CN103175966A - 急性b淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒及其应用 - Google Patents

Abstract

本发明公开了一种急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，与七色流式细胞仪配合使用，该试剂盒的结构中配备了下述荧光标记的单克隆抗体：CD58FITC，CD10PE，CD34PerCP，CD38APC，CD19APC-Cy7和CD45PacificBlue。本发明的试剂盒可快速、准确地检测初诊B-ALL患者白血病启动细胞的免疫表型；采用本发明的试剂盒所测定的白血病启动细胞上CD58表达比例可作为B-ALL患者的预后指标之一，对于B-ALL患者的预后判断以及临床治疗方案的制定具有重要的指导意义。

Description

急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒及其应用

技术领域

本发明属于细胞表型确认过程中的专用试剂盒结构设计，具体涉及一种检测急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类的试剂盒及其应用。

背景技术

急性淋巴细胞白血病（Acute lymphoblastic leukemia，ALL）是全球高发的血液系统恶性肿瘤之一，是严重危害人民身体健康、尤其是儿童和青壮年人群的重大疾病，提高其根治率具有重大意义。近半个世纪以来治疗方案的优化已使儿童ALL的诱导缓解率和长期生存率得到了显著提高，5年无病生存率（Disease-Free Survival，简称DFS）已达到70-80%，但是成人ALL的5年DFS始终在30%左右徘徊。复发是ALL患者治疗失败的主要原因，是影响ALL患者长期生存的重要问题。复发后的长期化疗及造血干细胞移植等巨额的医疗费用给社会和家庭都造成了极其沉重的精神和经济负担，是对医疗行业和国家医疗保障制度的严峻考验。因此，积极探索易于检测并且特异性表达的新标记用于ALL复发预测，对于改善ALL患者的长期预后具有重要意义。

越来越多的实验证据表明白血病干细胞（leukemia stem cells，简称LSCs）是白血病启动、复发与耐药的根源。那些能够在免疫缺陷小鼠体内长期重建白血病并且具有自我更新能力的细胞称为白血病启动细胞（leukemia initiating cells，LICs），基本等同于LSCs。在前期工作中，利用新生期NOD/SCID/IL2rγ^null小鼠异种移植模型首次鉴定出CD34⁺CD19⁺细胞为急性B淋巴细胞白血病（简称B-ALL）患者的LICs。但是，为了将B-ALL患者的LICs与正常B祖细胞鉴定开来并进行分类，找到LICs特异性表面标记及其处理步骤与方法，目前国内外尚未见报道。因此，这是一个关键的课题，涉及到急性B淋巴细胞白血病临床治疗方案的制定是否更加科学、高效与个体化。

发明内容

本发明要解决的技术问题是提供一种对急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒产品的结构设计及其操作步骤，利用该试剂盒中的专用试剂和配套的使用方法、并借助七色流式细胞仪的辅助，可以快速、准确地测定LICs表型，将对急性B淋巴细胞白血病患者LICs表型的快速、准确分类以及对患者的预后判断和临床治疗方案的制定具有重要的指导意义。

为了解决上述技术问题，本发明采取的技术方案1是：

一种急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，与七色流式细胞仪组成白血病启动细胞表型分类装备，该试剂盒的结构中配置了下述单克隆抗体试剂：CD58、CD10、CD34、CD19、CD45和CD38。

所述单克隆抗体试剂CD58、CD10、CD34、CD19、CD45和CD38依前后排列顺序依次进行特异性荧光素标记为：FITC、PE、PerCP、APC-Cy7、Pacific Blue和APC。

本发明还提供了一种借助于上述试剂盒和七色流式细胞仪对急性B淋巴细胞白血病启动细胞进行表型分类的方法，该方法中包括下述步骤：

步骤一、试剂配制

1.1、配制pH为7.2~7.4的10×PBS缓冲液，并稀释10倍成为1×PBS缓冲液，

1.2、取溶红细胞液，并用1×PBS缓冲液稀释10倍，

1.3、取小牛血清加入至1×PBS缓冲液中，制备含0.5wt.%~2wt.%血清的PBS；

步骤二、对骨髓标本进行荧光标记，制备测试标本

2.1在同一专用试管中，依次分别加入荧光标记的单克隆抗体如下：3μL CD58FITC，10μL CD10PE，1μL CD34 PerCP， 2μLCD38APC，5μL CD19APC-Cy7和1.3μL CD45Pacific Blue；然后再加入100μL骨髓标本，混匀，室温避光放置15分钟孵育，

2.2、加入步骤1.2中稀释后的溶红细胞液2mL，混匀后避光，室温放置 8分钟，溶解红细胞，

2.3、1500转/分离心5分钟，弃上清液，加入步骤1.3中2mL含0.5wt.%~2wt.%血清的PBS，混匀，

2.4、1500转/分离心5分钟，弃上清液，加入步骤1.1中0.3mL1× PBS缓冲液，混匀，制成待测标本；

步骤三、按照七色流式细胞仪的操作要求对待测标本进行处理后检测，获得特异性荧光标记的骨髓细胞数据，借助仪器统计与分析软件确定骨髓样品中白血病启动细胞上CD58的表达比例，作为白血病启动细胞表型分类的主要依据。

本发明的试剂盒中配备了6种带有荧光标记的单克隆抗体，由于每种单克隆抗体可供选择的荧光素具有数种，当选择不同荧光素进行标记时，其检测白血病启动细胞的特异性和敏感性是不同的，而且6种单克隆抗体分别采用不同的荧光素组合进行标记时，流式细胞仪能否有效地检测出白血病启动细胞也是未知的。本发明通过大量的创造性劳动对6种单克隆抗体的最佳荧光标记组合进行探索，并采用七色流式细胞仪一次即可实现对白血病启动细胞的准确、快速分型，从而准确地确定白血病启动细胞上CD58的表达比例。

采用本发明的试剂盒、并借助七色流式细胞仪检测初诊B-ALL患者的肝素抗凝骨髓LICs（CD34⁺CD19⁺细胞）上CD58的表达，并将CD58在LICs上表达比例≥20%定义为CD58⁺LICs，<20%定义为CD58^-LICs，通过临床试验和统计学分析，结果表明：139例初诊B-ALL患者中，CD58^-LIC组的完全缓解率明显低于CD58⁺LIC组（P<0.0001）；两年累积复发率（Cumulative incidence of relapse，简称CIR）CD58^-LIC组明显高于CD58⁺LIC组（72.00% ± 1.30% vs. 18.20% ± 0.15%, P<0.0001）；两年无病生存率CD58^-LIC组较CD58⁺LIC组明显降低（28.00% ± 10.58% vs. 77.95% ± 4.36%, P<0.0001）；多因素预后分析提示初诊时CD58^-LICs是B-ALL患者复发和无病生存的独立预后因素。从本发明所测得的CD58在LICs上表达比例虽然不能够直接得出诊断结果或者健康状况，但其作为中间结果可以作为B-ALL患者的临床治疗方案制定的参考信息之一。

采用本发明产生的有益效果在于：（1）采用本发明的试剂盒可快速、准确地检测初诊为B-ALL患者骨髓白血病启动细胞的免疫表型，为白血病启动细胞的表型分类提供了一种可靠的新的荧光标记的单克隆抗体组合；（2）采用本发明的试剂盒所检测的白血病启动细胞上CD58表达比例可作为B-ALL患者的预后指标之一，对于B-ALL患者的预后判断以及临床治疗方案的制定具有重要的指导意义。

附图说明

图1A~D分别是按照复发、年龄、NCCN危险度分层以及白细胞计数进行亚组分析，初诊时不同亚组B-ALL患者白血病启动细胞上CD58表达比例的差异；

图2A~F分别是所有B-ALL患者以及按照儿童、成人、化疗、异基因造血干细胞移植、NCCN危险度分层进行亚组分析，B-ALL患者累积复发率与白血病启动细胞上CD58表达状态的相关性结果；

图3A~F分别是所有B-ALL患者以及按照儿童、成人、化疗、异基因造血干细胞移植、NCCN危险度分层进行亚组分析，B-ALL患者无病生存率与白血病启动细胞上CD58表达状态的相关性结果；

图4A~F分别是所有B-ALL患者以及按照儿童、成人、化疗、异基因造血干细胞移植、NCCN危险度分层进行亚组分析，B-ALL患者无病生存率与白血病启动细胞上CD58表达状态的相关性结果。

具体实施方式

    本发明提供一种急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，其包括下列荧光标记的单克隆抗体试剂：CD58、CD10、CD34、CD19、CD45和CD38，分别依次对应下列荧光标记FITC、PE、PerCP、APC-Cy7、Pacific Blue和APC。各单克隆抗体的荧光标记及成分等信息参见表1。

               表1 流式单克隆抗体信息

名称	荧光标记	成分	克隆	产品目录号	公司
						CD58	FITC	Mouse IgG2a	AICD58	IM1218	BECKMAN COULTER
CD10	PE	Mouse IgG1	HI10a	340921	BD
						CD34	PerCP	Mouse IgG1	8G12	340430	BD
CD19	APC-Cy7	Mouse IgG1	SJ25C1	348794	BD
						CD45	Pacific Blue	Mouse IgG1	HI30	304022	Biolegend
CD38	APC	Mouse IgG1	HB7	345807	BD

所述试剂盒中还设置了溶红细胞液、pH 为7.2~7.4的10×PBS缓冲液、配套计量的小牛血清试剂、与七色流式细胞仪配套使用的专用试管、使用该试管与借助七色流式细胞仪配合完成急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类的步骤与注意事项的说明书。

采用本发明的试剂盒进行B-ALL患者骨髓LICs细胞表型测定的步骤如下：

步骤一、试剂的制备

1、将10×PBS缓冲溶液稀释为1×PBS备用。

所述10×PBS缓冲液的配制方法：

称取Na₂HPO₄.12H₂O26.3g、NaH₂PO₄.2H₂O3.0g和NaCl85.0g于容量瓶中，加蒸馏水至1000mL，常温保存。

2、将溶红细胞液用1×PBS缓冲液稀释10倍，备用。

3、在1×PBS缓冲液中加入小牛血清，制备0.5%~2%血清的PBS，于0.1%NaN₃，4°C保存。

步骤二、步骤一中配制的试剂备用，对患者骨髓标本进行荧光标记，制备测试标本

1、取洁净的流式细胞仪的专用试管，在试管中分别加入3μL的 CD58FITC，10μL的 CD10PE, 1μL的 CD34 PerCP， 2μL的 CD38APC，5μL的 CD19APC-Cy7和1.3μL的 CD45 Pacific Blue，再加入100μL骨髓标本（应含有不少于1×10⁶个白细胞），轻轻混匀，室温（环境温度保持在22℃左右）避光放置15分钟孵育。

2、加入步骤一中稀释后的溶红细胞液2mL，混匀后避光，室温放置 8分钟，溶解红细胞。

3、1500转/分离心5分钟，弃上清液，加入步骤一中2mL含0.5wt.%~2wt.%血清的PBS，混匀。

4、1500转/分离心5分钟，弃上清液，加入0.3mL1×PBS缓冲液、混匀，制成待测试样。

步骤三、按照七色流式细胞仪的操作要求对待测标本进行处理后检测，获得特异性荧光标记的骨髓细胞数据，借助仪器统计与分析软件确定骨髓样品中白血病启动细胞上CD58的表达比例，作为白血病启动细胞表型分类的主要依据。

具体步骤：按照流式细胞仪的操作规程，对步骤二中制备的待测标本进行测试。并用MACSQuant分析软件（德国Miltenyi Biotec公司）进行数据分析。采用二维点图形式进行结果分析：先建立FSC/SSC点图，将活细胞区域划为R1区，以排除死细胞和细胞碎片；设CD45/SSC点图，根据各群细胞CD45和SSC的强度，画出B-ALL细胞R3区，对R3中的CD34⁺CD19⁺细胞（白血病启动细胞，简称LICs）进行设门分析，显示白血病启动细胞上CD58抗原的表达比例，表达CD58的LICs≥20%定义为CD58阳性LICs（CD34⁺CD19⁺CD58⁺表型，CD58⁺LICs）；表达CD58的LICs<20%定义为CD58阴性LICs（CD34⁺CD19⁺CD58^-表型，CD58^-LICs）。

采用上述方法，对2010年1月1日~2011年7月在北京大学人民医院、北京大学血液病研究所收治的初诊B-ALL患者进行前瞻性研究。入组标准：（1）年龄2~60岁；（2）免疫表型为CD34⁺B-ALL；（3）无化疗和异基因造血干细胞移植的禁忌。本研究已经通过北京大学人民医院伦理委员会审批，全部入组患者均签署了知情同意书。

全部患者均在北京大学血液病研究所接受标准化诊断与治疗。诱导治疗采用标准CODPL(C：环磷酰胺，O：长春新碱，D：柔红霉素， P：泼尼松，L：左旋门冬酰胺酶)方案。达到缓解后无移植适应症的患者选择10个疗程巩固并维持治疗2年，包括大剂量MTX(2-3g/m²)、CAT、MA、CODP方案，对于有移植适应症的患者巩固2-4疗程后进行异基因造血干细胞移植（allogeneic hematopoietic stem cell transplantation，简称allo-HSCT）。allo-HSCT方案按照北京大学血液病研究所的移植常规进行。

B-ALL患者均在诱导治疗方案和巩固治疗方案中联合应用伊马替尼400mg/天(诺华公司产品)。取得完全缓解后，有合适供者的部分患者接受了allo-HSCT，allo-HSCT后1个月复查BCR-ABL融合基因，若融合基因连续3次阴性停用伊马替尼；否则，给予伊马替尼400mg/天，至融合基因转阴。疗效判断参照《血液病诊断及疗效标准》第3版。

本研究共有139例2~60岁初诊B-ALL患者，初诊时CD58⁺LIC组119例（占85.61%），CD58^-LIC组20例。两组患者的临床特征如表2所示。

表2 初诊时CD58 ⁺ LIC和CD58 ^- LIC两组B-ALL患者的临床特征

                                                 

备注：CR(complete remission)表示完全缓解；NS（No significance）表示P>0.05。

从表2可以看出，本研究共入组139例2-60岁初诊B-ALL患者，包括72例儿童和67例成人，中位随访时间20个月（7-28个月）。诱导治疗一疗程的完全缓解率为84.17%（117/139），随访期间死亡32 例（27例死于复发，5例死于移植相关死亡（transplantation-related mortality，TRM），31例复发，103例持续缓解。

全部患者2年的CIR为27.25% ± 0.22%，总体生存率（Overall survival， OS）和无病生存率分别为70.36% ± 5.11% 和 69.55% ± 4.77%。

图1A~D分别是按照复发、年龄、NCCN危险度分层以及白细胞计数进行亚组分析，初诊时不同亚组B-ALL患者白血病启动细胞上CD58表达比例差异，横坐标代表初诊B-ALL患者LICs上CD58表达比例。从图中可以看出，复发组LICs上CD58的中位表达比例明显低于非复发组 (37.46% vs. 92.44%, P<0.0001)。而初诊时高白细胞计数组和低白细胞计数组之间，LICs上CD58的表达比例无统计学差异 (88.10% vs. 79.18%, P>0.05)，参见图1D；同理初诊时成人和儿童组间，LICs上CD58的表达比例无统计学差异（88.74% vs. 78.98%, P>0.05），参见图1B；NCCN高危组与NCCN低危组间，LICs上CD58的表达比例无统计学差异（P>0.05），参见图1C。

下面按照CD58在LICs上的高表达（≥20%）与低表达（＜20%）将全部B-ALL患者分为CD58⁺LIC组和CD58^-LIC组，并对两组患者的临床特征以及生存数据进行统计学分析。

1、初诊时CD58^-LIC组患者的完全缓解率降低

CD58⁺LIC组1疗程CR率明显高于CD58^-LIC组（90.76% vs. 45.00%，P<0.0001）。 CD58⁺LIC 组达到CR的中位时间明显短于CD58^-LIC组（30天 vs. 45天，P=0.004）。

2、初诊时CD58^-LIC组患者的累积复发率明显高于CD58⁺LICs组

CD58^-LIC组13例复发，而CD58⁺LIC组18例复发 （P＜0.0001），CD58⁺LIC组的2年累积复发率明显低于CD58^-LIC组（ 18.20% ± 0.15% vs. 72.00% ±1.30%， P<0.0001），参见图2A。对累积复发率进行单因素分析表明：儿童患者，CD58^-LIC组 2年累积复发率明显高于 CD58⁺LIC 组(50.00% ± 25.00% vs. 10.42% ± 0.17%, P=0.1345)，参见图2B；成人患者，CD58^-LIC组 2年累积复发率明显高于 CD58⁺LIC 组(75.00% ± 1.47% vs. 29.00% ± 0.50%, P=0.0042)，参见图2C；NCCN标危组患者，CD58^-LIC组 2年累积复发率明显高于 CD58⁺LIC 组 (63.33%±2.17% vs. 17.96% ±0.36%, P=0.0001)，参见图2D；NCCN高危组患者，CD58^-LIC组 2年累积复发率明显高于 CD58⁺LIC 组(80.00%±5.69% vs. 17.09% ± 0.26%, P=0.0001)；同理，接受化疗和allo-HSCT的患者，CD58^-LIC组与CD58⁺LIC 组 的2年累积复发率分别为85.71% ± 3.04% vs. 16.61% ± 0.20%, P<0.0001，和 65.38% ±2.55% vs. 19.53% ± 0.47%, P=0.0033。

多因素预后分析表明， CD58阴性白血病启动细胞是预测B-ALL复发的独立预后因素。

3、初诊时CD58^-LICs组无病生存率较CD58⁺LICs组降低

CD58⁺LIC组 2年DFS明显高于CD58^-LIC组(77.95% ± 4.36% vs. 28.00% ± 10.58%, P<0.0001)，参见图3A。单因素分析表明，年龄(P=0.000)、巩固后治疗方式 (P=0.016)和NCCN危险度分层(P=0.034)也与DFS明显相关。对B-ALL患者进行亚组分析表明，CD58⁺LIC组和CD58^-LIC组的2年无病生存率分别为（参见图3B-3F）：

儿童组：88.15% ± 4.29% vs. 50.00% ± 35.36%, P=0.1861

成人组：62.79% ± 8.41% vs. 33.33% ± 11.11%, P=0.0113

NCCN标危组：82.91% ± 5.07% vs. 20.00% ± 17.89%, P<0.0001

NCCN高危组：70.47% ± 7.72% vs. 30.00% ± 12.85%, P<0.0001

化疗组：83.39% ± 4.44% vs. 14.29% ± 13.23%, P<0.0001

allo-HSCT组：70.10% ± 8.39% vs. 46.15% ±13.83%, P=0.0226。

多因素预后分析显示：CD58阴性白血病启动细胞是预测B-ALL患者无病生存的独立预后因素。 

4、初诊时CD58^-LIC组的总体生存率低于CD58⁺LIC组

CD58⁺LIC组 2年DFS高于CD58^-LIC组 (75.61% ± 5.53% vs. 42.40% ± 11.50%, P = 0.0016) (图4A). 单因素分析表明，年龄(P=0.000)、巩固后治疗方式 (P=0.080)和NCCN危险度分层(P=0.074)也与OS明显相关。

表3 B-ALL患者的1疗程完全缓解率、复发、无病生存和总体生存

的单因素及多因素分析 (N=139)

如表3所示，应变量分别为CR率、复发率、DFS和OS，自变量包括患者的年龄、初诊时血白细胞计数、和巩固后治疗方式（化疗vs. allo-HSCT）等，单因素预后分析结果显示初诊CD58^-LICs是影响B-ALL患者CR率的预后因素。巩固后治疗方式和初诊CD58^-LICs是影响B-ALL的CIR和DFS的预后因素。巩固后治疗方式（P=0.001）是影响本组患者OS的预后因素。

Cox多因素预后分析显示，初诊CD58^-LICs为影响B-ALL患者缓解率的独立危险因素。巩固后治疗方式和初诊CD58^-LICs是影响本组患者累积复发率和无病生存率的独立预后因素。CD34⁺CD19⁺CD58^-细胞是否为B-ALL患者白血病启动细胞及其作用机制尚待深入研究阐明。

综上所述，本研究结果表明初诊时CD58^-LICs是B-ALL患者高复发风险以及低无病生存的独立危险因素。通过本发明的试剂盒并借助七色流式细胞仪可快速、准确地测定CD58在LICs上的表达比例，对于初诊为B-ALL的患者，从上述测得的表达比例虽然不能直接得出将来诊断结果和健康状况，但其作为中间结果，可以作为患者的临床治疗方案制定的参考信息之一。

Claims (7)

1.一种急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，与七色流式细胞仪组成白血病启动细胞表型分类装备，其特征在于该试剂盒的结构中配置了下述单克隆抗体试剂：CD58、CD10、CD34、CD19、CD45和CD38。

2.根据权利要求1所述的急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，其特征在于所述单克隆抗体试剂CD58、CD10、CD34、CD19、CD45和CD38依前后排列顺序依次进行特异性荧光素标记为：FITC、PE、PerCP、APC-Cy7、Pacific Blue和APC。

3.根据权利要求2所述的急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，其特征在于所述试剂盒中还设置了溶红细胞液和pH为7.2~7.4的10×PBS缓冲液。

4.根据权利要求2所述的急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，其特征在于所述10×PBS缓冲液的配制方法：称取Na₂HPO₄.12H₂O   26.3g、NaH₂PO₄.2H₂O3.0g和NaCl 85.0g于容量瓶中，加蒸馏水至1000mL：取配套容量的缓冲剂封装后装入试剂盒待用。

5.根据权利要求2所述的急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，其特征在于所述试剂盒中还设置了配套计量的小牛血清试剂。

6.根据权利要求2所述的急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类试剂盒，其特征在于所述试剂盒中还设置了与七色流式细胞仪配套使用的专用试管、使用该试管与借助七色流式细胞仪配合完成急性B淋巴细胞白血病启动细胞表型分类的步骤与注意事项的说明书。

7.借助于权利要求1所述的试剂盒和七色流式细胞仪对急性B淋巴细胞白血病启动细胞进行表型分类的方法，其特征在于该方法中包括下述步骤：

步骤一、试剂配制

1.1、配制pH为7.2~7.4的10×PBS缓冲液，并稀释10倍成为1×PBS缓冲液，

1.2、取溶红细胞液，并用1×PBS缓冲液稀释10倍，

1.3、取小牛血清加入至1×PBS缓冲液中，制备含0.5wt.%~2wt.%血清的PBS；

步骤二、对骨髓标本进行荧光标记，制备测试标本

2.1在同一专用试管中，依次分别加入荧光标记的单克隆抗体如下：3μL CD58FITC，10μL CD10PE，1μL CD34 PerCP， 2μLCD38APC，5μL CD19APC-Cy7和1.3μL CD45Pacific Blue；然后再加入100μL骨髓标本，混匀，室温避光放置15分钟孵育，

2.2、加入步骤1.2中稀释后的溶红细胞液2mL，混匀后避光，室温放置 8分钟，溶解红细胞，

2.3、1500转/分离心5分钟，弃上清液，加入步骤1.3中2mL含0.5wt.%~2wt.%血清的PBS，混匀，

2.4、1500转/分离心5分钟，弃上清液，加入步骤1.1中0.3mL1× PBS缓冲液，混匀，制成待测标本；

步骤三、按照七色流式细胞仪的操作要求对待测标本进行处理后检测，获得特异性荧光标记的骨髓细胞数据，借助仪器统计与分析软件确定骨髓样品中白血病启动细胞上CD58的表达比例，作为白血病启动细胞表型分类的主要依据。

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