ES2941997T3 - Uso de hidroxialquil guar catiónicos para el crecimiento de microorganismos - Google Patents

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Abstract

La presente invención se refiere al uso in vitro de un hidroxialquil guar catiónico para mantener o aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos, en el que dicho hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio de entre 2.000 Dalton y 90.000 Dalton. (Traducción automática con Google Translate, sin valor legal)

Description

DESCRIPCIÓN
Uso de hidroxialquil guar catiónicos para el crecimiento de microorganismos
La presente invención se refiere al uso de hidroxialquil guar catiónicos para el crecimiento de microorganismos, en particular de bacterias.
Los microorganismos pueden tener efectos beneficiosos para el medio con el que pueden interactuar. Por lo tanto, es útil sembrar dicho medio con estos microorganismos. Una vez los microorganismos se depositan sobre el medio objetivo, necesitan crecer y así sobreviven en un entorno específico, en donde ya existe una flora bacteriana. Por lo tanto, es esencial que los microorganismos sean todavía capaces de crecer y reproducirse en el medio objetivo a pesar de la presencia de esta flora bacteriana.
Por lo tanto, el experto busca componentes que se puedan usar en formulaciones, tales como en formulaciones fitosanitarias, que crearían un entorno que mejoraría el crecimiento de los microorganismos.
Debido al aumento del crecimiento de la población en todo el mundo, están aumentando las necesidades de alimentos. Por lo tanto, los bioestimulantes se usan cada vez más en la producción agrícola en el mundo.
La velocidad con la que las raíces de las plantas llegan a los nutrientes es un parámetro crítico en el desarrollo y crecimiento inicial y satisfactorio de las plantas, normalmente en las primeras semanas. Los bioestimulantes ayudan a mejorar el crecimiento de las plantas, proporcionando nutrientes de productos naturales o ayudando a las plantas a acceder a los nutrientes.
Los bioestimulantes promueven el crecimiento y el desarrollo de las plantas a través del ciclo de vida del cultivo, desde la germinación de la semilla hasta la madurez de la planta. Mejoran la eficiencia del metabolismo de la planta, conduciendo al aumento del cultivo y a una mejor calidad. Aumentan la tolerancia por parte de las plantas al estrés abiótico y la capacidad de recuperación. Facilitan la asimilación, el pase y el uso de nutrientes. Mejoran la calidad de la producción agrícola, que incluye el contenido de azúcar, el color y el tamaño del fruto. Además, regulan y mejoran el contenido del agua de las plantas.
Finalmente, aumentan ciertas propiedades fisicoquímicas de la tierra y promueven el desarrollo de microorganismos sobre el suelo.
Se conoce bien el uso de microorganismos o mezclas de microorganismo para la bioestimulación vegetal. Estos métodos se basan en la aplicación de composiciones que contienen un microorganismo purificado o una mezcla de microorganismos. Dichas composiciones contienen en particular cepas de Bacillus.
Hasta la fecha, el inconveniente principal referente al uso de microorganismos como bioestimulantes vegetales es la dificultad para mantener dicha actividad.
Por lo tanto, existe una necesidad de encontrar medios para mantener o incluso mejorar la actividad y eficiencia de los bioestimulantes, tales como los microorganismos, en particular de bacterias.
También existe una necesidad de encontrar medios para mantener o mejorar específicamente el crecimiento de un microorganismo objetivo en un medio dado.
W. Gangotri et al. en World Journal of Microbiology and Biotechnology 2012, 28(5) 2279-2285 enseña gomas guar, que incluyen una hidroxipropil guar, para mejorar el crecimiento de microorganismos. Los documentos de patente WO2012/118795A2, US4031307A y CN107889970A enseñan todos guar catiónicos como agentes antibacterianos. El documento de patente WO2014/005319A1 enseña que las gomas hidroxialquil guar catiónicas mejoran el crecimiento de las plantas y también desvela recubrimientos de semillas. Sin embargo, estos documentos no enseñan gomas guar catiónicas de peso molecular medio particular para aumentar o mantener la tasa de crecimiento de microorganismos, en particular bacterias.
Por lo tanto, la presente invención se refiere al uso in vitro de un hidroxialquil guar catiónico para mantener o aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos, en donde dicho hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio de entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
Según la invención, la tasa de crecimiento de microorganismos, en particular de bacterias, se puede medir por el siguiente método:
Los microorganismos se incuban en un medio de cultivo en presencia de guar. El muestreo se realiza en diferentes momentos para determinar el número de unidades formadoras de colonias (UFC) usando el método de siembra por diseminación. Con esta metodología, se obtiene la evolución del número de células bacterianas (expresado como UFC) en función del tiempo. El crecimiento de microorganismos sigue una ley exponencial: Nt=N0e(gt) con g la tasa de crecimiento de microorganismos. El valor de la tasa de crecimiento de microorganismos g se obtiene ajustando los datos experimentales en la escala logarítmica, corresponde a la pendiente de la evolución de ln(Nt) en función del tiempo (gráfico lineal: ln(Nt)=ln(N0) gt).
Según una realización, la presente invención se refiere al uso in vitro de un hidroxialquil guar catiónico para mantener o aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos, en donde dicho hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
Por lo tanto, la presente invención se basa en el uso de un hidroxialquil guar catiónico que permita mantener y mantener constante con el tiempo el efecto bioestimulante de los microorganismos, en particular de bacterias y, en otras palabras, mantener la tasa de crecimiento de microorganismos, y en particular mantener la tasa de crecimiento bacteriano.
Ventajosamente, el uso de dicho hidroxialquil guar catiónico permite aumentar el efecto bioestimulante de los microorganismos, en particular de bacterias, en otras palabras aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos, y en particular aumentar la tasa de crecimiento bacteriano.
Preferentemente, según la invención, cuando se usa el hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente, la tasa de crecimiento de microorganismos aumenta de al menos el 5 %, preferentemente de al menos el 10 %, en comparación con la tasa de crecimiento de microorganismos cuando no se usa hidroxialquil guar catiónico.
Según una realización, la presente invención se refiere al uso in vitro de un hidroxialquil guar catiónico para aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos, en donde dicho hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio de entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
La presente invención también se refiere al uso de un hidroxialquil guar catiónico para mantener o aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos en una planta, en una semilla o en la tierra, en donde dicho hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
La presente invención también se refiere al uso de un hidroxialquil guar catiónico para mantener o aumentar la tasa de crecimiento de bacterias en una planta, en una semilla o en la tierra, en donde dicho hidroxialquil guar catiónico es como se ha definido anteriormente.
Por lo tanto, según una realización, la presente invención se refiere al campo de los agroquímicos y más particularmente al fitosanitario. Según una realización, el hidroxialquil guar catiónico como se ha mencionado anteriormente se usa en una planta, en una semilla o en la tierra.
En toda la descripción, que incluye las reivindicaciones, se debe entender que el término "que comprende uno" o "que comprende un" son sinónimos con el término "que comprende al menos uno", a menos que se especifique de otro modo, "entre" y "desde... hasta..." se deben entender como inclusivos de los límites.
Como se usa en el presente documento, "porcentaje en peso", "% en peso" y variaciones de los mismos se refieren a la concentración de una sustancia como el peso de esa sustancia dividido entre el peso total de la composición y multiplicado por 100.
Guar
Los guar son polisacáridos compuestos de los azúcares galactosa y manosa. El esqueleto es una cadena lineal de restos de manosa unidos por p 1,4 a los que los restos de galactosa están unidos 1,6 en cada segunda manosa en promedio, formando unidades de lado corto.
Dentro del contexto de la presente invención, "guar catiónico" significa un derivado catiónico de un guar. "Catiónico" significa cargado permanentemente positivamente sea cual sea el pH o no cargado permanentemente, por ejemplo, un derivado que puede ser catiónico por debajo de un pH dado y neutro por encima de ese pH. En particular, el guar catiónico es un derivado de guar químicamente modificado que muestra o posiblemente muestra una carga positiva neutra en un medio acuoso de pH neutro.
Los guar catiónicos de la presente invención se pueden obtener modificando químicamente los guar, generalmente guar naturales, usando agentes de eterificación catiónicos. Los agentes de eterificación adecuados incluyen grupos amino primario, secundario o terciario, o grupos amonio, sulfonio o fosfonio cuaternarios. En particular, los agentes de eterificación catiónicos son sales de amonio cuaternario.
Preferentemente, los agentes de eterificación catiónicos son sales de amonio cuaternario que llevan tres radicales, que pueden ser idénticos o diferentes, elegidos de hidrógeno, un radical alquilo que contiene 1 a 22 átomos de carbono, más particularmente 1 a 14, y ventajosamente 1 a 3 átomos de carbono. El contraión es, en general, un halógeno, que en una realización es cloro.
"Alquilo", como se usa en el presente documento, significa un grupo de hidrocarburo alifático saturado de cadena lineal o ramificado y pretende incluir tanto "alquilo sin sustituir" como "alquilo sustituido", refiriéndose el último a restos alquilo que tienen sustituyentes (tales como grupo hidroxilo y grupo halógeno) que sustituyen un hidrógeno en uno o más átomos de carbono del grupo alquilo.
Las sales de amonio cuaternario pueden ser, por ejemplo: cloruro de 3-cloro-2-hidroxipropiltrimetilamonio (CHPTMAC), cloruro de 2,3-epoxipropiltrimetilamonio (EPTAC), cloruro de dialildimetilamonio (DMDAAC) u otros reactivos catiónicos, tales como trimetilamoniopropilmetacrilamida.
Un grupo funcional catiónico típico en estos guar catiónicos es trimetilamonio (2-hidroxil) propilo, con un contraión. Se pueden utilizar diversos contraiones, que incluyen, pero no se limitan a, haluros, tales como cloruro, fluoruro, bromuro y yoduro, sulfato, metilsulfato, y mezclas de los mismos.
El hidroxialquil guar catiónico de la presente invención se puede elegir del grupo que consiste en hidroxialquil guar catiónicos, tales como hidroxietil guar catiónico, hidroxipropil guar catiónico, hidroxibutil guar catiónico.
En algunos aspectos, el hidroxialquil guar catiónico de la presente invención es cloruro de hidroxipropiltrimonio guar o hidroxipropil guar cloruro de hidroxipropiltrimonio, en particular, cloruro de hidroxipropiltrimonio guar.
El grado de hidroxialquilación (sustitución molar o SM) de los hidroxialquil guar catiónicos, que es el número de moléculas de óxido de alquileno consumidas por el número de funciones hidroxilo libres presentes en el guar, puede estar comprendido entre 0,1 y 3, preferentemente entre 0,1 y 1,7. Como un ejemplo, una SM de 1 puede representar una unidad de óxido de etileno por unidad de monosacárido. Según una realización, el grado de hidroxialquilación (sustitución molar o SM) de hidroxialquil guar catiónicos comprende entre 0,1 y 1,7, preferentemente entre 0,2 y 1,0.
Según una realización, el grado de sustitución (GS) de hidroxialquil guar catiónicos, que es el número promedio de grupos hidroxilo sustituidos por unidad de azúcar, comprende entre 0,005 y 3. El GS se puede determinar, en particular, por valoración. El hidroxialquil guar catiónico de la presente invención puede tener un GS de entre 0,005 y 2. Preferentemente, el hidroxialquil guar catiónico de la presente invención tiene un GS de entre 0,005 y 1. Más preferentemente, el hidroxialquil guar catiónico de la presente invención tiene un GS de entre 0,12 y 0,5.
La densidad de carga (DC) de los hidroxialquil guar catiónicos puede estar comprendida entre 0,01 y 4,9 meq/g, preferentemente entre 0,4 y 2,1 meq/g. La densidad de carga se refiere a la relación entre el número de cargas positivas por gramo de polímero. Por ejemplo, DC=1 meq/g significa que hay 0,001 cargas por gramo de polímero. La densidad de carga multiplicada por el peso molecular del polímero determina el número de sitios positivamente cargados en una cadena de polímero dada.
Según la presente invención, el hidroxialquil guar catiónico puede tener un peso molecular medio (Mw) entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones, preferentemente, el hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 5.000 dáltones y 90.000 dáltones, más preferentemente, el hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 5.000 dáltones y 60.000 dáltones, todavía más preferentemente, el hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 5.000 dáltones y 50.000 dáltones, preferentemente entre 5.000 dáltones y 40.000 dáltones.
Aunque no es parte de la invención, el hidroxialquil guar catiónico de la invención puede tener un peso molecular medio (Mw) entre 100.000 dáltones y 4.500.000 dáltones, por ejemplo, entre 500.000 dáltones y 4.000.000 dáltones, por ejemplo, entre 1.000.000 dáltones y 3.500.000 dáltones, por ejemplo, entre 2.000.000 y 3.500.000 dáltones.
El peso molecular medio del hidroxialquil guar catiónico se puede medir por GPC (cromatografía de exclusión molecular). Las mediciones se pueden llevar a cabo, por ejemplo, usando columnas Shodex OH Pak y detector del índice de refracción de Agilent.
El hidroxialquil guar catiónico según la presente invención se puede preparar por despolimerización de guar catiónicamente modificados que tienen un alto peso molecular, de manera que "dividen" los polímeros de guar en los tamaños deseados. Se aprecia que el hidroxialquil guar catiónico de la presente invención también se puede preparar por despolimerización de guar naturales, seguido de reacciones de cationización para proporcionar los polímeros con funcionalidad catiónica. Se conocen bien en la técnica diversos métodos de despolimerización y se pueden usar para la presente invención, tales como tratamiento usando compuesto de peroxo (por ejemplo, peróxido de hidrógeno) e irradiación. Los ejemplos de dichos métodos se desvelan en la patente de EE. UU. N.° 4.547.571, la patente de EE. UU. N.26.383.344 y la patente de EE. UU. N.27.259.192.
La cationización de guar puede ser fácilmente hecha por un experto usando métodos comúnmente conocidos en la técnica. Se conocen en la técnica diversos métodos para proporcionar gomas guar con funcionalidad catiónica, por ejemplo, como se desvela en la publicación de patente de EE. UU. N.° 2008/0112907. También se conocen diversos métodos para la reticulación de guar con y sin modificación catiónica de los guar, véanse, por ejemplo la patente de EE. UU. N.° 5.532.350 y la patente de EE. UU. N.° 5.801.116. Alternativamente, se pueden obtener guar de bajo peso molecular por recogida de habas de guar que todavía están en una fase de desarrollo temprana de forma que las habas de guar recogidas contengan gomas guar naturales de bajo peso molecular. Entonces, las gomas guar se pueden someter a cationización para proveerlas de funcionalidad catiónica.
Los hidroxialquil guar catiónicos como se han definido anteriormente se pueden usar en una composición.
La composición que contiene el hidroxialquil guar catiónico puede ser un sólido o una composición líquida. En el caso en el que la composición sea sólida, la composición puede estar en forma de un polvo, una partícula, un aglomerado, una escama, un gránulo, una pella, un comprimido, un ladrillo, una pasta, un bloque, tal como un bloque moldeado, una dosis unitaria, u otra forma sólida conocida por los expertos en la técnica. Preferentemente, la composición sólida está en forma de un polvo o un gránulo.
En algunos aspectos, la composición que contiene el guar está en forma de un gránulo. Los gránulos que contienen el hidroxialquil guar catiónico se pueden preparar en un procedimiento de tres etapas: granulación en húmedo seguida de secado y tamizado. La etapa de granulación en húmedo implica en particular la introducción y la mezcla de polvos de hidroxialquil guar catiónico y un vehículo, y opcionalmente otros componentes, en un equipo de granulación (tal como un granulador de mezcla). La mezcla se realiza con pulverización de agua a la mezcla. La etapa de granulación en húmedo dará gránulos húmedos que contienen los hidroxialquil guar catiónicos. La relación ponderal entre el vehículo y el hidroxialquil guar catiónico que se va a mezclar puede estar entre 20:1 a 1:1, preferentemente entre 20:1 a 10:1. El contenido de agua introducido puede estar comprendido entre el 10 % en peso y el 50 % en peso basado en el peso total de los gránulos húmedos. El vehículo puede ser dióxido de silicio, sílice amorfa, sílice precipitada, sílice amorfa hidratada, sílice precipitada, silicato de calcio sintético amorfo hidratado, sílice precipitada hidrofobizada, gel de sílice, de sodio y aluminio, arcilla, zeolita, bentonita, silicato en capas, caolín, carbonato sódico, bicarbonato sódico, sulfato de sodio, tripolifosfato de sodio, cloruro sódico, silicato de sodio (vidrio soluble), cloruro de magnesio, cloruro de calcio, cloruro de amonio, sulfato de magnesio, carbonato cálcico, óxido de calcio y/o sulfato de calcio, o una mezcla de los mismos. En particular, el vehículo se selecciona de cloruro de calcio y carbonato cálcico. La etapa de secado implica en particular secar los gránulos húmedos usando un flujo de aire caliente. Esta etapa se puede realizar normalmente en un lecho fluido equipado con una entrada de aire y una salida de aire. La etapa de tamizado se puede realizar usando una placa vibratoria.
Los gránulos pueden tener un diámetro de 0,1 a 6 mm. En general, los gránulos normales tienen un diámetro de 2-6 mm y los microgránulos tienen un diámetro de 0,1-2 mm. Preferentemente, se usan microgránulos que tienen un diámetro de 0,5-1,6 mm.
Alternativamente, los gránulos que contienen el hidroxialquil guar catiónico se pueden preparar usando métodos de extrusión bien conocidos por un experto en la técnica. Los métodos de extrusión se describen en la patente de EE. UU. US6146570. Por ejemplo, el hidroxialquil guar catiónico y el vehículo, y opcionalmente otros componentes, se pueden combinar con calentamiento. La relación ponderal entre el vehículo y el hidroxialquil guar catiónico puede estar entre 20:1 y 1:1. Entonces, se puede fundir un aglutinante e introducir en la mezcla del hidroxialquil guar catiónico y el vehículo. Entonces, se puede llevar a cabo una etapa de extrusión con temperatura de la prensa extrusora mantenida entre 55 °C y 65 °C. Los gránulos calientes blandos se pueden formar y pueden ser posteriormente enfriados por debajo del punto de solidificación del aglutinante fundido (por ejemplo, a temperatura ambiente) para obtener gránulos sólidos.
En caso de que la composición de tratamiento se semillas sea líquida, la composición líquida puede ser una suspensión, una dispersión, una suspensión, una disolución en un vehículo líquido seleccionada de agua, disolventes orgánicos, aceites o una mezcla de los mismos. La composición líquida se puede preparar mezclando los hidroxialquil guar catiónicos como se ha descrito anteriormente con el vehículo líquido, opcionalmente con otros componentes, usando métodos convencionales. Preferentemente, la composición líquida está en forma de una disolución acuosa. La composición puede comprender desde el 1 % en peso hasta el 60 % en peso del hidroxialquil guar catiónico basado en el peso total de la composición. Preferentemente, la composición comprende desde el 5 % en peso hasta el 35 % en peso del hidroxialquil guar catiónico basado en el peso total de la composición. En algunos aspectos, la composición comprende desde el 20 % en peso hasta el 30 % en peso del hidroxialquil guar catiónico basado en el peso total de la composición. Cuando se realiza el tratamiento de semillas a escala industrial, se prefiere que la composición líquida usada para el tratamiento de semillas contenga una alta concentración del hidroxialquil guar catiónico, de manera que se requiera menos volumen de la composición líquida para lograr la dosis deseada para el tratamiento (es decir, la relación ponderal entre el hidroxialquil guar catiónico y las semillas que están tratándose). El uso de un volumen pequeño de la composición líquida puede ahorrar costes y es menos tedioso. Sin embargo, cuando la concentración del hidroxialquil guar catiónico en la composición líquida aumenta, la fluidez de la composición líquida disminuirá significativamente. Como resultado, la composición líquida puede llegar a ser demasiado "densa" como para ser eficazmente aplicada a la semilla o la tierra, y tiene mala capacidad para extenderse sobre la superficie de la semilla o también en la tierra. Por ejemplo, una composición acuosa que comprende 3 % en peso de un hidroxialquil guar catiónico de alto peso molecular ya puede ser muy densa y así tener mala fluidez. Una ventaja de la presente invención es que el hidroxialquil guar catiónico según la presente invención tiene un peso molecular relativamente bajo. En dicho caso, la composición líquida resultante puede mantener una excelente fluidez aunque el hidroxialquil guar catiónico esté presente a altas concentraciones y, por lo tanto, dicha composición líquida pueda ser convenientemente usada para tratar las semillas o la tierra. En una realización, el método de la presente invención comprende una etapa en la que la semilla se recubre con la composición como se ha descrito anteriormente. Entonces, la semilla recubierta se puede aplicar sobre o en la tierra, en particular, para poner en contacto la semilla recubierta con el suelo.
Se pueden utilizar técnicas de recubrimiento adecuado para recubrir la semilla o la aglomeración de las semillas con la composición según la presente invención. El equipo que se puede utilizar para el recubrimiento puede incluir, pero no se limita a, recubridoras de tambor, recubridoras rotatorias, tambores de volteo, lechos fluidizados y lechos en surtidor. Se aprecia que se puede emplear cualquier equipo adecuado o técnica conocida por un experto en la técnica. La semilla se puede recubrir por un proceso de recubrimiento discontinuo o continuo. La semilla se puede recubrir con la composición según la presente invención que está o en forma sólida o forma líquida. Preferentemente, se usa una dispersión o disolución acuosa.
Las semillas se pueden separar antes de la etapa de recubrimiento. En una realización, se pueden emplear medios mecánicos, tales como un tamiz, para separar las semillas. Las semillas separadas se pueden introducir entonces en una máquina de recubrimiento que tiene un depósito de semillas. En una realización, las semillas se combinan con la composición descrita en el presente documento, opcionalmente con un aglutinante y/o adhesivo, en un recipiente de mezcla.
En algunos aspectos, una o más capas de recubrimiento que comprenden la composición según la presente invención se pueden añadir sobre las semillas o la aglomeración de las mismas. Se pueden introducir capas externas sucesivamente recubriendo las semillas o la aglomeración de las mismas en un tambor giratorio.
También se pueden utilizar aglomeradores o dispositivos aglomeradores. El recubrimiento se puede realizar dentro de una recubridora giratoria poniendo las semillas dentro de una cámara giratoria, que lanza las semillas contra la pared interior de la cámara. Las fuerzas centrífugas y las barras de mezcla dispuestas en el interior de la recubridora permiten que las semillas giren y se mezclen con una capa de recubrimiento que comprende la composición según la presente invención. El aglutinante u otros materiales de recubrimiento pueden ser bombeados en el centro próximo de la recubridora sobre un disco atomizador que gira junto con la cámara de recubrimiento. Tras golpear el disco del atomizador, el adhesivo líquido se dirige entonces hacia afuera en pequeñas gotas sobre las semillas.
Las técnicas de recubrimiento de semillas también incluyen, por ejemplo, poner las semillas en una bandeja o tambor giratorio. Las semillas se humedecen entonces con agua u otro líquido, y luego se añade gradualmente a la bandeja de recubrimiento un polvo inerte fino, por ejemplo, tierra de diatomeas. Cada semilla humedecida se convierte en el centro de una masa de polvo, capas, o recubrimientos que gradualmente aumentan de tamaño. La masa se redondea entonces y se alisa por la acción de volteo en la bandeja, similar a guijarros en la playa. Las capas de recubrimiento se compactan por compresión a partir del peso de material en la bandeja. Los aglutinantes se incorporan frecuentemente cerca del final del proceso de recubrimiento para endurecer la capa externa de la masa. Los aglutinantes también pueden reducir la cantidad de polvo producido por el producto terminado en la manipulación, transporte y siembra. Frecuentemente se utilizan técnicas de cribado, tales como el frecuente cribado a mano, para eliminar blancos o dobles, y para garantizar un tamaño uniforme. Por ejemplo, la tolerancia para las composiciones de recubrimiento de semillas descritas en el presente documento puede ser /-1/64 pulgadas (0,4 mm), que es la norma de comercialización de semillas en los EE. UU. para el tamizado, establecida mucho antes de que se introdujeran los recubrimientos. Por ejemplo, la semilla de lechuga recubierta se siembra lo más frecuentemente con una sembradora de cinta a través de orificios redondos de 8/64 pulgadas (3,2 mm) de diámetro en la cinta. Este tamaño de orificio requiere que las semillas de lechuga recubiertas con la composición según la presente invención puedan ser dimensionadas sobre un tamiz de 7,5/64 pulgadas (3,0 mm) y a través de un tamiz de 8,5/64 pulgadas (3,4 mm).
En una realización de la presente invención, la semilla se puede poner en contacto con la composición usando un proceso de "recubrimiento in situ", en particular implantando en un orificio o un surco en la tierra una semilla de una planta, y luego aplicando la composición según la presente invención para rodear o rodear parcialmente, o para ser adyacente a la semilla, de manera que la semilla se ponga en contacto con la composición, en particular con el hidroxialquil guar catiónico. Según la invención, el orificio puede ser en particular un orificio, una cavidad o un área vaciada. La semilla puede ser una que no ha sido tratada con ningún agente, o una semilla que ha sido tratada con un agroquímico (tal como un fungicida e insecticida) y que no ha sido tratada con la composición de la presente invención. Preferentemente, la composición se deposita sobre el vehículo para proporcionar un gránulo o un microgránulo antes de ser aplicado. El gránulo o el microgránulo que contiene el hidroxialquil guar catiónico se puede preparar usando los métodos descritos anteriormente.
En otra realización adicional, el hidroxialquil guar catiónico según la presente invención (o la composición que contiene dicho hidroxialquil guar catiónico) se administra a una tierra en la que se cultiva una planta. Entonces, las semillas de la planta se pueden aplicar a la tierra de manera que las semillas se pongan en contacto con la composición, en particular con el hidroxialquil guar catiónico. En particular, se puede usar la composición en forma líquida, tal como en forma de disolución/dispersión acuosa, o la composición en forma sólida, tal como en polvo o gránulo.
Preferentemente, la aplicación de la semilla y la aplicación de la composición según la presente invención se realizan mecánicamente. Se aprecia que cualquiera o ambas de las aplicaciones referenciadas también se pueden realizar manualmente.
Según una realización preferida, el hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente se usa en una forma líquida.
En una realización de la presente invención, el hidroxialquil guar catiónico se usa en una cantidad que varía desde 50 hasta 500 g / quintal de semilla.
Microorganismos
Por "microorganismo" se indica en el presente documento un organismo microscópico, que puede existir en su forma unicelular o como una colonia de células. En una realización particular, dicho microorganismo es unicelular.
La presente invención se refiere más particularmente a microorganismos de la tierra, también conocidos como microbios de la tierra.
Según una realización, los microorganismos son hongos, en particular hongos unicelulares, o bacterias.
En una realización particular, los microorganismos son bacterias.
Según una realización, las bacterias según la invención se eligen de bacterias grampositivas.
Como se usa en el presente documento, el término "bacterias grampositivas" se refiere a células bacterianas que se tiñen de violeta (positivo) en el ensayo de tinción de Gram. La tinción de Gram se une a peptidoglicano que es abundante en la pared celular de bacterias grampositivas. A diferencia, la pared celular de "bacterias gramnegativas" tiene una fina capa de peptidoglicano, por lo que las bacterias gramnegativas no retienen la tinción y permiten la captación de la contratinción en el ensayo de tinción Gram.
Las bacterias grampositivas son bien conocidas por el experto e incluyen bacterias de los géneros Actinobaculum, Actinomyces, Arthrobacter, Bifidobacterium, Frankia, Gardnerella, Lysinibacillus, Microbacterium, Micrococcus, Micromonospora, Mycobacterium, Nocardia, Rhodococcus, Streptomyces, Bacillus, Clostridium, Listeria, Enterococcus, Lactobacillus, Leuconostoc, Mycoplasma, Ureaplasma, Lactococcus, Paenibacillus, Pediococcus, Acetobacterium, Eubacterium, Heliobacterium, Heliospirillum y Sporomusa.
En una realización particular, las bacterias grampositivas se seleccionan del grupo que consiste en bacterias de los géneros Actinobaculum, Actinomyces, Arthrobacter, Bifidobacterium, Frankia, Lysinibacillus, Microbacterium, Micrococcus, Micromonospora, Nocardia, Rhodococcus, Streptomyces, Bacillus, Listeria, Lactobacillus, Leuconostoc, Lactococcus, Paenibacillus, Pediococcus, Acetobacterium, Eubacterium, Heliobacterium, Heliospirillum y Sporomusa.
En una realización particular, las bacterias grampositivas son bacterias de los géneros Bacillus, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en Bacillus itcheniformis, Bacillus megaterium (tal como la cepa de B. megaterium CCT 0536), Bacillus pumilus (tal como la cepa de B. pumilus GB34 (YieldShield; Bayer), cepa de B. pumilus QST2808 (Sonata; Bayer) y cepa de B. pumilus BU F-33), Bacillus licheniformis (tal como la cepa de B. licheniformis SB3086 (EcoGuard; Novozymes) y la cepa de B. licheniformis DSM17236), Bacillus oleronius, Bacillus mojavensis, Bacillus subtilis (tales como las cepas de B. subtilis GB03 (Kodiak; Bayer), MBI 600 (Subtilex; Becker Underwood) y QST 713 (Serenade; Bayer), la cepa de B. subtilis GB122 plus, la cepa de B. subtilis EB120, la cepa de B. subtilis J-P13, B. subtilis FB17, las cepas de B. subtilis QST30002 y QST3004 (NRRL B-50421 y NRRLB-50455), mutantes en papel de lija de las cepas de B. subtilis QST30002 y QST3004 (NRRL B-50421 y NRRLB-50455), la cepa de B. subtilis QST 713, la cepa de B. subtilis DSM 17231, la cepa de B. subtilis KAS-001, la cepa de B. subtilis KAS-006, la cepa de B. subtilis KAS-009, la cepa de B. subtilis KAS-010, la cepa de B. subtilis KAS-011 y la cepa de B. subtilis CCT0089), Bacillus globisporus, Bacillus firmus (tal como la cepa de B. firmus 1 -1582 (Votivo y Nortica; Bayer)), Bacillus thuringiensis (tal como mutantes cuádruples deficientes en enterotoxinas de la cepa de B. thuringiensis galleriae SDS-502, B. thuringiensis kurstaki VBTS 2546 y la cepa de B. thuringiensis subsp. kurstaki VBTS 2477), Bacillus cereus (tal como la cepa de B. cereus BPO1), Bacillus simplex (tales como las cepas de B. simplex 03WN13, 03WN23 y 03WN25), Bacillus mycoides (tal como la cepa aislada de B. mycoides BmJ NRRL B-30890), Bacillus aryabhattai, Bacillus flexus, Bacillus nealsonii, Bacillus sphaericus, Bacillus vallismortis (tal como la cepa de B. vallismortis KAS-003), Bacillus methylotrophicus (tal como la cepa de B. methylotrophicus KAS-002, la cepa de B. methylotrophicus KAS-005, la cepa de B. methylotrophicus KAS-008, la cepa de B. methylotrophicus KAS-012, la cepa de B. methylotrophicus KAS-013 y la cepa de B. methylotrophicus KAS-014), especies de Bacillus lentimorbus, Bacillus safensis y Bacillus atrophaeus (tal como la cepa de B. atrophaeus KAS-004); bacterias de los géneros Lysinibacillus, en particular bacterias de la especie Lysinibacillus sphaericus; bacterias de los géneros Microbacterium, en particular bacterias de la especie Microbacterium aurantiacum; bacterias de los géneros Paenibacillus, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en las especies Paenibacillus polymyxa y Paenibacillus pulvifaciens; o bacterias de los géneros Streptomyces, en particular bacterias de las especies Streptomyces K61.
En una realización más particular, las bacterias grampositivas son bacterias de los géneros Bacillus, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en Bacillus itcheniformis, Bacillus megaterium (tales como la cepa de B. megaterium CCT 0536), Bacillus pumilus (tal como la cepa de B. pumilus GB34 (YieldShield; Bayer), la cepa de B. pumilus QST2808 (Sonata; Bayer) y la cepa de B. pumilus BU F-33), Bacillus licheniformis (tal como la cepa de B. licheniformis SB3086 (EcoGuard; Novozymes) y la cepa de B. licheniformis DSM17236), Bacillus oleronius, Bacillus mojavensis, Bacillus subtilis (tal como las cepas de B. subtilis GB03 (Kodiak; Bayer), MBI 600 (Subtilex; Becker Underwood) y QST 713 (Serenade; Bayer), la cepa de B. subtilis GB122 plus, la cepa de B. subtilis EB120, la cepa de B. subtilis J-P13, B. subtilis FB17, las cepas de B. subtilis QST30002 y QST3004 (NRRL B-50421 y NRRLB-50455), mutantes del papel de lija de las cepas de B. subtilis QST30002 y QST3004 (NRRL B-50421 y NRRLB-50455), la cepa de B. subtilis q St 713, la cepa de B. subtilis DSM 17231, la cepa de B. subtilis KAS-001, la cepa de B. subtilis KAS-006, la cepa de B. subtilis KAS-009, la cepa de B. subtilis Ka S-010, la cepa de B. subtilis KAS-011 y la cepa de B. subtilis CCT0089), Bacillus globisporus, Bacillus firmus (tales como la cepa de B. firmus 1-1582 (Votivo y Nortica; Bayer)), Bacillus thuringiensis (tales como los mutantes deficientes en enterotoxina cuádruple de la cepa de B. thuringiensis galleriae SDS-502, la cepa de B. thuringiensis kurstaki VBTS 2546 y B. thuringiensis subsp. kurstaki VBTS 2477), Bacillus cereus (tal como B. cereus BP01), Bacillus simplex(tales como las cepas de B. simplex03WN13, 03WN23 y 03WN25), Bacillus mycoides (tales como la cepa aislada de B. mycoides BmJ NRRL B- 30890), Bacillus aryabhattai, Bacillus flexus, Bacillus nealsonii, Bacillus sphaericus, Bacillus vallismortis (tal como la cepa de B. vallismortis KAS-003), Bacillus methylotrophicus (tal como la cepa de B. methylotrophicus KAS-002, la cepa de B. methylotrophicus KAS-005, la cepa de B. methylotrophicus KAS-008, la cepa de B. methylotrophicus KAS-012, la cepa de B. methylotrophicus KAS-013 y la cepa de B. methylotrophicus KAS-014), especies de Bacillus lentimorbus, Bacillus safensis y Bacillus atrophaeus (tal como la cepa de B. atrophaeus KAS-004).
En una realización más particular, las bacterias grampositivas son bacterias de las especies B. subtilis, B. thuringiensis o B. megaterium. En todavía una realización particular, las bacterias grampositivas son B. subtilis CCT 0089, B. thuringiensis CCT 2335 o B. megaterium CCT 0536.
Según una realización, las bacterias según la invención se eligen de bacterias gramnegativas.
Las bacterias gramnegativas son bien conocidos por el experto e incluyen bacterias de los géneros Acetobacter, Achromobacter, Actinobacillus, Agrobacterium, Allorhizobium, Azospirillum, Azotobacter, Bordetella, Bradyrhizobium, Brucella, Burkholderia, Campylobacter, Carbophilus, Chelatobacter, Chryseobacterium, Citrobacter, Delftia, Enterobacter, Erwinia, Escherichia, Flavobacterium, Francisella, Frateuria, Gluconobacter, Helicobacter, Haemophilus, Kalstia, Klebsiella, Legionella, Mesorhizobium, Moraxella, Neisseria, Pantoea, Pasteurella, Phyllobacterium, Proteus, Pseudomonas, Rhizobium, Salmonella, Serratia, Shigella, Sinorhizobium, Treponema, Vibrio, Xanthomonas y Yersinia.
En una realización particular, las bacterias gramnegativas se seleccionan del grupo que consiste en bacterias de los géneros Acetobacter, Achromobacter, Agrobacterium, Allorhizobium, Azospirillum, Azotobacter, Bradyrhizobium, Carbophilus, Chelatobacter, Delftia, Erwinia, Flavobacterium, Frateuria, Gluconobacter, Mesorhizobium, Neisseria, Pantoea, Phyllobacterium, Pseudomonas, Rhizobium, Serratia, Sinorhizobium y Xanthomonas.
En una realización particular, las bacterias gramnegativas son bacterias de los géneros Acetobacter, en particular bacterias de la especie Acetobacter xylinum; bacterias de los géneros Agrobacterium, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en Agrobacterium radiobacter (tal como la cepa de A. radiobacter k84 y la cepa de A. radiobacter CCT 4774), especies de Agrobacterium rhizogenes, Agrobacterium rubi y Agrobacterium tumefaciens; bacterias de los géneros Azospirillum, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en las especies Azospirillum brasilense, Azospirillum doebereinerae, Azospirillum halopraeferens, Azospirillum canadense, Azospirillum oryzae y Azospirillum lipoferum; bacterias de los géneros Azotobacter, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en las especies Azotobacterchroococcum, Azotobacter vinelandiiy Azotobacter salinestris; bacterias de los géneros Bradyrhizobium, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en Bradyrhizobium arachidis, Bradyrhizobium betae, Bradyrhizobium canariense, Bradyrhizobium cytisi, Bradyrhizobium daqingense, Bradyrhizobium denitrificans, Bradyrhizobium diazoefficiens, Bradyrhizobium elkanii, Bradyrhizobium embrapense, Bradyrhizobium erythrophlei, Bradyrhizobium ferriligni, Bradyrhizobium ganzhouense, Bradyrhizobium guangdongense, Bradyrhizobium huanghuaihaiense, Bradyrhizobium icense, Bradyrhizobium ingae, Bradyrhizobium iriomotense, Bradyrhizobium japonicum (tales como la cepa de B. japonicum USDA110, la cepa de B. japonicum bv. genistearum, B. japonicum bv. glycinearum y B. japonicum CCT 4065), especies de Bradyrhizobium jicamae, Bradyrhizobium kavangense, Bradyrhizobium lablabi, Bradyrhizobium liaoningense, Bradyrhizobium lupine, Bradyrhizobium manausense, Bradyrhizobium neotropicale, Bradyrhizobium oligotrophicum, Bradyrhizobium ottawaense, Bradyrhizobium pachyrhizi, Bradyrhizobium paxllaeri, Bradyrhizobium retamae, Bradyrhizobium rifense, Bradyrhizobium stylosanthis, Bradyrhizobium subterraneum, Bradyrhizobium tropiciagri, Bradyrhizobium valentinum, Bradyrhizobium viridifuturi y Bradyrhizobium yuanmingense; bacterias de los géneros Delftia, en particular bacterias de la especie Delftia acidovorans; bacterias de los géneros Frateuria, en particular bacterias de la especie Frateuria aurantiaca; bacterias de los géneros Gluconobacter, en particular bacterias de la especie Gluconobacter diazotrophicus; bacterias de los géneros Mesorhizobium, en particular bacterias de la especie Mesorhizobium cicero; bacterias de los géneros Pseudomonas, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en las especies Pseudomonas putida, Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas protegens, Pseudomonas chlororaphis, Pseudomonas aurantiaca, Pseudomonas mendocina y Pseudomonas rathonis; bacterias de los géneros Rhizobium, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en las especies Rhizobium leguminosarum, Rhizobium mongolense, Rhizobium bangladeshense, Rhizobium binae, Rhizobium gallicum, Rhizobium hainanense, Rhizobium indigoferae, Rhizobium lentis, Rhizobium loessense, Rhizobium lusitanum, Rhizobium phaseoli y Rhizobium lupine; o bacterias de los géneros Sinorhizobium, en particular bacterias de la especie Sinorhizobium meliloti.
En una realización más particular, las bacterias gramnegativas son bacterias de los géneros Agrobacterium, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en las especies Agrobacterium radiobacter (tales como la cepa de A. radiobacter k84 y la cepa de A. radiobacter CCT 4774), Agrobacterium rhizogenes, Agrobacterium rubi y Agrobacterium tumefaciens, o bacterias de los géneros Bradyrhizobium, en particular bacterias seleccionadas del grupo que consiste en las especies Bradyrhizobium arachidis, Bradyrhizobium betae, Bradyrhizobium canariense, Bradyrhizobium cytisi, Bradyrhizobium daqingense, Bradyrhizobium denitrificans, Bradyrhizobium diazoefficiens, Bradyrhizobium elkanii, Bradyrhizobium embrapense, Bradyrhizobium erythrophlei, Bradyrhizobium ferriligni, Bradyrhizobium ganzhouense, Bradyrhizobium guangdongense, Bradyrhizobium huanghuaihaiense, Bradyrhizobium icense, Bradyrhizobium ingae, Bradyrhizobium iriomotense, Bradyrhizobium japonicum (tales como la cepa de B. japonicum USDA110, la cepa de B. japonicum bv. genistearum, B. japonicum bv. glycinearum y B. japonicum CCT 4065), Bradyrhizobium jicamae, Bradyrhizobium kavangense, Bradyrhizobium lablabi, Bradyrhizobium liaoningense, Bradyrhizobium lupine, Bradyrhizobium manausense, Bradyrhizobium neotropicale, Bradyrhizobium oligotrophicum, Bradyrhizobium ottawaense, Bradyrhizobium pachyrhizi, Bradyrhizobium paxllaeri, Bradyrhizobium retamae, Bradyrhizobium rifense, Bradyrhizobium stylosanthis, Bradyrhizobium subterraneum, Bradyrhizobium tropiciagri, Bradyrhizobium valentinum, Bradyrhizobium viridifuturi y Bradyrhizobium yuanmingense.
En realizaciones más particulares, las bacterias gramnegativas son bacterias de las especies A. radiobacter, B. japonicum o P. putida. En todavía una realización particular, las bacterias gramnegativas son la cepa de A. radiobacter CCT 4774, la cepa de B. japonicum CCT 4065 o P. putida Cc T 5357.
Según una cualquiera de las realizaciones de la invención, el microorganismo puede ser, por ejemplo, bacterias elegidas de las especies B. subtilis, B. megaterium, B. thuringiensis, A. radiobacter, B. japonicum o P. putida.
Según otra realización, los microorganismos son hongos, en particular hongos unicelulares.
Los hongos son bien conocidos por el experto e incluyen Ascomycetes, Glomeromycetes y Basidiomycetes. En una realización particular, dichos hongos se seleccionan del filo Ascomycetes, en particular del grupo que consiste en los géneros Trichoderma, Metarhizium, Beauveria, Lecanicillium, Purpureocillium, Gliocladium, Isaria, Fusarium, Arthrobotrys, Penicillium, Aspergillus, Ampelomyces, Coniothyrium, Aureobasidium y Candida; del filo Glomeromycetes, en particular del grupo que consiste en los géneros Glomus y Rhizophagus; y/o del filo Basidiomycetes, en particular del grupo que consiste en los géneros Phlebiopsis y Rhizoctonia.
En una realización particular, dichos hongos son hongos de los géneros Trichoderma, en particular hongos seleccionados del grupo que consiste en las especies Trichoderma viride, Trichoderma atroviride, Trichoderma virens, Trichoderma harzianum, Trichoderma hamatum, Trichoderma asperellum, Trichoderma koningii, Trichoderma longibrachiatum, Trichoderma ovalisporum, Trichoderma paucisporum, Trichoderma songyi, Trichoderma theobromicola y Trichoderma gamsii; hongos de los géneros Metarhizium, en particular hongos seleccionados del grupo que consiste en las especies Metarhizium anisopliae, Metarhizium majus, Metarhizium brunneum y Metarhizium flavoviride; hongos de los géneros Beauveria, en particular hongos de las especies Beauveria bassiana; hongos de los géneros Lecanicillium, en particular hongos seleccionados del grupo que consiste en las especies Lecanicillium lecanii y Lecanicillium muscarium; hongos de los géneros Purpureocillium, en particular hongos de la especie Purpureocillium lilacinum; hongos de los géneros Gliocladium, en particular hongos de la especie Gliocladium catenulatum; hongos de los géneros Isaria, en particular hongos de la especie Isaria fumosorosea; hongos de los géneros Fusarium; hongos de los géneros Arthrobotrys, en particular hongos de la especie Arthrobotrys dactyloides; hongos de los géneros Penicillium, en particular hongos seleccionados del grupo que consiste en las especies Penicillium bilaiae y Penicillium digitatum; hongos de los géneros Aspergillus, en particular hongos seleccionados del grupo que consiste en las especies Aspergillus awamori y Aspergillus niger; hongos de los géneros Ampelomyces, en particular hongos de la especie Ampelomyces quisqualis; hongos de los géneros Coniothyrium, en particular hongos de la especie Coniothyrium minitans; hongos de los géneros Aureobasidium, en particular hongos de la especie Aureobasidium pullulans; hongos de los géneros Candida, en particular hongos de la especie Candida oleophila; hongos de los géneros Glomus, en particular hongos seleccionados del grupo que consiste en las especies Glomus iranicum y Glomus mosseae; hongos de los géneros Rhizophagus, en particular hongos de la especie Rhizophagus irregularis; hongos de los géneros Phlebiopsis, en particular hongos de la especie Phlebiopsis gigantea; u hongos de los géneros Rhizoctonia, en particular hongos de la especie Rhizoctonia solani.
En realizaciones más particulares, los hongos son hongos de las especies Aspergillus niger, Trichoderma harzianum o Beauveria bassiana. En todavía una realización particular, los hongos son Aspergillus niger ATCC 16404, Trichoderma harzianum CCT 4790 o Beauveria bassiana ATCC 7159 / DSM 1344.
Según una cualquiera de las realizaciones de la invención, el microorganismo puede ser, por ejemplo, bacterias elegidas de las especies B. subtilis, B. megaterium, B. thuringiensis, A. radiobacter, B. japonicum o P. putida u hongos de las especies A. niger, T. harzianum o B. bassiana, tales como las descritas previamente. Pueden ser, por ejemplo, bacterias elegidas de las especies B. subtilis, B. megaterium, B. thuringiensis, B. japonicum o P. putida, u hongos de las especies A. niger, T. harzianum o B. bassiana, tales como las descritas previamente.
La cantidad de microorganismo que se va a usar puede variar de un microorganismo a otro y también puede depender de la semilla que se va a tratar. En una realización de la presente invención, el microorganismo se usa en una cantidad que varía desde 1,104 hasta 1,1015 UFC/quintal de semilla.
La presente invención también se refiere a un método de mantenimiento o aumento de la tasa de crecimiento de microorganismos, en particular de bacterias, que comprende una etapa de poner en contacto al menos una semilla con un hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente.
Según una realización preferida, este método se lleva a cabo en medio líquido. Por lo tanto, preferentemente, este método comprende una etapa de poner en contacto al menos una semilla con un hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente en una forma líquida o con una composición líquida que comprende un hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente.
La presente invención también se refiere al uso de un microorganismo, en particular una bacteria, y de un hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente, como bioestimulante vegetal. Por lo tanto, la presente invención se refiere al uso combinado de dicho microorganismo, en particular bacteria, e hidroxialquil guar catiónico. Se ha mostrado que la combinación de dicho microorganismo, en particular bacteria, e hidroxialquil guar catiónico da una actividad bioestimulante vegetal.
La presente invención también se refiere a una composición bioestimulante que comprende al menos un microorganismo, en particular una bacteria, y al menos un hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente.
Según una cualquiera de las realizaciones de la invención, el microorganismo y el hidroxialquil guar catiónico se combinan en una relación microorganismo:hidroxialquil guar catiónico que varía desde 1.104 hasta 1.1015, por ejemplo que varía desde 1.104 hasta 1.1012, por ejemplo que varía desde 1.104 hasta 1.1011 UFC/g, por ejemplo que varía desde 1.104 hasta 5.1010 UFC/g, por ejemplo que varía desde 1.105 hasta 1.1010 UFC/g. Por ejemplo, el microorganismo y el hidroxialquil guar catiónico se pueden combinar en una relación microorganismo: hidroxialquil guar catiónico que varía desde 1.108 hasta 1.1012.
Preferentemente, esta composición bioestimulante está en una forma líquida.
La presente invención también se refiere a un kit que comprende al menos un microorganismo, en particular una bacteria, y al menos un hidroxialquil guar catiónico como se ha definido anteriormente, siendo dicho kit usado preferentemente como bioestimulante vegetal.
Por lo tanto, la presente invención también se refiere al uso de los kits mencionados anteriormente como bioestimulante vegetal.
La presente invención también se refiere a una semilla recubierta con la composición bioestimulante como se ha definido anteriormente.
En una realización, la semilla es de la especie de cultivo o planta que incluye, pero no se limita a, maíz (Zea mays), Brassica sp. (por ejemplo, B. napus, B. rapa, B. juncea), alfalfa (Medicago sativa), arroz (Oryza sativa), centeno (Secale cereale), sorgo (Sorghum bicolor, Sorghum vulgare), mijo (por ejemplo, mijo perla (Pennisetum glaucum), mijo proso (Panicum miliaceum), mijo cola de zorro (Setaria italica), mijo dedo (Eleusine coracana)), girasol (Helianthus animus), alazor (Carthamus tinctorius), trigo (Triticum aestivum), soja (Glycine max), tabaco (Nicotiana tabacum), patata (Solanum tuberosum), cacahuetes (Arachis hypogaea), algodón (Gossypium barbadense, Gossypium hirsutum), patata dulce (Ipomoea batatus), yuca (Manihot esculenta), café (Cofea spp.), coco (Cocos nucifera), piña (Ananas comosus), árboles cítricos (Citrus spp.), cacao (Theobroma cacao), té (Camellia sinensis), banana (Musa spp.), aguacate (Persea americana), higo (Ficus casica), guava (Psidium guajava), mango (Mangifera indica), aceituna (Olea europaea), papaya (Carica papaya), anacardo (Anacardium occidentale), macadamia (Macadamia integrifolia), almendra (Prunus amygdalus), remolachas azucareras (Beta vulgaris), caña de azúcar (Saccharum spp.), avena, cebada, verduras, plantas ornamentales, plantas leñosas, tales como coníferas y árboles caducifolios, calabaza alargada, calabaza, cáñamo, calabacín, manzana, pera, membrillo, melón, ciruela, cereza, melocotón, nectarina, albaricoque, fresa, uva, frambuesa, mora, soja, sorgo, caña de azúcar, colza, trébol, zanahoria y Arabidopsis thaliana.
En una realización, la semilla es de cualquier especie de verdura que incluye, pero no se limita a, tomates (Lycopersicon esculentum), lechuga (por ejemplo, Lactuca sativa), judías verdes (Phaseolus vulgaris), judías de Lima (Phaseolus limensis), guisantes (Lathyrus spp.), coliflor, brócoli, nabo, rábano, espinaca, espárrago, cebolla, ajo, pimiento, apio, y miembros del género Cucumis, tales como el pepino (C. sativus), el melón cantalupo (C. cantalupensis) y el melón almizclero (C. melo).
En una realización, la semilla es de cualquier especie ornamental que incluye, pero no se limita, a hortensia (Macrophylla hydrangea), hibisco (Hibiscus rosasanensis), petunias (Petunia hybrida), rosas (Rosa spp.), azalea (Rhododendron spp.), tulipanes (Tulipa spp.), narciso (Narcissus spp.), clavel (Dianthus caryophyllus), flor de Pascua (Euphorbia pulchenima) y crisantemo.
En una realización, la semilla es de cualquier especie de conífera que incluye, pero no se limita a, pinos coníferos tales como pino taeda (Pinus taeda), pino ellioti (Pinus elliotii), pino ponderosa (Pinus ponderosa), pino contorta (Pinus contorta) y pino de Monterrey (Pinus radiata), abeto de Douglas (Pseudotsuga menziesii); tsuga occidental (Tsuga canadensis); pícea de Sitka (Picea glauca); secuoya (Sequoia sempervirens); abetos verdaderos, tales como el abeto de plata (Abies amabilis) y abeto balsámido (Abies balsamea); y cedros, tales como el cedro rojo occidental (Thuja plicata) y el cedro amarillo de Alaska (Chamaecyparis nootkatensis).
En una realización, la semilla es de cualquier especie de planta leguminosa que incluye, pero no se limita a, judías y guisantes. Las judías incluyen guar, algarroba, alholva, soja, judías de huerta, caupí, judía mungo, haba, haboncillo, lentejas, garbanzo, guisante, judía palomilla, haba, alubia, lenteja, judía seca, etc. Las leguminosas incluyen, pero no se limitan a, Arachis, por ejemplo, cacahuetes, Vicia, por ejemplo, coronilla, veza vellosa, judía adzuki, judía mungo y garbanzo, Lupinus, por ejemplo, altramuz, trifolium, Phaseolus, por ejemplo, judía común y haba, Pisum, por ejemplo, haba panosa, Melilotus, por ejemplo, trébol, Medicago, por ejemplo, alfalfa, Lotus, por ejemplo, trébol, lenteja, por ejemplo, lenteja y falso índigo. Los forrajes y céspedes típicos para su uso en los métodos descritos en el presente documento incluyen, pero no se limitan a, alfalfa, hierba de los huertos, festuca alta, ballico perenne, hierba rastrera, alfalfa, trébol de los pájaros, trébol, especies de stylosanthes, Lotononis bainesii, esparceta y Redtop. Otras especies de gramíneas incluyen cebada, trigo, avena, centeno, hierba de los huertos, hierba de Guinea, sorgo o planta de césped.
En otra realización, la semilla se selecciona de los siguientes cultivos o verduras: maíz, trigo, sorgo, soja, tomate, coliflor, rábano, col, canola, lechuga, ballico, gramínea, arroz, algodón, girasol y similares. En otra realización, la semilla se selecciona de maíz, trigo, cebada, arroz, guisantes, avena, soja, girasol, alfalfa, sorgo, colza, remolacha azucarera, algodón, tabaco, cultivos forrajeros, linaza, cáñamo, gramínea, verduras, frutas y semillas de flores.
Se entiende que el término "semilla" o "planta de semillero" no se limita a un tipo específico o particular de especie o semilla. El término "semilla" o "planta de semillero" se puede referir a una semilla de una única especie de planta, una mezcla de semilla de múltiples especies de planta, o una mezcla de semillas de diversas cepas dentro de una especie de planta. En una realización, las semillas de cultivo incluyen, pero no se limitan a, arroz, maíz, trigo, cebada, avena, soja, algodón, girasol, alfalfa, sorgo, colza, remolacha azucarera, tomate, judía, zanahoria, tabaco o semillas de flores.
Los siguientes ejemplos se incluyen para ilustrar realizaciones de la invención, pero no se limita a los ejemplos descritos.
EJEMPLOS
Ejemplo 1:
Se usan los siguientes materiales en los experimentos:
Guar: un cloruro de hidroxipropiltrimonio guar que tiene un peso molecular medio entre 5.000 y 25.000 dáltones, un GS de 0,2 y una SM entre 0,2 y 1,0, disponible de Solvay (proporcionado como un polvo)
Las cepas de bacterias se adquirieron de la Colección de Cultivo Tropicales de la Fundación André Tosello -Brasil.
• Bacillus subtilis CCT 0089
• Bacillus megaterium CCT 0536
• Bradyrhizobium japonicum CCT 4065
Todas las cepas se almacenaron a -80 °C en los medios de cultivo apropiados, que contenían 15 % de glicerol.
Se usaron dos medios de cultivo diferentes en los experimentos:
• Medio NA que contenía por litro: 3 g de extracto de carne, 5 g de peptona y 15 g de agar (para medio sólido solo)
• Medio YMA que contenía por litro: 0,5 g de fosfato de potasio monobásico, 0,2 g de sulfato de magnesio; 0,1 g de cloruro sódico; 0,5 g de extracto de levadura; 10 g de manitol (para inóculo y medio sólido solo); 5 ml de una disolución al 5 % de azul de bromotimol y 15 g de agar (medio sólido solo).
Para las cepas Bacillus subtilis y Bacillus megaterium, se usó medio NA. Para la cepa Bradyrhyzobium japonicum, se usó medio YMA. Estos medios se seleccionaron según el proveedor de cepas.
Se inoculó un matraz oscilante de 250 ml que contenía 100 ml de medio de cultivo NA o YMA con 1 ml del cultivo de partida y se incubó a 30 °C, 150 rpm durante 72 horas.
Para cada cepa, entonces se transfirieron 10 ml del medio de reactivación a un matraz oscilante de 250 ml que contenía 100 ml del mismo medio, con la adición de polvo de guar (al 1 % en peso en los medios de incubación); y se incubó a 30 °C, 150 rpm, durante 96 horas. También se realiza un experimento sin adición de polvo de guar para cada cepa como control.
Se tomaron muestras de 100 pl de cada experimento después de 0 h, 24 h, 48 h, 72 h y 96 h de incubación. Estas muestras se diluyeron (las diluciones fueron variables según el crecimiento de la cepa, que era desde 1 x 10-5 hasta 1 x 10'15) y las diluciones se sembraron en medio sólido NA o YMA. Las placas se incubaron a 30 °C hasta la aparición de colonias. Después de la incubación, el número de colonias presente en cada dilución se contó y se usó para evaluar el crecimiento bacteriano.
Para la determinación de la tasa de crecimiento bacteriano, se construyó un gráfico del log1ü(número de colonias) frente al tiempo de incubación. La línea recta en este gráfico representa la fase exponencial del crecimiento bacteriano y el coeficiente angular representa la tasa de crecimiento bacteriano (p).
El valor p se usó para comparar todos los experimentos y para evaluar la influencia de la adición de guar sobre el crecimiento bacteriano.
Para este conjunto de experimentos, la relación de microorganismos y guar es igual a 3,50 x 104 UFC/g. La tasa de crecimiento de bacterias (p) obtenida para los diferentes experimentos se resume en la Tabla 1:
Tabla 1
Figure imgf000012_0001
Para las tres cepas, se obtiene un valor comparable o más alto de la tasa de crecimiento de bacterias en presencia de guar. La adición de guar permite mantener o aumentar la tasa de crecimiento de estas cepas diferentes de bacterias. En la Tabla 2 se informa el aumento relativo o la disminución de la tasa de crecimiento de bacterias con la adición de guar en comparación con el control para cada cepa. Se observa un aumento de la tasa de crecimiento de bacterias de 14 % para las dos bacterias grampositivas (Bacillus subtilis y Bacillus megaterium), mientras que se observa un valor nulo para Bradyrhyzobium japonicum, que corresponde a una tasa de crecimiento comparable de bacterias con y sin guar.
Tabla 2
Figure imgf000012_0002
Se realizó un experimento similar en una relación bacterias / guar igual a 7,00 x 105 en la misma especie de bacterias, se obtiene un valor comparable o más alto de crecimiento de bacterias en presencia de guar.
Ejemplo 2:
Se usan los siguientes materiales en los experimentos:
Guar: un cloruro de hidroxipropiltrimonio guar que tiene un peso molecular medio entre 5.000 y 25.000 dáltones, un GS de 0,2 y una SM entre 0,2 y 1,0, disponible de Solvay (proporcionado como un polvo) Formulación líquida de guar: una formulación acuosa de guar en polvo al 25 % de Solvay
Las cepas de bacterias se adquirieron de la Colección de Cultivo Tropicales de la Fundación André Tosello - Brasil.
Bacillus subtilis CCT 0089
Bacillus megaterium CCT 0536
Bradyrhizobium japonicum CCT 4065
Todas las cepas se almacenaron a -80 °C en los medios de cultivo apropiados, que contenían 15 % de glicerol. Se usaron dos medios de cultivo diferentes en los experimentos:
Medio NA que contenía por litro: 3 g de extracto de carne, 5 g de peptona y 15 g de agar (para medio sólido solo)
Medio YMA que contenía por litro: 0,5 g de fosfato de potasio monobásico, 0,2 g de sulfato de magnesio; 0,1 g de cloruro sódico; 0,5 g de extracto de levadura; 10 g de manitol (para inóculo y medio sólido solo); 5 ml de una disolución al 5 % de azul de bromotimol y 15 g de agar (medio sólido solo).
Para las cepas Bacillus subtilis y Bacillus megaterium, se usó medio NA. Para la cepa Bradyrhyzobium japonicum, se usó medio YMA. Estos medios se seleccionaron según el proveedor de cepas.
Se inoculó un matraz oscilante de 250 ml que contenía 100 ml de medio de cultivo NA o YMA con 1 ml del cultivo de partida y se incubó a 30 °C, 150 rpm durante 72 horas.
Para cada cepa, entonces se transfirieron 10 ml del medio de reactivación a un matraz oscilante de 250 ml que contenía 100 ml del mismo medio, con la adición de polvo de guar o formulación líquida de guar; y se incubó a 30 °C, 150 rpm, durante 96 horas. También se realiza un experimento sin adición de polvo de guar para cada cepa como control.
Se tomaron muestras de 100 pl de cada experimento después de 0 h, 24 h, 48 h, 72 h y 96 h de incubación. Estas muestras se diluyeron (las diluciones fueron variables según el crecimiento de la cepa, que era desde 1 x 10-5 hasta 1 x 10-15) y las diluciones se sembraron en medio sólido NA o YMA. Las placas se incubaron a 30 °C hasta la aparición de colonias. Después de la incubación, el número de colonias presente en cada dilución se contó y se usó para evaluar el crecimiento bacteriano.
Para la determinación de la tasa de crecimiento bacteriano, se construyó un gráfico del log1ü(número de colonias) frente al tiempo de incubación. La línea recta en este gráfico representa la fase exponencial del crecimiento bacteriano y el coeficiente angular representa la tasa de crecimiento bacteriano (p).
El valor p se usó para comparar todos los experimentos y para evaluar la influencia de la adición de dos guar sobre el crecimiento bacteriano. Para este conjunto de experimentos, la relación de microorganismos y guar se estableció en 1,0 x 1010 UFC/g. La tasa de crecimiento de bacterias (p) obtenida para los diferentes experimentos se resume en la Tabla 3:
Tabla 3
Figure imgf000013_0001
Figure imgf000014_0001
Para las tres cepas, se obtiene un valor comparable o más alto de la tasa de crecimiento de bacterias en presencia de guar en forma de polvo y guar en formulación acuosa. La adición de guar permite mantener o aumentar la tasa de crecimiento de estas cepas diferentes de bacterias. En la Tabla 4 se informan el aumento relativo o la disminución de la tasa de crecimiento de bacterias con la adición de las dos calidades de guar en comparación con el control para cada cepa. Se observa un aumento de la tasa de crecimiento de bacterias que varía desde el 8 % hasta el 22 % para las dos bacterias grampositivas (Bacillus subtilis y Bacillus megaterium), mientras que se observa un valor nulo o del 2 % para Bradyrhyzobium japonicum, que corresponde a una tasa comparable de crecimiento de bacterias con y sin guar.
Tabla 4
Figure imgf000014_0002
Ejemplo 3:
Se usan los siguientes materiales en los experimentos:
Guar: un cloruro de hidroxipropiltrimonio guar que tiene un peso molecular medio entre 5.000 y 25.000 dáltones, un GS de 0,2 y una SM entre 0,2 y 1,0, disponible de Solvay (proporcionado como un polvo) Las cepas de bacterias se adquirieron de la Colección de Cultivo Tropicales de la Fundación André Tosello -Brasil:
Bacillus thuringiensis CCT 2335
Pseudomonas putida CCT 2357
Todas las cepas se almacenaron a -80 °C en los medios de cultivo apropiados, que contenían 15 % de glicerol. Solo se usó un medio para ambas cepas.
Medio NA que contenía por litro: 3 g de extracto de carne, 5 g de peptona y 15 g de agar (para medio sólido solo)
Se inoculó un matraz oscilante de 250 ml que contenía 100 ml de medio de cultivo NA o YMA con 1 ml del cultivo de partida y se incubó a 30 °C, 150 rpm durante 72 horas.
Para cada cepa, entonces se transfirieron 10 ml del medio de reactivación a un matraz oscilante de 250 ml que contenía 100 ml del mismo medio, con la adición de polvo de guar o formulación líquida de guar; y se incubó a 30 °C, 150 rpm, durante 96 horas. También se realiza un experimento sin adición de polvo de guar para cada cepa como control.
Se tomaron muestras de 100 pl de cada experimento después de 0 h, 24 h, 48 h, 72 h y 96 h de incubación. Estas muestras se diluyeron (las diluciones fueron variables según el crecimiento de la cepa, que era desde 1 x 10-5 hasta 1 x 10-15) y las diluciones se sembraron en medio sólido NA. Las placas se incubaron a 30 °C hasta la aparición de colonias. Después de la incubación, el número de colonias presente en cada dilución se contó y se usó para evaluar el crecimiento bacteriano.
Para la determinación de la tasa de crecimiento bacteriano, se construyó un gráfico del log1ü(número de colonias) frente al tiempo de incubación. La línea recta en este gráfico representa la fase exponencial del crecimiento bacteriano y el coeficiente angular representa la tasa de crecimiento bacteriano (p).
El valor p se usó para comparar todos los experimentos y para evaluar la influencia de la adición de dos guar sobre el crecimiento bacteriano. Para este conjunto de experimentos, la relación de microorganismos y guar se estableció en 1,0 x 105 UFC/g. La tasa de crecimiento de bacterias (p) obtenida para los diferentes experimentos se resume en la Tabla 5:
Tabla 5
Figure imgf000015_0001
Para las dos cepas, se obtiene un valor más alto de la tasa de crecimiento de bacterias en presencia de guar que sin la adición de guar. La adición de guar permite aumentar la tasa de crecimiento de estas diferentes cepas de bacterias. En la Tabla 6 se informa el aumento relativo de la tasa de crecimiento de bacterias con la adición de guar en comparación con el control para cada cepa. Se observa un aumento de la tasa de crecimiento de bacterias que varía desde el 13 % hasta el 14 % para las dos cepas de bacterias.
Tabla 6
Figure imgf000015_0002
Ejemplo 4:
Se usan los siguientes materiales en los experimentos:
Guar: un cloruro de hidroxipropiltrimonio guar que tiene un peso molecular medio entre 5.000 y 25.000 dáltones, un GS de 0,2 y una SM entre 0,2 y 1,0, disponible de Solvay (proporcionado como un polvo) Formulación líquida de guar: una formulación acuosa de guar en polvo al 25 % de Solvay
Todas las cepas de microorganismos se adquirieron de la Colección de Cultivo Tropicales de la Fundación André Tosello - Brasil, algunos de ellas tienen referencia en la Colección Americana de Cultivos Tipo (ATCC).
• Tríchoderma harzianum CCT 4790
• Aspergillus niger ATCC 16404
Todas las cepas se almacenaron a -80 °C en los medios de cultivo apropiados, que contenían 20 % de glicerol. Medios de cultivo usados en los experimentos:
• Medio de caldo nutriente (NA) que contenía por litro: 3 g de extracto de carne, 5 g de peptona y 15 g de agar (para medio sólido solo)
• Agar de avena (OA) que contenía por litro: 25 g de copos o harina de avena y 15 g de agar
• Agar dextrosa Sabouraud (SDA) que contenía por litro: 40 g de glucosa, 10 g de peptona y 20 g de agar Los medios SDA y OA se usaron para la reactivación de las cepas A. niger y T. harzianum respectivamente, según la recomendación del proveedor.
Para los experimentos con guar, solo se usó medio NA.
Reactivación de microorganismos:
Se usó una placa de Petri que contenía 20 ml de medio SDA u OA para la reactivación de las cepas A. niger y T. harzianum, respectivamente.
El cultivo de partida se usó para inocular el medio sólido para cada cepa y las placas de Petri se incubaron a 25 °C hasta crecimiento completo.
Incubación con guar:
A partir de los medios de reactivación en placa de Petri, se recuperaron las esporas de hongos y se preparó una disolución de esporas.
Se transfirieron 500 pl de la disolución de esporas (aproximadamente 1 x 1010 UFC/ml) a matraces Erlenmeyer que contenían 50 ml de medio (controles y medio NA con guar) y se incubaron a 25 °C. Las muestras se tomaron a las 48 h, 120 h y 168 h, se filtraron sobre papel de filtro y se incubaron a 60 °C antes de la pesada.
* Medio de control = NA sin adición de guar
Evaluación del crecimiento:
Se representó la recuperación de biomasa seca después de cada muestra en una gráfica de biomasa seca frente a tiempo y se pudo obtener la curva de crecimiento.
La tasa de crecimiento (p) se calculó considerando solo la fase exponencial del crecimiento y se comparó con el control. Se usó el valor de p para comparar todos los experimentos y para evaluar la influencia de la adición de guar sobre el crecimiento de hongos. La tasa de crecimiento de microorganismos (p) obtenida para los diferentes experimentos se resume en la Tabla 7:
Tabla 7
Figure imgf000016_0001
Para las dos cepas, se obtiene un valor más alto de la tasa de crecimiento en presencia de guar en forma de polvo y guar en formulación acuosa en comparación con control. Por tanto, la adición de guar permite aumentar la tasa de crecimiento de estas cepas diferentes de hongos. En la Tabla 8 se informa el aumento relativo de la tasa de crecimiento con la adición de las dos calidades de guar en comparación con el control para cada cepa. Un aumento de la tasa de crecimiento de bacterias que varía desde el 44 % hasta el 88 % se observa para las dos cepas de hongos.
Tabla 8
Figure imgf000017_0001

Claims (15)

REIVINDICACIONES
1. El uso in vitro de un hidroxialquil guar catiónico para mantener o aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos, en donde dicho hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
2. El uso de un hidroxialquil guar catiónico para mantener o aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos en una planta, en una semilla o en la tierra, en donde dicho hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
3. El uso de la reivindicación 1 o 2, en donde los microorganismos son hongos o bacterias.
4. El uso de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 3, para aumentar la tasa de crecimiento de microorganismos.
5. El uso de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 4, en donde el hidroxialquil guar catiónico se obtiene modificando químicamente un guar con un agente de eterificación catiónico, por ejemplo con un agente de eterificación catiónico que es una sal de amonio cuaternario elegida del grupo que consiste en: cloruro de 3-cloro-2-hidroxipropiltrimetilamonio, cloruro de 2,3-epoxipropiltrimetilamonio, cloruro de dialildimetilamonio y trimetilamoniopropilmetacrilamida.
6. El uso de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 5, en donde el hidroxialquil guar catiónico se elige del grupo que consiste en: hidroxietil guar catiónico, hidroxipropil guar catiónico, hidroxibutil guar catiónico y preferentemente es cloruro de hidroxipropiltrimonio guar.
7. El uso de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6, en donde el hidroxialquil guar catiónico tiene un grado de sustitución entre 0,005 y 1, por ejemplo, entre 0,12 y 0,5.
8. El uso de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 7, en donde el hidroxialquil guar catiónico tiene un peso molecular medio entre 5.000 dáltones y 90.000 dáltones, por ejemplo, entre 5.000 dáltones y 60.000 dáltones.
9. El uso de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 8, en donde el hidroxialquil guar catiónico tiene un grado de hidroxialquilación comprendido entre 0,1 y 1,7, preferentemente entre 0,2 y 1,0.
10. Un método de mantenimiento o aumento de la tasa de crecimiento de microorganismos, en particular de bacterias, que comprende una etapa de poner en contacto al menos una semilla con un hidroxialquil guar catiónico que tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
11. El uso de un microorganismo, en particular una bacteria, y de un hidroxialquil guar catiónico que tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones, como bioestimulante vegetal.
12. Una composición bioestimulante que comprende al menos un microorganismo, en particular una bacteria, y al menos un hidroxialquil guar catiónico que tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
13. Un kit que comprende al menos un microorganismo, en particular una bacteria, y al menos un hidroxialquil guar catiónico que tiene un peso molecular medio entre 2.000 dáltones y 90.000 dáltones.
14. El uso del kit de la reivindicación 13, como bioestimulante vegetal.
15. Una semilla recubierta con la composición bioestimulante de la reivindicación 12.
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