JP2004298180A - Mouse with altered genome - Google Patents
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Abstract
Description
本発明は、N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミンの
6位にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素の活性が低下または
欠失するように、ゲノムが改変されたマウスまたはその子孫に関する。
The present invention relates to a genomic strain such that the activity of an enzyme involved in sugar chain modification in which the
N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミンの6位にフコ
ースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素としては、哺乳動物では、α1,
6-フコシルトランスフェラーゼが知られている(非特許文献1)。α1,6-フコシ
ルトランスフェラーゼの遺伝子(非特許文献2)の構造は1996年に明らかにされ
ている(非特許文献3;非特許文献4;特許文献1)。α1,6-フコシルトランスフ
ェラーゼの酵素活性は多くの臓器で確認されているが、脳や小腸において比較的
高いことが報告されている(非特許文献5;非特許文献6)。生理的な機能とし
ては、網膜形成においてフコース修飾糖鎖が重要な役割を担っていることが指摘
されており、網膜形成とα1,6-フコシルトランスフェラーゼの発現調節との関わ
りが注目されている(非特許文献7)。血液凝固においても血小板由来のα1,6-
フコシルトランスフェラーゼの役割が指摘されている(非特許文献8)。また、
免疫グロブリンIgG1の糖鎖構造へのフコースの修飾がIgG1とFcγRIIIaとの結合
を変化させ、抗体自身の抗体依存性細胞障害活性が変化することも報告されてい
る(非特許文献9、非特許文献10)。病態との関わりに関しても、肝臓癌や嚢
胞性繊維症などいくつかの疾病において、α1,6-フコシルトランスフェラーゼ活
性の上昇及び該酵素反応生成物の割合の増加が観察されており、これら疾患との
関連が指摘されている(非特許文献11、非特許文献12)。α1,6-フコシルト
ランスフェラーゼの過剰発現トランスジェニックマウスも作製され、作製された
トランスジェニックマウスにおいては肝臓や腎臓で脂肪症様の変性が観察される
ことが報告されている(非特許文献13)。
As an enzyme involved in sugar chain modification in which the 1-position of fucose is α-linked to the 6-position of N-acetylglucosamine at the reducing end of an N-glycoside-linked complex type sugar chain, in mammals, α1,
6-fucosyltransferase is known (Non-Patent Document 1). The structure of the α1,6-fucosyltransferase gene (Non-patent document 2) was clarified in 1996 (Non-patent
The role of fucosyltransferase has been pointed out (Non-Patent Document 8). Also,
It has also been reported that the modification of fucose to the sugar chain structure of immunoglobulin IgG1 changes the binding between IgG1 and FcγRIIIa, and changes the antibody-dependent cytotoxic activity of the antibody itself (Non-Patent Document 9, Non-Patent Document 9). 10). Regarding the relationship with the disease state, in some diseases such as liver cancer and cystic fibrosis, an increase in α1,6-fucosyltransferase activity and an increase in the ratio of the enzyme reaction product have been observed. Relevance has been pointed out (Non-Patent Document 11, Non-Patent Document 12). Transgenic mice overexpressing α1,6-fucosyltransferase have also been produced, and it has been reported that in the produced transgenic mice, steatosis-like degeneration is observed in the liver and kidney (Non-Patent Document 13).
しかしながら、N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミ
ンの6位にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素が低下または欠
失するようにゲノムが改変されたトランスジェニック非ヒト動物については、特
許文献2に開示されているが、該ゲノムが改変されたマウスについてはこれまで
に実際に作製されたという報告はない。
本発明の目的は、N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサ
ミンの6位にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素(以下、α1,
6-フコース修飾酵素と略記する)の活性が低下または欠失するように、ゲノムが
改変されたマウス及びその子孫を提供することにある。
本発明のマウス及びその子孫は、α1,6-フコース修飾酵素の生理的役割及び該
酵素との病態との関わりの解明に有用である。また、α1,6-フコース修飾酵素を
標的とした医薬の開発にも有用である。
An object of the present invention is to provide an enzyme involved in sugar chain modification in which fucose at
The present invention provides a mouse and its progeny whose genome has been modified such that the activity of 6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted.
The mouse of the present invention and its progeny are useful for elucidating the physiological role of α1,6-fucose modifying enzyme and its relation to the pathological condition with the enzyme. It is also useful for the development of drugs targeting α1,6-fucose modifying enzymes.
本発明は、以下の(1)〜(6)に関する。
(1) N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミンの6位
にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素の活性が低下または欠失
するように、ゲノムが改変されたマウスまたはその子孫。
(2) N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミンの6位
にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素のゲノム遺伝子がノック
アウトされた、上記(1)に記載のマウスまたはその子孫。
(3) N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミンの6位
にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素のゲノム上の対立遺伝子
のすべてがノックアウトされた、上記(1)または(2)に記載のマウスまたは
その子孫。
(4) N-グリコシド結合複合型糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミンの6位
にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素が、α1,6-フコシルトラ
ンスフェラーゼである、上記(1)〜(3)のいずれか1項に記載のマウスまた
はその子孫。
(5) α1,6-フコシルトランスフェラーゼが、以下の (a)または(b)から選ば
れるDNAがコードする蛋白質である、上記(4)に記載のマウスまたはその子孫
。
(a) 配列番号2で表される塩基配列からなるDNA;
(b) 配列番号2で表される塩基配列からなるDNAとストリンジェントな条件でハイ
ブリダイズし、かつα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質をコ
ードするDNA。
(6) α1,6-フコシルトランスフェラーゼが、以下の (a)、(b)及び(c)からな
る群から選ばれる蛋白質である、上記(4)に記載のマウスまたはその子孫。
(a) 配列番号1で表されるアミノ酸配列からなる蛋白質;
(b) 配列番号1で表されるアミノ酸配列において、1以上のアミノ酸が欠失、置
換、挿入および/または付加されたアミノ酸配列からなり、かつα1,6-フコシル
トランスフェラーゼ活性を有する蛋白質;
(c) 配列番号1で表されるアミノ酸配列と80%以上の相同性を有するアミノ酸
配列からなり、かつα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質。
The present invention relates to the following (1) to (6).
(1) The genome is reduced so that the activity of an enzyme involved in sugar chain modification in which the
(2) The genomic gene of an enzyme involved in sugar chain modification in which the 1-position of fucose is α-linked to the 6-position of N-acetylglucosamine at the reducing end of N-glycoside-linked complex type sugar chain was knocked out, as described in (1) above. The mouse or progeny thereof.
(3) All the alleles on the genome of the enzyme involved in sugar chain modification in which the 1-position of fucose is α-linked to the 6-position of N-acetylglucosamine at the reducing end of N-glycoside-linked complex type sugar chain, The mouse or the progeny thereof according to the above (1) or (2).
(4) The enzyme involved in sugar chain modification in which
(5) The mouse or progeny thereof according to (4), wherein the α1,6-fucosyltransferase is a protein encoded by a DNA selected from the following (a) or (b):
(a) a DNA consisting of the nucleotide sequence represented by SEQ ID NO: 2;
(b) a DNA that hybridizes with a DNA consisting of the nucleotide sequence of SEQ ID NO: 2 under stringent conditions and encodes a protein having α1,6-fucosyltransferase activity.
(6) The mouse or progeny thereof according to (4), wherein the α1,6-fucosyltransferase is a protein selected from the group consisting of the following (a), (b) and (c).
(a) a protein consisting of the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1;
(b) a protein consisting of an amino acid sequence in which one or more amino acids have been deleted, substituted, inserted and / or added in the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1, and having α1,6-fucosyltransferase activity;
(c) a protein consisting of an amino acid sequence having 80% or more homology with the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1 and having α1,6-fucosyltransferase activity;
本発明によれば、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下または欠失するように
、ゲノムが改変されたマウス及びその子孫が提供される。
According to the present invention, a mouse and its progeny whose genome has been modified such that the activity of α1,6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted is provided.
本発明のマウスまたはその子孫とは、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下ま
たは欠失するように、ゲノムが改変されたマウスまたはその子孫であれば、いか
なるマウスまたはその子孫も包含される。
本発明において、α1,6-フコース修飾酵素としては、N-グリコシド結合複合型
糖鎖還元末端のN-アセチルグルコサミンの6位とフコースの1位がα結合する反
応に関与する酵素であればいかなる酵素も包含される。α1,6-フコース修飾酵素
としては、具体的には、α1,6-フコシルトランスフェラーゼがあげられる。
The mouse or its progeny of the present invention includes any mouse or its progeny whose genome has been modified so that the activity of α1,6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted, and any mouse or its progeny is included. .
In the present invention, any α1,6-fucose modifying enzyme may be used as long as it is an enzyme involved in a reaction in which the 6-position of N-acetylglucosamine at the N-glycoside-linked complex type sugar chain reducing end and the 1-position of fucose are α-linked. Enzymes are also included. Specific examples of the α1,6-fucose modifying enzyme include α1,6-fucosyltransferase.
本発明において、α1,6-フコシルトランスフェラーゼとしては、
下記(a)または(b)のDNAがコードする蛋白質、
(a) 配列番号2で表される塩基配列からなるDNA
(b) 配列番号2で表される塩基配列からなるDNAとストリンジェントな条件でハイ
ブリダイズし、かつα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質をコ
ードするDNA
または下記(c)、(d)または(e)の蛋白質があげられる。
(c)配列番号1で表されるアミノ酸配列からなる蛋白質
(d)配列番号1で表されるアミノ酸配列において、1以上のアミノ酸が欠失、置換
、挿入および/または付加されたアミノ酸配列からなり、かつα1,6-フコシルト
ランスフェラーゼ活性を有する蛋白質
(e)配列番号1で表されるアミノ酸配列と80%以上の相同性を有するアミノ酸配
列からなり、かつα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質
本発明において、ストリンジェントな条件下でハイブリダイズするDNAとは
、例えば配列番号2で表される塩基配列を有するDNAなどのDNAまたはその
一部の断片をプローブとして、コロニー・ハイブリダイゼーション法、プラーク
・ハイブリダイゼーション法あるいはサザンブロットハイブリダイゼーション法
等を用いることにより得られるDNAを意味し、具体的には、コロニーあるいは
プラーク由来のDNAを固定化したフィルターを用いて、0.7〜1.0Mの塩
化ナトリウム存在下、65℃でハイブリダイゼーションを行った後、0.1〜2
倍濃度のSSC溶液(1倍濃度のSSC溶液の組成は、150mM塩化ナトリウ
ム、15mMクエン酸ナトリウムよりなる)を用い、65℃条件下でフィルター
を洗浄することにより同定できるDNAをあげることができる。ハイブリダイゼ
ーションは、Molecular Cloning, A Laboratory Manual, Second Edition, Cold
Spring Harbor Laboratory Press, 1989(以下、モレキュラー・クローニング第
2版と略す)、Current Protocols in Molecular Biology, John Wiley & Sons,
1987-1997(以下、カレント・プロトコールズ・イン・モレキュラー・バイオロジー
と略す)、DNA Cloning 1: Core Techniques, A Practical Approach, Second E
dition, Oxford University (1995)等に記載されている方法に準じて行うことが
できる。ハイブリダイズ可能なDNAとして具体的には、配列番号2で表される
塩基配列と少なくとも60%以上の相同性を有するDNA、好ましくは70%以
上、より好ましくは80%以上、さらに好ましくは90%以上、特に好ましくは
95%以上、最も好ましくは98%以上の相同性を有するDNAをあげることが
できる。
In the present invention, α1,6-fucosyltransferase includes
A protein encoded by the DNA of the following (a) or (b),
(a) a DNA consisting of the base sequence represented by SEQ ID NO: 2
(b) DNA that hybridizes with a DNA consisting of the nucleotide sequence represented by SEQ ID NO: 2 under stringent conditions and encodes a protein having α1,6-fucosyltransferase activity
Alternatively, the following proteins (c), (d) and (e) are mentioned.
(c) a protein consisting of the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1
(d) a protein comprising an amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1 in which one or more amino acids have been deleted, substituted, inserted and / or added, and having α1,6-fucosyltransferase activity
(e) a protein consisting of an amino acid sequence having 80% or more homology with the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1 and having α1,6-fucosyltransferase activity In the present invention, the protein hybridizes under stringent conditions DNA refers to, for example, a colony hybridization method, a plaque hybridization method, a Southern blot hybridization method, or the like, using a DNA such as a DNA having the base sequence represented by SEQ ID NO: 2 or a fragment thereof as a probe. Means a DNA obtained by the method, specifically, hybridization was performed at 65 ° C. in the presence of 0.7 to 1.0 M sodium chloride using a filter on which DNA derived from colonies or plaques was immobilized. Later, 0.1-2
DNA that can be identified by washing the filter with a double-concentration SSC solution (the composition of a single-concentration SSC solution is composed of 150 mM sodium chloride and 15 mM sodium citrate) at 65 ° C. can be mentioned. Hybridization is performed using Molecular Cloning, A Laboratory Manual, Second Edition, Cold
Spring Harbor Laboratory Press, 1989 (hereinafter abbreviated as Molecular Cloning Second Edition), Current Protocols in Molecular Biology, John Wiley & Sons,
1987-1997 (hereinafter abbreviated as Current Protocols in Molecular Biology), DNA Cloning 1: Core Techniques, A Practical Approach, Second E
dition, Oxford University (1995) and the like. Specific examples of the hybridizable DNA include a DNA having at least 60% or more homology with the nucleotide sequence represented by SEQ ID NO: 2, preferably 70% or more, more preferably 80% or more, and still more preferably 90% or more. As described above, particularly preferred are DNAs having a homology of 95% or more, most preferably 98% or more.
本発明において、配列番号1で表されるアミノ酸配列において1以上のアミノ
酸が欠失、置換、挿入および/または付加されたアミノ酸配列からなり、かつα
1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質とは、モレキュラー・クロ
ーニング第2版、カレント・プロトコールズ・イン・モレキュラー・バイオロジ
ー、Nucleic Acids Research, 10, 6487 (1982)、Proc. Natl. Acad. Sci., USA
, 79, 6409 (1982)、Gene, 34, 315 (1985)、Nucleic Acids Research, 13, 443
1 (1985)、Proc. Natl. Acad. Sci USA, 82, 488 (1985)等に記載の部位特異的
変異導入法を用いて、例えば、配列番号1で表されるアミノ酸配列を有する蛋白
質をコードするDNAに部位特異的変異を導入することにより取得することがで
きる蛋白質を意味する。欠失、置換、挿入および/または付加されるアミノ酸の
数は1個以上でありその数は特に限定されないが、上記の部位特異的変異導入法
等の周知の技術により、欠失、置換もしくは付加できる程度の数であり、例えば
、1〜数十個、好ましくは1〜20個、より好ましくは1〜10個、さらに好ま
しくは1〜5個である。
In the present invention, the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1 comprises an amino acid sequence in which one or more amino acids have been deleted, substituted, inserted and / or added, and α
Proteins having 1,6-fucosyltransferase activity are described in Molecular Cloning 2nd Edition, Current Protocols in Molecular Biology, Nucleic Acids Research, 10 , 6487 (1982), Proc. Natl. Acad. Sci. ., USA
, 79 , 6409 (1982), Gene, 34 , 315 (1985), Nucleic Acids Research, 13 , 443.
Natl. Acad. Sci USA, 82 , 488 (1985), etc., using a site-directed mutagenesis method, for example, to encode a protein having the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1. Means a protein that can be obtained by introducing a site-specific mutation into DNA to be transformed. The number of amino acids to be deleted, substituted, inserted and / or added is one or more, and the number is not particularly limited. The number of amino acids to be deleted, substituted or added by a well-known technique such as the site-directed mutagenesis method described above. The number is as small as possible, for example, 1 to several tens, preferably 1 to 20, more preferably 1 to 10, and still more preferably 1 to 5.
また、本発明において、配列番号1で表されるアミノ酸配列と80%以上の相
同性を有し、かつα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質とは、
BLAST〔J. Mol. Biol., 215, 403 (1990)〕やFASTA〔Methods in Enz
ymology, 183, 63 (1990)〕等の解析ソフトを用いて計算したときに、配列番号1
に記載のアミノ酸配列を有する蛋白質と少なくとも80%以上、好ましくは85
%以上、より好ましくは90%以上、さらに好ましくは95%以上、特に好まし
くは97%以上、最も好ましくは99%以上である蛋白質であることを意味する
。
Further, in the present invention, a protein having 80% or more homology with the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1 and having α1,6-fucosyltransferase activity,
BLAST [J. Mol. Biol., 215 , 403 (1990)] and FASTA [Methods in Enz.
ymology, 183 , 63 (1990)].
And at least 80%, preferably 85% or more, of the protein having the amino acid sequence of
% Or more, more preferably 90% or more, further preferably 95% or more, particularly preferably 97% or more, and most preferably 99% or more.
本発明において、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下または欠失するように
ゲノムが改変されたとは、該酵素の発現を低下または欠失させるように該遺伝子
の発現調節領域に変異を導入したり、あるいは該酵素の機能を低下させるように
該遺伝子のアミノ酸配列に変異を導入することを意味する。変異を導入するとは
、ゲノム上の塩基配列に欠失、置換、挿入および/または付加といった塩基配列
の改変を行うことを意味し、改変したゲノム遺伝子の発現または機能を完全に抑
制することをノックアウトするという。ゲノム遺伝子をノックアウトする具体的
な例としては、標的となる遺伝子のすべてまたは一部がゲノムから削除された例
が挙げられる。このようなマウスまたはその子孫を取得する方法としては、目的
とするゲノムの改変を行うことができれば、いずれの手法でも用いることができ
る。具体的には、酵素の遺伝子を標的とした遺伝子破壊の手法、酵素について突
然変異を導入する方法、目的とした遺伝子改変を施した細胞の核を用いたクロー
ン個体の作製方法などがあげられる。
In the present invention, the expression that the genome has been modified such that the activity of the α1,6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted means that a mutation is introduced into the expression regulatory region of the gene so that the expression of the enzyme is reduced or deleted. Or introducing a mutation into the amino acid sequence of the gene so as to reduce the function of the enzyme. Introducing a mutation means modifying a nucleotide sequence such as deletion, substitution, insertion and / or addition to a nucleotide sequence on the genome, and knocking out completely suppressing the expression or function of the modified genomic gene. To do it. A specific example of knocking out a genomic gene is an example in which all or a part of a target gene has been deleted from the genome. As a method for obtaining such a mouse or its progeny, any method can be used as long as the desired genome can be modified. Specific examples include a method of gene disruption targeting an enzyme gene, a method of introducing a mutation into an enzyme, and a method of producing a cloned individual using a nucleus of a cell subjected to a desired genetic modification.
以下、本発明のマウス及びその子孫の作出方法と利用方法について詳細に説明
する。
1.本発明のマウス及びその子孫の作出方法
(1)酵素の遺伝子を標的とした遺伝子破壊の手法
本発明のマウス及びその子孫は、α1,6-フコース修飾酵素の遺伝子を標的とし
、遺伝子破壊の方法を用いることにより作製することができる。α1,6-フコース
修飾酵素としては、具体的には、α1,6-フコシルトランスフェラーゼがあげられ
る。
Hereinafter, methods for producing and using the mouse and its progeny of the present invention will be described in detail.
1. Method of Generating Mouse and Its Progeny of the Present Invention (1) Technique of Gene Disruption Targeting Enzyme Gene The mouse and its progeny of the present invention target the gene of α1,6-fucose modifying enzyme and perform gene disruption. Can be produced by using Specific examples of the α1,6-fucose modifying enzyme include α1,6-fucosyltransferase.
遺伝子破壊の方法としては、標的とする酵素の遺伝子を破壊することができる
方法であればいかなる方法も包含される。その例としては、相同組換え法、RD
O法、レトロウイルスを用いた方法、トランスポゾンを用いた方法等があげられ
る。以下これらを具体的に説明する。
(a)相同組換え法による本発明のマウス及びその子孫の作製
本発明のマウス及びその子孫は、α1,6-フコース修飾酵素の遺伝子を標的とし
、染色体上の標的遺伝子を相同組換え法を用い改変することによって作製するこ
とができる。
The method for gene disruption includes any method that can disrupt the gene of the target enzyme. Examples include homologous recombination, RD
O method, a method using a retrovirus, a method using a transposon, and the like. Hereinafter, these will be described specifically.
(A) Production of Mouse of the Present Invention and Its Progeny by Homologous Recombination Method The mouse of the present invention and its progeny target the gene of α1,6-fucose modifying enzyme and perform homologous recombination on the target gene on the chromosome. It can be produced by using and modifying.
染色体上の標的遺伝子の改変は、Manipulating the Mouse Embryo A Laborato
ry Manual, Second Edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press (1994)(
以下、「マニピュレイティング・ザ・マウス・エンブリオ・ア・ラボラトリー・マニュ
アル」と略す)、Gene Targeting, A Practical Approach, IRL Press at Oxford
University Press (1993)、バイオマニュアルシリーズ8 ジーンターゲッティ
ング, ES細胞を用いた変異マウスの作製,羊土社 (1995)(以下、「ES細胞を
用いた変異マウスの作製」と略す)等に記載の染色体工学の手法を用い、例えば
以下のように行うことができる。
Modification of the target gene on the chromosome can be performed by the Manipulating the Mouse Embryo A Laborato
ry Manual, Second Edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press (1994) (
Hereafter abbreviated as "Manipulating the Mouse Embryo a Laboratory Manual"), Gene Targeting, A Practical Approach, IRL Press at Oxford
University Press (1993),
α1,6-フコース修飾酵素のcDNAを取得する。
取得したcDNAの塩基配列に基づき、α1,6-フコース修飾酵素のゲノムDN
Aを調製する。
該ゲノムDNAの塩基配列にも基づき、改変する標的遺伝子(例えば、α1,6-
フコース修飾酵素の構造遺伝子、あるいはプロモーター遺伝子)を相同組換えす
るためのターゲットベクターを作製する。
Obtain cDNA of α1,6-fucose modifying enzyme.
Based on the nucleotide sequence of the obtained cDNA, the genome DN of α1,6-fucose modifying enzyme
Prepare A.
Based on the base sequence of the genomic DNA, the target gene to be modified (for example, α1,6-
A target vector for homologous recombination of a structural gene of a fucose modifying enzyme or a promoter gene is prepared.
作製したターゲットベクターを胚性幹細胞に導入し、標的遺伝子とターゲット
ベクターの間で相同組換えを起こした細胞を選択する。
選択した胚性幹細胞を公知の注入キメラ法あるいは集合キメラ法に従って、受
精卵に導入し、導入した受精卵を偽妊娠雌性マウスの卵管あるいは子宮に移植す
ることで生殖系列キメラを選択する。
The prepared target vector is introduced into embryonic stem cells, and cells that have undergone homologous recombination between the target gene and the target vector are selected.
A germline chimera is selected by introducing the selected embryonic stem cells into a fertilized egg and transplanting the introduced fertilized egg into the oviduct or uterus of a pseudopregnant female mouse according to a known injection chimera method or a collective chimera method.
選択した生殖系列キメラを交配させ、産まれた仔から、導入したターゲットベ
クターが、α1,6-フコース修飾酵素をコードするゲノム上の遺伝子領域と相同組
換えを起こして挿入された染色体を有する個体を選択する。
選択した個体同士を交配させ、産まれた仔から、両方の相同染色体において、
導入したターゲットベクターが、α1,6-フコース修飾酵素をコードするゲノム上
の遺伝子領域と相同組換えを起こして挿入された染色体を有するホモ接合体を選
択する。
The selected target germline chimeras were bred, and from the offspring, an individual having a chromosome into which the introduced target vector was inserted by homologous recombination with the gene region on the genome encoding the α1,6-fucose modifying enzyme. select.
The selected individuals are bred together, and from the offspring, on both homologous chromosomes,
A homozygote having a chromosome inserted by the homologous recombination of the introduced target vector with the gene region on the genome encoding the α1,6-fucose modifying enzyme is selected.
得られたホモ接合体同士を交配させ、その子孫を得ることにより、本発明のマ
ウス及びその子孫を作製することができる。
α1,6-フコース修飾酵素のcDNA及びゲノムDNAを取得する方法としては
、例えば、以下に記載の方法があげられる。
cDNAの調製方法
改変を施したいマウスの細胞から全RNA又はmRNAを調製する。
By crossing the obtained homozygotes and obtaining their progeny, the mouse of the present invention and its progeny can be produced.
Examples of a method for obtaining cDNA and genomic DNA of α1,6-fucose modifying enzyme include the following methods.
Preparation of cDNA Total RNA or mRNA is prepared from mouse cells to be modified.
調製した全RNA又はmRNAからcDNAライブラリーを作製する。
α1,6-フコース修飾酵素の既知アミノ酸配列、例えばヒトのアミノ酸配列に基
づいて、デジェネレイティブプライマーを作製し、作製したcDNAライブラリ
ーを鋳型としてPCR法にて、α1,6-フコース修飾酵素をコードする遺伝子断片
を取得する。
A cDNA library is prepared from the prepared total RNA or mRNA.
Based on the known amino acid sequence of the α1,6-fucose modifying enzyme, for example, a human amino acid sequence, a degenerative primer was prepared, and the α1,6-fucose modifying enzyme was prepared by PCR using the prepared cDNA library as a template. Obtain the gene fragment to be coded.
取得した遺伝子断片をプローブとして用い、cDNAライブラリーをスクリー
ニングし、α1,6-フコース修飾酵素をコードするcDNAを取得することができ
る。
マウスの細胞のmRNAは、市販のもの(例えばClontech社)を用いてもよいし
、以下のごとく全RNAを調製し、これからmRNAを調製してもよい。細胞か
ら全RNAを調製する方法としては、チオシアン酸グアニジン−トリフルオロ酢
酸セシウム法[メソッズ・イン・エンザイモロジー(Methods in Enzymology), 1
54, 3 (1987)]、酸性チオシアン酸グアニジン・フェノール・クロロホルム(A
GPC)法[アナリティカル・バイオケミストリー(Analytical Biochemistry),
162, 156 (1987); 実験医学、9, 1937 (1991)]などがあげられる。
Using the obtained gene fragment as a probe, a cDNA library can be screened to obtain a cDNA encoding α1,6-fucose modifying enzyme.
As the mRNA of mouse cells, commercially available one (for example, Clontech) may be used, or total RNA may be prepared as follows, and mRNA may be prepared therefrom. As a method for preparing total RNA from cells, a guanidine thiocyanate-cesium trifluoroacetate method [Methods in Enzymology, 1
54 , 3 (1987)], guanidine acid thiocyanate / phenol / chloroform (A
GPC) method [Analytical Biochemistry,
162 , 156 (1987); Experimental Medicine, 9 , 1937 (1991)].
また、全RNAからpoly(A)+ RNAとしてmRNAを調製する方法と
しては、オリゴ(dT)固定化セルロースカラム法(モレキュラー・クローニン
グ第2版)等があげられる。
さらに、Fast Track mRNA Isolation Kit(Invitrogen社)、Quick Prep mRNA
Purification Kit(Pharmacia社)などのキットを用いることによりmRNAを
調製することができる。
Examples of a method for preparing mRNA as poly (A) + RNA from total RNA include an oligo (dT) -immobilized cellulose column method (Molecular Cloning, 2nd edition) and the like.
Furthermore, Fast Track mRNA Isolation Kit (Invitrogen), Quick Prep mRNA
MRNA can be prepared by using a kit such as Purification Kit (Pharmacia).
調製したマウスの細胞のmRNAからcDNAライブラリーを作製する。cD
NAライブラリー作製法としては、モレキュラー・クローニング第2版、カレン
ト・プロトコールズ・イン・モレキュラー・バイオロジー、A Laboratory Manua
l, 2 nd Ed.(1989)等に記載された方法、あるいは市販のキット、例えばSuperSc
ript Plasmid System for cDNA Synthesis and Plasmid Cloning(Life Technol
ogies社)、ZAP-cDNA Synthesis Kit(STRATAGENE社)を用いる方法などがあげ
られる。
A cDNA library is prepared from the prepared mouse cell mRNA. cD
Methods for preparing NA libraries include Molecular Cloning 2nd Edition, Current Protocols in Molecular Biology, A Laboratory Manua
l, 2 nd Ed. (1989), or a commercially available kit such as SuperSc
ript Plasmid System for cDNA Synthesis and Plasmid Cloning (Life Technol
ogies) and a method using a ZAP-cDNA Synthesis Kit (STRATAGENE).
cDNAライブラリーを作製するためのクローニングベクターとしては、大腸
菌K12株中で自立複製できるものであれば、ファージベクター、プラスミドベク
ター等いずれでも使用できる。具体的には、ZAP Express[STRATAGENE社、スト
ラテジーズ(Strategies), 5, 58 (1992)]、pBluescript II SK(+)[ヌクレイッ
ク・アシッド・リサーチ(Nucleic Acids Research), 17, 9494 (1989)]、Lambd
a ZAP II(STRATAGENE社)、λgt10、λgt11[ディーエヌエー・クローニング・
ア・プラクティカル・アプローチ(DNA cloning, A Practical Approach),1, 49
(1985)]、λTriplEx(Clontech社)、λExCell(Pharmacia社)、pT7T318U(Ph
armacia社)、pcD2[モレキュラー・セルラー・バイオロジー(Mol. Cell. Biol.
), 3, 280 (1983)]およびpUC18[ジーン(Gene), 33, 103 (1985)]等をあげる
ことができる。
As a cloning vector for preparing a cDNA library, any phage vector, plasmid vector, or the like can be used as long as it can autonomously replicate in Escherichia coli K12 strain. Specifically, ZAP Express [STRATAGENE, Strategies, 5 , 58 (1992)], pBluescript II SK (+) [Nucleic Acids Research, 17 , 9494 (1989)] , Lambd
a ZAP II (STRATAGENE), λgt10, λgt11 [DN Cloning
DNA cloning, A Practical Approach, 1 , 49
(1985)], λTriplEx (Clontech), λExCell (Pharmacia), pT7T318U (Ph
armacia), pcD2 [Molecular Cellular Biology (Mol. Cell. Biol.
), 3 , 280 (1983)] and pUC18 [Gene, 33 , 103 (1985)].
宿主微生物としては、微生物であればいずれでも用いることができるが、好ま
しくは大腸菌が用いられる。具体的には、Escherichia coli XL1-Blue MRF'[ST
RATAGENE社、ストラテジーズ(Strategies), 5, 81 (1992)]、Escherichia coli
C600[ジェネティクス(Genetics), 39, 440 (1954)]、Escherichia coli Y108
8[サイエンス(Science),222, 778 (1983)]、Escherichia coli Y1090[サイエ
ンス(Science), 222, 778 (1983)]、Escherichia coli NM522[ジャーナル・オ
ブ・モレキュラー・バイオロジー(J. Mol. Biol.), 166, 1 (1983)]、Escheric
hia coli K802[ジャーナル・オブ・モレキュラー・バイオロジー(J. Mol. Biol
.), 16, 118 (1966)]およびEscherichia coli JM105[ジーン(Gene), 38, 275
(1985)]等が用いられる。
As the host microorganism, any microorganism can be used, but Escherichia coli is preferably used. Specifically, Escherichia coli XL1-Blue MRF '[ST
RATAGENE, Strategies, 5 , 81 (1992)], Escherichia coli
C600 [Genetics, 39 , 440 (1954)], Escherichia coli Y108
8 [Science, 222 , 778 (1983)], Escherichia coli Y1090 [Science, 222 , 778 (1983)], Escherichia coli NM522 [Journal of Molecular Biology (J. Mol. Biol) .), 166 , 1 (1983)], Escheric
hia coli K802 [Journal of Molecular Biology (J. Mol. Biol
.), 16 , 118 (1966)] and Escherichia coli JM105 [Gene, 38 , 275].
(1985)].
このcDNAライブラリーを、そのまま以降の解析に用いてもよいが、不完全
長cDNAの割合を下げ、なるべく完全長cDNAを効率よく取得するために、
菅野らが開発したオリゴキャップ法[ジーン(Gene), 138, 171 (1994); ジーン(
Gene), 200, 149 (1997); 蛋白質核酸酵素, 41, 603 (1996); 実験医学, 11, 24
91 (1993); cDNAクローニング(羊土社 )(1996); 遺伝子ライブラリーの作製
法(羊土社) (1994)]を用いて調製したcDNAライブラリーを以下の解析に用
いてもよい。
This cDNA library may be used for subsequent analysis as it is, but in order to reduce the proportion of incomplete cDNA and to obtain full-length cDNA as efficiently as possible,
Oligocap method developed by Sugano et al. [Gene, 138 , 171 (1994);
Gene), 200 , 149 (1997); Protein nucleic acid enzyme, 41 , 603 (1996); Experimental medicine, 11 , 24
91 (1993); cDNA cloning (Yodosha) (1996); Gene library preparation method (Yodosha) (1994)] may be used for the following analysis.
α1,6-フコース修飾酵素のアミノ酸配列に基づいて、該アミノ酸配列をコード
することが予測される塩基配列の5’末端および3’末端の塩基配列に特異的なデ
ジェネレイティブプライマーを作製し、作製したcDNAライブラリーを鋳型と
してPCR法[ピーシーアール・プロトコールズ(PCR Protocols), Academic Pr
ess (1990)]を用いてDNAの増幅を行うことにより、α1,6-フコース修飾酵素
をコードする遺伝子断片を取得することができる。
On the basis of the amino acid sequence of the α1,6-fucose modifying enzyme, a degenerative primer specific to the base sequence at the 5 ′ end and 3 ′ end of the base sequence predicted to encode the amino acid sequence is prepared, PCR method using the prepared cDNA library as a template [PCR Protocols, Academic Pr.
ess (1990)], a gene fragment encoding α1,6-fucose modifying enzyme can be obtained.
取得した遺伝子断片がα1,6-フコース修飾酵素をコードするDNAであること
は、通常用いられる塩基配列解析方法、例えばサンガー(Sanger)らのジデオキ
シ法[プロシーディングス・オブ・ザ・ナショナル・アカデミー・オブ・サイエンス(P
roc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.), 74, 5463 (1977)]あるいはABIPRISM
377DNAシークエンサー(PE Biosystems社製)等の塩基配列分析装置を用
いて分析することにより、確認することができる。
The fact that the obtained gene fragment is a DNA encoding an α1,6-fucose modifying enzyme can be determined by a commonly used nucleotide sequence analysis method, for example, the dideoxy method of Sanger et al. [Proceedings of the National Academy. Of Science (P
roc. Natl. Acad. Sci. USA), 74 , 5463 (1977)] or ABIPRISM.
It can be confirmed by analysis using a base sequence analyzer such as 377 DNA sequencer (manufactured by PE Biosystems).
該遺伝子断片をDNAプローブとして、改変を施したいマウスの細胞に含まれ
るmRNAから合成したcDNAあるいはcDNAライブラリー対してコロニー
ハイブリダイゼーションやプラークハイブリダイゼーション(モレキュラー・ク
ローニング第2版)を行うことにより、α1,6-フコース修飾酵素のDNAを取得
することができる。
Using this gene fragment as a DNA probe, colony hybridization or plaque hybridization (molecular cloning second edition) is performed on cDNA or a cDNA library synthesized from mRNA contained in mouse cells to be modified to obtain α1. , 6-fucose modifying enzyme DNA can be obtained.
また、α1,6-フコース修飾酵素をコードする遺伝子断片を取得するために用い
たプライマーを用い、改変を施したいマウスの細胞に含まれるmRNAから合成
したcDNAあるいはcDNAライブラリーを鋳型として、PCR法を用いてス
クリーニングを行うことにより、α1,6-フコース修飾酵素のDNAを取得するこ
ともできる。
In addition, using the primers used to obtain the gene fragment encoding the α1,6-fucose modifying enzyme, PCR was performed using a cDNA or cDNA library synthesized from mRNA contained in mouse cells to be modified as a template. By performing screening using, DNA of α1,6-fucose modifying enzyme can also be obtained.
取得したα1,6-フコース修飾酵素をコードするDNAの塩基配列を末端から、
通常用いられる塩基配列解析方法、例えばサンガー(Sanger)らのジデオキシ法
[プロシーディングス・オブ・ザ・ナショナル・アカデミー・オブ・サイエンス(Proc.
Natl. Acad. Sci. U.S.A.), 74, 5463 (1977)]あるいはABIPRISM37
7DNAシークエンサー(PE Biosystems社製)等の塩基配列分析装置を用いて
分析することにより、該DNAの塩基配列を決定する。
The base sequence of the DNA encoding the obtained α1,6-fucose modifying enzyme is
A commonly used nucleotide sequence analysis method, for example, the dideoxy method of Sanger et al. [Proceedings of the National Academy of Sciences (Proc.
Natl. Acad. Sci. USA), 74 , 5463 (1977)] or ABIPRISM37.
The base sequence of the DNA is determined by analysis using a base sequence analyzer such as 7 DNA sequencer (manufactured by PE Biosystems).
決定したcDNAの塩基配列をもとに、BLAST等の相同性検索プログラム
を用いて、GenBank、EMBLおよびDDBJなどの塩基配列データベー
スを検索することにより、データベース中の遺伝子の中でα1,6-フコース修飾酵
素をコードしている遺伝子を決定することもできる。
上記の方法で得られるα1,6-フコース修飾酵素をコードしている遺伝子の塩基
配列としては、例えば、配列番号2に記載の塩基配列が挙げられる。
Based on the base sequence of the determined cDNA, a base sequence database such as GenBank, EMBL and DDBJ is searched by using a homology search program such as BLAST, thereby obtaining α1,6-fucose among the genes in the database. The gene encoding the modifying enzyme can also be determined.
The nucleotide sequence of the gene encoding the α1,6-fucose modifying enzyme obtained by the above method includes, for example, the nucleotide sequence of SEQ ID NO: 2.
決定されたDNAの塩基配列に基づいて、フォスフォアミダイト法を利用した
パーキン・エルマー社のDNA合成機model 392等のDNA合成機で化学合成す
ることにより、α1,6-フコース修飾酵素のcDNAを取得することもできる。
α1,6-フコース修飾酵素のゲノムDNAを調製する方法としては、例えば、以
下に記載の方法が挙げられる。
Based on the determined nucleotide sequence of the DNA, the cDNA of α1,6-fucose modifying enzyme was chemically synthesized by a DNA synthesizer such as a DNA synthesizer model 392 manufactured by Perkin-Elmer using the phosphoramidite method. You can also get it.
Examples of a method for preparing a genomic DNA of the α1,6-fucose modifying enzyme include the following methods.
ゲノムDNAの調製方法
ゲノムDNAを調製する方法としては、モレキュラー・クローニング第2版や
カレント・プロトコールズ・イン・モレキュラー・バイオロジー等に記載された
公知の方法があげられる。また、ゲノムDNAライブラリースクリーニングシス
テム(Genome Systems社)やUniversal GenomeWalkerTM Kits(CLONTECH社)な
どを用いることにより、α1,6-フコース修飾酵素のゲノムDNAを単離すること
もできる。
Methods for preparing genomic DNA Examples of methods for preparing genomic DNA include known methods described in Molecular Cloning Second Edition, Current Protocols in Molecular Biology, and the like. In addition, genomic DNA of α1,6-fucose modifying enzyme can be isolated by using a genomic DNA library screening system (Genome Systems) or Universal GenomeWalker ™ Kits (CLONTECH).
上記の方法で得られるα1,6-フコース修飾酵素のゲノムDNAの塩基配列は、
上記方法で取得された、α1,6-フコース修飾酵素のcDNA配列が含まれている
ことから確認できる。
標的遺伝子を相同組換えするためのターゲットベクターは、 Gene Targeting,
A Practical Approach, IRL Press at Oxford University Press (1993)、バイ
オマニュアルシリーズ8 ジーンターゲッティング, ES細胞を用いた変異マウ
スの作製(羊土社)(1995)等に記載の方法にしたがって作製することができる。タ
ーゲットベクターは、リプレースメント型、インサーション型、ジーントラップ
型いずれでも用いることができる。
The nucleotide sequence of the genomic DNA of the α1,6-fucose modifying enzyme obtained by the above method is
It can be confirmed from the fact that it contains the cDNA sequence of the α1,6-fucose modifying enzyme obtained by the above method.
The target vector for homologous recombination of the target gene is Gene Targeting,
A Practical Approach, IRL Press at Oxford University Press (1993),
胚性幹細胞へのターゲットベクターの導入方法としては、動物細胞にDNAを
導入する方法であればいずれも用いることができ、例えば、エレクトロポレーシ
ョン法[サイトテクノロジー(Cytotechnology), 3, 133 (1990)]、リン酸カル
シウム法[特開平2-227075]、リポフェクション法[プロシーディングス・オブ・
ザ・ナショナル・アカデミー・オブ・サイエンス(Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.),
84, 7413 (1987)]、インジェクション法[Manipulating the Mouse Embryo A L
aboratory Manual, Second Edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press (1
994)(以下、マニピュレーティング・マウス・エンブリオ第2版と略す)]、パ
ーティクルガン(遺伝子銃)を用いる方法[特許第2606856、特許第2517813]、
DEAE−デキストラン法[バイオマニュアルシリーズ4―遺伝子導入と発現・
解析法(羊土社)横田崇・新井賢一編(1994)]、ウイルスベクター法[マニピュ
レーティング・マウス・エンブリオ第2版]等をあげることができる。
As a method for introducing a target vector into embryonic stem cells, any method for introducing DNA into animal cells can be used. For example, electroporation [Cytotechnology, 3 , 133 (1990)] ], Calcium phosphate method [Japanese Unexamined Patent Application Publication No. 2-227075], lipofection method [Proceedings of
The National Academy of Sciences (Proc. Natl. Acad. Sci. USA),
84 , 7413 (1987)], the injection method [Manipulating the Mouse Embryo AL
aboratory Manual, Second Edition, Cold Spring Harbor Laboratory Press (1
994) (hereinafter abbreviated as Manipulating Mouse Embryo 2nd Edition)], a method using a particle gun (gene gun) [Patent No. 2606856, Patent No. 2517813],
DEAE-dextran method [Bio Manual Series 4-Gene transfer and expression
Analytical method (Yodosha), Takashi Yokota, Ken-ichi Arai (1994)], virus vector method [manipulating mouse embryo 2nd edition], and the like.
相同組換え体を効率的に選別する方法として、例えば、Gene Targeting, A Pr
actical Approach, IRL Press at Oxford University Press (1993)、バイオマ
ニュアルシリーズ8 ジーンターゲッティング, ES細胞を用いた変異マウスの
作製(羊土社)(1995)等に記載のポジティブ選択、プロモーター選択、ネガティブ
選択、ポリA選択などの方法を用いることができる。具体的には、hprt遺伝子を
含むターゲットベクターの場合は、hprt遺伝子を欠損した胚性幹細胞に導入後、
胚性幹細胞をアミノプテリン、ヒポキサンチンおよびチミジンを含む培地で培養
し、アミノプテリン耐性の株を選別することにより、hprt遺伝子を含む相同組換
え体を選別するポジティブ選択を行なうことができる。ネオマイシン耐性遺伝子
を含むターゲットベクターの場合は、ベクターを導入した胚性幹細胞をG418を含
む培地で培養し、G418耐性の株を選別することにより、ネオマイシン耐性遺伝子
を含む相同組換え体を選別するポジティブ選択を行なうことができる。DT遺伝子
を含むターゲットベクターの場合は、ベクターを導入した胚性幹細胞を培養し、
生育してきた株を選別する(相同組換え以外のランダムに染色体に挿入された組
換え体は、DT遺伝子が染色体に組み込まれて発現するため、DTの毒性により生育
できない)ことにより、DT遺伝子を含まない相同組換え体を選別するネガティブ
選択を行なうことができる。選別した細胞株の中から目的とする相同組換え体を
選択する方法としては、ゲノムDNAに対するサザンハイブリダイゼーション法
(モレキュラー・クローニング第2版)やPCR法[ピーシーアール・プロトコ
ールズ(PCR Protocols), Academic Press (1990)]等があげられる。
As a method for efficiently selecting homologous recombinants, for example, Gene Targeting, A Pr
positive selection, promoter selection, negative selection, etc. described in actical Approach, IRL Press at Oxford University Press (1993),
Embryonic stem cells are cultured in a medium containing aminopterin, hypoxanthine and thymidine, and aminopterin-resistant strains are selected, whereby positive selection for selecting homologous recombinants containing the hprt gene can be performed. In the case of a target vector containing a neomycin resistance gene, the embryonic stem cells into which the vector has been introduced are cultured in a medium containing G418, and G418-resistant strains are selected to select homologous recombinants containing the neomycin resistance gene. You can make a selection. In the case of a target vector containing the DT gene, the embryonic stem cells into which the vector has been introduced are cultured,
The strain that has grown is selected (the recombinant inserted randomly into the chromosome other than homologous recombination cannot grow due to DT toxicity because the DT gene is integrated into the chromosome and expressed). Negative selection to select for homologous recombinants that do not contain can be performed. Methods for selecting a desired homologous recombinant from the selected cell lines include Southern hybridization (genetic DNA cloning, 2nd edition) for genomic DNA and PCR [PCR Protocols, Academic Press (1990)].
胚性幹細胞を集合キメラ法を用いて受精卵に取り込ませる場合には、一般に8
細胞期以前の発生段階の受精卵を用いることが好ましい。胚性幹細胞を注入キメ
ラ法を用いて受精卵に取り込ませる場合には、一般に8細胞期から胚盤胞の発生
段階の受精卵を用いることが好ましい。
雌マウスへ受精卵を移植する場合には、精管結紮雄非ヒト哺乳動物と交配さ
せることにより、受精能を誘起された偽妊娠雌マウスに得られた受精卵を人工的
に移植および着床させる方法が好ましく、偽妊娠雌マウスは自然交配によっても
得られるが、黄体形成ホルモン放出ホルモン(以下、LHRHと略する)あるいはそ
の類縁体を投与後、雄マウスと交配させることにより、受精能を誘起された偽妊
娠雌マウスを得ることもできる。LHRHの類縁体としては、例えば[3,5-Dil-Tyr5]
-LHRH、[Gln8]-LHRH、[D-Ala6]-LHRH、des-Gly10-[D-His(Bzl)6]-LHRH ethylami
de等があげられる。
(b)RDO方法による本発明のマウス及びその子孫の作製
本発明のマウス及びその子孫は、α1,6-フコース修飾酵素の遺伝子を標的とし
、RDO(RNA-DNA oligonucleotide)法を用い、例えば、以下のように作製す
ることができる。
When embryonic stem cells are incorporated into a fertilized egg using the collective chimera method, generally 8
It is preferable to use a fertilized egg at a developmental stage before the cell stage. When embryonic stem cells are incorporated into a fertilized egg using the injection chimera method, it is generally preferable to use a fertilized egg in the stage of blastocyst development from the 8-cell stage.
When a fertilized egg is transplanted into a female mouse, the fertilized egg obtained in a pseudopregnant female mouse in which fertilization has been induced is artificially transplanted and implanted by mating with a vasectomized male non-human mammal. Pseudopregnant female mice are preferably obtained by natural mating. After administration of luteinizing hormone-releasing hormone (hereinafter abbreviated as LHRH) or an analog thereof, fertilization is achieved by mating with male mice. Induced pseudopregnant female mice can also be obtained. As analogs of LHRH, for example, [3,5-Dil-Tyr5]
-LHRH, [Gln8] -LHRH, [D-Ala6] -LHRH, des-Gly10- [D-His (Bzl) 6] -LHRH ethylami
de and the like.
(b) Preparation of the mouse and its progeny of the present invention by the RDO method The mouse and its progeny of the present invention target the α1,6-fucose modifying enzyme gene and use the RDO (RNA-DNA oligonucleotide) method, for example, It can be manufactured as follows.
上述のようにして、α1,6-フコース修飾酵素のcDNAあるいはゲノムDNA
を調製し、調製したcDNAあるいはゲノムDNAの塩基配列を決定する。
決定したDNAの配列に基づき、α1,6-フコース修飾酵素をコードする部分、
非翻訳領域の部分あるいはイントロン部分を含む適当な長さのRDOのコンスト
ラクトを設計し合成する。
As described above, cDNA or genomic DNA of α1,6-fucose modifying enzyme
Is prepared, and the base sequence of the prepared cDNA or genomic DNA is determined.
Based on the determined DNA sequence, a portion encoding α1,6-fucose modifying enzyme,
An RDO construct of an appropriate length including the untranslated region portion or the intron portion is designed and synthesized.
合成したRDOを胚性幹細胞に導入し、標的とした酵素、すなわちα1,6-フコ
ース修飾酵素に変異が生じた胚性幹細胞を選択する。
選択した胚性幹細胞を注入キメラ法あるいは集合キメラ法に従って、受精卵に
導入し、導入した受精卵を偽妊娠雌性マウスの卵管あるいは子宮に移植すること
で生殖系列キメラを選択する。
The synthesized RDO is introduced into embryonic stem cells, and embryonic stem cells in which a mutation has occurred in the targeted enzyme, ie, the α1,6-fucose modifying enzyme, are selected.
The selected embryonic stem cells are introduced into a fertilized egg according to the injection chimera method or the collective chimera method, and the introduced fertilized egg is transplanted into the oviduct or uterus of a pseudopregnant female mouse to select a germline chimera.
選択した生殖系列キメラを交配させ、産まれた仔から、導入したターゲットベ
クターが、α1,6-フコース修飾酵素をコードするゲノム上の遺伝子領域と相同組
換えを起こして挿入された染色体を有する個体を選択する。
選択した個体同士を交配させ、産まれた仔から、両方の相同染色体において、
導入したターゲットベクターが、α1,6-フコース修飾酵素に関与する酵素をコー
ドするゲノム上の遺伝子領域と相同組換えを起こして挿入された染色体を有する
ホモ接合体を選択する。
After breeding the selected germline chimera and breeding the offspring, an individual with a chromosome into which the introduced target vector has been inserted by homologous recombination with the gene region on the genome encoding α1,6-fucose modifying enzyme select.
The selected individuals are bred together, and from the offspring, on both homologous chromosomes,
A homozygote having a chromosome inserted by the homologous recombination of the introduced target vector with the gene region on the genome encoding the enzyme involved in the α1,6-fucose modifying enzyme is selected.
得られたホモ接合体同士を交配させ、その子孫を得ることにより、本発明のマ
ウス及びその子孫を作製することができる。
胚性幹細胞へのRDOの導入には、上記1の(1)の(a)に記載のターゲッ
トベクターの導入方法を用いることができる。
RDOは、常法またはDNA合成機を用いることにより調製することができる
。
By crossing the obtained homozygotes and obtaining their progeny, the mouse of the present invention and its progeny can be produced.
For the introduction of RDO into embryonic stem cells, the method for introducing a target vector described in the above 1 (1) (a) can be used.
RDO can be prepared by a conventional method or by using a DNA synthesizer.
RDOを胚性幹細胞に導入し、α1,6-フコース修飾酵素の遺伝子に変異が生じ
た細胞を選択する方法としては、モレキュラー・クローニング第2版、カレント・
プロトコールズ・イン・モレキュラー・バイオロジー等に記載された染色体上の遺
伝子の変異を直接検出する方法があげられる。
RDOのコンストラクトは、サイエンス(Science), 273, 1386, (1996); ネイ
チャー・メディシン(Nature Medicine), 4, 285, (1998); へパトロジー(Hepato
logy), 25, 1462, (1997); ジーン・セラピー(Gene Therapy), 5, 1960, (1999)
; ジーン・セラピー(Gene Therapy), 5, 1960, (1999); ジャーナル・オブ・モ
レキュラー・メディシン(J. Mol. Med.), 75, 829, (1997); プロシーディング
ス・オブ・ザ・ナショナル・アカデミー・オブ・サイエンス(Proc. Natl. Acad. Sci.
USA), 96, 8774, (1999); プロシーディングス・オブ・ザ・ナショナル・アカデミー
・オブ・サイエンス(Proc. Natl. Acad. Sci. USA), 96, 8768, (1999); ヌクレイ
ック・アシッド・リサーチ(Nuc. Acids. Res.), 27, 1323, (1999); インベステ
ィゲーション・オブ・ダーマトロジー(Invest. Dematol.), 111, 1172, (1998);
ネイチャー・バイオテクノロジー(Nature Biotech.), 16, 1343, (1998); ネイ
チャー・バイオテクノロジー(Nature Biotech.), 18, 43, (2000); ネイチャー
・バイオテクノロジー(Nature Biotech.), 18, 555, (2000)等の記載に従って設
計することができる。
(c)トランスポゾンを用いた方法による、本発明のマウス及びその子孫の作製
本発明のマウス及びその子孫は、ネイチャー・ジェネティク(Nature Genet.)
,25, 35, (2000)等に記載のトランスポゾンのシステムを用い、α1,6-フコース
修飾酵素の突然変異体を選択することで作製することができる。
Methods for introducing RDO into embryonic stem cells and selecting cells in which the gene for the α1,6-fucose modifying enzyme has been mutated include Molecular Cloning, Second Edition, Current
A method for directly detecting a mutation of a gene on a chromosome described in Protocols in Molecular Biology and the like can be mentioned.
The RDO construct is described in Science, 273 , 1386, (1996); Nature Medicine, 4 , 285, (1998); Hepatology.
logy), 25 , 1462, (1997); Gene Therapy, 5 , 1960, (1999)
; Gene Therapy, 5 , 1960, (1999); Journal of Molecular Medicine (J. Mol. Med.), 75 , 829, (1997); Proceedings of the National. Academy of Science (Proc. Natl. Acad. Sci.
USA), 96 , 8774, (1999); Proceedings of the National Academy of Sciences (Proc. Natl. Acad. Sci. USA), 96 , 8768, (1999); Nucleic Acid Research. (Nuc. Acids. Res.), 27 , 1323, (1999); Invest.Dematol., 111 , 1172, (1998);
Nature Biotech., 16 , 1343, (1998); Nature Biotech., 18 , 43, (2000); Nature Biotech., 18 , 555, (2000).
(C) Production of the mouse of the present invention and its progeny by a method using a transposon The mouse of the present invention and its progeny were obtained from Nature Genet.
, 25 , 35, (2000), etc., and by selecting a mutant of the α1,6-fucose modifying enzyme.
トランスポゾンのシステムとは、外来遺伝子をランダムに染色体上に挿入させ
ることで突然変異を誘発させるシステムであり、通常、トランスポゾンに挿まれ
た外来遺伝子を突然変異を誘発させるベクターとして用い、この遺伝子を染色体
上にランダムに挿入させるためのトランスポゼースの発現ベクターを同時に細胞
の中に導入する。
The transposon system is a system in which a foreign gene is randomly inserted into a chromosome to induce a mutation.Usually, a foreign gene inserted in the transposon is used as a vector to induce a mutation, and this gene is used as a chromosome. A transposase expression vector for random insertion above is simultaneously introduced into the cells.
トランスポゼースは、用いるトランスポゾンの配列に適したものであればいか
なるものも用いることができる。
外来遺伝子としては、細胞のDNAに変異を誘起するものであればいかなる遺
伝子も用いることができる。
細胞への遺伝子の導入には、上記1の(1)の(a)に記載のターゲットベク
ターの導入方法を用いることができる。
(2)酵素についての突然変異を導入する手法
本発明のマウス及びその子孫は、α1,6-フコース修飾酵素の遺伝子について突
然変異を導入し、該酵素に突然変異を生じた所望のマウスを選択する手法を用い
ることにより作製することができる。
Any transposase can be used as long as it is suitable for the sequence of the transposon to be used.
As the foreign gene, any gene can be used so long as it can induce mutation in the DNA of a cell.
For introducing a gene into a cell, the method for introducing a target vector described in the above 1 (1) (a) can be used.
(2) Technique for Introducing Mutation in Enzyme The mouse of the present invention and its progeny are obtained by introducing a mutation in the gene of the α1,6-fucose modifying enzyme and selecting a desired mouse in which the enzyme has been mutated. It can be manufactured by using the technique described below.
具体的には、突然変異誘発処理で処理した生殖細胞より出産した突然変異体あ
るいは自然発生的に生じた突然変異体から、α1,6-フコース修飾酵素の遺伝子に
変異が生じた所望のマウスを選択する方法が挙げられる。
生殖細胞としては、精子や卵あるいは胚性幹細胞などの個体を形成しうる能力
を有する細胞があげられる。
Specifically, a desired mouse in which a gene of α1,6-fucose modifying enzyme has been mutated from a mutant born from a germ cell treated by the mutagenesis treatment or a spontaneously generated mutant is obtained. There is a selection method.
Germ cells include cells having the ability to form individuals, such as sperm, eggs, and embryonic stem cells.
突然変異誘発処理としては、細胞のDNAに点突然変異、欠失あるいはフレー
ムシフト突然変異を誘起するものであればいかなる処理も用いることができる。
具体的には、エチルニトロソウレア、ニトロソグアニジン、ベンゾピレン、アク
リジン色素による処理、放射線の照射などがあげられる。また、種々のアルキル
化剤や発癌物質も突然変異誘発物質として用いることができる。突然変異誘発物
質を細胞に作用させる方法としては、例えば、組織培養の技術 第三版(朝倉書
店)日本組織培養学会編(1996)、ネイチャー・ジェネティクス(Nature Genet.),
24, 314, (2000)等に記載の方法を挙げることができる。
As the mutagenesis treatment, any treatment can be used as long as it induces a point mutation, deletion or frameshift mutation in the DNA of the cells.
Specific examples include treatment with ethylnitrosourea, nitrosoguanidine, benzopyrene, and acridine dye, irradiation with radiation, and the like. Various alkylating agents and carcinogens can also be used as mutagens. Examples of a method for causing a mutagen to act on cells include, for example, tissue culture technology, 3rd edition (Asakura Shoten), edited by the Japanese Society for Tissue Culture (1996), Nature Genetics,
24 , 314, (2000) and the like.
自然発生的に生じた突然変異体としては、特別な突然変異誘発処理を施さない
で、通常の飼育を続けることによって自然発生的に生じる突然変異体を挙げるこ
とができる。
(3)目的とした遺伝子改変を施した細胞の核を用いたクローン個体の作製方法
本発明のマウス及びその子孫は、文献に記載されたクローンマウス(T. Wakay
amaら; Nature, 394, 369, 1998、T. Wakayamaら; Nature Genetics, 22, 127,
1999)の作製方法を用い、例えば以下のように作製することができる。
Spontaneously occurring mutants include those that occur spontaneously by continued normal breeding without special mutagenesis treatments.
(3) Method for producing a cloned individual using the nucleus of a cell subjected to the intended genetic modification The mouse of the present invention and its progeny are cloned mice (T. Wakay) described in the literature.
ama et al .; Nature, 394 , 369, 1998; T. Wakayama et al .; Nature Genetics, 22 , 127,
For example, it can be produced as follows using the production method of (1999).
上記1.の(1)または(2)に記載した方法を用い、マウスの任意の細胞の
染色体上の、α1,6-フコース修飾酵素遺伝子に変異を導入する。
次に、得られた細胞の核を初期化(核を再び発生を繰り返すことができるよう
な状態に戻す操作)する。
初期化した細胞の核を除核したマウスの未受精卵に注入することによって発生
を開始させる。
The above 1. Using the method described in (1) or (2), a mutation is introduced into the α1,6-fucose modifying enzyme gene on the chromosome of any mouse cell.
Next, the nucleus of the obtained cell is initialized (operation for returning the nucleus to a state in which generation can be repeated again).
Development is initiated by injecting nuclei of reprogrammed cells into unfertilized eggs of enucleated mice.
発生を開始した卵を雌マウスに人工的に移植および着床させることによって、
α1,6-フコース修飾酵素遺伝子に変異が導入されたヘテロ接合体を得る。
得られたヘテロ接合体同士を交配することにより、ホモ接合体を得る。
得られたホモ接合体同士を交配し、その子孫を得ることにより、本発明のマウ
ス及びその子孫を作製することができる。
By artificially transplanting and implanting eggs that have started to develop into female mice,
A heterozygote in which a mutation has been introduced into the α1,6-fucose modifying enzyme gene is obtained.
By crossing the obtained heterozygotes, homozygotes are obtained.
By crossing the obtained homozygotes and obtaining their progeny, the mouse of the present invention and its progeny can be produced.
細胞の核を初期化する方法は、非ヒト哺乳動物の種類によりそれぞれ異なるこ
とが知られているが、マウスなどの場合は、同種の非ヒト哺乳動物の除核した未
受精卵に、外来性遺伝子を導入した細胞の核を注入し数時間、好ましくは約1〜
6時間培養することで初期化することが好ましい。
初期化された核を除核された未受精卵中で発生を開始させる方法も、非ヒト哺
乳動物の種類によりそれぞれ異なることが知られているが、マウスなどの場合は
、外来性遺伝子を導入した細胞の核を注入した未受精卵を、卵子活性化物質(例
えば、ストロンチウムなど)で刺激し細胞分裂の阻害物質(例えば、サイトカラ
シンBなど)で処理し第二極体の放出を抑制することで発生を開始させることが
好ましい。
It is known that the method of reprogramming the nucleus of cells differs depending on the type of non-human mammal, but in the case of mice and the like, exogenous non-human mammals of non-human mammal The nucleus of the cell into which the gene has been introduced is injected for several hours,
It is preferable to initialize by culturing for 6 hours.
It is also known that the method of initiating development of reprogrammed nuclei in enucleated unfertilized eggs varies depending on the type of non-human mammal, but in the case of mice, etc., foreign genes are introduced. Unfertilized eggs into which the nuclei of the transformed cells have been injected are stimulated with an egg activating substance (eg, strontium) and treated with a cell division inhibitor (eg, cytochalasin B) to suppress the release of the second polar body It is preferable to start the generation.
発生を開始した卵を雌マウスに人工的に移植および着床させる方法としては、
上記1.の(1)の(a)に記載の方法などがあげられる。
2.本発明のマウス及びその子孫の利用
(1)本発明のマウス及びその子孫を用いた、α1,6-フコース修飾酵素の生理機
能の解析
本発明のマウス及びその子孫では、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下または
欠失するようにゲノムが改変されているため、1)発生の過程における該酵素の
生理的な役割、2)発生後から成体に至る過程での該酵素の生理的な役割、3)
成体での該酵素の生理的な役割等を調べることが可能である。
また、α1,6-フコース修飾酵素としては、α1,6-フコシルトランスフェラーゼが
知られているが、同様な酵素活性を有するアイソザイムが存在しないかを各種臓
器レベルで明らかにすることができる。
また、正常個体、ヘテロ接合体、ホモ接合体を比較することで、α1,6-フコース
修飾酵素の量的な変化が及ぼす生理的な影響を観察することもできる。
(2)本発明のマウスまたはその子孫を用いた物質の薬理評価方法
本発明のマウスまたはその子孫は、α1,6-フコース修飾酵素との関連が疑われ
ている疾患において、該病気との因果関係を明確にし、その対処療法あるいは根
本療法を見出すためのツールとして有用である。
As a method of artificially transplanting and implanting eggs that have started to develop into female mice,
The above 1. (1) (a).
2. Use of the mouse of the present invention and its progeny (1) Analysis of the physiological function of α1,6-fucose modifying enzyme using the mouse of the present invention and its progeny Since the genome is modified so that the activity of the enzyme is reduced or deleted, 1) the physiological role of the enzyme in the developmental process, and 2) the physiological role of the enzyme in the process from development to adulthood. Role, 3)
It is possible to investigate the physiological role of the enzyme in adults.
As an α1,6-fucose modifying enzyme, α1,6-fucosyltransferase is known, but it can be determined at the level of various organs whether an isozyme having the same enzyme activity is present.
In addition, by comparing normal individuals, heterozygotes, and homozygotes, it is possible to observe the physiological effects of a quantitative change in α1,6-fucose modifying enzyme.
(2) Method of pharmacological evaluation of substance using mouse or its progeny of the present invention The mouse or its progeny of the present invention has a causal relationship with a disease suspected of being associated with α1,6-fucose modifying enzyme. It is useful as a tool to clarify relationships and find coping or radical therapies.
具体的には、本発明のマウスまたはその子孫に試験物質を投与し、試験物質を
投与しない動物と比較して、該動物の血圧、呼吸数、体重等の種々の身体的パラ
メーターの測定、外見や行動の観察、病理組織学的検討等の薬理作用を調べるこ
とにより、該試験物質の薬理評価を行なうことができる。時に、ヒトの疾患にお
いて観察されている症状と同様な症状についての知見は重要であり、治療薬開発
への重要なデータをとることができる。
Specifically, a test substance is administered to a mouse of the present invention or a progeny thereof, and various physical parameters such as blood pressure, respiratory rate, and body weight of the animal are measured and compared with an animal to which the test substance is not administered. The pharmacological evaluation of the test substance can be carried out by examining pharmacological actions such as observation of behavior and behavior, and histopathological examination. At times, knowledge of symptoms similar to those observed in human disease is important and can provide important data for therapeutic drug development.
また、本発明のマウス及びその子孫に各種の疾患を誘発させた病態モデル動物
を作製し、該病態モデル動物に試験物質を投与し、該病態モデル動物の血圧、呼
吸数、体重等の種々の身体的パラメーターの測定、病態や、外見、行動の観察、
病理組織学的検討等を、試験物質を投与しない該病態モデル動物と比較して行な
うことにより、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下または欠失した動物におけ
る、該試験物質の該疾患に対する有効性および副作用等の薬理評価を行なうこと
ができる。また、この評価に基づき、該疾患の治療薬として好ましい物質を選択
することができる。
Further, a disease model animal in which various diseases are induced in the mouse of the present invention and its progeny is prepared, a test substance is administered to the disease model animal, and various blood pressure, respiratory rate, body weight, etc. of the disease model animal are obtained. Measurement of physical parameters, observation of pathology, appearance, behavior,
By performing histopathological examination and the like in comparison with the pathological model animal to which the test substance is not administered, the test substance in the animal in which the activity of the α1,6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted, Pharmacological evaluation of efficacy and side effects can be performed. Further, based on this evaluation, a substance that is preferable as a therapeutic drug for the disease can be selected.
本発明のマウス及びその子孫に誘発させる疾患としては、心疾患(例えば、急
性心不全、慢性心不全、心筋炎など)、呼吸器系疾患、関節疾患(例えば、関節
リュウマチ、変形性関節症など)、腎疾患(例えば、腎不全、糸球体腎炎、Ig
A腎症など)、動脈硬化症、乾癬症、高脂血症、アレルギー疾患(例えば、喘息
、アレルギー性鼻炎、アトピー性皮膚炎など)、骨疾患(例えば、骨粗鬆症、く
る病、骨軟化症、低カルシュウム血症など)、血液疾患、脳血管性傷害、外傷性
脳障害、感染症、痴呆症、癌、糖尿病、肝疾患、皮膚疾患、神経変性疾患および
慢性炎症性疾患などがあげられる。病態モデル動物の作製は、「マニュアル疾患
モデルマウス」〔Molecular Medicine, 31 臨時増刊号, 中山書店 (1994)〕、
「図説・薬理学のための病態動物モデル」〔西村書店 (1984)〕、「関節炎モデ
ル動物」〔医歯薬出版 (1985)〕、「神経・筋疾患モデル動物」〔医歯薬出版
(1982)〕、「活性酸素と病態 疾患モデルからベッドサイドへ」〔学会出版セン
ター (1992)〕等に記載の方法を用いることができる。
(3)本発明のマウス及びその子孫から得られる細胞を用いた物質の薬理評価方
法
本発明のマウス及びその子孫から得られる種々の細胞と、試験物質とを接触さ
せ、試験物質非存在下での細胞と比較して、細胞内のCa2+濃度の上昇等の種々の
細胞の応答や細胞の形態の変化等の薬理作用を調べることにより、試験物質の該
細胞に対する薬理評価を行なうことができる。
Examples of the disease induced in the mouse of the present invention and its progeny include heart disease (eg, acute heart failure, chronic heart failure, myocarditis, etc.), respiratory disease, joint disease (eg, rheumatoid arthritis, osteoarthritis, etc.), Kidney disease (eg, renal failure, glomerulonephritis, Ig
A nephropathy), arteriosclerosis, psoriasis, hyperlipidemia, allergic diseases (eg, asthma, allergic rhinitis, atopic dermatitis, etc.), bone diseases (eg, osteoporosis, rickets, osteomalacia, Hypocalcemia), blood diseases, cerebrovascular injuries, traumatic encephalopathy, infectious diseases, dementia, cancer, diabetes, liver diseases, skin diseases, neurodegenerative diseases and chronic inflammatory diseases. Preparation of the disease state model animal is `` manual disease model mouse '' (Molecular Medicine, 31 extra edition, Nakayama Shoten (1994)),
"Animal disease model for illustration and pharmacology" (Nishimura Shoten (1984)), "Arthritis model animal" (Dental medicine publication (1985)), "Neuro-muscular disease model animal" (Dental medicine publication)
(1982)], “Reactive oxygen and pathological conditions From disease model to bedside” [Academic Publishing Center (1992)] and the like.
(3) Method of pharmacological evaluation of substance using cells obtained from mouse and its progeny of the present invention Various cells obtained from mouse and its progeny of the present invention are brought into contact with a test substance, By examining pharmacological effects such as various cellular responses such as an increase in intracellular Ca 2+ concentration and changes in cell morphology, it is possible to perform pharmacological evaluation of test substances on the cells in comparison with cells of the same type. it can.
また、本発明のマウス及びその子孫から得られる胚性幹細胞を分化誘導するこ
とにより、さまざまな種類の細胞を得ることができる。分化の誘導方法としては
、胚性幹細胞を同種同系統の動物の皮下に移植することにより、様々な組織が混
じりあった奇形腫瘍(テラトーマ)を誘導する方法(マニピュレーティング・マ
ウス・エンブリオ第2版)、適当な条件でインビトロ培養することにより、内胚
葉細胞、外胚葉細胞、中胚葉細胞、血液細胞、内皮細胞、軟骨細胞、骨格筋細胞
、平滑筋細胞、心筋細胞、神経細胞、グリア細胞、上皮細胞、メラノサイト、ケ
ラチノサイトに分化誘導する方法(Reprod. Fertil. Dev., 10, 31, 1998)をあ
げることができる。この分化後の細胞と、試験物質とを接触させ、試験物質非存
在下での細胞と比較して、細胞内のCa2+濃度の上昇等の種々の細胞の応答や細胞
の形態の変化等の薬理作用を調べることにより、試験物質の該細胞に対する薬理
評価を行なうことができる。これらの方法によって、ヒト患者の生体から摘出し
にくい細胞や少数しか存在しない細胞などに対する薬理評価を行うことができる
。
(4)本発明のマウス及びその子孫の胚性幹細胞、卵、精子、核を用いた遺伝子
改変動物の作製
本発明のマウス及びその子孫から得られる胚性幹細胞、卵、精子または核を用
いて、上記1.に記載の方法により、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下また
は欠失するようにゲノムが改変され、かつさらなる染色体上の遺伝子の改変を行
った遺伝子改変マウスを得ることができる。特に、その遺伝子の機能を破壊する
ことである病態が惹起されることが公知になっている遺伝子を上記1.に記載し
た相同組換えの手法を利用して欠損させたノックアウトマウスや、該遺伝子の機
能を阻害するドミナントネガティブ体の遺伝子を導入し発現させたトランスジェ
ニックマウスは、病態モデル動物として有用である。
(5)本発明のマウスまたはその子孫と同種他系統の動物との交配による遺伝子
改変動物の作製と作製された該遺伝子改変動物の利用
本発明のマウスまたはその子孫と同種他系統の動物(例えば、ヒト疾患モデル
動物)とを交配させることにより、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下または
欠失するようにゲノムが改変され、かつある表現系(例えば、ヒト病態と類似の
症状)を示す遺伝子改変マウスを得ることができる。交配するマウスが、ヒト疾
患モデル動物であれば、α1,6-フコース修飾酵素の活性が低下または欠失するよ
うにゲノムが改変され、かつヒト病態と類似の症状を表現系として示す病態モデ
ル動物が得られる。交配の方法としては、自然交配以外に体外受精の方法があげ
られる。疾患モデル動物としては、先天性および後天性を疾患を問わずいかなる
疾患モデル動物も用いることができる。例えば後天性の病態モデル動物は、「マ
ニュアル疾患モデルマウス」〔Molecular Medicine, 31 臨時増刊号, 中山書店
(1994)〕、「図説・薬理学のための病態動物モデル」〔西村書店 (1984)〕、
「関節炎モデル動物」〔医歯薬出版 (1985)〕、「神経・筋疾患モデル動物」〔
医歯薬出版 (1982)〕、「活性酸素と病態 疾患モデルからベッドサイドへ」〔
学会出版センター (1992)〕等に記載の方法により作製することができる。
(6)遺伝子改変動物を用いた物質の薬理評価方法
上記(4)および(5)に記載の方法で得られた遺伝子改変病態モデル動物に
試験物質を投与し、該病態モデル動物の血圧、呼吸数、体重等の種々の身体的パ
ラメーターの測定、病態や、外見、行動の観察、病理組織学的検討等を、試験物
質を投与しない該病態モデル動物と比較して行なうことにより、該試験物質の該
疾患に対する有効性および副作用等の薬理評価を行なうことができる。また、こ
の評価に基づき、該病態の治療薬として好ましい物質を選択することができる。
In addition, various types of cells can be obtained by inducing differentiation of embryonic stem cells obtained from the mouse of the present invention and progeny thereof. As a method for inducing differentiation, a method of inducing a teratoma (teratoma) mixed with various tissues by implanting embryonic stem cells subcutaneously into an animal of the same type and same strain (manipulating mouse embryo 2nd edition) ), By culturing in vitro under appropriate conditions, endoderm cells, ectoderm cells, mesoderm cells, blood cells, endothelial cells, chondrocytes, skeletal muscle cells, smooth muscle cells, cardiomyocytes, nerve cells, glial cells, Methods for inducing differentiation into epithelial cells, melanocytes, and keratinocytes (Reprod. Fertil. Dev., 10 , 31, 1998) can be mentioned. The differentiated cells are contacted with a test substance, and various cell responses such as an increase in intracellular Ca 2+ concentration and changes in cell morphology are compared with cells in the absence of the test substance. By examining the pharmacological action of, pharmacological evaluation of the test substance on the cells can be performed. According to these methods, pharmacological evaluation can be performed on cells that are difficult to remove from a living body of a human patient or cells that exist only in a small number.
(4) Preparation of Genetically Modified Animal Using Embryonic Stem Cell, Egg, Sperm and Nucleus of Mouse and Progeny of the Present Invention Using embryonic stem cell, egg, sperm or nucleus obtained from mouse of the present invention and its progeny And 1. According to the method described in (1), it is possible to obtain a genetically modified mouse in which the genome is modified so that the activity of the α1,6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted, and the gene on the chromosome is further modified. In particular, a gene known to cause a disease state, which is the disruption of the function of the gene, as described in 1. above. Knockout mice deficient using the homologous recombination technique described in (1) and transgenic mice in which a dominant negative body gene that inhibits the function of the gene is introduced and expressed are useful as disease state animal models.
(5) Production of a genetically modified animal by crossing the mouse of the present invention or its progeny with an animal of the same or different strain and use of the produced genetically modified animal An animal of the same or different strain as the mouse of the present invention or its progeny (for example, , A human disease model animal), the genome is modified so that the activity of α1,6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted, and a certain phenotype (for example, a symptom similar to a human disease state) is introduced. The genetically modified mouse shown in the figure can be obtained. If the mouse to be bred is a human disease model animal, a pathological model animal whose genome is modified so that the activity of α1,6-fucose modifying enzyme is reduced or deleted, and which exhibits a symptom similar to a human pathological condition as an expression system Is obtained. Methods of mating include in vitro fertilization in addition to natural mating. As the disease model animal, any disease model animal can be used, regardless of whether the disease is congenital or acquired. For example, an acquired pathological model animal is "manual disease model mouse" [Molecular Medicine, 31 extra edition, Nakayama Shoten
(1994)), `` Pathological animal models for illustration and pharmacology '' (Nishimura Shoten (1984)),
"Arthritis model animals" (Imedicine Publishing (1985)), "Nerve and muscle disease model animals" [
Toyoyaku Shuppan (1982)], "Reactive Oxygen and Pathological Conditions From Disease Model to Bedside" [
Academic Press Center (1992)].
(6) Pharmacological evaluation method of a substance using a genetically modified animal A test substance is administered to the genetically modified disease model animal obtained by the method described in the above (4) and (5), and the blood pressure and respiration of the disease model animal are administered. Measurement of various physical parameters such as number, body weight, etc., disease state, appearance, behavioral observation, histopathological examination, etc. are performed in comparison with the disease state model animal to which the test substance is not administered, whereby the test substance Pharmacological evaluation such as efficacy and side effects for the disease. Further, based on this evaluation, a substance that is preferable as a therapeutic drug for the disease state can be selected.
以下の実施例により本発明をより具体的に説明するが、実施例は本発明の単な
る例示を示すものにすぎず、本発明の範囲を限定するものではない。
The present invention will be described more specifically with reference to the following examples, which are merely illustrative of the present invention and do not limit the scope of the present invention.
実施例1.α1,6-フコシルトランスフェラーゼ両対立遺伝子を欠失したトラン
スジェニックマウスの作出
α1,6-フコシルトランスフェラーゼ(以下、FUT8とも呼ぶ)両対立遺伝子の翻
訳開始コドンを含むゲノム領域を欠失したマウスの作出を以下のようにして行っ
た。
1.マウスα1,6-フコシルトランスフェラーゼ(FUT8)遺伝子翻訳開始コドン
を含むゲノム領域の単離
ブタFUT8 cDNA全長[ジャーナル・オブ・バイオロジカル・ケミストリー(J. B
iol. Chem., 271, 27810 (1996) ]のうち、5’末端側非翻訳領域39bpから翻訳領
域373bpを含む断片(412bp)を制限酵素SacI消化により調製した。これをプロー
ブとして、モレキュラー・クローニング 第二版[Molecular Cloning, A Laborat
ory Manual, 2 nd Ed. (1989) ]に記載の公知の方法に従い、129SVJ系統マウス
由来l-ファージゲノムライブラリー(STRATEGENE社)よりマウスFUT8翻訳開始コ
ドンの位置するエクソンを含む13.9Kbのゲノムクローンを単離した(図1)。
1. Isolation of genomic region including mouse α1,6-fucosyltransferase (FUT8) gene translation initiation codon Full length of pig FUT8 cDNA [Journal of Biological Chemistry (J. B
iol. Chem., 271 , 27810 (1996)], a fragment (412 bp) containing the 5'-terminal untranslated region 39 bp to the translated region 373 bp was prepared by digestion with the restriction enzyme SacI. Using this as a probe, Molecular Cloning, 2nd edition [Molecular Cloning, A Laborat
ory Manual, 2 nd Ed. (1989)], a 13.9 Kb genomic clone containing an exon in which the mouse FUT8 translation initiation codon is located was isolated from a 129SVJ strain mouse l-phage genomic library (STRATEGENE). (FIG. 1).
次に、取得したゲノムクローンを各種制限酵素を用いて消化した後、上記ブタ
FUT8 cDNA部分断片412bpをプローブとして、モレキュラー・クローニング 第二
版[Molecular Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989) ]に記載の公知
の方法に従いサザンブロットを行った。その結果陽性を示した制限酵素断片のう
ち、翻訳開始コドンの位置するエクソンおよび上流イントロン領域をコードする
XbaI-XbaI断片(約2.9Kb)、および翻訳開始コドンの位置するエクソンおよび下流
イントロン領域をコードするSacI-SacI断片(約6.6Kb)を選択し、pBluescriptII
KS(+)(Strategene社)へ各々挿入した(図1)。
Next, the obtained genomic clone was digested with various restriction enzymes,
Molecular cloning 2nd edition [Molecular Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989)] according to a known method. Encodes the exon and upstream intron region of the translation initiation codon among the positive restriction enzyme fragments
An XbaI-XbaI fragment (about 2.9 Kb) and a SacI-SacI fragment (about 6.6 Kb) encoding an exon and a downstream intron region located at the translation initiation codon were selected, and pBluescriptII was selected.
Each was inserted into KS (+) (Strategene) (FIG. 1).
2.マウスα1,6-フコシルトランスフェラーゼFUT8)遺伝子翻訳開始コドンを
破壊するためのターゲティングベクタープラスミドの構築
本実施例第1項で得たXbaI-XbaI領域(約2.9Kb)のうち、5’末端側のXbaI-SacI
領域(2.6Kb)を5’末端側相同領域とする一方、本実施例第1項で得たSacI-SacI
領域(約6.6Kb) のうち、3’末端側のHindIII-XhoI領域(約6.1Kb)を3’末端側相
同領域として各々配置することにより、翻訳開始コドンを含むSacI-HindIII領域
(184bp)を欠失したターゲティングベクタープラスミドを構築した。以下にその
詳細を示す。
2. Construction of a targeting vector plasmid for disrupting the mouse α1,6-fucosyltransferase FUT8) gene translation initiation codon In the XbaI-XbaI region (about 2.9 Kb) obtained in
The region (2.6 Kb) was used as the 5'-terminal homologous region, while the SacI-SacI obtained in
Of the region (about 6.6 Kb), by arranging the 3 'terminal HindIII-XhoI region (about 6.1 Kb) as the 3' terminal homologous region, the SacI-HindIII region containing the translation initiation codon
(184 bp) was deleted to construct a targeting vector plasmid. The details are shown below.
まず、プラスミドpMC1DTpA[トランスジェニック・リサーチ(Transgenic Rese
arch), 8, 215 (1999) ]を制限酵素XhoIおよびNotIで消化し、得られたジフテ
リア毒素A鎖(DT-A)遺伝子を含む1.5Kbの断片にNotI-XhoIアダプターを連結する
ことにより、両端をXhoI認識部位に置換した。一方、本実施例第1項で得たFUT8
3’末端側SacI-SacI領域(約6.6Kb)を含むpBluescriptII KS(+)に対し制限酵素X
hoIを反応させ、HindIII-XhoI領域(約6.1Kb)を含む8.3Kbの断片を得た。上記で
得たFUT8 3’末端側相同領域を含むXhoI-XhoI断片(8.3Kb)およびDT-A遺伝子を
含むXho-Xho断片(1.5Kb)を連結し、プラスミドIを構築した。
First, plasmid pMC1DTpA [Transgenic Research (Transgenic Research)
arch), 8 , 215 (1999)], digested with restriction enzymes XhoI and NotI, and ligated to a 1.5 Kb fragment containing the obtained diphtheria toxin A chain (DT-A) gene with a NotI-XhoI adapter. Both ends were replaced with XhoI recognition sites. On the other hand, FUT8 obtained in the first section of this example
Restriction enzyme X for pBluescriptII KS (+) containing 3'-terminal SacI-SacI region (about 6.6 Kb)
By reacting with hoI, an 8.3 Kb fragment containing the HindIII-XhoI region (about 6.1 Kb) was obtained. The XhoI-XhoI fragment (8.3 Kb) containing the
次に、pGT1.8IresBgeo[プロシーディングス・オブ・ナショナル・アカデミー
・オブ・サイエンシズ(Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.), 91, 4303 (1994) ]
を制限酵素SalIで完全消化した後、さらに制限酵素SacIで部分消化することによ
り、内部リボソーム翻訳開始部位(IRES)、β‐ガラクトシダーゼ遺伝子(LacZ)、
ネオマイシン耐性遺伝子(Neor)およびポリA付加シグナル(pA)を連結させた薬剤
選抜用発現ユニット(以下、IRES-LacZ-Neor-pAカセットと称す)を含む4.9Kbの断
片を得た。一方、本実施例第1項で得たFUT8 5’末端側XbaI-XbaI領域(約2.9Kb)
を含むpBluescriptII KS(+)に対し、制限酵素SacIおよびSalIを反応させ、XbaI-
SacI領域(2.6Kb)を含む5.3Kbの断片を得た。上記で得たFUT8 5’末端側相同領域
を含むSacI-SalI断片(5.3Kb)およびIRES-LacZ-Neor-pAカセットを含むSacI-Sa
lI断片(4.9Kb)を連結し、プラスミドIIを構築した。
Next, pGT1.8IresBgeo [Proceedings of National Academy of Sciences (Proc. Natl. Acad. Sci. USA), 91 , 4303 (1994)]
After complete digestion with the restriction enzyme SalI, further partial digestion with the restriction enzyme SacI, the internal ribosome translation initiation site (IRES), β-galactosidase gene (LacZ),
A 4.9 Kb fragment containing an expression unit for drug selection (hereinafter referred to as an IRES-LacZ-Neo r -pA cassette) to which a neomycin resistance gene (Neo r ) and a polyA addition signal (pA) were linked was obtained. On the other hand, the XbaI-XbaI region (about 2.9 Kb) of the
With pBluescriptII KS (+) containing restriction enzymes SacI and SalI to give XbaI-
A 5.3 Kb fragment containing the SacI region (2.6 Kb) was obtained. SacI-Sa containing the SacI-SalI fragment (5.3 Kb) containing the FUT8 5'-terminal homology region obtained above and the IRES-LacZ-Neo r -pA cassette
The lI fragment (4.9 Kb) was ligated to construct plasmid II.
最後に、プラスミドIを制限酵素NotIおよびSalIで消化して得られる9.4Kbの断
片へ、プラスミドIIを制限酵素NotIおよびSalIで消化して得られる7.6Kbの断片
を連結させることにより、マウスFUT8遺伝子破壊用ターゲティングベクタープラ
スミド(17.0Kb)を構築した(図2)。
3.マウス胚性幹細胞におけるα1,6-フコシルトランスフェラーゼ(FUT8)遺
伝子ゲノム領域の相同組換え
(1)フィーダー細胞の調製
相同組換えに用いるマウス胚幹細胞は、マウス初代繊維芽細胞(EMFI細胞)を
フィーダーとして用い培養維持した。胚性幹細胞の培養維持に用いた該フィーダ
ー細胞は以下の記述に従って調製した。
Finally, a 7.6 Kb fragment obtained by digesting plasmid II with the restriction enzymes NotI and SalI was ligated to a 9.4 Kb fragment obtained by digesting plasmid I with the restriction enzymes NotI and SalI, thereby obtaining the mouse FUT8 gene. A targeting vector plasmid for disruption (17.0 Kb) was constructed (FIG. 2).
3. Homologous recombination of α1,6-fucosyltransferase (FUT8) gene genomic region in mouse embryonic stem cells (1) Preparation of feeder cells Mouse embryonic stem cells used for homologous recombination use mouse primary fibroblasts (EMFI cells) as feeders. The culture was used and maintained. The feeder cells used for maintaining the culture of embryonic stem cells were prepared according to the following description.
まず、ジーン・ターゲティング[Gene Targeting ,IRL PRESS at Oxford Univ
ersity Press (1993)]の記載に従って、8週齢以上の雌のネオマイシン耐性遺
伝子導入マウス(大阪大学遺伝情報実験センター・岡部 勝教授より供与)より
受精後13.5日から15.5日の胎児を摘出し、これを材料として初代繊維芽細胞(EM
FI細胞)を調製した後、マイトマイシンC処理により増殖能を不活化させた。続
いてマイトマイシン処理したEMFI細胞をFM培地[10% ウシ胎児血清(Invitroge
n社)、55μmol/l β-メルカプトエタノール(Invitrogen社)、1mmol/l MEMピ
ルビン酸ナトリウム(Invitrogen社)、0.1mmol/l MEM非必須アミノ酸(Invitro
gen社)、3mmol/l アデノシン(SIGMA社)、3mmol/l グアノシン(SIGMA社)、3
mmol/l シチジン(SIGMA社)、3mmol/l ウリジン(SIGMA社)、1mmol/l チミジ
ン(SIGMA社)、2mmol/l L-グルタミン(Invitrogen社)、100単位/ml ペニシリ
ンおよび100μg/ml ストレプトマイシン(Invitrogen社)を含むダルベッコ改変
イーグル培地(DMEM; Invitrogen社)]に2.5×105個/mlとなるように懸濁した
後、0.1% ゼラチンコート処理済み細胞培養用ディッシュ(6cm径、10cm径;旭テ
クノグラス社)または0.1% ゼラチンコート処理済み平底プレート(96穴、24穴
、6穴;旭テクノグラス社)に播種し、5%CO2、37℃の条件下で24時間培養する
ことによりフィーダープレートを作製した。作製したフィーダープレートは作製
後1週間以内に用いた。なお、フィーダー細胞としては、上述のフィーダー細胞
を用いる他に、例えば、ライフテックオリエンタル株式会社市販のNeo耐性初代
培養細胞(カタログ番号YE9284100)を用いることもできる。
First, Gene targeting [Gene Targeting, IRL PRESS at Oxford Univ.
As described in ersity Press (1993)], fetuses were excised from 13.5 to 15.5 days after fertilization from female neomycin-resistant transgenic mice aged 8 weeks or older (provided by Prof. Masaru Okabe, Osaka University Genetic Information Center). Using this as a material, primary fibroblasts (EM
After preparing FI cells, the proliferation ability was inactivated by mitomycin C treatment. Subsequently, the mitomycin-treated EMFI cells were placed in an FM medium [10% fetal calf serum (Invitroge
n), 55 μmol / l β-mercaptoethanol (Invitrogen), 1 mmol / l MEM sodium pyruvate (Invitrogen), 0.1 mmol / l MEM non-essential amino acid (Invitrogen)
gen), 3 mmol / l adenosine (SIGMA), 3 mmol / l guanosine (SIGMA), 3
mmol / l cytidine (SIGMA), 3 mmol / l uridine (SIGMA), 1 mmol / l thymidine (SIGMA), 2 mmol / l L-glutamine (Invitrogen), 100 units / ml penicillin and 100 μg / ml streptomycin (Invitrogen) In a Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM; Invitrogen) containing 2.5 × 10 5 cells / ml, and then 0.1% gelatin-coated cell culture dishes (6 cm diameter, 10 cm diameter; Asahi Seeds on a flat bottom plate (96-well, 24-well, 6-well; Asahi Technograss) coated with 0.1% gelatin and treated with 0.1% gelatin and cultured for 24 hours at 5% CO 2 at 37 ° C. A plate was made. The prepared feeder plate was used within one week after the preparation. As the feeder cells, besides using the above-mentioned feeder cells, for example, Neo-resistant primary cultured cells (catalog number YE9284100) commercially available from Lifetech Oriental Co., Ltd. can also be used.
(2)胚性幹細胞へのターゲティングベクターの導入
マウス胚性幹細胞D3(名古屋大学医学部・村松 喬教授より供与され、大阪大
学遺伝情報実験センターにて維持)の培養は、ESM培地[20% ウシ胎児血清(In
vitrogen社)、55μmol/l β-メルカプトエタノール(Invitrogen社)、1mmol/l
MEMピルビン酸ナトリウム(Invitrogen社)、0.1mmol/l MEM非必須アミノ酸(I
nvitrogen社)、3mmol/l アデノシン(SIGMA社)、3mmol/l グアノシン(SIGMA
社)、3mmol/l シチジン(SIGMA社)、3mmol/l ウリジン(SIGMA社)、1mmol/l
チミジン(SIGMA社)、2mmol/l L-グルタミン(Invitrogen社)、100単位/ml ペ
ニシリンおよび100μg/ml ストレプトマイシン(Invitrogen社)、1000単位/ml
ESGROTM(マウス組換え型白血病阻害因子;SIGMA Invitrogen社)を含むダルベ
ッコ改変イーグル培地(DMEM; Invitrogen社)]を用いて行った。まず、6cm径
ディッシュを用いて作製したフィーダープレートへ凍結融解したD3p11細胞を播
種し、5%CO2、37℃の条件下で培養した。24時間後、10cm径ディッシュを用いて
作製したフィーダープレート3枚へD3細胞を継代した。
(2) Introduction of targeting vector into embryonic stem cells Mouse embryonic stem cells D3 (provided by Professor Takashi Muramatsu, Nagoya University School of Medicine, and maintained at the Osaka University Genetic Information Center) were cultured using ESM medium [20% fetal bovine embryo Serum (In
vitrogen), 55 μmol / l β-mercaptoethanol (Invitrogen), 1 mmol / l
MEM sodium pyruvate (Invitrogen), 0.1 mmol / l MEM non-essential amino acid (I
nvitrogen), 3 mmol / l adenosine (SIGMA), 3 mmol / l guanosine (SIGMA)
3mmol / l Cytidine (SIGMA), 3mmol / l Uridine (SIGMA), 1mmol / l
Thymidine (SIGMA), 2 mmol / l L-glutamine (Invitrogen), 100 units / ml penicillin and 100 μg / ml streptomycin (Invitrogen), 1000 units / ml
Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM; Invitrogen) containing ESGRO ™ (mouse recombinant leukemia inhibitory factor; SIGMA Invitrogen)]. First, freeze-thawed D3p11 cells were seeded on a feeder plate prepared using a 6 cm diameter dish, and cultured under conditions of 5% CO 2 and 37 ° C. Twenty-four hours later, D3 cells were subcultured to three feeder plates prepared using a 10 cm diameter dish.
本実施例第2項で得たターゲティングベクタープラスミドのD3細胞への遺伝子
導入はエレクトロポレーション法[サイトテクノロジー(Cytotechnology), 3, 1
33 (1990)]に準じて以下の手順で行った。まず、ターゲティングベクタープラ
スミド 20μgを制限酵素NotIで消化することにより線状化した後、フェノール/
クロロホルム抽出処理およびエタノール沈殿を行い、1μg/μl溶液とした。一方
、10cm径ディッシュへの継代培養後48時間経過したD3p11細胞より培養上清を除
去し、新鮮なESM培地へ交換した。D3細胞が70%コンフレントに達したことを確認
した後、PBS緩衝液(Invitrogen社)に懸濁して1×107個/mlとした。細胞懸濁液
800μl(8.0×106個)を上記線状化プラスミド 20μgと混和した後、細胞−DNA
混和液の全量をGene Pulser Cuvette(電極間距離4mm)(BIO-RAD社)へ移し、細胞
融合装置Gene Pulser(BIO-RAD社)を用いてパルス電圧250V、電気容量500μFの条
件で遺伝子導入を行った。導入後、細胞懸濁液をESM培地 40mlに懸濁し、10cm径
ディッシュを用いて作製したフィーダープレート3枚および6cm径ディッシュを
用いて作製したフィーダープレート2枚へ播種した。5%CO2、37℃の条件下で16
時間以上培養した後、培養上清を除去し、150μg/ml G418(Invitrogen社)を添
加したESM培地へ交換した。この培地交換作業をほぼ毎日繰り返しながら8日間
の培養を行い、薬剤耐性株を取得した。なお、マウス胚性幹細胞としては、上述
のマウス胚性幹細胞のほかに、129系統マウス由来の胚性幹細胞、例えば、AT
CCより購入可能なマウス胚性幹細胞D3(CRL-11632)、米国Cell & Technolo
gies社やDNX Transgenic Sciences社製の129系統マウス由来の胚性幹細胞を用い
ることもできる。
The introduction of the targeting vector plasmid obtained in Section 2 of this Example into D3 cells was carried out by electroporation [Cytotechnology, 3 , 1
33 (1990)]. First, 20 μg of the targeting vector plasmid was linearized by digestion with the restriction enzyme NotI, and then phenol /
Chloroform extraction and ethanol precipitation were performed to obtain a 1 μg / μl solution. On the other hand, the culture supernatant was removed from D3p11 cells 48 hours after subculture on a 10 cm diameter dish, and replaced with fresh ESM medium. After confirming that the D3 cells reached 70% confluence, they were suspended in a PBS buffer (Invitrogen) to 1 × 10 7 cells / ml. Cell suspension
After mixing 800 μl (8.0 × 10 6 ) with 20 μg of the above linearized plasmid, cell-DNA
Transfer the entire volume of the mixture to a Gene Pulser Cuvette (inter-electrode distance 4 mm) (BIO-RAD), and use a cell fusion device Gene Pulser (BIO-RAD) to introduce the gene under the conditions of a pulse voltage of 250 V and an electric capacity of 500 μF. went. After the introduction, the cell suspension was suspended in 40 ml of ESM medium, and seeded on three feeder plates prepared using a 10 cm diameter dish and two feeder plates prepared using a 6 cm diameter dish. 16 under the condition of 5% CO 2 and 37 ° C
After culturing for more than an hour, the culture supernatant was removed and replaced with an ESM medium supplemented with 150 μg / ml G418 (Invitrogen). This medium exchange operation was repeated almost every day for 8 days of culture to obtain drug-resistant strains. As mouse embryonic stem cells, in addition to the mouse embryonic stem cells described above, embryonic stem cells derived from 129 strain mouse, for example, AT
Mouse embryonic stem cell D3 (CRL-11632) available from CC, Cell & Technolo, USA
Embryonic stem cells derived from 129 strain mice produced by gies and DNX Transgenic Sciences can also be used.
(3)ターゲティングベクター導入株の取得
本項(2)で得た薬剤耐性株より任意の343個のコロニーを以下の手順で採取
した。
薬剤耐性クローンが出現したディッシュより培養上清を除去し、リン酸緩衝液
を注入した後、実体顕微鏡下に移した。次にピペットマン(GILSON社)を用いて
コロニーを掻き取って吸い込み、丸底96穴プレートへ採取した。トリプシン処理
を行った後、平底24穴プレートを用いて作製したフィーダープレートへ各クロー
ンを播種し、ESM培地を用いてコンフレントになるまで培養した。培養後、上記
プレートの各クローンに対しトリプシン処理を行って総量を350μlとした。この
うち300μlを等量の凍結培地[20% DMSO、80% FM培地]と混和してマスタープレ
ートとし、凍結保存に供した。残りの細胞懸濁液50μlはゼラチンコート処理済
み平底24穴プレート(旭テクノグラス社)へ播種してレプリカプレートとし、ES
M培地を用いて細胞がコンフレントになるまで培養した。
(3) Acquisition of targeting vector-introduced strain An arbitrary 343 colonies were collected from the drug-resistant strain obtained in (2) of this section by the following procedure.
The culture supernatant was removed from the dish in which the drug-resistant clone appeared, and a phosphate buffer solution was injected, followed by transfer under a stereoscopic microscope. Next, the colonies were scraped off using a pipetman (GILSON), sucked, and collected into a round-bottom 96-well plate. After trypsinization, each clone was seeded on a feeder plate prepared using a flat-bottomed 24-well plate, and cultured using an ESM medium until confluence was achieved. After the culture, each clone on the plate was trypsinized to a total volume of 350 μl. Of these, 300 μl was mixed with an equal amount of a freezing medium [20% DMSO, 80% FM medium] to prepare a master plate, which was subjected to cryopreservation. The remaining 50 μl of the cell suspension was seeded on a gelatin-coated flat-bottomed 24-well plate (Asahi Techno Glass Co., Ltd.) to form a replica plate.
The cells were cultured using M medium until the cells became confluent.
(4)FUT8ゲノム領域5’末端側プローブを用いたゲノムサザンブロットによ
る相同組換えの診断
本項(3)で取得した343クローンに対し、以下の手順で5’末端側プローブを
用いたゲノムサザンブロットによる相同組換えの診断を行った。
まず、本項(3)で作製したレプリカプレートより公知の方法[ヌクレイック
・アシッド・リサーチ(Nucleic Acids Research), 3, 2303, (1976)]に従って
各クローンのゲノムDNAを調製し、TE緩衝液(pH8.0) [10mmol/l Tris-HCl、1mmo
l/l EDTA]に溶解した。
(4) Diagnosis of homologous recombination by genome southern blot using FUT8 genomic region 5'-terminal probe Genome Southern using 5'-terminal probe in the following procedure for 343 clones obtained in this section (3) Diagnosis of homologous recombination was performed by blotting.
First, genomic DNA of each clone was prepared from the replica plate prepared in this section (3) according to a known method [Nucleic Acids Research (Nucleic Acids Research), 3 , 2303, (1976)], and a TE buffer ( pH 8.0) (10 mmol / l Tris-HCl, 1 mmo
l / l EDTA].
一方、本実施例第1項で得た、FUT8翻訳開始コドンを含むゲノムクローン(13
.9Kb)より、5’末端部の制限酵素XbaI認識部位から上流約500bpの断片を調製し
た(図2)。
ゲノムDNAを制限酵素PstIで消化した後、上記のFUT8 5’末端断片(500bp)を
プローブとして、モレキュラー・クローニング 第二版[Molecular Cloning, A L
aboratory Manual, 2 nd Ed. (1989) ]に記載の公知の方法に従いサザンブロッ
トを行った。
On the other hand, the genomic clone containing the FUT8 translation initiation codon (13
.9 Kb), a fragment approximately 500 bp upstream from the restriction enzyme XbaI recognition site at the 5 ′ end was prepared (FIG. 2).
After digesting the genomic DNA with the restriction enzyme PstI, molecular cloning 2nd edition [Molecular Cloning, AL] was performed using the above FUT8 5'-end fragment (500 bp) as a probe.
aboratory Manual, 2 nd Ed. (1989)] according to a known method.
制限酵素PstI処理により、野生型FUT8対立遺伝子から約7.5KbのDNA断片が生じ
た。一方、同制限酵素処理により、ターゲティングベクターとの相同組換えが起
こった対立遺伝子から約11.0KbのDNA断片が生じた(図2)。
本法により、4クローンより調製したゲノムDNAにおいて、約7.5Kbおよび約11
.0Kbの特異的断片が見出された。両断片の量比が1:1であったことから、本ク
ローンは、片方のFUT8対立遺伝子がベクター配列に置換された相同組換え体であ
ることが確認された。
Treatment with the restriction enzyme PstI generated a DNA fragment of about 7.5 Kb from the wild-type FUT8 allele. On the other hand, by the same restriction enzyme treatment, a DNA fragment of about 11.0 Kb was generated from an allele in which homologous recombination with the targeting vector had occurred (FIG. 2).
According to this method, about 7.5 Kb and about 11
A specific fragment of .0 Kb was found. Since the quantitative ratio of both fragments was 1: 1, it was confirmed that this clone was a homologous recombinant in which one FUT8 allele was replaced with a vector sequence.
(5)FUT8ゲノム領域3’末端側プローブを用いたゲノムサザンブロットによ
る相同組換えの診断
本項(3)で取得した343クローンに対し、以下の手順で3’末端側プローブを
用いたゲノムサザンブロットによる相同組換えの診断を行った。
まず、本実施例第1項で得たSacI-SacI領域(約6.3Kb)より、3’末端部の制限
酵素SacI認識部位から上流約500bpに位置する制限酵素EcoRV認識部位を含む断片
を調製した。
(5) Diagnosis of homologous recombination by genome southern blot using FUT8 genomic region 3'-terminal probe Genome Southern using 3'-terminal probe in the following procedure for 343 clones obtained in this section (3) Diagnosis of homologous recombination was performed by blotting.
First, from the SacI-SacI region (about 6.3 Kb) obtained in the first section of this Example, a fragment containing a restriction enzyme EcoRV recognition site located about 500 bp upstream from the restriction enzyme SacI recognition site at the 3 ′ end was prepared. .
本項(4)で調製したゲノムDNAを制限酵素SacIで消化した後、上記のFUT8 3
’末端断片(500bp)をプローブとして、モレキュラー・クローニング 第二版[M
olecular Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989) ]に記載の公知の方
法に従いサザンブロットを行った。
制限酵素SacI処理により、野生型FUT8対立遺伝子から約6.6KbのDNA断片が生じ
た。一方、同制限酵素処理により、ターゲティングベクターとの相同組換えが起
こった対立遺伝子から約8.6KbのDNA断片が生じた(図2)。
After digesting the genomic DNA prepared in this section (4) with the restriction enzyme SacI, the above FUT83
'Molecular cloning 2nd edition [M
olecular Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989)] according to a known method.
Treatment with the restriction enzyme SacI generated a DNA fragment of about 6.6 Kb from the wild-type FUT8 allele. On the other hand, a DNA fragment of about 8.6 Kb was generated from the allele that had undergone homologous recombination with the targeting vector by the same restriction enzyme treatment (FIG. 2).
本法により、本項(4)で陽性を示した4クローンのゲノムDNAにおいて、約6
.6Kbおよび約8.6Kbの特異的断片が見出された。両断片の量比が1:1であった
ことから、本クローンは、片方のFUT8対立遺伝子がベクター配列に置換された相
同組換え体であることが確認された。
4.α1,6-フコシルトランスフェラーゼ(FUT8)遺伝子を破壊したマウスの取
得
(1)FUT8両対立遺伝子を1コピー破壊した胚性幹細胞を用いたキメラマウス
の取得
本実施例第3項で樹立した片方のFUT8対立遺伝子が破壊された胚性幹細胞4ク
ローンのに対し、公知の方法[マニュピレーティング・ザ・マウス・エンブリオ
(Manupirating the Mouse Embryo), Cold Spring Harbor laboratory Press (1
994)]に従い、正常な核型が維持されている3クローンを選択した。次に、ガイ
ド・ツー・テクニックス・イン・マウス・ディベロプメント[Guide to Technuq
ues in Mouse Development ,Methods in Enzymology, Volume 225, Academic Pr
ess (1993)]などの記載の注入キメラ法に従って、C57BL/6系統の雌マウスより
取得した胚盤胞腔へ上記の胚性幹細胞3クローンをそれぞれ顕微注入し、偽妊娠
させたMCH系統の雌マウスの子宮内へ移植し着床させた。
According to this method, genomic DNA of 4 clones that showed positive in this section (4)
Specific fragments of .6 Kb and about 8.6 Kb were found. Since the quantitative ratio of both fragments was 1: 1, it was confirmed that this clone was a homologous recombinant in which one FUT8 allele was replaced with a vector sequence.
4. Acquisition of mouse in which α1,6-fucosyltransferase (FUT8) gene is disrupted (1) Acquisition of chimeric mouse using embryonic stem cells in which both copies of FUT8 allele are disrupted by one copy One of FUT8 established in
(Manupirating the Mouse Embryo), Cold Spring Harbor laboratory Press (1
994)], three clones maintaining a normal karyotype were selected. Next, the Guide to Technuq in Mouse Development [Guide to Technuq
ues in Mouse Development, Methods in Enzymology, Volume 225, Academic Pr
ess (1993)], the three clones of embryonic stem cells described above were each microinjected into the blastocyst space obtained from a C57BL / 6 strain female mouse, and a pseudopregnant MCH strain female was injected. The mice were implanted into the uterus and implanted.
黒色の被毛の中に茶褐色の被毛が顕れた雄のキメラ個体のうちキメラ率が50%
を超える個体は、注入した胚性幹細胞が同等のレベルで生殖細胞系列へ寄与して
いるものと判定し、C57BL/6系統の雄マウスとの交配を行った。その結果、2ク
ローンの胚性幹細胞を用いて作出したキメラ個体の中に生殖系列キメラが存在し
ていることが確認できた。
50% chimera rate among male chimeric individuals with brown coat appearing in black coat
Were determined to have the injected embryonic stem cells at an equivalent level in the germ line, and crossed with male mice of the C57BL / 6 strain. As a result, it was confirmed that a germline chimera was present in a chimeric individual created using two cloned embryonic stem cells.
(2)FUT8対立遺伝子を1コピー破壊したヘテロ接合体マウスの取得
本項(1)で得た生殖系列キメラを8週齢まで飼育した後、性成熟したC57BL/
6系統の雌個体と交配し産仔を得た。該産仔のうち、茶褐色の被毛を有する個体
の尾より、公知の方法[ヌクレイック・アシッド・リサーチ(Nucleic Acids Res
earch), 3, 2303, (1976)]に従ってゲノムDNAを調製し、本実施例第3項(4)
記載の方法に従ってサザンブロットを行った。
(2) Obtaining a heterozygous mouse in which one copy of the FUT8 allele has been disrupted After breeding the germline chimera obtained in this section (1) until the age of 8 weeks, it became sexually mature C57BL /
The offspring were obtained by mating with 6 female individuals. Among the offspring, from a tail of an individual having a brown coat, a known method [Nucleic Acids Res.
earch), 3 , 2303, (1976)].
Southern blots were performed according to the method described.
ヘテロ接合体のゲノムDNAは、制限酵素PstI処理により、野生型FUT8対立遺伝
子特異的な約7.5Kbの断片および相同組換えの起こった対立遺伝子特異的な約11.
0Kbの断片を量比1:1で生じた(図2)。サザンブロットの結果、本項(1)
において生殖系列への寄与が認められた胚性幹細胞2クローンいずれに由来する
キメラ個体からも、上記の判定基準を満たすヘテロ接合体を取得したことを確認
した(図3)。このヘテロ接合体マウスは、FUT8の片方の対立遺伝子が破壊され
たマウスであった。
The genomic DNA of the heterozygote was treated with the restriction enzyme PstI to obtain a wild-type FUT8 allele-specific fragment of about 7.5 Kb and homologous recombination-induced allele-specific fragment of about 11.
A fragment of 0 Kb was generated in a 1: 1 ratio (FIG. 2). As a result of Southern blot, this section (1)
It was confirmed that a heterozygote satisfying the above criteria was obtained from any of the chimeric individuals derived from any of the two embryonic stem cell clones whose contribution to the germ line was recognized (FIG. 3). This heterozygous mouse was a mouse in which one allele of FUT8 was disrupted.
(3)FUT8両対立遺伝子を破壊したホモ接合体マウスの取得
本項(2)で得たヘテロ接合の雄個体および雌個体を8週齢まで飼育した後、
交配させ産仔を得た。該産仔のうち、茶褐色の被毛を有する個体の尾より、公知
の方法[ヌクレイック・アシッド・リサーチ(Nucleic Acids Research), 3, 230
3, (1976)]に従って各クローンのゲノムDNAを調製し、実施例第3項(4)記載
の方法に従ってサザンブロットを行った。
(3) Obtaining homozygous mice in which both FUT8 alleles have been disrupted After breeding the heterozygous male and female individuals obtained in this section (2) until the age of 8 weeks,
They were crossed to obtain litters. Among the offspring, a known method [Nucleic Acids Research, 3 , 230] was used from the tail of an individual having a brown coat.
3, (1976)], and genomic DNA of each clone was prepared, followed by Southern blotting according to the method described in Example 3 (4).
ホモ接合体のゲノムDNAは、制限酵素PstI処理により野生型FUT8対立遺伝子特
異的な約7.5Kbの断片のみを生じる(図2)。サザンブロットの結果、産仔の中
に上記基準を満たすホモ接合体が含まれていることを確認した(図3)。このホ
モ接合体マウスは、FUT8両対立遺伝子が破壊されたダブルノックアウトマウスで
あった。
The homozygous genomic DNA yields only a fragment of about 7.5 Kb specific to the wild-type FUT8 allele by treatment with the restriction enzyme PstI (FIG. 2). As a result of Southern blotting, it was confirmed that homozygotes meeting the above criteria were contained in the offspring (FIG. 3). This homozygous mouse was a double knockout mouse in which both FUT8 alleles were disrupted.
実施例2.α1,6-フコシルトランスフェラーゼ(FUT8)両対立遺伝子を欠失し
たトランスジェニックマウスにおける該遺伝子の発現解析
1.FUT8ダブルノックアウトマウスにおける該遺伝子発現量解析
実施例1第4項で作製したFUT8ノックアウトホモ接合体マウスおよび野生型マ
ウスより小腸、肺、脳を摘出し、モレキュラー・クローニング 第二版[Molecula
r Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989) ] などに記載の公知の方法
に従って、全RNAを調製した。各臓器より得た全RNA 20μgを用いて、2.2mol/l
ホルムアミドを含む1.0%(w/v) アガロースゲル電気泳動を行った後、公知の方法
[プロシーディングス・オブ・ザ・ナショナル・アカデミー・オブ・サイエンス(Proc.
Natl. Acad. Sci. USA), 76, 3683, (1979) ]に従い、Zeta-probe membrane(B
IO-RAD社)へRNAを転写した。
Embodiment 2. FIG. Expression analysis of transgenic mice lacking both α1,6-fucosyltransferase (FUT8) alleles Analysis of Gene Expression Amount in FUT8 Double Knockout Mice Small intestine, lung and brain were excised from FUT8 knockout homozygous mice and wild-type mice prepared in Example 1, Section 4, and subjected to molecular cloning, second edition [Molecula
r Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989)] and the like, and total RNA was prepared according to a known method. 2.2 mol / l using 20 μg of total RNA obtained from each organ
After performing 1.0% (w / v) agarose gel electrophoresis containing formamide, a known method [Proceedings of the National Academy of Sciences (Proc.
Natl. Acad. Sci. USA), 76 , 3683, (1979)] and a Zeta-probe membrane (B
RNA was transferred to IO-RAD).
一方、ヒトFUT8 cDNA全長[ジャーナル・オブ・バイオケミストリー(J. Bioch
em., 121, 626 (1997))を32P標識し、プローブを調製した。モレキュラー・ク
ローニング 第二版[Molecular Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989
) ]に記載の公知の方法に従い、上記で調製したプローブおよび膜を55℃で反応
することにより、ノーザンハイブリダイゼーションを行った。
On the other hand, the full length of human FUT8 cDNA [Journal of Biochemistry (J. Bioch.
em., 121 , 626 (1997)) was labeled with 32 P to prepare a probe. Molecular Cloning, 2nd edition [Molecular Cloning, A Laboratory Manual, 2 nd Ed. (1989
According to the known method described in [2], Northern hybridization was carried out by reacting the probe and the membrane prepared above at 55 ° C.
ハイブリダイゼーション後、膜を2×SSC−0.1%(w/v) SDSに浸漬し、55℃で30
分間加温した。上記の洗浄操作を再度繰り返した後、洗浄した膜をX線フィルム
へ-80℃で3日間暴露し現像した。
本法により、マウスFUT8 mRNA全長約3.5Kbの発現を検出することができる。本
ノーザンブロットの結果、野生型マウスより得た全臓器について約3.5Kbの単一
バンドを検出した。一方、FUT8ダブルノックアウトマウスより得た臓器について
は、いずれもFUT8 mRNAに該当するバンドを検出することができなかった(図4
)。これより、FUT8ダブルノックアウトマウスでは、FUT8 mRNAの発現が消失し
ていることが確認された。
After hybridization, the membrane was immersed in 2 × SSC-0.1% (w / v) SDS,
Warmed for minutes. After repeating the above washing operation again, the washed film was exposed to an X-ray film at -80 ° C for 3 days and developed.
By this method, the expression of mouse FUT8 mRNA full length of about 3.5 Kb can be detected. As a result of this Northern blot, a single band of about 3.5 Kb was detected in all organs obtained from wild-type mice. On the other hand, in any organ obtained from the FUT8 double knockout mouse, no band corresponding to FUT8 mRNA could be detected (FIG. 4).
). From this, it was confirmed that FUT8 mRNA expression was lost in the FUT8 double knockout mouse.
2.FUT8ダブルノックアウトマウスのα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性
測定
実施例1第4項で作製したFUT8ノックアウトヘテロ接合体マウス、同ホモ接合
体マウスおよび野生型マウスより脳および小腸を摘出し、4倍量の0.25mol/l ス
クロース−1.0mol/l ベンズアミジン−10mmol/l Tris-HCl緩衝液(pH7.4)中で
破砕した。900×gで10分間の遠心分離を行った後、回収した上清を粗酵素とした
。酵素反応は、30μgから90μgの粗酵素を含む35μlの反応液〔50mmol/l MES-Na
OH緩衝液(pH7.0)、0.3% Triton X-100、0.285mmol/l GDP-フコース、4.2μmol
/l 4-(2-pyridylamino)butylamine-labeled (asparagine-linked) agalacto bia
ntennary 糖鎖[ジャーナル・オブ・バイオロジカル・ケミストリー(J. Biol. C
hem., 271, 27810 (1996))]を37℃で2時間インキュベーションすることで測定
した。反応の停止は、100℃で1分間加熱することで行った。また、FUT8ノックア
ウトホモ接合体マウスより調製した粗酵素を用いた反応については12時間インキ
ュベーションすることで測定した。加熱により反応を停止した後、5000×gで10
分間の遠心分離を行うことで回収した上清10μlを試料として調製した。次に、L
C-VP HPLCシステム(島津製作所社製)に装着したTSK-gel ODS-80TMカラム(4.6
×150mm, Tosoh社製)へ調製した試料を注入した後、0.15% 1-ブタノール−20mm
ol/l 酢酸ナトリウム緩衝液(pH4.0)を用いて流速1.0ml/分、55℃の条件で展開
し、溶出される反応生成物質の蛍光強度(励起波長320nm、検出波長400nm)を測
定した。
2. Measurement of α1,6-fucosyltransferase activity of FUT8 double knockout mouse Brain and small intestine were excised from the FUT8 knockout heterozygous mouse, homozygous mouse and wild-type mouse prepared in Example 4, paragraph 4, and 4 times the amount Disintegrated in 0.25 mol / l sucrose-1.0 mol / l benzamidine-10 mmol / l Tris-HCl buffer (pH 7.4). After centrifugation at 900 × g for 10 minutes, the recovered supernatant was used as a crude enzyme. The enzymatic reaction was performed using 35 μl of a reaction solution (50 mmol / l MES-Na containing 30 μg to 90 μg of the crude enzyme).
OH buffer (pH 7.0), 0.3% Triton X-100, 0.285mmol / l GDP-fucose, 4.2μmol
/ l 4- (2-pyridylamino) butylamine-labeled (asparagine-linked) agalacto bia
ntennary sugar chain [Journal of Biological Chemistry (J. Biol. C
, 271 , 27810 (1996))] at 37 ° C for 2 hours. The reaction was stopped by heating at 100 ° C. for 1 minute. In addition, the reaction using the crude enzyme prepared from the FUT8 knockout homozygous mouse was measured by incubating for 12 hours. After the reaction was stopped by heating, 5000 x g
10 μl of the supernatant collected by centrifugation for 10 minutes was prepared as a sample. Then, L
A TSK-gel ODS-80TM column (4.6) attached to a C-VP HPLC system (manufactured by Shimadzu Corporation).
× 150mm, manufactured by Tosoh), and then injected with 0.15% 1-butanol-20mm
The fluorescence intensity (excitation wavelength: 320 nm, detection wavelength: 400 nm) of the eluted reaction product was measured using ol / l sodium acetate buffer (pH 4.0) developed at 55 ° C. at a flow rate of 1.0 ml / min. .
この酵素活性測定の結果、FUT8ノックアウトホモ接合体マウスの小腸では、野
生型マウス由来臓器を供試した反応時間の6倍まで延長しても、α1,6-フコシル
トランスフェラーゼ活性は認められなかった。一方、FUT8ノックアウトヘテロ接
合体マウスおよび野生型マウスの脳では、FUT8遺伝子の発現量に応じたα1,6-フ
コシルトランスフェラーゼ活性が検出された(図5)。これより、FUT8ダブルノ
ックアウトマウスでは、α1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性が消失している
ことが確認された。
As a result of the enzyme activity measurement, no α1,6-fucosyltransferase activity was observed in the small intestine of the FUT8 knockout homozygous mouse, even when the reaction time of a wild-type mouse-derived organ was extended to 6 times. On the other hand, α1,6-fucosyltransferase activity corresponding to the expression level of the FUT8 gene was detected in the brains of FUT8 knockout heterozygous mice and wild-type mice (FIG. 5). From this, it was confirmed that α1,6-fucosyltransferase activity was lost in the FUT8 double knockout mouse.
Claims (6)
の6位にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素の活性が低下また
は欠失するように、ゲノムが改変されたマウスまたはその子孫。 The genome was modified such that the activity of an enzyme involved in sugar chain modification in which the 1-position of fucose was α-linked to the 6-position of N-acetylglucosamine at the reducing end of the N-glycoside-linked complex type sugar chain was reduced or deleted. Mouse or its offspring.
の6位にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素のゲノム遺伝子が
ノックアウトされた、請求項1に記載のマウスまたはその子孫。 The mouse or the mouse according to claim 1, wherein a genomic gene of an enzyme involved in sugar chain modification in which position 1 of fucose is α-linked to position 6 of N-acetylglucosamine at the reducing end of N-glycoside-linked complex type sugar chain is knocked out. Its descendants.
の6位にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素のゲノム上の対立
遺伝子のすべてがノックアウトされた、請求項1または2に記載のマウスまたは
その子孫。 2. All the alleles on the genome of an enzyme involved in sugar chain modification in which the position 1 of fucose is α-linked to the position 6 of N-acetylglucosamine at the reducing end of N-glycoside-linked complex type sugar chain were knocked out. Or the mouse or progeny thereof according to item 2.
の6位にフコースの1位がα結合する糖鎖修飾に関与する酵素が、α1,6-フコシ
ルトランスフェラーゼである、請求項1〜3のいずれか1項に記載のマウスまた
はその子孫。 4. The enzyme involved in sugar chain modification in which position 1 of fucose is α-linked to position 6 of N-acetylglucosamine at the reducing end of N-glycoside-linked complex type sugar chain is α1,6-fucosyltransferase. The mouse or progeny thereof according to any one of the above.
ら選ばれるDNAがコードする蛋白質である、請求項4に記載のマウスまたはその
子孫。
(a) 配列番号2で表される塩基配列からなるDNA;
(b) 配列番号2で表される塩基配列からなるDNAとストリンジェントな条件でハ
イブリダイズし、かつα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質を
コードするDNA。 The mouse or its progeny according to claim 4, wherein the α1,6-fucosyltransferase is a protein encoded by a DNA selected from the following (a) or (b):
(a) a DNA consisting of the nucleotide sequence represented by SEQ ID NO: 2;
(b) a DNA that hybridizes with a DNA consisting of the nucleotide sequence of SEQ ID NO: 2 under stringent conditions and encodes a protein having α1,6-fucosyltransferase activity.
からなる群から選ばれる蛋白質である、請求項4に記載のマウスまたはその子孫
。
(a) 配列番号1で表されるアミノ酸配列からなる蛋白質;
(b) 配列番号1で表されるアミノ酸配列において、1以上のアミノ酸が欠失、
置換、挿入および/または付加されたアミノ酸配列からなり、かつα1,6-フコシ
ルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質;
(c) 配列番号1で表されるアミノ酸配列と80%以上の相同性を有するアミノ
酸配列からなり、かつα1,6-フコシルトランスフェラーゼ活性を有する蛋白質。 α1,6-fucosyltransferase has the following (a), (b) and (c)
The mouse or progeny thereof according to claim 4, which is a protein selected from the group consisting of:
(a) a protein consisting of the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1;
(b) in the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1, one or more amino acids are deleted,
A protein consisting of a substituted, inserted and / or added amino acid sequence and having α1,6-fucosyltransferase activity;
(c) a protein consisting of an amino acid sequence having 80% or more homology with the amino acid sequence represented by SEQ ID NO: 1 and having α1,6-fucosyltransferase activity;
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