PL212796B1 - Diagnostyczny preparat immunologiczny oraz jego zastosowanie - Google Patents
Diagnostyczny preparat immunologiczny oraz jego zastosowanieInfo
- Publication number
- PL212796B1 PL212796B1 PL386483A PL38648308A PL212796B1 PL 212796 B1 PL212796 B1 PL 212796B1 PL 386483 A PL386483 A PL 386483A PL 38648308 A PL38648308 A PL 38648308A PL 212796 B1 PL212796 B1 PL 212796B1
- Authority
- PL
- Poland
- Prior art keywords
- phage
- proteins
- antibodies
- polyvalent
- preparation
- Prior art date
Links
Classifications
-
- G—PHYSICS
- G01—MEASURING; TESTING
- G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
- G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
- G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
- G01N33/50—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing
- G01N33/53—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor
- G01N33/569—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor for microorganisms, e.g. protozoa, bacteria, viruses
-
- A—HUMAN NECESSITIES
- A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
- A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
- A61P3/00—Drugs for disorders of the metabolism
- A61P3/08—Drugs for disorders of the metabolism for glucose homeostasis
- A61P3/10—Drugs for disorders of the metabolism for glucose homeostasis for hyperglycaemia, e.g. antidiabetics
-
- G—PHYSICS
- G01—MEASURING; TESTING
- G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
- G01N2333/00—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature
- G01N2333/195—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria
- G01N2333/24—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria from Enterobacteriaceae (F), e.g. Citrobacter, Serratia, Proteus, Providencia, Morganella, Yersinia
- G01N2333/245—Escherichia (G)
-
- G—PHYSICS
- G01—MEASURING; TESTING
- G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
- G01N2333/00—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature
- G01N2333/195—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria
- G01N2333/24—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria from Enterobacteriaceae (F), e.g. Citrobacter, Serratia, Proteus, Providencia, Morganella, Yersinia
- G01N2333/25—Shigella (G)
-
- G—PHYSICS
- G01—MEASURING; TESTING
- G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
- G01N2333/00—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature
- G01N2333/195—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria
- G01N2333/24—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria from Enterobacteriaceae (F), e.g. Citrobacter, Serratia, Proteus, Providencia, Morganella, Yersinia
- G01N2333/255—Salmonella (G)
-
- G—PHYSICS
- G01—MEASURING; TESTING
- G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
- G01N2333/00—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature
- G01N2333/195—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria
- G01N2333/24—Assays involving biological materials from specific organisms or of a specific nature from bacteria from Enterobacteriaceae (F), e.g. Citrobacter, Serratia, Proteus, Providencia, Morganella, Yersinia
- G01N2333/275—Hafnia (G)
Landscapes
- Health & Medical Sciences (AREA)
- Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
- Engineering & Computer Science (AREA)
- Diabetes (AREA)
- Immunology (AREA)
- Hematology (AREA)
- Chemical & Material Sciences (AREA)
- Urology & Nephrology (AREA)
- General Health & Medical Sciences (AREA)
- Biomedical Technology (AREA)
- Medicinal Chemistry (AREA)
- Molecular Biology (AREA)
- Biochemistry (AREA)
- Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
- Food Science & Technology (AREA)
- Cell Biology (AREA)
- Physics & Mathematics (AREA)
- Analytical Chemistry (AREA)
- Biotechnology (AREA)
- Virology (AREA)
- General Physics & Mathematics (AREA)
- Pathology (AREA)
- Tropical Medicine & Parasitology (AREA)
- Emergency Medicine (AREA)
- Endocrinology (AREA)
- Microbiology (AREA)
- Obesity (AREA)
- Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
- General Chemical & Material Sciences (AREA)
- Nuclear Medicine, Radiotherapy & Molecular Imaging (AREA)
- Organic Chemistry (AREA)
- Pharmacology & Pharmacy (AREA)
- Animal Behavior & Ethology (AREA)
- Public Health (AREA)
- Veterinary Medicine (AREA)
- Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
- Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)
- Medicines That Contain Protein Lipid Enzymes And Other Medicines (AREA)
Abstract
Przedmiotem wynalazku jest diagnostyczny preparat immunologiczny do wykrywania i oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych, charakteryzujący się tym, że zawiera poliwalentnego oczyszczonego z białek bakteryjnych faga lub oczyszczony z białek bakteryjnych zespół białek fagowych, który to zespół zawiera białka immunoreaktywne, korzystnie w immunoblotingu z surowicą ludzką, osoczem lub innymi płynami ustrojowymi oraz zastosowanie preparatu do testów immunochemicznych, przykładowo testu ELISA.
Description
Przedmiotem wynalazku jest diagnostyczny preparat immunologiczny oraz jego zastosowanie do wykrywania i/lub oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych. Preparat ma szerokie zastosowanie w badaniu patogenezy chorób zakaźnych i w terapii fagowej.
Wzrost zainteresowania terapią bakteriofagami lub białkami izolowanymi z fagów jest związany z wykazaną ich skutecznością w zwalczaniu zakażeń nie dających się leczyć antybiotykami [1,2]. Bakteriofagi mają szereg innych zalet w porównaniu do konwencjonalnych antybiotyków, głównie swoistość pozwalającą niszczyć bakterie patogenne bez zabijania bakterii symbiotycznych, przez co nie narusza się subtelnej równowagi mikrobiologicznej organizmu [1,3-6]. Stężenie bakteriofagów w płynach chorego organizmu nie maleje od momentu podania, lecz podlega samoregulacji, liczba fagów rośnie ekspotencjalnie w obecności bakterii i szybko spada w przypadku ich braku. Znacznie rzadziej obserwuje się selekcję opornych bakterii, co często ma miejsce w przypadku antybiotyków; ponadto w przypadku wystąpienia oporności na danego faga u danej bakterii można dobrać innego faga zdolnego infekować oporną bakterię. Wreszcie mogą być stosowane równolegle z antybiotykami w terapii kombinowanej. Bakteriofagi stanowią naturalny czynnik regulujący liczebność populacji bakteryjnych w przyrodzie. Prawdopodobnie dla każdej bakterii istnieje swoisty fag, zdolny ją zakażać, jednak szczególnie interesujące są tzw. fagi wieloważne, czyli poliwalentne, swoiste dla szerokiego spektrum bakterii. Wprowadzenie terapii fagami do powszechnego zastosowania w lecznictwie wymaga opracowania metod szybkiego, skutecznego typowania odpowiednich fagów, monitorowania przebiegu namnażania fagów i penetracji przez nie ludzkiego organizmu, uwalniania przez niszczone bakterie toksyn mogących powodować wstrząs septyczny i usuwania fagów z organizmu oraz analizy obecności przeciwciał przeciwfagowych [7,8].
Podczas prób klinicznych obserwowano obecność przeciwciał antyfagowych przed rozpoczęciem leczenia fagami [1,11-13]. Dane te jednak nie były jednoznaczne ze względu na brak wówczas metod oczyszczania i analizy stopnia czystości preparatów fagowych [1,11-13]. Terapia niektórych pacjentów była nieskuteczna, co mogło wynikać z obecności w zakażających bakteriach fagów lizogennych, jednocześnie zdolnych do indukcji przeciwciał [11], Obecność takich przeciwciał może mieć istotne znaczenie dla przebiegu choroby i skuteczności terapii fagowej. W przypadku wystąpienia tych samych determinant antygenowych u zastosowanego w leczeniu faga litycznego, co u faga lizogennego, który wywołał immunizację u danego pacjenta, oczekiwany efekt terapeutyczny może nie zostać osiągnięty. Ponieważ w przypadku fagów mamy do czynienia z antygenami białkowymi, jednorazowa immunizacja danym fagiem, np. w wyniku przebytej choroby o bakteryjnym podłożu, może wywołać długotrwałą odpowiedź. Należy też wziąć pod uwagę to, że fagi lityczne mogą w naturalny sposób odpowiadać za przypadki ozdrowienia z zakażeń bakteryjnych. W takim wypadku obecność przeciwciał antyfagowych w surowicy może być również skutkiem przebytej choroby, jednakże brakuje danych literaturowych analizujących te zagadnienia.
W zgłoszeniu patentowym P 381 730 opracowano procedury wydajnego namnażania bakteriofagów i ich dokładnego oczyszczania, co pozwoliło uzyskiwać duże ilości czystych fagów o wysokim mianie aktywności, bez zanieczyszczeń endotoksynami i innymi składnikami bakteryjnymi, uniemożliwiających szereg aplikacji [9]. Dalsze badania doprowadziły do oryginalnych obserwacji będących przedmiotem niniejszego zgłoszenia, które dotyczą diagnostycznego preparatu i oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych z użyciem specyficznego testu immunochemicznego. Celem wynalazku jest dostarczenie swoistego preparatu diagnostycznego do wykrywania i oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych, który dzięki swojej formule pozbawiony jest wad istniejących w stanie techniki i pozwala tym sposobem na skuteczną diagnostykę i przeprowadzenie efektywnej terapii fagowej. Przedmiotem wynalazku jest diagnostyczny preparat immunologiczny, charakteryzujący się tym, że zawiera faga oczyszczonego z białek bakteryjnych lub otrzymane z niego oczyszczone z białek bakteryjnych immunoreaktywne białka fagowe.
Korzystnie, wspomniane białka immunoreaktywne wykazują immunorektywność w immunoblotingu z surowicą ludzką, osoczem ludzkim lub innymi płynami ustrojowymi.
PL 212 796 B1
Bardziej korzystnie, fag jest fagiem poliwalentnym.
Kolejnym przedmiotem wynalazku jest zastosowanie faga oczyszczonego z białek bakteryjnych lub otrzymanych z niego immunoreaktywnych białek fagowych oczyszczonych z białek bakteryjnych do wytwarzania preparatu diagnostycznego do wykrywania i oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych. Korzystnie, diagnostyczny preparat immunologiczny stosuje się do testów immunochemicznych obejmujących test ELISA i służy do wykrywania i/lub oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych w surowicy, osoczu i innych płynach ustrojowych.
Bakteriofagi posiadają kilka do kilkunastu rodzajów białek tworzących osłonkę, czyli kapsyd. Białka fagowe tworzą struktury morfologiczne pozwalające wyróżnić takie elementy faga jak głowa, ogonek, płytka adhezyjna, witki itd. [3,4]. Niektóre z tych białek wykazują aktywność enzymatyczną np. konieczną do rozpuszczenia ściany bakteryjnej czy otoczki. Zatem niektóre, oczyszczone białka faga są również potencjalnym czynnikiem bakteriobójczym [5], zwłaszcza fagów poliwalentnych o szerokiej swoistości. Fagi poliwalentne rozpoznają receptory wspólne dla większej grupy szczepów bakteryjnych, takie jak kwasy tejchojowe, peptydoglikan, część wspólna rdzeniowa endotoksyn, kwas kolominowy i inne struktury powierzchniowe [14]. Badania według wynalazku wykazały, że poziom przeciwciał przeciwfagowych w surowicy jest znacznie niższy niż przeciwbakteryjnych, dlatego śladowe zanieczyszczenia białkami bakteryjnymi są przyczyną znacznego błędu oznaczeń. Wobec tego do oznaczania przeciwciał przeciwfagowych konieczne są czyste fagi, czy najkorzystniej otrzymane z nich białka lub frakcje białek immunogennych. W celu analizy ich czystości proponuje się kompleksowe użycie SDS-PAGE, immunoblotingu i LAL/GLC-MS do analizy czystości frakcji białkowych jako antygenów do testu. Badania wykazały ponadto, że indywidualne surowice ludzkie immunoreaktywne rozpoznają kilka do kilkunastu różnych białek danego faga, zazwyczaj nie białek głównych, tworząc kilka wzorów reaktywności. Dlatego stosowanie jednego immunogennego białka faga jako antygenu jest niewłaściwe, gdyż należy używać zestawu białek fagowych jako antygenu do testu. Znane są rozwiązania wykrywające i stosujące jeden peptyd lub przeciwciało swoiste, np. dla Chlamydia, jednak mają one szereg ograniczeń, poza wzmiankowanym, takie rozwiązanie jest możliwe tylko dla wysoce swoistego układu jednego patogenu, pod warunkiem dysponowania specyficznym dla tego faga peptydem i nie dotyczy fagów wieloważnych. Wyniki dalszych badań, z zastosowaniem przeciwciał przeciwfagowych użytych jako standard, otrzymanych w chromatografii powinowactwa na immobilizowanych czystych białkach fagowych, wskazały na obecność reaktywności krzyżowych przeciwciał przeciwfagowych, co oznacza konieczność kontrolowanego doboru immunoreaktywnych frakcji białek fagowych jako antygenów i niezbędnej standaryzacji testów na oznaczanie przeciwciał przeciwfagowych, co jest kolejnym nowym elementem naszego rozwiązania i potwierdza konieczność zastosowania w preparacie zespołów (frakcji) białek fagowych. Tak więc rozwiązanie testu polega na użyciu jako antygenu frakcji immunogennych białek pochodzących z czystego faga, użyciu proponowanych w niniejszym rozwiązaniu kryteriów czystości faga oraz oparciu testu i jego wystandaryzowaniu na przeciwciałach referencyjnych otrzymanych docelowo do danego testu.
W pierwszym etapie otrzymano oczyszczone preparaty fagowe według znanych metod, jak z użyciem detergentu i membran ultrafiltracyjnych [9] lub w przypadku, kiedy detergent inaktywuje bakteriofaga, na kolumnie powinowactwa z immobilizowaną polilizyną [10], Uzyskanie dużych ilości cząstek fagowych pozwala na rozdzielenie ich poszczególnych składników białkowych. Dalej, uzyskane dane w teście immunoblotingu z ludzkimi surowicami pozwoliły na opracowanie testów ELISA, służących do ilościowego monitorowania stopnia immunizacji przeciwko bakteriofagom. W związku z zaobserwowaną przez nas obecnością w surowicy ludzkiej przeciwciał na te składniki, konieczne jest dokładne i powtarzalne oczyszczanie cząstek bakteriofaga celem uzyskania wiarygodnych wyników ich analiz.
Niniejszy wynalazek oparto na wynikach badań trzech fagów wieloważnych [14]: 1) swoistego dla wielu serotypów E. coli faga K1, gdyż kwas kolominowy stanowiący antygen K1 występuje z wieloma O-antygenami E. coli często notowanymi w raportach epidemiologicznych, równocześnie dogodnego do eksperymentów ułatwiając opracowanie metod i testów, 2) faga wieloważnego T4, zdolnego zakażać szerokie spektrum szczepów E. coli, Shigella i Salmonella, gdyż jego receptorem jest konserwatywna domena w enterobakteryjnej endotoksynie, stosunkowo często typowanego w prowadzonej terapii eksperymentalnej, oraz 3) faga poliwalentnego Hafnia alvei, swoistego dla całego rodzaju Hafnia. Bakterie te są częstą przyczyną wielu schorzeń.
PL 212 796 B1
Czystość preparatu diagnostycznego według wynalazku mierzy się metodami chromatograficznymi, w elektroforezie SDS-PAGE, testami na zawartość endotoksyn i składników ściany bakteryjnej, jak testem LAL i metodami analiz chemicznych przy pomocy systemu GLC-MS. Immunoreaktywne białko fagowe stosowane w preparacie według wynalazku izoluje się na przykład metodą elektroforezy preparatywnej w obecności siarczanu dodecylu. Preparat diagnostyczny według wynalazku stosuje się do testu immunologicznego celem wykrywania i oznaczania poziomu przeciwciał surowiczych antyfagowych poliwalentnych, które odgrywają istotną rolę w patogenezie chorób zakaźnych.
W celu przygotowania preparatu diagnostycznego według wynalazku izoluje się określone frakcje białek fagowych, jak też wykorzystuje się całego oczyszczonego faga, do ilościowego testu immunoenzymatycznego ELISA celem oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych. Uzyskane z fagów frakcje białkowe analizowano przy pomocy spulowanej surowicy ludzkiej w immunoblotingu, by do standaryzacji testu ELISA wybrać frakcje immunoreaktywne. Elektroforeza SDS-PAGE w warunkach denaturujących połączona z immunoblotingiem posłużyła do ustalenia, które z białek fagowych reagują z przeciwciałami obecnymi w surowicy. Nieoczekiwanie preparaty pełnego faga były równie dobrymi antygenami służącymi do wykrywania przeciwciał antyfagowych i nie ustępowały oczyszczonym frakcjom białkowym. Jednakże frakcje białkowe stanowią preparaty o zdefiniowanym składzie cząsteczkowym i łatwiejszym do określenia stopniu czystości. Z kolei cały fag stanowi pełny zestaw antygenowy i może być niezbędny do wstępnego zobrazowania i oceny kompletnej odpowiedzi organizmu na danego faga, co często obserwowano w prowadzonych badaniach. Oczyszczanie białek prowadzono także za pomocą rutynowych technik chromatograficznych jak sitowa, jonowymienna, oddziaływań hydrofobowych, jednak elektroforeza preparatywna okazała się korzystnie najwygodniejsza. Niniejszy wynalazek wykorzystuje izolację antygenów fagowych i ich pochodnych białkowych do uzyskania preparatów diagnostycznych do testu ilościowego dla oznaczania przeciwciał antyfagowych w surowicy, osoczu i innych płynach ustrojowych. Analiza antygenów fagowych dotyczyła wpierw testu immunoblotingu z surowicą ludzką, aby określić immunoreaktywność otrzymanych frakcji białkowych (przykład 3), porównując je z frakcjami otrzymanymi inną metodą, mianowicie ultrawirowaniem w gradiencie sacharozy (przykład 2). Oczyszczone białka reagujące z przeciwciałami wykorzystane w teście ELISA służą do analiz ilościowych próbek surowicy ludzkiej. Opracowano ilościowy test ELISA, w którym oczyszczone fagi poliwalentne albo oczyszczone lub sklonowane białka jako antygeny reagujące z przeciwciałami są wykorzystane do analiz poziomu przeciwciał antyfagowych.
Zastosowanie białek fagowych do testu pozwoliło po raz pierwszy wykryć przeciwciała antyfagowe w surowicy, gdyż uprzednie dane [1,11-13] nie były jednoznaczne ze względu na brak metod oczyszczania i analizy stopnia czystości preparatów fagowych. Białka fagowe otrzymywane w niniejszym wynalazku można użyć w szeregu innych aplikacji, w biotechnologii i medycynie. Podkreślić należy korzystne wprowadzenie testu do oznaczania przeciwciał wobec fagów poliwalentnych, który nadaje się do monitorowania przeciwciał antyfagowych przed, w trakcie i po terapii fagowej, co będzie możliwe dzięki zaproponowaniu nowego podejścia i niniejszym rozwiązaniom. Dysponowanie metodą analizy ilościowej aktywności antyfagowej, proponowane w niniejszym wynalazku, może posłużyć także do wdrożenia norm analizy preparatów krwiopochodnych. Metoda analizy przeciwciał posłuży do monitorowania i prognozowania efektów terapeutycznych, jako ważny czynnik prognostyczny. Wysoki poziom aktywności antyfagowej u osób zdrowych i chorych pozwala ocenić, które z badanych fagów najczęściej wywołują taką odpowiedź, oraz mogą wskazać na relację między odpowiedzią antyfagową i jednostką chorobową, co może być w przyszłości przydatne w doborze odpowiednich fagów do terapii. Uzyskiwanie nowych, przydatnych terapeutycznie szczepów fagowych, a także przygotowanie preparatów leczniczych jest wielokrotnie tańsze niż poszukiwanie nowych antybiotyków oraz terapia nimi. Rozwiązania proponowane w niniejszym wynalazku są proste, nie wymagają kosztownych odczynników, oparte są na trzech różnych preparatach, dlatego mają zastosowanie dla szerszego zakresu fagów poliwalentnych. Fagi bardzo specyficzne mają znikomą wartość ze względu na dużą zmienność szczepów, natomiast fagi poliwalentne mają wysoką wartość ze względu na ich obecność w przyrodzie, w organizmach żywych. Z tego też wynika obserwowana w naszych badaniach obecność przeciwciał przeciwko fagom poliwalentnym w populacji ludzkiej. Ze względu na znaczenie kliniczne tych przeciwciał, należy podkreślić wartość praktyczną preparatu diagnostycznego będącego przedmiotem niniejszego wynalazku.
Niniejszy wynalazek przedstawiono w przykładach nie ograniczających jego zakresu ochrony.
PL 212 796 B1
P r z y k ł a d 1
Elektroforeza preparatywna białek faga T4
Izolację białek faga T4 przeprowadzano z użyciem elektroforezy preparatywnej w żelu poliakrylamidowym w obecności SDS (od góry 2 cm 5% żelu zagęszczającego, 4 cm 8% żelu rozdzielającego i 6 cm 10% żelu rozdzielającego) w warunkach denaturujących. Elektroforezę prowadzi się przy pomocy aparatu Pep Cell model 491 (Bio Rad), w tubie o średnicy 37 mm i 12 cm długości żelu. Żel rozdzielający i zagęszczający wylano i tubę z żelem pozostawiono w 4°C przez noc. Na żel nanoszono preparat białkowy faga T4 oczyszczanego metodą PDL [9] zawierający 25 mg białka całkowitego. Zliofilizowany preparat do rozdziału rozpuszczono w 1 ml buforu do denaturacji białek i gotowano przez 15 minut. Po naniesieniu preparatu prowadzono elektroforezę przez dobę przy odpowiednim natężeniu prądu. Zbierano 1,5 ml frakcje z przepływem 1 ml/1,5 minuty. Po 10 godzinach natężenie zmieniono z 40 mA/257V na 74mA/300V. Białko eluowano wodą i zebrano 280 frakcji. Do analizy pobrano co czwartą frakcję w celu połączenia tych, które przedstawiały ten sam rozkład prążków na elektroforogramie analitycznym. Ogółem zebrano 15 spulowanych frakcji, które analizowano w elektroforezie w warunkach denaturujących. Preparaty białek faga T4 zebrane po rozdziale w elektroforezie preparatywnej dializowano do wody, liofilizowano i rozpuszczano w 1 ml wody mili Q i oznaczono stężenie białka. Białkowe frakcje analizowano w immunoblotingu z ludzkimi surowicami w celu określenia obecności immunoreaktywnych prążków białkowych i z kolei określenia przydatności odpowiedniej frakcji białkowej jako odczynnika diagnostycznego do immunochemicznego testu ELISA celem ilościowego oznaczania przeciwciał antyfagowych w płynach ustrojowych i preparatach biologicznych.
P r z y k ł a d 2
Izolacja białek faga T4 poprzez ultrawirowanie w gradiencie sacharozy
W celu rozdziału poszczególnych białek faga T4 zastosowano również ultra wirowanie w gradiencie sacharozy, jako metody referencyjnej o znaczeniu tylko na skalę laboratoryjną.
W probówkach wirówkowych sporządzono skokowy gradient sacharozy: 40, 31,75, 22,5, 13,4 i 4% (w/v). Gradient sacharozy ustalał się przez noc w 4°C. Ilość oczyszczanego faga wynosiła 10 10
1,0 x 1010 pfu/ml w 1,5 ml, czyli 1,5 x 1010 cząstek faga, co stanowiło 1,08 mg białka całkowitego. Do dwóch probówek z sacharozą nawarstwiono po 0,75 ml preparatu fagowego i poddano ultrawirowaniu w ultrawirówce Beckmann L7-55 z rotorem 70Ti, przez 5 godzin, przy 50 000 obr/min, w 5°C. Zebrano 45 frakcji po 1 ml i dializowano je do wody. Analizowano frakcje metodą elektroforezy SDS-PAGE i zlano frakcje dające ten sam rozkład prążków w żelu. Ogółem zebrano 7 spulowanych frakcji po ultrawirowaniu. Analiza preparatów faga T4 uzyskanych po ultrawirowaniu w gradiencie sacharozy pozwoliła częściowo rozdzielić poszczególne białka fagowe. W uzyskanych preparatach białkowych oznaczono stężenie białka metodą Lowrego. Ponadto elektroforeza SDS-PAGE w warunkach denaturujących w 12,5% żelu nanoszonego 20 μg białka potwierdziła czystość faga i brak zanieczyszczeń w postaci białek bakteryjnych lub endotoksyny.
P r z y k ł a d 3
Immunobloting fagowych frakcji białkowych z surowicą ludzką.
Immunobloting wykonywano po elektroforezie SDS-PAGE z użyciem żelu trzymanego 15 minut w buforze do transferu. Membranę Immobilon-P moczono 15 sekund w 100% MeOH, 2 minuty w wodzie milli Q i 2 minuty w buforze do transferu. Transfer rozdzielonych białek fagowych prowadzono przez 1 h przy napięciu 100 V w aparacie do transferu [BioRad]. Membranę po transferze barwiono w Ponceau S, a następnie odbarwiono w wodzie milli Q do momentu całkowitego zaniku koloru różowego. Membranę suszono na bibule Whatman 1 i przechowywano. Suchą membranę moczono w 100% MeOH i płukano w wodzie milli Q, następnie blokowano 1% BSA w buforze TBS-T (5 ml) (TBS + 0,05% Tween 20 z 0,5 ml 1% BSA) w 37°C przez 1 h, po czym membranę (Immobilon-P) płukano buforem TBS-T 1 x 15 minut i 2 x 5 minut. Następnie Immobilon-P inkubowano z roztworem spulowanej ludzkiej surowicy rozcieńczonej 250 x (5 ml TBS-T z 1% BSA + 20 μΐ surowicy). Pierwsza faza inkubacji przebiegała w 37°C przez 1 h z wytrząsaniem, a następnie w 4°C przez noc. Niezwiązane przeciwciała odmywano buforem TBS-T (raz przez 15 minut i 2 razy po 5 minut). Przygotowano roztwór kozich przeciwciał anty-ludzkie IgG znakowanych fosfatazą zasadową (0,5 μΐ przeciwciał w 10 ml TBS-T z 1% BSA) i inkubowano w nim membranę w temp. 37°C, przez 1 h. Nadmiar przeciwciał odmyto buforem TBS. Obraz wywoływano w roztworze 5 ml buforu TBS-Mg2+ z 50 μl BCIP (30 mg/ml w 70% DMF) i 50 μl NBT (15 mg/ml w 100% DMF).
PL 212 796 B1
P r z y k ł a d 4
Oznaczanie poziomu przeciwciał anty fagowych w surowicy ludzkiej.
Poziom przeciwciał antyfagowych w surowicy lub osoczu krwi ludzkiej oznaczano w teście ELISA, na płytkach opłaszczonych preparatem oczyszczonego faga poliwalentnego lub frakcji białkowej zawierającej białka immunoreaktywne. W celu uniknięcia reakcji krzyżowych, każda próbka sprawdzana była w reakcji z samym białkiem bez surowicy lub z samą surowicą, po czym odejmowano wartości kontrolne. Płytki opłaszczano preparatem fagowym T4 lub frakcją pochodną zawierającą białka immunoreaktywne (1 μg/dołek, 2,7 x 104 pfu/dołek, w buforze węglanowym o pH 9,6). Płytkę blokowano i płukano trzykrotnie przy pomocy TBS-T (245 μΙ/dołek). Surowicę ludzką rozcieńczoną 250 razy, nakładano po 100 μΐ na dołek w 4 powtórzeniach i inkubowano przez godzinę w temperaturze pokojowej. Następnie odpłukano niezwiązane do płytki przeciwciała (3 x 245 μl TBS-T/dołek) i nakładano po 100 μl/dołek koniugatu kozich przeciwciał anty-ludzkie IgG skoniugowane z alkaliczną fosfatazą (1:30 000). Płytkę inkubowano przez godzinę w temperaturze pokojowej, po czym płukano trzykrotnie przy pomocy TBS-T (245 μl/dołek). Dodano substratu dla alkalicznej fosfatazy (p-nitrophenyl-disodiumphosphate) w stężeniu 1 mg/ml w buforze węglanowym z jonami magnezu i chloru. Nanoszono po 100 μl na dołek, czyli 100 μg substratu. Reakcję zatrzymywano przez dodanie wody mili Q. Intensywność reakcji mierzono przez pomiar absorpcji w 405 nm przy pomocy czytnika do płytek Opsys MR (Dynex Technologies). Poziom przeciwciał anty-fag w surowicy pacjentów wyrażano, jako średnia absorpcja próbki przy 405 nm po odjęciu średniej absorpcji przy 405 nm, dla próbki w dołkach kontrolnych.
Źródła
1. Kucharewicz-Krukowska A., Ślopek S. (1987): Immunogenic effect of bacteriophage in patients subjected to phage therapy. Arch. Immunol. Ther. Exp. 35: 553-561
2. Sulakvelidze A., Morris J.G. (2001): Bacteriophages as therapeutic agents. Ann Med. 33(8):507-509
3. Zaremba M. L., Borowski J.: Mikrobiologia lekarska, Warszawa (1997) Wydawnictwo Lekarskie PZWL
4. Ross F. C.: Introductory Microbiology, (1983), Merril C. E. Publishing Co., A. Bell and Howell Company
5. Loeffler J.M., Nelson D., Fischetti V.A. (2001): Rapid killing of Streptococcus pneumoniae with bacteriophage cell wall hydrolase. Science 294 (5549): 2170-2172
6. Carlton R. M. (1999): Phage therapy: past history and future prospects. Arch. Immunol. Ther. Exp., 47, 267-274
7. Merril CR., Biswas B., Carlton R., Jensen NC., Creed GJ., Zullo S. and Adhya S. (1996): Long-circulating bacteriophage as antibacterial agents. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 3188-3192
8. Górski A., Weber-Dąbrowska B., The potential role of endogenous bacteriophages in controlling invading pathogens, Cellular Molec. Life Sci., 62, 2005, 511-519.
9. Lipiński T., Gamian A., Zuziak E., Korzeniowska-Kowal A., Górski A., “Oczyszczony preparat bakteriofagowy, sposób jego otrzymywania i zastosowania” zgłoszenie patentowe P 381 730.
10. Sundberg L., Hoglund S., Purification of T4 phage by adsorption on polylysine agarose, FEBS Letters, 37, (1), 1973, 70-73.
11. Hedstrom S.A., Kamme C. (1973) Antibodies against staphylococcal bacteriophages in human sera. Acta Path. Microbiol. Scand. Section B. 81,749-752
12. Ślopek S., Durlakowa I., Weber-Dąbrowska B., Kucharewicz-Krukowska A., Dąbrowski M., Bisikiewicz R. (1981) Results of bacteriophage treatment of suppurative bacterial infections I. General evaluation of the results. Arch. Immunol. Ther. Exp. 31:267-291.
13. Ślopek S., Weber-Dąbrowska B., Dąbrowski M. and Kucharewicz-Krukowska A. (1987) Results of bacteriophage treatment of suppurative bacterial infections in the years 1981-1986. Arch. Immunol. Ther. Exp. 35:569-583.
14. Lindberg A.A. Bacterial surface carbohydrates and bacteriophage adsorption, W: Surface Carbohydrates of the Prokaryotic Cell, Sutherland L. ed., Acad. Press, London, 1977, 289-356.
Claims (5)
1. Diagnostyczny preparat immunologiczny, znamienny tym, że zawiera faga oczyszczonego z białek bakteryjnych lub otrzymane z niego oczyszczone z białek bakteryjnych immunoreaktywne białka fagowe.
2. Diagnostyczny preparat immunologiczny według zastrz. 1, znamienny tym, że wspomniane białka immunoreaktywne wykazują immunorektywność w immunoblotingu z surowicą ludzką, osoczem ludzkim lub innymi płynami ustrojowymi.
3. Diagnostyczny preparat immunologiczny według zastrz. 1, znamienny tym, że fag jest fagiem poliwalentnym.
4. Zastosowanie faga oczyszczonego z białek bakteryjnych lub otrzymanych z niego immunoreaktywnych białek fagowych oczyszczonych z białek bakteryjnych do wytwarzania preparatu diagnostycznego do wykrywania i oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych.
5. Zastosowanie, według zastrz. 4, znamienne tym, że diagnostyczny preparat immunologiczny stosuje się do testów immunochemicznych obejmujących test ELISA i służy do wykrywania i/lub oznaczania poziomu przeciwciał antyfagowych poliwalentnych w surowicy, osoczu i innych płynach ustro-
Priority Applications (2)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
PL386483A PL212796B1 (pl) | 2008-11-07 | 2008-11-07 | Diagnostyczny preparat immunologiczny oraz jego zastosowanie |
PCT/PL2009/050033 WO2010053390A1 (en) | 2008-11-07 | 2009-11-07 | Diagnostic immunological preparation and its use |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
PL386483A PL212796B1 (pl) | 2008-11-07 | 2008-11-07 | Diagnostyczny preparat immunologiczny oraz jego zastosowanie |
Publications (2)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
PL386483A1 PL386483A1 (pl) | 2010-05-10 |
PL212796B1 true PL212796B1 (pl) | 2012-11-30 |
Family
ID=41735413
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
PL386483A PL212796B1 (pl) | 2008-11-07 | 2008-11-07 | Diagnostyczny preparat immunologiczny oraz jego zastosowanie |
Country Status (2)
Country | Link |
---|---|
PL (1) | PL212796B1 (pl) |
WO (1) | WO2010053390A1 (pl) |
Family Cites Families (4)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
SE9803993D0 (sv) * | 1998-11-23 | 1998-11-23 | Bjoern Carlsson | New reagent and use thereof |
US7306925B2 (en) * | 2001-11-09 | 2007-12-11 | Vanderbilt University | Phage antibodies to radiation-inducible neoantigens |
FI20060946A0 (fi) * | 2006-10-26 | 2006-10-26 | Glykos Finland Oy | Influenssaviruksen nukleiinihappoja ja peptidejä |
PL212099B1 (pl) * | 2007-02-09 | 2012-08-31 | Inst Immunologii I Terapii Doświadczalnej Pan | Oczyszczony preparat bakteriofagowy, sposób jego otrzymywania i zastosowanie |
-
2008
- 2008-11-07 PL PL386483A patent/PL212796B1/pl unknown
-
2009
- 2009-11-07 WO PCT/PL2009/050033 patent/WO2010053390A1/en active Application Filing
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
WO2010053390A1 (en) | 2010-05-14 |
PL386483A1 (pl) | 2010-05-10 |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
Łusiak-Szelachowska et al. | Phage neutralization by sera of patients receiving phage therapy | |
Yu et al. | Sensitive and rapid detection of Staphylococcus aureus in milk via cell binding domain of lysin | |
EP2117568B1 (en) | Purified bacteriophage, its preparation and application | |
Diallo et al. | Recent developments in the diagnosis of rinderpest and peste des petits ruminants | |
JP2770877B2 (ja) | ヘモフィラス・インフルエンザワクチン | |
Rydman et al. | Bacteriophage PRD1 contains a labile receptor-binding structure at each vertex | |
Gupta et al. | Comparative evaluation of recombinant BP26 protein for serological diagnosis of Brucella melitensis infection in goats | |
CN106432440B (zh) | 羊布鲁氏菌抗体ppa-elisa检测试剂盒及其制备方法 | |
CN110967482B (zh) | 一种山羊化脓隐秘杆菌感染检测试剂盒及其检测方法 | |
Cheng et al. | Characterization of the gene for an immunodominant 72 kDa lipoprotein of Mycoplasma mycoides subsp. mycoides small colony type | |
CN101375163A (zh) | 用噬菌体检测微观活生物体的装置与方法 | |
KR20210106181A (ko) | 아프리카 돼지 열병 바이러스 감염 진단을 위한 항원 단백질 조성물 및 이의 용도 | |
Thongsukkaeng et al. | Development and evaluation of latex agglutination test coating with recombinant antigen, LipL32 for serodiagnosis of human leptospirosis | |
Yang et al. | A phage-displayed single domain antibody fused to alkaline phosphatase for detection of porcine circovirus type 2 | |
JP6676464B2 (ja) | クラミジア・ニューモニエを検出する方法及びキット | |
PL212796B1 (pl) | Diagnostyczny preparat immunologiczny oraz jego zastosowanie | |
US9063141B2 (en) | Listeria bacteriophage tailspike protein and uses thereof | |
CN108059683A (zh) | 梅毒重组多价融合抗原、梅毒重组抗原质粒和梅毒重组抗原菌株及其制备方法及试剂盒 | |
RU2640192C1 (ru) | Тест-система ИФА для серологической диагностики нодулярного дерматита крупного рогатого скота - Dermatitis nodularis bovum | |
JPH11346768A (ja) | イヌジステンパーウイルスヌクレオカプシド蛋白質の抗原性を有する蛋白質及び抗イヌジステンパーウイルスヌクレオカプシド蛋白質抗体測定試薬 | |
Seleim et al. | ELISA and other tests in the diagnosis of Pasteurella multocida infection in camels | |
US20190120838A1 (en) | Methods and kits for the rapid detection of the escherichia coli o25b-st131 clone | |
KR102554330B1 (ko) | 인플루엔자 a h1n1 바이러스에 특이적으로 결합하는 펩타이드 및 이의 용도 | |
CN107446021A (zh) | 叶酸受体α特异性结合肽5及其应用 | |
Chen et al. | Use of LPS Extracts to Validate Phage Oligopeptide That Binds All Salmonella enterica Serovars |