-
Anwendungsgebiet
-
Die
Erfindung betrifft ein Verfahren entsprechend dem Oberbegriff des
Anspruchs I.
-
Stand
der Technik
-
Grundlegende
Experimente zur Modifikation von Kohlenhydraten in Glykokonjugaten
wurden in der Arbeitsgruppe von Bayer und Wilchek durchgeführt (Wilchek
and Bayer 1987; Bayer et al. 1988). So wurden beispielsweise die
OH-Gruppen von Kohlenhydratstrukturen in Zellmembranen chemisch
(mit Periodat) oder enzymatisch (6-Position der Galactose durch
Galactose Oxidase) oxidiert und anschließend mit Hydraziden umgesetzt. "Molekulare Werkzeuge" in Form von modifizierten
Nukleotidzuckern sind bisher für
Untersuchungen von Sialyl- und Fucosyltransferasen entwickelt worden.
Der enzymatische Transfer eines fluoreszenzmarkierten Zuckers durch
eine Glykosyltransferase wurde zuerst mit Sialyltransferasen durchgeführt (Gross
and Brossmer 1988; Gross and Brossmer 1991). Brossmer und Mitarbeiter
konnten zeigen, dass verschiedene, an C-9 derivatisierte, Sialinsäuren nicht
nur von der CMP-Neu5Ac Synthase aktiviert, sondern auch mit α2,3- und α2,6-Sialyltransferasen
in vitro übertragen
werden (Gross et al. 1987; Gross et al. 1989). Auf dieser Basis
wurden Strategien für
den metabolischen Einbau von Sialinsäurederivaten in Glykokonjugate
der Zelloberfläche entwickelt
(Kayser et al. 1992; Keppler et al. 1995; Lee et al. 1999; Lemieux
and Bertozzi 1998; Schmidt et al. 1998). So wurde z.B. die Ketogruppe
der N-Levulinoylsialinsäure
chemoselektiv biotinyliert und die Zellen anschließend gezielt
mit einem Avidin-Zellgift Konjugat abgetötet (Mahal et al. 1997; Yarema
et al. 1998). Die chemische Synthese eines biotinylierten Derivates
von GDP-β-L-Fucose
ausgehend von L-Galactose
wurde von Hällgren
und Hindsgaul vorgestellt (Hällgren
and Hindsgaul 1995). Mit einer Fucosyltransferase gelang der Transfer
des biotinylierten Zuckers auf ein N-Acetyllactosaminderivat. Der Arbeitsgruppe
Bertozzi gelang es auch, die selektive Markierung auf den Biosyntheseweg
von UDP-GalNAc auszuweiten. Hierbei wurde der „salvage pathway" für dieses
Substrat ausgenutzt, so dass die Aufnahme von einem chemisch synthetisierten Azidoanalogon
von GalNAc zum entsprechenden UDP-GalNAc-Derivat führte. Der
Transfer des letztgenannten Zuckers erfolgte über zelleigene Polypeptid-GalNAc-Transferasen; der
Zucker ist also ein "molekulares Werkzeug" für diese
Enzymfamilie. Ob andere GalNAcTs den Transfer ebenfalls katalysieren,
ist nicht bekannt. Mithilfe der chemoselektiven Kopplung über die
Staudinger-Reaktion konnte so eine Methode zur Identifizierung von
Proteinen mit O-Glykosylierung vom Mucin-Typ entwickelt werden.
Diese Methode nutzt aus, dass alle O-Glykane des Mucin-Typs ein
core GalNAc besitzen, an welchem die chemoselektive Reaktion angreift (Hang
et al. 2003). Eine in vitro-Strategie zur Idenfikation von O-GlcNAc-tragenden
Proteinen wurde von Khidekel et al. entwickelt. Hierbei wird der
Nukleotidzucker UDP-Gal chemisch durch Einbringen einer Keto-Funktionalität modifiziert.
Dieses modifizierte Substrat wird von einer Mutante der rekombinanten
bovinen β4Gal-T1 auf
das O-GlcNAc tragende Protein α-Crystallin übertragen.
Die posttranslationale Modifikation konnte schließlich über chemoselektive
Aminooxy-Kopplung mit einem Biotin-Reagenz nachgewiesen werden (Khidekel
et al. 2003). In neuesten Arbeiten gelang derselben Arbeitsgruppe
mit der dargestellten Strategie die in vivo-Identifikation von O-GlcNAc-Proteinen
am Beispiel des Gehirns von Ratten (Khidekel et al. 2004).
-
Die
Synthese des modifizierten Nukleotidzucker UDP-6-biotinyl-Gal wurde
von der Arbeitsgruppe der Anmelder dieser provisorischen Patentanmeldung
bereits publiziert (Bülter
et al. 2001). Ein selektiver Transfer dieses Kohlenhydrats konnte
für mehrere
Mitglieder der humanen Galactosyltransferase-Familie (stets rekombinante
Proteine) auf das N-Glykane tragende Glykoprotein Ovalbumin demonstriert
werden. Hierbei war der Transfererfolg bezüglich des natürlichen
Glykoproteins entscheidend mit der Wahl des Enzyms verknüpft.
-
Überraschenderweise
zeigte das in der Literatur für
die N-Glykan-Biosynthese beschriebene Enzym β4GalT-1 eine sehr niedrige Transferrate,
während
das für
die Glykolipid-Biosynthese beschriebene Enzym β4GalT-4 (Amado et al. 1999;
Bülter
et al. 2001) eine deutlich bessere Rate aufwies.
-
Die
Arbeitsgruppe um Nishimura konnte zeigen, dass UDP-6-biotinyl-Gal
stark verwandte Verbindungen wie etwa Uridin-5'-(6-Amino-{2-[(7-methyl-naphthyl)methoxy-carbonylmethoxy]ethoxy}-acetyl-6-deoxy-α-D-galactopyranosyl)-diphosphatmonoammonium
Salz Inhibitoren der humanen rekombinanten α4GalT-1 darstellen. Die inhibitorischen
Studien wurden mit fluoreszenzmarkierten GlcNAc-Monosaccharidderivaten
durchgeführt
(Takaya et al. 2005). Gestützt
werden diese Beobachtungen durch die Ergebnisse der Anmelder. Es
zeigte sich bei Verwendung rekombinanter humaner β4GalT-1 keinerlei
Aktivität
mit UDP-6-biotinyl-Gal bei Transfer auf einfache Monosaccharidakzeptoren
wie GlcNAc oder GlcNAcβ1-Benzyl.
Die genannten Ergebnisse zum Transfer von UDP-6-biotinyl-Gal auf Ovalbumin oder Monosaccharidakzeptoren
mit rekombinanter humaner β4GaT-1 zeigen
deutlich, dass es keinerlei Erwartung geben konnte, dass eben dieses
Enzym für
eine selektive Markierung der N-Glykane von IgG-Antikörpern mit
UDP-6-biotinyl-Gal Verwendung finden könnte. Eine andere in der Literatur
beschriebene selektive Markierung der Glykane von Antikörpern durch
eine Galactosyltransferase ist den Erfindern nicht bekannt.
-
Nachteile
des Standes der Technik
-
Der
Nachteil der geschilderten Markierungsmethode von Bayer und Wilchek
besteht in der mangelnden Selektivität. Es kommt zur zufallsverteilten
Markierung der Glykane eines Glykokonjugats. Selektive Methoden
zur Markierung der N-Glykane von Antikörpern durch eine Galactosyltransferase
sind bisher nicht beschrieben worden. Die oben genannten Beispiele
der Verfahren zur selektiven Markierung besitzen den Nachteil, dass
die eingesetzten Donorsubstrate erst durch teilweise aufwendige
chemische Synthesen erzeugt werden müssen. Eine Anwendung dieser
Donorsubstrate für
die Markierung von Glykanen auf Antikörpern wurde nicht gezeigt.
Für die
beschriebenen in vivo Verfahren ist die Akzeptanz eines gesamten
Biosynthesewegs für das
modifizierte Substrat notwendig. Krankheiten wie Rheumatoide Arthritis
(Routier et al. 1998) oder auch AIDS (Moore et al. 2005) zeichnen
sich durch ein Defizit der N-Glykane der IgG-Antikörper an
Galactose aus. Eine Diagnostik dieses Galactosemangels wird durch
den selektiven Transfer eines modifizierten Galactosmoleküls als molekulares
Werkzeug möglich
und stellt damit eine spezifische Markierung dar. Theoretisch wäre solch
ein Transfer auch basierend auf den Arbeiten zur Modifikation von
UDP-Gal nach Khidekel et al. möglich. Der
Nachteil dieses Verfahrens ist, dass das modifizierte Donorsubstrat
eine mehrstufige chemische Synthese benötigt und eine Mutation des
Transferenzyms notwendig ist, womit der Prozess insgesamt aufwendiger
wird.
-
Aufgabe der
Erfindung
-
Aufgabe
der Erfindung ist es, eine selektive, durch die rekombinante Galactosyltransferasen
(z.B. β4GalT-1)
katalysierte, Markierung der Glykane von Antikörpern mit C-6 modifizierten
UDP-Gal-Derivaten zu ermöglichen.
Eine weitere Aufgabe der Erfindung ist es, die C-6 modifizierten
UDP-Gal-Derivate ausgehend von UDP-Glc chemoenzymatisch zu synthetisieren.
-
Lösung der Aufgabe
-
Diese
Aufgabe wird durch ein Verfahren mit den Merkmalen des Anspruchs
1 und Anspruch 8 gelöst.
-
Vorteile der Erfindung
-
Die
Erfindung stellt die erste selektive Markierung der Glykane von
Antikörpern
dar ( 1). Die in 1 dargestellte
Transferreaktion (Reaktion 1 in 1A) wird
von rekombinanten Enzymvarianten der humanen β4GalT-1 (EC 2.4.1.38) als Vertreter
der β4Galactosyltransferase-Familie
katalysiert. Der Rest R1 steht für Di- und
Oligosaccharide, N-Glykane, O-Glykane, Glykoproteine mit N- und
O-Glykanen, und Glykolipide. Die Gen- und Aminosäuresequenzen der rekombinanten
Enzymvarianten sind im Appendix I dargestellt. Weitere Beispiele
stellen die Reaktionen der α3GalT
(Ggta-1, EC 2.4.1.124 und 2.4.1.151, Reaktion 2 in 1B) und
die core 1 β3GalT
(O-Glykan Biosynthese, Reaktion 3 in 1C) dar.
Der Rest R2 stellt Proteine dar, die den
Zucker GalNAc in der dargestellten Verknüpfung in den Seitenketten von
Serin oder Threonin tragen.
-
Das
Donorsubstrat UDP-6-biotinyl-Gal wird in einer einfachen chemoenzymatischen
Reaktion ausgehend von kostengünstiger
UDP-Glc hergestellt (2). Mit dem dargestellten Verfahren
kann auch UDP-6-biotinyl-GalNAc hergestellt werden.
-
Eine
Mutagenisierung oder anderweitige genetische Veränderung des zur Markierung
eingesetzten Enzyms ist nicht notwendig. Die Markierung des Antikörpers wird
mit Streptavidinkonjugaten über
ELISA-ähnliche
Techniken photometrisch nachgewiesen. Das Verfahren zur Markierung
von Glykanen der Antikörper
wird zum Nachweis krankheitsassoziierter Veränderungen der Galactosylierung
von Glykanen eingesetzt und stellt ein neues Verfahren zur Diagnostik
der Krankheiten Rheumatoide Arthritis (RA) und IgA Nephropathie
(IgAN) dar. Im Fall der RA wird untergalactosyliertes IgG (Reaktion
1 in 1A), bei der IgAN untergalactosylierte O-Glykane,
das Tn-Antigen (Reaktion 3 in 1C), durch
das beschriebene Verfahren nachgewiesen. Weitere diagnostische Anwendungen
des Verfahrens betreffen prinzipiell Krankheiten mit Galactosylierungsdefekten, wie
z.B. AIDS oder Tuberkulose (Moore et al. 2005) (Rook et al. 1994).
Beispielhaft wird die Verwendung des Verfahrens zum Nachweis von
Galactosylierungsdefekten anhand der IgGs verschiedener Spezies
gezeigt (3 und 4). In der
Literatur ist beschrieben, dass die N-Glykane des IgG verschiedener
Spezies sich im Grad der Galactosylierung unterscheiden (Raju et
al. 2000). Diese mit aufwändigen
Isolierungsverfahren und Massenspektrometrie der N-Glykane verbundenen
Analysen werden durch das erfindungsgemäße einfache Verfahren ersetzt.
-
Beispielbeschreibung
-
In 1 ist
die galactosyltransferase-katalysierte selektive Markierung von
untergalactosylierten Glykanen dargestellt.
-
1:
Reaktionen der galactosyltransferase-katalysierten selektiven Markierung
von Glykanen.
-
1A:
Reaktion 1: β1-4Galactosyltransferasen;
-
1B:
Reaktion 2: α1-3Galactosyltransferasen;
-
1C:
Reaktion 3: core 1 β1-3Galactosyltransferase.
-
2:
Chemoenzymatische Synthese von UDP-6-biotinyl-Gal und UDP-6-biotinyl-GalNAc ausgehend
von UDP-Glc bzw. UDP-GlcNAc.
-
3 und 4 zeigen
die Ergebnisse der Markierung von IgG verschiedener Spezies mit
Gal-6-Biotin durch Varianten der humanen β4GalT-1. Der Nachweis von Biotin
erfolgt mit einem Enzyme-Linked Streptavidin Assay (ELSA).
-
3:
Ergebnis des ELSA zum Nachweis der Markierung der N-Glykane des
IgG aus Huhn, Mensch und Ratte mit Reaktion 1 in 1A.
-
4:
Ergebnis des ELSA zum Nachweis der Markierung der N-Glykane des
IgG aus Pferd, Maus und Ratte mit Reaktion 1 in 1A.
-
Chemoenzymatische Synthese
nach 2:
-
Die
präparative
chemoenzymatische Synthese von UDP-6-biotinhydrazono-Gal(NAc) fand
in einem 50 ml-Reaktor mit integrierter blasenfreier Sauerstoffbegasung
statt. Das Biotinylierungsreagenz BACH wurde in Puffer vorgegeben
und durch Erhitzen auf 50°C
unter Rühren
in Lösung
gebracht. Die Lösung
wurde hierauf vorsichtig auf Eis abgekühlt, bis sie wieder RT erreichte.
Die übrigen
Substanzen des Ansatzes bis auf Galactose Oxidase wurden hinzugefügt und der
Pumpkreislauf gestartet. Hierauf wurden 0,5 mbar Überdruck
an der Anlage angelegt. War der Überdruck
nach 10 min. konstant geblieben, wurde die Synthese durch Zugabe
von Galactose Oxidase gestartet. Nach 48 h wurde die Reaktionslösung auf
2 ml Eppendorf-Gefäße verteilt
und die Synthese durch fünfminütiges Erhitzen
bei 95°C
abgestoppt. Hierauf wurde für
15 min bei 13000 rpm zentrifugiert. Der Überstand wurde in einer 100
ml-Schott-Flasche gesammelt. Ansatz
(alle Konzentrationen Endkonzentrationen)
| UDP-Glc(NAc) | 8
mM |
| BACH | 12
mM |
| Katalase | 2700
U/ml |
| UDP-Glc
4-Epimerase | 10
U/ml |
| Galactose
Oxidase | 3
U/ml |
| CuSO4 | 0,5
mM |
| Natriumphosphat-Puffer
(NaH2PO4/Na2HPO4) pH 6,0 | 25
mM |
| Ansatzvolumen:
50 ml | |
| Reaktionsdauer:
24 h | |
-
Die
Reduktion von UDP-6-biotinhydrazono-Gal(NAc) erfolgte unmittelbar
nach der Synthese. NaCNBH
3 wurde zur in
der Schott-Flasche befindlichen Lösung gegeben, die Flasche kurz
geschüttelt,
um das Reduktionsmittel in Lösung
zu bringen, und der Ansatz bei –20°C eingefroren. Ansatz
(alle Konzentrationen Endkonzentrationen)
| UDP-6-biotinhydrazono-Gal(NAc) | 6,6
mM (83 % Syntheseausbeute) |
| NaCNBH3 | 100
mM |
| Natriumphosphat-Puffer
(NaH2PO4/Na2HPO4) pH 6,0 (aus
der Synthese) | 25
mM |
| Ansatzvolumen:
50 ml | |
| Temperatur: –20°C | |
| Reaktionsdauer:
48 h | |
-
Die
Reaktionslösung
wurde zunächst
durch Einengen im Vakuum auf die Hälfte des Volumens aufkonzentriert.
Hierauf erfolgte die Isolierung von UDP-6-biotinyl-Gal(NAc) über HPLC.
Die nach der Aufreinigung erhaltene Produktlösung wurde durch Einengen im
Vakuum in der Speedvac getrocknet. Bedingungen:
| Säule | HPLC-Säule (Thermo
Hypersil, Dreieich) |
| Material | ODS-Hypersil
(reversed phase) C18, Porengröße: 5 μm |
| Länge | 250
mm |
| Durchmesser | 4,6
mm |
| Äquilibrierung | Mobile
Phase A: Methanol 1 %/Millipore H2O 99% (v/v),
pH 7,0, Fluss: 0,3 ml/min |
| Probenaufgabe | pro
analytischer Lauf 250 μl
der eingeengten Reaktionslösung
mit 6,6 μmol
Produkt, Fluss: 0,3 ml/min |
| Elution | Mobile
Phase A, Fluss: 0,3 ml/min |
| Detektion | UV
(205 nm, 260 nm) |
-
Bei
der Herstellung der mobilen Phase A wurde zunächst Millipore H2O
filtriert und entgast, darauf Methanol dazugegeben.
-
Das
isolierte UDP-6-biotinyl-Gal(NAc) wurde vereinigt und im Anschluß im Vakuum
in der Speedvac getrocknet, der erhaltene gelbe Feststoff wurde
bei –20°C gelagert.
-
Transferreaktion nach 1:
-
Für die Transferreaktion
wurde der Antikörper
vor dem Transfer reduziert und blockiert (Liljeblad et al. 2000).
Hierbei wurde das IgG zunächst
mit 50 mM Tris/HCl pH 8,0 auf eine Konzentration von 70 μg/ml verdünnt. Neun
Volumen dieser IgG-Lösung
wurden mit einem Volumen 2-Mercaptoethanol (1 M in 50 mM Tris/HCl-Puffer
pH 8,0) gemischt und für
2 h bei 37°C
inkubiert. Um das Reoxidieren der Disulfidbrücken zu verhindern, wurde ein
Volumen 0,2 M Iodoacetamid (Endkonzentration 0,1 M) zur Lösung hinzugegeben.
Dieser Schritt kann auch weggelassen werden. Die Inkubation mit
Iodoacetamid erfolgte über
Nacht bei Raumtemperatur. Die Proben wurden je nach Volumen durch
Ultrafiltration und fünfmaliges
Waschen in einem Ultrafiltrationsmodul, Vivaspin® 20
(Vivascience, Hannover) oder Microcon® YM
10 (Millipore, Schwalbach; jeweils cut-off 10 kDa), von Mercaptoethanol
und Iodoacetamid befreit. Schließlich wurde der Antikörper zum
Einsatz im Transfer-Assay über
die eben genannten Membran-Module aufkonzentriert.
-
Ansatz
(alle Konzentrationen Endkonzentrationen)
-
Nach
Beendigung der Reaktion wurde jede Probe fünfmal mit TBS-Tween-Puffer
(50 mM Tris/HCl, pH 7.6, 150 mM NaCl, 0.1 % (v/v) Tween 20) in Microcon® YM
10 gewaschen. Die auf das Ausgangsvolumen aufgefüllte Probe wurde hierauf bis
zum weiteren Gebrauch bei –20°C gelagert.
-
Nachweis des transferierten
Gal-Biotins:
-
Die
selektive Markierung der IgGs wurde mit einem Sandwich-ELSA-Test
in einer Mikrotiterplatte (ELSA-Module Nunc-Immuno, Nunc GmbH &Co. kG, Wiesbaden)
nachgewiesen. Zunächst
wurden je 200 μl TBS-Puffer
(50 mM Tris/HCl, pH 7.6, 150 mM NaCl) mit 0,04 mg Anti-IgG-Antikörper (Anti-IgG-Antikörper gegen
den Fc-Teil der IgGs) plattiert und 8 h bei 4°C immobilisiert. Hierauf wurden
diejenigen Vertiefungen der Platte, die Probe enthielten, dreimal
mit 400 μl
TBS-Tween-Puffer (50 mM Tris/HCl, pH 7.6, 150 mM NaCl, 0.1 % (v/v)
Tween 20) für
mindestens je 30 s gewaschen. Zum Blockieren wurden je 200 μl Blocking
Fertiglösung hinzugegeben
(Roche Diagnostics, Mannheim) und für 1 h bei RT inkubiert. Von
den Transfer-Ansätzen
wurden hierauf 200 μl
mit 0,03 mg IgG in die Vertiefungen pipettiert. Es wurden Doppelbestimmungen
durchgeführt.
Zur Bindung des markierten IgG wurde die Platte über Nacht bei 4°C stehen
gelassen. Nach dieser Zeit wurde fünfmal mit 400 μl TBS-Tween-Puffer
gewaschen. Zum Blockieren wurden je 200 μl Blocking Fertiglösung hinzugegeben
(Roche Diagnostics, Mannheim) und für 1 h bei RT inkubiert. Es
wurde erneut fünfmal
mit 400 μl
TBS-Tween-Puffer gewaschen. Im Weiteren erfolgte die zweistündige Inkubation
mit jeweils 100 μl Streptavidin-Peroxidase-Konjugat
(Roche; Konjugat verdünnt
1:10000 in TBS-Tween) bei RT. Auch hier folgte wiederum ein fünffacher
Waschschritt. Hierauf erfolgte die Zugabe von jeweils 100 μl o-Phenylendiamin (OPD)-Lösung (DAKO
Diagnostica, Hamburg), wobei solange inkubiert wurde, dass sich
eine sichtbare Färbung
der Proben ergab. Die Farbreaktion wurde durch Zugabe von je 100 μl 0,5 M H2SO4 abgestoppt.
-
Anschließend wurde
im Mikrotiterplatten-Photometer die Extinktion der Proben bei 490
nm bestimmt.
-
Literatur:
-
- Amado, M., Almeida, R., Schwientek, T. and Clausen, H. "Identification and
characterization of large galactosyltransferase gene families: galactosyltransferases
for all functions." Biochim
Biophys Acta, 1999, 1473 (1), 35-53.
- Bayer, E. A., Ben-Hur, H. and Wilchek, M. "Biocytin hydrazide--a selective label
for sialic acids, galactose, and other sugars in glycoconjugates
using avidin-biotin technology." Anal
Biochem, 1988, 170 (2), 271-81.
- Bülter,
T., Schumacher, T., Namdjou, D. J., Gutierrez Gallego, R., Clausen,
H. and Elling, L. "Chemoenzymatic synthesis
of biotinylated nucleotide sugars as substrates for glycosyltransferases." Chembiochem, 2001,
2 (12), 884-94.
- Gross, H. J. and Brossmer, R. "Enzymatic introduction of a fluorescent
sialic acid into oligosaccharide chains of glycoproteins." Eur J Biochem, 1988,
177 (3), 583-9.
- Gross, H. J. and Brossmer, R. "Characterization of human plasma sialytransferase
using a novel fluorometric assay." Clin Chim Acta, 1991, 197 (3), 237-47.
- Gross, H. J., Bunsch, A., Paulson, J. C. and Brossmer, R. "Activation and transfer
of novel synthetic 9-substituted sialic acids." Eur J Biochem, 1987, 168 (3), 595-602.
- Gross, H. J., Rose, U., Krause, J. M., Paulson, J. C., Schmid,
K., Feeney, R. E. and Brossmer, R. "Transfer of synthetic sialic acid analogues
to N- and O-linked glycoprotein glycans using four different mammalian
sialyltransferases." Biochemistry,
1989, 28 (18), 7386-92.
- Hällgren,
C. and Hindsgaul, O. "An
Aminated GDP-Fucose Analog Useful in the Fucosyl-Transferase Catalyzed Addition of Biological
Probes Onto Oligosaccharide Chains." J. Carbohydr. Chem., 1995, 14, 453-464.
- Hang, H. C., Yu, C., Kato, D. L. and Bertozzi, C. R. "A metabolic labeling
approach toward proteomic analysis of mucin-type O-linked glycosylation." Proc Nat1 Acad Sci
USA, 2003, 100 (25), 14846-51.
- Kayser, H., Zeitler, R., Kannicht, C., Grunow, D., Nuck, R.
and Reutter, W. "Biosynthesis
of a nonphysiological sialic acid in different rat organs, using
N-propanoyl-D-hexosamines
as precursors." J
Biol Chem, 1992, 267 (24), 16934-8.
- Keppler, O. T., Stehling, P., Herrmann, M., Kayser, H., Grunow,
D., Reutter, W. and Pawlita, M. "Biosynthetic modulation
of sialic acid-dependent virus-receptor interactions of two primate
polyoma viruses." J
Biol Chem, 1995, 270 (3), 1308-14.
- Khidekel, N., Arndt, S., Lamarre-Vincent, N., Lippert, A., Poulin-Kerstien,
K. G., Ramakrishnan, B., Qasba, P. K. and Hsieh-Wilson, L. C. "A chemoenzymatic
approach toward the rapid and sensitive detection of O-GlcNAc posttranslational
modifications." J
Am Chem Soc, 2003, 125 (52), 16162-3.
- Khidekel, N., Ficarro, S. B., Peters, E. C. and Hsieh-Wilson,
L. C. "Exploring
the O-GlcNAc proteome: direct identification of O-GlcNAc-modified
proteins from the brain." Proc
Natl Acad Sci U S A, 2004,101 (36), 13132-7.
- Lee, J. H., Baker, T. J., Mahal, L. K., Zabner, J., Bertozzi,
C. R., Wiemer, D. F. and Welsh, M. J. "Engineering novel cell surface receptors
for virus-mediated gene transfer." J Biol Chem, 1999, 274 (31), 21878-84.
- Lemieux, G. A. and Bertozzi, C. R. "Chemoselective ligation reactions with
proteins, oligosaccharides and cells." Trends Biotechnol, 1998, 16 (12), 506-13.
- Liljeblad, M., Lundblad, A. and Pahlsson, P. "Analysis of agalacto-IgG
in rheumatoid arthritis using surface plasmon resonance." Glycoconj J, 2000,
17 (5), 323-9.
- Mahal, L. K., Yarema, K. J. and Bertozzi, C. R. "Engineering chemical
reactivity on cell surfaces through oligosaccharide biosynthesis." Science, 1997, 276
(5315), 1125-8.
- Moore, J. S., Wu, X., Kulhavy, R., Tomana, M., Novak, J., Moldoveanu,
Z., Brown, R., Goepfert, P. and Mestecky, J. "Increased levels of galactose-deficient
IgG in sera of HIV-1-infected individuals." AIDS, 2005,19 (4), 381-389.
- Raju, T. S., Briggs, J. B., Borge, S. M. and Jones, A. J. "Species-specific
variation in glycosylation of IgG: evidence for the species-specific
sialylation and branch-specific galactosylation and importance for
engineering recombinant glycoprotein therapeutics." Glycobiology, 2000,10
(5), 477-86.
- Rook, G. A., Onyebujoh, P., Wilkins, E., Ly, H. M., al Attiyah,
R., Bahr, G., Corrah, T., Hernandez, H. and Stanford, J. L. "A longitudinal study
of per cent agalactosyl IgG in tuberculosis patients receiving chemotherapy, with
or without immunotherapy." Immunology,
1994, 81 (1), 149-54.
- Routier, F. H., Hounsell, E. F., Rudd, P. M., Takahashi, N.,
Bond, A., Hay, F. C., Alavi, A., Axford, J. S. and Jefferis, R. "Quantitation of the
oligosaccharides of human serum IgG from patients with rheumatoid
arthritis: a critical evaluation of different methods." J Immunol Methods,
1998, 213 (2), 113-30.
- Schmidt, C., Stehling, P., Schnitzer, J., Reutter, W. and Horstkorte,
R. "Biochemical
engineering of neural cell surfaces by the synthetic N-propanoyl-substituted
neuraminic acid precursor." J
Biol Chem, 1998, 273 (30), 19146-52.
- Takaya, K., Nagahori, N., Kurogochi, M., Furuike, T., Miura,
N., Monde, K., Lee, Y. C. and Nishimura, S. "Rational design, synthesis, and characterization
of novel inhibitors for human beta1,4-galactosyltransferase." J Med Chem, 2005,
48 (19), 6054-65.
- Wilchek, M. and Bayer, E. A. "Labeling glycoconjugates with hydrazide
reagents." Meth
Enzymol, 1987, 138, 429-42.
- Yarema, K. J., Mahal, L. K., Bruehl, R. E., Rodriguez, E. C.
and Bertozzi, C. R. "Metabolic
delivery of ketone groups to sialic acid residues. Application To
cell surface glycoform engineering." J Biol Chem, 1998, 273 (47), 31168-79.
-
Es
folgt ein Sequenzprotokoll nach WIPO St. 25.
Dieses kann
von der amtlichen Veröffentlichungsplattform
des DPMA heruntergeladen werden.
