JPS6152737B2 - - Google Patents
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- JPS6152737B2 JPS6152737B2 JP57038239A JP3823982A JPS6152737B2 JP S6152737 B2 JPS6152737 B2 JP S6152737B2 JP 57038239 A JP57038239 A JP 57038239A JP 3823982 A JP3823982 A JP 3823982A JP S6152737 B2 JPS6152737 B2 JP S6152737B2
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Description
【発明の詳細な説明】
本発明は、可逆的なカプセル化方法、すなわち
個々の細胞、組織断片または微生物であるコア物
質をカプセル化し、後でカプセル膜を選択的に破
壊することによりこの物質を放出するのに使用で
きるカプセル化方法に関する。DETAILED DESCRIPTION OF THE INVENTION The present invention provides a reversible encapsulation method, i.e., encapsulating a core material, which may be an individual cell, tissue fragment or microorganism, and later releasing this material by selectively disrupting the capsule membrane. Concerning encapsulation methods that can be used for release.
本発明の1つの重要な具体例として、生存細胞
を後で製造されたカプセル膜内から破壊せずに放
出し得るようにマイクロカプセル化することが含
まれる。 One important embodiment of the present invention involves microencapsulating viable cells so that they can later be released from within the manufactured capsule membrane without disruption.
「生存組織のカプセル化および組織移植法」と
題する米国特許出願御24600号は、本質的にどの
ような固体物質であれ液体物質であれこれを半透
過性または実質的に不透過性の膜内にカプセル化
するのに使用できるマイクロカプセル化技術を開
示している。この方法の顕著な利点は、カプセル
膜が形成される条件が、生細胞を破壊するような
有毒また変性化剤、極端な温度あるいはその他の
条件を全く含まないことである。したがつて、こ
の出願の方法は、生存能力を留め健康状態にある
生存物質をマイクロカプセル化するのに十分に適
合する。この方法は、膜の透過性をある程度制御
することを許容するから、いまでは、原核細胞、
真核細胞またはその他の源の細胞培養液をマイク
ロカプセル化し、培養液の細胞を汚染バクテリヤ
や高分子量免疫グロブリン、その他の潜在的に有
毒なフアクタから保護し、それらを生存能力の継
続および進行中の代謝機能に十分適合する極小環
境内に限定するようにすることが可能である。マ
イクロカプセルを、包含される生存細胞の成長を
促進するに十分の従来の培養媒体内に浮遊させる
と、マイクロカプセル化された細胞は、代謝に必
要とされ膜を通して拡散する物質を摂取し、また
代謝生成物をカプセル膜を介して周囲媒体中に排
出することが自由にできる。 U.S. patent application Ser. Discloses microencapsulation techniques that can be used to encapsulate. A significant advantage of this method is that the conditions under which the capsule membrane is formed do not include any toxic or denaturing agents, extreme temperatures or other conditions that would destroy living cells. The method of this application is therefore well suited for microencapsulating living materials that remain viable and in a healthy state. Since this method allows some control over membrane permeability, it is now possible to
Microencapsulation of cell cultures of eukaryotic cells or other sources protects the cells in the culture from contaminating bacteria, high molecular weight immunoglobulins, and other potentially toxic factors, and protects them from continued viability and ongoing development. can be confined within a minimal environment that is sufficiently compatible with the metabolic functions of the human body. When the microcapsules are suspended in a conventional culture medium sufficient to promote the growth of the viable cells encapsulated, the microencapsulated cells take up substances needed for metabolism and diffuse through the membrane; Metabolic products are free to be excreted through the capsule membrane into the surrounding medium.
本発明は、カプセル化された個々の細胞、組織
断片または微生物であるコア物質に認め得るほど
の破壊を生じさせることなく上述の出願に記載さ
れるマイクロカプセル化工程中に合成される特定
の膜を選択的に破壊する方法に係る。詳述する
と、本発明の方法は、少なくとも2種の水溶性成
分、すなわち複数の陽イオン部分を含む重合体、
すなわちポリリシンと、複数の陰イオン部分を有
する重合体、すなわちアルギン酸ナトリウムガム
とから形成された水不溶性マトリツクスより成る
膜で実施される。2成分は、陰イオン部分と陽イ
オン部分間の塩の架橋により結合されてマトリツ
クスを形成する。 The present invention relates to specific membranes synthesized during the microencapsulation process described in the above-mentioned applications without appreciable disruption to the core material, which is the encapsulated individual cells, tissue fragments or microorganisms. It relates to a method of selectively destroying. Specifically, the method of the present invention comprises at least two water-soluble components, i.e., a polymer containing a plurality of cationic moieties;
That is, a membrane consisting of a water-insoluble matrix formed from polylysine and a polymer with multiple anionic moieties, namely sodium alginate gum. The two components are joined by salt bridges between the anionic and cationic moieties to form a matrix.
本発明の方法は、上述の形式の膜を陽イオン、
好ましくは単原子または非常に低分子量の多価陽
イオンの溶液、および複数の陰イオン部分を有す
る離脱(ストリツプ)用重合体、すなわちヘパリ
ンの溶液にさらす段階を含む。好ましくは、これ
らの溶液は混合されるのがよい。ヘパリンの陰イ
オン電荷は、塩の架橋を破壊するのに十分の大き
さとすべきであり、また好ましくは膜のアルギン
酸ナトリウムの電荷密度に等しいかそれより大と
すべきである。溶液は、カプセルと接触され、カ
プセル膜のアルギン酸ナトリウムの陰イオン部分
に対して陽イオンすなわちカルシウムイオンを膜
中のポリリシンと競合させる。同時に、ヘパリン
が、重合体鎖上の陽イオン部分に対してアルギン
酸ナトリウムと競合する。これにより、カプセル
膜は「軟化」すなわち「解放」される。破壊を完
成させるため、カプセルは洗浄され、ついでアル
ギン酸ナトリウムと関連するカルシウムイオンを
除去するため、封鎖剤にさらされる。好ましい封
鎖剤は、くえん酸イオンまたはEDTAイオンのよ
うなキレート化剤である。重要な具体例の場合の
ように、カプセルが生細胞を含む場合は、封鎖剤
を等張性の塩水溶液と混合するのが好ましい。 The method of the present invention uses membranes of the type described above for cations,
The method includes exposure to a solution of polyvalent cations, preferably monoatomic or very low molecular weight, and a stripping polymer, ie, heparin, having multiple anionic moieties. Preferably, these solutions are mixed. The anionic charge of heparin should be large enough to break the salt cross-links and should preferably be equal to or greater than the charge density of the membrane's sodium alginate. A solution is contacted with the capsule, causing the cations, calcium ions, to compete with the polylysine in the membrane for the anionic portion of the sodium alginate in the capsule membrane. At the same time, heparin competes with sodium alginate for cation moieties on the polymer chains. This "softens" or "releases" the capsule membrane. To complete the destruction, the capsule is washed and then exposed to a sequestering agent to remove the calcium ions associated with the sodium alginate. Preferred sequestering agents are chelating agents such as citrate or EDTA ions. If the capsule contains living cells, as is the case in important embodiments, it is preferred to mix the sequestering agent with an isotonic aqueous saline solution.
好ましい封鎖剤はくえん酸ナトリウムである。 A preferred sequestering agent is sodium citrate.
本発明はまた、生細胞を保護環境内にカプセル
化し、後で細胞を放出する方法を企画する。すな
わち、本発明は、どのような種類の原体でもその
生細胞培養液を殺菌された安定化環境内に維持す
るパツケージとして記述され得るものを提供す
る。培養液は、そこで通常の代謝、さらには有糸
分裂をも行なうことができ、後でそこから放出で
きるものである。 The present invention also contemplates a method of encapsulating living cells within a protective environment and later releasing the cells. Thus, the present invention provides what can be described as a package that maintains a live cell culture of any type of drug substance in a sterile, stabilizing environment. The culture fluid can then undergo normal metabolism and even mitosis and be released therefrom at a later time.
したがつて、本発明の目的は、生細胞を透過性
膜内にカプセル化し、後で膜を選択的に破壊して
細胞を放出する方法を提供することである。 It is therefore an object of the present invention to provide a method for encapsulating living cells within a permeable membrane and later selectively disrupting the membrane to release the cells.
本発明の他の目的は、膜を選択的に破壊する方
法を提供することである。 Another object of the invention is to provide a method for selectively destroying membranes.
本発明のさらに他の目的は、近接の生組織に破
壊を生ずることなく膜を破壊することである。 Yet another object of the invention is to disrupt membranes without causing disruption to adjacent living tissue.
本発明のさらに他の目的は、微細に分割された
物質、液体および溶液をカプセル化し、後で放出
する方法を提供することである。 Yet another object of the invention is to provide a method for encapsulating and later releasing finely divided substances, liquids and solutions.
本発明のこれらおよびその他の目的は、若干の
二三の具体例についての以下の説明から明らかと
なろう。 These and other objects of the invention will become apparent from the following description of a few specific embodiments.
まず、一般的な説明を行なう。 First, a general explanation will be given.
本発明の選択的膜破壊方法は、ポリリシンとア
ルギン酸ナトリウムの塩の架橋により結合された
マトリツクスより成る膜で実施される。普通、膜
は回転楕円面形状を有しており、その内部にカプ
セル化される物質を包含している。しかしなが
ら、本発明の方法は、回転楕円面形状以外の形式
の膜でも実施できる。 The selective membrane disruption method of the present invention is carried out on a membrane consisting of a matrix bonded by cross-linking of polylysine and sodium alginate salts. Typically, the membrane has a spheroidal shape and contains the substance to be encapsulated therein. However, the method of the invention can be practiced with membranes of other types than spheroidal shapes.
液体または固体の実質的にどのような物質でも
(水性の環境と適合するもの)本発明の方法によ
り破壊を生ぜずにカプセル化し、後で放出できる
が、目下企画されているように、そのもつとも顕
著な実用性は、細胞培養液のような生存系をカプ
セル化し、後で放出することができることにあ
る。したがつて、以下の説明は、主として細胞の
カプセル化および放出の論述に限定される。技術
に精通したものであれば、困難性を伴なわずに本
方法をさほど脆弱でない物質のカプセル化に適合
させることができよう。 Although virtually any substance, liquid or solid (compatible with an aqueous environment), can be non-destructively encapsulated and subsequently released by the method of the present invention, as currently contemplated, its A significant utility lies in the ability to encapsulate and later release living systems such as cell cultures. Therefore, the following discussion is primarily limited to a discussion of cell encapsulation and release. Those skilled in the art will be able to adapt the method to the encapsulation of less fragile materials without difficulty.
次にカプセル化について説明する。 Next, encapsulation will be explained.
カプセル化されるべき組織または細胞を、その
維持および包含される特定の細胞形式の進行中の
代謝過程を促進するに適当な水性媒体中に浮遊さ
せる。この目的に適当な媒体は、技術に精通した
ものには周知であり、商業的に入手し得るものが
多い。カプセル化されるべき細胞物質またはその
他の物質の平均直径は、数ミクロンから1ミリメ
ータまたはそれ以上の間で大巾に変えることがで
きる。例えば哺乳動物のランゲルハンス島は、普
通直径50〜200ミクロンの範囲である。線維芽細
胞、白血球、リンパ芽球様質、すい臓のベータ、
アルフアまたはデルタ細胞、ランゲルハンス島、
ヘパトサイトまたはその他の組織の細胞のような
個々の細胞および組織断片を切望に応じてカプセ
ル化できる。また、組換体DNAやその他の技術
により遺伝学的に変更された微生物を含む微生物
もカプセル化できよう。 The tissue or cells to be encapsulated are suspended in an aqueous medium suitable for promoting its maintenance and ongoing metabolic processes of the particular cell type involved. Suitable media for this purpose are well known to those skilled in the art, and many are commercially available. The average diameter of the cellular or other material to be encapsulated can vary widely between a few microns to a millimeter or more. For example, mammalian islets of Langerhans typically range from 50 to 200 microns in diameter. Fibroblasts, leukocytes, lymphoblastoids, pancreatic beta,
alpha or delta cells, islets of Langerhans,
Individual cells and tissue fragments, such as hepatocytes or other tissue cells, can be encapsulated as desired. Microorganisms could also be encapsulated, including microorganisms that have been genetically modified by recombinant DNA or other techniques.
この種の生存体の進行中の生存は、他にもある
が、必要とされる栄養物の入手可能性、酸素の転
移、媒体中の有毒物質の不存在および媒体のpH
に依存する。従来、カプセル内にこの種の生存体
を収容しておきながら生理学的に適合した環境下
に維持することは不可能であつた。問題は、膜形
成に必要とされる条件が組織にとつて致命的ない
し有害であるということであり、上述の出願の発
明以前には、組織を健康状態で延命させる膜の形
成方法は出現していなかつた。 The ongoing survival of this species depends on, among other things, the availability of required nutrients, the transfer of oxygen, the absence of toxic substances in the medium and the pH of the medium.
Depends on. Hitherto, it has not been possible to house this type of living organism in a capsule and maintain it in a physiologically compatible environment. The problem is that the conditions required for membrane formation are fatal or harmful to tissues, and prior to the invention of the above-mentioned application, no method of forming membranes that could prolong the life of tissues in a healthy state had appeared. I wasn't there.
しかしながら、生存組織と生理学的に適合しか
つ水不溶性となつて保型性の凝集体を形成し得る
ある種の水溶性の物質は、個々の細胞、細胞群ま
たは組織の回りに「一時的なカプセル」すなわち
保護障壁層を形成するのに使用できることが分つ
た。この種の物質が、普通約1〜2重量%の濃度
で組織培養媒体に加えられる。この溶液から、組
織とその保守または成長用媒体とを共に含む小滴
が形成され、溶液は直ちに水不溶性となり、少な
くとも表面層においてゲル化される。次いで、こ
の保型性の一時的カプセルに、より恒久的な膜が
形成される。この膜は、本発明に依れば、カプセ
ル化された組織を破壊することなく放出するよう
に後で選択的に破壊し得る。一次的膜を形成する
ために使用される物質が許せば、カプセル内部は
恒久膜の形成後に再液化し得る。これは、媒体物
質が可溶性である条件を媒体に再設定することに
よりなされる。 However, certain water-soluble substances that are physiologically compatible with living tissue and that can become water-insoluble and form retentive aggregates may form "temporary" structures around individual cells, groups of cells, or tissues. It has been found that it can be used to form "capsules" or protective barrier layers. Such substances are usually added to tissue culture media at concentrations of about 1-2% by weight. From this solution, droplets are formed containing both the tissue and its maintenance or growth medium, the solution becoming immediately water-insoluble and gelling at least in the surface layer. A more permanent membrane is then formed over this shape-retentive temporary capsule. This membrane can later be selectively ruptured according to the invention to release the encapsulated tissue without destroying it. If the materials used to form the temporary membrane permit, the interior of the capsule may be reliquefied after the formation of the permanent membrane. This is done by resetting the medium to conditions in which the medium substance is soluble.
一時カプセルを形成するのに使用できる物質
は、無毒性であり、水溶性であり、かつ周囲のイ
オン環境ないし濃度の変化により保型性の物体に
変換し得る物質すなわちポリリシンである。ま
た、この物質は、複数の陽イオン基を含む重合体
と反応して塩架橋を形成し得る複数の容易にイオ
ン化される陰イオン部分すなわちカルボキシル基
を含む。追つて説明されるように、この物質は、
選択された透過性(数十万ダルトンのレベルに対
して実質的不孔質であることを含む)の恒久膜の
被着を可能にする。 A material that can be used to form temporary capsules is polylysine, which is non-toxic, water-soluble, and convertible into a shape-retentive body by changes in the surrounding ionic environment or concentration. The material also contains multiple easily ionized anionic moieties or carboxyl groups that can react with polymers containing multiple cationic groups to form salt bridges. As will be explained later, this substance is
Allows for the deposition of permanent membranes of selected permeability, including being substantially non-porous to levels of hundreds of thousands of Daltons.
一時カプセルを形成するための好ましい多陰イ
オン物質は、酸性で水溶性の天然または合成多糖
類ガムであるアルギン酸ナトリウムである。この
物質は、普通植物から抽出され、種々の食品に添
加物として使用されることが多い。150000+ダル
トンの程度の分子量のアルギン酸塩が使用できる
が、その分子寸法のため、普通、最終的に形成さ
れるカプセル膜を透過できない。液体アルギン酸
塩が捕捉されないカプセルを作るためには、低分
子量例えば40000〜80000ダルトンのアルギン酸塩
を使用すればよい。完成されたカプセルにおい
て、アルギン酸塩は、カプセル内領域から十分の
多孔性の膜を通して拡散により容易に除去でき
る。 A preferred polyanionic material for forming temporary capsules is sodium alginate, which is an acidic, water-soluble natural or synthetic polysaccharide gum. This substance is commonly extracted from plants and is often used as an additive in various foods. Alginates with molecular weights on the order of 150,000+ Daltons can be used, but because of their molecular size they usually cannot penetrate the capsule membrane that is ultimately formed. To make capsules in which liquid alginates are not trapped, alginates of low molecular weight, for example 40,000 to 80,000 daltons, may be used. In the completed capsule, the alginate can be easily removed from the intracapsular region by diffusion through a sufficiently porous membrane.
この物質は、グリコシド結合した糖類鎖を含
み、遊離酸基はナトリウム塩として存在する。ナ
トリウムイオンをカルシウム、ストロンチウムま
たはアルミニウムのような多価イオンに代える
と、液体の水溶性多糖類分子は架橋結合し、水不
溶性の保型性ゲルを形成する。このゲルは、イオ
ン交換または封鎖剤によるイオンの除去の際再可
溶化され得る。酸性ガムと塩を形成し得るもので
あれば実質的にどのような多価イオンでも有効で
あるが、生理学的に適合し得るイオンすなわちカ
ルシウムを採用する。 This substance contains glycosidic linked sugar chains and the free acid groups are present as sodium salts. When sodium ions are replaced by multivalent ions such as calcium, strontium or aluminum, the liquid water-soluble polysaccharide molecules cross-link to form a water-insoluble, shape-retentive gel. This gel can be resolubilized upon removal of ions by ion exchange or sequestering agents. Although virtually any multivalent ion that can form a salt with the acidic gum is effective, a physiologically compatible ion, namely calcium, is employed.
代表的な溶液組成物は、媒体中に細胞を浮遊さ
せた浮遊液および生理学的食塩水にアルギン酸ナ
トリウムを溶解した1〜2%のアルギン酸ナトリ
ウム溶液を等体積含む。この場合、1.2〜1.6%溶
液を使用して成功した。 A typical solution composition includes equal volumes of a suspension of cells in a medium and a 1-2% sodium alginate solution in physiological saline. In this case, a 1.2-1.6% solution was successfully used.
カプセル化工程の次の段階において、組織を含
むアルギン酸ナトリウム溶液から、カプセル化さ
れるべき組織を包むに十分の所望の寸法の小滴が
形成される。その後、小滴は直ちにゲル化され、
保型性の球状または回転楕円面状の物質を形成す
る。小滴形成は、周知の技術で行なわれる。 In the next step of the encapsulation process, droplets of the desired size are formed from the tissue-containing sodium alginate solution, sufficient to envelop the tissue to be encapsulated. The droplets are then immediately gelled,
Forms a shape-retaining spherical or spheroidal substance. Droplet formation is performed using well known techniques.
多価陽イオンの水溶液すなわち1.5%のCaCl2溶
液を含む管が、小滴形成装置を保持するストツパ
に嵌合される。小滴形成装置は、上部空気取入れ
ノズルを有するハウジングおよびストツパに摩擦
ばめされた細長い中空の本体を含んでいる。ステ
ツプ作動ポンプを装備する10c.c.注入器がハウジン
グの頂部に装着されており、そして例えば0.01イ
ンチ内径のテフロン被覆の針がハウジングの長状
体中を通されている。ハウジングの内部は、針の
尖端がエアナイフとして働く一定の薄層の空気流
にさらされるように設計されている。使用に際し
て、注入器がカプセル化された物質を含む溶液で
満たされると、ステツプ作動ポンプが作動され、
針の先端から溶液の小滴を漸進的に押し出す。各
小滴は、空気流により「カツトオフ」され、
CaCl2溶液中へと約2.5cm落下し、そしてこゝでカ
ルシウムイオンの吸収により直ちにゲル化され
る。針の尖端とCaCl2溶液の表面間の距離は、本
例においては、アルギン酸ナトリウムおよび細胞
浮遊液に物理的にもつとも好ましい形状、すなわ
ち球状(最小の表面積に対して最大の体積をと
る)をとらせるに十分の大きさとする。管内の空
気はストツパの開口を通つて流出する。このよう
にして、ゲルの「架橋結合」が生じ、、浮遊組織
およびその媒体を含む、高粘性で保型性の一時的
保護カプセルが形成される。カプセルは溶液中で
別個の相として集められ、吸出により分離され
る。 A tube containing an aqueous solution of polyvalent cations, a 1.5% CaCl 2 solution, is fitted to a stopper that holds the droplet former. The droplet forming device includes an elongated hollow body friction fit to a housing having an upper air intake nozzle and a stopper. A 10 c.c. syringe equipped with a step-actuated pump is mounted on top of the housing, and a Teflon-coated needle, eg, 0.01 inch inside diameter, is threaded through the elongate body of the housing. The interior of the housing is designed so that the tip of the needle is exposed to a constant thin layer of air flow that acts as an air knife. In use, once the syringe is filled with a solution containing the encapsulated substance, the step-actuated pump is activated;
Gradually push out a small drop of solution from the tip of the needle. Each droplet is "cut off" by the airflow,
It falls approximately 2.5 cm into the CaCl 2 solution, where it immediately gels due to the absorption of calcium ions. In this example, the distance between the tip of the needle and the surface of the CaCl 2 solution takes the shape that is physically preferable for the sodium alginate and cell suspension, namely spherical shape (maximum volume for minimum surface area). be large enough to hold the Air within the tube escapes through the opening in the stopper. In this way, "cross-linking" of the gel occurs, forming a highly viscous, shape-retentive, temporary protective capsule containing the floating tissue and its medium. The capsules are collected as a separate phase in solution and separated by suction.
工程の次の段階において、表面層を架橋結合す
ることにより一時カプセルの表面の回りに膜が被
着される。これは、多価陰イオンを含む一時的カ
プセルを、多陰イオン重合体の陰イオン機能部分
と反応性の陽イオン基を含む重合体であるポリリ
シンの水溶液にさらす。この状態において、アル
ギン酸のカルボキシル基とポリリシンのアミノ基
間の相互作用(塩架橋の形成)により架橋結合さ
れる。都合のよいことに、透過性は、使用される
架橋結合する重合体の分子量を選択し、露呈時間
および重合体の溶液中における濃度を変えること
により限界内で制御できる。低分子量を有する重
合体の溶液は、所与の時間において、高分子量重
合体よりも一時カプセル中により浸透する。架橋
剤の浸透の程度は、得られる透過性と相関づけら
れた。一般に分子量が大きくなればなるほどかつ
浸透性が小さければ小さいほど、孔寸法は大きく
なる。露呈時間が長くなり、重合体溶液の濃度が
大であれば、得られる膜の透過性の上限は減ずる
傾向がある。しかしながら、重合体の平均分子量
が主な決定要素である。概して、反応の継続時
間、重合体溶液の濃度および所望の透過性に依存
して、10000〜100000ダルトンまたはそれ以上の
分子量範囲内のの重合体を使用できる。約35000
ダルトンの平均分子量のポリリシンを使用する場
合の一組の好結果をもたらす反応条件は、0.0167
%のポリリシンを含む生理学的食塩水を撹拌下で
3分間反応させることである。これにより、透過
性の上限約100000ダルトンの膜が得られる。一般
に、分子量の大きい物質は、分子量の低い物質に
比し後で破壊するのが難しい膜を形成する架橋結
合するポリリシンの電荷密度も、孔寸法および膜
破壊の容易さに影響を及ぼす。一般に、電荷密度
が高い物質は、孔が小さくかつ破壊がより困難な
物質を形成する。所与の系において透過性を制御
するに適当な最適の反応条件は、上述の指針によ
り経験的に容易に決定できる。 In the next step of the process, a membrane is applied around the surface of the temporary capsule by crosslinking the surface layer. This exposes a temporary capsule containing polyvalent anions to an aqueous solution of polylysine, a polymer containing cationic groups reactive with the anionic functional moiety of the polyanionic polymer. In this state, the carboxyl group of alginic acid and the amino group of polylysine are crosslinked by interaction (formation of a salt bridge). Advantageously, permeability can be controlled within limits by selecting the molecular weight of the crosslinking polymer used, varying the exposure time and the concentration of the polymer in solution. A solution of a polymer with a low molecular weight will penetrate more into the temporary capsule than a high molecular weight polymer at a given time. The degree of penetration of the crosslinker was correlated with the permeability obtained. Generally, the higher the molecular weight and the lower the permeability, the larger the pore size. Longer exposure times and higher concentrations of polymer solution tend to reduce the upper limit of permeability of the resulting membrane. However, the average molecular weight of the polymer is the main determining factor. In general, polymers within the molecular weight range of 10,000 to 100,000 Daltons or more can be used, depending on the duration of the reaction, the concentration of the polymer solution, and the desired permeability. Approximately 35000
A successful set of reaction conditions using polylysine with an average molecular weight of Daltons is 0.0167
% polylysine in physiological saline for 3 minutes under stirring. This results in a membrane with a permeability upper limit of about 100,000 Daltons. In general, substances with a high molecular weight form membranes that are later difficult to rupture compared to substances with a low molecular weight.The charge density of the crosslinking polylysine also influences the pore size and the ease of membrane rupture. Generally, materials with higher charge densities form materials with smaller pores and are more difficult to destroy. Optimal reaction conditions suitable for controlling permeability in a given system can be readily determined empirically using the guidelines set forth above.
カプセル化のこの段階において、アルギン酸ナ
トリウムのゲル状溶液、細胞と適合する培養媒体
および細胞を取り囲む「恒久的」半透過性膜を含
むカプセルを集めることができる。目的が単に細
胞を保護環境下に保護することであれば、その後
の段階は実施する必要はない。しかしながら、カ
プセル内および膜を横切つて物質移動が促進され
るべき場合は、ゲルを水溶性形式に液化するのが
好ましい。これは、アルギン酸ナトリウムが液体
である条件を再設定することにより、例えばゲル
からカルシウムを除去することによりなすことが
できる。カプセル内の媒体は、アルカリ金属イオ
ンおよび水素イオンを含むりん酸塩緩衝塩水にカ
プセルを単に浸漬することにより再可溶化でき
る。カプセルが撹拌下に溶液中に浸漬されると
き、1価のイオンがアルギン酸ナトリウム内のカ
ルシウムと交換される。くえん酸ナトリウム溶液
も同じ目的に使用でき、2価のイオンを封鎖する
働きをする。膜の透過性の上限以下の分子量を有
するアルギン酸ナトリウム分子は、後で拡散によ
りカプセル内空間から除去できる。 At this stage of encapsulation, a capsule containing a gel-like solution of sodium alginate, a culture medium compatible with the cells, and a "permanent" semipermeable membrane surrounding the cells can be assembled. If the goal is simply to protect the cells in a protective environment, the subsequent steps need not be performed. However, if mass transfer within the capsule and across the membrane is to be facilitated, it is preferred to liquefy the gel to an aqueous form. This can be done by resetting the conditions under which the sodium alginate is a liquid, for example by removing calcium from the gel. The vehicle within the capsule can be resolubilized by simply immersing the capsule in phosphate buffered saline containing alkali metal ions and hydrogen ions. When the capsules are immersed in the solution under agitation, monovalent ions are exchanged with the calcium in the sodium alginate. Sodium citrate solution can also be used for the same purpose and acts to sequester divalent ions. Sodium alginate molecules having a molecular weight below the permeability limit of the membrane can later be removed from the intracapsular space by diffusion.
最後に、遊離アミノ基または類似物を不動化す
るようにカプセルを処理するのが望ましかろう。
そうしないと、カプセルが凝集する傾向がある。
この処理は、カプセルをアルギン酸ナトリウムの
希釈溶液に浸漬することによりなすことができ
る。 Finally, it may be desirable to treat the capsule to immobilize free amino groups or the like.
Otherwise, the capsules tend to clump together.
This treatment can be accomplished by soaking the capsules in a dilute solution of sodium alginate.
以上の説明から膜形成工程には、細胞の健康お
よび生存能力に有害な厳しい薬剤、極端な温度ま
たはその他の条件を使用する必要がないことは明
らかである。かくして、哺乳動物ヘパトサイト、
白血球、線維芽細胞、リンパ芽球および種々の内
分泌物組織からの細胞のような非常に敏感な細胞
でも、困難性を伴なわずにカプセル化できる。も
ちろん、不良環境下において延命するによく適合
したイースト、かびおよびバクテリアのような微
生物の細胞、さらには不活性薬剤、固体、または
生物学的に活性な物質も、破壊せずにカプセル化
できる。 It is clear from the foregoing that the membrane formation process does not require the use of harsh chemicals, extreme temperatures or other conditions that are detrimental to cell health and viability. Thus, mammalian hepatocytes,
Even very sensitive cells such as leukocytes, fibroblasts, lymphoblasts and cells from various endocrine tissues can be encapsulated without difficulty. Of course, cells of microorganisms such as yeasts, molds, and bacteria that are well adapted to survive in hostile environments, as well as inert drugs, solids, or biologically active substances, can be encapsulated without destruction.
上述の形式のカプセル化された細胞は、貯蔵ま
たは培養のため維持媒体または成長媒体内に浮遊
させることができ、細胞感染から免かれよう。生
体外で有糸分裂を受ける細胞は、成長媒体内に浮
遊されゝば、カプセル内でそのような作用する。
通常の生体外代謝は、代謝工程に必要とされる成
分が、カプセル膜を透過し得るほど十分に低分子
量であり、あるいは細胞とともにカプセル化され
るかぎり継続する。細胞の代謝生成物(透過の上
限以下の低分子量よりなれば)は、膜を透過し、
媒体内に集められる。カプセル化形態にある細胞
は、所望に応じて貯蔵、輸送または培養でき、膜
を選択的に破壊する後続の工程により破壊するこ
となくその保護環境から放出できる。 Encapsulated cells of the type described above can be suspended in a maintenance or growth medium for storage or culture and will be immune to cell infection. Cells undergoing mitosis in vitro do so within the capsule when suspended in a growth medium.
Normal in vitro metabolism continues as long as the components required for the metabolic process are of low enough molecular weight to permeate the capsule membrane or are encapsulated with the cells. Cellular metabolic products (consisting of low molecular weight below the upper limit of permeation) permeate the membrane;
collected within the medium. Cells in encapsulated form can be stored, transported or cultured as desired and released from their protective environment without being destroyed by subsequent steps that selectively disrupt the membrane.
次に膜の破壊について説明する。 Next, destruction of the membrane will be explained.
本発明にしたがえば、カプセル化された物質
は、カプセル化細胞に悪影響を及ぼさない特性を
有する商業的に入手し得る薬剤を含む2段階の工
程により放出できる。 According to the invention, the encapsulated material can be released by a two-step process involving commercially available agents that have properties that do not adversely affect the encapsulated cells.
最初、カプセルは、それらの浮遊媒体から分離
され、汚染物を除去するようにすつかり洗浄さ
れ、そしてカルシウムイオンおよびヘパリンの別
個または好ましくは混合溶液中に撹拌下に分散さ
れる。ヘパリン、すなわち天然のスルホン化多糖
類は、細胞を含む膜を破壊するのに好ましい。ヘ
パリンの陰イオン電荷は、塩の架橋を破壊するに
十分のものとしなければならない。かくして、陰
イオン電荷密度は、膜を形成するため最初に採用
されたアルギン酸ナトリウムの電荷密度に等しい
か、あるいは好ましくはそれより大とし得よう。
浮遊液において、カルシウムイオンは、アルギン
酸ナトリウム上の陰イオン部分に対して、膜を構
成する内部多陽イオンと競合する。同時に、ヘパ
リンは、ポリリシンの陽イオン部分に対して膜内
のアルギン酸ナトリウムと競合する。これによ
り、ポリリシンとヘパリンの多陰イオンの水分散
性または好ましくは水溶性錯体、およびカルシウ
ムイオンとゲル分子との会合が生じる。 Initially, the capsules are separated from their suspension medium, rinsed to remove contaminants, and dispersed under stirring into separate or preferably mixed solutions of calcium ions and heparin. Heparin, a natural sulfonated polysaccharide, is preferred for disrupting membranes containing cells. The anionic charge of heparin must be sufficient to break the salt cross-links. Thus, the anionic charge density could be equal to, or preferably greater than, the charge density of the sodium alginate originally employed to form the membrane.
In suspension, calcium ions compete for anionic moieties on the sodium alginate with the internal polycations that make up the membrane. At the same time, heparin competes with sodium alginate in the membrane for the cationic moiety of polylysine. This results in a water-dispersible or preferably water-soluble complex of polylysine and heparin polyanions and association of calcium ions with gel molecules.
この段階は、後続の封鎖剤への露呈に対して膜
を感じ易くする。封鎖剤は、ゲルから2または3
価のイオンを取り上げることにより破壊工程を完
了するものである。普通、媒体内に留まるカプセ
ル膜の破片がもしあれば、これは細胞から容易に
分離できる。 This step renders the membrane sensitive to subsequent exposure to the sequestering agent. The sequestering agent is 2 or 3 from the gel.
The destruction process is completed by picking up the valence ions. Any capsule membrane debris that normally remains within the medium can be easily separated from the cells.
選択的破壊工程の第1段階に対する好ましい溶
液は、1.1%の塩化カルシウム(w/v)および溶
液の単位ミリリツトル当り500〜1500単位のヘパ
リンを含む。ある量のマイクロカプセルが、全浮
遊溶液量の約20%〜30%を構成するに十分の量の
この溶液に加えられる。塩化カルシウムおよびヘ
パリンは、細胞を含むカプセルの膜を破壊すると
きに好ましい。これは、両薬剤が生理学的にたい
ていの細胞と適合し、細胞破壊の可能性を最小に
するからである。 A preferred solution for the first stage of the selective destruction process contains 1.1% calcium chloride (w/v) and 500-1500 units of heparin per milliliter of solution. A quantity of microcapsules is added to this solution in an amount sufficient to constitute about 20% to 30% of the total suspended solution volume. Calcium chloride and heparin are preferred in disrupting the membrane of the capsule containing the cells. This is because both drugs are physiologically compatible with most cells, minimizing the possibility of cell destruction.
一般に、この段階において使用される溶液中の
カルシウムイオンおよびヘパリンの濃度は、大幅
に変えることができる。最適の濃度は実験的に容
易に決定できる。カプセル化された細胞の特定の
バツチに関して最低有効濃度が好ましい。 Generally, the concentration of calcium ions and heparin in the solution used in this step can vary widely. Optimal concentrations can be easily determined experimentally. The lowest effective concentration for a particular batch of encapsulated cells is preferred.
選択的破壊を遂行するための好ましい封鎖剤は
くえん酸ナトリウムであるが、他のアルカリ金属
くえん酸塩およびアルカリ金属EDTAも使用でき
る。くえん酸ナトリウムが採用される場合、最適
の濃度は約55mMである。破壊されつゝあるカプ
セル膜が生存組織を含む場合、くえん酸塩は、細
胞の破壊を最小にするように等張性の塩水に溶解
するのが好ましい。 The preferred sequestering agent for accomplishing selective destruction is sodium citrate, although other alkali metal citrates and alkali metal EDTA can also be used. If sodium citrate is employed, the optimal concentration is approximately 55mM. If the capsule membrane being disrupted contains viable tissue, the citrate is preferably dissolved in isotonic saline to minimize disruption of the cells.
本発明は、下記の実施例から一層よく理解され
よう。 The invention will be better understood from the following examples.
カプセルの形成
実施例 1
膵臓組織のカプセル化
ねずみの膵臓からランゲルハンス島を得て、約
103島/ミリリツトルの濃度で完な組織培養
(CMRL―1969、コンノート・ラボラトロリーズ
(カナダ、トロント所在)製)に加えた。組織培
養は、ランゲルハンス島の生存の継続に必要な全
栄養源ならびにホルモンを作るため細胞により採
用されるアミノ酸を含んでいる。ついで、約103
島/ミリリツトルのランゲルハンス島浮遊液を、
生理学的食塩水にアルギン酸ナトリウム(シグ
マ・ケミカル・カンパニー製)を溶解した1.2%
のアルギン酸ナトリウム溶液1/2リツトルに加え
る。 Capsule formation example 1 Encapsulation of pancreatic tissue Islets of Langerhans were obtained from the pancreas of a mouse, and approximately
were added to a complete tissue culture (CMRL-1969, manufactured by Connaught Laboratories, Toronto, Canada) at a concentration of 10 3 islets/ml. The tissue culture contains all the nutrients necessary for the continued survival of the islets as well as the amino acids employed by the cells to make hormones. Then, about 10 3
island / milliliter of Langerhans island floating liquid,
1.2% sodium alginate (Sigma Chemical Company) dissolved in physiological saline.
Add to 1/2 liter of sodium alginate solution.
つぎに、1.5%の塩化カルシウム溶液を使用し
て、直径300〜400ミクロンの小滴をゲル化する。
表面の溶液を吸出により除去の後、2―(シクロ
ヘキシルアミノ)エタンスルホン酸を0.6%NaCl
に溶解した2%緩衝溶液(等張性、pH=8.2)の
1部を1%のCaCl220部で希釈して成る溶液15ml
を含むビーカに、ゲル化された小滴を移す。3分
の浸漬後、カプセルを1%のCaCl2で2度洗浄し
た。 A 1.5% calcium chloride solution is then used to gel droplets of 300-400 microns in diameter.
After removing the solution on the surface by suction, 2-(cyclohexylamino)ethanesulfonic acid was added to 0.6% NaCl.
15 ml of a solution made by diluting 1 part of a 2% buffer solution (isotonic, pH = 8.2) with 20 parts of 1% CaCl2
Transfer the gelled droplet to the beaker containing the gel. After 3 minutes of soaking, the capsules were washed twice with 1% CaCl2.
次いで、生理学的食塩水に1%のポリリシン
(平均分子量35000amu)を溶解した溶液の1/80を
含む32ml溶液にカプセルを移す。3分後、ポリリ
シン溶液の上ずみを出す。カプセルを1%の
CaCl2で洗浄し、ついで、任意の工程として、モ
ルホリノプロパンスルホン酸緩衝液(0.2M、pH
=6)にポリエチレンイミンを溶解した3.3%原
溶液を十分の1%のCaCl2で希釈し、0.12%の最
終重合体濃度を得るように製造されたポリエチレ
ンイミン(MW40000〜60000)の溶液に3分間こ
れを浮遊させた。「恒久的」半透過性膜を有する
得られたカプセルを、1%のCaCl2で2度、生理
学的食塩水で2度洗浄し、0.12%のアルギン酸溶
液10mlと混合した。 The capsules are then transferred to a 32 ml solution containing 1/80 of a solution of 1% polylysine (average molecular weight 35000 amu) in physiological saline. After 3 minutes, drain the top of the polylysine solution. 1% capsule
Washing with CaCl 2 followed by an optional step with morpholinopropanesulfonic acid buffer (0.2M, pH
= 6) dilute a 3.3% stock solution of polyethyleneimine with 1/1% CaCl2 and add 3.3% to a solution of polyethyleneimine (MW40000-60000) prepared to obtain a final polymer concentration of 0.12%. Let this float for a minute. The resulting capsules with a "permanent" semipermeable membrane were washed twice with 1% CaCl 2 and twice with physiological saline and mixed with 10 ml of 0.12% alginate solution.
カプセルは凝集に抗し、そして多くのものがラ
ンゲルハンス島を含むことが分る。キヤプセルの
内部のゲルは、キヤプセルを塩水およびくえん酸
緩衝液の混合物(pH―7.4)の5分間浸漬するこ
とにより液化する。最後に、カプセルをCMLR―
69媒体に浮遊させる。 The capsules resist aggregation and many are found to contain islets of Langerhans. The gel inside the capsule is liquefied by immersing the capsule in a mixture of saline and citrate buffer (pH-7.4) for 5 minutes. Finally, the capsule is CMLR-
69 suspended in medium.
顕微鏡観察すると、これらのカプセルは、ラン
ゲルハンス島を取り囲む薄い膜を含むことが認め
られる。ランゲルハンス島内には、個々の細胞を
見ることができる。最高約100000の分子量を有す
る分子が膜を横切ることができる。これにより、
培養媒体(例えば子牛胎児血清成分)に使用され
る酸素、アミノ酸、栄養物およびプラスマ成分を
ランゲルハンス島に到達させ、またインシユリン
を抽出することができる。 When viewed microscopically, these capsules are seen to contain a thin membrane surrounding the islets of Langerhans. Individual cells can be seen within the islets of Langerhans. Molecules with molecular weights up to about 100,000 can cross the membrane. This results in
Oxygen, amino acids, nutrients and plasma components used in the culture medium (eg fetal calf serum components) can reach the islets of Langerhans and insulin can be extracted.
実施例 2
ヘパトサイトのカプセル化
0.4mlの島浮遊液に代えて約105個/ミリリツト
ルの細胞を含む肝臓細胞浮遊液0.5mlを使用する
以外、実施例1の手順を繰り返えす。肝臓細胞の
生存能力は、染料排除技術(トリパンプルー排
除)および尿素を連続的に生成する可能が観察さ
れることにより示された。生体外の肝臓組織は、
その環境から毒素を摂取することがあることが知
られている。したがつて、半透過性膜を通過する
に十分小さい分子量の毒素は、細胞により毒を除
去される。Example 2 Encapsulation of Hepatocytes The procedure of Example 1 is repeated, except that 0.5 ml of liver cell suspension containing about 10 5 cells/ml is used instead of 0.4 ml of islet suspension. Liver cell viability was demonstrated by dye exclusion techniques (trypan blue exclusion) and the observed ability to continuously produce urea. Liver tissue in vitro is
It is known that they can ingest toxins from their environment. Therefore, toxins of small enough molecular weight to pass through the semi-permeable membrane are detoxified by the cell.
実施例 3
活性化チヤーコールのカプセル化
粒子状の活性化チヤーコールをアルギン酸ナト
リウム溶液に直接懸濁させ、組織浮遊の1/2ミリ
リツトルを省き、35000の平均分子量のポリリシ
ンを架橋剤として使用する以外、実施例1と同じ
手順を繰り返えす。チヤーコール粒子が、小滴を
作るために使用される毛細管の最小内径より小さ
ければ、半透過性膜により囲まれた高表面積のチ
ヤーコールが生ずる。これら粒子は、チヤーコー
ルの破片ないしちりの逃避を有効に抑止するが、
カプセルを通過する流体から予め選択された分子
量範囲の物質を吸収するのに使用できる。Example 3 Encapsulation of Activated Charcoal No procedure was carried out except that particulate activated charcoal was suspended directly in sodium alginate solution, 1/2 milliliter of tissue suspension was omitted, and polylysine with an average molecular weight of 35,000 was used as a crosslinking agent. Repeat the same procedure as in Example 1. If the charcoal particles are smaller than the minimum internal diameter of the capillary tube used to create the droplets, a high surface area charcoal surrounded by a semi-permeable membrane results. These particles effectively inhibit the escape of charcoal fragments and dust, but
It can be used to absorb substances of a preselected molecular weight range from fluids passing through the capsule.
実施例 4
人間の線維芽細胞のカプセル化
人間の包皮をトリプシンおよびEDTAにより周
知の態様で5分間37℃で処理することにより得ら
れた人間の線維芽細胞を、40%(v/v)の精製子
牛胎児血清、0.8%のアルギン酸ナトリウム(シ
グマ)および200mg/ml)の精製子牛皮膚コラーゲ
ンを補つた完全な成長用媒体(CMLR1969、コン
ノート、ラボラトリーズ製)に浮遊させる。細胞
浮遊液の濃度は1.5×107個/mlである。一時的ア
ルギン酸塩カプセルを上述のように形成する。カ
プセルをポリLリシン(分子量43000ダルトン)
の0.005%(w/v)の水溶液に浮遊させることに
より、カプセルの表面層に半透過性膜を付着す
る。Example 4 Encapsulation of human fibroblasts Human fibroblasts obtained by treating human foreskin with trypsin and EDTA for 5 minutes at 37°C in a well-known manner were treated with 40% (v/v) Suspend in complete growth medium (CMLR1969, manufactured by Connaught Laboratories) supplemented with purified fetal calf serum, 0.8% sodium alginate (Sigma) and 200 mg/ml of purified calf skin collagen. The concentration of the cell suspension is 1.5×10 7 cells/ml. A temporary alginate capsule is formed as described above. Capsules made of poly-L-lysine (molecular weight 43,000 daltons)
Attach a semipermeable membrane to the surface layer of the capsule by suspending it in a 0.005% (w/v) aqueous solution of
得られたカプセルを、10%の子牛胎児血清で補
つたCMLR―1969に浮遊させる。上述のステツプ
は、すべて37℃で行なわれる。同じ温度での保温
の後、顕微鏡で試験すれば、カプセルは、有糸分
裂を受けておりマイクロカプセル内において3次
元線維芽細胞形態を示す線維芽細胞を含むことが
分ろう。 The resulting capsules are suspended in CMLR-1969 supplemented with 10% fetal calf serum. All steps described above are performed at 37°C. After incubation at the same temperature, microscopic examination reveals that the capsules contain fibroblasts undergoing mitosis and exhibiting a three-dimensional fibroblast morphology within the microcapsules.
膜の選択的破壊
実施例 5
実施例1〜4のいずれのマイクロカプセルも、
カプセル化されたコア物質を破壊することなくカ
プセル膜を選択的に破壊するように下記のように
処理できる。Selective destruction of membrane Example 5 Any of the microcapsules of Examples 1 to 4,
The capsule membrane can be selectively destroyed without destroying the encapsulated core material as described below.
500〜5000個/mlのカプセルを含むマイクロカ
プセル浮遊液の10ml部を沈殿させ、浮遊媒体を吸
出する。カプセルを塩水内で2度洗浄する。洗浄
されたカプセルを、下記のように種々の濃度のヘ
パリンおよび1.1%(w/v)のCaCl2を含む塩水
3.0mlと混合する。アルギン酸塩を包含したカプ
セルは、この段階の完了で、ゲル化された保型性
の内部コアを有する。浮遊液は、37℃で10分間撹
拌し、その後カプセルを沈殿させ、表面液を吸出
し、そしてカプセルを0.15MのNaCl3.1mlで2度
洗浄する。2回目の洗浄液の吸出後、110mMの
くえん酸ナトリウムおよび0.15MのNaClを等体積
を含む混合溶液(pH=7.4)の2.0mlと混合す
る。 A 10 ml portion of the microcapsule suspension containing 500-5000 capsules/ml is allowed to settle and the suspension medium is aspirated. Wash the capsules twice in salt water. The washed capsules were placed in saline solution containing various concentrations of heparin and 1.1% (w/v) CaCl2 as described below.
Mix with 3.0ml. At the completion of this step, the alginate-containing capsule has a gelled, shape-retaining inner core. The suspension is stirred for 10 minutes at 37°C, after which the capsules are allowed to settle, the surface liquid is aspirated, and the capsules are washed twice with 3.1 ml of 0.15M NaCl. After aspirating the second wash, mix with 2.0 ml of a mixed solution containing equal volumes of 110 mM sodium citrate and 0.15 M NaCl (pH=7.4).
1000単位/mlのヘパリンで処理し、NaCl―く
えん酸ナトリウム溶液中で1分間渦撹拌したとこ
ろ、カプセル膜は完全に崩壊した。同じ結果は、
2000単位/mlのヘパリンで2分間処理し、続いて
15〜30秒手で渦撹拌した場合にも得られる。低濃
度のヘパリンは、細胞が破壊される可能性を減じ
るので好ましい。 When treated with 1000 units/ml heparin and vortexed for 1 minute in a NaCl-sodium citrate solution, the capsule membrane completely collapsed. The same result is
treatment with 2000 units/ml heparin for 2 minutes, followed by
It can also be obtained by manually vortexing for 15-30 seconds. Low concentrations of heparin are preferred as they reduce the likelihood of cell destruction.
膜の溶解後、膜の破片があれば、吸出と洗浄に
より除去できる。放出された細胞を培養媒体再浮
遊させた後、それらはトリプタンブルー染料排除
技術により試験でき、その結果細胞は健康な生存
状態にあり、染料吸収を示すものは比較的僅かの
ものであることが分ろう。 After dissolving the membrane, any membrane debris can be removed by suction and washing. After resuspending the released cells in culture medium, they can be tested by the tryptan blue dye exclusion technique, which shows that the cells are in a healthy viable state and exhibit relatively little dye uptake. Let's understand.
参考例 1
実施例3にしたがつて製造されたカプセルを、
洗浄後、1000単位/mlのヘパリンおよび1.0%の
AlCl3を含む3.0mlの溶液で6分間撹拌下に処理す
る。表面液の吸出後、コア物質をくえん酸ナトリ
ウムの0.1Mの溶液で30〜90秒カプセルを渦撹拌
することにより放出する。Reference Example 1 Capsules manufactured according to Example 3 were
After washing, 1000 units/ml heparin and 1.0%
Treat with 3.0 ml of a solution containing AlCl 3 for 6 minutes with stirring. After aspirating the surface liquid, the core material is released by vortexing the capsule in a 0.1 M solution of sodium citrate for 30-90 seconds.
参考例 2
くえん酸ナトリウムの代りに7.0のpHにて
0.10MのEDTA(ナトリウム形式)を使用して、
カプセル膜の迅速な破壊を生じさせる以外、参考
例1の手順を繰り返えす。Reference example 2 At pH 7.0 instead of sodium citrate
Using 0.10M EDTA (sodium form)
The procedure of Reference Example 1 can be repeated, except that rapid rupture of the capsule membrane occurs.
参考例 3
実施例3にしたがつて製造したカプセルを、洗
浄後、10mg/mlのポリビニルサルフエート(分子
量約50000ダルトン)および1%のCaCl2を含む
3.0mlの水溶液で処理する。0.10Mのくえん酸ナ
トリウムで処理後、カプセルは実質的に完全に溶
解した。Reference Example 3 Capsules manufactured according to Example 3 were prepared after washing and containing 10 mg/ml polyvinyl sulfate (molecular weight approximately 50,000 Daltons) and 1% CaCl 2
Treat with 3.0 ml of aqueous solution. After treatment with 0.10M sodium citrate, the capsules were virtually completely dissolved.
特許請求の範囲内で他の具体例も可能である。 Other embodiments are possible within the scope of the claims.
Claims (1)
ア物質を保護環境内にカプセル化し、続いて該コ
ア物質を放出する方法であつて、 (A) アルギン酸ナトリウムを含有する水性媒体中
に上記コア物質を置き; (B) 該媒体を小滴にし、 (C) 該小滴を塩化カルシウム溶液にさらして、上
記小滴を、分離した形状保持性の水不溶性のカ
プセルとしてゲル化し、 (D) 上記小滴を、ポリリシンにさらすことによつ
て、上記カプセルの表面層を交叉結合して上記
小滴のまわりに半透過性膜を形成すること: からなる諸工程によつて該コア物質をカプセル化
し、そして、 (E) 工程Dから得られたカプセルを、塩化カルシ
ウムの溶液と、ヘパリンの溶液にさらし; (F) 工程Eの後にアルギン酸ナトリウムと会合し
たカルシウムイオンを封鎖すること: からなる諸工程によつて上記コア物質を放出する
ことからなる方法。 2 前記封鎖段階Fが、前記カプセルキレート化
剤を含む溶液にさらすことにより行なわれる特許
請求の範囲第1項記載の方法。 3 前記キレート化剤が、くえん酸イオンおよび
EDTイオンより成る群から選択される特許請求
の範囲第2項記載の方法。 4 前記カプセルが生細胞を含むマイクロカプセ
ルである特許請求の範囲第1項記載の方法。 5 前記封鎖段階が前記細胞と生理塩水に溶解さ
れたくえん酸塩で行なわれる特許請求の範囲第4
項記載の方法。Claims: 1. A method for encapsulating a core material, which is an individual cell, tissue fragment, or microorganism, in a protective environment and subsequently releasing the core material, comprising: (A) an aqueous medium containing sodium alginate; (B) forming droplets of the medium; (C) exposing the droplets to a calcium chloride solution to gel the droplets as discrete, shape-retentive, water-insoluble capsules; , (D) crosslinking the surface layer of the capsule to form a semipermeable membrane around the droplet by exposing the droplet to polylysine. encapsulating the core material and (E) exposing the capsules obtained from step D to a solution of calcium chloride and a solution of heparin; (F) sequestering the calcium ions associated with sodium alginate after step E; A method comprising: releasing said core substance by steps comprising: 2. The method of claim 1, wherein said capping step F is carried out by exposure to a solution containing said capsule chelating agent. 3 The chelating agent contains citrate ion and
3. The method of claim 2, wherein the EDT ion is selected from the group consisting of EDT ions. 4. The method according to claim 1, wherein the capsule is a microcapsule containing living cells. 5. Claim 4, wherein said blocking step is carried out with said cells and citrate dissolved in physiological saline.
The method described in section.
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