EP2614135A2 - Verfahren und vorrichtung zur herstellung von methan in einem photobioreaktor - Google Patents

Verfahren und vorrichtung zur herstellung von methan in einem photobioreaktor

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EP2614135A2
EP2614135A2 EP11755317.2A EP11755317A EP2614135A2 EP 2614135 A2 EP2614135 A2 EP 2614135A2 EP 11755317 A EP11755317 A EP 11755317A EP 2614135 A2 EP2614135 A2 EP 2614135A2
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EP
European Patent Office
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glycolate
membrane
algae
compartment
microorganisms
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP11755317.2A
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English (en)
French (fr)
Inventor
Christian Wilhelm
Clemens Posten
Norbert RÄBIGER
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Universitaet Bremen
Universitaet Leipzig
Karlsruher Institut fuer Technologie KIT
Original Assignee
Sachsisches Institut fur Angewandte Biotechnologie An Der Universitat Leipzig Ev
Universitaet Bremen
Universitaet Leipzig
Karlsruher Institut fuer Technologie KIT
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Sachsisches Institut fur Angewandte Biotechnologie An Der Universitat Leipzig Ev, Universitaet Bremen, Universitaet Leipzig, Karlsruher Institut fuer Technologie KIT filed Critical Sachsisches Institut fur Angewandte Biotechnologie An Der Universitat Leipzig Ev
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Withdrawn legal-status Critical Current

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    • C12Y101/99—Oxidoreductases acting on the CH-OH group of donors (1.1) with other acceptors (1.1.99)
    • C12Y101/99014—Glycolate dehydrogenase (1.1.99.14)
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    • Y—GENERAL TAGGING OF NEW TECHNOLOGICAL DEVELOPMENTS; GENERAL TAGGING OF CROSS-SECTIONAL TECHNOLOGIES SPANNING OVER SEVERAL SECTIONS OF THE IPC; TECHNICAL SUBJECTS COVERED BY FORMER USPC CROSS-REFERENCE ART COLLECTIONS [XRACs] AND DIGESTS
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    • Y02E—REDUCTION OF GREENHOUSE GAS [GHG] EMISSIONS, RELATED TO ENERGY GENERATION, TRANSMISSION OR DISTRIBUTION
    • Y02E50/00—Technologies for the production of fuel of non-fossil origin
    • Y02E50/30—Fuel from waste, e.g. synthetic alcohol or diesel

Definitions

  • the invention relates to a method for producing methane by culturing algae and methanogenic microorganisms and to an apparatus for carrying out the method.
  • the energy crops maize and oilseed rape cultivated in Germany show clear disadvantages compared to algae:
  • the water consumption per harvested amount of energy is similar in maize as with the microalgae Tetraselmis, but the quantity yield per area is only about a fifth.
  • the peak yield of maize can be about 8-9 l (dry substance) per ha you can achieve an approx. 8-fold increase in yield with algae.
  • the situation is even more unfavorable in the case of the oilseed rape rapeseed: the water requirement is approx. 10 times higher and the yields are approx.
  • the advantage of algae crops is that the plants can be built on completely worthless agricultural land and even on sealed land. Also, the supply of fertilizer is possible on pretreated wastewater and can be expected in intelligent process management that the water needs to be met only to a very limited extent from rain or groundwater.
  • the object of the invention is to specify an improved process for the production of methane in a photobioreactor and an apparatus for carrying out the process.
  • the efficiency, d. H. the methane yield based on the energy of the incident light can be increased.
  • the object is achieved by the method described in claim 1.
  • the device described in claim 7 and the microorganisms described in claim 12 are particularly suitable for carrying out the method according to the invention.
  • the invention allows photosynthetically active microorganisms, preferably an Aigenbiofilm, and with the help of photosynthesis to form a metabolite, which is excreted and reacted after passing through a separation zone under anaerobic conditions to methane. This allows for methane production during the presence of light. By excretion of the metabolite is achieved that production limits can be largely avoided by the algae metabolism.
  • the invention is based on the scientific knowledge presented below.
  • the primary reactions of photosynthesis photolysis of the water, generation of reduction and energy equivalents
  • photosynthesis photolysis of the water, generation of reduction and energy equivalents
  • enzymatic reactions of sugar synthesis and the subsequent metabolism of the sugar into the cell building blocks begin.
  • Each enzymatic reaction is associated with an increase in entropy, which reduces the energy conversion efficiency of the photon into the technical product (Langner et al., 2009).
  • This new approach is not aimed at the production of biomass, but at the limited nutrition of algae as a consumer of C0 2 with coupled production of CH 4 and allows not only the generation of energy but also an improvement of the environmental situation.
  • the invention relates to a process for the production of methane and a photobioreactor, which consists of two zones (compartments).
  • methane is produced by the action of sunlight from an oxygen-enriched and carbon dioxide-depleted gas mixture.
  • the reaction takes place in two steps, which are shifted into two different compartments.
  • the synthesis of glycolate also known as glycolate
  • the photosynthetically active microorganisms preferably form a coating on a carrier material.
  • the photosynthetically active microorganisms are on the one hand supplied with nutrients and on the other hand the excreted glycolate is transferred to the second compartment (anaerobic compartment).
  • This Anaerobic compartment is separated from the aerobic compartment by a separation module, preferably an oxygen-impermeable membrane.
  • the second compartment is anaerobic and contains methanogenic microorganisms.
  • the methanogenic microorganisms convert the introduced glycolate directly to methane.
  • the biogas produced consists exclusively of methane and carbon dioxide in a ratio of 3: 5.
  • the CO 2 is removed by a washing process.
  • the C0 2 obtained in this way is preferably recycled to the compartment 1 together with the oxygen formed in the first compartment and discharged there or in the stripping chamber as nutrient gas.
  • the methane thus obtained can be used directly without further work-up. It is advantageous that the content of interfering nitrogen compounds (in particular nitrogen oxides, NH 3 ) and sulfur compounds (in particular H 2 S) is less than 1%, preferably less than 0.1%.
  • the process according to the invention is a pure hydrocarbon technology. Neither nitrogen nor phosphorus compounds are needed as nutrients.
  • glycolate can advantageously be produced with at least 20% and up to 25%, preferably 30%, photosynthetic efficiency of the light energy. Since the energy loss is also relatively low in the fermentation process, the inventive method has a Overall efficiency of 15%, preferably 20% to 25%. This is an increase of one order of magnitude over conventional technologies.
  • the growth of the photosynthetically active microorganisms is reduced or set to a minimum in the process according to the invention. Therefore, the photosynthetically active microorganisms are not fertilized in the process according to the invention, d. H. the liquid stream which supplies the photosynthetically active microorganisms preferably contains no nitrogen and / or phosphorus source.
  • the proportion of excreted glycolate is preferably increased by various measures.
  • the ratio C0 2 to O 2 in the gas composition used to supply the photo-synthetically active microorganisms is adjusted by means of a gas mixing device.
  • the CO 2 content of the gas is preferably at most 1/500, more preferably at maximum
  • the ratio of C0 2 to O 2 in the gas composition 1 to 1500 to 1 to 2000 based on the volume proportions is particularly preferably.
  • the oxygenase activity of the ribulose l, 5-bisphosphate carboxylase / oxygenase (RUBISCO, EC 4.1.1.39) and thus the glycolate production is advantageously increased.
  • the glycolate production is preferably increased by further measures, the glycolate metabolization is reduced and / or the glycolate excretion is increased.
  • the reduction of the Glykolatmetabolmaschine done either by using non-specific inhibitors (such as isoniazid) or preferably by targeted inhibition of glycolate dehydrogenase and / or glycolate.
  • the targeted cell-internal inhibition is carried out, for example, by small hairpin RNA (shRNA) or small interference RNA (siRNA).
  • shRNA small hairpin RNA
  • siRNA small interference RNA
  • RUBISCO 5-bisphosphate carboxylase / - oxygenase
  • EC 3, 1,3, 18 glycolate phosphate phosphatase
  • an overexpression of RUBISCO type II is particularly preferred. This advantageously has a higher conversion rate than the naturally contained in algae and cyanobacteria RUBISCO type I.
  • the glycolate excretion is increased by cloning into the photosynthetically active microorganisms a gene coding for a glycolate transporter.
  • the gene coding for the glycolate transporter contains target sequences which ensure that the glycolate transporter is targeted to the cytoplasmic membrane and / or the membrane of the chloroplasts.
  • the carbon concentrating mechanism inactivated
  • the carbon sequestration mechanism promotes the fixation of inorganic carbon (C0 2 or HC0 3 " ) and varies from organism to organism.
  • the CCM includes an external or intracellular carbonic anhydrase and an inorganic carbon car transporter.
  • the CCM increases the C0 2 concentration in pyrenoids (algae) or carboxyomas (cyanobacteria) around the RUBISCO and usually includes a carbonic anhydrase which produces HCO3.
  • the carbon transporter then converts the inorganic carbon (usually bicarbonate) into the carboxysomes or carbonic anhydrides CCM in algae are known, inter alia, in Giordano M et al., 2005, which is hereby expressly incorporated by reference
  • the CCM is preferably inactivated by genetic inactivation of carbonic anhydrase and / or the carbon transporter CCM is missing
  • reference is made by way of example to Raven JA et al., 2005, which is also expressly incorporated herein by reference.
  • the transgenic photosynthetically active microorganisms as described above can also be cultured at a CO 2 / O 2 ratio which corresponds to normal air or even contains more CO 2 .
  • the ratio C0 2 to 0 2 in the gas composition is preferably higher than in the normal air.
  • the invention also relates to genetically modified photo synthetically active microorganisms, in particular algae, as described above.
  • the photosynthetically active microorganisms are preferably biofilm-forming algae, preferably of the genera Chlamydomonas, Chlorella, Apathococcus, Chlorokybus, Stichococcus, Nannochloris, Trebouxia, Keratococcus, Pseudococcomyxa.
  • Photosynthetically active microorganisms preferably algae of the abovementioned genera, with reduced activity of glycolate dehydrogenase and / or glycolate oxidase are preferably used in the process according to the invention.
  • photosynthetically active microorganisms are selected which have a reduced activity of glycolate dehydrogenase and / or glycolate oxidase or there is an inhibition of glycolate dehydrogenase and / or glycolate oxidase as described above.
  • the methane production takes place under anaerobic conditions by methanogenic microorganisms, which convert glycolate as substrate into C0 2 and CH 4 .
  • methanogenic microorganisms which convert glycolate as substrate into C0 2 and CH 4 .
  • a molar ratio C0 2 to CH 4 of 5: 3 is achieved.
  • microorganisms of the genus Synthrophospora or mixed populations produced by glycolate selection preferably glycolate as the sole substrate
  • the second gas stream (methane and C0 2 ), which discharges the methane from the compartment with the methanogenic microorganisms.
  • CO 2 and water are used to form methane and oxygen.
  • the device according to the invention (photobioreactor) consists of three components (modules):
  • a separation module with an oxygen-impermeable membrane is provided.
  • the photobioreactor according to the invention can be configured in a form in the form of a plate reactor and as conventional solar modules z. B. on rooftops or house exterior walls can be mounted. Individual photobioreactors can be connected in parallel or in series with regard to the liquid and gas supply. A surface finish of the device is preferred - alternatively, the device is configured in cylindrical or semi-cylindrical geometries. The individual zones (compartments) are preferably designed as thin-layer chambers.
  • Both zones or chambers each have connections to the supply, ie nutrient supply and liquid (algae and microorganisms), C0 2 0 2 , for the removal of by-products (excess sludge, liquid) and for degassing and product gain, (C0 2 , 0 2 , CH 4 J in accordance with section 6.
  • the material used to make this technical equipment must comply with the requirements set out here and can therefore be made as a solid finish (glass, metal, plastic) or even with foil.
  • the gas removal from the anaerobic compartment is preferably connected to a gas scrubber, which allows the separation of the C0 2 from the biogas formed.
  • the gas supply is preferably connected to the aerobic compartment having a gas mixing device which allows the adjustment of the desired C0 2/0 2 ratio.
  • the gas mixing device is preferred on the one hand by atmospheric oxygen and / or discharged from the aerobic compartment oxygen, as well as from the anaerobic compartment fed C0 2 fed.
  • the gas mixing device is preferably connected to the gas removal of the aerobic compartment and to the gas washing device.
  • FIGS. 1 to 6 The structure and mode of operation of the photobioreactor as well as the procedure are explained in more detail on the basis of these modules and FIGS. 1 to 6:
  • Photosynthetically active microorganisms preferably microalgae, such as. B. Chlorella fusca or Chlamydomonas reinhardtü, can grow both in suspension and as biofilms.
  • Biofilm-forming algae are characterized by high resistance to light, temperature and drought stress. Biofilm-forming algae are therefore preferably used for coating the support material.
  • the photosynthetically active microorganisms, preferably algae are immobilized in a matrix (eg, biopolymers such as alginate, chitosan, agar).
  • the membrane used for separating the two compartments serves as carrier material for the algae or the algal biofilm.
  • a carrier material preferably a fibrous web or a matrix (for example from the abovementioned biopolymers) in which or on which the algae are immobilized, lies on the membrane (or more precisely its side facing the aerobic compartment).
  • the light-facing side of the aerobic compartment is made of translucent material.
  • the aerobic compartment is preferably designed as a chamber which, in addition to a well for receiving nutrient medium, contains a gas supply and a gas discharge, which are arranged in such a way that the gas flows over the carrier material.
  • the gas supply is preferably carried out continuously.
  • the liquid is supplied either via the gas discharge or supply nozzles - alternatively contains the compartment for a separate nozzle or a removable lid.
  • the liquid is preferably also continuously.
  • the biomass on photosynthetically active microorganisms is preferably applied in an amount which, depending on the cell type, consists of so many layers that about 90% of the photosynthetic active radiation is absorbed.
  • the biomass layer preferably has a thickness of less than 5 mm. This biomass can either be through growth or through Coating of pre-cultured photosynthetically active microorganisms, in particular algae, take place.
  • the support material (if appropriate the membrane) is coated with photosynthetically active microorganisms (preferably algae according to the abovementioned species) before commissioning or, if appropriate, prior to assembly of the process apparatus, so that these preferably form a biofilm or coating in a suitable matrix / support material.
  • photosynthetically active microorganisms preferably algae according to the abovementioned species
  • Biofilm formation or coating should be completed prior to production of glycolate as the source of energy.
  • the photon balance can be significantly improved by realizing the following metabolic design of the glycolate excreting cells or by performing at least one of the following genetic alterations in the photosynthetically active microorganisms, preferably algae:
  • Glycolate phosphate phosphatase (EC 3.1.3.18) is overexpressed to improve glycolate secretion.
  • the glycolate transporter will be overexpressed. This enzyme has been described both in bacteria (Nunez et al., 2001) and as a glycolate importer in plant peroxisomes (Reumann et al., 1995) and can be integrated into the algae genome.
  • the glycolate transporter is a membrane-integral protein, it is preferentially doubly targeted: once into the chloroplast membrane and simultaneously into the cytoplasmic membrane to ensure that the glycolate excreted from the chloroplast into the cytosol can leave the cell.
  • two genes coding for the glycolate transporter with different target sequences are preferably transferred into the photosynthetically active microorganisms-once with a target sequence which ensures integration into the chloroplast membrane, and once with a target sequence which is suitable for integration into the cytoplasmic membrane provides.
  • CCM Carbon Concentration Mechanism
  • the photosynthetically active microorganisms are preferably present in the photosynthetic module not as a suspension culture, but as a biofilm.
  • the excreted glycolate is removed by a liquid flow, which supplies the biofilm with nutrients and with a constant reaction medium. This prevents glycolate from reaching concentrations that could inhibit photosynthesis.
  • the excreted glycolate is transferred in a microanalytical approach into an anaerobic zone (see 3. Methanogenesis module) in which methanogenic microorganisms convert the glycolate into methane and C0 2 .
  • Fig. 4 shows the scheme of the zone system. The resulting limiting factors in this process scheme are:
  • the membrane (possibly also biofilm carrier) (cut-off, oxygen and biomass retention) and
  • the separation module borders the aerobic compartment in the direction of the anterior compartment, i. H. preferably to the side facing away from the sun, from.
  • tubular membranes or membrane hoses are used.
  • Liquid membranes may be able to achieve high selectivity for the glycolate by selecting the liquid.
  • a high affinity of the glycolate can be achieved by means of specific substance selection according to the principle "Equal-equivalent”, with relatively low solubility for free O 2 Carrier made of porous material b) simple membrane
  • the separation module consists of a single membrane.
  • the membrane preferably carries cationic groups and is selected from polymer, ceramic or acetate membrane. Preference is given to ultrafiltration or reverse osmosis materials.
  • the membrane can be made commercially available Membrane materials and also in combination with a fiber fleece, which can be used as a biomass carrier, fulfill the barrier function. c) stripping chamber
  • the separation module is configured as a third, minimalist chamber which is separated by a membrane for the aerobic and anaerobic region.
  • this stripping chamber is to discharge the oxygen (degassing) a gas, eg. B. C0 2 or N 2 , preferably process gas of the anaerobic stage, introduced into the aqueous, glycolate-containing solution (so-called. Stripping).
  • a gas eg. B. C0 2 or N 2
  • process gas of the anaerobic stage introduced into the aqueous, glycolate-containing solution (so-called. Stripping).
  • the membrane material depends on the above specifications.
  • the stripping chamber contains inlet nozzle and outlet nozzle for the degassing, it can be made opaque.
  • the anerobic compartment is separated from the aerobic compartment by the separation module (membrane or stripping chamber) as described above.
  • the glycolate is converted here by methanogenic microorganisms to C0 2 and CH 4 .
  • the anerobic compartment contains at least one gas evacuation.
  • the liquid is supplied either via this - alternatively contains the compartment for a separate gas-tight sealable nozzle.
  • the anaerobic compartment is preferably made of opaque material.
  • the anaerobically working methanogenic microorganisms are preferably immobilized or in suspension.
  • the preferred isolates FlGlyl and FlGlyM (sensu Friedrich et al., 1991) belong to the synthrophosphorus within the clostridia.
  • Figure 1 shows the reactions catalyzed by RUBISCO.
  • the C0 2 -assimilating enzyme acts not only as a carboxylase but also as an oxygenase. Instead of two molecules, only one molecule of phosphoglyceric acid and one molecule of phosphoglycolic acid are formed, as shown in Fig. 1.
  • the phosphoglycolic acid is dephosphorylated to glycolate and excreted into the cytoplasm through a transporter and then into the medium (glycolate is a product of the natural process of photorespiration, which takes place in chloroplasts of the cell.) Since photorespiration depends on the ratio C0 2 / 0 2 dependent, one can control the ratio of carboxylation to oxygenation by the ratio C0 2/0. 2
  • Fig. 2 shows how the glycolate excretion can be controlled by the gas composition used to aerate the algae (gas composition in% by volume).
  • An air mixture in which the 0 2 / C0 2 mixture ratio of preferably 47: 0.02 percent by volume, according to the invention allows a particularly high glycolate excretion.
  • Chlamydomonas reinhardtii were immobilized on cellulose filters.
  • methanognesis microorganisms isolated from a biogas plant sump were used.
  • ⁇ (mg Chla) -1] ⁇ g glycolate per mg chlorophyll a.
  • glycolate dehydrogenase is genetically inactivated.
  • Fig. 4 shows the scheme of a erfindunumbleen device with the aerobic and the anaerobic compartment (aerobic and anaerobic zone) and the membrane for separation.
  • the methanogenic microorganisms are referred to as "bacteria”.
  • Fig. 5 shows that populations of microorganisms from conventional biogas plants are able to adapt to the glycolate substrate and convert glycolate into C0 2 and methane.
  • microorganism populations were isolated from conventional biogas plants and subjected to a glycolate selection.
  • Microorganism samples from a fermentation sump of a biogas plant were exclusively cultivated for 4 weeks with glycolate as sole carbon source.
  • the test results shown in Fig. 5 show how slowly the nitrogen which was introduced with the fermentation substrate escapes from the fermentation substrate and, with the addition of glycol alone, the resulting biogas consists only of methane and C0 2 in a volume ratio of 59:41. Other gases are observed only in traces.
  • the fermentation process is stable even with small traces of residual oxygen (up to 4%).
  • the gas yield is very high with (57%) or 0.24 ml CH 4 / mg glycolic acid. Based on this yaw yield and the glycolate excretion rates determined in Table 1, the following overall efficiency is achieved:
  • Variant 1 with inhibitor isoniazid (10 mmol / l)
  • the performance of the system per area corresponds to the area yield of biodiesel, which is achieved on the basis of rapeseed cultivation.
  • the mass flow is virtually nitrogen-free.
  • Fig. 6 is a view of the device according to the invention with a nonwoven as a carrier material, which rests on a semipermeable membrane shown.
  • the following non-patent literature is cited in the patent application:

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Abstract

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung von Methan durch Kultivierung von Algen und methanogenen Mikroorganismen und eine Vorrichtung zur Durchführung des Verfahrens. Das Wesen der Erfindung besteht in einem Photobioreaktor, der aus zwei Zonen bestehend aus Sonnenlicht und einem sauerstoffangereichertem und kohlendioxid-abgereichertem Gasgemisch direkt Methan erzeugt. Die Reaktion erfolgt in zwei Teilschritten, die in zwei verschiedene Bereiche verlagert sind. Im ersten aeroben Abschnitt erfolgt mit Hilfe der Photosynthese in Algenzellen die Synthese von Glykolat, das von den Zellen ausgeschieden wird. Die Algen bilden auf einem Trägermaterial einen Biofilm, der mit Hilfe eines kontinuierlichen bzw. semi-kontinuierlichen Flüssigkeitsstromes einerseits mit Nährstoffen versorgt wird und andererseits das ausgeschiedene Glykolat in die zweite Zone transferiert. Dieses Kompartiment ist durch eine sauerstoffundurchlässige Membran anaerob und enthält methanogene Bakterien. Diese setzen das eingeschleuste Glykolat direkt zu Methan um.

Description

Verfahren und Vorrichtung zur Herstellung von Methan in einem Photobioreaktor
Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung von Methan durch Kultivierung von Algen und methanogenen Mikroorganismen und eine Vorrichtung zur Durchführung des Verfahrens.
Die Nachfrage nach nachwachsenden Rohstoffen wird mittelfristig, und vor allem langfristig, steigen. Grund dafür ist neben der nicht langfristig gesicherten Verfügbarkeit fos sil er Brenn stoffe vor all em di e B el astb arkeit der Atmosphäre mit dem Verbrennungsprodukt Kohlendioxid (C02). Technologien, die C02 entweder einsparen oder aus der Atmosphäre entfernen, bilden die Grundlage für zukunftssichere Wertstoffproduktion. In diesem Zusammenhang hat in den letzten Jahren die Algenbiotechnologie weltweit an Bedeutung gewonnen. Der Grund dafür liegt darin, dass Algen eine wesentlich höhere Produktivität pro Fläche aufweisen als landwirtschaftliche Nutzpflanzen. Dies wird aus der Aufstellung von Dismukes (2008) wie folgt deutlich.
Die in Deutschland kultivierbaren Energiepflanzen Mais und Raps zeigen gegenüber Algen deutliche Nachteile: Der Wasserverbrauch pro geernteter Energiemenge ist bei Mais zwar ähnlich wie bei der Mikroalge Tetraselmis, aber der Mengenertrag j e Fläche beträgt nur etwa ein Fünftel. Nimmt man den in der Praxis erzielten Flächenertrag der Algengroßproduktionsanlage in Klötze (Sachsen-Anhalt), der bei ca. 50 1 (Trockensubstanz) pro ha liegt, und die Spitzenerträge bei Mais mit ca. 8-9 1 (Trockensubstanz) pro ha, kann man mit Algen eine ca. 8-fache Ertragssteigerung erzielen. Beim Olsamenträger Raps ist die Situation noch ungünstiger: Der Wasserbedarf ist ca. 10 mal höher und die Erträge sind bei einem zwischen 2-4 t je ha schwankenden Flächenertrag ca. 15 mal niedriger. Selbst diese landwirtschaftlichen Erträge sind nur auf guten und nach„best-practice" bewirtschafteten Flächen bei guter Witterung zu erzielen. Die Klimaprognosen sagen allerdings voraus, dass sommerliche Trockenperioden und warme schneefreie Winter an Häufigkeit zunehmen und damit das Risiko von Ernteausfällen steigt.
Der Vorteil von Algenkulturen besteht darin, dass die Anlagen auf landwirtschaftlich völlig wertlosen und sogar auf versiegelten Flächen aufgebaut werden können. Auch die Versorgung mit Dünger ist über vorbehandeltes Abwasser möglich und lässt bei intelligenter Prozessführung erwarten, dass der Wasserbedarf nur in sehr geringem Umfang aus Regen- oder Grundwasser gedeckt werden muss.
Allerdings wird die heutige algenbasierte Photoreaktortechnologie durch folgende Beschränkungen limitiert.
a) Hohe Investitionskosten. Alle zur Zeit verfolgten technischen Konzepte beruhen auf Suspensionskulturen. Diese können entweder „offen" als Ponds oder „geschlossen" in Kunststoff- oder Glasbehältern durchgeführt werden. Offene Systeme haben zwar den Vorteil geringerer Investitionskosten, sie sind allerdings deutlich weniger leistungsfähig und können nur mit natürlichen Arten betrieben werden. Außerdem besteht die Gefahr von Kontaminationen, da sich im Aerosol aerophytische Algen befinden. Geschlossene Anlagen erzeugen hohe Investitions- und Betriebskosten, da die Algensuspensionen in flachen Kollektoren bewegt werden müssen. Das erfordert dichte Kunststoff- oder Glasbehälter, die auf Metallgerüsten installiert werden müssen.
b) Aufgrund des Lichtbedarfs und der hohen Eigenabsorption der Zellen kann man pro Einheit Produktionsvolumen den Biomasseanteil nur gering halten. Die maximale Dichte wird mit 40 g Feuchtgewicht pro Liter angegeben. Auf Kohlenstoff bezogen beträgt die Biomassekonzentration pro Volumen ca. 0,4 %, in den meisten Produktionsanlagen ist sie sogar geringer. Eine weitere Erhöhung ist aus Gründen der Reaktorsteuerung (Entsorgung des Sauerstoffs, Versorgung mit C02, Lichtdurchlässigkeit) nicht möglich. Die Algensuspensionen müssen daher beständig umgepumpt, gerührt oder stark begast werden. Berechnet man die C02-Emission, die bei der Herstellung des Stroms für den Pumpenbetrieb entstanden ist, werden schon 50 % des von Algen fixierten Kohlendioxids verbraucht.
c) Der Ernteprozess erfolgt über Druckfiltration (z. T. über Zentrifugation, was noch ungünstiger ist). Auch die hierfür notwendige elektrische Energie ist bedeutsam und reduziert die energetische Wirksamkeit um weitere 15-20 %.
d) Es liegen bislang keine überzeugenden Refinementkonzepte vor, wie die Algenbiomasse in energetische oder stoffliche Massenwertstoffe überführt werden kann. Die heute marktfähigen Produkte aus Algen sind hochpreisige Produkte, wie Nahrungsergänzungsstoffe, Vitamine oder Lebensmittelfarbstoffe wie z. B. Carotinoide. Die direkte Überführung der Algen in Biogasanlagen ist zwar technisch möglich, allerdings ist das Biogas durch einen hohen Anteil an Ammoniak und Schwefelwasserstoff giftig und verlangt eine aufwendige Gasreinigung, die nur bei sehr großen Anlagen wirtschaftlich ist. Zur Zeit wird daher keine Biogasanlage ausschließlich mit Algen als Substrat betrieben.
Aus der DE 10 2007 03 1 688 AI ist ein Verfahren zur biologischen Erzeugung von Methan bekannt, bei dem in einem ersten Schritt durch Algen unter Lichteinwirkung zunächst Wasserstoff und Sauerstoff aus Kohlendioxid und Wasser erzeugt wird und in einem zweiten Schritt durch Methanogenese-Bakterien Methan aus dem erzeugten Wasserstoff und aus Kohlendioxid gewonnen wird. Das Verfahren hat den Nachteil, dass die Algen im Licht Sauerstoff bilden, der in den Zellen die Wasserstoffsynthese hemmt. Die Zellen bilden im Licht unter aeroben Bedingungen Stärke und diese wird dann im Dunkeln unter anaeroben Bedingungen abgebaut. Die dabei freiwerdenden Elektronen werden in Abwesenheit von Sauerstoff als Wasserstoff freigesetzt. Diesen Vorgang nennt man Photofermentation. Die energetische Gesamteffizienz ist aber sehr gering. Schon bei der Stärkesynthese beträgt unter den natürlichen Lichtbedingungen der Wirkungsgrad nur maximal 12 - 14 %. Die Umwandlung der in der Stärke gespeicherten Energie in Wasserstoff erfolgt bei aktuellem Forschungsstand zu maximal 5 %. Daraus ergibt sich ein Gesamtwirkungsgrad von 0,07 %. Zwar wird an der Verbesserung dieser Reaktion gearbeitet, ab er hier sind noch keine Durchbrüche erkennbar. In der in der DE 10 2007 031 688 AI beschriebenen Lösung kann man mit einem Wirkungsgrad von bestenfalls 0,04 % rechnen.
Die Aufgabe der Erfindung besteht darin, ein verbessertes Verfahren zur Herstellung von Methan in einem Photobioreaktor und eine Vorrichtung zur Durchführung des Verfahrens anzugeben. Insbesondere soll der Wirkungsgrad, d. h. die Methanausbeute bezogen auf die Energie des eingestrahlten Lichts, erhöht werden.
Erfindungsgemäß wird die Aufgabe durch das im Anspruch 1 beschriebene Verfahren gelöst. Die im Anspruch 7 beschriebene Vorrichtung und die in Anspruch 12 beschriebenen Mikroorganismen eignen sich besonders gut zur Durchführung des erfindungsgemäßen Verfahrens.
Die Erfindung erlaubt es mittels photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, bevorzugt einem Aigenbiofilm, und mit Hilfe der Photosynthese einen Metaboliten zu bilden, der ausgeschieden wird und nach Durchtritt durch eine Trennzone unter anaeroben Bedingungen zu Methan umgesetzt wird. Damit wird eine Methanproduktion während der Anwesenheit von Licht ermöglicht. Durch die Ausscheidung des Metaboliten wird erreicht, dass Produktionslimitierungen durch den Algenstoffwechsel weitgehend umgangen werden können.
Der Erfindung liegt die im Folgenden dargestellte wissenschaftliche Erkenntnis zugrunde.
Die Primärreaktionen der Photosynthese (Photolyse des Wassers, Erzeugung von Reduktions- und Energieäquivalenten) haben einen Wirkungsgrad von ca. 80 %. Danach setzen enzymati sche Reaktionen der Zuckersynthese und der anschließenden Verstoffwechselung des Zuckers in die Zellbausteine ein. Jede enzymatische Reaktion ist mit einer Entropiezunahme verbunden, die die Energiewandlungseffizienz vom Photon in das technische Produkt mindert (Langner et. al 2009). Je höher die Zahl der stofflichen Umwandlungen in der Zelle ist, desto höher sind die energetischen Verluste, die man als „metabolische Kosten" zusammenfassen kann. Unter optimalen Bedingungen werden maximal 14 % der absorbierten Energie in der Biomasse gespeichert, während der restliche Energiebetrag während der Photoperiode verloren geht. Damit wird eine kontinuierliche Methanproduktion ermöglicht. Neuere Arbeiten, die bei Algen komplette Energiebilanzen nach Teilreaktionen aufgeschlüsselt haben, zeigen, dass nicht die Photosynthese in ihren Primärreaktionen, sondern die Effizienz des Stoffwechsels, der zur neuen Biomasse führt, die Gesamteffizienz mindert. Damit kann man aus der Energetik der Stoffwechselwege ableiten, dass eine drastische Steigerung der bioenergetischen Nutzung der mikrobiellen Photosynthese nur möglich ist, wenn man den assimilierten Kohlenstoff möglichst früh den Zellen entzieht und statt der neuen Biomasse die Exkretionsprodukte, die keinem weiteren Stoffwechsel mehr unterliegen, für die Erzeugung von„Biofuels" nutzt. Die Zellen sollten im optimalen Fall nur soviel von ihrem Kohlenstoff zurückhalten, wie für die Aufrechterhaltung des Grundstoffwechsels erforderlich ist. Im Idealfall wachsen die Algen nicht. Substantielle Effizienzfortschritte lassen sich bei der Herstellung von Biokraftstoffen aus Algen also nur dann erreichen, wenn man den mittels Photosynthese hergestellten organischen Kohlenstoff nicht für die Gewinnung von Biomasse benutzt, sondern ein „frühes" Produkt der Photosynthese aus der Zelle entfernt und dieses weiter biologisch zu einem Wertstoff umsetzt. Ideal wäre daher eine biologisch aktive Oberfläche, die nicht wächst, sondern aus C02 und Wasser eine reduzierte, optimalerweise gasförmige Substanz wie Methan bildet.
Dieser neue Ansatz zielt nicht auf die Produktion von Biomasse, sondern auf die limitierte Ernährung von Algen als Verbraucher von C02 mit gekoppelter Produktion von CH4 und ermöglicht neben der Erzeugung von Energie eine Verbesserung der Umweltsituation.
Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung von Methan sowie ein Photobioreaktor, der aus zwei Zonen (Kompartimenten) besteht. Im Photobioreaktor wird durch die Einwirkung von Sonnenlicht aus einem sauerstoffangereichertem und kohlendioxid-abgereichertem Gasgemisch Methan erzeugt.
Die Reaktion erfolgt in zwei Teilschritten, die in zwei verschiedene Kompartimente verlagert sind. Im ersten Kompartiment (aerobes Kompartiment) erfolgt mit Hilfe der bei der Photosynthese in Algenzellen (oder andere photosynthetisch aktive Mikroorganismen) auftretenden Photorespiration die Synthese von Glykolat (auch Glycolat), das von den Zellen ausgeschieden wird. Die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen bilden bevorzugt auf einem Trägermaterial eine Beschichtung. Mit Hilfe eines kontinuierlichen bzw. semi-kontinuierlichen Flüssigkeitsstromes werden die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen einerseits mit Nährstoffen versorgt und andererseits das ausgeschiedene Glykolat in das zweite Kompartiment (anaerobes Kompartiment) transferiert. Dieses anaerobe Kompartiment ist durch ein Trennmodul, bevorzugt eine sauerstoffundurchlässige Membran, von dem aeroben Kompartiment abgetrennt. Das zweite Kompartiment ist anaerob und enthält methanogene Mikroorganismen. Di e methanogenen Mikroorganismen setzen das eingeschleuste Glykolat direkt zu Methan um. Das gebildete Biogas besteht ausschließlich aus Methan und Kohlendioxid in einem Verhältnis von 3 : 5. Durch einen Waschvorgang wird das C02 entfernt. Das auf diese Weise erhaltene C02 wird bevorzugt zusammen mit dem im ersten Kompartiment gebildeten und dort oder in der Strippingkammer abgeführten Sauerstoff als Nährgas zum Kompartiment 1 zurückgeführt. Das so erhaltene Methan i st direkt ohne weitere Aufarbeitung verwendbar. Vorteilhaft i st, dass d e r Ge h al t an störenden Stickstoffverbindungen (insbesondere Stickoxide, NH3) und Schwefelverbindungen (insbesondere H2S) geringer als 1 % ist, bevorzugt unter 0, 1 %, ist.
Auch wenn als Ergebnis des erfindungsgemäßen Verfahrens ein Gemisch aus Methan und Kohlendioxid gebildet wird, so wird doch im Gesamtergebnis durch das erfindungsgemäße Verfahren unter C02-Verbrauch CH4 hergestellt.
Die formale Reaktionsgleichung des Gesamtprozesses lautet:
1 C02 + 2 H20 ► CH4 + 2 02 (Gleichung 1)
Vorteilhaft handelt es sich bei dem erfindungsgemäßen Verfahren um eine reine Kohlenwasserstofftechnologie. Es werden weder Stickstoff- noch Phosphorverbindungen als Nährstoffe benötigt.
Da im erfindungsgemäßen Verfahren der fixierte Kohlenstoff nur in sehr geringem Umfang über eine Vielzahl von Enzymen im Stoffwechsel der photosynthetisch aktiven Mikroorganismen und methanogenen Mikroorganismen in komplexe Makromoleküle, wie Protein, Stärke und Fette umgewandelt werden muss, sind die Verluste durch den Stoffwechsel gering. Im erfindungsgemäßen Verfahren lässt sich vorteilhaft mit einer mindestens 20 % und bis zu 25 %, bevorzugt 30 %igen photosynthetischen Effizienz der Lichtenergie Glykolat herstellen. Da bei dem Fermentationsprozess ebenfalls der Energieverlust relativ gering ist, weist das erfindungsgemäße Verfahren einen Gesamtwirkungsgrad von 15 %, bevorzugt 20 % bis 25 % auf. Dies ist gegenüber herkömmlichen Technologien eine Steigerung um eine Zehnerpotenz.
Das Wachstum der photosynthetisch aktiven Mikroorganismen wird im erfindungsgemäßen Verfahren auf ein Minimum reduziert bzw. ganz eingestellt. Daher werden die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen im erfindungsgemäßen Verfahren nicht gedüngt, d. h. der Flüssigkeitsstrom, der die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen versorgt, enthält bevorzugt keine Stickstoff- und/oder Phosphorquelle.
Bevorzugt wird im erfindungsgemäßen Verfahren der Anteil des ausgeschiedenen Glykolats durch unterschiedlichste Maßnahmen erhöht.
Dies geschieht bevorzugt, in dem die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen bei nicht photorespiratori sehen Bedingungen kultiviert werden. Dazu wird mit einer Gasmischeinrichtung das Verhältnis C02 zu 02 in der Gaszusammensetzung, mit dem die photo synthetisch aktiven Mikroorganismen versorgt wird („Nährgas") eingestellt. Der C02-Gehalt des Gases beträgt vorzugsweise maximal ein 1/500, weiter bevorzugt maximal 1/1000 des Sauerstoffgehalts bezogen auf die Volumenanteile. Besonders bevorzugt beträgt das Verhältnis C02 zu 02 in der Gaszusammensetzung 1 zu 1500 bis 1 zu 2000 bezogen auf die Volumenanteile.
Durch die Reduktion des C02-Gehalts und die Erhöhung des Sauerstoffgehalts des im Nährgas wird vorteilhaft die Oxygenaseaktivität der Ribulose-l,5-bisphosphat- Carboxylase/-Oxygenase (RUBISCO, EC 4.1.1.39) und damit die Glykolatproduktion gesteigert.
Zusätzlich oder alternativ zu der Einstellung des C02/02-Verhältnisses wird in der Erfindung bevorzugt die Glykolatproduktion durch weitere Maßnahmen gesteigert, die Glykolatmetabolisierung reduziert und/oder die Glykolatausscheidung erhöht.
Die Reduktion der Glykolatmetabolisierung geschieht entweder durch Einsatz von unspezifischen Inhibitoren (wie z. B. Isoniazid) oder bevorzugt durch gezielte Inhibition der Glykolatdehydrogenase und/oder Glykolatoxidase. Die gezielte zellinterne Inhibition erfolgt beispielsweise durch small hairpin RNA (shRNA) oder small interference RNA (siRNA). Durch die wie oben durchgeführte Inhibition kann vorteilhaft die Glykolatmetabolisierung der photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, insbesondere Algen, weitestgehend unterbunden werden.
Alternativ oder bevorzugt zusätzlich erfolgt in den photosyntheti sch aktiven Mikroorganismen eine Überexpression der Ribulose-l,5-bisphosphat-Carboxylase/- Oxygenase (RUBISCO, EC 4.1.1.39) und/oder der Glykolatphosphat-Phosphatase (EC 3, 1,3, 18), wodurch die Glykolatproduktion gesteigert wird. Besonders bevorzugt erfolgt eine Überexpression der RUBISCO vom Typ II. Diese hat vorteilhaft eine höhere Umsatzrate als die natürlicherweise in Algen und Cyanobakterien enthaltene RUBISCO vom Typ I.
Alternativ oder bevorzugt zusätzlich wird die Glykolatausscheidung gesteigert, in dem in die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen ein für einen Glykolattransporters codierenden Gens einkloniert wird. Das für den Glykolattransporter codierende Gen enthält Targetsequenzen, welche dafür sorgen, dass der Glykolattransporter in die Zytoplasmamembran und/oder die Membran der Chloroplasten getarget wird.
Alternativ oder bevorzugt zusätzlich wird in den photosyntheti sch aktiven Mikroorganismen der Kohlenstoffkonzentrierungsmechanismus (engl. „carbon concentrating mechanism" abgekürzt CCM) inaktiviert. Der Kohlenstoffkonzentrierungsmechanismus unterstützt die Fixierung von anorganischem Kohlenstoff (C02 oder HC03 ") und variiert von Organismus zu Organismus. Häufig schließt der CCM eine externe oder intrazelluläre Carboanhydrase und einen Kohlenstofftransporter für anorganischen Kohlenstoff ein. Der CCM erhöht die C02- Konzentration in Pyrenoiden (Algen) bzw. Carboxysomen (Cyanobakterien) um die RUBISCO und schließt meist eine Carboanhydrase ein, die HCO3" produziert. Durch den Kohlenstofftransporter wird der anorganische Kohlenstoff (meist Hydrogencarbonat) dann in die Carboxysomen bzw. Pyrenoiden gepumpt. CCM in Algen sind bekannt u. a. in Giordano M et al. 2005 beschrieben, welches hier ausdrücklich als Referenz einbezogen wird. Der CCM wird bevorzugt durch genetische Inaktivierung der Carboanhydrase und/oder den Kohlenstofftransporter inaktiviert. Ebenso sind Algen bekannt, den ein CCM fehlt. Hier sei beispielhaft auf Raven JA et al. 2005 verwiesen, welches hier ebenfalls ausdrücklich als Referenz einbezogen wird. Vorteilhaft können die wie oben beschriebenen transgenen photosynthetisch aktiven Mikroorganismen auch bei einem C02/02-Verhältnisses, welches der normalen Luft entspricht oder sogar mehr C02 enthält, kultiviert werden. Bei Überexpression der RUBISCO vom Typ II ist das Verhältnis C02 zu 02 in der Gaszusammensetzung bevorzugt höher als in der normalen Luft.
Gegenstand der Erfindung sind auch wie oben beschrieben genetisch veränderte photo synthetisch aktive Mikroorganismen, insbesondere Algen.
Die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen sind vorzugsweise biofilmbildende Algen, bevorzugt der Gattungen Chlamydomonas, Chlorella, Apathococcus, Chlorokybus, Stichococcus, Nannochloris, Trebouxia, Keratococcus, Pseudococcomyxa.
Bevorzugt werden im erfindungsgemäßen Verfahren photosynthetisch aktive Mikroorganismen, bevorzugt Algen der oben genannten Gattungen, mit verminderter Aktivität der Glykolatdehydrogenase und/oder Glykolatoxidase eingesetzt. Dazu werden photosynthetisch aktive Mikroorganismen selektiert, die eine verminderte Aktivität der Glykolatdehydrogenase und/oder Glykolatoxidase aufweisen oder es erfolgt eine Inhibition der Glykolatdehydrogenase und/oder Glykolatoxidase wie oben beschrieben.
Die Methanproduktion erfolgt unter anaeroben Bedingungen durch methanogene Mikroorganismen, die Glykolat als Substrat in C02 und CH4 umsetzen. Dabei wird ein molares Verhältnis C02 zu CH4 von 5 : 3 erzielt. Besonders bevorzugt werden Mikroorganismen der Gattung Synthrophospora oder mittels Glykolatselektion (bevorzugt Glykolat als einzigem Substrat) erzeugte Mischpopulationen aus konventionellen Gärsümpfen oder Biogasanlagen für die Methanogenese genutzt.
Im erfindungsgemäßen Verfahren fließen zwei Gasströme:
1. der erste Sauerstoff- und kohlendioxidhaltige Gasstrom, der im aeroben Kompartiment an 02 angereichert und C02 abgereichert wird und
2. im anaeroben Kompartiment der zweite Gasstrom (Methan und C02), der das Methan aus dem Kompartiment mit den methanogenen Mikroorganismen abführt. In der Nettobilanz wird im erfindungsgemäßen Verfahren aus C02 und Wasser Methan und Sauerstoff gebildet.
Die erfindungsgemäße Vorrichtung (Photobioreaktor) besteht aus drei Bauteilen (Modulen):
1. Ein Photosynthesemodul mit dem erstem, aeroben Kompartiment,
2. Ein Trennmodul mit einer sauerstoffundurchlässigen Membran,
3. Ein Methanogenesemodul mit dem zweiten, anaeroben Kompartiment.
Vorteilhaft kann der erfindungsgemäße Photobioreaktor in einer in der Form eines Plattenreaktor ausgestaltet werden und wie herkömmliche Solarmodule z. B. auf Hausdächern oder auch Hausaußenwänden montiert werden. Einzelne Photobioreaktoren können bezüglich der Flüsigkeits- und Gasversorgung parallel oder auch in Reihe geschaltet werden. Bevorzugt ist eine flächige Ausfertigung der Vorrichtung - alternativ wird die Vorrichtung in zylindrischen oder halbzylindrischen Geometrien ausgestaltet. Die einzelnen Zonen (Kompartimente) sind bevorzugt als Dünnschichtkammern ausgestaltet.
Beide Zonen bzw. Kammern verfügen je über Anschlüsse zur Versorgung, d. h. Nährstoffzufuhr und Flüssigkeit (Algen und Mikroorganismen), C02 02, zum Abtransport von Beiprodukten (Überschussschlamm, Flüssigkeit) und zur Entgasung und Produktgewinn, (C02, 02, CH4J gemäß Abschnitt 6. Das Material zur Ausfertigung dieser technischen Einrichtung muss sich an den hier gestellten Ansprüchen orientieren und kann daher als solide Ausfertigung (Glas, Metall, Kunststoff) oder auch mittels Folien ausgeführt werden.
Die Gasabfuhr vom anaeroben Kompartiment ist bevorzugt mit einer Gaswascheinrichtung verbunden, welche die Abtrennung des C02 aus dem gebildeten Biogas erlaubt.
Bevorzugt ist die Gaszufuhr zum aeroben Kompartiment mit einer Gasmischeinrichtung verbunden, welche die Einstellung des gewünschten C02/02-Verhältnisses erlaubt. Die Gasmischeinrichtung wird einerseits bevorzugt durch Luftsauerstoff und/oder aus dem aeroben Kompartiment abgeführten Sauerstoff, sowie aus dem anaeroben Kompartiment abgeführten C02 gespeist. Bevorzugt ist dazu die Gasmischeinrichtung mit der Gasabfuhr des aeroben Kompartiment sowie mit der Gaswascheinrichtung verbunden.
Aufbau und Funktionsweise des Photobioreaktors sowie der Verfahrensablauf werden anhand dieser Module und den Abbildungen 1 bis 6 näher erläutert:
1. Der Photosynthesemodul
Photosynthetisch aktive Mikroorganismen, bevorzugt Mikroalgen, wie z. B. Chlorella fusca oder auch Chlamydomonas reinhardtü, können sowohl in Suspension als auch als Biofilme wachsen. Biofilmbildende Algen zeichnen sich durch hohe Resistenz gegenüber Licht-, Temperatur- und Trockenheitsstress aus. Zur Beschichtung des Trägermaterials werden daher bevorzugt Biofilmbildende Algen eingesetzt. Alternativ werden die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, bevorzugt Algen, in einer Matrix (z. B. Biopolymere wie Alginat, Chitosan, Agar) immobilisiert. Insbesondere im Falle der biofilmbildenden Algen dient die zur Abtrennung der beiden Kompartimente verwendete Membran (oder genauer deren zum aeroben Kompartiment zugewandte Seite - Retentatseite) als Trägermaterial für die Algen bzw. den Algenbiofilm. Alternativ liegt auf der Membran (oder genauer deren zum aeroben Kompartiment zugewandte Seite) ein Trägermaterial, bevorzugt ein Faser- Vlies oder eine Matrix (z. B. aus den oben genannten Biopolymeren) auf, in dem oder auf dem die Algen immobilisiert sind.
Die der Licht zugewandte Seite des aeroben Kompartiments ist aus lichtdurchlässigem Material. Der aerobe Kompartiment ist bevorzugt als Kammer ausgestaltet, die neben einer Vertiefung für die Aufnahme von Nährmedium eine Gaszufuhr und Gasabfuhr enthält, die so angebracht sind, dass das Gas über das Trägermaterial strömt. Die Gaszufuhr erfolgt bevorzugt kontinuierlich. Die Flüssigkeitszufuhr erfolgt entweder über die Gasabfuhr oder -zufuhrstutzen - alternativ enthält das Kompartiment dafür einen gesonderten Stutzen oder einen abnehmbaren Deckel . Die Flüssigkeitszufuhr erfolgt bevorzugt ebenfalls kontinuierlich.
Die Biomasse an photosynthetisch aktiven Mikroorganismen wird bevorzugt in einer Menge aufgebracht, die je nach Zelltyp aus so vielen Lagen besteht, dass etwa 90 % der photosynthetisch aktiven Strahlung absorbiert werden. Bevorzugt hat die Biomasseschicht eine Dicke unter 5 mm. Diese Biomasse kann entweder durch Aufwuchs oder durch Beschichtung aus vorkultivierten photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, insbesondere Algen, erfolgen.
Vorbereitung:
Das Trägermaterial (ggf. die Membran) wird vor der Inbetriebnahme bzw. ggf. vor Montage der Verfahrensapparatur mit photosynthetisch aktiven Mikroorganismen (bevorzugt Algen gemäß der oben aufgeführten Spezies beschichtet), so dass diese bevorzugt einen Biofilm oder Beschichtung in geeigneter Matrix/ Trägermaterial bilden.
Die Biofilmbildung oder Beschichtung sollte vor Beginn der Produktion von Glykolat als Energieträger abgeschlossen sein.
Ergebnisse der Erfinder zeigen, dass sich durch die Erniedrigung der CC -Konzentration und des Sauer Stoffkonzentration (gegenüber Luft) die Glykolatausscheidung steuern lässt (Abb. 2).
Wird die Weiterverwertung des Glykolats verhindert, z. B. durch einen Hemmstoff (wie Isoniazid) oder durch die Hemmung des Enzyms Glykolatdehydrogenase, steigen die Exkretionsraten signifikant an (Abb. 3).
Die Photonenbilanz kann deutlich verbessert werden, indem folgendes metabolische Design der Glykolat-exkretierenden Zellen realisiert bzw. mindestens eine der folgenden genetischen Veränderungen in den photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, bevorzugt Algen, durchführt:
a) Zur Erhöhung der Carboxylierungskapazität wird die RUBISCO überexprimiert, während die anderen Enyzme des CALVIN Zyklus inkl. ihrer Regulation unverändert bleiben. Damit ist sicher gestellt, dass der CALVIN Zyklus ausreichende Mengen des Akzeptormoleküls 1,5-Ribulose-bis-Phosphat zur Verfügung stellen kann. Eine Verdoppelung der RUBSICO Menge resultiert in einer Erhöhung der Glykolatexkretion, da die Rubisco die kapazitätsbestimmende Komponente der Kohlenstofffixierung darstellt.
b) Zur Verbesserung der Glykolatausscheidung wird die Glykolatphosphat Phosphatase (EC 3.1.3.18) überexprimiert. c) Zur Verbesserung der Glykolatausscheidung wird der Glykolattransporter überexprimiert werden. Dieses Enzym ist sowohl bei Bakterien (Nunez et al. 2001) als auch als Glykolatimporter in pflanzlichen Peroxisomen (Reumann et al. 1995) schon beschrieben und kann in das Genom der Alge integriert werden.
d) Da der Glykolattransporter ein membranintegrales Protein ist, wird er bevorzugt doppelt targetiert: einmal in die Chloroplastenmembran und gleichzeitig in die Zytoplasmamembran, um sicher zu stellen, dass das aus dem Chloroplasten in das Zytosol exkretierte Glykolat die Zelle verlassen kann. D. h. es werden bevorzugt zwei Gene, die für den Glykolattransporter mit unterschiedlichen Targetsequenzen kodieren, in die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen transferiert - einmal mit einer Targetsequenz, welche für die Integration in die Chloroplastenmembran sorgt, und - einmal mit einer Targetsequenz, welche für die Integration in die Zytoplasmamembran sorgt. e) Der Kohlenstoffkonzentrierungsmechnismus (CCM) wi e oben beschrieben inaktiviert wird.
Die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, insbesondere Algen, liegen im Photosynthesemodul bevorzugt nicht als Suspensionskultur, sondern als Biofilm vor. Das ausgeschiedene Glykolat wird durch einen Flüssigkeitsstrom, der den Biofilm mit Nährstoffen und mit einem konstanten Reaktionsmilieu versorgt, abgeführt. Damit wird verhindert, dass Glykolat Konzentrationen erreicht, die die Photosynthese hemmen könnten.
Das ausgeschiedene Glykolat wird in einem mikro systemanalytischen Ansatz in eine anaerobe Zone (siehe 3. Methanogenesemodul) überführt, in dem methanogene Mikroorganismen das Glykolat in Methan und C02 umwandeln.
2. Das Trennmodul
In Hinblick auf eine mögliche Separation der aeroben und anaeroben Zone unter B erücksichtigung einer horizontal möglichst kleinskaligen, dünnschichtigen (Mikrosystemtechnik) Ausfertigung der Zonen (Kompartimente), wird das Verfahren in nachfolgender Abbildung dargestellt. Die Abb. 4 zeigt das Schema des Zonensystems. Die sich ergebenden limitierenden Faktoren sind bei diesem Verfahrensschema:
die Membran (ggf. auch Biofilmträger) (Cut-Off, Sauerstoff- und Biomasserückhaltung) und
Erhaltung eines möglichst streng anaeroben Milieus auf der Seite der methanogenen Mikroorganismen, d. h. nur geringster Sauerstoffübergang ist zulässig.
Als Barriere zwischen der anaeroben und aeroben Zone (Kompartiment) werden Materialien eingesetzt werden, welche Sauerstoff und Biomasse zurückhalten und Glykolat passieren lassen. Das Trennmodul grenzt das aerobe Kompartiment in Richtung anerobes Kompartiment, d. h. bevorzugt zu der Sonne abgewandten Seite, ab.
Je nach Form der Vorrichtung (bevorzugt flach oder zylindrisch) kommen Flachmembranen, Rohrmembranen oder Membranschläuche zum Einsatz.
Es werden drei bevorzugte Varianten als potentielle Barriere für die Trennung der Aerob- von der Anaerobzone spezifiziert, welche sowohl die Rückhaltung von Biomasse als auch einen möglichst hohen Rückhalt von Sauerstoff gewährleisten sollen, gleichzeitig aber auch als Biofilmträger fungieren können: a) Flüssigmembran
Flüssigmembranen können durch die Auswahl des Liquids evtl. eine hohe Selektivität hinsichtlich des Glykolats erreichen. So kann durch spezifische Stoffauswahl nach dem Prinzip„Gleiches- löst- Gleiches" eine hohe Affinität des Glykolats erreicht werden, bei verhältnismäßig geringem Lösungsvermögen für freies 02. Eine detaillierte Stoffauswahl kann auf dieser Basis vorgenommen werden. Die Flüssigmembran benötigt i. A. einen Trägerstoff aus porösem Material. b) einfache Membran
Prinzipiell eignen sich alle handelsüblichen Membranen für die Abtrennung von aeroben und anaeroben Kompartiment. Im einfachsten Fall besteht das Trennmodul aus einer einzelnen Membran. Die Membran trägt bevorzugt kationische Gruppen und ist ausgewählt aus Polymer-, Keramik- oder auch Acetatmembran. Bevorzugt sind Ultrafiltration- oder Umkehrosmose-Materialien. Die Membran kann aus handelsüblichen Membranmaterialien bestehen und auch in Kombination mit einem Faser- Vlies, welches als Biomasseträger eingesetzt werden kann, die Barrierefunktion erfüllen. c) Stripping-Kammer
Um den unerwünschten Transport von Sauerstoff in die anaerobe Kultur der methanogenen Mikroorganismen zu unterbinden und gleichwohl das Glykolat zu transportieren kann die Barriere
Bevorzugt wird das Trennmodul als eine dritte, minimalistische Kammer ausgestaltet, welche zum aeroben wie anaeroben Bereich durch eine Membran abgetrennt wird. In diese Stripping-Kammer wird zum Austrag des Sauerstoffs (Entgasung) ein Gas, z. B. C02 oder N2, bevorzugt Prozessgas der Anaerobstufe, in die wässrige, Glykolat-haltige Lösung eingebracht (sog. Strippen). Das Membranmaterial richtet sich dabei nach den oben genannten Spezifikationen.
Die Strippingkammer enthält Eingangsstutzen und Ausgangsstutzen für die Entgasung, sie kann lichtundurchlässig ausgestaltet sein.
3. Das Methanogenesemodul
Das anerobe Kompartiment ist wie oben beschrieben durch das Trennmodul (Membran bzw. Strippingkammer) vom aeroben Kompartiment abgetrennt. Das Glykolat wird hier durch methanogene Mikroorganismen zu C02 und C H4 umgesetzt. Das anerobe Kompartiment enthält mindestens eine Gasabfuhr. Die Flüssigkeitszufuhr erfolgt entweder über diese - alternativ enthält das Kompartiment für die einen gesonderten gasdichtverschließbaren Stutzen. Das anaerobe Kompartiment ist bevorzugt aus lichtundurchlässigem Material gefertigt.
Die anaerob arbeitenden methanogenen Mikroorganismen liegen bevorzugt immobilisiert oder in Suspension vor.
Kurz und LaRue (1973) sowie Edenborn und Lichtfield (1985) konnten zeigen, dass bestimmte strikt anaerobe Mikroorganismen ausschließlich auf Glykolat als einzigem Substrat leben können. Friedrich et al. (1991) klärten dann den Reaktionsweg auf und fanden folgende Reaktionsgleichung des anaeroben Glykolatabbaus: 4 Glykolsäure (Glykolat) 3 CH4 + 5 C02 + 2 H20 (Gleichung 2)
Die bevorzugten Isolate FlGlyl und FlGlyM (sensu Friedrich et al. 1991) gehören innerhalb der Clostridien zu den Synthrophospora.
Die Erfinder haben gezeigt, dass auch Mikroorganismenpopulationen aus konventionellen Biogasanlagen in der Lage sind, sich an das Substrat Glykolat anzupassen und den Abbau von Glykolat in C02 und Methan in Übereinstimmung mit der Gleichung 2 zu vollziehen (Abb. 5).
Die Erfindung wird anhand folgender Ausführungsbeispiele und den Abbildungen 1 bis 6 näher erläutert:
Abb. 1 zeigt die durch die RUBISCO katalysierte Reaktionen.
Bei hohen Temperaturen und/oder bei einem hohem Sauerstoffpartialdruck bei gleichzeitig geringem C02-Angebot wirkt das C02-assimilierende Enzym (RUBISCO) nicht nur als Carboxylase, sondern auch als Oxygenase. Es entstehen an Stelle von zwei Molekülen nur ein Molekül Phosphoglycerinsäure sowie ein Molekül Phosphoglycol säure, wie in Abb. 1 dargestellt ist.
Die Phosphoglykolsäure wird zu Glykolat dephosphoryliert und wird über einen Transporter zunächst in das Zytoplasma und von dort in das Medium ausgeschieden (Glykolat ist ein Produkt des natürlichen Prozesses der Photorespiration. Dieser Prozess erfolgt in Chloroplasten der Zelle. Da die Photorespiration von dem Verhältnis C02/02 abhängt, kann man das Verhältnis Carboxylierung zu Oxygenierung durch das Verhältnis C02/02 steuern.
Abb. 2 zeigt, wie sich die Glykolatausscheidung durch die Gaszusammensetzung steuern lässt, mit der die Algen belüftet werden (Gaszusammensetzung in Vol.-%). Ein Luftgemisch, indem das 02/C02 Mischungsverhältnis von bevorzugt 47:0,02 Volumenprozent besteht, erlaubt erfindungsgemäß eine besonders hohe Glykolatexkretion. Dazu wurden Chlamydomonas reinhardtii auf Zellulosefilter immobilisiert. Für die Methanognese wurden aus einem Biogasanlagesumpf isolierte Mikroorganismen verwendet.
\ (mg Chla)-1] = μg Glykolat pro mg Chlorophyll a.
Die durchgeführten Experimente zeigen, dass schon mit dem genetisch unveränderten Algen ohne Zusatz von Inhibitoren (hier Wildtyp von Chlamydomonas reinhardtii) Glykolatexkretionen von 30 % der photosynthetischen Gesamtleistung erzielt werden können. Das zelluläre Ausscheidungsprodukt ist ausschließlich Glykolat, Glyoxylat wird nur in Spuren gefunden. Auch andere organische Säuren werden nicht in Mengen gefunden, die Einfluss auf die Kohlenstoffbilanz des Gesamtprozesses haben. Abb. 3 zeigt, dass durch Zusatz des Hemmstoff Isoniazid (10 mmol/1) die Exkretionsraten signifikant ansteigen. Der Versuch wurde abgesehen von der Isoniazidzugabe wie unter Abb. 2 beschrieben bei 47 Vol-% 02 und 0,02 Vol-% C02 durchgeführt.
Der Einsatz des Hemmstoffs Isoniazid zeigt, dass die Exkretionsraten höher werden, wenn die zellinterne Glykolatnutzung unterbunden wird. Es ist bekannt, dass in der Zelle das gebildete Glykolat mit Hilfe der Glykolatdehydrogenase weiter zu Glyoxylat verstoffwechselt wird. In einem komplexen Reaktionsverlauf werden zwei Moleküle Glykolat letztlich zu C02 und einem C3 -Körper umgesetzt, der in die Chloroplasten zurückgeführt wird. Um die Glykolatexkretion dauerhaft hochzuhalten und die toxische Wirkung des Isoniazid zu umgehen, wird alternativ die Glykolatdehydrogenase genetisch inaktiviert.
Wenn man die Photonenbilanz für die Glykolatexkretion berechnet, erhält man folgende Photonenausbeute pro Glykolatmolekül:
Die Abb. 4 zeigt das Schema einer erfindungemäßen Vorrichtung mit dem aeroben und dem anaeroben Kompartiment (aerobe und anaerobe Zone) sowie der Membran zur Separation. Die methanogenen Mikroorganismen sind als„Bakterien" bezeichnet.
Abb. 5 zeigt dass Mikroorganismenpopulationen aus konventionellen Biogasanlagen in der Lage sind, sich an das Substrat Glykolat anzupassen und Glykolat in C02 und Methan umzusetzen.
Dazu wurden Mikroorganismenpopulationen aus konventionellen Biogasanlagen isoliert und einer Glykolatselektion unterworfen. Mikroorganismenproben aus einem Gärsumpf einer Biogasanlage wurden dazu 4 Wochen ausschließlich mit Glykolat als einziger Kohlenstoffquelle kultiviert. Die in Abb. 5 dargestellten Versuchsergebnisse zeigen, wie aus dem Gärsubstrat langsam der Stickstoff, der mit dem Gärsubstrat eingebracht wurde, entweicht und bei ausschließlicher Glykolatzugabe, das resultierende Biogas nur aus Methan und C02 in einem Volumenverhältnis von 59 :41 besteht. Andere Gase werden nur in Spuren beobachtet. Der Fermentationsprozess ist auch bei geringen Spuren von Restsauerstoff , (bis 4 %) stabil. Die Gasausbeute liegt mit (57 %) bzw. 0,24 ml CH4 / mg Glykolsäure sehr hoch. Auf der Grundlage dieser Gärausbeute und der in Tabelle 1 ermittelten Glykolat- exkretionsraten gelangt man zu folgender Gesamteffizienz:
Tabelle 1
Variante 1 Variante 2
Quantenbedarf pro Glykolat [μπιοΐ Quanten/μιηοΐ Glykolat] 520 1010
Jährliche Strahlungsmenge [mol quanten/m2/a] 4.500 4500
Davon absorbierte Quanten[mol quanten/m2/a] 4.050 4050
Produzierte Glykolatmenge [g Glykolat/m2/a] 610 277 Methanproduktion in L
(bei einer Gärausbeute von 0,24 ml CH4/mg Glykolat) 145 66
Bio-Dieseläquivalent (L Biodieselersatz/ha/a) 1.417 645
Variante 1 : mit Hemmstoff Isoniazid (10 mmol/1)
Variante 2: ohne Hemmstoff
Damit entspricht die Leistungsfähigkeit des Systems pro Fläche dem Flächenertrag des Biodiesels, der auf der Grundlage des Rapsanbaus erreicht wird. Im Unterschied zu dieser Technologie werden weder landwirtschaftliche Nutzflächen in Anspruch genommen, noch ist ein energieaufwändiger Düngebedarf erforderlich. Der Massenstrom ist nahezu stickstofffrei.
In der Abb. 6 ist eine Ansicht der erfindungsgemäßen Vorrichtung mit einem Vlies als Trägermaterial, welches auf einer semipermeablen Membran aufliegt, gezeigt. In der Patentanmeldung wird folgende Nichtpatentliteratur zitiert:
Dismukes G.C. et al. Aquatic Phototrophs: efficient alternatives to land-based crops for fuels. Current Opinion in Biotechnology 19, 235-240, 2008
Edenborn H.M. et al. Glycolate metabolism by Pseudomonas sp. strain S227, isolated from a coastal marine Sediment. Mar. Biol. 88, 199-205, 1985
Friedrich, M. et al . Fermentative degradation of glycolic acid by defined Syntropie cocultures. Arch. Microbiol. 156, 398- 404, 1991
Giordano M. et al. C02 concentrating mechanisms in algae: mechanisms, environmental modulation, and evolution. Annu Rev Plant Biol. 2005; 56:99-131, 2005.
Kurz, W.G.W, and LaRue T.A.G. Metabolism of glycolic acid by Azotobacter chroococcum PRL H62. Can. J. Microbiol. 19, 321-324, 1973
Langner, U. et al. A complete energy balance for Chlamydomonas reinhardtii and Chlamydomonas acidophila under neutral and extremely acidic growth conditions. Plant Cell Environm 32: 250-258, 2009
Raven, J. A. et al. Algae lacking carbon-concentrating mechanisms. Canadian Journal of Botany, 2005, 83 :(7) 879-890, 10.1139/b05-074
Vilchez C, et al. Glycolate photoproduction by free and alginate-entrapped cells of Chlamydomonas reinhardtii . Appl. Microbiol. Biotechn. 35, 716-719, 1991

Claims

1 Patentansprüche
1. Verfahren zur Herstellung von Methan in einem Photobioreaktor, in dem photo synthetisch aktive Mikroorganismen, insbesondere Algen oder Bakterien, mit C02 und O2 versorgt werden, wobei die photosynthetisch aktiven Mikroorganismen Glykolat ausscheiden, welches durch eine Membran abgetrennt wird und unter anaeroben Bedingungen als Substrat für methanogene Mikroorganismen dient, die es in CO2 und CH4 umwandeln.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass das Verhältnis CO2 zu O2 in der Gaszusammensetzung maximal 1 zu 500, bevorzugt 1 zu 1 500 bis 1 zu 2000 beträgt.
3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass
a. die Glykolatmetabolisierung der photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, bevorzugt durch zellinterne Inaktivierung der Glykolatdehydrogenase und/oder Glykolatoxidase, reduziert wird, und/oder
b. die Glykolatproduktion, bevorzugt durch die Überexpression der Ribulose-1,5- bisphosphat-Carboxylase/-0 x y g e n a s e (RUBISCO) und/oder der Glykolatphosphat-Phosphatase, gesteigert wird, und/oder
c. die Glykolatausscheidung, bevorzugt durch die Einklonierung eines für einen Glykolattransporters codierenden Gens und Targeting des Glykolattransporters in die Zytoplasmamembran und/oder die Membran der Chloroplasten, gesteigert wird, und/oder
d. Kohlenstoffkonzentrierungsmechanismus (engl. „carbon concentrating mechanism" abgekürzt CCM) inaktiviert ist.
4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass als photosynthetisch aktive Mikroorganismen biofilmbildende Algen, bevorzugt der Gattungen Chlamydomonas, Chlorella, Apathococcus, Chlorokybus, Stichococcus, Nannochloris, Trebouxia, Keratococcus, Pseudococcomyxa, eingesetzt werden. 2
5. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, dass photo synthetisch aktiven Mikroorganismen, bevorzugt Algen der in Anspruch 4 genannten Gattungen, mit verminderter Aktivität der Glykolatdehydrogenase und/oder Glykolatoxidase eingesetzt werden.
6. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass Mikroorganismen der Gattung Synthrophospora oder mittels Glykolatselektion gewonnenen Mischpopulationen aus konventionellen Gärsümpfen oder Biogasanlagen für die Methanogenese genutzt werden.
7. Vorrichtung zur Durchführung des Verfahrens nach den Ansprüchen 1 bis 6, die folgende Bestandteile aufweist:
ein aerobes Kompartiment, welches ein Trägermaterial zur Kultivierung von photosynthetisch aktiven Mikroorganismen sowie eine Gaszufuhr und Gasabfuhr enthält, die so angebracht sind, dass das Gas über das Trägermaterial strömt,
ein anaerobes Kompartiment mit einer Gasabfuhr,
wobei das anaerobe Kompartiment durch eine Membran von dem aeroben abgetrennt ist.
8. Vorrichtung nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass die Membran gleichzeitig das Trägermaterial ist.
9. Vorrichtung nach Anspruch 7 oder 8, dadurch gekennzeichnet, dass die Gaszufuhr zum aeroben Kompartiment mit einer Gasmischeinrichtung verbunden ist und/oder dass die Gaszufuhr aus dem anaeroben Kompartiment mit einer Gaswascheinrichtung verbunden ist.
10. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 7 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass sie eine zusätzliche Kammer zwischen aerobem und anaerobem Kompartiment enthält, die mit mindestens einem Eingangs stutzen und Ausgangsstutzen für die Entgasung versehen ist und zu dem aerobem und anaerobem Kompartiment durch eine Membran abgetrennt sind. 3
11. Vorrichtung nach einem der Ansprüche 7 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Membran jeweils kationische Gruppen trägt und bevorzugt ausgewählt ist aus Polymer-, Keramik- und Acetatmembranen.
12. Photosynthetisch aktive Mikroorganismen,
a. in denen die Glykolatdehydrogenase partiell inaktiviert ist, und/oder b. in denen die Ribulose-l,5-bisphosphat-Carboxylase/-Oxygenase (RUBISCO) und/oder die Glykolatphosphat-Phosphatase überexprimiert ist und/oder c. die einen Glykolattransporters exprimieren, der in die Zytoplasmamembran und/oder die Membran der Chloroplasten getarget wird.
13. Photosynthetisch aktive Mikroorganismen nach Anspruch 12, in denen zusätzlich der Kohlenstoffkonzentrierungsmechanismus inaktiviert ist.
14. Verwendung einer Vorrichtung wie in einem der Ansprüche 7 bis 1 1 definiert zur Herstellung von Methan.
15. Verwendung von von photosynthetisch aktiven Mikroorganismen, bevorzugt Algen, a. in denen die Glykolatdehydrogenase partiell inaktiviert ist, und/oder b. in denen die Ribulose-l,5-bisphosphat-Carboxylase/-Oxygenase (RUBISCO) und/oder die Glykolatphosphat-Phosphatase überexprimiert ist und/oder c. die einen Glykolattransporters exprimieren, der in die Zytoplasmamembran und/oder die Membran der Chloroplasten getarget wird, und/oder
d. in denen der Kohlenstoffkonzentrierungsmechanismus inaktiviert ist zur Herstellung von Methan.
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* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US8691538B1 (en) 2012-09-28 2014-04-08 Algenol Biofuels Switzerland GmbH Biofilm photobioreactor system and method of use
WO2015089675A1 (en) * 2013-12-20 2015-06-25 Anaergia Inc. A novel membrane bioreactor suitable for retaining specialized microorganisms
EP3109311B1 (de) * 2015-06-24 2017-12-20 Solaga UG In mehreren modi betriebene solargasanlage
US20220098627A1 (en) * 2019-01-24 2022-03-31 Photanol B.V. A process for the bioproduction of glycolate

Family Cites Families (4)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
ES2027600A6 (es) * 1991-01-17 1992-06-01 George L Chan Un reactor para el tratamiento y la depuracion de aguas residuales, combinando un tratamiento anaerobio con lagunajes aerobios de micro y macrofitas.
TWI313187B (en) * 2003-11-21 2009-08-11 Ind Tech Res Inst System for the treatment of organic containing waste water
KR101183001B1 (ko) * 2006-05-09 2012-09-18 미쓰이 가가쿠 가부시키가이샤 보효소 합성 강화에 의한 히드록시카르복실산류의 생산방법
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