CN111329993A - 一种nlrp3炎症小体抑制剂及其应用 - Google Patents
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Abstract
本发明提供了一种NLRP3炎症小体抑制剂,所述NLRP3炎症小体抑制剂为EPO,以及提供了所述NLRP3炎症小体抑制剂在制备用于治疗以失控的炎症反应为特征的疾病的药物中的用途。本发明的NLRP3炎症小体抑制剂通过EPOR/JAK2/STAT3/NF‑κB信号通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体,揭示了EPO减轻LPS诱导的急性肺损伤的全新机制,为以失控的炎症反应为特征的疾病如ALI/ARDS的治疗提供了新的策略和治疗靶点。
Description
技术领域
本发明属于生命科学领域,具体地涉及一种NLRP3炎症小体的抑制剂,以及涉及所述NLRP3炎症小体抑制剂在制备用于治疗以失控的炎症反应为特征的疾病的药物中的用途。
背景技术
急性肺损伤(Acute lung injury,ALI)/急性呼吸窘迫综合征(Acuterespiratory distress syndrome,ARDS)是由各种肺内、肺外因素所致的非心源性急性缺氧性呼吸衰竭,临床表现为进行性呼吸困难和顽固性低氧血症。全球每年大约有300万患者发生ALI/ARDS,占重症监测病房患者总数的10%;尽管对其病理生理学机制的认识不断深入,但目前仍缺乏有效的药物治疗手段,ALI/ARDS的死亡率仍高达35%-46%,因此,寻找新的有效治疗药物迫在眉睫。
肺部的过度炎症反应所致失控性炎症损伤是ALI/ARDS的基本病理生理机制,由于中性粒浸润和促炎介质的高水平表达,导致弥漫性肺泡上皮-毛细血管屏障结构破坏、肺泡间质水肿和肺泡表面透明膜形成,引起肺脏功能不全,继而发生呼吸功能衰竭,因此,抑制失控的炎症反应是治疗ALI/ARDS的有效措施。
NLRP3炎症小体是一类由感应蛋白NLRP3、适配蛋白ASC和效应蛋白Caspase-1组成的细胞质多聚体蛋白复合物。目前研究表明NLRP3炎症小体在多种病原微生物如流感病毒、绿脓杆菌、金黄色葡萄球菌等所致的ALI/ARDS中发挥重要作用,其剪切成熟的炎症因子IL-1β和IL-18参与ALI/ARDS的发生发展过程。因此,抑制炎症小体过度激活,减轻炎症因子风暴,改善器官损伤情况,对治疗ALI/ARDS具有重要意义。此外,研究发现在急性胰腺炎、急性心肌梗死、创伤性脊柱损伤、溃疡性结肠炎、克罗恩病、糖尿病、缺血性脑卒中、阿兹海默症(AD)、外伤性脑损伤、脑瘤等疾病的发生发展过程中,NLRP3炎症小体也发挥着关键作用,表明调节NLRP3炎症小体功能有望成为治疗炎症性疾病的新靶点。
促红细胞生成素(Erythropoietin,EPO)是分子量为30.4kDa的糖蛋白激素,属于I型细胞因子超家族,主要由肾脏间质成纤维细胞合成。EPO通过与细胞表面的EPO受体(EPOR)结合,可以促进红系祖细胞增殖、分化和存活,因此目前主要用于各种原因所致贫血的治疗。越来越多的研究表明,在多种疾病中EPO都能发挥器官保护作用,例如心肌梗死、肾脏缺血-再灌注损伤、脊髓损伤等。本发明的侧重点在于发现EPO可以作为NLRP3炎症小体的抑制剂,从而用于治疗以炎症反应为特征的各种疾病。
发明内容
本发明的目的是减轻诸如ALI/ARDS的疾病的失控的炎症反应。
为了实现本发明的目的,本发明提供了以下方案。
在本发明的第一方面,本发明提供了一种NLRP3炎症小体抑制剂。
在本发明的第二方面,本发明还提供了所述NLRP3炎症小体抑制剂在制备用于治疗以失控的炎症反应为特征的疾病,例如急性肺损伤或急性呼吸窘迫综合征的药物中的用途。
进一步地,所述NLRP3炎症小体抑制剂为EPO。
进一步地,EPO为唯一的活性成分。
进一步地,EPO可以与其他活性制剂组合用于减轻失控的炎症反应。
本发明具有以下优点:
本发明的发明人在通过大量研究和实验后证实,EPO可以作为NLRP3炎症小体的抑制剂,其通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB信号通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体,揭示了EPO减轻LPS诱导的急性肺损伤的全新机制,从而为以失控的炎症反应为特征的疾病如ALI/ARDS的治疗提供了新的策略和治疗靶点。
附图说明
图1示出EPO明显减轻LPS诱导的小鼠急性肺损伤,其中A、B:肺组织病理学损伤;C:肺损伤评分;D:肺组织湿/干重比;E:支气管肺泡灌洗液蛋白浓度;F:肺组织MPO浓度。
图2示出EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠IL-1β、IL-18表达,其中A:血清中IL-1β表达;B:肺组织中IL-1β表达;C:IL-1β的mRNA表达;D:血清中IL-18表达;E:肺组织中IL-18表达;F:IL-18的mRNA表达。
图3示出EPO明显抑制LPS诱导的ALI小鼠中NLRP3炎症小体,其中A-C:NLRP3炎症小体组成成分caspase-1、ASC和NLRP3的mRNA表达;D-I:NLRP3炎症小体相关成分pro-caspase-1、pro-IL-1β、ASC、NLRP3和cleaved caspase-1的蛋白表达。
图4示出EPO可以活化EPOR/JAK2/STAT3通路抑制NF-κB活化,其中EMP9为EPOR抑制剂;Fedratinib为JAK2抑制剂;NSC 74859为STAT3抑制剂;BAY 11-7082为NF-κB抑制剂;A-D:p-JAK2,t-JAK2,p-STAT3,t-STAT3,NF-κB p-p65和NF-κB t-p65蛋白表达。
图5示出EPO通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体的激活,其中A-E:NLRP3炎症小体相关成分pro-caspase-1、pro-IL-1β、ASC、NLRP3和cleaved caspase-1的蛋白表达。
图6示出EPO通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路抑制IL-1β、IL-18水平,进而减轻LPS诱导的急性肺损伤,其中A:血清中IL-1β表达;B:肺组织中IL-1β表达;C:血清中IL-18表达I;D:肺组织中IL-18表达;E:肺组织湿/干重比;F:支气管肺泡灌洗液蛋白浓度;G:肺组织MPO浓度。
图7示出NLRP3基因敲除显著削弱了EPO对NLRP3炎症小体的抑制作用,其中A-E:NLRP3炎症小体相关成分pro-caspase-1、pro-IL-1β、NLRP3和cleaved caspase-1的蛋白表达。
图8示出EPO对LPS诱导的ALI小鼠的肺保护作用依赖于其对NLRP3炎症小体的抑制作用,其中A:肺组织湿/干重比;B-C:血清中IL-1β、IL-18表达;D-E:肺组织中IL-1β、IL-18表达。
具体实施方式
为使本发明的目的、技术方案和优点更加清楚明白,以下结合具体实施方式,并参照附图,对本发明进一步详细说明。
实验分组与处理
实验第一部分:野生型雄性C57BL/6小鼠(22-25g)随机数字法分为4组,每组24只。①正常对照组(Control group):腹腔注射等体积0.9%氯化钠注射液;②脂多糖组(LPSgroup):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg;③脂多糖+促红细胞生成素治疗组(LPS+EPOgroup):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg;④促红细胞生成素组(EPO group):腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg。8小时后,腹腔注射1%戊巴比妥钠50mg/kg麻醉小鼠。每组随机取8只小鼠摘眼球取血,分离血清用于ELISA检测相关细胞因子;分离肺组织用于检测肺组织湿/干重比。每组再随机取8只小鼠腹主动脉放血处死,用0.9%氯化钠注射液行支气管肺泡灌洗,并收集支气管肺泡灌洗液用于检测支气管肺泡灌洗液蛋白浓度。每组剩余8只小鼠腹主动脉放血处死,分离肺组织,左肺叶4%多聚甲醛固定用于HE染色检测肺组织病理学改变,右肺上叶用于ELISA检测相关细胞因子,右肺中叶用于QPCR检测相关mRNA,右肺下叶用于Western Blot检测相关蛋白,右肺舌叶留取备用。
实验第二部分:野生型雄性C57BL/6小鼠(22-25g)随机数字法分为7组,每组16只。①脂多糖组(LPS group):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg;②脂多糖+促红细胞生成素治疗组(LPS+EPO group):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg;③脂多糖+促红细胞生成素+EMP-9组(LPS+EPO+EMP-9group):腹腔注射EMP-91mg/mice,30分钟后腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg;④脂多糖+促红细胞生成素+Fedratinib组(LPS+EPO+Fedratinib group):腹腔注射Fedratinib 100mg/kg,30分钟后腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg;⑤脂多糖+促红细胞生成素+NSC-74859组(LPS+EPO+NSC-74859group):腹腔注射NSC-74859 5mg/kg,30分钟后腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg;⑥脂多糖+促红细胞生成素+BAY 11-7082组(LPS+EPO+BAY 11-7082group):腹腔注射BAY 11-7082 20mg/kg,30分钟后腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg;⑦脂多糖+促红细胞生成素+DMSO组(LPS+EPO+DMSO group):腹腔注射等体积DMSO,30分钟后腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg。8小时后,腹腔注射1%戊巴比妥钠50mg/kg麻醉小鼠。每组随机取8只小鼠摘眼球取血,分离血清用于ELISA检测相关细胞因子;分离肺组织用于检测肺组织湿/干重比。每组剩余8只小鼠腹主动脉放血处死,用0.9%氯化钠注射液行支气管肺泡灌洗,并收集支气管肺泡灌洗液用于检测支气管肺泡灌洗液蛋白浓度;分离肺组织用于Western Blot检测相关蛋白。
实验第三部分:野生型雄性C57BL/6小鼠(22-25g)随机数字法分为3组,每组14只。①正常对照组(Control group):腹腔注射等体积0.9%氯化钠注射液;②脂多糖组(LPSgroup):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg;③脂多糖+促红细胞生成素治疗组(LPS+EPOgroup):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg。
NLRP3基因敲除雄性C57BL/6小鼠(22-25g)随机数字法分为3组,每组14只。①正常对照组(Control group):腹腔注射等体积0.9%氯化钠注射液;②脂多糖组(LPS group):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg;③脂多糖+促红细胞生成素治疗组(LPS+EPO group):腹腔注射脂多糖(LPS)15mg/kg,同时腹腔注射促红细胞生成素(EPO)3000U/kg。8小时后,腹腔注射1%戊巴比妥钠50mg/kg麻醉小鼠。每组随机取7只小鼠摘眼球取血,分离血清用于ELISA检测相关细胞因子;分离肺组织用于检测肺组织湿/干重比。每组剩余7只小鼠腹主动脉放血处死,用0.9%氯化钠注射液行支气管肺泡灌洗,并收集支气管肺泡灌洗液用于检测支气管肺泡灌洗液蛋白浓度;分离肺组织用于Western Blot检测相关蛋白。
小鼠摘眼球取血及分离血清小鼠腹腔注射1%戊巴比妥钠50mg/kg,待小鼠麻醉后用左手拇指、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤,小指固定尾部,中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位,无名指按在腹部;捻动拇指轻压取血侧眼部皮肤,使眼球充血突出;用眼科剪剪去小鼠胡须,防止血液从胡须处流下引起溶血;用眼科镊夹取眼球并快速摘取,使血液从眼眶流入EP管中;当血液滴入速度变慢时可轻按小鼠心脏部位,加快心脏泵血速度以获取更多的血液;取血结束后采用脱颈法处死小鼠。取血结束后,将EP管置于37℃恒温孵育箱静置1小时;再置于4℃冰箱静置3小时;待血液凝固血块收缩后,4000rpm 4℃离心10分钟;取上清于无菌的EP管中,-80℃保存备用。
实验结果
EPO明显减轻LPS诱导的ALI小鼠肺组织病理学损伤
为观察EPO对LPS诱导的急性肺损伤小鼠肺组织病理学的影响,我们采用肺组织HE染色方法作为观察指标。如图1A和1B所示,正常对照组(Control group)和促红细胞生成素组(EPO group)小鼠肺泡结构完整,肺泡腔无炎性细胞及液体渗出,肺泡间隔无炎性细胞浸润及水肿;LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠肺泡结构破坏,肺泡腔内大量炎性细胞及液体渗出,肺泡间隔大量炎性细胞浸润及肺间质水肿;促红细胞生成素治疗组(LPS+EPO group)小鼠肺组织病理学上述改变明显减轻。我们采用肺组织学损伤评分对小鼠肺组织病理学损伤进行半定量。如图1C所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠肺组织学损伤评分明显升高(p<0.0001);而EPO治疗(LPS+EPOgroup)则可以明显降低肺组织学损伤评分(p<0.0001)。上述结果表明EPO可以明显减轻LPS诱导的ALI小鼠肺组织病理学损伤。
图1A-C示出EPO明显减轻LPS诱导的ALI小鼠肺组织病理学损伤,其中肺组织HE染色,A:放大200倍;B:放大400倍;C:数据表示为均数±标准差,n=3,p值如图所示。
EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠肺组织湿/干重比
肺组织湿/干重比作为评价肺水肿程度的指标,可以反映急性肺损伤时肺水肿的程度。为了评价EPO对LPS诱导的ALI小鼠肺水肿程度的影响,我们采用肺组织湿/干重比作为观察指标。如图1D所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠肺组织湿/干重比显著升高(p<0.0001);而EPO治疗(LPS+EPO group)则可以明显降低小鼠肺组织湿/干重比(p<0.0001)。上述结果表明,EPO可以明显减轻LPS诱导的ALI小鼠肺水肿程度。
图1D示出EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠肺组织湿/干重比,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。
EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠支气管肺泡灌洗液蛋白浓度
急性肺损伤时肺泡毛细血管通透性增加,气-血屏障受损,造成蛋白质等大量渗出,因此支气管肺泡灌洗液蛋白浓度可以反映急性肺损伤时气-血屏障的损伤程度。为了评价EPO对LPS诱导的ALI小鼠气-血屏障的影响,我们收集小鼠支气管肺泡灌洗液并检测其蛋白浓度。如图1E所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPSgroup)小鼠支气管肺泡灌洗液蛋白浓度显著升高(p<0.0001);而EPO治疗(LPS+EPO group)则可以明显降低小鼠支气管肺泡灌洗液蛋白浓度(p<0.0001)。上述结果表明,EPO可以明显减轻LPS诱导的ALI小鼠气-血屏障损伤。
图1E示出EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠支气管肺泡灌洗液蛋白浓度,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。
EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠肺组织MPO浓度
髓过氧化物酶(MPO)富含于中性粒细胞中,因此肺组织MPO浓度可以反映急性肺损伤时中性粒细胞浸润程度,为了评价EPO对LPS诱导的ALI小鼠肺组织中性粒细胞浸润的影响,我们用ELISA法检测肺组织MPO浓度。如图1F所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠肺组织MPO浓度显著升高(p<0.0001;而EPO治疗(LPS+EPO group)则可以明显降低小鼠肺组织MPO浓度(p<0.0001)。上述结果表明,EPO可以明显减轻LPS诱导的ALI小鼠肺组织中性粒细胞浸润程度。
图1F示出EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠肺组织MPO浓度,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。
EPO明显抑制LPS诱导的ALI小鼠IL-1β、IL-18的表达
急性肺损伤以失控的炎症为特征,生成大量的炎症因子促进肺损伤的进一步加重。为了评价EPO对LPS诱导的ALI小鼠炎症因子的影响,我们收集小鼠血清及肺组织匀浆,并用ELISA法检测其IL-1β、IL-18浓度。如图2A-B、D-E所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠血清及肺组织IL-1β、IL-18浓度显著升高(p<0.0001);而EPO治疗(LPS+EPO group)则可以明显降低小鼠血清及肺组织IL-1β、IL-18浓度(p<0.0001)。上述结果表明,EPO可以明显抑制LPS诱导的ALI小鼠炎症因子产生。为了进一步探究EPO抑制IL-1β、IL-18产生的具体机制,我们用QPCR法检测了小鼠肺组织IL-1β、IL-18mRNA的表达水平。如图2C和2F所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠肺组织IL-1β、IL-18 mRNA表达显著升高(p<0.0001);而EPO治疗(LPS+EPO group)则可以明显降低小鼠肺组织IL-1β、IL-18mRNA表达水平(p<0.0001)。上述结果表明,EPO可以通过抑制IL-1β、IL-18mRNA的表达,进而抑制IL-1β、IL-18产生。
图2A-B、D-E示出EPO明显降低LPS诱导的ALI小鼠血清及肺组织IL-1β、IL-18浓度,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。图2C和2F示出EPO明显抑制LPS诱导的ALI小鼠肺组织IL-1β、IL-18的表达,其中的数据表示为均数±标准差,n=6,p值如图所示。
EPO明显抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体
NLRP3炎症小体是成熟的IL-1β、IL-18的主要来源,为了探究EPO抑制IL-1β、IL-18产生是否通过抑制NLRP3炎症小体,我们采用Western blot法检测小鼠肺组织NLRP3炎症小体相关蛋白pro-Caspase-1、pro-IL-1β、ASC、NLRP3、Cleaved-Caspase-1的蛋白表达水平。如图3D-I所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠肺组织pro-IL-1β、NLRP3、Cleaved-Caspase-1蛋白水平显著升高(p<0.0001);而EPO治疗(LPS+EPO group)则可以明显降低小鼠肺组织pro-IL-1β(p<0.0001)、NLRP3(p<0.0001)、Cleaved-Caspase-1(p=0.0004)蛋白水平。而肺组织pro-Caspase-1、ASC的蛋白表达水平在各组无明显差异。上述结果表明,EPO可以明显抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体。为了进一步探究EPO抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体的具体机制,我们采用QPCR检测小鼠肺组织NLRP3炎症小体相关蛋白Caspase-1、ASC、NLRP3的mRNA表达水平。如图3A-C所示,与正常对照组(Control group)相比,LPS诱导的急性肺损伤组(LPS group)小鼠肺组织NLRP3mRNA及蛋白表达显著升高(p<0.0001);而EPO治疗(LPS+EPO group)则可以明显降低小鼠肺组织NLRP3 mRNA及蛋白表达水平(p<0.0001)。而肺组织Caspase-1、ASC的mRNA表达水平在各组无明显差异。上述结果表明,EPO可以通过抑制小鼠肺组织NLRP3 mRNA表达,降低肺组织NLRP3蛋白水平,进而减少NLRP3炎症小体组装,最终降低有活性的Cleaved-Caspase-1蛋白水平,从而达到对NLRP3炎症小体的抑制作用。
图3A-C示出EPO明显抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。图3D-I示出EPO明显抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3 mRNA表达,其中数据表示为均数±标准差,n=6,p值如图所示。
EPO通过激活EPOR/JAK2/STAT3通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NF-κB活化
为了进一步明确EPOR/JAK2/STAT3通路的上下游关系及其对NF-κB的调控作用,我们使用EMP-9(EPOR抑制剂)、Fedratinib(JAK2抑制剂)、NSC 74859(STAT3抑制剂)以及BAY11-7082(NF-κB抑制剂),并采用Western blot法测小鼠肺组织JAK2、STAT3、NF-κB p65蛋白以及JAK2、STAT3、NF-κB p65磷酸化水平。如图4所示,EMP-9和Fedratinib可以明显拮抗EPO对p-JAK2、p-STAT3蛋白的上调作用以及对p-p65的下调作用;NSC 74859可以明显拮抗EPO对p-STAT3蛋白的上调作用以及对p-p65的下调作用,但其不能拮抗EPO对p-JAK2蛋白的上调作用,提示JAK2位于STAT3通路上游;除此之外,BAY 11-7082仅能够拮抗EPO对p-p65的下调作用,其不能拮抗EPO对p-JAK2、p-STAT3蛋白的上调作用,提示EPOR/JAK2/STAT3通路位于NF-κB上游。上述结果表明,EPO通过与EPOR结合,磷酸化并激活JAK2,进而磷酸化并激活STAT3,从而抑制NF-κB p65的磷酸化及其转录调控活性。
图4示出EPO可以活化EPOR/JAK2/STAT3通路抑制NF-κB活化,其中A-D:p-JAK2,t-JAK2,p-STAT3,t-STAT3,NF-κB p-p65和NF-κB t-p65蛋白表达,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。
EPO通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体,进
而减轻LPS诱导的ALI小鼠肺损伤
为了明确EPO是否通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路对LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体发挥抑制作用,我们使用EMP-9(EPOR抑制剂)、Fedratinib(JAK2抑制剂)、NSC 74859(STAT3抑制剂)以及BAY 11-7082(NF-κB抑制剂),并采用Western blot法检测小鼠肺组织pro-IL-1β、pro-Caspase-1、NLRP3、Cleaved-Caspase-1蛋白水平,采用ELISA法检测小鼠血清及肺组织匀浆IL-1β、IL-18浓度。如图5所示,EMP-9、Fedratinib、NSC 74859可以逆转EPO对LPS诱导的ALI小鼠肺组织pro-IL-1β、NLRP3、Cleaved-Caspase-1蛋白的抑制作用,而BAY11-7082则可以模拟EPO对LPS诱导的ALI小鼠肺组织pro-IL-1β、NLRP3、Cleaved-Caspase-1蛋白的抑制作用。
图5示出EPO通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体的激活,其中A-E:NLRP3炎症小体相关成分pro-caspase-1、pro-IL-1β、ASC、NLRP3和cleaved caspase-1的蛋白表达,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。
为了明确EPO减轻LPS诱导的ALI小鼠肺损伤的作用是否依赖EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路,我们使用EMP-9(EPOR抑制剂)、Fedratinib(JAK2抑制剂)、NSC 74859(STAT3抑制剂)以及BAY 11-7082(NF-κB抑制剂),并采用肺组织湿/干重比、支气管肺泡灌洗液蛋白浓度以及肺组织MPO浓度作为检测指标。如图6A-D所示,EMP-9、Fedratinib、NSC 74859可以逆转EPO对LPS诱导的ALI小鼠血清及肺组织IL-1β、IL-18的抑制作用,而BAY 11-7082则可以模拟EPO对LPS诱导的ALI小鼠血清及肺组织IL-1β、IL-18的抑制作用。如图6E-G所示,EMP-9、Fedratinib、NSC 74859可以逆转EPO降低LPS诱导的ALI小鼠肺组织湿/干重比、支气管肺泡灌洗液蛋白浓度以及肺组织MPO浓度的作用,而BAY 11-7082则可以模拟EPO降低LPS诱导的ALI小鼠肺组织湿/干重比、支气管肺泡灌洗液蛋白浓度以及肺组织MPO浓度的作用。
上述结果表明,EPO通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体,进而减少血清及肺组织IL-1β、IL-18炎症因子水平,从而减轻LPS诱导的ALI小鼠肺损伤。
图6示出EPO通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB通路抑制IL-1β、IL-18水平,进而减轻LPS诱导的急性肺损伤,其中A:血清中IL-1β表达;B:肺组织中IL-1β表达;C:血清中IL-18表达I;D:肺组织中IL-18表达;E:肺组织湿/干重比;F:支气管肺泡灌洗液蛋白浓度;G:肺组织MPO浓度,其中数据表示为均数±标准差,n=8,p值如图所示。
EPO对LPS诱导的ALI小鼠的肺保护作用依赖于其对NLRP3炎症小体的抑制作用
为了明确NLRP3炎症小体在EPO对LPS诱导的ALI小鼠的肺保护中的作用,我们使用NLRP3基因敲除小鼠按照上述分组处理,并采用Western blot法检测小鼠肺组织pro-IL-1β、pro-Caspase-1、NLRP3、Cleaved-Caspase-1蛋白水平,采用ELISA 法检测小鼠血清及肺组织匀浆IL-1β、IL-18浓度,最后检测小鼠肺组织湿/干重比。如图7所示,与WT小鼠相比,NLRP3基因敲除小鼠中LPS上调肺组织Cleaved-Caspase1蛋白的作用消失,且EPO下调LPS诱导的ALI小鼠肺组织Cleaved-Caspase1蛋白的作用亦消失。如图8B-D所示,与WT小鼠相比,NLRP3基因敲除小鼠中LPS上调血清及肺组织IL-1β、IL-18浓度的作用明显减弱,且EPO下调LPS诱导的ALI小鼠血清及肺组织IL-1β、IL-18浓度的作用消失。如图8A所示,肺组织湿/干重比的结果与炎症因子的变化一致。上述结果表明,EPO对LPS诱导的ALI小鼠的肺保护作用依赖于其对NLRP3炎症小体的抑制作用。
图7示出NLRP3基因敲除显著削弱了EPO对NLRP3炎症小体的抑制作用,其中A-E:NLRP3炎症小体相关成分pro-caspase-1、pro-IL-1β、NLRP3和cleaved caspase-1的蛋白表达,其中数据表示为均数±标准差,n=7,p值如图所示。
图8示出EPO对LPS诱导的ALI小鼠的肺保护作用依赖于其对NLRP3炎症小体的抑制作用,其中A:肺组织湿/干重比;B-C:血清中IL-1β、IL-18表达;D-E:肺组织中IL-1β、IL-18表达,其中数据表示为均数±标准差,n=7,p值如图所示。
实验结论
本发明的发明人出人预料地发现,EPO可以作为NLPR3炎症小体的抑制剂,其通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB信号通路抑制LPS诱导的ALI小鼠NLRP3炎症小体,揭示了EPO减轻LPS诱导的急性肺损伤的全新机制,从而为以失控的炎症反应为特征的疾病如ALI/ARDS的治疗提供了新的策略和治疗靶点。
以上所述仅是本发明的优选实施方式,应当指出,对于本技术领域的普通技术人员来说,在不脱离本发明技术原理的前提下,还可以做出若干改进和变型,这些改进和变型也应视为本发明的保护范围。
Claims (6)
1.一种NLRP3炎症小体抑制剂,其特征在于,所述NLRP3炎症小体抑制剂为EPO。
2.根据权利要求1所述的NLRP3炎症小体抑制剂,其特征在于,EPO是通过EPOR/JAK2/STAT3/NF-κB信号通路来抑制NLRP3炎症小体的。
3.根据权利要求1所述的NLRP3炎症小体抑制剂在制备用于治疗以失控的炎症反应为特征的疾病的药物中的应用。
4.根据权利要求3所述的应用,其特征在于,所述以失控的炎症反应为特征的疾病包括但不限于急性肺损伤或急性呼吸窘迫综合征。
5.根据权利要求3或4所述的应用,其特征在于,EPO为唯一的活性成分。
6.根据权利要求3或4所述的应用,其特征在于,EPO与其他活性成分组合使用。
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
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CN202010155613.8A CN111329993A (zh) | 2020-03-09 | 2020-03-09 | 一种nlrp3炎症小体抑制剂及其应用 |
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