RU2391398C2 - Способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибии, черепахи) - Google Patents
Способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибии, черепахи) Download PDFInfo
- Publication number
- RU2391398C2 RU2391398C2 RU2008132219/13A RU2008132219A RU2391398C2 RU 2391398 C2 RU2391398 C2 RU 2391398C2 RU 2008132219/13 A RU2008132219/13 A RU 2008132219/13A RU 2008132219 A RU2008132219 A RU 2008132219A RU 2391398 C2 RU2391398 C2 RU 2391398C2
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- hepatocytes
- minutes
- liver
- temperature
- rpm
- Prior art date
Links
Landscapes
- Housing For Livestock And Birds (AREA)
- Agricultural Chemicals And Associated Chemicals (AREA)
- Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
Abstract
Изобретение относится к области биотехнологии, конкретно к выделению гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции, и может быть использовано при диагностике вирусных инфекций и производстве вакцин. Выделяют гепатоциты с использованием при вторичном перфузировании трех-четырехкратной обработки печени раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа в концентрации от 0,02 до 0,05% по 10 минут при температуре перфузата 0-4°С. Очистку гепатоцитов в фиколловом градиенте проводят трех-четырехкратно с добавлением 0,5-1,15 М углеводов, например сахарозы, 15 мин на центрифуге при 1000 об/мин при температуре 20°С. Получение клеточной суспензии гепатоцитов путем дифференциального центрифугирования проводят в течение 2 минут при 700 об/минуту. Исходную клеточную суспензию гепатоцитов предварительно инкубируют при комнатной температуре в течение 20 минут. Изобретение позволяет повысить выход жизнеспособных гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции на 20% по сравнению с традиционной методикой выделения клеток. 4 табл.
Description
Изобретение относится к биологии и медицине и может быть использовано для изучения механизмов функционирования клеток, управления клеточными процессами, такими как пролиферация и дифференцировка, для изучения основ межклеточных взаимодействий и модификации метаболизма в условиях физиологической нормы и эксперименте, при диагностике вирусных инфекций с целью изучения спектра чувствительности культур гепатоцитов различных животных к вирусам, в биотехнологических процессах при производстве вакцин, замещении, восстановлении, корректировке функций поврежденных тканей печени путем имплантации или трансплантации выращенных in vitro гепатоцитов.
Известен способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибий, черепах), который подробно описан в книге Адамса Р., М.: Мир, 1983, и этот же способ хорошо представлен в коллективной монографии «Животная клетка в культуре». М.: Спутник+, 2000.
Известный способ включает в себя: вскрытие брюшной полости и канюлирование v. portae, через которую осуществляют перфузирование печени бескальциевым раствором Хэнкса для отмывки крови и удаления ионов кальция, вторичное перфузирование печени раствором Хэнкса, содержащим раствор коллагеназы и ионы кальция в течение 5 минут при температуре 37°С, механическую обработку печени путем измельчения печени ножницами на кусочки весом 1-2 гр, которые переносят в колбу, содержащую среду Игла, помещаемую на магнитную мешалку на 5 минут. После обработки на магнитной мешалке проводят очистку полученной тканевой взвеси в фиколловом градиенте 15 мин на центрифуге при 1000 об/мин при температуре 20°С с целью удаления клеточного детрита, элементов крови, гемопоэтических клеток, крупных фрагментов, после чего полученный осадок ресуспензируют в инкубационной среде. Далее с целью удаления дебриса поврежденных клеток клеточную суспензию пропускают через фильтр в колбу и оставляют для предварительной инкубации на 20 минут при температуре 37°С на шейкере. Для получения популяции паренхимных клеток проводят фильтрацию и дифференциальное центрифугирование в течение 5 мин при 200 об/минуту. После чего в камере Горяева 1% раствором трипанового синего определяют количество жизнеспособных гепатоцитов при концентрации клеток в 3×106 кл/мл. Далее культивирование гепатоцитов проводят в чашках Петри, на дно которых помещают покровные стекла, предварительно обработанные, например, желатином.
Однако известный способ не может обеспечить получение жизнеспособных гепатоцитов более 75% у изучаемых видов животных с различной системой терморегуляции, так как длительный период выделения гепатоцитов (6-8 часов) влечет за собой потерю жизнеспособных клеток, и, кроме того, в известном способе не предусмотрены условия, позволяющие поддерживать жизнеспособность гепатоцитов.
Следует особо подчеркнуть, что высокий процент жизнеспособных гепатоцитов является необходимым условием для успешного проведения медико-биологических исследований, а следовательно, получения значимых (достоверных) исследуемых показателей.
Задачей предлагаемого изобретения является повышение процента выхода жизнеспособных гепатоцитов животных вида Rana terrestris (амфибии), Trachemys scripta elegans (черепахи) с пойкилотермной системой терморегуляции.
Поставленная задача - увеличение процента выхода жизнеспособных гепатоцитов животных вида Rana terrestris (амфибии), Trachemys scripta elegans (черепахи), решается благодаря тому, что заявляемый способ выделения, как и прототип, включает в себя вскрытие брюшной полости, канюлирование v. portae, через которую осуществляют перфузирование печени бескальциевым раствором Хэнкса для отмывки крови и удаления ионов кальция, вторичное перфузирование печени проводят раствором Хэнкса, содержащим раствор коллагеназы I типа и ионы кальция, измельчение печени на кусочки весом 1-2 гр, которые переносят в колбу, содержащую среду Игла, которую затем помещают на магнитную мешалку на 5 минут, после чего проводят очистку полученной тканевой взвеси в фиколловом градиенте на центрифуге с целью удаления клеточного детрита, элементов крови, гемопоэтических клеток, крупных фрагментов, затем полученный осадок ресуспензируют в инкубационной среде, далее клеточную суспензию фильтруют в колбу и оставляют для предварительной инкубации на шейкере с целью удаления дебриса поврежденных клеток. Для получения популяции паренхимных клеток проводят фильтрацию и дифференциальное центрифугирование. После чего в камере Горяева 1% раствором трипанового синего определяют количество жизнеспособных гепатоцитов при концентрации клеток в 3×106 кл/мл. Далее культивирование гепатоцитов проводят в чашках Петри, на дно которых помещают покровные стекла, предварительно обработанные, например, желатином.
В отличие от прототипа в заявляемом способе вторичное перфузирование печени животных вида Rana terrestris (амфибии), Trachemys scripta elegans (черепахи) проводят трех-четырехкратно раствором Хэнкса, содержащим коллагеназу I типа и ионы кальция в восходящей концентрации (от 0,02 до 0,05%) по 10 минут при температуре перфузата 0-4°С, а очистку гепатоцитов проводят в фиколловом градиенте трех-четырехкратно с добавлением 0,5-1,15 М углеводов, например сахарозы, 15 мин на центрифуге при 1000 об/мин при температуре 20°С, при этом получение клеточной суспензии гепатоцитов проводили путем сочетания фильтрации и дифференциального центрифугирования в течение 2 мин при 700 об/минуту, затем исходную клеточную суспензию гепатоцитов пропускают через фильтр в колбу и оставляют на шейкере для предварительной инкубации на 20 минут при 20-22°С, учитывая систему терморегуляции животных.
Заявляемый способ «Способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибии, черепахи)» реализуется следующим образом.
Под эфирным наркозом у животного (амфибии и черепахи) проводят вскрытие брюшной полости канюлирование v. portae, через которую осуществляют перфузирование печени бескальциевым раствором Хэнкса для отмывки крови и удаления ионов кальция, затем трех-четырехкратно проводят вторичное перфузирование печени раствором Хэнкса, содержащим коллагеназу I типа и ионы кальция в восходящей концентрации (от 0,02 до 0,05%) по 10 минут при температуре перфузата 0-4°С. Затем после удаления Глиссоновой капсулы и крупных кровеносных сосудов печень измельчали в пенициллиновом флаконе ножницами на кусочки весом 1-2 г, которые переносят в колбу, содержащую среду Игла, которую затем помещают на магнитную мешалку, например, типа MS3000, Biosan, Латвия, на 5 минут. После чего проводят трех-четырехкратную очистку полученной тканевой взвеси в фиколловом градиенте по 15 мин на центрифуге, например, ОПН-3, Киргизия, при 1000 об/мин при температуре 20°С с добавлением 0,5-1,15 М углеводов, например сахарозы, с целью удаления клеточного детрита, элементов крови, гемопоэтических клеток, крупных фрагментов. Затем полученный осадок ресуспензируют в инкубационной среде, далее полученную клеточную суспензию фильтруют через нейлоновые фильтры в колбу и оставляют для предварительной инкубации на 20 минут при температуре 20-22°С на шейкере, например, типа BS-010108-AK, UP-12, Biosan, Латвия, с целью удаления дебриса поврежденных клеток. Для получения популяции паренхимных клеток проводят фильтрацию через нейлоновые фильтры и дифференциальное центрифугирование, например, типа VAC-601 в течение 2 мин при 700 об/минуту. После чего в камере Горяева 1% раствором трипанового синего определяют количество жизнеспособных гепатоцитов при концентрации клеток в 3×106 кл/мл. Далее клеточную суспензию разливают в чашки Петри, на дно которых помещают покровные стекла, предварительно обработанные 0,2% раствором желатина (Sigma, США). Инкубировали гепатоциты в среде F12, которая содержала 0,2 мг/мл альбумина (Sigma, США) и 0,5 мкг/мл инсулина (Sigma, США), а также содержащей 40 мкг/мл гентамицина, 10% фетальной сыворотки (РАА, Австрия), 25 ед./мл фактора LIF (Sigma, США). Далее чашки Петри помещают в термостат, например, типа BS-010410-BAA, СН-100, Biosan, Латвия, для культивирования при температуре 20°С.
Пример 1. Влияние дробной перфузии и температурных режимов на процент выхода жизнеспособных гепатоцитов амфибий и черепах.
Животному вскрывали брюшную полость, затем проводили канюлирование v. portae, через которую осуществляют перфузирование печени бескальциевым раствором Хэнкса для отмывки крови и удаления ионов кальция. Вторичное перфузирование печени проводят согласно сформированным группам дробно раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа в восходящей концентрации (от 0,02 до 0,05%). Для опыта сформировали три группы амфибий и черепах:
1 группа - перфузия проводилась однократно 5 минут раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа от 0,02 до 0,05% при комнатной температуре;
2 группа - 10 минут раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа от 0,02 до 0,05% трехкратно при температуре 10-15°С;
3 - группа 10 минут трех-четырехкратно раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа от 0, 02 до 0,05% при температуре 0-4°С.
Из таблицы 1 видно, самый высокий процент выхода жизнеспособных гепатоцитов (98%) в третьей группе, в которой перфузию печени проводили трех-четырехкратно раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа в восходящей концентрации (от 0,02 до 0,05%) по 10 минут при температуре перфузата 0-4°С. Так как мягкое, постепенное, менее глубокое ферментативное воздействие на мембраны гепатоцитов положительно сказывается на их жизнеспособности.
| Таблица 1 | ||
| Влияние дробной перфузии и температурных режимов на процент выхода гепатоцитов амфибий и черепах (% жизнеспособных клеток) | ||
| № группы | Амфибии | Черепахи |
| 1 группа | 80 | 78 |
| 2 группа | 89 | 86 |
| 3 группа | 98 | 98 |
Затем печень измельчали ножницами, как этап механической обработки, тканевую взвесь помещали на магнитную мешалку, после чего проводили трех-четырехкратную очистку тканевой взвеси в фиколловом градиенте 15 мин на центрифуге 1000 об/мин при температуре 20°С с добавлением 0,5-1,15 М углеводов, например сахарозы, после этого получали клеточную суспензию гепатоцитов путем сочетания фильтрации и дифференциального центрифугирования 2 мин при 700 об/минуту, последующую предварительную инкубацию гепатоцитов проводят на шейкере при 20-22°С 20 минут. Полученную клеточную суспензию гепатоцитов в количестве 3 мл (3×106 гепатоцитов) разливают в чашки Петри, на дне которых находятся покровные стекла покрытые желатином. После чего в камере Горяева 1% раствором трипанового синего определяют количество жизнеспособных гепатоцитов при концентрации клеток в 3×106 кл/мл. Далее чашки Петри помещают в термостат для культивирования при температуре 20°С.
Пример 2. Получение клеточной суспензии амфибий и черепах и очистка в фиколловом градиенте с добавлением углеводов.
Животному вскрывали брюшную полость, затем проводили канюлирование v. portae, через которую осуществляют перфузирование печени бескальциевым раствором Хэнкса для отмывки крови и удаления ионов кальция. Вторичное перфузирование печени проводят трех-четырехкратно раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа в восходящей концентрации (от 0,02 до 0,05%) по 10 минут при температуре перфузата 0-4°С. Далее проводили механическую обработку печени путем измельчения, полученную тканевую взвесь помещали на магнитную мешалку.
Проводили очистку тканевой взвеси в фиколловом градиенте. Для опыта сформировали три группы амфибий, черепах:
1 группа - очистка в фиколловом градиенте однократная;
2 группа - очистка в фиколловом градиенте трех-четырехкратная;
3-группа - очистка в фиколловом градиенте трех-четырехкратная с добавлением 0,5-1,15 М углеводов.
| Таблица 2 | ||
| Влияние дробной очистки в фиколловом градиенте с добавлением углеводов на процент выхода гепатоцитов (% жизнеспособных клеток) | ||
| № группы | Амфибии | Черепахи |
| 1 группа | 76 | 78 |
| 2 группа | 80 | 84 |
| 3 группа | 96 | 96 |
Из таблицы 2 видно, что добавление углеводов и трех-четырехкратная очистка в фиколловом градиенте повышают выход жизнеспособных гепатоцитов в 3 группе на 18-20% по сравнению с первой группой и на 12-16% по сравнению со второй. Предлагаемая углеводная метаболическая коррекция способствует сохранности и стабилизации мембран и энергетического обмена митохондрий, обеспечивая сохранность жизнеспособных гепатоцитов.
В дальнейшем получали клеточную суспензию гепатоцитов путем сочетания фильтрации и дифференциального центрифугирования 2 мин при 700 об/минуту, предварительную инкубацию гепатоцитов проводили на шейкере при 20-22°С 20 минут, после чего разливали в чашки Петри в количестве 3 мл (3×106 гепатоцитов), на дне которых находятся покровные стекла, покрытые желатином. После чего в камере Горяева 1% раствором трипанового синего определяют количество жизнеспособных гепатоцитов при концентрации клеток в 3×106 кл/мл. Далее чашки Петри помещают в термостат для культивирования при температуре 20°С.
Пример 3. Получение паренхимной клеточной суспензии амфибий и черепах.
Животному вскрывали брюшную полость, затем проводили канюлирование v. portae, через которую осуществляют перфузирование печени бескальциевым раствором Хэнкса для отмывки крови и удаления ионов кальция. Вторичное перфузирование печени проводят трех-четырехкратно раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа в восходящей концентрации (от 0,02 до 0,05%) по 10 минут при температуре перфузата 0-4°С. Далее проводили механическую обработку печени путем измельчения, полученную тканевую взвесь помещали на магнитную мешалку. Трех-четырехкратная очистка тканевой взвеси в фиколловом градиенте проводится по 15 мин на центрифуге 1000 об/мин при температуре 20°С с добавлением 0,5-1,15 М углеводов, например сахарозы.
Для дальнейшего получения паренхимной клеточной суспензии экспериментально подбирали режимы дифференциального центрифугирования:
I - 5 минут при 200 об/мин;
II - 5 минут при 700 об/мин;
III - 2 минуты при 700 об/мин.
| Таблица 3 | ||
| Влияние различных режимов дифференциального центрифугирования на процент выхода гепатоцитов (% жизнеспособных клеток) | ||
| № группы | Амфибии | Черепахи |
| 1 группа | 74 | 75 |
| 2 группа | 79 | 80 |
| 3 группа | 96 | 96 |
Из таблицы 3 видно, что самый высокий выход жизнеспособных гепатоцитов наблюдался при 3 режиме (2 минуты при 700 об/мин) - 96%, который является оптимальным, т.к. этим режимом достигается минимальное механическое воздействие на гепатоциты и дифференцированное разделение паренхимных и непаренхимных клеток печени.
Полученную таким образом суспензию гепатоцитов предварительно инкубируют на шейкере при 20-22°С 20 минут, затем в камере Горяева 1% раствором трипанового синего определяют количество жизнеспособных гепатоцитов при концентрации клеток в 3×106 кл/мл, разливают по 3 мл (3×106 гепатоцитов) в чашки Петри, на дне которых находятся покровные стекла, покрытые желатином. Далее чашки Петри помещают в термостат для культивирования при температуре 20°С.
Пример 4. Подбор оптимальных температурных режимов для предварительного инкубирования гепатоцитов амфибий и черепах.
Животному вскрывали брюшную полость, затем проводили канюлирование v. portae, через которую сначала осуществляют перфузирование печени бескальциевым раствором Хэнкса для отмывки крови и удаления ионов кальция, затем проводят трех-четырехкратно вторичное перфузирование печени раствором Хэнкса, содержащим ионы кальция и коллагеназу I типа в восходящей концентрации (от 0,02 до 0,05%) по 10 минут при температуре перфузата 0-4°С. Затем печень измельчали ножницами, как этап механической обработки, полученную тканевую взвесь помещали на магнитную мешалку с дальнейшей трех-четырехкратной очисткой в фиколловом градиенте по 15 мин на центрифуге 1000 об/мин при температуре 20°С с добавлением 0,5-1,15 М углеводов, например сахарозы. В дальнейшем получали клеточную суспензию гепатоцитов путем сочетания фильтрации и дифференциального центрифугирования 2 мин при 700 об/минуту. Для отработки режима предварительной инкубации на шейкере подбирали оптимальный температурный режим:
- 37-38°С;
- 20-22°С;
- 5-10°С.
Оптимальным температурным режимом для поддержания жизнеспособности гепатоцитов является комнатная температура - 20-22°С, при которой активность ферментов обеспечивает стабильное жизнеспособное состояние гепатоцитов. При температуре же в 37-38°С моделируется эффект гипертермии, а температура 5-10°С не обеспечивает стабильного жизнеспособного состояние гепатоцитов.
После предварительной инкубации полученную клеточную суспензию в количестве 3 мл (3×106 гепатоцитов) разливают в чашки Петри, на дне которых находятся покровные стекла, покрытые желатином. Затем в камере Горяева 1% раствором трипанового синего определяют количество жизнеспособных гепатоцитов при концентрации клеток в 3×106 кл/мл, для инкубации разливают по 3 мл (3×106 гепатоцитов) в чашки Петри, на дне которых находятся покровные стекла, покрытые желатином. Далее чашки Петри помещают в термостат для культивирования при температуре 20°С.
Из таблицы 4 видно, что изменение условий выделения гепатоцитов амфибий и черепах в предлагаемом способе увеличивает на 20% выход жизнеспособных гепатоцитов на этапе посева для культивирования в чашках Петри по сравнению с прототипом.
| Таблица 4 | ||
| Сравнительные показатели процента выделенных гепатоцитов для культивирования (% жизнеспособных клеток) | ||
| Вид животных | Общее количество гепатоцитов 1 мл/106 (прототип) | Общее количество гепатоцитов 1 мл/106 (предлагаемый способ) |
| Rana terrestris | 76 | 96 |
| Trachemys scripta elegans | 76 | 96 |
Claims (1)
- Способ выделения гепатоцитов животных вида Rana terrestris (амфибии) и Trachemys scripta elegans (черепахи), включающий в себя вскрытие брюшной полости, канюлирование, двухэтапное перфузирование, механическую обработку печени, очистку гепатоцитов, фильтрацию и дифференциальное центрифугирование, предварительную инкубацию и высевание гепатоцитов в чашки Петри с определением количества жизнеспособных гепатоцитов в камере Горяева, отличающийся тем, что вторичное перфузирование печени проводят трех-четырехкратно раствором Хэнкса, содержащим коллагеназу I типа в концентрации 0,02-0,05% по 10 мин при температуре перфузата 0-4°С, а очистку гепатоцитов осуществляют трех-четырехкратно в фиколловом градиенте с добавлением 0,5-1,15 М углеводов, например сахарозы, фильтрацию и дифференциальное центрифугирование проводят при 700 об/мин с экспозицией в 2 мин, предварительную инкубацию гепатоцитов проводят при 20-22°С в течение 20 мин.
Priority Applications (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2008132219/13A RU2391398C2 (ru) | 2008-08-04 | 2008-08-04 | Способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибии, черепахи) |
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2008132219/13A RU2391398C2 (ru) | 2008-08-04 | 2008-08-04 | Способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибии, черепахи) |
Publications (2)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| RU2008132219A RU2008132219A (ru) | 2010-02-10 |
| RU2391398C2 true RU2391398C2 (ru) | 2010-06-10 |
Family
ID=42123507
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| RU2008132219/13A RU2391398C2 (ru) | 2008-08-04 | 2008-08-04 | Способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибии, черепахи) |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| RU (1) | RU2391398C2 (ru) |
Families Citing this family (1)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| CN111378613B (zh) * | 2018-12-27 | 2024-01-09 | 深圳华大生命科学研究院 | 一种两栖类动物细胞解离试剂盒 |
-
2008
- 2008-08-04 RU RU2008132219/13A patent/RU2391398C2/ru active IP Right Revival
Non-Patent Citations (1)
| Title |
|---|
| BERRY M.N.: «High-yield preparation of isolated rat liver parenchymal cells», 1969, J. Cell Biol., Vol 43, p.506-520. PEREA M.Sc. A.: «Stadies on the effect of syntetic amino acid mixtures on bile secretion in the isolated perfused rat liver», 1987, Vol 7, Issue 1, p.89-99. * |
Also Published As
| Publication number | Publication date |
|---|---|
| RU2008132219A (ru) | 2010-02-10 |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| US11389486B2 (en) | Method for producing amniotic mesenchymal stromal cell composition, method for cryopreserving the same, and therapeutic agent | |
| EP2569422B1 (en) | Cell-culture-bag | |
| CN103667187B (zh) | 一种人脂肪干细胞的分离培养方法和干细胞库的构建方法 | |
| CN103469309B (zh) | 一种组织匀浆法分离活细胞构建细胞库的方法 | |
| CN106754674A (zh) | 从人胎盘羊膜制备羊膜间充质干细胞的方法及其应用 | |
| CN103451148B (zh) | 人正常支气管上皮细胞及其原代分离培养和传代培养方法与用途 | |
| RU2391398C2 (ru) | Способ выделения гепатоцитов животных с пойкилотермной системой терморегуляции (амфибии, черепахи) | |
| CN108728408A (zh) | 犬胎膜间充质干细胞及制备方法和使用的培养基 | |
| Leontovyč et al. | Collection of excretory/secretory products from individual developmental stages of the blood fluke Schistosoma mansoni | |
| RU2433176C2 (ru) | СПОСОБ ВЫДЕЛЕНИЯ ГЕПАТОЦИТОВ ПТИЦ ВИДА Columba livia | |
| WO2009116088A4 (en) | Stem cell composition for inducing transplant tolerance | |
| CN101550409A (zh) | 一种增强骨髓间充质干细胞移植后存活率的处理方法 | |
| CN109771697B (zh) | 一种真皮成纤维细胞皮片及其构建方法和应用 | |
| Echeverría et al. | Morphological and biological characterization of cell line developed from bovine Echinococcus granulosus | |
| CN106906177A (zh) | 一种裸鼹鼠睾丸间质细胞分离纯化及培养方法 | |
| US9670457B2 (en) | Stem cells and matrix from cord tissue | |
| CN110592005A (zh) | 间充质干细胞的分离方法 | |
| RU2272638C1 (ru) | Биотрансплантат, способ его получения и способ лечения хронического гепатита и цирроза печени (варианты) | |
| WO2010140162A2 (en) | A process for preparing stem cell based formulations | |
| RU2794773C1 (ru) | Способ культивирования биомассы миобластов, полученных из мышц стерляди | |
| CN108795853A (zh) | 制备犬胎膜间充质干细胞的方法和犬胎膜间充质干细胞 | |
| CN106967683A (zh) | 培养多能造血干细胞的方法 | |
| RU2412991C2 (ru) | Питательная двухфазная среда для культивирования микроорганизмов | |
| CN118064357A (zh) | 一种皮肤成纤维细胞的酶消化分离培养方法 | |
| MA et al. | TISSUE ENGINEERING LIVER: AN EMERGING THERAPY FOR HEPATIC DISEASES. |
Legal Events
| Date | Code | Title | Description |
|---|---|---|---|
| MM4A | The patent is invalid due to non-payment of fees |
Effective date: 20140805 |
|
| NF4A | Reinstatement of patent |
Effective date: 20150510 |