CN113684226A - 基于非病毒载体的CD133特异性且自分泌PD1 scFv的CAR-T细胞的制备方法 - Google Patents

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Abstract

本发明公开了一种基于非病毒载体的CD133特异性且自分泌PD1scFv的CAR‑T细胞的制备方法。本发明所述的制备方法包括:睡美人CAR微环母体质粒和睡美人转座酶微环母体质粒的构建;睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒的制备;电转制备CAR‑T细胞;扩增富集CAR‑T细胞;以及CAR‑T细胞收获和鉴定。本发明通过非病毒方法得到分泌PD1scFv且靶向CD133的CAR‑T细胞,该细胞不仅能有效地将CAR‑T细胞和免疫检查点抑制剂的优势联合起来,且采用的非病毒睡美人转座子联合微环的方法,还能进一步去除质粒上的抗性基因,能最大程度保证CAR‑T细胞在临床应用的安全性。

Description

基于非病毒载体的CD133特异性且自分泌PD1 scFv的CAR-T细 胞的制备方法
技术领域
本发明属于生物医学领域,涉及一种非病毒载体的CD133特异性且自分泌PD1单链抗体scFv的CAR-T细胞的制备方法,具体涉及一种基于睡美人转座子和微环载体技术构建非病毒CAR-T细胞的方法。
背景技术
原发性肝癌是发病率和死亡率最高的恶性肿瘤之一,传统的手术、放化疗仍难有效治疗肿瘤,迫切需要开发新的治疗手段,免疫治疗已成为当前肿瘤治疗研究和临床应用的热点。其中,通过基因工程手段在体外修饰T细胞后再回输至患者体内的CAR-T细胞疗法,在治疗血液系统恶性肿瘤中展现出巨大的优势,但其在实体瘤中的治疗效果不佳,因此有必要研究如何改进CAR-T细胞的功能,使之能在实体瘤中得到更好的应用。
CD133是一种跨膜糖蛋白,有研究报道,CD133在中晚期肝癌中表达,除此之外,CD133还是肿瘤干细胞和内皮祖细胞的标志,常常伴随着肿瘤的转移和复发,这些特征使CD133成为CAR-T细胞合理的靶点。免疫检查点抑制剂如PD1单抗,能通过解除T细胞表面PD1抑制性受体的信号,恢复T细胞对肿瘤的杀伤能力,在多种实体瘤中延长患者的生存时间。因此,CAR-T细胞和免疫抑制点疗法给攻克肿瘤带来了很多希望,而构建一种能分泌PD1scFv且靶向肿瘤的CAR-T细胞能有效将这两种技术有机结合在一起,有望为治疗实体瘤提供一种新的策略。然而,在制备能分泌PD1 scFv的CAR-T细胞的过程中仍有很多亟需解决的问题,如目前大多数CAR-T细胞是基于慢病毒或逆转录病毒载体构建的,基于病毒的方法能保证CAR-T细胞的高转染效率,但是病毒载体的制备过程复杂,成本昂贵。此外,病毒载体潜在地能引起插入突变、致瘤性,并且在载体效力、安全性评估以及运输上都存在挑战。
免疫检查点抑制剂如PD1抗体在临床上也取得了很好的疗效,但其价格昂贵,且患者需要多次回输,PD1抗体常通过静脉给药,难以精准靶向肿瘤。同时,PD1抗体在体内非肿瘤组织的富集也会降低PD-1抗体的作用并引起一定的副作用。因此,研发一种快速、安全的非病毒基因递送系统,并通过该方法构建出能分泌PD1 scFv的CAR-T细胞有望同时发挥细胞治疗和免疫抑制点治疗的优点,为中晚期肝癌的治疗提供一种新策略具有重要意义。
发明内容
本发明的目的在于提供一种基于非病毒载体的CD133特异性且自分泌PD1scFv的CAR-T细胞的制备方法,该方法能解决目前用病毒制备CAR-T细胞和质粒修饰T细胞常带有抗性基因等安全性不足的问题,通过联合睡美人转座子和微环载体技术实现CAR基因对T细胞的稳定整合,同时也避免了质粒抗性基因在人体应用中的潜在风险。
本发明所述的基于非病毒载体的CD133特异性且自分泌PD1 scFv的CAR-T细胞的制备方法,是通过非病毒方法构建一种能自分泌PD1 scFv且靶向CD133的CAR-T细胞,包括以下步骤:
A.睡美人CAR微环母体质粒和睡美人转座酶微环母体质粒的构建:合成构建靶向CD133且能分泌PD1-scFv的CAR序列,两端插入睡美人转座子所需的末端重复序列,将上述基因序列通过同源重组的方法构建入微环母体质粒中,即为睡美人CAR微环母体质粒;合成构建睡美人转座酶序列,两端插入睡美人转座子所需的末端重复序列,将上述基因序列通过酶切方式构建入微环母体质粒中,即为睡美人转座酶微环母体质粒。
B.睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒的制备:将步骤A所构建的睡美人CAR微环母体质粒和睡美人转座酶微环母体质粒在42℃通过热激的方法转入感受态细胞中,随后加入200μl SOC培养基,置于摇床上37℃、250rpm摇60min,随后将菌液涂于含卡那抗性的培养板上,37℃过夜培养;第二天,挑单克隆至含卡那抗性的400ml LB培养基中,30℃、250rpm摇4~6小时,随后转至400ml TB培养基中,37℃、250rpm过夜培养,但不超过16小时;第三天加入等体积的LB培养基,进行阿拉伯糖诱导培养,在32℃、250rpm置于摇床上再摇5h,离心收菌液沉淀,使用无内毒素质粒提取试剂盒提取质粒,测浓度,得到睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒。
电泳检验:用SalI酶切后跑琼脂糖凝胶电泳验证,若此时酶切后电泳显示仅有1条条带,且较母体质粒更小,即可视为微环质粒制备成功。
C.电转制备CAR-T细胞:用磁珠分选PBMC中的T细胞,计算细胞的密度,取1×107个T细胞,离心去除上清,DPBS洗2遍,100μl电转液重悬细胞,并将制备好的睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒按1:1的比例加入电转液进行电转,电转取出后放入预包被CD133抗原和CD28抗体的6孔板中,放入37℃培养箱中培养,电转后的培养基采用T细胞无血清培养基;培养3-5天后,根据细胞状态更换培养液并转至T25培养瓶中培养,在第7-10天(根据细胞扩增数量)检测CAR-T阳性率、存活率,并转移至T75培养瓶中扩增培养。
D.扩增富集CAR-T细胞:继续在T75培养瓶中将所述CAR-T细胞培养至第14天或第15天,检测CAR-T细胞的阳性率,若CAR-T细胞阳性率>50%,则不进行富集;若CAR-T细胞阳性率<50%,且细胞数超过1×107个,则通过加入myctag-生物素抗体对细胞进行富集,并通过磁珠分选得到CAR-T细胞,分选得到后的CAR-T细胞放置在6孔板中继续培养。
E.CAR-T细胞收获和鉴定:培养扩增富集后的CAR-T细胞,收集CAR-T细胞,通过流式细胞术检测CAR-T的阳性率,qPCR和WB共同鉴定,收集细胞上清检测PD1 scFv的分泌情况;杀伤实验鉴定细胞的靶向杀伤功能。
优选地,步骤A中所述的睡美人转座子所需的末端重复序列可采用文献报道的已知序列(文献J Mol Biol.2002May 17;318(5):1221-35.doi:10.1016/s0022-2836(02)00237-1)。
本发明所述的CD133特异性且能自分泌PD1 scFv的CAR-T细胞简称为“CD133 CAR&PD1 scFv CAR-T细胞”,构建该细胞的元件包括:信号肽、CD133 scFv、CD8α、CD137、CD3ζ。PD1 scFv来源于PD1抗体中的VH和VL段,为方便检测,PD1 scFv后连接有myctag标签。
优选地,步骤B中用于制备微环的感受态细胞为ZYCY10P3S2T(NatBiotechnol.2010Dec;28(12):1287-9.doi:10.1038/nbt.1708.)。该细胞是一个用于制备微环的感受态细胞,来源于BW27783 E.coli,该感受态细胞上有诱导产生微环的酶,如PhiC31整合酶和I-Sce1归巢内切酶等元件;质粒载体在CAR的基因序列合成时引入了单酶切位点SalI。
优选地,步骤B中,所述阿拉伯糖诱导培养是在800ml LB培养基中加入16ml 1mol/L NaOH和0.4ml 20%L-阿拉伯糖进行培养。
根据本发明所述的培养方法进一步特征,所述步骤C中,电转后的T细胞无血清培养基为X-Vivo培养基,并添加IL-2、IL-7、IL-15和2%FBS进行培养。
本发明所采用的T细胞无血清培养基可选自目前已商业化的各种产品,例如:X-VIVO 15(Lonza,Walkersville,MD);Stem Cell Growth Media(SCGM;LifeTechnologies)。
本发明可采用LONZA4D细胞核转染系统。电转液现配现用,每个电转用100μl电转液;包板采用CD133抗原胞外段(R&D),大小32KD,包板浓度5μg/ml和CD28抗体,包板浓度5μg/ml;提前1天将CD133和CD28包被于6孔板上,4℃过夜,次日再用DPBS洗涤1-2次后待用;CAR-T的阳性率采用流式细胞术检测(通过检测CAR基因上的myctag标签);电转后细胞的存活率同样采用流式细胞术检测,7AAD阴性即为细胞存活数。
根据本发明所述的培养方法的进一步特征,所述步骤C中,所述扩增培养包括:扩增激活使用CD3/CD28刺激剂,每毫升培养物加入25μl刺激剂;培养T细胞所用培养基为X-Vivo培养基,每毫升培养物加入IL-2 1000IU。
根据本发明所述的培养方法的进一步特征,所述步骤D中,所述富集的抗体采用myctag-生物素(CST),二抗采用抗生物素磁珠,过磁珠分离柱,留在柱子上的即为富集的CAR-T细胞,加入5ml洗脱缓冲液于分离柱上,将其从磁力架上取下,用配套的活塞推动柱子,从柱子上下来的即为CAR-T细胞,DPBS洗涤一遍后放于6孔板培养扩增。
优选地,所述步骤D中,每1×107个细胞加入myctag-生物素抗体10μl和抗生物素磁珠20μl。
与现有技术相比,本发明通过非病毒方法得到分泌PD1 scFv且靶向CD133的CAR-T细胞,该细胞不仅能有效地将CAR-T细胞和免疫检查点抑制剂的优势联合起来,且采用的非病毒睡美人转座子联合微环的方法,还能进一步去除质粒上的抗性基因,能最大程度保证CAR-T细胞在临床应用的安全性;与此同时,通过标签富集培养后,CAR-T细胞的阳性率也达到50%以上,该转染效率能满足CAR-T细胞在临床上的应用。因此,本发明所述的通过睡美人转座子构建能靶向CD133且能分泌PD1 scFv的CAR-T细胞,较普通的病毒转染方法更加安全、而通过联合微环技术去除质粒上的抗性基因则使安全性进一步提高,且由于质粒变得更小,其电转效率也更高。
附图说明
图1是睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒的结构示意图和检验结果图。其中,图a是能靶向CD133且分泌PD1 scFv CAR-T的睡美人转座子序列结构示意图;图b显示pMC.BESPX-CD133&PD1(9392bp)经阿拉伯糖诱导后的微环质粒MC(CD133&PD1)大小在4000-7000bp;图c显示pMC.BESPX-SB100(6106bp)经阿拉伯糖诱导后的微环质粒MC(SB100)大小约为2000多bp。
图2是电转睡美人微环CAR质粒至三位捐赠者的T细胞获得三种CAR-T细胞的阳性率、存活率和分泌PD1 scFv能力的检测结果。图2中,图a、图b和图c分别是电转空质粒+MC-SB100质粒(1:1)、MC-CD133 CAR质粒+MC-SB100质粒(1:1)、MC-CD133&PD1 scFv CAR质粒+MC-SB100(1:1)至T细胞后,流式细胞术检测第6天CAR-T细胞的阳性率,CAR阳性的T细胞分别为0.33%,5.79%,8.32%(典型图);图d、图e和图f分别为Mock-T(电转空质粒)、MC133CAR-T、MC133&PD1 scFv CAR-T在体外培养不同时间CAR的阳性率;不同颜色代表不同的患者;图g为电转T细胞后细胞的存活率,三位捐赠者的细胞存活率均大于80%;图h为收集Mock-T,MC133 CAR-T,MC133&PD1 scFv CAR-T的细胞上清,通过Westernblot检测PD1 scFv(myc-tag标签)的表达,证明了MC133&PD1 scFv CAR-T能成功分泌PD-1scFv。
图3是富集培养后CAR-T细胞阳性率的检测结果及其对不同CD133表达水平的肝癌细胞特异性杀伤能力的检测结果,显示了三种CAR-T细胞对SK和3B细胞的杀伤能力,以及IFN-γ、TNF-α和IL-2分泌水平。图3中,图a、图b、图c分别是通过磁珠分选并在体外富集培养5天后,通过流式细胞术检测CAR-T的阳性率,MC133 CAR-T的阳性率达到65%,MC133&PD1scFv CAR-T的阳性率为58.70%(典型图);图d是选取的三株肝癌细胞CD133的表达量,SK几乎不表达,G2低表达(7.66%),3B高表达(98.02%);图g、图h和图i分别是将Mock T和MC133&PD1 scFv CAR-T和三株肝癌细胞共孵育(效靶比=T细胞/肿瘤细胞分别为1:1、5:1、10:1),通过Annexin-V/PI检测肿瘤凋亡/死亡情况,研究结果发现,MC133&PD1 scFv CAR-T随着效靶比的升高而对高表达CD133的肝癌3B细胞有特异性杀伤能力,而对几乎不表达CD133的SK细胞无杀伤能力,其杀伤能力甚至不如普通的T细胞。
图4为降低效靶比(1:4)后CAR-T细胞和肝癌3B细胞共孵育后第3天的镜下观察图及T细胞和3B细胞的占比,显示能分泌PD1 scFv的CAR-T对肿瘤细胞的杀伤能力。图4中,图a是MC133 CAR-T与3B共孵育后第3天镜下观察图,可见CAR-T细胞得到大量扩增,但仍有部分肿瘤贴壁生长;图b是MC133&PD1 scFv CAR-T与3B共孵育后第3天镜下图,可见大量T细胞聚团,几乎无肿瘤细胞贴壁;图c显示流式细胞术检测共孵育3天后MC133 CAR-T细胞和3B细胞的比例,可见肿瘤细胞占比为56.54%;图d显示流式细胞术检测共孵育3天后MC133&PD1scFv CAR-T细胞和3B细胞的比例,可见肿瘤细胞占比为1.52%,和镜下观察的结果相一致。
图注:pMC.BESPX-CD133&PD1:靶向CD133且能分泌PD1 scFv的微环母体质粒;pMC.BESPX-SB100:睡美人转座子系统所需的SB100转座酶的微环母体质粒;Mock-T:电转入空载体的T细胞;MC133 CAR-T:电转入靶向CD133微环质粒的CAR-T细胞;MC133&PD1 scFvCAR-T:电转入靶向CD133且能分泌PD1 scFv微环质粒的CAR-T细胞。
具体实施方式
以下由特定的具体实施例说明本发明的实施方式,熟悉本领域技术的人员可由本说明书所提示的内容轻易地了解本发明的其他优点及功效。
本发明提供了一种联合睡美人转座子和微环载体的方法制备靶向CD133且能分泌PD1 scFv的CAR-T细胞。
实施例一:微环CAR质粒的构建:
通过检索CD133抗体和PD1抗体序列,从中选出CD133和PD1抗体序列中的scFv段,采用第二代CAR-T技术设计CAR-T序列,通过P2A连接PD1 scFv,序列两端连接上睡美人转座子系统所需的末端重复序列,交由公司构建,并测序验证。
将上述序列构建入制备微环的母体质粒pMC.BESPX-MCS中的多功能克隆位点;购买转座酶质粒pCMV(CAT)-T7-SB100,将该质粒上的CMV-SB100×-SV40 polyA段通过同源重组的方式整合进入微环母体质粒pMC.BESPX-MCS;上述2个质粒均测序验证(参见图1的a图)。
将上述质粒通过热激的方法转入感受态细胞ZYCY10P3S2T中,随后加入200μl SOC培养基,在摇床上250rpm培养60min,随后涂于含卡那抗性的LB培养板上;次日挑单克隆摇菌在TB培养基过夜培养(不超过16h),再混入等体积的LB培养基,同时加入16ml 1mol/LNaOH和0.4ml 20%L-阿拉伯糖,调整温度至32℃,在摇床上再摇5h,离心,收集菌液,采用无内毒素质粒提取试剂盒提取质粒;采用SalI单酶切验证质粒,跑凝胶电泳检测质粒,若此时酶切后电泳显示仅有1条条带,且制备后的质粒大小较母体质粒更小,且仅有1条带,则视为微环质粒制备成功(参见图1的b图和c图)。
实施例二:CAR-T细胞制备阶段
取健康捐赠人的血液,500g离心10min,弃上层血浆,加入等体积的PBS,重悬,转移至预留20ml淋巴细胞分离液的50ml离心管中,用生理盐水补齐至50ml;800g离心20min(升9,降6),分为4层,取白色絮状物(白膜)至新的15ml离心管中,洗脱缓冲液洗涤白膜,计数;每107个T细胞,60μl洗脱缓冲液中加入5ul Pan T Cell Biotin抗体,4℃孵育5min;再加入10ul Pan T细胞磁珠在4℃孵育10min;孵育结束后,将液体加入至LS分离柱中,经磁珠分选后,从柱子上下来的细胞即为T细胞;取1×107个T细胞放至6孔板中,2ml X-vivo,IL-21000IU/ml,并加入CD3/CD28过夜刺激;同日,用DPBS将CD133抗原肽段和CD28包被至6孔板中,置于4℃待用;第二天见T细胞初步形成小球,即证明T细胞已被刺激活化,此时可开始电转。
取制备好的含CD133 CAR且能分泌PD1 scFv的睡美人转座子微环质粒,和睡美人转座酶微环质粒各4μg,用电转液100μl重悬T细胞,加入电转杯中,控制总体积不超过110μl,采用Lonza电转仪中sti E0115程序电转,电转后立即转入包被有CD133抗原肽和CD28抗体的6孔板中,3ml培养基培养(例如X-Vivo培养基,并添加IL-2、IL-7、IL-15和2%FBS进行培养),培养3-5天后,根据细胞的密度和状态决定是否更换培养基,以及是否需要扩大至T25培养瓶中培养,继续培养至7-10天,采用流式细胞术通过CAR上的标签(myctag)检测CAR-T阳性率(参见图2),7aad检测CAR-T的存活率,收集细胞上清检测PD1 scFv是否有分泌;继续培养至14-15天(具体天数应该根据T细胞的扩增情况决定),再次检测CAR-T的阳性率(取5×105个T细胞,用myctag-PE流式抗体在冰上孵育30min,流式细胞术检测阳性率;离心取培养基上清,再次离心去除碎片,采用超滤管将上清浓缩至200μl左右后收集上清中的蛋白跑Westernblot,检测上清中是否有PD-1scFv的分泌),若CAR-T阳性率>50%,此时则不进行CAR-T的富集培养;若CAR-T阳性率<50%,则在此时用10μl myctag-生物素抗体与细胞共孵育,再加入20μl anti-biotin的microbeads共孵育,上磁珠吸附柱;将细胞加入吸附柱中,舍弃从分离柱上下来的细胞,将分离柱从磁力架上取下,加入5ml洗脱缓冲液,用注射器将细胞推出,即为经富集后的CAR-T细胞。先在6孔板中培养,随后根据细胞密度调整是否转移至T25或T75培养瓶中扩大培养,用CAR标签(myctag-PE)跑流式检测CAR-T阳性率,富集培养后的CAR-T阳性率高达50%以上(参见图3)。
取1×107富集后的CAR-T细胞,采用RNA快速提取试剂盒(ES Science)提取RNA,取1ug RNA,加入2μl DNA酶,加水至16μl,用移液器轻柔吹打5-10次混匀,室温(25℃)反应5分钟,置于冰上待用;再加入4μl 5×RT Mix,用移液器吹打10次,充分混匀,42℃反应15分钟;稀释5倍后作为模板进行qPCR或冻存于-80℃冰箱保存;取1ul上述模板,加入正反向引物各0.4μl,Master Mix5μl,补加无酶水3.2μl至10μl,用荧光定量PCR仪(ROCHE 480)跑50个循环后,采用2-ΔΔCT计算,结果显示CAR-T较Mock T有更高的CAR基因的拷贝。
取1×107富集后的CAR-T细胞,用100μl RIPA(加入蛋白酶抑制剂)在冰上裂解30min,4℃10000rpm离心10min,取上清用BCA测定浓度,并调整浓度至一致,加入5×loading并置于100℃金属浴10min。跑WB,一抗采用CD3ζ,经检测,Mock T仅有内源性CD3ζ,而构建好的CAR-T则有外源性CD3ζ的表达。
以上通过流式、qPCR、WB均检测到CAR基因在T细胞上的整合。
实施例三:CAR-T细胞的杀伤试验
选取肝癌细胞系SK-Hep1(SK)和Hep-3B(3B),跑流式检测出SK上几乎无CD133的表达,3B上高表达CD133(>90%),将Mock T和MC133&PD1 scFv CAR-T与这2种肿瘤细胞按效靶比1:1,5:1,10:1共孵育4h后,通过凋亡试剂盒(PI/Annexin-V)检测肿瘤细胞的凋亡和死亡情况,结果显示,所制备的CAR-T细胞较普通T细胞具有更强的杀伤能力(参见图3)。
为进一步验证,对比单独的MC133 CAR-T和MC133&PD1 scFv CAR-T的杀伤能力,将这两种细胞按1:4的效靶比与3B细胞共孵育3天后,通过流式细胞术检测到:MC133&PD1scFv CAR-T细胞能将肿瘤细胞几乎完全杀灭,而MC133 CAR-T与3B的共孵育体系中则仍有肿瘤细胞残留(参见图4),普通Mock T则和肿瘤细胞共同生长,上述杀伤过程均拍照并录制视频监测到。
上述实施例只是本发明的较佳实施例,并不是对本发明技术方案的限制,只要是不经过创造性劳动即可在上述实施例的基础上实现的技术方案,均应视为落入本发明专利的权利保护范围内。此外,本发明的各种不同的实施方式之间也可以进行任意组合,只要其不违背本发明的思想,则同样应当视为本发明所公开的内容。

Claims (6)

1.一种基于非病毒载体的CD133特异性且自分泌PD1 scFv的CAR-T细胞的制备方法,其特征在于,包括以下步骤:
A.睡美人CAR微环母体质粒和睡美人转座酶微环母体质粒的构建:合成构建靶向CD133且能分泌PD1-scFv的CAR序列,两端插入睡美人转座子所需的末端重复序列,将上述基因序列通过同源重组的方法构建入微环母体质粒中,即为睡美人CAR微环母体质粒;合成构建睡美人转座酶序列,两端插入睡美人转座子所需的末端重复序列,将上述基因序列通过酶切方式构建入微环母体质粒中,即为睡美人转座酶微环母体质粒;
B.睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒的制备:将步骤A所构建的睡美人CAR微环母体质粒和睡美人转座酶微环母体质粒在42℃通过热激的方法转入感受态细胞中,随后加入200μl SOC培养基,置于摇床上37℃、250rpm摇60min,随后将菌液涂于含卡那抗性的培养板上,37℃过夜培养;第二天,挑单克隆至含卡那抗性的400ml LB培养基中,30℃、250rpm摇4~6小时,随后转至400ml TB培养基中,37℃、250rpm过夜培养,但不超过16小时;第三天加入等体积的LB培养基,进行阿拉伯糖诱导培养,在32℃、250rpm置于摇床上再摇5h,离心收菌液沉淀,使用无内毒素质粒提取试剂盒提取质粒,测浓度,得到睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒;
C.电转制备CAR-T细胞:用磁珠分选PBMC中的T细胞,计算细胞的密度,取1×107个T细胞,离心去除上清,DPBS洗2遍,100μl电转液重悬细胞,并将制备好的睡美人CAR微环质粒和睡美人转座酶微环质粒按1:1的比例加入电转液进行电转,电转取出后放入预包被CD133抗原和CD28抗体的6孔板中,放入37℃培养箱中培养,电转后的培养基采用T细胞无血清培养基;培养3-5天后,根据细胞状态更换培养液并转至T25培养瓶中培养,在第7-10天(根据细胞扩增数量)检测CAR-T阳性率、存活率,并转移至T75培养瓶中扩增培养;
D.扩增富集CAR-T细胞:继续在T75培养瓶中将所述CAR-T细胞培养至第14天或第15天,检测CAR-T细胞的阳性率,若CAR-T细胞阳性率>50%,则不进行富集;若CAR-T细胞阳性率<50%,且细胞数超过1×107个,则通过加入myctag-生物素抗体对细胞进行富集,并通过磁珠分选得到CAR-T细胞,分选得到后的CAR-T细胞放置在6孔板中继续培养;
E.CAR-T细胞收获和鉴定:培养扩增富集后的CAR-T细胞,收集CAR-T细胞,通过流式细胞术检测CAR-T的阳性率,qPCR和WB共同鉴定,收集细胞上清检测PD1 scFv的分泌情况;杀伤实验鉴定细胞的靶向杀伤功能。
2.根据权利要求1所述的培养方法,其特征在于:所述步骤B中,所述阿拉伯糖诱导培养是在800ml LB培养基中加入16ml 1mol/L NaOH和0.4ml 20%L-阿拉伯糖进行培养。
3.根据权利要求1所述的培养方法,其特征在于:所述步骤C中,电转后的T细胞无血清培养基为X-Vivo培养基,并添加IL-2、IL-7、IL-15和2%FBS进行培养。
4.根据权利要求1所述的培养方法,其特征在于:所述步骤C中,所述扩增培养包括:扩增激活使用CD3/CD28刺激剂,每毫升培养物加入25μl刺激剂;培养T细胞所用培养基为X-Vivo培养基,每毫升培养物加入IL-2 1000IU。
5.根据权利要求1所述的培养方法,其特征在于:所述步骤D中,所述富集的抗体采用myctag-生物素(CST),二抗采用抗生物素磁珠,过磁珠分离柱,留在柱子上的即为富集的CAR-T细胞,加入5ml洗脱缓冲液于分离柱上,将其从磁力架上取下,用配套的活塞推动柱子,从柱子上下来的即为CAR-T细胞,DPBS洗涤一遍后放于6孔板培养扩增。
6.根据权利要求5所述的培养方法,其特征在于:所述步骤D中,每1×107个细胞加入myctag-生物素抗体10μl和抗生物素磁珠20μl。
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SABRINA PROMMERSBERGER等: "CARAMBA: a first-in-human clinical trial with SLAMF7 CAR-T cells prepared by virus-free Sleeping Beauty gene transfer to treat multiple myeloma", 《GENE THER》, vol. 28, no. 9, pages 560 - 571, XP037568563, DOI: 10.1038/s41434-021-00254-w *

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