MXPA03005625A - Analogos de tiocoralina y be-22179. - Google Patents

Abstract

Un proceso para la sintesis total de tiocoralina y BE-22179 establece la estereo-quimica relativa y absoluta de estos compuestos y permite la construccion y la caracterizacion de una serie de analogos relacionados. El mecanismo para la bioactividad de tiocoralina, BE-22179 y sus analogos relacionados es caracterizado. Tiocoralina, BE-22179 y sus analogos relacionados son divulgados por ligarse a ADN por bis-intercalacion y son divulgados por exhibir actividad citotoxica excepcional.

Description

ANALOGOS DE TIOCORALINA Y BE-22179 Campo de la Invención La invención se refiera a antibióticos anti-tumorales. De manera mas particular, la invención se refiere a análogos de tiocoralina y BE-22179 teniendo actividades de bis-intercalación de ADN y antibióticas anti-tumorales. Antecedentes La tiocoralina (1, Figura 1) es un potente antibiótico anti-tumoral (Romeo, F. y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 734; Pérez Baz y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 738; Pérez Baz, J. y colaboradores, O 95/2773, 1995; Chem. Abst. 1995, 124, 115561) aislado a partir de Micromonospora sp. L-13-ACM2-092. Constituye el miembro más nuevo de los octadepsipéptidos bicíclicos simétricos dobles, los cuales incluyen a los antibióticos anti-tumorales BE-22179 (Okada, H. y colaboradores, J". Antibiot. 1994, 47, 129) (2) , triostina A (Shoji, J. y colaboradores, J". Antibiot. 1961, 14, 335; Shoji, J. y colaboradores, J". Org. Chem. 1965, 30, 2772; Otsuka, H. y colaboradores, Tetrahe-dron 1967, 23, 1535; Otsuka, H. y colaboradores, J". Antibiot. 1976, 29, 107) (3), y equinomicina (Corbaz, R . y colaboradores, ffelv. Chim. Acta 1957, 40, 199; Keller-Schierlein, W. y colaboradores, Helv. Chim. Acta 1957, 40, 205; Keller-Schierlein, W. y colaboradores, Helv. Chim. Acta 1959, 42, 305; Martin, D. G. y colaboradores, J. Antibiot. 1975, 28, 332; Dell, A. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1975, 97, 2497) (4) que se ligan con el ADN con la bis-intercalación (Waring, M. J. y colaboradores, Nature 1974, 252, 653; ang, A. H. J. y colaboradores, Science 1984, 225, 1115; Quigley, G. J. y colaboradores, Science 1984, 232, 1255; Yoshinari, T. y colaboradores, Jpn. J. Cáncer Res. 1994, 85, topoisomerasa I o II del ADN, pero sí inhibe la polimerasa-a de ADN en concentraciones que inhiben el progreso del ciclo celular y la clonogenicidad (Erba, E. y colaboradores, Britis J.

Cáncer 1999, 80, 971; Yoshinari, T. y colaboradores, Jpn. J. Cáncer Res. 1994, 85, 550) . Se descubrió que desenrolla el ADN de doble cadena (Erba, E. y colaboradores, British J. Cáncer 1999, 80, 971; Yoshinari, T. y colaboradores, Jpn. J. Cáncer Res. 1994, 85, 550), y se sugirió que se liga con el ADN con la bis-intercalación de una manera análoga a la triostina, la equinomi-cina, y los miembros de los decadepsipéptidos cíclicos más grandes, incluyendo sandramicina (Figura 2) (aislamiento: Matson, J. A. y colaboradores, J. Antibiot. 1989, 42, 1763; síntesis total: Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1993, 115, 11624; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1996, 118, 1629; Boger, D. L. y colaboradores, Biorg. Med. Chem. 1999, 7, 315; Boger, D. L. y colaboradores, Bioorg. Med. Chem. 1998, 6, 85), las luzopeptinas (Boger, D. L. y colaboradores, Bioorg. Med. Chem. 1999, 7, 315; Boger, D. L. y colaboradores, Bioorg. Med.

Chem. 1998, 6, 85; aislamiento: Konishi, M. y colaboradores, J. Antibiot. 1981, 34, 148; estructura y estéreo-química : Arnold, E. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1981, 103, 1243; síntesis total (luzopeptinas A-C) : Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 1098; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 11375; luzopeptina E2 : Ciufolini, M. A. y colaboradores, J. Heterocyclic Chem. 1999, 36, 1409; Ciufolini, . A. y colaboradores, Angew. Chem., Int. Ed. 2000, 39, 2493), y las quinoxapeptinas (aislamiento: Lingham, R. B. y colaboradores, J. Antibiot. 1996, 49, 253; síntesis total: Boger, D. L. y colaboradores, Jin, Q. Angew. Chem., Int. Ed. 1999, 38, 2424). Los estudios iniciales sobre la tiocoralina, así como sobre BE-22179, establecieron sus estructuras bidimensionales, pero no su estéreo-química relativa y absoluta (Romeo, F. y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 734; Pérez Baz, J. y colaboradores, J. Antibiot.. 1997, 50, 738; Pérez Baz, J. y colaboradores, WO 95/2773, 1995; Chem. Abst. 1995, 124, 115561; Okada, H. y colaboradores, J". Antibiot. 1994, 47, 129) . La triostina A y la equinomicina poseen una estéreo-química-D en la posición del enlace de amida con el cromóforo de quinoxalina (D-Ser) , y L-estéreo-química en los centros estéreo-génicos restantes. Se ha demostrado que los centros análogos de la sandramicina (aislamiento: Matson, J. A. y colaboradores, J. Antibiot. 1989, 42, 1763; síntesis total: Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1993, 115, 11624; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem.

Soc. 1996, 118, 1629) y las quinoxapeptinas (aislamiento: Lingham, R. B. y colaboradores, J. Antibíot. 1996, 49, 253; síntesis total: Boger, D.L. y colaboradores, Ang-ew. Che ., Int.

Ed. 1999, 38, 2424), como las luzopeptinas (aislamiento: Konishi, M. y colaboradores, J. Antibiot. 1981, 34, 148; estructura y estéreo-química: Arnold, E. y colaboradores, J". Am. Chem. Soc. 1981, 103, 1243; síntesis total (luzopeptinas A-C) : Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 1098; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 11375; Luzopeptin E2 : Ciufolini, M. A. y colaboradores, J. Heterocyclic Chem. 1999, 36, 1409; Ciufolini, M. A. y colaboradores, Angew. Chem., Int.

Ed. 2000, 39, 2493), también incorporan D-Ser. Más aún, se reportó que un análogo sintético del 3 que posee toda la L-estéreo-química, no mostraba un enlace apreciable del ADN (Ciardelli, T. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1978, 100, 7684) . Lo que se necesita es una síntesis total de la tiocoralina y de BE-22179. Lo que se necesita es el establecimiento de la estéreo-química relativa y absoluta de estos compuestos (Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 2000, 122, 2956), y una caracterización de sus actividades. Lo que se necesita es el diseño y la preparación de análogos. Compendio Se describen los detalles completos de la síntesis total de la tiocoralina y del BE-22179, octadepsipéptidos bicíclicos simétricos C2 que poseen dos cromóforos de 3-hidroxi-quinolina colgantes, y sirvieron para establecer su estéreo-química relativa y absoluta. Los elementos claves del planteamiento incluyen la introducción de la última etapa del cromóforo, el acoplamiento del tetrapéptido simétrico, la macro-ciclación del octadepsxpéptido de 26 miembros conducida en el único sitio de amida secundaria en seguida de la formación del disulfuro, y un ensamblaje convergente del tetradepsipéptido con introducción del enlace de tioléster lábil en la reacción de acoplamiento final bajo condiciones casi exentas de racemización. En virtud de la introducción de la última etapa del cromóforo, y a pesar de los desafios que esto impone sobre la síntesis, este planteamiento proporciona un fácil acceso de un rango de análogos de cromóforos claves. Se demostró que la tiocoralina y el BE-22179 se enlazan con el ADN mediante bis-intercalación de alta afinidad análoga a la de la equinomicina, pero con poca o ninguna selectividad de secuencia perceptible. Se descubrió que tanto el 1 como el 2 exhiben una actividad citotóxica excepcional (IC50 = 200 y 400 pM, respectivamente, línea celular L1210) , de una manera comparable a la de la equinomicina, y se encontró que un análogo, que lleva el cromóforo de luzopeptina, es un potente agente citotóxico. Un aspecto de la invención se refiere a un compuesto representado por la siguiente estructura: En la estructura anterior, Xx y X2 pueden ser cualquiera de =CH2 o -CH2SMe. Rx y R2 se seleccionan a partir del grupo que consiste en hidrógeno, Cbz, FMOC, y los radicales representados por la siguiente estructura: En la estructura anterior, Y puede ser C y N; R3 puede estar ausente o puede ser -0 (alquilo de 1 a 6 átomos de carbono) ; y R4 puede ser hidrógeno o hidroxilo. Sin embargo, se dan las siguientes condiciones: si X1 es =CH2, entonces "a" representa un doble enlace, y ni Rx ni R2 son hidrógeno; si x es -CH2SMe, entonces "a" representa un enlace individual; si X2 es =CH2í entonces "b" representa un doble enlace y ni x ni R2 son hidrógeno; si x es -CH2SMe, entonces "b" representa un enlace individual; y si R3 está ausente, entonces Y es N, o R4 es hidrógeno. Una modalidad preferida de este aspecto de la invención está representada por la siguiente estructura diaeste-reomérica: Un sub-género de este aspecto de la invención representado por la siguiente estructura diaestereomérica: Las especies preferidas de este sub-género están representadas por las siguientes estructuras diaestereoméricas: Un segundo sub-género de este aspecto de la invención está representado por la siguiente estructura diaestereomérica: Las especies preferidas de este segundo sub-género están representadas por las siguientes estructuras diaestereomé-ricas : Un tercer sub-género de este aspecto de la invención está representado por la siguiente estructura diaestereomérica: Las especies preferidas de este tercer sub-género están representadas por las siguientes estructuras diaestereoméricas : Un cuarto sub-género de este aspecto de la invención está representado por la siguiente estructura diaestereoniérica: Las especies preferidas de este cuarto sub-género están representadas por las siguientes estructuras diaestereoméricas: Un quinto sub-género de este aspecto de la invención está representado por la siguiente estructura diaestereomérica: Las especies preferidas de este quinto sub-género están representadas por las siguientes estructuras diaestereoméricas: Una especie preferida adicional de este aspecto de la invención está representada por la siguiente estructura diaeste-reoméric : Otro aspecto de la invención se refiere a un proceso para aniquilar una célula de cáncer. El proceso comprende el paso de poner en contacto esta célula de cáncer con una composición que contenga una concentración de tiocoralina, BE-22179, o cualquiera de los análogos de tiocoralina, BE-22179 descritos anteriormente, siendo la concentración suficiente para ser citotóxica con respecto a esa célula de cáncer. Otro aspecto de la invención se refiere a un proceso para enlazar tiocoralina, BE-22179, o cualquiera de los análogos de tiocoralina, BE-22179 descritos anteriormente, a un desoxioligonucleótido o a un desoxipolinucleótido. El proceso comprende el paso de enlazar la tiocoralina, BE-22179, o cualquiera de los análogos de tiocoralina, BE-22179 descritos anteriormente, a este desoxioligonucleótido o a este desoxipolinucleótido mediante bis-intercalación.

Otro aspecto de la invención se refiere a un proceso para sintetizar un intermediario avanzado. El proceso comprende el paso de ciclar un primer intermediario representado por la siguiente estructura: para producir el intermediario avanzado representado por la siguiente estructura: Breve Descripción de las Figuras La Figura 1 ilustra las estructuras de tiocoralina (1) , BE-22179 (2), triostina A (3), y equinomicina (4). La Figura 2 ilustra las estructuras de miembros de los decadepsipéptidos cíclicos más grandes, incluyendo sandramicina, las luzopeptinas, y las quinoxapeptinas . La Figura 3 ilustra un esquema que muestra un ensamblaje convergente del tetradepsipéptido clave 16 a partir del tripéptido 15 y -Cbz-D-Cys-OTce (11) , junto con la preparación de los tres residuos Cys adecuadamente funcionalizados encontrados en 1. La Figura 4 ilustra un esquema para la síntesis de 2, 26, 27, y 28. La Figura 5 ilustra un esquema que muestra la serie de pasos requeridos para la macro-ciclación del 31. La Figura 6 ilustra un planteamiento en donde se introdujo el cromóforo colgante en las etapas iniciales de la síntesis . La Figura 7 ilustra dos gráficas de fluorescencia contra la proporción del ADN al fármaco, y la gráfica Scatchard resultante para cada uno . La Figura 8 ilustra una tabla de propiedades de enlace de ADN comparativas. La Figura 9 ilustra un gel de electroforesis de la huella de ADNsa de la equinomicina enlazada con el ADN w794. La Figura 10 ilustra un gel de electroforesis de la huella de ADNsa de la tiocoralina enlazada con el ADN de w794. La Figura 11 ilustra una serie de tres geles de agarosa de electroforesis, en donde se prueban la tiocoralina, la equinomicina, BE-22179, y el 27, para determinar su capacidad para desenrollar el ADN. La Figura 12 ilustra una tabla que muestra que la tiocoralina se enlaza con el ADN con una alta afinidad, pero con poca o ninguna selectividad. La Figura 13 ilustra una tabla que resume la actividad biológica de los compuestos sintetizados y de compuestos naturales similares . Descripción Detallada Los elementos claves del planteamiento incluyen la introducción de la última etapa del cromoforo, el acoplamiento del tetrapéptido sintético, la macro-ciclación del octadepsipép-tido de 26 miembros conducida en el único sitio de amida secundaria en seguida de la formación del disulfuro, y un ensamblaje convergente del tetradepsipéptido con la introducción del enlace de tioléster lábil en la reacción de acoplamiento final bajo condiciones casi exentas de racemización. En virtud de la introducción de la última etapa del cromoforo, y a pesar de los desafíos que esto impone sobre la síntesis debido a una transferencia intramolecular potencial de S-N acilo con disociación del tioléster macrocíclico, este planteamiento proporcionó un fácil acceso a un rango de análogos del cromoforo. Síntesis del Tetradepsipéptido El ensamblaje convergente del tetradepsipéptido clave 16 a partir del tripéptido 15 y N-Cbz-D-Cys-OTce (11) junto con la preparación de los tres residuos Cys adecuadamente funcional!-zados encontrados en 1, se resume en la Figura 3. La protección en secuencia con S y N de N-Me-Cys-OH (5) (Blondeau, P. y colaboradores, Can. J. Chem. 1967, 45, 49) con un grupo acetami-dometilo (Acm) (1.5 equivalentes de N-hidroximetilacetamida, H2S04) y el grupo BOC (B0C20, 62%) dio el 6, el precursor para el residuo Cys de disulfuro de puente. La S-metilación selectiva de N- e-Cys-OH (5), (Blondeau, P. y colaboradores, Can. J. Chem. 1967, 45, 49) Mel, NaHC03) seguida por la protección con BOC (BOC20, NaOH, 73%) proporcionó el 7. La esterificación del 7 (T SCHN2, 89%) seguida por la desprotección de BOC del 8 (HC1 3 -EtOAc, 91%) proporcionó el 9, el precursor para el segundo residuo L-Cys funcionalizado . Los intentos alternativos por esterificar el 7 bajo condiciones básicas (Mel, NaHC03, DMF) o la exposición del 8 o 9 a aminas terciarias (Et3N, CH2C12) condujo a una eliminación- ß extensa ocasional de MeSH, para proporcionar el deshidroamino cido . El compuesto 11, que constituye el residuo D-Cys que lleva el cromóforo, se preparó mediante la reducción de su precursor de disulfuro 10 (Ph3P, 2-mercaptoetanol, 99%) , el cual a su vez se obtuvo mediante la protección por pasos de la D-cistina con Cbz (CbzCl, NaHC03) y Tce (tricloroetanol, DCC, (DCC =diciclohexilcarbodi-imida; EDC1 = clorhidrato de 1- (3-dimetilaminopropil) -3-etilcarbodi-imida; HOBt = 1-hidroxibenzo-triazol; HOAt = l-hidroxi-7-azabenzotriazol) HOBt, 76%) . La reacción de esterificación con tricloroetanol fue sensible a la racemización, y cuando se condujo en ausencia de HOBt (33% de contra 100% de) o en la presencia de DMAP (33% de) condujo a una extensa racemizacion. El acoplamiento del 6 con el 9 (EDCl, HOAt, 78%) proporcionó el 12, y se obtuvieron conversiones ligeramente más bajas con HOBt contra HOAt. La desprotección de BOC del 12 (HC1 3M-EtOAc, 100%) , el acoplamiento con N-BOC-Gly-OH (EDCl, HOAt, 68%), y la hidrólisis de metiléster del 14 (LiOH, 100%), proporcionaron el 15. La reacción de tiolesterificación clave que enlaza el derivado de D- cisterna 11 y el tripéptido 15, se llevó a cabo bajo condiciones casi exentas de racemizacion con el uso de EDC1-HOAt (83%) en ausencia de base agregada para proporcionar el depsipéptido 16 (de 95:5) . Se observaron conversiones mucho más bajas utilizando DPPA (DPPA = fosforacidato de difenilo; DEPC = fosforocianidato de dietilo; Yamada, S. y colaboradores, J. Org. Chem. 1974, 39, 3302; Yokoyama, Y. y colaboradores, Chem. Pharm. Bull. 1977, 25, 2423), o DEPC y Et3N, debido en parte a la formación catalizada por base competitiva del disulfuro 10. De una manera análoga a los reportes anteriores (DPPA = fosforacida-to de difenilo; DEPC = fosforocianidato de dietilo; Yamada, S. y colaboradores, J. Org. Chem. 1974, 39, 3302; Yokoyama, Y. y colaboradores, Chem. Pharm. Bull. 1977, 25, 2423), se observó una racemizacion casi completa (16: epi-16 = 58:42) cuando se utilizó el solvente no polar de CH2C12. En adición, se encontró que el uso de base en todas las reacciones en seguida de la formación del tioléster 16 conduce a una eliminación- ß competitiva o a una disociación directa del tioléster, y se evitó necesariamente. Formación del Octadepsipé ido Cíclico y Terminación de la Síntesis Total de Tiocoralina y BE-22179 La formación del octadepsipéptido lineal se llevó a cabo mediante la desprotección de la amina (HC1 3M - EtOAc, 100%) y el ácido carboxílico (Zn, 90%, AcOH acuoso, 99%) del 16, para proporcionar los 17 y 18, respectivamente, los cuales se acoplaron con la formación de la amida secundaria en ausencia de base agregada (EDC1, HOAt, CH2C12, 83%) para obtener el 19 (Figura 4) . La ciclación del 19 para proporcionar el octadepsipéptido cíclico de 26 miembros 23 con cierre de anillo conducida en el único sitio de amida secundaria, se llevó a cabo mediante la desprotección en secuencia del éster Tce (Zn, 90%, AcOH acuoso) , la formación del enlace de disulfuro (Kamber, B. y colaboradores, Helv. Chim. Acta 1980, 63, 899) (I2, CH2Cl2-MeOH, 25°C, 0.001 , 53% para dos pasos) , y la desprotección de BOC (HC1 3M-dioxano) , seguida por el tratamiento con EDCl-HOAt (CH2C12 0.001M, -20°C, 6 horas, 61% para dos pasos) . La inversión de los pasos de desprotección de jV-BOC y de formación del enlace de disulfuro en esta secuencia de cuatro pasos dio como resultado conversiones más bajas (13% globalmente para los cuatro pasos) . Hasta la fecha, no han tenido éxito los intentos por efectuar el cierre de anillo seguido por la formación del enlace de disulfuro. Aún cuando la reacción de macrociclación del anillo de 26 miembros no limitada por el enlace de disulfuro procede excepcionalmente bien (>50%) , la subsecuente formación del enlace de disulfuro (I2, CH2Cl2-MeOH, 25 °C) dentro de los confines del anillo de 26 miembros fracasó. Por consiguiente, el orden de los pasos enlistados para la formación del 23 no fue para mejorar la macrociclación por medio del disulfuro limitado, sino más bien para permitir la formación del enlace de disulfuro. Aunque posiblemente esto se deba a las limitaciones dentro del macroci-clo que desestabiliza el disulfuro, la falta de observaciones similares con el 3 y el 4 sugieren que el origen de las dificultades puede estar con la disociación intramolecular competitiva del tioléster adyacente por el tiol de puente liberado dentro del macrociclo de 26 miembros. La remoción del grupo protector Cbz bajo condiciones ligeras (Kizo, Y. y colaboradores, J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1980, 101) (TFA-tioanisol, 25°C, 4 horas), y el acoplamiento de la amina resultante 24 con ácido 3~hidroxiquinolin-2-carboxílico (25, (preparado a partir de 3-hidroxiquinolin-2-carboxilato de metilo) (Boger, D. L. y colaboradores, J. Org. Chem. 1995, 60, 7369) mediante tratamiento con LiOH, THF-MeOH-H20 3/1/1, 25°C, 2 horas (71%)) EDC1, DMAP, 43%) sin protección del fenol del cromóforo proporcionó (-)-l, [ ]2SD-180 (c 0.11, CHC13) [lit1 [a]25D-191 (c 1.1, CHC13) ] , es idéntica en todos los aspectos a las propiedades reportadas para el material natural (Romeo, F. y colaboradores, J". AntiJiot. 1997, 50, 734; Pérez Baz, J. y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 738; Pérez Baz, J. y colaboradores, WO 95/2773, 1995; Chem. Abst. 1995, 124, 115561) . Bajo estas condiciones, se minimizó una problemática migración de S-N acilo intramolecular de la amina liberada con disociación del tioléster. El tratamiento del 1 con NaI04 sirvió para proporcionar el bis- sulfóxido correspondiente como una mezcla de diaeste-reómeros, la cual se calentó en CH2C12 (reflujo, 6 horas, 66% en total) para promover la eliminación y proporcionar el (-)-BE-22179 (2), [ ]25D-89 (c 0.01, CHC13) , [lit (Okada, H. y colaboradores, J. Antibiot. 1994, 47, 129) [a]25D-94 (c 0.44, CHC13) ] , idéntica en todos los aspectos con las propiedades reportadas para el material natural (Okada, H. y colaboradores, J. Antibiot. 1994, 47, 129) . La correlación de los 1 y 2 sintéticos y naturales confirmó las asignaciones de la estructura bidimensio-nal, y estableció sus estéreo-químicas relativas y absolutas, como aquéllas mostradas en la Figura 4. Es interesante que tanto el 23 como la tiocoralina (1) , así como los análogos de productos naturales relacionados 26-28 adoptan una conformación de una sola solución que se observa mediante ¾ RMN en espectros bien definidos. El del 1 sintético probó ser idéntico al espectro de 1H RMN publicado del 1 natural (Romeo, F . y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 734; Pérez Baz, J. y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 738; Pérez Baz, J. y colaboradores, WO 95/2773, 1995; Chem. Abst. 1995, 124, 115561) . En contraste, BE-22179 exhibe un espectro de ¾ RMN más complejo, pero todavía bien definido, consistente con su adopción de dos conformadores asimétricos o de cuatro conformadores simétricos en proporciones casi iguales. Las señales de N e (2 NMe) , y las dos señales de olefina (C=CHH) aparecen como ocho, casi 1:1, singuletes bien resueltos en el espectro de XH MN. Es importante que el espectro de ? RMN del 2 sintético probó ser idéntico al publicado para el 2 natural (Okada, H. y colaboradores, J. Antibiot. 1994, 47, 129) . Planteamientos Alternativos Antes de implementar la secuencia de éxito, primero se condujeron estudios preliminares que enlistaron un grupo protector FMOC y condiciones de desprotección básica contra un grupo protector Cbz sobre el 23 (Figura 5) . Por consiguiente, el tetradepsipéptido 30 y el octadepsipéptido 31 se prepararon mediante los procedimientos descritos para la síntesis del 16 y del 19. La ciclación del 31 para proporcionar el octadepsipéptido cíclico de 26 miembros puenteado 32 se realizó mediante desprotección de éster Tce en secuencia (Zn, 90%, AcOH acuoso), desprotección de BOC (HC1 3M-dioxano) , y formación del enlace de disulfuro (I2, CH2Cl2-MeOH, 25°C, 0.001M) seguidas por el tratamiento con EDCl-HOAt (0.001M CH2C12, -20°C, 6 horas, 16% para cuatro pasos) . Sin embargo, la exposición del 32 a Et2NH o a piperidina, condujo a la descomposición del macrociclo, en lugar de una desprotección de FMOC limpia. El tratamiento alternativo del 32 con otras aminas, incluyendo diciclohexilamina, Et3N, o DMAP, también fracasó para proporcionar la amina cíclica 24, lo cual se atribuye en la presente a la sensibilidad del tioléster a los nucleófilos, a la eliminación-ß competitiva inducida por la desprotonación de la posición de los residuos Cys, y a una transferencia intramolecular potencial de S-N acilo hacia la amina liberada con disociación del tioléster. Sin embargo, tampoco tuvieron éxito los esfuerzos por atrapar la amina liberada in si tu para obtener el 1 directamente (25, EDC1, DMAP) o un derivado protegido del 24 (B0C20 o CbzCl, Et3N) . También se examinó el planteamiento donde se forma el macro-ciclo de 26 miembros puenteado mediante la formación simultánea de ambas amidas secundarias. Sin embargo, la formación intermolecular del enlace de disulfuro (I2, MeOH) , y la desprotección en secuencia del grupo Tce y BOC, y el tratamiento del disulfuro simétrico resultante con EDC1 y HOAt, dieron mezclas complejas de productos que incluyeron un rango de oligómeros y macrociclos de orden más alto en donde no se observó la formación del 32 (Figura 5) . Finalmente, también se examinó un planteamiento en donde se introdujo el cromóforo colgante en las etapas iniciales de la síntesis. Por consiguiente, la reacción de acoplamiento del 15 y del 34 (EDC1, HOAt, 86%) dio el tetradepsipéptido 35, que posee al cromóforo de quinolina sustituida (Figura 6) . Sin embargo, la eliminación del tioléster fue problemática bajo las condiciones de desprotección de BOC (HC1, o TFA acuoso al 90%, 0°C) o de hidrólisis del éster Tce (Zn, HOAc acuoso al 90%, 0°C) , y la siguiente reacción de acoplamiento que dio solamente una traza del octadepsipéptido lineal deseado. Presumiblemente, esto se puede atribuir a la mayor acidez del protón-a del derivado activado de -acil-D-Cys que lleva un grupo protector de amida contra uno de carbamato. Síntesis de Análogo La generación de la última etapa de la amina 24, seguida por la introducción del cromóforo colgante, proporcionó la oportunidad de examinar los análogos de cromóforos de 1 y 2. Por consiguiente, la amina 24 también se acopló con el ácido quinolin-2-carboxílico, con el ácido quinoxalin-2-carboxílico (que es el cromóforo que se encuentra en la equinomicina y la triostina A) , y con el ácido 3-hidroxi-6-metoxiquinolin-2-carboxílico (aislamiento: Konishi, M. y colaboradores, J". Antibiot. 1981, 34, 148; estructura y estéreo-química : Arnold, E. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1981, 103, 1243; síntesis total (luzopeptinas A-C) : Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 1098; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 11375; luzopeptina E2 : Ciufolini, M. A. y colaboradores, J. Heterocyclic Chem. 1999, 36, 1409; Ciufolini, M. A. y colaboradores, Angew. Chem., Int. Ed. 2000, 39, 2493; Boger, D. L. y colaboradores, J. Org. Chem. 1995, 60, 7369) (que es el cromóforo que se encuentra en las luzopeptinas) , para proporcionar los análogos de cromóforos claves 26-28 (Figura 4) .

Los análogos correspondientes del 2 se pueden obtener mediante la oxidación de los 26-28 de una manera similar al método mostrado en la Figura 4 para la oxidación del 1 para obtener el 2. Afinidad de Enlace de ADN Las constantes de enlace absoluto aparentes y los tamaños del sitio de enlace aparentes se obtuvieron mediante la medición del apagado de fluorescencia después de la titulación de los 1 y 2 con ADN de timo de becerro (CT) . Los espectros de excitación y emisión para la tiocoralina y el BE-22179 se determinaron en un regulador acuoso (Tris-HCl, pH de 7.4, NaCl 75 mM) . Tanto la tiocoralina como el BE-22179, que tienen el mismo cromóforo, exhibieron una intensa fluorescencia en solución con máximas mejoradas de excitación (380 nanómetros) y de emisión (510 nanómetros) , que se apagó después del enlace del ADN. Más aún, la intensidad de esta fluorescencia facilitó mucho la medición del apagado de fluorescencia, y permitió que se llevaran a cabo las mediciones en concentraciones bajas del agente inicial de 1-10 µ?, en las que los compuestos son solubles. Las mediciones análogas con equinomicina no se pudieron conducir debido a su emisión de fluorescencia menos intensa y a su ba a solubilidad. Para las titulaciones, se agregaron pequeñas alícuotas de CT-ADN (320 µ? en el par de bases) a 2 mi de una solución del agente (2 µ?) en un regulador de Tris-HCl (pH de 7.4),, NaCl 75 mM. Las adiciones se llevaron a cabo a intervalos de 15 minutos para permitir el equilibrio del enlace. El análisis Scatchard (Scatchard, G. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1949, 51, 660) de los resultados de la titulación se condujo utilizando la ecuación rb/c = Kn - Krb, en donde rb es el número de moléculas enlazadas por fosfato de nucleótido de ADN, c es la concentración del fármaco libre, K es la constante de enlace aparente, y n es el número de sitios de enlace del agente por fosfato de nucleótido. Una gráfica de rb/c contra rb da la constante de asociación (inclinación) y el tamaño del sitio de enlace aparente (intercepción-x) para los agentes (Figura 7 y Figura 8) . Se encontró que la tiocoralina exhibe una afinidad relativamente alta para el ADN dúplex ( B = 2.6 x 106 "1) con una estequiometría de saturación de enlace de alta afinidad en una proporción de 1:6.5 del agente al par de bases. BE-22179, que es estructuralmente distinto, porque posee dos olefinas exocíclicas, también exhibió una afinidad y tamaño del sitio de enlace similares con CT-ADN. El enlace de alta afinidad de una molécula por 5.8-6.5 pares de bases se aproxima a aquél del límite saturado de 4 pares de bases, asumiendo una bis-intercalación que se extienda dos pares de bases, sugiriendo que la tiocoralina y el BE-22179 se enlazan al ADN con una selectividad limitada entre los sitios disponibles. Esto fue consistente con los intentos por establecer una selectividad del enlace de ADN por parte de la ADNsa I (Galas, D. J. y colaboradores, Nucleic Acids Res. 1978, 5, 3157), y la huella de MTE (Tullius, T. D. y colaboradores, Methods Enzymol. 1987, 155, 537), sobre el ADN de w794 (Boger D.

L. y colaboradores, Tetrahedroi. 1991, 47, 2661) , utilizando los protocolos aplicados con éxito a la sandramicina (aislamiento: Matson, J. A. y colaboradores, J. Antibiot. 1989, 42, 1763; síntesis total: Boger, D. L. y colaboradores, J\ Am. Chem. Soc. 1993, 115, 11624; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1996, 118, 1629) y a la equinomicina, lo cual fracasó para revelar una selectividad distinguible para el 1 (Figuras 9 y 10) . Los estudios previos de la sandramicina, las luzopeptinas, y las quinoxapeptinas, que son decadepsipéptidos cíclicos simétricos más grandes, revelaron que exhiben una afinidad más alta para CT-ADN ( B = 1.0-3.4 x 107 M"1) . Debido a que la tiocoralina y el BE-22179 poseen el mismo cromóforo que la sandramicina (KB = 3.4 x 107 M"1) , esto indica que la diferente capacidad para enlazarse con el ADN dúplex se presenta por el depsipéptido cíclico, el tamaño de su anillo, y la diferente estructura base del péptido, y no por la estructura del cromóforo. De una manera similar, la equinomicina y la triostina A se enlazan con el ADN mediante bis-intercalación, y son los productos naturales más extensamente estudiados de esta serie. En contraste con la sandramicina y las luzopeptinas que se enlazan con los sitios 5'-PyPuPyPu, y exhiben la más alta afinidad para 5'-CATG que se extiende por un sitio 5 ' -AT de dos pares de bases (Boger, D. L. y colaboradores, Bioorg. Med. Chem. 1999, 7, 315; Boger, D. L. y colaboradores, Bioorg. Med. Chem. 1998, 6, 85; Isolation: onishi, M. y colaboradores, J. Antibiot. 1981, 34, 148; Structure and stereochemistry: Arnold, E. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1981, 103, 1243; síntesis total (luzopeptinas A-C) : Boger, D . L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 1098; Boger, D . L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 11375; luzopeptina E2 : Ciufolini, . A. y colaboradores, J". Heterocyclic Chem. 1999, 36, 1409; Ciufolini, M. A. y colaboradores, Angew. Chem., Int. Ed. 2000, 39, 2493), las quinoxalinas se bis-intercalan preferencialmente en los sitios 5 ' -CG, por ejemplo 51 -GCGT o 5'-PuPyPuPy, extendiéndose también por dos pares de bases, presentándose cada intercalación en un paso PuPy contra PyPu. Las distinciones estructurales entre 1 y 2 contra la triostina A (3) son sutiles. Más allá de los diferentes cromófo-ros, incluyen la cadena lateral conservadora de CH2SC¾ contra la alteración NMe-Val CH(Me)2, y la sustitución más significativa de Gly contra L-Ala (H contra Me) , y la alteración de la estructura base del tioéster contra éster (S contra 0) . No obstante, estos cambios abolieron la selectividad de enlace del ADN, y como se muestra más adelante, pueden reducir la estabilidad de los complejos de bis-intercalación. Intercalación Bifuncional La confirmación de que la tiocoralina y BE-22179 se enlazan con el ADN con la bis-intercalación, se derivó de su capacidad para inducir el desenrollamiento del ADN negativamente super-enrollado . Esto se estableció por su capacidad para reducir gradualmente la movilidad en electroforesis en gel de agarosa del ADN super-enrollado 0X174 (densenrollamiento) en concentraciones crecientes, seguida por un retorno a la movilidad normal (reenrollamiento) en concentraciones todavía más altas. Bajo las condiciones empleadas, la equinomicina desenrolló el ADN 0X174 en una proporción de agente/par de bases de 0.044 (Figura 11 y Figura 12) . La tiocoralina desenrolló completamente el ADN 0X174 en una proporción más alta de agente/par de bases de 0.11, mientras que el BE-22179 requirió de concentraciones todavía más altas para producir el desenrollamiento en una proporción de agente/par de bases de 1.1. El re-enrollamiento completo del ADN super-enrollado se presentó en una proporción de agente/par de bases de 0.44 para la tiocoralina contra 0.22 para la equinomicina, mientras que BE-22179 fracasó para producir el re-enrollamiento del ADN 0X174 en las concentraciones examinadas. Se encontró que el análogo de' tiocoralina 27, que lleva el cromóforo de quinoxalina de la equinomicina, se comporta de una manera indistinguible de la tiocoralina misma. Por consiguiente, las distinciones en 1 y 2 y equinomicina detectadas aquí parecen estar relacionadas con la naturaleza del depsipéptido cíclico, y no con la estructura del cromóforo. Bajo estas condiciones, el bromuro de etidio, un mono-intercalador, no desenrolla el ADN super-enrollado, aunque puede desenrollar el ADN super-enrollado bajo condiciones que impidan la disociación del agente enlazado durante la electroforesis . Por consiguiente, el desenrollamiento del ADN negativamente super-enrollado, y el super-enrollamiento positivo subsecuente del ADN mediante la tiocoralina y el 27 , que indica la bis-intercalación, fueron similares aunque ligeramente menos efectivos que con la equinomicina, mientras que aquél de BE-22179 fue sustancialmente menos efectivo. Esto sugiere que BE-22179 se enlaza con un ángulo de desenrollamiento más pequeño, con una estabilidad más ba a, o con velocidades más rápidas que la equinomicina y la tiocoralina. También se examinó la capacidad de 1 o 2 para disociar, alquilar, o reticular el ADN. En particular, se podría esperar que la insaturación electrofíl ca encontrada en BE-22179 sirva como un sitio de alquilación para la unión covalente al ADN, en especial en seguida del enlace de bis-intercalación. No se encontró evidencia alguna que sugiera que el 1 o el 2 disocien el ADN en ensayos simples que monitorearon la conversión del ADN 0X174 super-enrollado (Forma I) a un ADN relajado (Forma II) o lineal (Forma III) bajo un rango de condiciones. De una manera similar, los estudios de disociación de la secuenciación conducidos con el ADN w794 que enlistan la despurinación térmica y la detección de disociación de adenina N3 o N7, o los sitios de alquilación de guanina N3 o N7, no revelaron la alquilación por parte del 2. Sin embargo, estos estudios no excluyen la alquilación en sitios no térmicamente lábiles, incluyendo la guanina C2 amina. Los ensayos adicionales conducidos con el ADN w794 siguiendo los protocolos establecidos (Boger, D. L. y colaboradores, Tetrahedron 1991, 47, 2661) no proporcionaron evidencia alguna de reticulación inter- cadenas del ADN. Estos estudios detectarían tanto los sitios de alquilacion térmicamente lábiles como no térmicamente lábiles, pero solamente aquéllos implicados en la reticulación inter-cadenas . Dada la naturaleza simétrica C2 del 2, la bis-intercalación análoga a la equinomicina y la triostina A, pone los dos sitios electrofílicos en las posiciones para reaccionar solamente con las cadenas complementarias del ADN dúplex (reticulación de ADN inter-cadenas) , y precluiría la reticulación del ADN intra-cadenas . Por consiguiente, estos estudios excluyeron con seguridad la reticulación del ADN por parte del 2, inclusive con la reacción de los sitios no térmicamente lábiles (por ejemplo, G C2 amina) , pero no eliminan los eventos de mono-alquilación en los sitios no térmicamente lábiles . Selectividad de Enlace de ADN Los estudios precedentes sugirieron que la tiocoralina se enlaza al ADN con una alta afinidad, pero con poca o ninguna selectividad. En consecuencia, se examinó el enlace del 1 con un conjunto de cuatro desoxioligonucleótidos dúplex, 51 -GCXXGC-31 , donde XX = TA, AT, GC, CG, incorporando los sitios de intercalación de alta afinidad de los bis-intercaladores relacionados de equinomicina (5'-PuCGPy) (Corbaz, . y colaboradores, Helv. Chim. Acta 1957, 40, 199; Keller-Schierlein, W. y colaboradores, Helv. Chim. Acta 1957, 40, 205; Keller-Schierlein, . y colaboradores, Helv. Chim. Acta 1959, 42, 305; Martin, D. G. y colaboradores, J.

Antibiot. 1975, 28, 332; Dell, A. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1975, 97, 2497), sandramicina (5'-CATG), (Boger, D. L. y colaboradores, Bioorg. Med. Chem. 1999, 7, 315; Boger, D. L. y colaboradores, Bioorg. Med. Chem. 1998, 6, 85); y las luzopepti-nas (5'-CATG) (aislamiento: Konishi, M. y colaboradores, J". Antibiot. 1981, 34, 148; estructura y estéreo-química: Arnold, E. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1981, 103, 1243; síntesis total (luzopeptinas A-C) : Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 1098; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 11375; luzopeptina E2 : Ciufolini, M. A. y colaboradores, J. Heterocyclic Chem. 1999, 36, 1409; Ciufolini, . A. y colaboradores, Angew. Chem., Int. Ed. 2000, 39, 2493). Las constantes de enlace se establecieron mediante titulación utilizando el apagado fluorescente que se observa sobre el enlace del ADN. Los espectros de excitación y emisión para la tiocorali-na y BE-22179 se registraron en un regulador acuoso (Tris-HCl, pH de 7.4, NaCl 75 M) . Para minimizar la reducción de la fluorescencia debido a la disolución o al foto-blanqueado, las soluciones se agitaron en cubetas de 4 mi en la oscuridad, con una exposición mínima al haz de excitación, necesaria para obtener una lectura. Las titulaciones se llevaron a cabo con un tiempo de equilibrio de 15 minutos después de cada adición de desoxioligo-nucleótidos . Las gráficas Scatchard del enlace de la tiocoralina a los desoxioligonucleótidos exhibieron una curvatura convexa hacia abajo, la cual se interpreta en la presente para indicar una bis-intercalación de alta afinidad y un enlace de afinidad más baja que involucra potencialmente la mono-intercalación. Utilizando el modelo descrito por Feldman (Feldman, H. A. Anal. Biochem. 1972, 48, 317), que asume un ligando con dos sitios de enlace, las curvas se desconvolucionaron de acuerdo con la ecuación: donde ¾ y K2 representan las constantes de asociación para el enlace de alta y baja afinidad, y n y n2 representan el número de agentes enlazados por dúplex para los eventos de enlace separados. Las gráficas Scatc ard de los datos revelaron un enlace de 1:1 en cada caso. El del enlace de alta afinidad es consistente con el enlace de una sola molécula con bis-intercalación rodeando a un sitio central de dos pares de bases . Se observó una pequeña preferencia por el enlace rico en GC con 5 ' -GCGCGC y 5'-GCCGGC que exhibían el enlace más apretado, pero las diferencias son pequeñas, desde 3-7 x 106 M"1 para los cuatro desoxioligonucleótidos (Figura 12) . Por consiguiente, de una manera consistente con los resultados de la huella y otros estudios relacionados en la presente, el enlace del 1 con los desoxioligonucleótidos exhibió poca selectividad. Propiedades Biológicas La Figura 13 resume las propiedades biológicas de la equinomicina, la tiocoralina, y BE-22179, junto con aquéllas del precursor 23 y sus análogos. La tiocoralina y BE-22179 exhiben una actividad citotóxica excepcionalmente potente en los ensayos L1210 (ICS0 = 200 y 400 pM, respectivamente) , siendo ligeramente menos potentes que la equinomicina . Los compuestos 23 y 32, que carecen de ambos cromóforos, y que contienen los grupos protectores Cbz y FMOC, fueron inactivos y >105 veces menos potentes que la tiocoralina. El análogo 28, que lleva el mismo cromóforo que los luzopeptinas, también exhibió una potente actividad, mientras que el 26, que carece de la quinolina C3 fenol, y el 27, que lleva el cromóforo de quinoxalina de la equinomicina y la triostina A, exhibieron una actividad citotóxica menos potente. En adición, se descubrió que la tiocoralina, como la equinomicina, es solamente un inhibidor débil de la transcriptasa inversa del VIH-1. La más notoria de estas observaciones es que tanto la tiocoralina como BE-22179 son agentes citotóxicos excepcionalmente potentes, que unen al pequeño grupo de compuestos que exhiben IC50 en concentraciones sub-nanomolares o pico-molares bajas (200-400 pM) . Sección Experimental N-BOC-NMe-L-Cys (Acm) -OH (6) . Una solución de sal de clorhidrato de NMe-L-Cys-OH (5, 1.35 g, 10.0 moles) y acetamidometanol (13.4 g, 15 milimoles) en agua (5 mi) se trató con HC1 concentrado (0.64 mi), y la mezcla de reacción se agitó a 25°C durante 12 horas. La mezcla de reacción se concentró al vacío. El residuo se disolvió en 100 mililitros de THF-H20 (1:1), y la solución resultante se llevó hasta un pH de 8 mediante la adición de NaOH acuoso 1N. Se agrega dicarbonato de diterbutilo (2.62 g, 12.0 milimoles) , y la mezcla de reacción se agitó a 25 °C durante 12 horas, manteniendo un pH de 8. La mezcla de reacción se vertió en HCl acuoso 1N (150 mi), y se extrajo con CHC13 (100 mi, 3 veces) . Las fases orgánicas combinadas se secaron (Na2S04) , se filtraron, y se concentraron al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 15 cm, levigante al 4% de eOH-CHCl3) proporciono el 6 (1.89 g, 6.21 milimoles, 62%) como una espuma blanca. N-BOC-N e-L-Cys (Me) -OH (7) . Una solución de sal de clorhidrato de NMe-L-Cys-OH (5, 1.35 g, 10.0 milimoles) en 100 mi de THF-H20 (1:1) se trató en secuencia con NaHC03 (1.68 g, 20.0 milimoles) y Mel (0.65 mi, 10.5 milimoles), y la mezcla de reacción se agitó a 25°C durante 3 horas . La mezcla de reacción se llevó hasta un pH de 8 mediante la adición de NaOH acuoso 1N. Se agregó dicarbonato de diterbutilo (2.62 g, 12.0 milimoles), y la mezcla de reacción se agitó a 25 °C durante 12 horas, manteniendo un pH de 8. La mezcla de reacción se vertió sobre HCl acuoso 1N (150 mi) , y se extrajo con CHC13 (100 mi, 3 veces) . Las fases orgánicas combinadas se secaron (Na2S04) , se filtraron, y se concentraron al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 15 cm, levigante al 2% de MeOH-CHCl3) proporcionó el 7 (1.89 g, 7.63 milimoles, 76%) como un aceite incoloro. N-BOC-NMe-L-Cys (Me) -OMe (8) . Se agregó por goteo trimetilsilil-diazometano (solución de hexano 2.0 M, 3.70 mi, 0.74 milimoles) a una solución del 7 (1.86 g, 7.40 milimoles) en 100 mi de benceno-MeOH (5:1) a 0°C. Enseguida de la adición, la mezcla de reacción se concentró al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 15 cm, levigante al 20% de EtOAc-hexano) proporcionó el 8 (1.77 g, 6.73 milimoles, 91%) como un aceite incoloro. NMe-L-Cys (Me) -OMe (9). El compuesto 8 (1.32 g, 5.0 milimoles) se trató con 5 mi de HC1 3M-EtOAc, y la mezcla se agitó a 25 °C durante 30 minutos, antes de remover los volátiles al vacío. El HC1 residual se removió mediante la adición de Et20 (10 mi) a la sal de clorhidrato, seguida por su remoción al vacío. El residuo se disolvió en CHC13 (200 mi) , y la capa orgánica se lavó con NaHC03 acuoso saturado (100 mi) , y NaCl acuoso saturado (100 mi) . La fase orgánica se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío para dar el 9 (746 mg, 91%) , como un aceite incoloro, el cual se utilizó directamente en la siguiente reacción sin mayor purificación. (W-Cbz-D-Cys-OTce) 2 (10). Una solución de D-cistina (500 mg, 2.1 milimoles) y NaOH (352 mg, 8.4 milimoles) en 20 mi de THF-H20 (1:1) se trató con CbzCl (0.63 ml, 4.4 milimoles) , y la mezcla de reacción se agitó a 25 °C durante 1 hora. La mezcla de reacción se diluyó con agua (50 ml) , y se lavó con CHC13 (50 ml, 3 veces) . La fase acuosa se acidificó con HCl acuoso 6N (50 ml) , y se extrajo con CHC13 (50 ml, 3 veces) . Las fases orgánicas combinadas se secaron (Na2S04, se filtraron, y se concentraron al vacío. El residuo se disolvió en piridina (20 ml) , y se agregaron HOBt (840 mg, 6.3 milimoles) y tricloroetanol (0.69 ml, 5.3 milimoles). La mezcla se enfrió a -20°C, se trató con FCC (1.29 g, 6.3 milimoles), y la mezcla resultante se agitó a -20°C bajo r durante 24 horas. El precipitado blanco de DCU se removió mediante filtración, y el filtrado se concentró al vacío. El residuo se diluyó con EtOAc (100 ml) , y la fase orgánica se lavó con HCl acuoso 1N (100 ml) , NaHC03 acuoso saturado (100 ml) , y NaCl acuoso saturado (50 ml) . La fase orgánica se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 15 cm, levigante al 20% de EtOAc-hexano) proporcionó el 10 (1.23 g, 1.6 milimoles, 76%) como un aceite incoloro. iV-Cbz-D-Cys-OTce (11) . Una solución del 10 (771 mg, 1.0 milimoles) en 10 ml de THF, se trató con Ph3P (262 mg, 1.0 milimoles), 2-mercaptoetanol (70 microlitros, 1.0 milimoles), y agua (180 microlitros, 10 milimoles) , y la mezcla de reacción se agitó a 50°C durante 5 horas, antes de concentrarse al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 18 cm, levigante al 20% de EtOAc-hexano) proporcionó el 11 (764 mg, 1.98 milimoles , 99%) como un aceite incoloro . iV-BOC-NMe-L-Cys (Am) -NMe-L-Cys (Me) -OMe (12) . Una solución del 6 (1.75 g, 5.74 milimoles) en CH2C12 (57 mi) se trató en secuencia con HOAt (781 mg, 5.74 milimoles) y EDC1 (1.10 g, 5.74 milimoles), y la mezcla se agitó a 0°C durante 15 minutos. Se agregó una solución del 9 (935 mg, 5.74 milimoles) , y la mezcla de reacción se agitó durante 12 horas adicionales. La mezcla de reacción se vertió sobre HCl acuoso 1N (100 mi) , y se extrajo con EtOAc (100 mi, 2 veces) . Las fases orgánicas combinadas se lavaron con NaHC03 acuoso saturado (100 mi) , y NaCl acuoso saturado (50 mi) , se secaron (Na2S04) , se filtraron, y se concentraron al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 15 cm, levigante de EtOAc) proporcionó el 12 (2.01 g, 4.46 milimoles, 78%) como una espuma blanca. N-BOC-Gly-NMe-L-Cys (Acm) -NMe-L-Cys (Me) -OMe (14) . Una muestra del 12 (2.01 g, 4.46 milimoles) se trató con 4.5 mi de HCl 3M-EtOAc, y la mezcla se agitó a 25 °C durante 30 minutos antes de remover los volátiles al vacío. El HCl residual se removió mediante la adición de Et20 (10 mi) a la sal de clorhidrato 13, seguida por su remoción al vacío. Después de repetir este procedimiento 3 veces, se obtuvieron 1.96 g del 13 (100%) , y se utilizaron directamente en la siguiente reacción sin mayor purificación. Una solución de -BOC-Gly-OH (773 mg, 4.46 milimoles) y la sal de clorhidrato 13 (1.96 g, 4.46 milimoles) en CH2C12 (45 mi) se trató en secuencia con HOAt (909 mg, 6.69 milimoles) , EDC1 (1.26 g, 6.69 milimoles) , y NaHC03 (549 mg, 6.69 milimoles), y la mezcla de reacción se agitó a 0°C durante 12 horas. La mezcla de reacción se vertió sobre HC1 acuoso 1N (100 mi) , y se extrajo con EtOAc (100 mi, 2 veces) . La fase orgánica combinada se lavó con NaHC03 acuoso saturado (100 mi) y NaCl acuoso saturado (50 mi) , se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 5 x 14 cm, levigante al 20% de acetona-EtOAc) proporcionó el 14 (1.54 g, 3.03 milimoles, 68%) como una espuma blanca. N-BOC-Gly-NMe-L-Cys (Acm) -NMe-L-Cys (Me) -OH (15) . Se agregó monohidrato de hidróxido de litio (92 mg, 2.31 milimoles) a una solución del 14 (394 mg, 0.77 milimoles) en 10 mi de THF-MeOH-H20 (3:1:1) a 0°C, y la mezcla de reacción resultante se agitó a 25 °C durante 1.5 horas. La mezcla de reacción se vertió sobre HC1 acuoso 1N (100 mi) , y se extrajo con CHC13 (50 mi, 3 veces) . Las fases orgánicas combinadas se secaron (Na2S04) , se filtraron, y se concentraron al vacío para dar el 15 (393 mg, 100%) como una espuma blanca, la cual se utilizó sin mayor purificación. iV-Cbz-D-Cys [W-BOC-Gly-NMe-L-Cys (Acm) -NMe-L-Cys (Me) ] -OTce (16) . Una solución del 15 (393 mg, 0.77 milimoles) en DMF (8 mi) se trató en secuencia con HOAt (150 mg, 0.92 milimoles) y EDC1 (183 mg, 0.92 milimoles), y la mezcla se agitó a -20°C durante 15 minutos. Se agregó una solución del 11 (300 mg, 0.77 milimoles) , y la mezcla de reacción se agitó durante 4 horas adicionales. La mezcla de reacción se vertió sobre HCl acuoso 1N (100 mi) , y se extrajo con EtOAc (100 mi) . La fase orgánica combinada se lavó con NaHC03 acuoso saturado (100 mi) y NaCl acuoso saturado (50 mi) , se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 15 cm, levigante al 33% de EtOAc-hexano) proporcionó el 16 (551 mg, 0.64 milimoles, 83%) como una espuma blanca, y el epi-16 (28 mg, 0.032 milimoles, 4%) como una espuma blanca. iV-Cbz-D-Cys [W-Cbz-D-Cys (W-BOC-Gly-NMe-L-Cys (Acm) -NMe-L-Cys (Me) ) -Gly- Me-L-Cys (Acm) -NMe-L-Cys (Me) ] -OTce (19) . El compuesto 16 (432 mg, 0.5 milimoles) se trató con 5.0 mi de HCl 3 -EtOAc, y la mezcla se agitó a 25°C durante 30 minutos antes de remover los volátiles al vacío. El HCl residual se removió mediante la adición de Et20 (10 mi) a la sal de clorhidrato 17, seguida por su remoción al vacío. Después de repetir este procedimiento tres veces, se obtuvieron 429 mg del 17 (100%) , y se utilizaron directamente en la siguiente reacción sin mayor purificación. Una solución del 16 (432 mg, 0.5 milimoles) en AcOH acuoso al 90% (15 mi) se trató con Zn (1.62 g, 25 milimoles), y la suspensión resultante se agitó a 0°C durante 2 horas. El cinc se removió mediante filtración, y el filtrado se concentró al vacío. El residuo se vertió sobre HCl acuoso 1N (50 mi), y se extrajo con CHC13 (50 mi, 3 veces) . La fase orgánica combinada se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío para dar el 18 (430 mg, 100%) como una espuma blanca, la cual se empleó directamente en la siguiente reacción sin mayor purificación. Una solución del 17 (429 mg, 0.5 milimoles) y el 18 (430 mg, 0.5 milimoles) en CH2C12 (5.0 mi) se trató en secuencia con HOAt (98 mg, 0.6 milimoles) y EDC1 (119 mg, 0.6 milimoles), y la mezcla de reacción se agitó a 0°C durante 6 horas. La mezcla de reacción se vertió sobre HC1 acuoso 1N (50 mi) , y se extrajo con EtOAc (50 mi, 2 veces) . Las fases orgánicas combinadas se lavaron con NaHC03 acuoso saturado (50 mi) y NaCl acuoso saturado (30 mi) , se secaron (Na2S04) , se filtraron, y se concentraron al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 4 x 15 cm, levigante al 20% de acetona-EtOAc) proporcionó el 19 (613 mg, 0.42 milimoles, 83%) como una espuma blanca. N-Cbz-D-Cys [W-Cbz-D-Cys (N-BOC-Gly-NMe-L-Cys-NMe-L-Cys (Me) ] -Gly-NMe-L-Cys-NMe-L-Cys (Me) ] -OH (21). Una solución del 19 (500 mg, 0.34 milimoles) en AcOH acuoso al 90% (15 mi) se trató con Zn (1.08 g, 17.0 milimoles), y la suspensión resultante se agitó a 0°C durante 2 horas. El zinc se removió mediante filtración, y el filtrado se concentró al vacío. El residuo se vertió sobre HC1 acuoso 1N (100 mi), y se extrajo con CHC13 (50 mi, 3 veces) . La fase orgánica combinada se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío. El residuo en CH2C12 (100 mi) se agregó por goteo a una solución de yodo (868 mg, 3.4 milimoles) en 340 mi de CH2Cl2-MeOH (10:1), y la mezcla de reacción se agitó a 25°C durante 2 horas. La mezcla de reacción se enfrió en un baño de hielo, y se agregó Na2S203 acuoso al 5%, hasta que desapareció el color del yodo. La mezcla se lavó con HCl acuoso 1N (50 mi) y NaCl acuoso saturado (30 mi) , se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 3 x 16 cm, levigante al 10% de MeOH-CHCl3) proporcionó el 21 (201 mg, 0.17 milimoles, 49%, típicamente del 49%) como una espuma amarilla pálida. [W-C¾z-D-Cys-Gly-NMe-L-Cys-NMe-L-Cys (Me) ] 2 (cisteína-tiol) dilac-tona (23) . Una muestra del 21 (180 mg, 0.15 milimoles) se trató con 1.5 mi de HCl 3M-dioxano, y la mezcla se agitó a 25 °C durante 30 minutos antes de remover los volátiles al vacío. El HCl residual se removió mediante la adición de Et20 (5 mi) a la sal de clorhidrato, seguida por su remoción al vacío. El residuo en CH2C12 (150 mi) se trató en secuencia con HOAt (122 mg, 0.75 milimoles) y EDC1 (149 mg, 0.75 milimoles), y la mezcla de reacción se agitó a 0°C durante 6 horas. La mezcla de reacción se vertió sobre HCl acuoso 1N (50 mi), y se extrajo con EtOAc (50 mi, 2 veces) . La fase orgánica combinada se lavó con NaHC03 acuoso saturado (50 mi) y NaCl acuoso saturado (30 mi) , se secó (Na2S04) , se filtró, y se concentró al vacío. La cromatografía por evaporación (Si02, 4 x 15 cm, levigante al 25% de EtOAc-hexano) proporcionó el 23 (84 mg, 77 micromoles, 52%, típicamente del 52 al 61%) como un sólido blanco. Tiocoralina (1) . Una muestra del 23 (14.0 mg, 12.9 micromoles) se trató con 2 mi de TFA-tioanisol (10:1), y la mezcla de reacción se agitó a 25°C durante 6 horas antes de concentrarse al vacío. El residuo se trató con HCl 3M-EtOAc, y los volátiles se removieron al vacío para dar la sal de clorhidrato. Una solución del 25 (11.9 mg, 64.5 micromoles) y D AP (7.7 mg, 64.5 micromoles) en CH2C12 (1 mi) se trató con EDC1 (12.6 mg, 64.5 micromoles), y la mezcla de reacción se agitó a 25°C durante 30 minutos. Se agregó la sal de clorhidrato 24, y la mezcla de reacción se agitó a 25°C durante 3 días. La mezcla de reacción se vertió sobre HCl acuoso 1N (5 mi) , y se extrajo con EtOAc (5 mi, 2 veces) . Las fases orgánicas combinadas se lavaron con NaCl acuoso saturado (3 mi) , se secaron (Na2S04) , se filtraron, y se concentraron al vacío. La PTLC (Si02, CHCl3:Et0Ac:H0Ac = 10:20:0.3, levigante) proporcionó el 1 (6.5 mg, 5.5 micromoles, 43%) como un sólido blanco, el cual exhibió un espectro de XH RMN idéntico al del diagrama publicado para el 1 auténtico (Romeo, F. y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 734; Pérez Baz, J. y colaboradores, J. Antibiot. 1997, 50, 738; Pérez Baz, J. y colaboradores, WO 95/2773, 1995; Chem. Abst. 1995, 124, 115561). BE-22179 (2) . Una muestra del 1 (1.0 mg, 0.85 micromoles) en acetona acuosa al 30% (400 microlitros) se trató con NaI04 (0.4 mg, 8.5 micromóles) , y la mezcla de reacción se agitó a 25 °C durante 12 horas antes de apagarse mediante la adición de Na2S203 acuoso. La mezcla se concentró al vacío, y el residuo se extrajo con EtOAc (2 mi, 2 veces) . Las fases orgánicas combinadas se lavaron con NaCl acuoso saturado (3 mi) , se secaron (Na2S04) , se filtraron, y se concentraron al vacío para dar los sulfóxidos crudos . Una solución de los sulfóxidos crudos en CH2C12 (400 microlitros) se calentó a reflujo durante 6 horas, y los volátiles se removieron al vacío. La PTLC (Si02, CHC13 : EtOAc :HOAc = 10:20:0.3, levigante) proporcionó el 2 (0.6 mg, 0.56 micromoles, 66%) como un sólido amarillo pálido, el cual exhibió un espectro de ¾ R N idéntico al del diagrama publicado para el 2 auténtico (Okada, H. y colaboradores, J. Antibiot. 1994, 47, 129) . [iV-(2-quinolina-carboxilo) -D-Cys-Gly-NMe-L-Cys-NMe-L-Cys (Me) ]2 (cisteína-tiol) dilactona (26). De la manera descrita para el 1, la reacción del 23 (5.0 mg, 4.6 micromoles) con ácido quinolin-2-carboxxlico (4.0 mg, 23.0 micromoles), EDC1 (4.5 mg, 23.0 micromoles), y DMAP (2.8 mg, 23.0 micromoles) en CH2C12 (300 microlitros), y la purificación mediante PTLC (Si02, CHC13 :EtOAc :HOAc = 10:20:0.3, levigante), proporcionaron el 26 (2.8 mg, 2.4 micromoles, 52%) como una espuma blanca. [iV-(2-quinoxalina-carboxilo) -D-Cys-Gly-NMe-L-Cys-NMe-L-Cys (Me) ]2 (cisteína-tiol) dilactona (27). De la manera descrita para el 1, la reacción del 23 (5.0 mg, 4.6 micromoles) con ácido quinoxalin-2-carboxilico (4.0 mg, 23.0 micromoles) , EDC1 (4.5 mg, 23.0 micromoles) , y DMAP (2.8 mg, 23.0 micromoles) en CH2C12 (300 mi), y la purificación mediante PTLC (Si02, CHC13 :EtOAc :H0Ac = 10:20:0.3, levigante) , proporcionaron el 27 (2.0 mg, 2.2 micromoles, 47%) como una espuma blanca. [N- (3 -hidroxi-6-metoxi-2-quinolina-carboxilo) -D-Cys -Gly-NMe-L-Cys-NMe-L-Cys (Me) ] 2 (cisteína-tiol) dilactona (28). De una manera similar a la descrita para el 1, la reacción del 23 (5.0 mg, 4.6 micromoles) con ácido 3-hidroxi-6-metoxi-quinolin-2-carboxílico (aislamiento: Konishi, M. y colaboradores, J. Antibiot. 1981, 34, 148; estructura y estereoquímica: Arnold, E. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1981, 103, 1243; síntesis total (luzopeptinas A-C) : Boger, D. L. y colaboradores, J". Am. Chem. Soc. 1999, 121, 1098; Boger, D. L. y colaboradores, J. Am. Chem. Soc. 1999, 121, 11375; luzopeptina E2: Ciufolini, . A. y colaboradores, J. Heterocyclic Chem. 1999, 36, 1409; Ciufolini, M. A. y colaboradores, Angew. Chem., Int. Ed. 2000, 39, 2493; Boger, D . L. y colaboradores, J. Org. Chem. 1995, 60, 7369) (4.0 mg, 23.0 micromoles), EDC1 (4.5 mg, 23.0 micromoles), y DMAP (2.8 mg, 23.0 milimoles) en CH2C12 (300 microlitros) y la purificación mediante PTLC (Si02, CHC13 :EtOAc : -HOAc = 10:20:0.3, levigante), proporcionaron el 28 (2.5 mg, 2.4 micromoles, 51%) como una espuma blanca. Descripción Detallada de las Figuras La Figura 1 muestra las estructuras de la tiocoralina (1) , del BE-22179 (2) , la triostina A- (3) , y la equinomicina (4) . La tiocoralina es un potente antibiótico anti-tumoral aislado a partir de Micromonospora sp. L-13-ACM2-092. Constituye el miembro más nuevo de los octadepsipéptidos bicíclicos simétricos dobles, los cuales incluyen los antibióticos anti-tumorales BE-22179 (2) , triostina A (3) , y equinomicina (4) , que se enlazan al ADN con bis-intercalación. La Figura 2 muestra las estructuras de los miembros de los decadepsipéptidos cíclicos más grandes, incluyendo sandrami-cina, las luzopeptinas, y las quinoxapeptinas . La triostina A y la equinomicina poseen una D-estéreo-química en la posición a del enlace de amida con el cromóforo de quinoxalina (D-Ser) , y una L-estéreo-química en los centros estéreo-génicos restantes. Los centros análogos de la sandramicina y de las quinoxapeptinas, como las luzopeptinas, también incorporan D-Ser. La Figura 3 es un esquema que muestra un ensamblaje convergente del tetradepsipéptido clave 16 a partir del tripépti-do 15 y JV-Cbz-D-Cys-OTce (11) , junto con la preparación de los tres residuos Cys adecuadamente funcionalizados encontrados en el 1. La protección en secuencia con S y N de JT- e-Cys-OH (5) con un grupo acetamidometilo (Acm) (1.5 equivalentes de N-hidroximetila-cetamida, H2S04) y un grupo BOC (BOC20, 62%), dio el 6, el precursor para el residuo Cys del disulfuro de puente. La S-metilación selectiva de N-Me-Cys-OH (5) , Mel, NaHC03, seguida por protección con BOC (BOC20, NaOH, 73%), proporcionó el 7. La esterificación del 7 (TMSCHN2, 89%) seguida por desprotección de BOC del 8 (HC1 3 -EtOAc, 91%), proporcionó el 9, el precursor para el segundo residuo L-Cys funcionalizado . El compuesto 11, que constituye el cromóforo que lleva el residuo D-Cys, se preparó mediante la reducción de su precursor de disulfuro 10 (Ph3P, 2-mercaptoetanol, 99%), el cual a su vez se obtuvo mediante la protección por pasos de la D-cistina con Cbz (Cbz-Cl, NaHC03) y Tce (tricloroetanol, DCC, (DCC = diciclohexilcarbodi-imida; EDCl = clorhidrato de 1- (3-dimetilaminopropil) -3-etilcarbodi-imida; HOBt = 1-hidroxi-benzotriazol; HOAt = 1-hidroxi-7-azabenzotriazol) HOBt, 76%) . La reacción de esterifica-ción con tricloroetanol fue sensible a la racemización, y cuando se condujo en ausencia de HOBt (33% de contra 100% de) o en la presencia de DMAP (33% de) condujo a una extensa racemización. El acoplamiento del 6 con el 9 (EDCl, HOAt, 78%) proporcionó el 12, y se obtuvieron conversiones ligeramente más bajas con HOBt contra HOAt. La desprotección de BOC del 12 (HC1 3M-EtOAc, 100%) , el acoplamiento con iV-BOC-Gly-OH (EDCl, HOAt, 68%), y la hidrólisis del metiléster del 14 (LiOH, 100%) , proporcionaron el 15. La reacción de tiolesterificación clave, que enlaza el derivado de D-ciste£na 11 y el tripéptido 15, se realizó bajo condiciones casi exentas de racemización con el uso de EDCl-HOAt (83%) en ausencia de base agregada, para proporcionar el depsipéptido 16 (de 95:5).

La Figura 4 es un esquema para la síntesis de los 2, 26, 27 y 28. La amina de partida 17 y el ácido libre 18 se mezclaron en ausencia de base agregada (EDC1, HOAt, CH2C12, 83%) para obtener el 19 (Figura 4) . La ciclación del 19 para proporcionar el octadepsipéptido cíclico de 26 miembros 23 con cierre de anillo conducida en' el único sitio de amida secundaria, se llevó a cabo mediante la desprotección en secuencia del éster Tce (Zn, 90%, AcOH acuoso) , la formación del enlace de disulfuro (I2, CH2Cl2-MeOH, 25°C, 0.001 M, 53% para dos pasos), y la desprotección de BOC (HC1 3M-dioxano) , seguida por el tratamiento con EDCl-HOAt (CH2C12 0.001M, -20°C, 6 horas, 61% para dos pasos). La inversión de los pasos de desprotección de JV-BOC y de formación del enlace de disulfuro en esta secuencia de cuatro pasos dio como resultado conversiones más bajas (13% globalmente para los cuatro pasos) . Hasta la fecha, no han tenido éxito los intentos por efectuar el cierre de anillo seguido por la formación del enlace de disulfuro. Aún cuando la reacción de macro-ciclación del anillo de 26 miembros no limitada por el enlace de disulfuro procede excepcionalmente bien (>50%) , la subsecuente formación del enlace de disulfuro (I2, CH2Cl2-MeOH, 25 °C) dentro de los confines del anillo de 26 miembros fracasó. Por consiguiente, el orden de los pasos enlistados para la formación del 23 no fue para mejorar la macrociclación por medio del disulfuro limitado, sino más bien para permitir la formación del enlace de disulfuro. Aunque posiblemente esto se deba a las limitaciones dentro del macrociclo que desestabiliza el disulfuro, la falta de observaciones similares con el 3 y el 4 sugieren que el origen de las dificultades puede estar con la disociación intramolecular competitiva del tioléster adyacente por el tiol de puente liberado dentro del macro-ciclo de 26 miembros. La Figura 5 es un esquema que muestra la síntesis exitosa del 32. El tetradepsipéptido 30 y el octadepsipéptido 31 se prepararon mediante los procedimientos descritos para la síntesis del 16 y del 19. La ciclación del 31 para proporcionar el octadepsipéptido cíclico de 26 miembros puenteado 32 se realizó mediante desprotección de éster Tce en secuencia (Zn, 90%, AcOH acuoso), desprotección de BOC (HC1 3M-dioxano) , y formación del enlace de disulfuro (I2( CH2Cl2- eOH, 25 °C, 0.001M) seguidas por el tratamiento con EDCl-HOAt (0.001 CH2C12, -20°C, 6 horas, 16% para cuatro pasos) . Sin embargo, la exposición del 32 a Et2NH o a piperidina, condujo a la descomposición del macrociclo, en lugar de una desprotección de FMOC limpia. El tratamiento alternativo del 32 con otras aminas, incluyendo diciclohexilamina, Et3N, o DMAP, también fracasó para proporcionar la amina cíclica 24, lo cual se atribuye en la presente a la sensibilidad del tioléster a los nucleófilos, a la eliminación-ß competitiva inducida por la desprotonación de la posición a de los residuos Cys, y a una transferencia intramolecular potencial de S-N acilo hacia la amina liberada con disociación del tioléster. Sin embargo, tampoco tuvieron éxito los esfuerzos por atrapar la amina liberada in si tu para obtener el 1 directamente (25, EDC1, DMAP) o un derivado protegido del 24 (B0C20 o CbzCl, Et3N) . La Figura 6 muestra un planteamiento donde se introdujo el cromóforo colgante en las etapas iniciales de la síntesis. Por consiguiente, la reacción de acoplamiento del 15 y del 34 (EDC1, HOAt, 86%) dio el tetradepsipéptido 35, que posee al cromóforo de quinolina sustituida. La Figura 7 muestra dos gráficas de la fluorescencia contra la proporción del ADN al fármaco, y la gráfica Scatchard resultante para cada una. El análisis Scatchard (Scatchard, G. Ann. N.Y. Acad. Sci . 1949, 51, 660) de los resultados de la titulación se condujo utilizando la ecuación rb/c = Kn - Krb, donde rb es el número de moléculas enlazadas por fosfato de nucleótido de ADN, c es la concentración del fármaco libre, K es la constante de enlace aparente, y n es el número de sitios de enlace del agente por fosfato de nucleótido. Una gráfica de rb/c contra rb da la constante de asociación (inclinación) y el tamaño del sitio de enlace aparente (intercepción-x) para los agentes, (a) Apagado de fluorescencia de la tiocoralina (excitación a 380 nanómetros, y emisión a 510 nanómetros en solución reguladora de Tris-HCl (pH de 7.4) y NaCl 75 mM) con una concentración creciente de CT-ADN. (b) Gráfica Scatchard del apagado de fluorescencia de la parte a. (c) Apagado de fluorescencia de BE-22179 (excitación a 380 nanómetros, y emisión a 510 nanómetros en solución reguladora de Tris-HCl (pH de 7.4) y NaCl 75 mM) con una concentración creciente de CT-ADN. (d) Gráfica Scatchard del apagado de fluorescencia de la parte c. La Figura 8 es una tabla de las propiedades de enlace de ADN comparativas. aADN de timo de becerro, KB = constante de enlace aparente determinada mediante apagado de luorescencia. El valor entre paréntesis es la proporción del agente/par de bases en el enlace de alta afinidad saturado, y se puede considerar como una medida de la selectividad de enlace. bProporción de agente/par de bases requerida para desenrollar el ADN FX174 negativamente super-enrollado (movilidad en gel de la forma I a la forma II, gel de agarosa al 0.9%). cProporción de agente/par de bases requerida para inducir un re-enrollado completo o un super-enrollado positivo del ADN FX174 (movilidad en gel de la forma II a la forma I, gel de agarosa al 0.9%). dConstante de enlace establecida por la huella en un sitio 5'-CCGC (Figura 9) . La Figura 9 es un gel de electroforesis de la huella de ADNsa de la equinomicina enlazada con ADN w794. Pista 13, reacciones de secuenciación Sanger de G, C, y A; pista 4, ADN nativo; pista 5, ADN de control sin tratamiento de ADNsa I; pistas 6-14: equinomicina 0, 10, 20, 40, 60, 80, 100, 120, y 140 mM con tratamiento con ADNsa I (1 minuto) . La Figura 10 es un gel de electroforesis de la huella de ADNsa de la tiocoralina enlazada al ADN 794. Pista 1, ADN nativo; pista 2, ADN de control sin tratamiento de ADNsa I; pistas 3-6, reacciones de secuenciación Sanger de G, C, A, y Topistas 7-26: tiocoralina 0, 10, 25, 50, 75, 100, 150, 200, 250, 300, 350, 400, 450, 500, 600, 700, 800, 900, 1000, y 0 mM con tratamiento con ADNsa I (1 minuto) . La Figura 11 muestra una serie de tres geles de agarosa de electroforesis, donde se prueban la tiocoralina, equinomicina, el BE-22179, y el 27, para determinar su capacidad para desenrollar el ADN. (A) Pista 1, ADN FX174 super-enrollado no tratado, 95% de la forma I, y 5% de la forma II; pistas 2-8, ADN FX174 tratado con tiocoralina; pistas 9-14, ADN FX174 tratado con equinomicina. Las proporciones del [agente] al [par de bases] fueron de 0.022 (pistas 2 y 9) , 0.033 (pistas 3 y 10), 0.044 (pistas 4 y 11), 0.066 (pistas 5 y 12) , 0.11 (pistas 6 y 13), 0.22 (pistas 7 y 14) , y 0.44 (pista 8). (B) Pista 1, ADN FX174 super-enrollado no tratado; pistas 2-12, ADN FX174 tratado con BE-22179. Las proporciones del [agente] al [par de bases] fueron de 0.022 (pista 2), 0.033 (pista 3), 0.044 (pista 4), 0.066 (pista 5), 0.11 (pista 6), 0.22 (pista 7), y 0.33 (pista 8), 0.44 (pista 9) , 0.66 (pista 10) , 1.1 (pista 11) , y 2.2 (pista 12) . (C) Pista 1, ADN FX174 super-enrollado no tratado, 95% de la forma I, y 5% de la forma II; pistas 2-8, ADN FX174 tratado con el análogo de tiocoralina (27) . Las proporciones del [agente] al [par de bases] fueron de 0.022 (pista 2), 0.033 (pista 3), 0.044 (pista 4), 0.066 (pista 5), 0.11 (pista 6), 0.22 (pista 7), y 0.44 (pista 8) .

La Figura 12 es una tabla que muestra que la tiocorali-na se enlaza al ADN con una alta afinidad, pero con poca o ninguna selectividad. El enlace del 1 se examinó con un conjunto de 4-desoxioligonucleótidos dúplex, 5 ' -GCXXGC-3 ' , en donde XX = TA, AT, GC, CG, que incorporan los sitios de intercalación de alta afinidad de los bis-intercaladores relacionados de equinomi-cina (5'-PuCGPy), sandramicina (5'-CATG), y las luzopeptinas (5 ' -CATG) . Se observó una pequeña preferencia por el enlace rico en GC con 5'-GCGCGC y 5 ' -GCCGGC que exhibían el enlace más apretado, pero las diferencias son pequeñas, desde 3-7 x 10s M"1 para los cuatro desoxioligonucleótidos . Por consiguiente, de una manera consistente con los resultados de la huella y otros estudios relacionados en la presente, el enlace del 1 con los desoxioligonucleótidos exhibió poca selectividad. La Figura 13 resume las propiedades biológicas de la equinomicina, la tiocoralina, y el BE-22179, junto con aquéllas del precursor 23 y sus análogos. La tiocoralina y el BE-22179 exhiben una actividad citotóxica excepcionalmente potente en los ensayos L1210 (IC50 = 200 y 400 pM, respectivamente), siendo ligeramente menos potentes que la equinomicina. Los compuestos 23 y 32, que carecen de ambos cromóforos, y que contienen los grupos protectores Cbz y F OC, fueron inactivos y >105 veces menos potentes que la tiocoralina. El análogo 28, que lleva el mismo cromóforo que los luzopeptinas, también exhibió una potente actividad, mientras que el 26, que carece de la quinolina C3 fenol, y el 27, que lleva el cromóforo de quinoxalina de la equinomicina y la triostina A, exhibieron una actividad citotóxi-ca menos potente. En adición, se descubrió que la tiocoralina, como la equinomicina, es solamente un inhibidor débil de la transcriptasa inversa del VIH-1.

Claims (21)

1. REIVI DICACIONES 1. compuesto representado por la siguient estructura : donde : X1 y X2 son seleccionados del grupo que consiste en =CH2 y -CH2SMe; y Ri Y ¾ son seleccionados del grupo que consiste en hidrógeno, Cbz, FMOC, y radicales representados por la siguiente estructura : donde : Y es seleccionado del grupo que consiste en C y N; R3 está ausente o bien es -O (alquilo C -C6) ; y R4 es seleccionado del grupo que consiste en hidrógeno e hidroxilo, con las siguientes condiciones: si ?a es =CH2, entonces "a" representa un enlace doble y ni R-L ni R2 es hidrógeno; si i es -CH2SMe, entonces "a" representa un enlace sencillo; si X2 es =CH2, entonces ub" representa un enlace doble y ni RX ni R2 es hidrógeno; si X2 es -CH2S e, entonces "b" representa un enlace sencillo; y si R3 está ausente, entonces Y es N o R4 es hidrógeno.
2. 2. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 1, representado por la siguiente estructura diastereomérica :
3. 3. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 2 , representado por la siguiente estructura diastereomérica:
4. 4. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 3, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
5. 5. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 3 , representado por la siguiente estructura diastereomérica:
6. 6. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 2, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
7. 7. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 6, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
8. 8. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 6, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
9. 9. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 2, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
10. 10. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 9, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
11. 11. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 9, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
12. 12. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 2, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
13. 13. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 12, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
14. 14. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 12, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
15. 15. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 2, representado por la siguiente estrüctura diastereomérica:
16. 16. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 15, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
17. 17. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 15, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
18. 18. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 2, representado por la siguiente estructura diastereomérica:
19. 19. Un proceso para matar una célula cancerosa, que comprende el paso de poner en contacto dicha célula cancerosa con una composición que contiene una concentración de tiocoralina, BE-22179, o un compuesto descrito en cualquiera de las reivindicaciones 1-18, dicha concentración siendo suficiente para ser citotóxica con respecto de dicha célula cancerosa.
20. 20. Un proceso para ligar tiocoralina, BE-22179, o un compuesto descrito en cualquiera de las reivindicaciones 1-18 a un desoxioligonucleótido o un desoxipolinucleótido, dicho proceso comprendiendo el paso de ligar dichos tiocoralina, BE-22179, o compuesto descrito en cualquiera de las reivindicaciones 1-18 a dicho desoxioligonucleótido o dicho desoxipolinucleótido por bis-intercalación.
21. 21. proceso para sintetizar un intermediario avanzado, que comprende el paso siguiente: ciclar un primer intermediario representado por la siguiente estructura: para producir el intermediario avanzado representado por la siguiente estructura: VmVóV k.4*