cancer in 3D, Cell 130(4) (2007) 601-610. 50.       M. Martina, D.W. Hutmacher, Biodegradable polymers applied in tissue engineering research: a review, Polymer International 56(2) (2007) 145-157. 51.       J. Yang, M. Yamato, C. Kohno, A. Nishimoto, H. Sekine, F. Fukai, T. Okano, Cell sheet engineering: recreating tissues without biodegradable scaffolds, Biomaterials 26(33) (2005) 6415-6422. 52.       L. da Silva Meirelles, A.I. Caplan, N.B. Nardi, In search of the in vivo identity of mesenchymal stem cells, Stem cells 26(9) (2008) 2287-2299.

無

當結合附圖閱讀時，將更好地理解前述發明內容以及本發明的以下詳細描述。出於說明本發明之目的，在附圖中顯示出目前較佳的具體實施例。然而，應當理解的是，本發明不限於所示之精確佈置及手段。

於圖式中：

圖1所示為根據本發明製備類骨組織之方法的特定具體實施例。

圖2所示為用於本發明之生物反應器系統的具體實施例，可選擇地具有調節器以監測該培養條件。

圖3所示為細胞表面標記篩選以及人類間質幹細胞的分化分析。上部：流式細胞儀評估該細胞表面標記：CD29、CD44、CD73，以及CD90呈陽性；相反的，CD34與CD45呈陰性。下部：分化能力：(左)人類間質幹細胞(hMSCs)在14天內分化為類骨細胞，以及染色的生物磷灰石；(中)在顆粒培養處理下的人類間質幹細胞(hMSC)在21天內分化為類軟骨細胞，以及染色的糖胺聚醣；(右)人類間質幹細胞(hMSCs)在14天內分化為類脂肪細胞，以及染色的脂滴。

圖4所示為在有灌注情形下的藻酸鹽支架中人類間質幹細胞(hMSC)的活/死染色結果。上部：(第一行)帶有鈣黃綠素AM染料的類骨組織的活細胞；(第二行)死細胞；(第三行)合併影像。下部：活細胞與死細胞的百分比。

圖5所示為在根據本發明之生物反應器系統中培養的藻酸鹽支架中的類骨組織的細胞凋亡檢測結果。上部：(第一行)活化的凋亡蛋白酶3/7表示類骨組織的凋亡細胞；(第二行)染色的細胞核；以及(第三行)合併影像。下部：活化的凋亡蛋白酶3/7的含量。

圖6所示為在根據本發明之生物反應器系統中培養的藻酸鹽支架中的類骨組織的粒線體跨膜電位檢測之結果。上部：(第一行) JC-1單體表示類骨組織的凋亡細胞；(第二行) JC-1聚集體代表類骨組織的健康細胞；以及(第三行)合併影像。下部：JC-1單體(受損細胞)與JC-1聚集體(健康細胞)的含量。

圖7所示為在根據本發明之生物反應器系統中培養的藻酸鹽支架中的類骨組織的結構與粒線體質量。上部：(第一行)具有細胞核的類骨組織的結構；(第二行)具有細胞核的類骨組織的粒線體質量；(第三行)合併影像。下部：粒線體質量的含量。

圖8所示為在根據本發明之生物反應器系統中培養的藻酸鹽支架中的類骨組織的形態。上部：(第一行)透過掃描式電子顯微鏡(scanning electron microscope，SEM)在500x觀察下檢測藻酸鹽支架中人類間質幹細胞(hMSC)的形態；(第二行)影像在2000x觀察下。下部：能量色散X-射線光譜分析(energy-dispersive X-ray analysis，EDX)測定顯示鈣與磷離子隨時間增加。

圖9所示為生物反應器系統中軟骨內骨化的評估結果。上部：(第一行)活/死染色影像的橫截面圖(圖7)；(第二行，左)培養基中的sGAG的含量；(第二行，右)從培養基中測量ALP活性。下部：(第一行)番紅O染色代表生物反應器系統中類骨組織產生GAGs；(第二行)二甲酚橙染色代表生物反應器系統中類骨組織的生物礦化區域。

圖10所示為微-電腦斷層掃描以及感應耦合電漿原子發射光譜儀(Inductively coupled plasma - optical emission spectrometry，ICP-OES)的測定之結果。(上部)經由微-電腦斷層掃描評估所顯示的生物礦化過程，細胞/支架構築體隨著時間的進展越來越硬；(中間部分)相對體積骨礦物質密度(vBMD)，即平均值±標準差(SD) (相對於第1天組，^▲ p ＜0.05；相對於第7天組，* p ＜0.05；相對於第14天組，# p ＜0.05；相對於第21天組，+ p ＜0.05，n = 3)。(下部，左)表示細胞培養物的鈣離子濃度保持在特定的培養期內；(下部，右)表示細胞培養物的磷離子濃度保持在特定的培養期內。

圖11所示為X射線繞射(XRD)與傅里葉轉換紅外光譜(FT-IR)的圖案。(左)所示為X射線繞射(XRD)圖案；(右)呈現傅里葉轉換紅外光譜(FT-IR)數據。

圖12A-12D所示為在根據本發明之生物反應器系統中培養的藻酸鹽支架中類骨組織的骨相關mRNA表現的結果。針對對照組，未分化的人類間質幹細胞(hMSC)在二維(2D)條件下培養沒有成骨誘導作用。在灌注7、14、21，以及28天後，收集類骨組織用於基因表現檢查。(圖12A) CD73、CD90，以及CD105的表現；(圖12B) ALP、RUNX2，以及OCN；(圖12C) OPN、BMP-2，以及VEGF-A；(圖12D) 經由Q-PCR方法分析Col1A1、Col2A1，以及MMP-3。按2^{- △△ Ct} 法計算相對mRNA的含量，將每個目標基因標準化為對照組。Q-PCR值為平均值±標準差(SD) (相對於第1天組，^▲ p ＜0.05；相對於第7天組，* p ＜0.05；相對於第14天組，# p ＜0.05；相對於第21天組，+ p ＜0.05；n = 6)。

圖13A-13B所示為在根據本發明之生物反應器系統中培養的藻酸鹽支架中從類骨組織分泌的生長因子與骨相關蛋白之表現結果。灌注7、14、21，以及28天後，收集培養基用於ELISA檢查。(圖13A) TGF-β1、OCN、OPG，以及BMP-2的表現；以及(圖13B) sCD105、bFGF、SDF-1α，以及VEGF，經由製造商的指南進行分析。數據為平均值±標準差(SD) (相對於第1天組，^▲ p ＜0.05；相對於第7天組，* p ＜0.05；相對於第14天組，# p ＜0.05；相對於第21天組，+ p ＜0.05；n = 6)。

圖14所示為在根據本發明之生物反應器系統中培養的藻酸鹽支架中的類骨組織的活/死染色結果。上部：(第一行)代表以鈣黃綠素AM染劑染色的類骨組織的活細胞；(第二行)代表死細胞；(第三行)為合併影像。下半部分：顯示活細胞與死細胞的百分比。

圖15所示為活/死染色的結果，顯示在靜態無異種系統中人類間質幹細胞(hMSC)在鈣-藻酸鹽支架之間的差異。上部：(第一行)代表以鈣黃綠素AM染劑染色的類骨組織的活細胞；(第二行)代表死細胞；(第三行)為合併影像。下半部分：顯示活細胞與死細胞的百分比。

圖16所示為微-電腦斷層掃描檢查以及二甲酚橙(Xylenol Orange，XO)染色測定之結果。上部：相對體積骨礦物質密度(vBMD)表示為平均值±標準差(SD) (n = 3)。下部：(第一行)經由微-電腦斷層掃描評估顯示生物礦化過程，細胞/支架構築體隨著時間的進展變得越來越硬；以及(第二行) 二甲酚橙(XO)揭露生物反應器系統中類骨組織的生物礦化區域以及染色的細胞核。

圖17所示為體內動物研究之結果。(上部)顯示NOD/SCID小鼠的皮下植入(假手術：假手術組，PBS注射；NC：陰性對照組，臨床級第I型膠原蛋白溶液注射；D14MT：第一實驗組，臨床級第I型膠原蛋白溶液與類骨組織結合，進行14天的灌注；D21MT：第二實驗組，臨床級第I型膠原蛋白溶液與類骨組織結合，進行21天的灌注。(下部)顯示相對體積骨礦物質密度(vBMD)，其為平均值±標準差(SD) (相對於假手術組，^▲ p ＜0.05；相對於陰性對照組，* p ＜0.05；相對於D14MT組，# p ＜0.05；相對於第21天組，+ p ＜0.05；n = 3)。

圖18A-18C所示為在特定時間期間，第1天(圖18A)、第2週(圖18B)，以及第4週(圖18C)的體內植入試驗的微-電腦斷層掃描評估之結果。

無

無

Claims (35)

1. 一種製備含有特異性細胞的三維(3D)類組織移植體之方法，包含： (a) 在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(mesenchymal stem cells，MSCs)，以獲得MSCs-藻酸鹽構築體； (b) 將該MSCs-藻酸鹽構築體轉移到灌注生物反應器系統中；以及 (c) 使該MSCs藻酸鹽構築體在一條件下培養於該灌注生物反應器系統中，其允許MSCs增殖且朝向特異性細胞分化，並且形成該3D類組織移植體，該3D類組織移植體包含嵌有細胞叢的該藻酸鹽支架，該細胞叢包含該MSCs與該特異性細胞。
2. 如請求項1之方法，其中該條件包含培養基，該培養基包含誘導該MSCs朝向該特異性細胞分化之組成分。
3. 如請求項1之方法，其中該特異性細胞選自由類骨細胞、類軟骨細胞、類肌肉細胞、類神經元細胞、類脂肪細胞、類肝細胞、類肺細胞、類心臟細胞、類纖維母細胞的細胞，以及以上的任何組合所組成之群組。
4. 如請求項1之方法，其中該細胞叢形成類骨、類軟骨、類肌肉、類神經、類脂肪、類肝、類肺、類心臟，及/或類血管組織。
5. 如請求項1之方法，其中該細胞叢展現MSC表面標記以及該特異性細胞的分化標記。
6. 如請求項1之方法，其中該細胞叢包含該細胞周圍的細胞外基質(extracellular matrix，ECM)。
7. 如請求項1之方法，進一步包含(c)’將該3D類組織移植體暴露於螯合劑以溶解該支架，以提供無支架的3D類組織移植體。
8. 如請求項1之方法，進一步包含(d)收集該3D類組織移植體。
9. 如請求項1之方法，其中該藻酸鹽支架係透過藻酸鹽溶液與共價交聯劑的交聯作用而製備。
10. 如請求項1之方法，其中該MSCs係分離自骨髓、脂肪組織、肌肉組織、牙齒組織、胎盤、臍帶組織、臍帶血、周圍血。
11. 如請求項1之方法，其中該條件包含成骨培養基以誘導該MSCs向類骨細胞分化。
12. 如請求項11之方法，其中該成骨培養基包含鹼性培養基、皮質類固醇，以及無機磷酸鹽來源。
13. 如請求項11之方法，其中該MSCs-藻酸鹽構築體在該生物反應器系統內的該成骨培養基中培養至少1天或更長時間、3天或更長時間、7天或更長時間、14天或更長時間、21天或更長時間、28天或以上。
14. 如請求項11之方法，其中該細胞叢形成類骨組織。
15. 如請求項14之方法，其中該類骨組織包括成骨與軟骨形成的特徵。
16. 如請求項14之方法，其中該類骨組織含有細胞外基質(ECM)及/或該細胞周圍的鈣化區域。
17. 如請求項14之方法，其中該類骨組織展現體積骨礦物質密度(volumetric bone mineral density，vBMD)值為約0.03 mg/cm³ 至約0.13 mg/cm³ 及/或鈣/磷原子比為約1.85至約1.98。
18. 如請求項14之方法，其中該類骨組織展現在培養過程中增加的體積骨礦物質密度(vBMD)值、增加的鈣離子及/或磷離子，及/或增加的鈣化區域。
19. 如請求項14之方法，其中該類骨組織包括羥基磷灰石(hydroxyapatite，HAp)。
20. 如請求項14之方法，其中該類骨組織展現間質幹細胞(MSCs)表面標記、軟骨標記、成骨標記物/生長因子，及/或成骨輔助因子/相關生長因子。
21. 如請求項20之方法，其中 該MSCs表面標記選自由CD73、CD90、CD105及其任意組合所組成之群組； 該軟骨標記為分泌的糖胺聚醣(secreted glycosaminoglycan，sGAG)； 該成骨標記/生長因子選自由鹼性磷酸酶(alkaline phosphatase，ALP)、骨鈣素(osteocalcin，OCN)、骨保護素(osteoprotegerin，OPG)、骨形態發生蛋白-2 (bone morphogenetic protein-2，BMP-2)、腫瘤生長因子β1 (tumor growth factor beta1，TGFβ1)、血管內皮生長因子A (vascular endothelial growth factor A，VEGF-A)，及其任意組合所組成之群組；以及 該成骨輔助因子/相關生長因子選自由sCD105、鹼性纖維母細胞生長因子(basic fibroblast growth factor，bFGF)、基質細胞衍生因子-1α (stromal cell derived factor-1alpha，SDF-1α)、血管內皮生長因子(vascular endothelial growth factor，VEGF)，及其任意組合所組成之群組。
22. 如請求項14之方法，其中該成骨培養基包括血清。
23. 一種用於移植至需要的個體之三維(3D)類組織移植體或醫藥組合物，包含細胞叢，其含有間質幹細胞(MSCs)及由該間質幹細胞(MSCs)分化的特異性細胞，以及可選擇的醫藥上可接受之載體。
24. 如請求項23之3D類組織移植體或醫藥組合物，其中該細胞叢包含圍繞該細胞的細胞外基質(ECM)。
25. 如請求項23之3D類組織移植體或醫藥組合物，其中該細胞叢係嵌入藻酸鹽支架中。
26. 如請求項23之3D類組織移植體或醫藥組合物，其不包括支架。
27. 如請求項23之3D類組織移植體或醫藥組合物，其中該特異性細胞為類骨細胞，且該細胞叢形成類骨組織。
28. 如請求項27之3D類組織移植體或醫藥組合物， 其中該類骨組織包括成骨與軟骨形成之特徵； 其中該細胞叢包圍有細胞外基質(ECM)及/或鈣化區域； 其中該類骨組織展現體積骨礦物質密度(vBMD)值為約0.03 mg/cm³ 至約0.13 mg/cm³ 及/或鈣/磷原子比為約1.85至約1.98； 其中該類骨組織包括羥基磷灰石(HAp)；及/或 其中該類骨組織展現MSCs表面標記、一軟骨標記、一成骨標記物/生長因子，及/或一成骨輔助因子/相關生長因子。
29. 如請求項28之3D類組織移植體或醫藥組合物， 其中該MSCs表面標記選自由CD73、CD90、CD105，及其任意組合所組成之群組； 其中該軟骨標記為分泌的糖胺聚醣(sGAG)； 其中該成骨標記/生長因子選自由鹼性磷酸酶(ALP)、骨鈣素(OCN)、骨保護素(OPG)、骨形態發生蛋白-2(BMP-2)、腫瘤生長因子β1 (TGFβ1)、血管內皮生長因子A (VEGF-A)，及其任意組合所組成之群組；及/或 其中該成骨輔助因子/相關生長因子選自由sCD105、鹼性纖維母細胞生長因子(bFGF)、基質細胞衍生因子-1α (SDF-1α)、血管內皮生長因子(VEGF)，及其任意組合所組成之群組。
30. 一種透過如請求項1之方法製備之用於移植到有需要的個體中的三維(3D)類組織移植體。
31. 一種如請求項27之3D類組織移植體用於製造用於修復有需要的患者的骨缺損的藥物之用途。
32. 一種三維(3D)類骨移植體用於製造用於修復有需要的受體患者的骨缺損的藥物之用途，其中該3D類骨移植體係透過包含以下步驟之方法製備：(a) 在藻酸鹽支架中接種間質幹細胞(MSCs)，以獲得MSCs-藻酸鹽構築體；(b) 將該MSCs-藻酸鹽構築體轉移到灌注生物反應器系統中，以允許該MSCs 增殖及朝向類骨細胞分化並且形成該3D類骨移植體的條件下進行培養，該3D類骨移植體包含嵌有細胞叢的該藻酸鹽支架，且該細胞叢包含該MSCs與該類骨細胞；(c) 可選擇地將該3D類骨移植體暴露於螯合劑以溶解該支架，以提供無支架的3D類骨移植體；以及(d)收集該3D類骨移植體。
33. 如申請求項32之用途，其中該MSCs分離自供體個體的骨髓、脂肪組織、肌肉組織、牙齒組織、胎盤、臍帶組織、臍帶血、周圍血。
34. 如請求項33之用途，其中該供體個體為該受體個體。
35. 一種如請求項23之3D類組織移植體用於製造用於治療有需要的受體患者的缺陷的藥物之用途。

Images