DE19860255C2 - Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus (BDV)-Infektionen - Google Patents
Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus (BDV)-InfektionenInfo
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Description
Die Erfindung betrifft ein gegenüber Patentanmeldung 197 58 017
weiter ausgestaltetes Verfahren zum Nachweis von BDV-
Infektionen.
Wie bereits in der Anmeldung 197 58 017 beschrieben, kommen
BDV-Infektionen bei vielen Nutz- und Haustieren (Pferd, Schaf,
Rind, Katze) und dem Menschen vor. BDV ist ein eingehülltes Vi
rus von 90 nm Durchmesser mit einem Genom aus unsegmentierter
einzelsträngiger RNA von negativer Polarität, das für 5 Gene
kodiert (Größe des Genoms: 8,9 Kilobasen). Zu den verwandten
Viren gehören z. B. Tollwutvirus und Masernvirus. Aufgrund gene
tischer Besonderheiten (Vermehrung im Zellkern der Wirtszelle)
ist BDV als der Prototyp einer eigenen Virusfamilie klassifi
ziert (Bornaviridae). BDV hat eine besondere Präferenz zu den
Nervenzellen im limbischen System des Gehirn, einer funktionel
len Einheit, in der Verhalten, Emotionen und Gedächtnisleistun
gen gesteuert werden. Es werden aber auch andere Zelltypen von
BDV befallen.
Da das BDV-Virus schon gut untersucht und bereits vollständig
sequenziert ist, sind übliche Antikörpertests bekannt. Bis 1993
gab es nur die Möglichkeit eines Antikörpertests im Serum.
Ein wichtiger Fortschritt, besonders für die Beurteilung
krankheitsrelevanter Aktivierungen der BDV-Infektion, konnte
durch die Entdeckung gemacht werden, daß PBMCs Virusproteine
exprimieren, die man in den Zellen nach Aufschluß nachweisen
kann. Diese Protein(AG)-Expression erwies sich im weiteren als
der entscheidende Aktivitätsparameter. Er korrelierte gut mit
klinischer Erkrankung (Mensch und Tier), war quantitativ meßbar
und sehr wichtig zur Einschätzung des weiteren Verlaufs
(Genesungschancen, Ansprechen von Antidepressiva etc.). Die AG-
Bestimmung kann nicht durch den Nachweis von Virusnukleinsäure
über die Amplifikation mit nested-RT-PCR in den PBMCs ersetzt
werden, da hierdurch lediglich das Virus selbst nachgewiesen
wird, jedoch nichts über dessen derzeitige oder mögliche
zukünftige Aktivität entnommen werden kann.
Der AG-Marker ist in aller Regel auf einen Teil (2-3 Wochen)
der akuten Krankheitsphase beschränkt und in der Rekonvaleszenz
nicht mehr unbedingt nachweisbar. Die AK können im Anschluß je
nach Stärke des Aktivierungsschubs intermittierend nachweisbar
sein, sie können aber auch vollständig fehlen.
Dieser Stand der BDV-Diagnostik versagte vor allem in der
Rekonvaleszenz, in dem symptomfreien Intervall (das Jahre
dauern kann) eines Patienten (Mensch und Tier) und bei
infizierten Individuen ohne bisherige Erkrankung, d. h.
zusammengefaßt bei BDV-Infektionen im Latenzzustand. Beide
Testparameter, AG und AK, können in der Latenzphase falsch-
negativ anzeigen bei nach wie vor bestehender Infektion.
Aus der US 5 654 401 A, die sich grundsätzlich auf eine DNA-
Anlayse des Borna-Virus' und in diesem Zusammenhang u. a. um die
Herstellung rekombinanter BDV-Proteine bezieht, ist bereits ein
Serumtest zum Nachweis von BDV-Viren bekannt, bei dem die
Serumprobe in Kontakt mit einem insbesondere synthetischen oder
rekombinanten BDV-Protein - also einem Antigen - gebracht wird,
um so Antikörper nachweisen zu können. Dieser Test leidet
jedoch unter den vorher bereits genannten Nachteilen, dass der
Antikörpertiter allein den Infektionszustand nicht abbildet.
Weiterhin ist aus MEDLINE AN 97339570, Abstract zu: "Horimoto,
T. et al., Journal of Clinical Microbiology, 1997, Bd. 35, Nr.
7, S. 1661-1666, ein enzymgebundener Immunoassay (RS-ELISA)
bekannt, bei dem Antikörper über Anlagerung an BDV-p40-Antigen
und anschließende enzymgestützte Auswertung nachgewiesen
werden. Schließlich ist aus "Briese, T., et al. in Journal of
Clinical Microbiology, 1995, Bd. 33, Nr. 2, S. 348-351 (über CA
AN 122:157916 AB) ein entsprechender weiterer ELISA zum
Nachweis von BDV-Antikörpern mit Hilfe dreier rekombinanter
viraler Proteine (recp40, recp23 und recp18) bekannt. Auch die
in diesen beiden Veröffentlichungen offenbarten Tests weisen
jedoch jeweils ausschließlich freie Antikörper nach und sind
alleine unzureichend, da sie nicht sicher eine Aussage über den
Infektionszustand liefern können.
Der Patentanmeldung 197 58 017 lag daher die Aufgabe zugrunde,
ein neues Nachweisverfahren für die Infektion zu entwickeln,
so eine möglichst lückenlose Erfassung von BDV-Infektionen zu
ermöglichen, die durch ihre Persistenz über sehr lange
Zeiträume im Wechsel von akuten und latenten Phasen andauern
können.
Ebenfalls sollte ein für einen solchen Nachweis verwendbarer
diagnostischer Kit zur Verfügung gestellt werden.
Zur Lösung dieser Aufgabe war nach der Anmeldung 197 58 017 ein
Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus(BDV)-Infektion
vorgesehen, bei welchem an einer zu untersuchenden Körperflüs
sigkeitsprobe in der Körperflüssigkeit frei zirkulierende Im
munkomplexe aus BDV-Antigenen und hieran angelagerten, spezifi
schen Antikörpern durch einen geeigneten immunologischen Test
nachgewiesen wurden. Die Erfindung basierte daher in einem we
sentlichen Aspekt darauf, daß nachgewiesen werden konnte, daß
in bestimmten Krankheitsphasen in Körperflüssigkeiten, z. B. im
Blutserum, hohe Konzentrationen zirkulierender, aus BDV-
Antigenen und vom Körper hierzu spezifisch gebildeten Antikör
pern bestehender Immunkomplexe auftreten. Diese Immunkomplexe
können insbesondere auch in Krankheitsphasen vorhanden sein, in
denen Antigene und/oder Antikörper gerade nicht nachweisbar
sind.
In Weiterbildung der Erfindung wurde, basierend auf der vorste
henden Erkenntnis, ein völlig neues Diagnose-Konzept zur prak
tisch lückenlosen Erfassung persistenter BDV-Infektionen vorge
stellt. Hierbei wurde der neu entdeckte Parameter, der CIC, in
Kombination mit bereits bekannten Parametern, nämlich Antigenen
(AG) und Antikörpern (AK) bestimmt, was eine bisher nicht mög
liche Erfassung verschiedener Phasen der persistenten BDV-
Infektion ermöglichte. Die hierbei zusätzlich bestimmten Anti
gene sind vorzugsweise das BDV-Nukleoprotein p40 (40 kDa rela
tives Molekulargewicht), auch als "N-Protein" bezeichnet und
das BDV-Phosphoprotein p24 (24 kDa relatives Molekulargewicht),
auch als "P-Protein" bezeichnet. Das kombinierte Verfahren er
gab nun ein komplettes Testsystem, bei dem eine Testkombinati
on, bestehend aus der Bestimmung von BDV-spezifischen zirkulie
renden Immunkomplexen (CIC) im Blutplasma, BDV-spezifischen
Proteinen (Antigenen, AG) in weißen Blutzellen (PBMCs) und/oder
BDV-spezifischen Antikörpern (AK) im Blutplasma durchgeführt
wurde.
Überraschenderweise wurde nun zusätzlich gefunden, daß während
bestimmter Krankheitsphasen auch im Blutplasma direkt, im Liqu
or oder Urin, Antigen gefunden werden kann. Daraus läßt sich
ableiten, daß das Virus zu bestimmten Zykluszeiten sehr viel an
antigenen Proteinen produziert, so daß diese ins Plasma ausge
tragen werden. Das Auftreten von AG im Plasma zeigt daher eine
bestimmte frühe Aktivphase im Krankheitsverlauf an und ist da
mit per se ein wesentlicher diagnostischer Parameter. Überra
schend ist, daß während kurzer Phasen sogar hohe Antigentiter
im Plasma auftreten, obwohl das Virus eine sehr niedrige Repli
kationsrate hat.
Nach dieser Zusatzanmeldung ist vorgesehen, daß der Antigen
nachweis an einer Blutplasmaprobe, Liquor oder Urin, durchge
führt wird, vorzugsweise auf das BDV-Nukleoprotein p40 (40 kDa
rel. Molekulargewicht, "N"-Protein) und/oder das BDV-Phospho
protein p24 (24 kDa rel. Molekulargewicht, "P"-Protein). Den
CICs kommt für die Diagnostik, aber auch zum Verständnis des
Infektionsablaufs noch immer eine Schlüsselrolle zu, da sie,
wie gefunden wurde, erheblich länger als lösliche, mit AK-Tests
erfaßbare BDV-Antikörper und länger als das nur in der akuten
klinischen Phase auftretende BDV-AG persistieren. CICs sind
nach längeren symptomfreien Phasen immer noch nachweisbar, wenn
AK-Test und AG-Test negativ ausfallen und lassen den Rückschluß
auf zurückliegende Aktivierungsphasen mit AG-Freisetzung und
dieses AG-komplexierende AK zu.
Durch die Einführung der CICs als diagnostischen Testparameter,
der ggf. in Kombination mit AK und AG verwendet wird, schließt
die Erfindung eine diagnostische Lücke, die zuvor nicht über
brückt werden konnte. Die Nachweise können jedoch einzeln oder
in Kombination durchgeführt werden.
Bei einigen Patienten mit endogenen Affektstörungen und BDV-
Infektionen sind bei wöchentlichen Kontrollen auch in der aku
ten Phase ausschließlich extrem hohe CIC-Konzentrationen, aber
keine freien AK und kein AG in PBMCs meßbar. Diese Patienten
würden bei der herkömmlichen Diagnostik überhaupt nicht erfaßt.
Bei diesem Infektionsverlauf muß vermutet werden, daß das in
den PBMCs gebildete BDV-AG, das in hoher Konzentration gebildet
wird, sofort ins Plasma übertritt und von den vorhandenen AK in
CICs gebunden wird.
Die Bestimmung der CICs und insbesondere die Testkombination
aus CIC-, AG- und AK-Bestimmung wird daher der persistenten
BDV-Infektion mit ihrem zwischen Latenz und Aktivierung fluktu
rierenden Verlauf erstmalig gerecht und hat damit große Bedeu
tung sowohl für die diagnostische Betreuung erkrankter Indivi
duen als auch für die Erfassung latenter Infektionen bei Gesun
den.
Bei Risikopatienten erlaubt die obligate Bestimmunt der CICs
eine nicht mehr auf die akute Erkrankung beschränkte BDV-
Diagnostik. Die Untersuchung latenter Infektionen bei Gesunden
war wegen der geringen Virusaktivität theoretisch nur in engma
schigen Kontrollen möglich, in der Praxis aber kaum machbar.
Mit dem CIC-Test und der Testkombination können latente Infek
tionen gesunder aufgespürt werden, was von epidemiologischer
Tragweite ist, da die Infektionsquellen und die Übertragungsme
chanismen bei Mensch und Tier noch ungeklärt sind.
Der Antigentest an Blutplasmaproben ist allein beispielsweise
geeignet als einfacher Test bei erneutem Auftreten von Krank
heitssymptomen zu dienen.
Das Verfahren ist für die Erfassung von BDV-Infektionen bei
Menschen und Tieren geeignet und unabhängig von der klinischen
Erkrankung möglich.
Der Begriff "Nachweis" wird immer so verwendet, daß sowohl ein
erster qualitativer Nachweis, wie auch eine quantitative Be
stimmung der Parameter, wie z. B. der relativen CIC-Konzentra
tionen in Form eines Titers möglich ist.
Als ein geeigneter, immunologischer Test bzw. ein geeignetes
Verfahren zum Nachweis in Körperflüssigkeit zirkulierender Im
munkomplexe wurde bereits bei der Hauptanmeldung ein Verfahren
mit den folgenden Schritten vorgeschlagen:
- 1. Fixieren von monoklonalen oder polykonalen Antikörpern, die an die in den CICs enthaltenen Antigene spezifisch binden, über die Fc-Region in geeigneter Weise auf einem ggf. hierfür vorbereiteten Träger;
- 2. Inkontaktbringen einer Körperflüssigkeits-, vorzugsweise einer Blutplasmaprobe, die auf Anwesenheit von CICs ge testet werden soll, mit den Antikörpern;
- 3. Inkontaktbringen eines Sekundärantikörpers einer anderen als der getesteten Spezies, vorzugsweise eines Ziege- anti-Spezies-Antikörpers, der spezifisch ist auf Antikör per der Spezies, deren Körperflüssigkeitsprobe verwendet wurde, mit der nach Schritten (1) und (2) behandelten Probe;
- 4. Nachweis und/oder Bestimmung der Menge des Sekundäranti körpers durch ein geeignetes immunologisches Nachweisver fahren.
Hierbei sind die in Schritt (1) verwendeten Antikörper, vor
zugsweise monoklonale BDV-spezifische N- und/oder P-Protein-
Antikörper, die beispielsweise von der Maus gewonnen wurden.
Der gegebenenfalls in geeigneter Weise vorbereitete Träger kann eine ab
sorptiv fixierende Kunststoff-Testplatte oder ein entsprechen
des Teströhrchen sein, wobei diese Platte oder das Röhrchen
vorzugsweise zunächst mit Sekundärantikörpern möglichst voll
ständig belegt wird, die gegen die Spezies, von der die CIC-
Antigen-spezifischen Antikörper gewonnen wurden, spezifisch
sind, und in einem hierauf folgenden Schritt der Plattenvorbe
reitung die CIC-Antigen-spezifischen Antikörper auf diese Se
kundärantikörperschicht aufgebracht werden.
Alternativ kann die Fixierung der CIC-Antigen-spezifischen
Antikörper in Schritt (1) des Verfahrens auch mit einem geeig
neten anderen Verfahren erfolgen, mit dem es möglich ist, die
Antikörper in geeigneter Ausrichtung sicher auf der Platte zu
fixieren, z. B. durch Aufbringen einer Grundschicht aus C1q auf
einen Polystyrolträger. Das Aufbringen einer solchen Grund
schicht bewirkt generell, daß mit den kostbareren CIC-spezi
fischen Antikörpern sparsamer umgegangen werden kann.
Der Nachweis gemäß Schritt (4) des Verfahrens kann beispiels
weise über einen enzymgekoppelten Sekundärantikörper erfolgen,
an dem mit einem geeigneten Substrat eine Farbreak
tion ausgelöst wird. In der derzeit bevorzugten Ausführungsform
wird der Sekundärantikörper mit alkalischer Phosphatase gekop
pelt und mit p-Nitrophenylphosphat visuell sichtbar bzw. mit
optischen Detektoren auslesbar gemacht, indem die Reaktion zwi
schen der alkalischen Phosphatase und dem para-Nitrophenyl
phosphat, die zu einem gelben Farbstoff führt, ausgenutzt wird.
Als Sekundärantikörper im Sinne der Erfindung wird ein Antikör
per bezeichnet, der nicht für ein Antigen spezifisch ist, son
dern für einen anderen Antikörper, d. h. einen als "fremd" er
kannten Antikörper einer anderen Spezies.
Die Bestimmung der CICs kann in jeder Körperflüssigkeit erfol
gen, in der diese CICs in hinlänglicher Konzentration vorkom
men. In der derzeitig bevorzugten Ausführungsform ist die Kör
perflüssigkeit, an der der Test vorzugsweise vorgenommen wird,
eine aus Citratblut gewonnene Blutplasmaprobe. Es kann jedoch
u. a. auch Liquor verwendet werden.
Für die Testkombination werden BDV-Antigene und BDV-spezifische
Antikörper benötigt. Als Antigen-Quelle können mit BDV infi
zierte Zellen dienen. Der Test wird nicht gestört oder ver
fälscht, wenn anstelle isolierter Antigene (homogenisierte) an
tigenhaltige Zellsuspensionen direkt verwendet werden. In einem
in den Beispielen zitierten Test (siehe "AK-Test") wurde z. B.
eine 10%ige Gehirnsuspension eines an der Borna'schen Krankheit
verstorbenen Pferdes in Verdünnung verwendet.
Der Anmelder hat zur Hauptanmeldung bei der Deutschen Sammlung
für Mikroorganismen und Zellkulturen fetale menschliche Oligo
dendrogliazellen fremdviren- und mykoplasmenfrei hinterlegt,
die als Zellinie wachsen und persistent mit BDV infiziert sind.
Diese Hinterlegung erfolgte nach den Bedingungen des Budapester
Vertrags am 12.12.1997; der Kultur OLIGO/TL wurde die Be
zeichnung und Identifikationsnummer "DSM ACC 2334'' zugewiesen.
Die Zellinie stammt aus dem Bestand des Anmelders. Die fetalen
menschlichen OL-Zellen sind ohne CPE persistent mit BDV infi
ziert. Die interne Bezeichnung dieser Zellinie, die etwa 110
Passagen durchlaufen hat, ist OLIGO/TL (bzw. OL/TL).
Aus diesen Zellen kann jederzeit Antigen, das für die Verwen
dung gemäß der Erfindung geeignet ist, gewonnen werden. Außer
dem können mit Hilfe dieser Zellinie andere Zellinien infiziert
werden - beispielsweise auch Tierzellinien. Der Titer beträgt
ca. 103 FFU/ml. Insbesondere enthalten die Zellen auch die oben
beschriebenen Antigene p40 und p24.
Mit Hilfe der Zellsuspension als solcher oder auch mit daraus
gereinigten Proteinen können jederzeit BDV-spezifische, monoklo
nale oder polyklonale Antikörper in an sich bekannter Weise
produziert werden. Derzeitig bevorzugt werden monoklonale N-
und P-Antikörper von der Maus. Dazu werden, wie üblich, Mäuse
infiziert bzw. immunisiert und aus deren B-Zellen Hybridomakul
turen hergestellt. Die Überstände werden auf Antikörper durch
getestet (screening), die BDV-spezifisch "anfärben". Bezüglich
der Gewinnung von Antikörpern siehe auch "H. Ludwig et al.,
Arch. Virol. (1993), Suppl. 7: 111-113".
Um das Verständnis der Erfindung zu erleichtern, werden im fol
genden die technischen Einzelheiten der Testkombination be
schrieben, von der Behandlung der Blutprobe bis zur Auswertung.
Die Anwendung wird mit einzelnen Beispielen illustriert. Die
Beispiele dienen rein illustrativen Zwecken. Selbstverständlich
können die Prinzipien der Erfindung auch auf andere Weise umge
setzt werden.
Für die Untersuchung auf eine BDV-Infektion werden 10 ml
Citratblut benötigt. Dabei werden zu 1 ml einer 0,106 molaren
Natriumcitrat-2-hydrat-Lösung 9 ml venöses Probandenblut gege
ben und gut gemischt. Empfehlenswert ist die Verwendung von
fertigen Citratröhrchen, z. B. die 10 ml Monovette 9 NC von Sar
stedt. Die Probe soll bis zum Versand an das Untersuchungslabo
ratorium bei 4°C gelagert werden. Ein Versand per Eilzustellung
ohne Kühlung (Dauer 1 bis maximal 3 Tage) beeinträchtigt die
Probenqualität nicht.
Die Citratblutprobe wird mit einer Dichtegradienten-Zentri
fugation in die Plasmafraktion und die zellulären Blutbestand
teile getrennt. Die Plasmafraktion wird zur Testung von CIC und
AK verwendet.
Die Zellfraktion der weißen Blutzellen (PBMCs) kann nach Aufbe
reitung zur AG-Testung verwendet werden. Wenn nur Tests mit
Plasma durchgeführt werden sollen, kann der Rest verworfen wer
den.
Für die Trennung der Bestandteile wird je nach Tierspezies eine
Ficoll-Trennlösung (Biochrom) unterschiedlicher Dichte verwen
det.
Für 6 ml Blut werden benötigt:
Mensch 3 ml Ficoll mit Dichte 1,077;
Pferd 3 ml Ficoll mit Dichte 1,090;
Rind 2 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 1 ml Ficoll mit Dichte 1,068;
Katze 2,8 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 0,2 ml PBS pH 7,2;
Hund 2,8 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 0,2 ml PBS pH 7,2;
Kaninchen 2,8 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 0,2 ml PBS pH 7,2.
Mensch 3 ml Ficoll mit Dichte 1,077;
Pferd 3 ml Ficoll mit Dichte 1,090;
Rind 2 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 1 ml Ficoll mit Dichte 1,068;
Katze 2,8 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 0,2 ml PBS pH 7,2;
Hund 2,8 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 0,2 ml PBS pH 7,2;
Kaninchen 2,8 ml Ficoll mit Dichte 1,077 + 0,2 ml PBS pH 7,2.
- 1. Konische 10-ml-Einwegröhrchen mit 3 ml Ficoll-Trennlösung der entsprechenden Dichte füllen und mit maximal 6 ml Citrat blut überschichten.
- 2. Probe für 20 min bei 1049 g (2200 Upm, Heraeus Christ Mini fuge) zentrifugieren (für alle Proben mit Ficoll < 1,090 Dich te); bei Ficoll mit 1,090 Dichte für 20 min bei 1249 g (2400 Upm) zentrifugieren.
- 3. Plasma-Fraktion (Überstand) vorsichtig mit Einweg-Pasteur pipette abnehmen; für die Soforttestung am selben Tag bei 4°C lagern, für eine spätere Testung bei -20°C lagern.
- 4. Die Leukozytenfraktion bildet einen erkennbaren Ring auf bzw., über dem Ficoll, während die (nicht benötigte) Erythro zytenfraktion im Ficoll als Pellet vorliegt. Nach dem Abnehmen des Plasmas, Zellring mit Einwegpasteurpipette aufnehmen und in ein neues konisches 10-ml-Plastikröhrchen überführen, mit PBS auffüllen und gut mischen.
- 5. Weiße Blutzellen (PBMCs) für 10 min bei 1952 g (3000 Upm) zentrifugieren. Überstand verwerfen und Pellet in maximal 0,5 ml PBS = Konzentrierung ca. 10f aufnehmen. Lösung in sterile Tiefgefrierröhrchen (z. B. Nunc, 1,5 ml) mit Schraubver schluß überführen.
- 6. Für die sofortige Testung interner BDV-Antigene (s. unten), Lagerung der Zellen in PBS bei 4°C, bei späterer Testung Lage rung bei mindestens -20°C, besser bei -70°C.
Für die Testung von AG in PBMCs und/oder im Blutplasma und CIC
sowie AK im Plasma wird eine Testkombination von EIA (enzyme
immune assay) - Basis (Festphasen-Assay) verwendet. Die ersten
beiden Testschritte sind für alle drei Testsysteme gleich. Die
nachfolgende Beschreibung in Form von Testprotokollen teilt
sich daher auf in:
- A) Beschichtung der Testplatten (A1 und A2);
- B) Protokoll für AG-, CIC- und AK-Test.
Es werden als Plastikträger für die nachfolgenden Reaktionen
Maxi-Sorp-Immuno-Module (Nunc® Maxi Sorp F8, Cat. No. 469949)
verwendet. In einen Rahmen passen 12 Module mit 8 senkrecht an
geordneten, flachen Plastikvertiefungen hinein und haben exakt
die Maße einer 96-Loch-Mikrotiterplatte (Standardmaß für EIA-
Systeme):
- 1. 0,1 ml pro Vertiefung von AffiniPure® Ziege-anti-Maus-IgG,
Fc-Fragment, absorbiert gegen Human, Rind, Pferd Serumpro
teine (Dianova®, Kat. Nr. 115-005-071), verdünnt 1 : 1000 (= 1,8 Mikrogramm
Protein pro Milliliter) in Kopplungspuffer; Inkuba
tion über Nacht bei 4°C oder 2 h bei 37°.
Waschen 3 × in Waschpuffer (Dynatech 96-Loch Platten-Washer). - 2. 0,1 ml pro Vertiefung von monoklonalen Antikörpern gegen das BDV-N-Protein p40 und das BDV-P-Protein p24 (W1 und KFU2, ref.: Arch. Virol. (1993) Suppl. 7: 111-133) (als "Catch"- Antikörper), jeweils verdünnt 1 : 500 in Verdünnungspuffer. Inku bation für 2 h bei 37°C oder über Nacht bei 4°C.
Die Platten können danach bei 4°C mindestens bis zu 4 Wochen
vor Weiterbenutzung gelagert werden.
- - Waschen der bis A2 beschichteten Platten, 3 × in Waschpuffer.
- - Ultraschall-Behandlung (20 Zyklen min-1, 40 mA) (Branson Sonifier B15P; ref. Mol. Psychiatry (1996) 1: 200-212) der in I. isolierten PBMCs.
- 1. Probenverdünnung: 0,1 ml Verdünnungspuffer in jede Vertie
fung der vorbeschichteten Platten vorlegen, in A ultrabeschall
te PBMCs (0,1 ml) oder Blutplasma (0,1 ml) zugeben (= 1 : 2) und
weitere 7 Stufen zur Basis 2 (bis 1 : 256) weiterverdünnen; Inku
bation über Nacht bei 4°C.
Waschen 3 × in Waschpuffer. - 2. 0,1 ml pro Vertiefung BDV-spezifisches Kaninchen-Antiserum
(z. B. GC 12, Immunfluoreszenztiter 1 : 10000) (= Detektions-
Antikörper) in entsprechender Verdünnung (1 : 1000, 10fach kon
zentrierter als IF-Titer) in Verdünnungspuffer; Inkubation 2 h
bei 37°C.
Waschen 3 × in Waschpuffer. - 3. 0,1 ml pro Vertiefung von mit alkalischer Phosphatase ge
koppeltem Affini Pure® Ziege-anti-Kaninchen-IgG, Fc-Fragment
spezifisch, absorbiert gegen Human Serumproteine (Dianova®,
Kat. Nr. 111-055-046) (= Sekundär-Antikörper), verdünnt 1 : 3000
in Konjugatverdünnungspuffer; Inkubation für 1 h bei 37°C.
Waschen 3 × in Waschpuffer. - 4. 0,1 ml pro Vertiefung der Substratlösung (1 mg/ml p-Nitro phenylphosphat; Sigma, erhältlich als Substrat-Tabletten) in Substratverdünnungspuffer; Inkubation 5-10 min bei Raumtempera tur, bzw. bis zur Entwicklung der Farbreaktion (Umschlag von farblos nach gelb) in der Positivkontrolle.
- 5. 0,05 ml pro Vertiefung der Stoplösung (3 molare NaOH- Lösung) zugeben
- 6. Messung bei 405 nm in einem Multiscan für Mikrotiterplat ten (z. B. BIO RAD 2550 EIA READER oder Dynatech); "Blank"- Messung gegen nicht umgesetztes Substrat. Semiquantitative Aus wertung ausreichend: (+) = schwach positiv bis maximal 4+ = sehr stark positiv; +/- bedeutet grenzwertig und erfordert eine zweite Untersuchung (Beispiel s. bei Anwendung).
- - Waschen der bis A2 beschichteten Platten, 3 × in Waschpuffer.
- 1. Probenverdünnung: 0,1 ml Verdünnungspuffer in jede Vertie
fung der vorbeschichteten Platten vorlegen; in A: 0,09 ml Ver
dünnungspuffer zufügen +0,01 ml des in I. präparierten Blut
plasmas (= Verdünnung 1 : 20), weitere 7 Stufen zur Basis 2 (bis
1 : 2560) weiterverdünnen; Inkubation für 1-2 h bei 37°C
(Standardzeit: 1 h bei 37°C).
Waschen 3 × mit Waschpuffer. - 2. 0,1 ml pro Vertiefung von mit alkalischer Phosphatase ge
koppeltem Ziege-anti-Spezies (entsprechend der Spezies der Pro
be) IgG, Fc-Fragment (ebenfalls erhältlich von Dianova®)
(= Sekundär-Antikörper), verdünnt 1 : 3000 in Konjugatverdünnungs
puffer; Inkubation für 1 h bei 37°C.
Waschen 3 × in Waschpuffer. - 3. 0,1 ml pro Vertiefung der Substratlösung (1 mg/ml p-Nitro phenylphosphat; Sigma, erhältlich als Substrat-Tabletten) in Substratverdünnungspuffer; Inkubation 5-10 min bei Raumtempe ratur, bzw. bis zur Entwicklung der Farbreaktion (Umschlag von farblos nach gelb) in der Positivkontrolle
- 4. 0,05 ml pro Vertiefung der Stoplösung (3 molare NaOH- Lösung) zugeben.
- 5. Messung bei 405 nm in einem Multiscan für Mikrotiterplat ten (z. B. BIO RAD oder Dynatech); "Blank"-Messung gegen nicht umgesetztes Substrat. Semiquantitative Auswertung ausreichend von (+) bis 4+ (vgl. auch Test B); Titerangaben mit Endpunktbe stimmung aber ebenfalls möglich (Beispiele s. Anwendung).
- - Waschen der bis A2 beschichteten Platten, 3 × in Waschpuffer.
- 1. 0,1 ml pro Vertiefung von einer 10%igen Gehirnsuspension
(= Detektions-Antigen) eines an der Borna'schen Krankheit ver
storbenen Pferdes, in entsprechender Verdünnung (1 : 50) in Ver
dünnungspuffer; alternativ kann Zellkulturüberstand der am
12.12.1997 unter Nr. DSM ACC2334 bei der DSMZ hinterlegten per
sistent mit einem Borna-Disease-Virusstamm infizierten Zellinie
verdünnt zwischen 1 : 100 und 1 : 300 in Verdünnungspuffer, verwen
det werden (bei Virustiter 106 ffu/ml: 1 : 300). Inkubation über
Nacht bei 4°C. (ffu = focus forming units).
Waschen 3 × in Waschpuffer - 2. Probenverdünnung: 0,1 ml Verdünnungspuffer in jede Vertie
fung der vorbeschichteten Platten vorlegen, in A: 0,08 ml Ver
dünnungspuffer zufügen +0,02 ml des in I. präparierten Blut
plasmas, vorverdünnt 1 : 5, (= Verdünnung 1 : 50), weitere 7 Stufen
zur Basis 2 (bis 1 : 6400) weiterverdünnen; Inkubation für 1 h
bei 37°C.
Waschen 3 × mit Waschpuffer. - 3. 0,1 ml pro Vertiefung von mit alkalischer Phosphatase ge
koppeltem Ziege-anti-Spezies (entsprechend der Spezies der Pro
be) IgG, Fc-Fragment-spezifisch (Dianova®) (= Sekundär-
Antikörper), verdünnt 1 : 3000 in Konjugatverdünnungspuffer; In
kubation für 1 h bei 37°C.
Waschen 3 × in Waschpuffer. - 4. 0,1 ml pro Vertiefung der Substratlösung (1 mg/ml p-Nitro phenylphosphat; Sigma, erhältlich als Substrat-Tabletten) in Substratverdünnungspuffer; Inkubation 5-10 min bei Raumtempe ratur, bzw. bis zur Entwicklung der Farbreaktion (Umschlag von farblos nach gelb) in der Positivkontrolle.
- 5. 0,05 ml pro Vertiefung der Stoplösung (3 molare NaOH- Lösung) zugeben.
- 6. Messung bei 405 nm in einem Multiscan für Mikrotiterplat ten (z. B. BIO RAD oder Dynatech); "Blank"-Messung gegen nicht umgesetztes Substrat. Auswertungsmöglichkeiten wie Test C.
Stammlösung A: 0,02 M NaH2
PO4
. H2
O 2,76 g ad 1000 ml A. bidest.
Stammlösung B: 0,02 M Na2
Stammlösung B: 0,02 M Na2
HPO4
. 2H2
O 3,561 g ad 1000 ml
A. bidest.
Gebrauchslösung:
65 ml Lösung A + 45 ml Lösung B + 14,6 g NaCl ad 1000 ml A. bidest pH 7,6.
Gebrauchslösung:
65 ml Lösung A + 45 ml Lösung B + 14,6 g NaCl ad 1000 ml A. bidest pH 7,6.
NaCl | 45 g (9 g pro 1000 ml) |
Tween 20 | 2,5 g (0,5 g pro 1000 ml) |
NaN3 | 1,0 g (0,1 g pro 1000 ml) |
ad 5000 ml A. bidest
KH2PO4 | 0,2 g |
Na2HPO4 . 12H2O | 2,9 g |
NaCl | 8,0 g |
KCl | 0,2 g |
Tween 20 | 0,5 g |
NaN3 | 0,2 g |
ad 1000 ml A. bidest, pH 7,2 muß kontrolliert bzw. eingestellt
werden.
TRIS | 2,4 g |
NaCl | 8,0 g |
KCl | 0,2 g |
Tween 20 | 0,5 g |
In 900 ml A. bidest lösen, mit konz. HCL auf pH 8,0 einstellen,
dann auf 1000 ml auffüllen.
Diäthanolamin | 97 ml |
MgCl2 | 0,1 g |
NaN3 | 0,2 g |
In 843 ml A. bidest lösen, dann 60 ml 1 N HCL zugeben, pH 9,8
einstellen.
NaOH | 120 g |
Od 1000 ml A. bidest
- 1. Ficoll®-Trennmedien: Biochrom KG, D-12247 Berlin.
- 2. Citratröhrchen: Sarstedt, D-51588 Nümbrecht.
- 3. EIA Mikrotiter-Strips (Maxi Sorp Immuno Module) F-Form: Nunc, Roskilde, Dänemark.
- 4. Enzymkonjugate für Sekundär-Antikörper: Dianova, Hersteller: Jackson Immuno Research Labs Inc., West Grove, PA, USA.
- 5. Waschgerät für EIA-Teste: Dynatech Ultrawash plus; Dynatech Labs. Inc. Chantilly, VA, USA.
- 6. Substrat für Enzym-Konjugate (für alkalische Phosphatase): Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA.
- 7. Puffersubstanzen (in III) außer KCL: Merck KGaA, D-64271 Darmstadt; Fluka Chemie AG, CH-9471 Buchs.
- 8. Photometer (für Mikrotiterplatten): BIO RAD Labs. Hercules, Ca, USA oder Dynatech Labs Ind., Chantilly, VA, USA.
- 9. Ultraschallgerät zum Zellaufschluß der PBMCs: Branson Soni fier, B15JP, Branson Sonic Power Company, Danbury, CT, USA.
- 1. W1, erkennt ein sequentielles Epitop auf dem N-Protein (p40) von BDV. Die Bindungsstelle ist konserviert, d. h. wird wirtsspezies-übergreifend erkannt. Der Antikörper ist in der Referenz Arch. Virol. (Suppl) (1993) 7: 111-133 charakterisiert.
- 2. KFU 2, erkennt ein sequentielles Epitop auf dem P-Protein (p24) von BDV. Die Bindungsstelle ist konserviert, d. h. wird wirtsspezies-übergreifend erkannt. Der Antikörper ist in der Referenz Arch. Virol. (Suppl) 7: 111-133 (1993) charakterisiert.
Es können Seren experimentell infizierter Kaninchen verwendet
werden (Ref. wie unter V, 1a). Sie müssen einen Mindesttiter
von 1 : 2000 im Immunfluoreszenztest haben und im Western-Blot
mindestens das N- und P-Protein von BDV (p40 und p24) erkennen.
Da Bornaviren nach dem jetzigen Forschungsstand genetisch sehr
stabil sind, d. h. nur geringe Sequenzunterschiede in verschie
denen Virusstämmen gefunden wurden, erkennen polyklonale Anti
seren in der Regel die Proteine von Bornaviren verschiedener
Spezies.
Dies gilt auch für die bisher erhaltenen wenigen Humanstämme
(Ref. Mol. Psychiatry (1996) 1: 200-212; Virus Res. (1996) 44:
33-44.), obwohl die Humanstämme auf Aminosäure-Ebene relevante
Punktmutationen zeigen, die bei Tierstämmen bisher nicht gefun
den wurden.
Zusätzlich zu dem in der Testbeschreibung genannten Serum GC12
und weiteren, durch Infektion mit Tierreferenzstamm V erhalte
nen Antiseren können definierte Kaninchenseren verwendet wer
den, die durch experimentelle Infektion mit den verschiedenen
humanen BDV-Stämmen erzeugt worden sind (Ref. Mol. Psychiatry
(1996) 1: 200-212) und das gesamte Spektrum viraler Proteine er
kennen.
Gehirnsuspensionen (10%ig) an der Borna'schen Krankheit ver
storbener Pferde enthalten eine hohe Konzentration viraler Pro
teine (insbesondere N- und P-Protein). Eine als Folge der BDV-
Infektion sich entwickelnde progrediente, neurologische Erkran
kung mit Todesfolge ist selten im Vergleich zu phasisch auftre
tenden, spontan remittierenden Verhaltensstörungen bzw. zu sub
klinisch verlaufenden BDV-Infektionen (Ref.: Arch. Virol (1997)
Suppl. 13: 167-182). Die als sog. klassische Borna'sche Krank
heit bezeichnete Enzephalitis wird wahrscheinlich durch eine
außer Kontrolle geratene Virusproduktion verursacht. Die Viru
stiter im Gehirn erreichen 105 bis 106 FFU/ml und liegen damit
im Bereich experimentell infizierter Labortiere (Ref.: Prog.
med. Virol. (1988) 35: 107-151).
Als Antigen-Suspensionen können direkt definierte Gehirnsuspen
sionen eingesetzt werden, zu denen der Virus- und Antigentiter
bestimmt wurde. Für den AK-Test in dem beschriebenen Aufbau
sind auch Suspensionen aus persistent mit BDV (Tier- und Men
schenstämme) infizierten Zell-Linien verwendbar. Letztere eig
nen sich besonders für Standardisierungszwecke. Verwendbare
Zell-Linien sind gemäß dem Budapester Vertrag unter Nummer DSM
ACC 2334 bei der DSMZ hinterlegt (Hinterlegungsdatum 12.12.97).
Definierte Antigen-Lösungen sind für Test B (AG-Test) als Posi
tivkontrolle einsetzbar.
Die Testkombination ist als Tripeltest für drei verschiedene
infektionsrelevante BDV-Testparameter, nämlich Antigen (AG,
Test B), zirkulierende Immunkomplexe (CIC, Test C) und Antikör
per (AK, Test D) in einer einzigen Blutprobe konzipiert. Die
Tests können auch jeweils einzeln durchgeführt werden, bei
spielsweise zur Überprüfung ganz bestimmter vermuteter Krank
heitsphasen. Die Teste sind als Festphasenassay aufgebaut und
werden photometrisch ausgewertet. Die Testreaktionen und Abläu
fe finden in Mikrotitersystemen statt, die heute Laborstandard
sind.
Der als Basisbeschichtung beschriebene Teil A wird für alle
drei bzw. vier Teste gleichermaßen genutzt. Die Basisbeschich
tung ist ein Kernstück der Testkombination und ist für die hohe
BDV-Spezifität verantwortlich. Diese wird durch ein Set aus
zwei monoklonalen Antikörpern erzeugt, die gegen konservierte
Epitope des N- und P-Protein von Bornavirus (p40, p24) gerich
tet sind. Ein sehr effizienter Einsatz dieser "Catch"-
Antikörper wird durch eine Vorbeschichtung mit einem Anti-Maus-
Antikörper erzielt. Ohne diese Vorbeschichtung ist eine affini
tätschromatographische Reinigung der spezifischen monoklonalen
Antikörper notwendig. Im Test B für den AG-Nachweis werden in
den PBMCs oder im Blutplasma (frei) vorhandene p40- und p24-Pro
teine von den "Catch"-Antikörpern gebunden. Mit polyklonalen
Detektions-Antikörpern vom Kaninchen, die ebenfalls BDV-
spezifisch sind, wird das gebundene Antigen aus der Probe er
kannt und über das Enzym-gekoppelte Indikatorsystem sichtbar
gemacht. Dieses sogenannte "double-Sandwich"-Prinzip hat den
Vorteil, daß geringe Mengen von BDV-Antigen in einer großen
Menge zellulärer Proteine, durch spezifische Bindung an zwei
verschiedene Antikörpersysteme, nachweisbar werden.
Im Test C für den CIC-Nachweis wird der Antigenteil von im
Plasma vorhandenen BDV-Immunkomplexen von den "Catch"-
Antikörpern gebunden. Der Antikörperteil des Immunkomplexes
wird in dem nächsten Reaktionsschritt mit einem Enzym
markierten Anti-Antikörper (Sekundär-Antikörper) gebunden und
dies über das Indikatorsystem sichtbar gemacht. Mit diesem in
der Praxis verblüffend einfachen Testaufbau werden nur CICs
sichtbar, die BDV-spezifisch und damit diagnostisch relevant
sind. Dieser Test ist das Kernstück der Erfindung und schließt
die bisher vorhandene diagnostische Lücke. BDV-spezifische CICs
wurden von den Erfindern entdeckt und ihr Nachweis entwickelt.
Im Test D für den AK-Nachweis werden im Plasma vorhandene
(freie) BDV-Antikörper gegen p40 und p24 über eine Detektions-
Antigenlösung bestimmt, die zuvor von den "Catch"-Antikörpern
gebunden wurde. Die spezifisch gebundenen Antikörper werden
über Enzym-markierte Anti-Antikörper (Sekundärantikörper), das
Indikatorsystem, sichtbar gemacht. Der Testaufbau hat den Vor
teil, daß als Detektions-Antigenlösung ungereinigte infizierte
Gehirn- oder Zellkultursuspensionen verwendet werden können,
ohne an Spezifität zu verlieren. Die Spezifität wird durch die
"Catch"-Antikörper gewährleistet.
Für andere einfachere AK-Tests auf EIA-Basis wird immer gerei
nigte Antigenlösung erforderlich sein, die als Festphase an den
Plastikträger gebunden werden muß. Diese Teste sind zwar kürzer
in der Durchführung, aber durch die Antigenreinigung aufwendig
und kostspielig.
Als Standard-BDV-Antikörpertest wird anderenorts gegenwärtig
der indirekte Immunofluoreszenztest durchgeführt (Ref.: J.
Med. Virol. (1992) 36: 309-315). Der Test hat gegenüber neuen
Systemen den Vorteil, daß die Ergebnisse quantitativ und quali
tativ mit anderen Laboratorien verglichen werden können
(Review: CTMI (1995) 190: 103-130). Immunfluoreszenztiter sind
in der Regel niedriger als EIA-Titer. In den in Sektion VII
dargestellten Längsschnittuntersuchungen wurden die Antikörper
mit Immunfluoreszenz bestimmt, um Vergleichbarkeit zu gewähr
leisten mit nur auf serologischer Basis erhobenen Ergebnissen
anderer.
Der in Testkombination dargestellte AK-Test auf EIA-Basis ver
bessert die Nachweismöglichkeit der Antikörper wegen höherer
Sensivität, ändert aber im Endergebnis nichts an den in der
Einführung beschriebenen niedrigen Titern und dem Absinken un
ter die Nachweisgrenze. Deswegen schließt ein fehlender AK-
Nachweis mit herkömmlichen Methoden eine BDV-Infektion nicht
aus. Das nur vorübergehende Auftreten freier Antikörper ist
durch die CIC-Bildung erklärbar.
Aufgrund der vier Testparameter ergibt sich folgendes Diagnose
konzept:
cAG: Der Antigentest aus PBMCs ist geeignet als Akutmarker für
die Virusvermehrung. cAG ist nur kurz während der Krankheits
phase meßbar.
pAG: Das ins Plasma exprimierte Antigen tritt als Ergebnis der
Virusvermehrung in den Zellen auf. Es erscheint im allgemeinen
etwas später als cAG, manchmal aber auch mit diesem gleichzei
tig, und ist oft einige Wochen nachweisbar. pAG ist ebenfalls
ein Akutmarker während der Krankheitsphase. Seine Nachweisbar
keit ist jedoch von der Schnelligkeit der Antikörper- und an
schließenden CIC-Bildung abhängig. Bei Verlaufsuntersuchungen
(wöchentlich) wurde festgestellt, daß bei einzelnen Proben nur
pAG positiv gemessen wird (z. B. Woche 1; nur pAG, Woche 2: pAG
+ CIC etc.).
CIC: Die zirkulierenden Immunkomplexe sind sehr gute Infekti
onsmarker und Therapie-Kontrollmarker. Unter antiviraler Thera
pie ist langfristig ein Verschwinden der CICs bzw. keine Neu
bildung zu beobachten. Die Halbwertzeit der CICs beträgt theo
retisch vier Wochen; CICs sind jedoch oft viele Wochen nach dem
akuten Krankheitsgeschehen noch nachweisbar. Ohne Therapie
bleibt ein wechselnder Level an CICs i. d. R. erhalten. Die Mes
sung der CICs ist als Screening latenter Infektionen daher auch
bei Gesunden geeignet.
AK (Ab): Antikörper treten stets erst stimuliert durch die An
tigene auf. In der akuten Phase ist der Antikörpertiter niedrig
oder nicht nachweisbar, da die Antikörper in den Immunkomplexen
gebunden werden. Besser nachweisbar sind die Antikörper in der
Rekonvaleszenzzeit. (Anmerkung: Es wird darauf hingewiesen, daß
die früher von dritter Seite publizierten Daten sich immer auf
den Immunfluoreszenztest (IF) beziehen, der erheblich unemp
findlicher ist, so daß nur ab und zu Antikörper nachweisbar wa
ren.
In den Fig. 1, 2, 4 und 5 wird schematisch gezeigt, wie sich
der Zustand der Infektion (besonders in der Krankheitsphase)
dauernd verändert und daß für diesen Typus einer persistieren
den Virusinfektion (mit niedriger Replikationsrate während der
Aktivierungsphasen) diagnostisch eine Erfassung mehrerer Para
meter optimal ist. Aufgetragen ist jeweils die Extinktion bei
405 nm über "Wochen" (Untersuchungsverlauf). Die Abbildungen
zeigen den Verlauf für:
CIC - zirkulierende Immunkomplexe,
cAg - zelluläres Antigen,
pAg - Antigen im Plasma,
Ab - Antikörper (EIA).
CIC - zirkulierende Immunkomplexe,
cAg - zelluläres Antigen,
pAg - Antigen im Plasma,
Ab - Antikörper (EIA).
Fig. 1 zeigt die Daten des Humanpatienten 1 (Initialen D. R.),
eines rMDD-Patienten im Alter von 59 Jahren während stationärer
klinischer Betreuung (Behandlung mit Antigendepressiva, nicht
antiviral). Der Untersuchungszeitraum betrug ca. 3 Monate (18 Wochen).
Testsystem: EIA; Verdünnung: cAG 1 : 2, CIC 1 : 20, pAG
1 : 2, Ab 1 : 100; Ausschlußgrenze 0,1 Probenursprung: für cAG: für
cAG ultrabeschallte PBMCs, sonst entsprechende Plasmaproben.
Fig. 2 zeigt ein Fig. 1 entsprechendes Diagramm für einen 30-
jährigen OCD-Patienten (OCD = obsessive compulsive disorder)
während stationärer klinischer Behandlung). Die BDV-Infektion
spielt bei diesen Patienten ebenso wie bei den depressiven Pa
tienten eine nicht unerhebliche Rolle. Bei beiden Patienten
gruppen - depressiven wie OCD-Patienten - können serotoninge
steuerte Vorgänge gestört sein. Dies könnte damit zusammenhän
gen, da das BDV-Virus funktionell bestimmte Positionen im Gehirn
und an den Nervenknoten angreift. Fig. 1 und 2 zeigen unter
einander ähnliche Parameterentwicklungen.
Fig. 3 zeigt 2 Beispiele aus dem Tierbereich, und zwar zwei
Bornakranke Pferde. Hier wurde jeweils nur eine Probe unter
sucht. Gut zu erkennen ist das Verhältnis von CIC zu pAG
(freies Plasmaantigen) und Ab (= freie Plasmaantikörper (AK),
gemessen mit EIA). Probe 4311 wurde von einem Pferd aus Nord
deutschland (Initiale G.) gewonnen, das im März 1997 aufgrund
der (fraglichen) klinischen Diagnose "Bornakrankheit) unter
sucht worden war. Der IF-Antikörpertiter betrug 1 : 40. Probe
5231 wurde von einem Pferd aus Süddeutschland (Initiale D.) ge
wonnen, das im Mai 1997 aufgrund der klinischen Diagnose Bor
na'sche Krankheit untersucht worden war. Der IF-Antikörpertest
war negativ. Das Pferd war zwei Monate vorher, im März 1997,
erkrankt und zeigte Apathie und Somnolenz. Im Mai noch verblie
bene Symptome waren Kopfschütteln und steifer Gang (Meßpara
meter zu EIA: Verdünnung cAG 1 : 2, CIC 1 : 20, pAG 1 : 2, Ab 1 : 100,
Ausschlußgrenze = 0,1, Probengrundlage: cAg: ultrabeschallte
PBMCs, sonst entsprechende Plasmaproben).
Die den Abbildungen zugrundeliegenden Daten werden im folgenden
in Tabellenform wiedergegeben:
Fig. 4a) bis d) schließlich zeigt verschiedene Ergebnisse an
CSF-Proben in verschiedener Verdünnung. Die Abb. a) bis
c) zeigen hohe positive Antigenmarker bei Affektstörungen und
d) negative Testergebnisse bei Schizophrenen.
Die hohen Werte sprechen für eine vorübergehend starke Virus
vermehrung im Gehirn während der akuten Depression.
Zu den Figuren im einzelnen:
Fig. a: CSF-Probe von Patient 36 - major depressive disorder,
zweite Episode, weiblich, 58 Jahre.
Fig. b: CSF-Probe Patient 137 - major depressive disorder,
zweite Episode, weiblich, 29 Jahre.
Fig. d: CSF-Proben Patient 27: Schizophrenie, paranoider Ty
pus, chronisch, männlich, 39 Jahre; Patient 62: Schizophrenie,
paranoider Typus; unspezifisch, weiblich, 37 Jahre; Patient
130: Schizophrenie, paranoider Typus, subchronisch, weiblich,
20 Jahre.
Claims (4)
1. Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus(BDV)-
Infektionen gemäß Patentanmeldung 197 58 017, bei welchem an
einer zu untersuchenden Körperflüssigkeitsprobe ein BDV-Anti
gennachweis durchgeführt wird, dadurch gekennzeichnet, daß der
Antigen-Nachweis an einer Blutplasmaprobe, Liquor oder Urin
durchgeführt wird.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß bei
dem BDV-Antigennachweis das BDV-Nukleoprotein p40 (40 kDa rela
tives Molekulargewicht, "N-Protein") und/oder das BDV-Phospho
protein p24 (24 kDA rel. Molekulargewicht, "P-Protein") nachwie
sen werden.
3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet,
daß zur praktisch lückenlosen Erfassung persistenter BDV-
Infektionen zusätzlich gemäß der in der Patentantmeldung 197 58 017
beschriebenen Weise ein Nachweis auf frei zirkulierende
Immunkomplexe aus BDV-Antigenen und hieran angelagerten spezi
fischen Antikörpern und/oder auf BDV-spezifische Antikörper
durchgeführt wird.
4. Verfahren nach Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, daß die
genannten Nachweise sämtlich an Blutplasmafraktionen durchge
führt werden.
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE1998160255 DE19860255C2 (de) | 1997-12-29 | 1998-12-24 | Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus (BDV)-Infektionen |
Applications Claiming Priority (2)
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DE19758017A DE19758017C2 (de) | 1997-12-29 | 1997-12-29 | Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus (BDV)-Infektionen über den Nachweis zirkulierender Immunkomplexe und hierfür verwendbarer diagnostischer Kit |
DE1998160255 DE19860255C2 (de) | 1997-12-29 | 1998-12-24 | Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus (BDV)-Infektionen |
Publications (2)
Publication Number | Publication Date |
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ID=26042858
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
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DE1998160255 Expired - Lifetime DE19860255C2 (de) | 1997-12-29 | 1998-12-24 | Verfahren zum Nachweis von Borna-Disease-Virus (BDV)-Infektionen |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
DE (1) | DE19860255C2 (de) |
Cited By (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
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WO2019052990A1 (de) | 2017-09-12 | 2019-03-21 | Hanns Ludwig | Verfahren zum nachweis akuter borna disease virus (bdv) infektionen und eines diagnostischen kits hierfür, insbesondere in kombination mit verfahren zur unterscheidung akuter von chronischen und ruhenden bdv-infektionen und diagnostische kits hierfür |
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Datenbank: MEDLINE auf STN, AN 97339570, AB, HORIMOTO, T. (u.a.), In: Journal of Clinical Microbiology, 1997, Bd. 35, Nr. 7, S. 1661-1666 * |
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Also Published As
Publication number | Publication date |
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