JPS63291571A - 培養容器及び培養方法 - Google Patents

Abstract

(57)【要約】本公報は電子出願前の出願データであるた
め要約のデータは記録されません。

Description

【発明の詳細な説明】 （産業上の利用分野） この発明はミクロ繁殖（ｍｉｃｒｏｐｒｏｐａｇａｔｉ
ｏｎ）、組織培養、及び他の有機体（ｏｒｇａｎｉｃ　
ｍａｔｅｒｉａｌ　）の培養を行なうための新しい培養
容器及び培養方法に関する。さらに詳しくは、この発明
は植物や動物の１胞及び組織バクテリア等の微生物の育
成及び再生を向上させ、培養中に生じる汚染を防止する
ための新しい培養容器及び培養方法に関する。

（発明の背景） ミクロ繁殖は、注意深く選扱された親植物あるいは栽培
変種植物（ｃｕ１℃１ｖａｒ）から切取られた単一の組
織標本から新しい世代の植物を成育するプロセスのこと
である。このプロセスにおいては、育成された新しい世
代の植物のほぼ全部が親と同じものであり、親のもつ望
ましい特徴をすべて有していることから、ある種の望ま
しい特徴を有する植物を大量に生産することができる。

！ｌ織培養はインビトロ（ｉｎｖｉｔｒｏ　）すなわち
試験管内で細胞を成長させるプロセスであり、植物と動
物の細胞の両方を成長させるために使用される。組織培
養法は植物細胞を急速に成長させることが望まれる植物
のミクロ繁殖の早い段階にａ３いて一般的に用いられて
いる。組織培養法における改良は、植物のミクロ繁殖以
外にも応用できる。

動物や人間の組織を培養するにも本質的には同じ培養プ
ロセスが使用され、こうした組織は畜産や人間及び獣医
学の分野で使用される。植物や動物の細胞及び組織以外
のバクテリアやウィルスそして藻類のような有機体の培
養も、研究や商業的な目的のためにインビトロで行なわ
れている。これらの有機体を再生、維持するために用い
られる方法及び装置を改良することは、例えばこうした
有機体を大儀かつ安定して供給したという要求を持つ研
究者や産業界にとって利益になると考えられる。

従来の培養装置及びプロセスには幾つかの問題がある。

主要な問題の１つは、汚染である。ウィルス、バクテリ
ア、菌類、かび、酵母、及び単細胞藻類等の広汎な範囲
に及ぶ微生物は、培養を行なう幾つかの段階のどの部分
においても培養を破壊しかねない。こうした生物的汚染
物のうち最も小さいものはウィルスであり、最も大きな
ものは単細胞藻類である。ウィルスは一般に０．１μｍ
〜０．４５μｍの範囲の大きさを有するが、このウィル
スから００１μｍ程度の大きさを有するウィルスの一部
が分離し、それだけで汚染を引き起こす恐れがある。バ
クテリアは一般に５〜１００μｍの範囲の大きさを有し
、菌類やかびは通常１００μｍ以上の大きさを有する。

酵母はバクテリアより大きく、単細胞藻類は酵母よりも
大きくてこうした生物的汚染物の中では最も大きなもの
である。

従来から培養に用いられてきた試験管やフラスコあるい
はボトルのような無菌ガラスあるいはプラスチック製培
養容器は、子犬な欠点を有する。

例えば、植物が生息して成長するためには二酸化炭素と
酸素の両方を必要とするため、前述した培養容器はガラ
ス交換を行なうための装置を備えていなければならない
。しかし、こうした従来型のガラスあるいはプラスチッ
ク製の容器の壁は、必要なガスのやりとりができない。

このため、綿のバッキングあるいはそれに類似したフィ
ルタ材料を有するゴム製ストッパや、緩くフィツトする
キＡ１ツブあるいはバッフル付プラスチックキャップ（
ｂａｆｆｌｅｄ　ｐｌａｓｔｉｃ　ｃａｐ　）等を用い
て、組織あるいは植物と周囲雰囲気及び環境との間で正
１なガス交換を行なえるようにしてきた。しかし、こう
した装置では交換できるガスの■及び速度に限界がある
。また、上述したようｔ′にキ１７ツプやス１ヘツバは
ウィルスやバクテリア、あるいは藻類のような微生物に
よる汚染から完全に植物を守ることができない。従って
、組織培養室及び研究室の”清浄度を極度に高く保ち、
囲りの大気を濾過することが極めて重要になってくる。

さらに、培養室においては、温度、湿度及び明るさを正
確に維持する必要がある。また、動物細胞の培養や他の
微生物に対してもガス交換は必要とされる。これに対し
、従来から用いられているフラスコやペトリ皿等はある
程度のガス交換を可能にするが、汚染もまた起り得る。

従来型のガラスあるいはプラスナック製培養容器の原価
、容器の無菌性を維持するために必要な労力及び装置コ
スト、そして無菌成長環境を維持するために必要とされ
る設備、装置及びそれに関連する条件による付加的コス
ト、これらすべてが従来型の培養プロセスにおいて前述
の容器を使用することに絡むコスｈ要囚の主なものであ
る。

（発明の目的） この発明の目的は、こうした従来型の培養法が有する多
くの欠点を克服することであり、この発明は次のような
利点を有する。すなわち、（１）汚染に対する保護が高
められている。

（２）成長速度が速い。

（３）無菌培養室を必要としない。

（４）高価なガラス容器が不要であり、破損して取替え
ることによる出費も少ない。

（５）再使用する時に容器を洗浄したり、殺菌すること
に関連する労力が不要である。

（６）培養にＪ：って得られる苗の数が増える。

（７）各植物培養に必要とされる培地の口が約半分で流
む。

（８）培養室における湿度を厳密に制御する必要がない
。

（９）同じ大ぎさの培養室において実施される培養の数
を増やすことができる。

（１０）培地を準備する領域の大きさ、及びオー１へク
レープの大きさを小さくできる。

（１１）研究室の技術省によって実施される新しい培養
の数を増やすことができる。

この発明の他の目的及び利点は以下の説明から明らかと
なろう。

（発明の概要） この発明は、ミクロ繁殖、組織培養、及び他の有機体を
培養するための新しい培養容器及び培養方法に関する。

培養容器は半浸透性かつ透明な膜から形成されており、
光を透過しガスの交換が行なえるようになっているが、
周囲雰囲気から生物的汚染物が入り込まないようにシー
ルを行なっている。膜は中に有機体標本及び培地を収容
するための複数のセルール（ｃｅｌｌｕｌｅｓ）すなわ
ち小房を形成している。セルールはシールされていて、
周囲環境から培養を完全に囲っていてシール行なってい
る。最も好ましい膜は、高密度のポリエチレン材料であ
る。

この発明が有する主な利点の１つは、周囲雰囲気中に存
在する生物的汚染物が培養容器の膜を貫通して、培養を
汚染しないようになっていることである。しかし、それ
でもなお半浸透性膜のおかげでガス交換は行なわれる。

植物や動物の細胞そして多くの微生物が生息して再生す
るためには、ガス交換が必要である。培養容器は汚染物
質に対して不浸透性であるから、中に入っている有機体
は無菌環境で培養されなくてもよいし、またそれに関連
した出費も問題も生じない。同様に、培養容器ではバク
テリア、ウィルス及び他の微生物が膜を膚通して周囲雰
囲気から中に入り込めないようになっているため、この
培養容器は特殊な微生物を培養するために使用すること
もできる。この培養容器では、中で成長、維持されてい
る微生物が培養容器から逃げて研究室の人間を汚染する
ようなことがなく、それと同時に周囲雰囲気中に存在す
る微生物が培養容器中に含まれている所望の微生物の培
養を汚染することもない。

この発明による培養容器は液体に対しても不透性であり
、培養容器中の組織や有機体、あるいは植物の生育を維
持している液体や半固体の培地が漏れたり、乾燥してし
まうことがない。従って、この発明によれば、培養室中
の湿度を厳密に維持するための特殊で高価な装置を必要
としない。

半浸透性の培養容器を使用することがら生ずる全く予期
しなかった利点は、組織や苗の成長速度が劇的に増大す
ることである。こうした成長速度の増大は、植物の呼吸
と光合成にとって必要な、そしである秤のバクテリアを
維持するために必要な酵素と二酸化炭素を、プロセスが
従来型のガラスあるいはプラスチック容器の中で行なわ
れた場合に比べてずつと人聞に利用できることによると
考えられる。従来型の容器においては、汚染物が侵入す
るのを防ぐために用いられる緩くフイツ］−するふたや
、ゴム製ストッパ、キャップ、そしてフィルタがガス交
換を妨げている。

この発明による培養容器の実施例は、ヒートシ−ルされ
た高密度のポリエチレンから形成されている。この材料
は汚染物に対して不透性であることがわかっている。一
旦有機体標本を設置すれば培養容器は完全にシールされ
るため、培養容器を開けて培養を汚染にさらす前に浸漬
によって容器の外側表面全体を洗浄することができる。

培養容器には蓄積した汚染物を洗浄できないような箇所
は全くない。

この発明の実施例を用いれば、従来型の容器のコストに
比べてこの発明による培養容器のコストはずっと安いこ
とから、微生物及び培養のコストは著しく低減される。

この発明による培養容器は、ガラスの試験管と違って木
質的に破れないようになっている。この発明による培養
容器は非常にコストが安いことから、完全に使い捨てに
でき、洗浄に掛かる費用を不要にし、またしばしば汚染
された培養物を生成するというようなこともない。

この難明による装置は、組織及び微生物の培養以外にも
使用できる。例えば、この培養容器を種から植物を生育
させるために用いると、成長速度が増大することがわか
った。

（実施例） 以下、添付図面に基づいてこの発明による培養容器及び
培養方法の一実施例を説明する。まず、第１図、第２図
及び第３図を参照して説明する。

図面は、植物や動物の組織及び細胞、バクアリア、ウィ
ルス、菌類、かび、そして甲細胞藝類が含まれる微生物
等の有機体を収容、培養するための培養容器１０を示し
ている。実施例において、培養容器１０は膜１２を有す
る。膜１２は、ミクロ繁殖の最初の３段階の間に親植物
あるいは栽培変種植物から取られた植物組織を中に収容
している。

しかし、この発明による培養容器はどんなタイプの有機
体を培養するためにも用いることができることを銘記す
べきである。シールされると、膜１２は培養全体を周囲
環境から完全に閉じ込めてしまう。

培養容器１ｏは膜１２を折り目１４で折り、２つの側部
１６．１８を形成することによって作られる。側部１６
．１８は膜１２の５手方向の端部２０．２２に隣接する
部分２４．２６が長手方向全体にわたってヒートシール
され、袋を形成している。袋状の培養容器１０は、セル
ール３０を有する。セルール３０は、植物組織及び育成
培地を収容するための伸張可能なヂＶンバを形成してい
る。セルール３０は約５０ｄの容積を有し、大抵の植物
を収容することができる。セルール３０のチャンバの寸
法及び容積は、中に収容される特定の組織あるいは苗に
応じて変えることができる。

従って、セルール３０は様々な寸法にできる。セルール
３０は少なくとも最初は、膜１２の終端部３２．３４に
よって形成される開口された端部２８を有する。端部２
８はセルール３０の入口として機能し、植物組織及び培
地を受容するために用いられる。培養容器１０は折り岩
まれた単一の膜１２から形成されるかわりに、ベース材
とフロント材のような２つの独立な分離した材料から形
成されてもよい。この実施例においては、セルール３０
の底部はフロント材をベース材にヒートシールすること
によって形成されている。ヒートシールは、単一材料を
用いた場合の説明で述べた折り目１４で示されている部
分（第１図〜′５３図）、すなわら、下側の端部近くで
行なわれる。例えば、一方の材料が有する強さど、使方
の材料が有する酸素及び二酸化炭素に対する浸透性とい
う利点を生かして形成されたコンポジットタイプの培養
容器も考えられる。

膜１２はポリエチレン材料から形成されているが、ポリ
エチレンは柔軟で折り畳むことができるため、ロール状
に巻いて貯蔵、出荷することかできる。さらに、ポリエ
チレンは安価であることから、ミクロ繁殖プロセスのあ
る特定の段階が終ったら使い捨てにすることもできる。

膜１２は高密度のポリエチレンから形成されていること
が好ましい。膜１２の一実施例においては、膜１２は０
．９４　！７／ＣＣ〜０．９６９７ｃｃの密度のポリエ
チレンから形成されている。膜１２を形成する材料は、
オートクレーブ中で行なわれる殺菌に耐えるものでなけ
ればならない。オー１−クレープ中では、例えば、温度
２５０’Ｆ’（１２１°Ｃ）　、１５ｐ、ｓ、ｉ（１０
５５！Ｊ　／　ｃｉ　）に達する。

次に第４図〜第６図を参照して説明する。図面には、ミ
クロ繁殖の最初の３段階の各々が示されている。図から
れかるように、植物組織及び培地がセルール３０に収容
された後に、開口された端部２８の入口は、膜１２の終
端部３２．３４に隣接する部分３６において幅全体にわ
たってヒートシールされる。これによって、中に植物組
織及び培地を収容しているセルール３０は閉じてシール
される。この場合には、植物組織は周囲環境から全体が
完全に閉じ込められ。周囲環境中に存在する生物的汚染
物からシールされる。第４図〜第６図はミクロ繁殖の最
初の３段階の各々にある植物組織及び培地を収容してい
る培養容器１０Ａ、１ｏｓ、ｉｏｃの略図である。第４
図は親植物あるいは栽培変種植物から取られ、培養容器
１０Ａに収容された分裂組織３８と、カロリーナ・バイ
オロジカル・リーブライ・カンパニ（Ｃａｒｏｌｉｎａ
Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ　５ｕｐｐｌｙ　Ｃｏｍｐａｎｙ
）によって製造されているムラシゲ・ミニマル・オーガ
ニック・ミディアム（Ｈｕｒａｓｈｉｇｅ　Ｍｉｎｉｍ
ａｌ　Ｏｒｇａｎｉｃ　）→ｅｄｉｕｍ）のような適当
な培地４０を示している。第５図は第２段階の培養組織
を収容している培養容器１０ｒ３を示している。第１段
階から得られた初期培養組織４２、あるいは組織の一部
をセルール３０Ｂに移す。セルール３０Ｂは、カロリー
ナ・バイオロジカル・サプライ・カンパニにＪζって製
造されているムラシゲ・シュート・マルヂブリケーショ
ン・ミディアムＡ、　８．　Ｃ（Ｈｕｒａｓｈｉｇｅ　
ＳｈｏｏｔＭｕｌｔｉｐｌｉｃａｔｉｏｎ　Ｈｅｄｉｕ
ｍｓ　Ａ、Ｂ　ａｎｄ　Ｃ）のような適当な第２段階の
培地４４を収容している。第６図は第２段階で育成され
、別の培養容器１０Ｃに収容されている個々の苗４６を
示している。苗４６はカロリーナ・バイオロジカル・４
ノブライ・カンパニによって製造されているムラシゲ・
ブリトランスプラント・ミディアム（Ｈｕｒａｓｈｉｇ
ｅＰｒｅｔｒａｎｓｐｌａｎｔ　Ｍｅｄｉｕｍ）のよう
な培地４８の中に置かれて、細胞分裂及び８苗４６の成
長を促進される。図において、苗４６は根４７や葉４９
を延ばしている。

図面においては、培養容器１０は各培養を行なうための
セルール３０を１つだけ有するように描かれているが、
複数のセルールを有する培養容器が好ましい。次に第７
図を参照して説明する。図面には培養容器（ｉｎｔｅｇ
ｕｍｅｎｔ　ｐａｃｋ　）　５０が描かれている。培養
容器５０は膜１２から形成されており、第１図に示した
培養容器１０と同様にして作られる。大抵の培養に対し
ては、培養容器５０は幅約１２インチ（３０，５ｃｒｎ
＞　、高さ６インチ（１５２ｃｍ’）の寸法を有する。

培養容器５０は、膜１２を折り目５２で折って側部５４
，５６を形成することによって作られる。培養容器１０
と違って、側部５４，５６は部分５８，６０．６２．６
４゜６６．６８．７０において長手方向の長さ全体にわ
たってヒートシールされて６つの各セル−ルア２を形成
している。図かられかるように、各組織７４の標本およ
び培地７６は各セル−ルア２の中に収容されている。植
物組織及び培地は、第４図〜第６図に描かれたミクロ繁
殖の最初の３段階のどれに対して用いてもよい。上端部
７８に設けられた入口は、［ｌ１７４及び培地７６がセ
ル−ルア２の中に挿入された後、培養容器５０の部分８
゜において幅全体にわたってヒートシールされ、セル−
ルア２が閉じられる。培養容器５０を垂直な状態に吊り
下げるために、膜１２の上端部７８には上部フラップあ
るいはバンド８２が形成されている。バンド８２には穴
８４．８６のような適当な連結装置が設けられ、ドラベ
リーフックあるいはＳフックのような取付装置に培養容
器５０を垂直にぶら下げるようになっている。生育中の
１１１織や植物を異なる高さの場所に吊り下げることに
よって、培養のために必要とされるスペースを著しく少
なくすることができる。培養容器５０が透明であること
から、培養を他の培養の上に吊り下げるようなことが許
される。さらに、培養容器５０を異なる高さの位置で垂
直に吊り下げることによって、育成区域における空気の
流れを大きくすることができる。従来では、育成区域の
レイアウトの多くが、組織培養あるいは植物をカウンタ
トップ（ｃＯｕｎｔｅｒｔｏｐ）あるいは作業台の上の
ような介成区域内の決まった高さの所に集中さけるにう
なものであったため、植物間における空気の流れが制限
されていた。従って、光の透過性を大きくし、また培養
容器５０を吊り下げてガス交換のための空気利用率を向
上させることにより、組織及び植物の生育を向上させ、
生育区域に課せられる制約を軽減することができる。

セルール、従って培養容器は、牛台させる培養によって
その寸法が決められる。次に第８図〜第１３図を参照し
て説明する。図面には、第１図及び第７図に描かれてい
る培養容器の他の実施例が示されている。この培養容器
は、レタス、ホウレン草等の葉状野菜のミクロ繁殖に使
用され、それに合った寸法に作られている。葉状野菜を
作るための組織を収容する培養容器９０は、それぞれ第
１図及び第７図に描かれている培養容器１０あるいは培
養容器５０に用いられている膜１２に似た膜９２から形
成されている。

培養容器９０は、膜９２を周囲約２４インチ（７０，０
α）の管状形状に押し出すことによって作られる。管状
にされた膜９２は折り曲げて１／４のパネル９４，９５
，９６．９７と１７８のパネル９８．１００，１０２，
１０４に形成されるが、この様子は第８図、第１１図及
び第１３図にＪ３いて最もよくわかる。、１／８のパネ
ル９８，１００，１０２．１０４は各々１／４のパネル
９５．９７を折り目１０６．１０８において折り曲げる
ことによって形成される。１／４のパネル９４，９５，
９６゜９７は膜９２を折り目１１０，１１２，１１４゜
１１６において１７４の長さに折り曲げることによって
形成される。第１３図に描かれているように、折り目１
０６．１０８は内側に折り込まれており、また第１２図
かられかるように管状の膜９２の一方の端部１１８は折
り曲げられた状態で部分１２０においてヒートシールさ
れる。こうして、葉状野菜の組織及び培地を収容するた
めのセルール１２２が形成される。セルール１２２は約
１０００−の容積を有するが、この容積はセルール１２
２の中で生育される特定の葉状野菜組織に応じて変える
ことができる。管状にされた膜９２の他方の端部１２４
は最初は開いたままにされ、葉状野菜の組織及び培地を
受容するための入口１２６を形成している。

第１０図において最もよくわかるように、セルール１２
２は葉収容チャンバ（ｒｏｌｉａｇｅ　ｃｈａｎｂｅｒ
　）１３０と根収容ブヤンバ（ｒｏｏｔ　ｃｈａｍｂｅ
ｒ）　１３２とを有し、両名の間にはネック１３４　／
）＜形成されている。葉収容ヂトンバ１３０と根収容チ
ャンバ１３２、そしてネック１３４は、１／８のパネル
１ｏｏ、ｉｏｉを部分１３６．１３８において１７４の
パネル９６にヒートシールし、１７８のパネル９８．１
０２を部分１４０．１４２において１／４のパネル９７
１にヒートシールすることによって形成される。さらに
、第８図及び第９図に描かれているように培養容器９０
を脹らますと部分１３６゜１３８．１４０，１４２にお
けるヒートシールによって折り目１０６，１０８，１４
６が形成され、根収容チャンバ１３２が形成される。

セルール１２２に葉収容チャンバ１３０と根収容ブセン
バ１３２が設けられていることから、生育の時に野菜の
莱を根の部分から分離することができる。さらに詳しく
言えば、葉の部分を培地から分離できる。苗は葉が葉収
容チャンバ１３０の中で成長し、根は葉収容チャンバ１
３０からネック１３４を通って下方へ延びて培地が入れ
られている根収容チャンバ１３２内に入るような状態で
ヒルール１２２内に設置される。セルール１２２が約１
０００−の容積を有するとすると、根収容チャンバ１３
２は約５０ＩｎＩｌの培地を収容できる大きさにされる
。培養容器９０を垂直な状態に維持することにより、培
地はすべて下方へ流れて根収容チャンバ１３２の中に入
る。培地の下方への流れを容易にするため、角の一分１
３６．１３８はヒートシールされている。このようにし
て、培地は葉の部分から分離される。こうした構造のお
かげで、葉の部分は培地で汚されることがなく、また葉
状野菜は望ましい対称な形に成長できるようになる。セ
ルール１２２を葉収容チャンバと根収容チャンバに分割
しないと、葉状野菜は出たら目に成長を行なって対称性
を無くしてしまうであろう。また、セルール１２２を根
収容チャンバ１３２と葉収容チャンバ１３０とに分割し
ているネック１３４の径を細くすると、培養容器９０を
倒したり逆さにした時に根収容チャンバ１３２の中に入
れられている培地が葉収容チャンバ１３０の中へ流れ込
むことは防止されるか、あるいは流れ込むのが時間的に
遅れる。というのは、培地はネック１３４を通って流れ
るかわりに、根収容チャンバ１３２の上側の角１３９の
中へ流れ込もうとするからである。さらに、植物が成熟
すると、植物の根はネック１３４の断面積よりも大きな
寸法まで成長するため、径の細いネック１３４はセルー
ル１２２内で植物の位置を固定してくれる。また、根の
成長は培地の葉収容チャンバ１３０内への流入を妨げる
役割も果す。

培養容器１０．５０の膜１２及び培養′８器９０の膜９
２に用いる材料は、ミクロ繁殖の最初の３段階における
組織及び苗に対して好ましい環境を提供するために、ま
た特に最適なガス交換と光透過性によって生育を向上さ
せるためには重要である。例えば、ガス交換は培養に必
要どされる生化学的作用に対しては欠かせない。ガス及
びガス交換の役割について理解するためには、各ガスの
利用について個別に説明する必要がある。

緑（！２植物の成長における２つの機能は、光合成と呼
吸である。光合成とは、緑色植物が二酸化Ｄ＜素と水を
決まった波長と強さの光が存在づる所で決まった時間の
間、複雑な炭水化物に変換する生化学的プロセスのこと
である。このプロセスは光の性質、水分の利用度、二酸
化炭素の利用度、４度、莱（１ｅａｆ　ａｇｅ）　、組
織のクロロフィル含有ω等のような多くの環境要因によ
って影響される。

光合成はまた二酸化炭素固定とも呼ばれる。このプロセ
スの厳密な化学は複雑であるが、本質的にはクロロフィ
ルが二酸化炭素、水、光の存在のもとで、二酸化炭素と
水を複雑な炭水化物に変換することから成る。生成され
た炭水化物は次に糖に変換され、植物によって栄養源と
して利用される。

このプロセスにおける副産物の１つは、遊離酸素の生成
である。植物による二酸化炭素の固定は、植物が含む炭
素の大部分、そして植物が成長するにつれて生じる重量
の増加の大部分を占める。植物による二酸化炭素の取込
みは、正確には植物の種類によって異なる。しかし、１
００α３の組織表面に対し、１時間当り８〜ＢＯｍｙの
範囲の二酸化炭素はが、一般的に程良い環境条件下に置
かれた植物のおおよその二酸化炭素取込み品と考えられ
る。この取込み楢は、植物組織の乾燥重量に直接関係づ
けることができる。１００ｃｍ３の組織表面に対し、時
間当り２５りの割合で二酸化炭素を取込むとすると、組
織の元の重量は１時間で５％増加することになる。上述
した光合成及び二酸化炭素固定に関する概観から、二酸
化炭素が植物の成長に影響を与える重要な要因の１つで
あることは明らかである。

ガスに関係したもう１つの興味ある機能は呼吸である。

このプロセスは本質的には酸化還元反応であり、酸素が
光合成プロセスの間に形成された炭水化物および糖に対
する酸化剤として動く。このプロセスもまた厳密に言う
と非常に？Ｌｆｔな化学反応である。しかし、最終的な
結果は、植物を絶えず成長させるために必要な化学エネ
ルギの解放である。光合成、すなわち二酸化炭素固定に
おけると同様に、呼吸プロセスに対しても多くの環境要
因が酸素の取込みに影響する。これら環境要因の中には
、温度、光、組織の欠乏度（口５ｓｕｃｓｔａｒｖａｔ
ｉｏｎ　）　、酸素の利用度、及び葉が含まれる。植物
組織においては常に呼吸が行なわれていると考えられる
が、光が当たらない時にはその呼吸活動が著しく増大す
る。これは光が当たら゛ない時にはクレブ（ｃｒｅｂ）
サイクル活動が減少する結果であると考えられる。

呼吸に用いられる酸素の取込み吊は、植物の種類によっ
て異なる。理想的な環境条件下におかれた植物に対して
、一般的に受入れることのできるような範囲を設定する
ことはできず、新しい組織に対してダラム当り３５０μ
ｍ〜１４８０μｇまでの取込みが行なわれたとい・う記
録がある。新しい絹様の重量と酸素取込み■の間には、
直接的な相１」は存在しない。ある１つのＪ（ｉ物に対
しても、その組織によって酸素の取込み吊は責なる。木
質組織と澱粉貯蔵器管は最ら取込み（ｉｉが少なく、一
方根の先端や分裂細胞を含む他の領域は最も高い取込み
Ｈｌを右する。このことは、最も活動的な領域であり、
最も大さなエネルギの生成を必要とし、最も大量にＭ累
を消費する植物の領域における成長度に直接関係づける
ことができる。このことから、利用可能な二酸化炭素と
酸素の存在は緑色植物組織が絶えず成長を行なうために
重要であるということは明らかである。

従来のミクロ繁殖法に４３いては、汚染から保護するた
めのガラスあるいはプラスチック容器の中に収容された
植物組織間における酸素と二酸化炭素の交換は極めて制
限される。つまり、ガス交換はゴム製ストッパに設けら
れた穴の中に詰められた綿バッキングを通してか、緩く
フィツトされたふたと容器及びプラスチック製のふたの
間か、あるいはバッフル付プラスチック製のふたに設け
られたスリットを通してかのいずれかが行なわれなけれ
ばならないからである。ガス交換に関するこうした制約
は、植物組織の成長を制限する。膜１２．９２の材ｒ１
は従来型のガラスあるいはプラスデック容器と比べると
ずっと大量のガス交換を可能にしてくれる。

膜１２．９２は透明かつ半浸透性の材料から形成されて
いる。望ましい材料はテキサス州のシェブロン・ケミカ
ル・カンパニー・オブ・オレンジ（Ｃｈｅｖｒｏｎ　Ｃ
ｈｅｍｉｃａｌ　Ｃｏｍｐａｎｙ　ｏｆ　０ｒａｒ＋ｏ
ｅ）によって製造されている製造番号９６５０Ｔ、ロッ
ト番号ＴＯ１１２３５のの高密度ポリエチレンである。

このポリエチレンは水蒸気に対して浸透性を有し、１ミ
ル（０，０２５４ｍ）の厚さのシートに対して２４時間
で１００平方インチ（６４５ａｔ　）当り０．３２９の
水蒸気を浸透する。膜１２．９２の材料としては、１．
２５ミル（０，０３１８履）の厚さを有することが好ま
しい。なお、所望の光透過性、ガス透過性及び汚染物に
対する不透性を有していれば、伯の材料を１１１１２．
９２に使用することもできる。例えばある種の透明な低
密度のポリエチレンも膜の材料に適しており、望ましい
高密度のポリエチレンよりも大ぎなガス浸透性を持って
さえいる。しかし、この低密度ポリエチレンはオートク
レーブの高温に耐えることができず、他の装置で殺菌を
行なわなければならない。望ましい高密度ポリエチレン
よりも大きな浸透性を有する、他のポリマ材料を使用す
ることもできる。しかし、浸透性が大きすぎると、培地
溶液中の水分が蒸発し、膜１２．９２を通り抜けて培養
容器から外へ出てしまうため、培地が乾燥してしまう。

厚さ１２５ミル（０，０３１８Ｍ）の高密度ポリエチレ
ンは押し出し過程の時に、特に培養容器の膜として有用
な分子構造を形成する。高密度ポリエチレンは、適当な
分子ｍを有し、また大きな引張り強度、延び率、高い対
称性及び高分子間力を有し、層間の架橋結合が制約され
ている直線状結晶の（１ｉｎｅａｒ　ｃｒｙｓｔａｌｌ
ｉｎｅ）ポリマから形成されている。ポリマの隣接する
居間における架橋結合は、加わる応力によってポリマ連
鎖がスリップしないようにするために導入されている。

膜１２．９２に用いられる高密度ポリエチレンを形成す
るポリマの緩い架橋結合をした隣接する均一な層は、間
に隙間（１ｎｔｅｒｓｔｉｃｅｓ　）を形成し、その間
で拡散及び浸透を行なわせて周囲環境と植物組織との間
に望ましいガス交換及び光伝達を行なわせる。これらの
隙間は０．０１μｍよりも小さく、ウィルスのような最
も小さい微生物さえもその間を通さない。また、培養を
移転したり、取扱ったりするのを容易にする堅固さを与
える。セルールをシールしてしまうと、培養は周囲雰囲
気及び環境から完全に囲われ閉じ込められるため、従来
型の容器と違って一切汚染物が入らないようになる。

光合成において植物から放出される副産物としての酸素
の生成と、呼吸において植物が行なう酸素の取込みとに
よる培養と周囲大気との間の必要なガス交換は、浸透に
よって行なわれる。半浸透性の膜１２．９２は混和した
ガスを周囲雰囲気中とセルール内とに分離しているが、
膜１２．９２を通してガスの拡散あるいは伝搬が行なわ
れて、濃度が均等化される。周囲雰囲気とセルールの間
の浸透圧あるいは不平衡圧によって拡散及び浸透が生じ
、この結果隔壁である半浸透性の膜１２゜９２を介した
相互ガス流通によってガスの相互反応あるいは相互交換
が行なわれる。従って、この発明による培養容器の膜は
、浸透によって組織の呼吸を可能にし、半浸透性の膜を
介した空気の拡散を可能にし、しかもなお生物的な汚染
物の通過を阻止する。

膜１２．９２の材料は透明であり、少なくとも４００ｎ
ｍ〜７５０ｎｍの波長を有する光の通過と拡散を可能に
する。光が有する４００ｎｍ〜７５０ｎｍの範囲の各波
長は、緑色植物組織内のクロロフィルのような各光合成
因子にとって必要であり、生命を維持し成長するうえに
必要な反応を起させる。

膜１２．９２に用いられる材料の厚さが薄いことと、膜
１２．９２の材料に対して行なわれる押し出しプロセス
によってその一部が形成される分子構造の均一性のため
に、培養容器によって囲まれた組Ｗ１標木へは従来型の
ガラスあるいはプラスデック容器の場合よりも多くの光
が伝達される。膜１２．９２に用いられる厚さ約１．２
５ミル（０，０３１８ｍｍ）の材料は、従来型のガラス
あるいはプラスチック容器に比べて９１′１織培養に受
容される光の聞及び各波長の光を茗しく増大させること
がでさ゛る。各光合成因子が反応を行なうために必要と
する各波長の光が、培養容器を透過することは重要であ
る。膜１２．９２に用いられる材料の分子構造が均一で
、かつ緩く架橋結合していることから、光はあまり減衰
せずに材料中を通過する。従来型の容器を形成するガラ
スあるいはプラスチックの分子構造はより複雑である。

従って、光はガラスあるいはプラスチック内のより？！
２雑な経路を通ることによって最終的な植物組織へ到達
しなければならない。従来型のガラスあるいはプラスデ
ック容器が有するより厚くかつ１ｇ雑な分子構造は光の
通過を妨げ、緑色植物組織の光合成因子に必要どされる
光のある波長成分をカットしてしまう。

この発明による新しくかつ改善の施された培養容器はミ
クロ繁殖に対する新しくかつ改善されたプロセスを可能
にする。このプロセスは以下で説明するように４つの段
階から成る。

７１段階：初期組織培養 ミクロ繁殖される栽培変種植物あるいは親植物は、注意
深く制御の行なわれている温室条件下で栽培され、微生
物特に生物的汚染物の成長をできる限り抑えて植物組織
の育成を行なうように務められる。、最適な親植物を選
択した後、分裂ＩＮＨ（分化していないもの）を有する
植物の部分を固定し、分裂組織を含むバルク標本を親植
物から取出す。この部分は活発な成長の行なわれている
所であり、通常は茎の先端部あるいは側生芽（ｌａｔｅ
ｒａｌ　ｂｕｄｓ）　　（葉の先端と茎の連結部の間に
あるもの）である。

生物的汚染物による培養の汚染を防ぐために、バルク標
本から切り取られた分裂組織は風によって運ばれてくる
汚染物を除く目的で層流フード（ｌａｍｉｎａｒ　ｆｌ
ｏｗ　ｈｏｏｄ　）に覆われた生育培地に移される。分
裂組織の標本を培養容器５ｏのセル−ルア２の中に置く
前に、カロリーナ・バイオロジカル・サプライ・カンパ
ニによって製造されているムラシゲ・ミニマル・オーガ
ニック・ミディアムのような適当な培地５厩（従来の組
織培養プロセスにおいては１０ｍである）をセル−ルア
２の中にれる。この培地は寒天をベースにした物質であ
り、組織培養に必要なすべての栄養素を含んでいる。次
に、培地が中に入っている培養容器５０は巻かれて、オ
ートクレーブ中で殺菌される。この手続によって、セル
−ルア２の開いた一Ｌ喘部７８は閉じられる。第７図を
参照づること。その後、層流フードのもとで培養容器５
０は解かれ、組織を設置する前にヒル−ルア２は一度に
開かれ・る。

次に、０．２〜１ｍ”の分裂組織標本を培養容器５０の
各セル−ルア２内に設置する。第４図にはセルールが１
つの場合が描かれている。

組織を設置した後、組織標本が周囲のｒ！Ａ境にさらさ
れ汚染物が入る恐れのある時間をできる限り短くするた
めにセル−ルア２の入口はまたすぐに閉じられる。その
後、ヒル−ルア２の上端部７８は部分８０においてヒー
トシールされ、植物組織の周囲を完全に囲み、閉じ込め
る。この状ｆｆｉにＪ３いて、植物組織は従来の容器と
違って汚染物を仝く侵入させない。

この第１段階において、培養容器５０は次に約３００〜
５００フートカンアラ（フー］−燭）の光にさらされる
。

この発明によるプロセスを利用する場合には、培養室内
において温度、湿度という条件を厳密に維持する必要が
ない。従来のプロセスにおいては、温度が変化すると、
大気が引き込まれて組織培養を収容している容器の上部
近辺に溜まる。この結果、風で運ばれてきた汚染物によ
って汚染される危険が増大するし、こうした汚染物は従
来のフィルタ装置では取除くことができない。また、従
来は培地が蒸発によって干上がってしまうのを防止する
ために、湿度は一般に８０％に維持されてきた。こうし
た湿度の維持は、この発明によるプロセスにおいては重
要でなくなくる。さらに、重要なことはこの発明による
培養容器５０のセル−ルア２が汚染物に対し不透性であ
ることから、この発明のプロセスにおいては従来のプロ
セスと違って無菌の濾過された空気流を必要としない環
境の中で行なうことができることである。

一旦組織培養が設置されると、組織は初期培養中で成長
を続け、汚染源のない状態が確保される。

そして、第２段階の準備が整う。

１，２段ｌ！！ｉ二組織培待増殖 第２段階においては、第１段階によって１ｑられた初期
培養組織が増殖される。層流フードのもとで、第１段階
の培養容器５０のセル−ルア２は殺菌された鋭いナイフ
で開封され、組織標本あるいはその一部が新しい培養容
器５０の別の組に移される。この培養容器は第７図に示
されている。培養組織の増殖は別の培地を用いて行なわ
れる。第２段階の培養に使用される培地は、第１段階の
培養に使用された培地とは異なり、組織を急速に成長、
増殖させるためのホルモンを含んでいる。第２段階で用
いるのに適した培地の中には、カロリーナ・バイオロジ
カル・サプライ・カンパニによって”ｌＪａされている
ムラシゲ・シュート・マル１ブリケーション・ミディア
ムＡ、Ｂ、Ｃである。

この場合にも、従来のプロセスにおいては１０ｄ必要で
あったのが、５ｄの培地で済む。次に、第２段階の培養
容器５０はヒートシールされ、培養室内に設けられたラ
ックの上に適当に設置され、約１００〜５００フートカ
ンデラの光で照られる。

この間における第２段階の成長は、主に非分裂組織成長
である。第２段階において、各組ｔｉ＆標本の細胞はｎ
速に増殖を行ない、主に非分裂組繊細胞のクラスタを形
成する。この場合のクラスタの大ぎさは、植物の種類に
依存する。望ましい細胞増殖は、これもまた植物の種類
に応じて約２０〜４５日かかる。

第２段階の各サイクルの後、培養を収容している培養容
器は次亜塩素酸ナトリウム（ｓｏｄｉｕｍｈｙｐｏｃｈ
ｌｏｒｉｄｃ　）の溶液中に浸され、すすいだ後に層流
フード内に移され開封されて組織が取出される。組織は
多数の細片に切断して分割され、各細片が次に培養され
る。組織標本を分割する度に、細かくされた各組織標本
は新しい培養容器５０のセルール７２内に入れられる。

これらの段階はすべて層流フード下、研究室において行
なわれる。

各培養は、組織標本が目標とする生産量を満足するに十
分な数に成長させられるまで２０〜４５日のサイクルで
成長、分割される。例えば、第１段階から得られる各培
養組織が、培養可能な５つの組織を生み出すＩＩＩのク
ラスタを生産するとすると、７ケ月にわたる第２段階の
終りには１５０００以上の培養が成長される。自然に生
じる若干の突然変異を除いて、これら第２段階で得られ
る培養の各々は、親植物と同一の個々の植物に分割、成
長できる。従って、第２段階において希望する数の培養
が得られた時に、この組織培養は第３段階に対する準備
が整う。

第３段階：分裂及び植物育成 第３段階においては、第２段階の培養容器５０のセル−
ルア２を開封し、中の組織標本を分割して第７図に示さ
れているような新しい培養容器５０の第３の組に移す。

第７図において、苗に成長する甲−の植物組織が各セル
−ルア２の中に設置されている図が描かれているが、第
３段階においてはもし必要であれば複数の植物組織を各
セルール内に設置することが可能である。こうした設着
法はスペースを節約するために行なわれる。しかし、こ
の発明によるプロセスでは新しい培養容器５０の中で個
別に苗を成長させることができるため、植物を分＋１１
ｔする必要がなく、また各植物の幾つかの根や葉が絡ま
っているのを解く時に傷つけてしまうようなこともない
。

第３段階においては、第２段階において育成された各組
織標本が細胞分裂及び６苗の成長を促進する培地中に置
かれ、６苗が根や葉を延ばす。第３段階で用いるのに適
した培地には、カロリーナ・バイオロジカル・サプライ
嗜カンパニによって［３＆されているムラシゲ・ブリト
ランス・プラント・ミディアムがある。第３段階の目的
は６苗を成長させそれらを温室用として準備することで
ある。従来のプロセスと違って、第３段階においては同
じ大きさあるいはもつと大きな培養容器５０を使用でき
る。第３段階の最初におけるこの成長相では、植物はな
お培養室内で成長させられるが、光に対してよりよい条
件下に置かれて光合成及び成長を促進される。つまり、
約２０００７−トカンデラの光が与えられる。第３段階
の分裂及び成長プロセスは、植物の種類に応じて２０〜
４５日の日数を必要とする。培養容器５０が汚染物に対
して不透性を有することから、−ロ各苗が形成されると
第３段階の後半においては苗を取出して温室へ入れ順化
（ｈａｒｄｅｎｉｎｇ　）することができ、また第３段
階全体にわたって培養室の中へ収容する必要がな（なる
。このことは順化プロセスに通常必要どされる時間を茗
しく減少させることができ、培養室の寸法を小さくでき
る。

ｉ業的な栽培室のあるものは、第３段階を終了した苗を
購入する。しかし、大部分のものは植物が最終段階であ
る第４段階を終えるまで待つ。第３段階の終りで購入し
た場合、この発明によるプロセスによって成育された植
物はすぐに栽培される必要はない。これらの植物は、単
に然るべき温度及び光のもとに置かれた培養容器中に苗
を収容するだけで１ケ月まで維持することができよう。

このことは、商業的に栽培を行なう場合には便利である
。というのは、こうした場合には第３段階の植物は栽培
者へ直接出荷されることがよくあり、この栽培者はその
植物をすぐに栽培する時間がないことがあるからである
。従来においては、苗が培養室の無菌環境から取出され
るため、栽培者は苗をすぐに出荷用の容器から取り出し
それらをすすいで汚染物が繁殖しているかもしれない培
地を除いて、直ちに苗を植えなければならない。第３段
階の終りに栽培者によって購入される苗は培養容器５０
に入れて出荷、管理されるが、この培養容器５０は汚染
物に対して不透性を有するから汚染の危険はない。この
発明による新しいプロセスにおける利点は、栽培者がす
ぐに苗を植える必要がないことである。栽培者は苗を植
えようどする時に第３段階の培養容器を単に切り開いて
、すすぐだけで土壌の中に苗を植えることができる。

第４段階：温室栽培及び順ヒ 第４段階において、第３段階の培養容器５０から取り出
された苗は温室に移され、そこで個々に土壌の中へ植え
付けられる。植物の光に対する耐久性を高めて、植物が
自然の環境へ順応できるようにする必要がある。このプ
ロセスを植物の順化と呼んでいる。植物の光に対する耐
久性は第３段階及び第４段階において徐々に高められる
。第４段階において植物はそこで成育及び順化の行なわ
れる温室内で、８０００フートカンデラまでの光にさら
される。植物の菜を直接大気にさら寸ことにより、植物
は第１段階から第３段階に至る段階で用いられた培養容
器を必要とすることなく、以後、自然の環境Ｑ中で成長
することができる。

第４段階で使用される土壌は、通常予め殺菌されたビー
ト・モス・ミックス（ｐｅａｔ　ｍｏｓＳｍｉＸ　）で
ある。植物の種類によるが、商業用の植物の大部分は温
室内に３０〜９０日入れられた後、栽培者に向けて出荷
される。

この発明によるプロセスを利用すれば、従来のミクロ繁
殖プロセスにおける段階よりも消費する時間がすべての
段階において少なくて済む。これは、この改善された新
しい培養容器がより容易かつ迅速に取扱えるからである
。従って、より多くの培養組織標本を１日に処理するこ
とができる。

さらに、この培養容器は、占めるスペースが従来型の容
器よりし少なくて済むため、培養室及び温室に絡む］ス
トは少なくて済む。

表１及び表２ 表１は、この発明による培養容器及びそれに関連するプ
ロロスと従来型のプロセス及び容器（この場合には試験
管）とに対し、減退して無菌化された空気を用いていな
い環境中に置かれた種々の植物を用いて汚染の９１合を
比較したものであり、２００個の培養に対する段階ごと
の汚染数を示している。また、組織の成長速度（標本当
りの平均重量）を表２に示す。組織標本は同一の条件下
において各段階につぎ２８日間培養したが、従来型の容
器に対しては１０ｄの培地を用いたのに対し、培養容器
５０のヒル−ルア２の各々では５！ｎｌの培地を用いた
。

＊これらの表はこの応用の場合に対して実施された限定
されたテストの結果を示している。これらのテストは予
め決められた手順で各植物がミクロ繁殖プロセスのすべ
ての段階を経るようにして”行なわれたわけではない。

これらのテストは種々の植物の中から利用可能な組織標
本を用いて行なわれ、組織標本は培養の様々な段階にあ
るものである。このため、ミクロ繁殖プロセスのある段
階はある植物に対しては一切行なわれなかった。

表　　２ カリフォルニア　　　＊　　　　　＊　　　１．０３　
ｇ　４．５７　ｇｌ、３１　ｇ　　５．４７９（ボスト
ンファーン） ヒリイ　　　　　　　＊　　　　　＊　　　０．３８　
ｃｔ　４．３８　ｇｌ、０３９　５．０５　ｇ（ボスト
ンフ７−ン） ＊これらの表は、この応用の場合に対して実施された限
定されたテストの結果を示している。これらのテストは
予め決められた手順で各植物がミクロ繁殖プロセスのす
べての段階を経るようにして行なわれたわけではない。

これらのテストは神々の植物の中から、利用可能な組織
標本を用いて行なわれ、組織標本は培養の様々な段階に
あるものである。このため、ミクロ繁殖プロセスのある
段階は、ある植物に対しては一切行なわれなかった。

注）： １）第１段階及び第３段階においては、植物はすべての
場合に対しムラシゲ・ミニマル・オーガニック・ミディ
アムを用いて２８日間育成された。

２）第２段階においては、アロカシアリンダニイをのぞ
くすべての場合に対してムラシゲ・ファーン・マルチブ
リケーション（ＨｕｒａＳｈｉＯｅ　ＦｅｒｎＭｕｌｔ
ｉｐｌｉｃａｔｉｏｎ　）を用いて２８日間育成された
。

また、アロカシアリンダニイに対してはムラシゲ・シュ
ート・マルチブリケーションを用いた。

表１及び表２は、この発明による培養容器及び関連する
プロセスを用いた場合には、汚染は減少し成長速度は増
大すること、及び栽培変種植物から取られた各分裂組織
から生成される新しい培養組織及び苗の数が増大するこ
とを示している。例えば、表１のアロカシアリンダニイ
は、従来型の容器及びプロセスにおいては６００個の培
養につき１７２個の汚染された培養組織があるのに対し
、この発明による培養容器及びプロセスにおいてはたっ
た２５個の培養組織が汚染されるだけであることを示し
ている。従って、この発明は汚染された培養組織を約８
５％減少させたことになる。表２はこの発明による培養
容器及びプロセスを用いたアロカシアリンダニイの培養
組織の成長は第１段階においては従来型のプロセスに対
して平均重量が約４．５倍に増大し、第２段階において
は従来型のプロセスに対して約４．４倍に増大し、第３
段階においては従来型のプロセスに対して約３．６倍に
増大することを示している。３つの段階全体では、この
発明による培養容器及びプロセスにおける成長速度は従
来型の容器及びプロセスにおける成長速度の約４倍であ
った。

以下は、この発明による改良された新しい培養容器及び
培養プロセスの別の使用例である。

ネフロレビス・エグデルテイタ・ホイットマニイと呼ば
れるシダに対してミクロ繁殖の実験を行ない、この発明
による培養容器及びプロセスを用いた場合の結果を、従
来型の容器及びプロセスを用いた場合に得られる結果と
比較した。第１段階〜第４段階に対しこの発明による培
養容器及びプロセスを用いた場合について最初に説明を
行ない、その後で従来型の容器及びプロセスを用いた場
合について説明する。

この発明による培養容１−　びプロセス第１段階に用い
られる培地を作るために、予め混合された４、４ｇのム
ラシゲ・ミニマル・オーガニック・ミディアムと３Ｃ１
のサッカロースを５００ｄの蒸溜水に加えた。溶液を成
分が溶解するまで撹拌した。次に、さらに蒸溜水を加え
て溶液を最終的に１０００ａｉ！にした。その後、溶液
のｐｌ＋を５．５に調節した。次に、８ｇの寒天を加え
、寒天が溶解するまで混合物を加熱した。次に、５−の
培地を培養パック容器５０の２００個のセル−ルア２の
それぞれへ移した。その後、セルールのシールされてい
ない入口を非吸収性のペーパータオルで覆い、培養容器
を１５ｐｓｉ（１０５５’Ｊ／ｃｄ）で１５分間オー］
・クレープに入れた。培養容器は温かいうちにオートク
レーブから取出し、層流フードの下に置いて冷却した。

分裂組織を準備するために、予め選抜された親植物から
２５０個のシダ芽茎（ＳｔＯＩＯｎ）を取出し、無菌ガ
ーゼで包んだ。芽茎をくるんだこのガーゼの包みを５０
Ｃ）ＩＲｌの殺菌された蒸溜水に浸し、そこへ２滴の湿
潤剤を加えた。湿潤剤としては、オハイオ州シンシナチ
（Ｃｉｎｎｃｉｎａｔｉ、０ｈｉｏ）のブロクタ・アン
ト・ギャンブル（ｐｒ’ｏｃｔｅｒ　＆Ｇａｍｂｌｅ）
によって製造されているバルモリブ・グリーン（Ｐａｌ
ｍｏｌｉｖｅ　Ｇｒｅｅｎ）がある。

上述した包みを３分間超音波処理した。次に、包みを無
菌容器内に置き、５００ｄの１０％次亜塩化ナトリウム
溶液に浸し、湿潤剤を２滴加えた。

容器はきつくフィツトする蓋で覆い、１分間手で勢いよ
く振った。次に容器を超音波洗浄器内に置き、１０分間
超音波洗浄した。その後、容器を取出して９０％のイソ
プロピルアルコール溶液をスプレし、層流フード内に置
いて空気で乾燥した。

蓋を取って、１０％の次亜塩化ナトリウム溶液を捨てた
。

次に、芽茎をくるんだガーゼの包みを無菌蒸溜水で３度
）Ｖいた（各濯ぎの時間は約３分であった）。包みを容
器から取出し、層流フード下の無菌作業面上に置き、ガ
ーゼの包みを開いた。きれいな芽茎を分離し、約１イン
チ（２，５４１）の長さの活動的な成長端を各芽茎から
取出した。活動的な１つの成長端を培地の入ったセル−
ルア２の各々の中へ設置した。

各セルールの上部はワイヤー・シー５（ｗｉｒｅｓｅａ
ｌｅｒ）を用いて３００″Ｆ（１４９℃）で１０秒かけ
てヒートシールした。次に、培養容器にはラベルを付け
、すべての組織がそのように設置されるまでこのプロセ
スを繰返した。

培養容器は培養室内に設置されるが、この培養室は８０
丁（２６，７℃）に保たれ、２４時間周期で１６時間は
光を当て、８時間は暗闇にされるようになっている。培
養組織は２４時間ごとに汚染及び成育が調べられた。

第１段階の最初の５日間において、２００個の培養組織
のうち２６個が汚染された。１０日目の終りには、残り
の培養組織全部に幾らか初期成長が見られた。２０日目
には、すべての培養組織において幾らか葉が成長してい
ることがわかった。

そして、２８日目には培養組織は第２段階の増殖に対す
る準備が整っていた。

第２段階で用いられる培地を作るために、予め混合され
た４、６ｇのムラシゲ・フ？−ン・？・ルチプリケーシ
ョン・ミディアムと３０ｇのサッカロースとを、５００
Ｉｄの蒸溜水に加えた。この混合物を溶液が形成される
まで撹拌した。さらに蒸溜水を加えて溶液を１０００ｄ
にした。ｐＨは５．３に調節した。次に、溶液に８ｇの
寒天を加え、寒天が溶解するまで溶液を加熱した。そし
て、５１Ｉｌの溶液を培養容器５０の２００個の新しい
セル−ルア２各々に入れた。セルールの開いている入口
を非吸収性のベーパータオルで覆い、培養容器を１５ｐ
ｓｉ　　（１０５５ｇ／Ｃｉ）で１５分間オートクレー
ブの中に入れた。まだ温かいうちに、培養容器を層流フ
ードへ移して冷却した。

第１段階で得られた培養組織を準備するため、第１段階
で得られた活動的できれいな培養組織の入った培養容器
を、まず１０％の次亜塩化ナトリウム溶液の中に３分間
浸した。次に、培養容器を取出して、蒸溜水で濯いだ。

培養容器を無菌ベーパータオルで拭き、層流フード下の
無菌作業面上に置いた。

無菌化された１１番メスを用いセルールの中央を長手方
向に切ることによって、１つのセルールを１度に開封し
た。無菌化された器具で組織標本を取出し、無菌作業面
上に置いた。取出した組織標本に活発な成長点が１つ以
上存在する時には、組織標本は分割されて１つずつの成
長点が存在するようにした。こうした成長点の各々は、
第２段階の増殖培地を入れて用意されたセルール内に植
えられる。セルール内に組織標本を入れた後、前述した
ワイヤシーラを用いてセルールをヒートシールした。

次に、第２段階の培養容器にラベルを付け、培養室に移
した。培養室は８０’Ｆ（２６，７℃）で２４時間ごと
に１６時間は光が当てられ、８時間は暗闇にされるよう
になっている。培養組織の汚染と成育を２４時間ごとに
チェックした。

２８日間にわたるテスト期間の間、いずれの培養組織に
も汚染は見られなかった。最初の１０日間はすべての培
養組織において成育が促進された。

２８日目には培養組織は第３段階に対する準備が整った
。

第３段階で用いられる。培地を作るために、予め混合さ
れた４、４ｇのブリトランスプラント・ミディアムと３
０ｇのナッカロースを５０（７の蒸溜水に加えた。この
混合物は成分が溶解するまで撹拌した。さらに蒸溜水を
加えて溶液を１０００１ｎｆ！。

にした。ｐＨは５．５に調節した。８ｇの寒天を加え、
寒天が溶解するまで溶液を加熱した。５−の培地を第３
段階で用いられる新しい培養容器５０の各セル−ルア２
内に入れた。第３段階で用いるセルールの開いたままに
なっている入口を非吸収性のペーパータオルで覆い、培
養容器を１５ｐｓｉ（１０５５９／　ｃｉ　）で１５分
間オートクレーブに入れた。まだ温かいうちに培養容器
をオートクレーブから取出し、層流フード内に買いで冷
却した。

第２段階で得られた組織標本を第３段階における培養源
（ＳＯｔｌｒＣｅ　ｍａｔｅｒｉａｌ）として使用した
。第２段階で得られた培養容器をまず１０％の次亜塩化
ナトリウム溶液の中に３分間浸し、次に蒸溜水中で濯い
だ。培養容器を無菌ペーパータオルで拭き、層流フード
下の無菌作業面上に置いた。無菌メスで中央部を長手方
向に切ることによって、培養容器のセルールを開封した
。組織を取出して無菌作業面上へ置き、無菌蒸溜水で濯
いだ後、無菌ペーパータオルで拭いて乾かした。次に、
各組織標本の重量を測った。標本当りの平均重量は４．
５９であった。

次に第２段階で得られた組織を第３段階の良好な成長を
容易に維持できるように、多数の活発な成長組織片に分
割した。各組織片を新しい培養容器のセル−ルア２内に
入れた。セルールはワイヤー・シー５を用いて３００″
Ｆ（１４９℃）で１０秒かけてシールした。

次に、培養容器にラベルを付は培養室に移した。

培養室は８０″Ｆ（２６，７℃）に保たれ、２４時間周
期で１６時間は光が当てられ、８時間は暗闇にされるよ
うになっている。培養組織の汚染と成育を２４時間ごと
にチェックした。

第３段階における２８日のテスト期間では、どの培養組
織にも汚染は見られなかった。最初の１週間で根の発達
が見られ、２３！ｌ目の終りまでに葉が十分に繁った。

２８日の後、得られた苗は第４段階に対する準備が整っ
ていた。層流フード下において、培養容器から苗を取出
し、蒸溜水で）Ｕぎ、拭った後で重量を測定した。組織
標本当りの平均重量は５．４ｇであった。

従来型のプロセス 従来型のプロセスに用いられる培地の作成は上述した方
法と同じであるが、２倍の聞の培地が作られることと、
この発明による培養容器に入れる代わりに、１０ｄの培
地は２００本の２５Ｘ１５０ＩＩＩＩＲの無菌試験管に
入れられる点が異なる。試験管は従来型のプラスチック
キレツブで栓をした。

ネフロレビス・エグザルテイタ・ホイットマニイからの
組織の準備も、上述した方法と同様にして行なったが、
第１段階を行なって得られた結果は、非常に違ったもの
であった。最初の５日間で２０個の培養組織が汚染され
、２８日間にわたる第１段階が終了した時にはさらに２
６個の培養組織が汚染された。すべての組織標本がある
程度の成長を見せるのに１５日以上かかり、２０日目ま
でにたった半分の組織標本が菜を成育させたたけであっ
た。

第２段階に用いられる培地もまた２倍の量が用意された
ことを除いて同様であり、第２段階の試験管に入れられ
た。第１段階で用いた試験管はキャップを通して漏れが
生じるため、次亜塩化ナトリウム溶液に浸すことができ
なかった。そのかわりに、層流フード下で、試験管の外
側表面を９０％のイソプロピルアルコール溶液をスプレ
ーすることによって無菌化してから、第１段階の試験管
から組織標本を取出し、第２段階の容器に入れた。

第２段階の成長における最初の５日間で１８個の培養組
織が汚染され、１４日目から２８日目までの間にさらに
３８個の標本が汚染によって失われた。１０日目になっ
てはじめて組織標本の成長に促進が見られた。２８日間
にわたる第２段階が終了した時、標本当りの平均重量は
この発明による培養容器及びプロセスを用いた場合の４
，５ｇに対して、たったの１．３ｇであった。

第３段階に対してもまた、この発明によるプロセスで用
いられる吊の２倍の培地が用意され、第３段階で用いる
各試験管の中に入れられた。また、第２段階の試験管も
、次亜塩化ナトリウム溶液にひた寸かわりに、層流フー
ド下においてアルコール溶液を試験管の外側表面にスプ
レーした。

第３段階の成長における最初の５日間で１８個の培養組
織が汚染された。１４日目から２８日目の間で、さらに
３５個の標本が汚染された。１４日目まで大部分の標本
において根の発達は見られなかった。また、２４日目ま
では葉の発達は少しも見られなかった。２８日間にわた
る第３段階が終了した時、標本当りの平均ｆｆ１ｆｔｉ
はこの発明による培養容器及びプロセスを用いた場合の
５．４ｇに対して、たったの１．３ｇであった。この時
点において、大部分の標本は第４段階に移る準備が整っ
ていなかった。第４段階へ移るために必要な大きさと成
熟度に達するには、これらの標本に対し第３段階をさら
に約４５日行なう必要があると思われる。

例■：組　今　によるレタスの 以下で説明するように、この発明による培養容器及びプ
ロセスを用いた組織培養によってレタスの育成を行なっ
た。

第１段階で用いる培地の準備は、ネフロレビス・エグザ
ルテイタ・ホイットマニイに対して上述したのと同様に
して行なった。

パターリーフ（ｂｕｔｔｅｒ　１ｅａｆ）として知られ
ている頭なしくｎｏｎ−ｈｅａｄ　ｉ　ｎｇ　）レタス
の品種を選択した。

この品種は種からの成長期間が通常４５〜５０日である
。まず、温室で育てられた３０本の植物のアビカルドー
ム（ａｐｉｃａｌ　ｄｏｍｅ）から組織を取出した。菜
を剥がし、根を取除いて茎を露出させて、それを流水で
濯いだ。その後、アビカルドームを取出した。

アビカルドームをきれいな容器に入れ、１０％の次亜塩
化ナトリウム溶液に浸した。次に、溶液へ湿潤剤を２滴
加えた。その後、溶液を１０分間超音波処理し、組織を
無菌蒸溜水の中で３度）Ｕいだ。

層流フード下において、まだ葉で覆われている最終の組
織標本を植物の主要アビカルドームから切取り、３〜４
回分割して１００個の組織標本を作った。それぞれの組
織標本を第１段階で用いる培地５−が既に入れられてい
る培養容器５０のセル−ルア２内に１ｌＱｅした。その
後、各セルールを３０’Ｏ丁（１４９℃）で、１０秒間
かけてワイヤー・シーうでシールした。培養容器はラベ
ルを付けた後、例■において説明したのと同様の温度及
び照明条件に維持されている培養室に移した。培養組織
に対し２４時間ごとに成育と汚染を調べた。

最初の５日間において３５個の培養組織が汚染されたが
、それ以上の汚染は生じなかった。５８目には残りの培
養組織すべてにおいて充分な根の発達が見られた。７日
月の終りまでには、すべての培養組織が葉を成長させ、
活発に成長を行なっていた。１０日目の終りまでには組
織の重量がすさまじく増大していた。この時点において
、大部分の培養組織は１インチ（２，５４ｃｍ）の長さ
の菓を成長させていた。２８日目までには、葉の平均寸
法は３インチ（７，６２α）となり、すべての培養組織
が第２段階に対する準備を整えていた。

第２段階で用いる培地を作るために、４．８ｇのムラシ
ゲ・ブリミックスト・マルチプリケーション・ミディア
ムＡ　（Ｈｕｒａｓｈｉｇｅ　ＰｒｅｉｉｘｅｄＭｕｌ
ｔｉｐｌｉｃａｔｉｏｎ　Ｍｅｄｉｕｍ　Ａ）と３０Ｓ
Ｆのサッカロースを５００ｄの水に加えた。この混合物
は成分が溶解するまで撹拌され、最終の溶液が１０００
ｄになるまで蒸溜水を加えた。ｐＨは５．５に調節した
。次に、８ｇの寒天を溶液に加え、寒天が溶けるまで溶
液を加熱した。こうして得られた培地を５ｄずつ培養容
器５０の各セル−ルア２内に入れた。セルールの開いた
入口を非吸収性のペーパータオルで覆い、培養容器を１
５ｐｓｉ　　（１０５５ｇ／ｃｄ）で１５分間オートク
レーブに入れた。まだ温かいうちに、培養容器を層流フ
ード内に置いて冷却を行なった。

第１段階において得られた培養組織を第２段階の培養組
織に用いた。

第１段階の培養容器を１０％の次亜塩化ナトリウム溶液
に３分間浸して、表面の殺菌を行なった。

次に培養容器を無菌水中で濯ぎ、無菌ペーパータオルで
拭いて乾かした。層流フード下において、各セルールの
中央を長手方向に切ってセルールを開封した。組織を取
出した後、層流フード下の無菌作業面上に置いた。組織
からすべての根及び葉を取除き、可能な場合には残った
組織を分割した。

分割された組織標本を新しい第２段階の培養容器に、１
つのセルールに１つの組織標本が入るようにして収容し
た。各セルールに組織標本を入れた後、ヒートシーラで
セルールをシールした。

培養容器はすべてラベルを付け、例■に対して説明した
のと同じ温度及び照明条件に維持されている培養室内に
置いた。培養組織は、２４時間ごとに成育と汚染を調べ
た。

第２段階の培養組織で汚染されたものはなかった。５８
目の終りまでに組織の重１にはかなりの増大が見られた
。１０日目までに、根の充分な発達、及び主菜の成長が
見られた。１５日目の終りまでには、はっきりと輪郭を
表した苗が所々に現われ側生芽（ｌａｔｅｒａｌ　ｂｕ
ｄｓ）が成長したことを示した。この側生芽は２８時間
にわたるテスト期間の終りまで成長を続けた。この時ま
でに十分に成育した苗はさらに二次培養（ｓｕｂｃｕｌ
ｔｕｒｅ　）を行なう準備が整った。

第３段階に用いる培地を用意するために、予め混合され
た４、４ｇのトランスプラント・ミディアム（ｔｒａｎ
ｓｐｌａｎｔ　ｍｅｄｉｕｍ）と３０ｇのサッカロース
を５００ｄの蒸溜水に加えた。この溶液は成分が溶解す
るまで撹拌した。溶液が最終的に１０００ｄになるまで
、ざらに蒸溜水を加えた。ｐｔｌは５．５に調節した。

この培地の５０Ｉｄｌを葉状野菜の成長を促進するよう
に設計された別の培養容器９０の中に分けて入れた。用
いた培養容器は１２インチ（３０，５国）の長さを有し
、ベースに３インチ（７，６２０Ｍ）の長さの根収容チ
ャンバが設けられている。

培養容器９０が有するセルール１２２の開いた入口を折
曲げて、ベーパークリップで閉じた。次に、培養容器９
０は１５ｐｓｉ　　（１０５５ｇ／Ｃｌ１）で１５分間
オートクレーブに入れた。まだ温かいうちに培養容器を
層流フードへ移し、冷却を行なつた。

第２段階で得られた活発な組織標本を培養源として使用
した。第２段階の培養容器を１０％の次亜塩化ナトリウ
ム溶液に３分間浸して、表面の殺菌を行なった。次に、
培養容器を無菌水中で濯ぎ、無菌ペーパータオルで拭い
た後に、ｌ！！流フード下の無菌作業面上に置いた。培
養容器９０のセルール１２２は、セルールの中央を長手
方向に切って開封した。その後、組織を取出して無菌作
業面上に置いた。

次に、８苗を主要な組織の塊から取出し、葉状野菜の育
成のために特別に設計された各培養容器９０の中央に置
いた。各培養容器９０の上部を、ワイヤー・シー５を用
いて３００″Ｆ（１４９℃）で１０秒間かけてシールし
た。培養容器はラベルを付けた後、例■に対して説明し
たような温度及び照明条件に維持されている培養室に移
した。

どの培養組織にも汚染は見られなかった。５８目の終り
までには、すべての組織が根を十分に発達させた。６日
日には葉の発達が見られ、その成長は非常に急速であっ
た。１５日目までにはすべての培養組織に３インチ（７
，６２１：ｌＩ）の長さの葉が観察された。３０日目に
は完全に成育した葉が観察された。そして、３５日目に
は完全なレタス野菜が収穫された。すべてのレタスが消
費に適した十分に発達した葉を有していた。このレタス
は、レタスの一番上から最も下の葉の底部までを測った
平均の長さがツイフチ（１７，８ＣＩＲ）であった。こ
のレタスはまた、内部も十分に成育しており、ぎっしり
詰まった葉を有していた。一般に、このタイプのレタス
は頭なしであり、種から同じ大きさの野菜に成育するた
めには４５〜５０日掛かる。

例■：種からのレタスの育成 種からレタスを成育させた時に、この発明による培養容
器と培養方法を用いるとレタスの成育が促進されるかど
うかを調べるために、実験を行なった。この実験は以下
のようにして行なわれた。

使用した培°地はムラシゲ・ミニマル・オーガニック・
ミディアムであり、３Ｃ１のサッカロースと８９の寒天
がネフロレビス・エグザルテイタ・ホイットマニイに対
して前述した方法によって中に溶解されている。最終的
なｐｌ＋は５．５に調節した。

次に、第７図に描かれている培養容器５０のセル−ルア
２中に５ｄの培地を入れた。

実験には、黒色種子シンプソンレタス（Ｂｉａｃｋ−ｓ
ｅｃｄｅｄ　Ｓｉｍｐｓｏｎ　Ｉｅｔｔｕｃｅ）を用い
た。市販されている２００個の秤をガーゼに包み、１０
％の次亜塩化ナトリウム溶液中に湿潤剤を２滴加えた溶
液中で１０分間超音波処理することによって表面を殺菌
した。次に、ガーゼの包みを取出し、無菌蒸溜水中で３
度濯いだ。）Ｕぎはそれぞれ３分間行なった。次に、ガ
ーゼの包みを層流フード下の無菌作業面上へ置き、種を
それぞれ１００個ずつのグループに均等に分けた。１０
０個の種をセル−ルア２のそれぞれにつき１個の種を入
れるようにして、培養容器５０のセル−ルア２の中へ植
えた。

種を各セル−ルア２に入れた後、セル−ルア２をシール
し、ラベルを付けて培養室の中に置いた。

培養室内における種の成長と汚染を日ごとに調べた。

残りの１００個の種は、ピートモス、パーライト及びひ
る石から成る種の初期混合培地（ｓｅｅｄｓｔａｒｔｉ
ｎｇ　ｍ１ｘ）に植えた。種は予め個らされた混合培地
の上に蒔き、土壌の中へ押込んだ。手箱（ｆｌａｔ）に
はラベルを付け、培養室の中に背いた。

培養室は培養容器に植えられた種と同じ照明及び温度条
件、例■において説明したものと同じ条件にした。

最初の５日間において、培養容器の３つの培養組織が汚
染された。３日目の終りまでにすべてのセルールにおい
て根の発達が見られ、４日目には生葉の発達が見られた
。５日目には培養容器内において十分に発達した苗木（
ｓｅｅｄ　Ｉ　ｉｎｇｓ）が観察された。

７日目の終りまでには、植えた種には成長が見られず、
何か問題の生じた疑いがあった。顕微鏡観察の結果、す
べての種が菌におかされていることがはっきりとした。

種の表面を無菌化したことで、自然のある種の菌防衛メ
カニズムが取除かれてしまったのではないかと思われる
。実験はこの時点で止め、以下に説明するように繰返し
て行なわれた。

２００個の黒色種子シンプソンレタスを上述しだらのと
同様にして得た。しかし、今回は培養容器内に植えるた
めの種を１００個だけ次亜塩化ナトリウム溶液で処理し
、上述したものと同様にして超盲波処理した。これら１
００個の種は、上述したものと同じ培地が入れられた培
養容器５０のセル−ルア２内に植えた。

処理されていない残りの１００個の種は、あらたに用意
され予め湿気を与えられた前述の混合土壌内に押込んだ
。次に、培養容器５０と処理されていない種が植えられ
た手箱の両方を培養室の中に置いた。培養室は８０’Ｆ
（２６，７℃）に保たれ、１日のうち１６時間は照明を
当てられ、８時間は暗闇にされた。培養容器と手箱の両
方は毎日汚染と発育を調べられた。手箱中の土壌は土壌
を湿らせるために毎日スプレーされた。

最初の５日間において、培養容器中の２つの培養組織が
汚染された。３日目には根の発育が見られ、４日目には
生葉の発育が見られた。５日目には十分に発育した苗木
が観察された。１００日目終りまでには、培養容器内の
苗木は長さが１インチ（２，５４ｃｍ）以上に成長し、
十分に発育した根の組織を持った。２０日間にわたるテ
スト期間の終りには、これらの苗木は培養容器のセルー
ルを十分に発達した葉で一杯にした。培養容器内の９８
％の種が成育した。

混合土壌に植えられた種のほんの３０％が、７日目にま
ず主菜の発育を見せた。８日目の終りまでには、１００
個の種のうち６８個だけが成育した。根は土壌の中であ
るため、根の発育については観察できなかった。最終的
に得られた苗木は平均の高さが１インチ（２，５４ｃｌ
ｌ）はどであり、１つあるいは２つの副菜を付けていた
。さらに８つの苗木が失われた。テスト期間の終った時
には、最初に土壌へ植えられた開始時の種の６０％だけ
が苗木を成長させた。

この実験は第７図に描かれているような培養容器５０を
用いて行なったが、この発明によるプロセスを用いて成
育された種の成長速度が速いことから、レタスは秤から
培養容器内で成育させた方が好ましい。というのは、こ
の場合には得られた苗木を培養容器５０から培養容器９
０へ移す必要がないからである。培養容器９０及び種そ
のものの低価格性のおかげで成育しなかった種を収容し
ている培養容器９０を容易に識別し、捨て去ることがで
きる。さらに、苗を培養容器５０から培養容器９０へ移
す段階がなくなることで、そうでない場合に被むる非常
な労力を不要にしてくれる。

例■：菌類及びバクテリア生成及び培養段。

この発明による培養容器及び方法が、バクテリア及び菌
類の培養の成長、隔離、及び貯蔵を可能にするかどうか
を調べるためにテストを行なった。

テストは以下に説明する方法で行なわれた。

菌培養： ３０ｇのナツ力ロースと８ｇの寒天を含む半固形のミニ
マル・オーガニック・ミディアムを、ネフロレビス・エ
グザルテイタ・ホイットマニイに対して前述した方法に
よって用意した。最終のｐＨは５，５に調節した。次に
、５ｄの培地を第７図に描かれている培養容器５０のセ
ル−ルア２内に入れた。次に、培養容器５０を２５０″
Ｆ（１２１℃）、１５ｐｓｉ　　（１０５５ｇ／ａｉ）
でオートクレーブに入れた。その後、培養容器を層流フ
ード内に置き、冷却を行なった。培養容器５０の幾つか
のレルール７２に黒変病菌を接種した。これは、黒変病
菌の純培養中へ無菌接種ループ（ｓｔｅｒｉｌｉｎｎＯ
ｃＬＩＩａｔｉｏｎ　１ｏｏｐ）を挿入し、取出した後
、培養容器５０のセル−ルア２内へ挿入することによっ
て行なった。接種ループはセルールの中央に置いて、培
地と接触するまで下方へ動かした。ループを再び殺菌し
、培養容器５０のすべてのセル−ルア２に接種が行なわ
れるまでプロセスを繰返した。

培養容器５０はヒートシールされ、ラベルを、付けて培
養室内に置いた。このプロセスはリゾバス・ストロニフ
？　（Ｉｔｈｉｚｏｐｕｓ　５ｔｏｌｏｎｉｆｅｒ）及
びペニシリウム・イタリカム（Ｐｅｎｉｃｉｌｌｉｕｍ
　ｉｔａｌｉｃｕｍ）の純粋培養を用いて、幾つかの培
養容器５０に対し繰返された。

培養室；５５０のセル−ルア２の間において相互汚染が
起っているかどうかを調べるために、次のような方法で
幾つかの培養容器に接種を行なった。

培養容器５０の１番目、３番目、５Ｗ目のセル−ルア２
をそれぞれ黒変病菌、リゾパス・ストロニファ及びペニ
シリウム・イタリカムによって接種を行ない、２番目及
び４Ｗ目のセルールは無菌培地のみを含むようにしてお
いた。培養容器はシールを行ない、接秤菌を含む各セル
ールにはラベルを付けた。培養容器は培養室の中に置い
た。

５日後、すべての培養について成長と菌を目視で調べた
。接種が行なわれた培養はすべて成長が促進され、接種
の行なわれなかったセルールでは成長が見られなかった
。培養は６ケ月の間に数回調べられた。培地が消費され
るにつれて菌の成長速度は低下したが、培養は生育可能
であった。培地はほとんど、あるいは全く乾燥しなかっ
た。また、結果として得られた菌培養は純粋であるよう
に見えた。すなわら、外部の微生物あるいは他の菌培養
からの汚染はないように見えた。

バクテリア培１１！： 幾つかの培養容器５０に菌培養に対して前述した純粋培
養から得られたバクテリア・セラチア・マーセンス（ｂ
ａｃｔｅｒｉａ　５ｅｒｒａｔｉａ　ａ＋ａｒｃｅｓｃ
ｅｎｓ）を接種した。

５日後に、培養を目視で調べ、その後６ケ月の間に数回
チェックを行なった。培養容器の接種が行なわれたセル
ールではすべてセラチア・マーセンスの成長促進が見ら
れた。あるバクテリア培養においては、周囲大気とのガ
ス交換が最も多い場所である培養容器の膜の内側表面へ
向けてバクテリアの移動が見られた。接種の行なわれな
かった培養容器のセルールでは、バクテリアの成長ある
いは汚染が見られず、接種の行なわれたものは純粋であ
るように見えた。６ケ月目の終りには、乾燥による培地
の損失がほとんどあるいは全くなく、すべての培養が生
育可能であった。

ある微生物は空気なしで生息し、成長を行なう。

まだそうした実験は行なっていないが、このような微生
物を培養するための培養容器ではこの実施例で用いられ
ているポリエチレンよりも浸透性の劣る材料で形成し、
周囲環境と右機体との間のガス交換を防止するようにで
きる。同様に、ある種の微生物は暗闇を好んだり、ある
いは必要とする。

こうした微生物を培養する場合には、不透明な材料で膜
を形成すればよい。

上述した例■〜■は、この発明による培養容器及び方法
が植物のミクロ繁殖及び組織培養において著しい改善を
もたらすことを示している。また、培養される植物の品
種が園芸植物、農業植物、あるいは水生植物であっても
同じような改善が得られる。この発明は、動物及び人間
の組織培養においても同様に茗しい改善をもたらしてく
れるであろう。例■はここで説明された培養容器及び方
法がウィルス、単細胞藻類、菌類、及びバクテリアのよ
うな微生物の培養に対しても効力を有し、培養されてい
る微生物が培養容器から逃げて汚染したり、あるいは他
のものに感染することを防止できることを示している。

上述した実施例は単に説明のためのものであり、発明を
制限するものではない。従って、この発明による培養容
器及び培養方法は発明の精神及び範囲から逸脱しない限
り、いかなる形によって実現することも可能である。

【図面の簡単な説明】

図面はこの発明による培養容器の一実施例を示しており
、第１図は培養容器の正面図、第２図は培養容器の材料
を拡大して示している第１図の２−２線断面図、第３図
は培養容器の材料を拡大して示している第１図の３−３
線断面図、第４図は第１図の培養容器内で培養されてい
る分裂組織標本を示す図、第５図は第１段階から得られ
第１図の培養容器中で第２段階における増殖が行なわれ
ている初期組織標本を示す図、第６図は第１図の培養容
器に入れられた第３段階の苗の成長を示す図、第７図は
第１図に描かれているようなタイプのセルールを有する
培養容器を示す図、第８図は第１図及び第７図に示され
ている培養容器の別の実施例に対する斜視図、第９図は
開いた状態にある第８図の培養容器の正面図、第１０図
は開いた状態にある第９図の培養容器の側面図、第１１
図は第９図の培養容器の平面図、第１２図は閉じた状態
にある第８図の培養容器の正面図、第１３図は第１２図
の培養容器の平面図である。 １２．９２・・・膜 ３０、３０８．７２．１２２・・・セルール４０、４４
．４８．７６・・・培地 １３０・・・葉収容チャンバ １３２・・・根収容チャンバ １３４・・・ネック 出願人　アゲリスター・インコーボレーテツド代理人　
弁理士　岡田英彦（外３名） ＦＩＧ、　／Ｉ ＦＩＧ、　／３

Claims (24)

【特許請求の範囲】
1. （１）有機体を培養するための培養容器であって、有機
   体を収容するためのセルールを形成する膜から成り、こ
   の膜が有機体を周囲環境中の生物的汚染物からシールし
   ている培養容器。
2. （２）前記膜が、それを通して酸素及び二酸化炭素を拡
   散させることのできる特許請求の範囲第１項記載の培養
   容器。
3. （３）前記膜が、ウィルスの大きさより小さい隙間を持
   つた分子構造を有する特許請求の範囲第１項記載の培養
   容器。
4. （４）前記膜が、０．０１μｍ以下の寸法の隙間を有す
   る特許請求の範囲第１項記載の培養容器。
5. （５）前記膜が、高密度のポリエチレンから形成されて
   いる特許請求の範囲第１項記載の培養容器。
6. （６）前記膜が、０．９４ｇ／ｃｃ〜０．９６ｇ／ｃｃ
   の範囲内の密度を有するポリエチレンから形成されてい
   る特許請求の範囲第１項記載の培養容器。
7. （７）前記膜が、透明な材料から形成されている特許請
   求の範囲第１項記載の培養容器。
8. （８）細胞の成長を行なうためのコンビネーションであ
   つて、生育する細胞と、この細胞の生育及び再生を助け
   るための培地と、前記生育する細胞及び培地を収容する
   ためのセルールを形成するポリマから成る膜とを有し、
   前記膜が前記細胞及び培地を周囲環境中の生物的汚染物
   からシールしているコンビネーション。
9. （９）前記ポリマから成る膜が、それを通して酸素及び
   二酸化炭素を拡散させることのできる特許請求の範囲第
   ８項記載のコンビネーション。
10. （１０）前記膜が、ウィルスの大きさよりも小さい隙間
    を持った分子構造を有する特許請求の範囲第８項記載の
    コンビネーション。
11. （１１）前記膜が、高密度のポリエチレンから形成され
    ている特許請求の範囲第８項記載のコンビネーション。
12. （１２）培地中において組織のミクロ繁殖を行なうため
    の培養容器であって、少なくとも１つのチャンバを形成
    するポリエチレン材料から成り、前記チャンバが組織及
    び培地を受容するための開口部を有し、前記チャンバに
    組織及び培地が受容された後、前記チャンバが閉じられ
    るようになっている培養容器。
13. （１３）前記チャンバが、隣接する前記ポリエチレン材
    料の層を予め決められた位置においてくっつけることに
    よって形成される特許請求の範囲第１２項記載の培養容
    器。
14. （１４）前記チャンバが、前記ポリエチレン材料から成
    るシートを折り曲げ、開いている側部をヒートシールす
    ることによって形成される特許請求の範囲第１３項記載
    の培養容器。
15. （１５）前記隣接するポリエチレン材料の層が、ヒート
    シールされて複数のチャンバを形成している特許請求の
    範囲第１３項記載の培養容器。
16. （１６）前記ポリエチレン材料が１．２５ミル（０．０
    ３１８ｍｍ）の厚さを有する特許請求の範囲第１２項記
    載の培養容器。
17. （１７）培地中において組織のミクロ繁殖を行なうため
    の培養容器であって、半浸透性かつ透明な材料から形成
    された隣接する層から成り、この隣接する層が予め決め
    られた位置において一体にくっつけられて組織及び培地
    を受容するための複数のセルールを形成し、組織及び培
    地を受容した後前記セルールが閉じられて組織が周囲環
    境から完全に閉じ込められ、前記半浸透性かつ透明な材
    料が隙間を持つた分子構造を有し、この隙間がその中を
    通り抜けて酸素及び二酸化炭素を拡散させる一方でウィ
    ルスによる生物的汚染物は通過させない寸法を有する培
    養容器。
18. （１８）培地中において葉状野菜の組織を繁殖させるた
    めの培養容器であつて、葉状野菜の組織及び培地を受容
    するためのセルールを形成する透明な膜から成り、前記
    膜が組織を周囲環境中の生物的汚染物からシールすると
    共に、膜を通して酸素及び二酸化炭素を拡散させ、前記
    セルールが葉収容チャンバ及び根収容チャンバを有し、
    前記葉収容チャンバと根収容チャンバとの間に開口部が
    設けられているために、組織の根の部分が前記葉収容チ
    ャンバから間口部を通つて培地の入つている根収容チャ
    ンバへ延びるようになった培養容器。
19. （１９）培養容器の中において有機体を培養するための
    方法であって、有機体及び培地を半浸透性かつ透明の膜
    から形成された培養容器に挿入する段階と、このセルー
    ル内に有機体を閉じ込める段階と、有機体を周囲環境中
    の生物的汚染物からシールする段階とを有する培養方法
    。
20. （２０）前記膜を通して有機体に光を当てる段階が設け
    られている特許請求の範囲第１９項記載の培養方法。
21. （２１）前記膜を介する浸透によって、酸素及び二酸化
    炭素を拡散させる段階が設けられている特許請求の範囲
    第１９項記載の培養方法。
22. （２２）ミクロ繁殖を用いた培養方法であつて、初期培
    養を行なうのに適した培地を培養容器の第１のセルール
    内に入れる段階と、組織標本を第１のセルール内に入れ
    、組織標本と培地を周囲環境中の生物的汚染物からシー
    ルする段階と、初期培養を行なう段階と、組織標本の一
    部を増殖培地を有する別の培養容器の第２のセルールに
    移す段階と、移された組織標本の一部を複数の組織標本
    に増殖する段階と、得られた複数の組織標本の１つを各
    植物の形成に適した培地を有する別の培養容器の第３の
    セルールに移す段階とを有する培養方法。
23. （２３）種から葉状野菜を生産する培養方法であつて、
    培養容器のセルールに培地を挿入する段階と、セルール
    内に種を入れる段階と、種をセルール内に閉じ込め、種
    を周囲環境中の生物的汚染物からシールする段階と、葉
    及び根が生育した後、培養容器から育った苗を取り出す
    段階とを有する培養方法。
24. （２４）前記苗を葉状野菜の培養容器が有する葉収容チ
    ャンバへ移し、根の部分を培地の入った根収容チャンバ
    内へ延ばす段階と、葉状野菜を葉状野菜の培養容器から
    取り出す段階とが設けられている特許請求の範囲第２３
    項記載の培養方法。