CN102334465A - 一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法 - Google Patents

Abstract

本发明提供了一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法。本发明还提供了大黄素在制备治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的药物中的用途。本发明还提供了一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的脏器保护剂。本发明通过改良AD手术制作方法，同时借助静脉持续泵入肾上腺素形成人工控制性高血压，促进AD剥离范围的扩大和加速病程进展，以快速形成急性Stanford A型AD伴MODS为制作成功模型的目标，本发明急性Stanford A型AD伴MODS的动物模型为进一步深入应用基础研究与干预治疗研究创造条件。

Description

一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法

技术领域

本发明涉及一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法。

背景技术

急性主动脉夹层(aortic dissection，AD)是指在主动脉中层发生撕裂后，血液通过内膜中膜的撕裂口进入假腔，它是心血管外科危重急症，进展快，死亡率高，早期病死率约每小时1％，48小时内死亡率可高达50％。主动脉夹层的分型有很多种，就指导临床治疗来讲，Stanford分型最常用也最有价值。Stanford A型主动脉夹层指病变累及升主动脉伴或不伴有累及降主动脉，Stanford B型主动脉夹层指病变仅累及降主动脉。主动脉夹层发生后，动脉血流持续进入假腔，动脉壁进行性剥离，假腔持续扩大。假腔内压力增高，体积增大，压迫真腔使前向血流减少，远端缺血；或者压迫主动脉重要分支，致使重要器官缺血；加之其他继发性损害，最终造成多器官功能不全综合征(multiple organ dysfunction syndrome，MODS)，MODS是导致患者死亡的重要原因之一。关于主动脉夹层发生MODS研究的相关文献报道不多，但其他引起MODS严重疾病(如急性坏死性胰腺炎等)的相关研究表明，全身炎性反应综合征(systemic inflammatory response syndrome，SIRS)常常为任何原因造成的MODS的前奏。因此，建立一个急性AD伴MODS的动物模型，是研究炎性反应在AD及其MODS发生、发展中作用的重要基础研究工作。

早在1959年，Blanton FS等用手术方法建立AD模型。近年来随着介入技术的发展，也有学者用介入的方式进行AD的制作并获得成功。但是这些模型均局限于Stanford B型AD，而且存在夹层撕裂程度有限，手术成功率不高，难于建立急性Stanford A型AD伴MODS。目前的文献检索表明，能够模拟临床发病急、进展快、死亡率高的急性AD伴MODS的动物模型尚无成功的报道，而深入研究急性AD发生发展的机制，寻求干预的关键环节，发展临床治疗的新技术新方法，则迫切需要建立动物模型。构建主动脉夹层动物模型的方法最早可以追溯到1952年，Blanton FS等第一次用手术开胸的方法尝试建立夹层模型。他们通过开胸暴露主动脉，手术切开主动脉壁，将切口远端的主动脉壁中层进行钝性分离，并把远端外中层缝合至近端动脉的全层，从而造成主动脉夹层模型。此方法虽然成功复制出主动脉夹层的模型，但复制出来的夹层假腔较短，手术的成功率不高，未伴发MODS。此后的几十年，模型制作均为参考Blanton FS手术的方法来制作主动脉夹层，模型没有大的发展。随着介入技术的提高，越来越多的学者开始采用此方法来制作主动脉夹层。2002年，二军大汤敬东等尝试用介入的方法来复制夹层模型。他们以一个可以调整角度的穿刺针为材料，在X线透视帮助下，将穿刺针经实验动物髂总动脉或腹主动脉导入至胸主动脉，通过调整穿刺针的角度，使针头刺破主动脉中膜并注射生理盐水和弹力蛋白酶来制作夹层，此种方法制作夹层模型的成功率较低，制作的夹层不够明显；而且该方法需要很好的介入技术，对操作者的技术要求较高，稍有不慎即可导致动脉破裂。另外有人采用开胸暴露主动脉，分离动脉间隙，然后用Forgarty导管球囊分离动脉的间隙，形成动脉夹层。

虽然前人对主动脉夹层模型的制作进行了有益的尝试，但是这些模型均存在夹层撕裂长度有限，夹层制作成功率不高等缺点，而且这些模型均为Stanford B型夹层。对于A型夹层的制作未见相关报道，关于夹层制作后伴发MODS更无相关记载。因此，急性主动脉夹层的应用基础与临床研究迫切需要建立能够模仿人类急性Stanford A型主动脉夹层病理解剖与病理生理的实验动物模型。

发明内容

本发明的技术方案是提供了一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法。本发明的另一技术方案是提供了一种筛选治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS药物的方法及药物大黄素的新用途。

本发明提供了一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法，它包括如下步骤：

a、取实验犬，暴露升主动脉；

b、在升主动脉起始部远端约2cm的部位，侧壁钳纵行钳夹主动脉侧壁约1/2周径，小圆刀片横行切开外膜及部分中膜宽达升主动脉周径的1/2；找到中膜间隙，松开侧壁钳，使用纹氏钳尖部沿中膜间隙，向远心端钝性轻柔分离，纵长约1cm；

c、插入连接注射器的Φ2.5mm微泵延长管，高压快速推注生理盐水，利用生理盐水压力的冲击力量扩大夹层范围，直至剥离长度约5cm；假腔内注入弹力蛋白酶(200u加入2ml生理盐水中)，压迫主动脉切口，使之在假腔中留置约5分种；

d、再次钳夹侧壁钳，切开内层的中膜及内膜，使主动脉腔与外界相通，扇形剪除夹层切口远心端部分中膜及内膜，6-0prolene线缝合切口近心端主动脉壁全层及远心端外膜及部分中膜，使血液能够持续进入假腔；

e、松开侧壁钳，再次加强缝合切口，止血；夹层制作完成，逐层关胸，缝合胸壁；

f、连接微量泵，静脉泵入肾上腺素升高血压，使实验动物收缩压维持于250～260mmHg之间。

本发明还提供了该方法制备的动物模型在筛选治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的药物中的用途。

本发明提供了一种筛选治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS药物的方法，包括如下步骤：

①、建立急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型；

②、将候选药物施用于动物模型；

③、观察候选药物对急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的影响情况，并进行评分，评价潜在治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的药物。

其中，①步骤所述的急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法为：

a、取实验犬，暴露升主动脉；

b、在升主动脉起始部远端约2cm的部位，侧壁钳纵行钳夹主动脉侧壁约1/2周径，小圆刀片横行切开外膜及部分中膜宽达升主动脉周径的1/2；找到中膜间隙，松开侧壁钳，使用纹氏钳尖部沿中膜间隙，向远心端钝性轻柔分离，纵长约1cm；

c、插入连接注射器的Φ2.5mm微泵延长管，高压快速推注生理盐水，利用生理盐水压力的冲击力量扩大夹层范围，直至剥离长度约5cm；假腔内注入弹力蛋白酶(200u加入2ml生理盐水中)，压迫主动脉切口，使之在假腔中留置约5分种；

d、再次钳夹侧壁钳，切开内层的中膜及内膜，使主动脉腔与外界相通，扇形剪除夹层切口远心端部分中膜及内膜，6-0prolene线缝合切口近心端主动脉壁全层及远心端外膜及部分中膜，使血液能够持续进入假腔；

e、松开侧壁钳，再次加强缝合切口，止血；夹层制作完成，逐层关胸，缝合胸壁；

f、连接微量泵，静脉泵入肾上腺素升高血压，使实验动物收缩压维持于250～260mmHg之间。

其中，所述的药物是大黄素。

本发明还提供了大黄素在制备治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS和药物中的用途。

所述的药物中大黄素的使用剂量为200mg/kg。

本发明还提供了一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的脏器保护剂，它是由有效量的大黄素为活性成分，加入药学上可接受的辅料或辅助性成分制备而成的制剂。

其中，所述的制剂是口服制剂。

本发明通过改良AD手术制作方法，同时借助静脉持续泵入肾上腺素形成人工控制性高血压，促进AD剥离范围的扩大和加速病程进展，以快速形成急性Stanford A型AD伴MODS为制作成功模型的目标，本发明急性Stanford A型AD伴MODS的动物模型为进一步深入应用基础研究与干预治疗研究创造条件。

附图说明

图1夹层制作成功，中层分离，假腔形成，黑色箭头所指为夹层撕裂部位，宽度接近主动脉周径的1/2。

图2显微镜下放大100倍观察，可见夹层撕裂位于主动脉壁中层。

图3显微镜下放大400倍观察，可见主动脉壁中层弹力纤维断裂，炎性细胞浸润。

图4实验组大体解剖观察

图5对照组大体解剖观察

图6实验组显微镜观查(×100)

图7对照组显微镜观查(×100)

图8实验组显微镜观察(×400)    图9对照组显微镜观察(×400)

图10实验组大体解剖观察        图11对照组大体解剖观察

图12实验组显微镜观察(×100)   图13对照组显微镜观察(×100)

图14实验组显微镜观察(×400)   图15对照组显微镜观察(×400)

图16实验组大体解剖观察        图17对照组大体解剖观察

图18实验组显微镜观察(×100)   图19对照组显微镜观察(×100)

图20实验组显微镜观察(×400)   图21对照组显微镜观察(×400)

图22实验组大体解剖观察        图23对照组大体解剖观察

图24实验组显微镜观察(×100)   图25对照组显微镜观察(×100)

图26实验组显微镜观察(×400)   图27对照组显微镜观察(×400)

图28肠大体解剖观察：实验组    图29脏器保护剂组

图30实验组显微镜观察(×100)   图31脏器保护剂组显微镜观察(×100)

图32实验组显微镜观察(×400)   图33脏器保护剂组显微镜观察(×400)

图34肺大体解剖观察：实验组    图35脏器保护剂组

图36实验组显微镜观察(×100)   图37脏器保护剂组显微镜观察(×100)

图38实验组显微镜观察(×400)   图39脏器保护剂组显微镜观察(×400)

具体实施方式

实施例1 本发明急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法

1材料

1.1实验动物

健康成年Beagle犬18只，雌雄不拘，体重8～12kg，平均8.95±0.72kg。术前每只动物分笼独养，室温23～25℃，自由摄食、进水，12小时光照/黑暗。犬由四川大学华西临床医学院/华西医院中医药安全性评价中心提供，并由四川大学华西临床医学院/华西医院实验动物中心动物房按实验动物要求专人饲养。

1.2主要实验试剂及药品

1)肝素钠(上海生物化学制药厂)

2)青霉素钠(华北制药)

3)肾上腺素(上海禾丰制药有限公司)

4)戊巴比妥钠(上海化学试剂公司)

5)阿托品(杭州海阳医药化工有限公司)

6)福尔马林(新乡市新龙化工有限公司)

7)平衡液(成都利康药品有限公司)

1.3主要实验仪器及设备

1)手术器械(上海金钟医疗器械公司)

2)高频电刀(美国威利高频电刀)

3)电动吸引器(上海医疗器械工业公司)

4)麻醉机(Excel 210 SE Datex-Ohmeda)

5)呼吸机(S900C西门子公司)

6)微量注射泵(上海安吉电子设备有限公司产品)

7)血气分析仪(i-STAT美国雅培便携式血气分析仪)

8)倒置相差显微镜(OLYMPUS IX7042)

9)高速离心机(美国科峻仪器公司)

10)全自动生化分析仪(德国利霸全自动生化仪)

2方法

2.1实验准备

所有操作均在华西临床医学院/华西医院科技园麻醉与危重急救研究室进行。

实验动物术前晚禁食、晨禁饮，以免麻醉后引起胃内容物返流致呼吸道阻塞。术前备皮，范围为胸骨正中及双侧腹股沟手术切口为中心的10cm区域。术前半小时肌肉注射阿托品0.02mg/kg，以减少气管内分泌物，防止气道阻塞，并便于插管时充分暴露气管开口。

麻醉前先将动物固定在固定架上，穿刺左上肢肘正中静脉，置入并固定静脉留置针，3％戊巴比妥钠(25mg/kg)行静脉麻醉，青霉素钠(2.5万u/kg)静脉推注预防感染，并静滴平衡液。

静脉麻醉成功后犬仰卧位，头颈部略低于身体平面，使用带气囊的7F硅胶气管插管，喉镜引导下直视经口插管建立人工气道。插入深度一般为22～26cm，当听见犬有轻微呛咳声或看见气管插管内壁随呼吸有雾气显现时，表示插管成功。用听诊器听诊双肺呼吸音是否清晰及对称，确定气管插管的位置。从插管气囊内推注5ml空气后固定气管插管，用约束带将气管插管妥善固定于犬嘴上。

气管插管连接呼吸机进行人工辅助机械通气，呼吸机参数设置为：吸入氧浓度100％，呼吸频率20次/分，潮气量15ml/kg。

犬舌头帖置氧饱和探头，四肢留置心电电极片，连接生命监护仪。行一侧股动脉穿刺置管，连接压力换能器监测血压。按研究设计的各时间点抽取动脉血进行血气分析。另一侧股静脉行中心静脉穿刺置管，用于静脉输液和采集静脉血标本。

2.2实验分组

本部分实验分为两组：实验组(正中开胸手术制作升主动脉夹层并进行人工控制性高血压，6只)，对照组(正中开胸并进行人工控制性高血压，开胸手术中不进行手术制作升主动脉夹层，6只)。

2.3实验组建立急性主动脉夹层模型的方法

常规消毒铺巾，胸部正中切口，逐层切开皮肤、皮下、肌肉层，线锯锯开胸骨，悬吊心包，暴露升主动脉。在升主动脉起始部远端约2cm的部位，侧壁钳纵行钳夹主动脉侧壁约1/2周径，小圆刀片横行切开外膜及部分中膜宽达升主动脉周径的1/2。找到中膜间隙，松开侧壁钳，使用纹氏钳尖部沿中膜间隙，向远心端钝性轻柔分离，纵长约1cm。插入连接注射器的Φ2.5mm微泵延长管，高压快速推注生理盐水，利用生理盐水压力的冲击力量扩大夹层范围，直至剥离长度约5cm。假腔内注入弹力蛋白酶(200u加入2ml生理盐水中)，压迫主动脉切口，使之在假腔中留置约5分种。再次钳夹侧壁钳，切开内层的中膜及内膜，使主动脉腔与外界相通，扇形剪除夹层切口远心端部分中膜及内膜，6-0prolene线缝合切口近心端主动脉壁全层及远心端外膜及部分中膜，使血液能够持续进入假腔。松开侧壁钳，再次加强缝合切口，仔细止血。夹层制作完成，逐层关胸，缝合胸壁。连接微量泵，静脉泵入肾上腺素升高血压。肾上腺素配制方法为动物的体重×0.03mg加入50ml生理盐水中，初始以2ml/h泵入，实验过程中根据收缩压调整肾上腺素的泵入量，使实验动物收缩压维持于250～260mmHg之间。

2.4对照组的建立方法

麻醉及手术准备同实验组，手术仅行开胸，悬吊心包，钳夹升主动脉壁及人工控制性高血压，手术中不进行升主动脉夹层的手术制作。肾上腺素配制及泵入方法、剂量调整同实验组，动物收缩压维持于250～260mmHg之间。

2.5血液标本的采集及检测

采集：分别于麻醉后开胸手术前(T1)，手术操作结束时(T2)，手术后2小时(T3)，手术后4小时(T4)，手术后6小时(T5)共5个时间点从股动脉穿刺置管中采集动脉血标本行动脉血气分析及通过中心静脉置管抽取静脉血标本行肝肾功能的检测。

检测：动脉血气分析：使用一次性专用动脉采血针，抽取1ml动脉血，10分钟内于i-STAT美国雅培便携式血气分析仪中进行检测并根据体温进行校正。

血浆：取静脉血5ml置入EDTA抗凝管中，混匀，然后3000转/分高速离心15分钟，取上清液体，4℃冰箱冷藏保存，并于1周内送四川大学华西临床医学院/华西医院中医药安全性评价中心生化实验室行肝肾功能的检测。

2.6病理标本的采集及分析

所有实验动物均于手术后6小时(T5时间点)急性期处死，切除全部主动脉，解剖主动脉夹层统计夹层撕裂长度；切除肺组织(全部左上肺)、小肠(肠系膜前动脉供应区域)、左半肝、左肾行大体观察，并保留主动脉夹层、肺、肠道、肝及肾标本福尔马林中固定、保存，病理切片显微镜下观察。

3统计学处理

所有计量资料数据均以均数±标准差表示，应用SPSS13.0软件进行统计分析，组间比较采用配对资料的t检验，组内比较采用两两比较的q检验。检验水准设为0.05，P＜0.05认为有统计学差异。

三结果

1一般结果

本部分实验共使用beagle犬18只，其中对照组6只；剩余12只beagle犬制作主动脉夹层。实验早期制作主动脉夹层与实验观察失败6只，其中制作主动脉夹层时犬死亡3只，死亡犬均为主动脉夹层制作完成后，夹层手术切口缝合止血困难，因失血性休克死亡；实验观察失败3只，均为实验过程中生命体征波动较大，中断观察。制作主动脉夹层成功并完成全程观察的实验动物6只为实验组，对照组手术和实验观察全程均无死亡。

实验组和对照组各6只犬的体重、手术时间、主动脉夹层制作时间、实验全过程输液量无统计学差异(P＞0.05)，见表1。其中对照组采用开胸后两次钳夹主动脉，模仿夹层制作过程并保证两组手术时间的一致性。两组动物实验观察期内各时间点动脉收缩压也无统计学差异(P＞0.05)，见表2。

表1实验组与对照组比较

表2实验组与对照组动脉收缩压(mmHg)比较

2实验动物病理大体解剖与显微镜下观察

2.1实验组主动脉夹层的病理大体解剖及显微镜下观察

6只beagle犬成功制作出主动脉夹层并完成全部实验观察，见图1。实验组实验结束后解剖全部主动脉，大体观察见夹层撕裂长度为14.5～18.5cm，平均17.67±0.52cm；全部主动脉夹层撕裂均超过膈肌，其中1只位于膈肌与肠系膜前动脉之间，3只位于肠系膜前动脉与肾动脉之间，2只位于肾动脉与髂动脉之间。显微镜下观察可见主动脉夹层撕裂位于主动脉壁中层间隙，中层弹力纤维断裂，并可见炎性细胞浸润，见图2，3。

2.2实验组和对照组肺组织病理大体解剖及显微镜下观察

大体观察：实验组左上肺叶显示：肺充血，水肿，颜色灰暗，体积增大，整体含水量增加，切面按压时有大量肺水溢出，见图4。对照组左上肺叶显示：肺呈均匀淡粉红色，包膜光滑，弹性好，体积无增大，无含水量增加，切面均质，按压肺切面无肺水溢出，见图5。

显微镜观察：实验组肺组织的肺泡水肿、出血，肺泡隔增宽，间质增宽及肺泡断裂，周围组织水肿，见图6，8。对照组肺组织的结构完整，肺泡腔清晰，肺泡间隔完整，无水肿，见图7，9。

2.3实验组和对照组肠道病理大体解剖及显微镜下观察

大体观察：实验组的肠道颜色灰暗，蠕动减弱，见图10。对照组的肠道颜色鲜红，蠕动正常，见图11。

显微镜观察：实验组的肠道绒毛断裂、脱落，肠道内壁表面可见少许溃疡，见图12，14。对照组的肠道内壁未见溃疡形成，绒毛结构完整，排列整齐，见图13，15。

2.4实验组和对照组肝脏病理大体解剖及显微镜下观察

实验组与对照组肝脏标本大体观察均见肝脏表面光滑，实验组肝脏未见明显坏死病灶，见图16，17。

显微镜观察，与对照组比较，实验组肝细胞未见明显破坏，肝小叶结构完整，见图18，19，20，21。

2.5实验组和对照组肾脏病理大体解剖及显微镜下观察

大体观察见实验组与对照组病理标本相比无明显改变，实验组肾脏包膜完整，表面光滑，未见明显梗死病灶，见图22，23。

显微镜观察，与对照组比较，实验组肾小球结构完整，未见明显病理改变，见图24，25，26，27。

3实验室观察指标

3.1实验组与对照组动脉血气比较

3.1.1实验组与对照组PO₂(mmHg)比较

血氧分压(PO2)，血氧分压是表示溶解在血中的氧分子所产生的压力。

与对照组比较，实验组在开胸手术前(T1)；手术操作结束时(T2)的PO₂(mmHg)相比无统计学意义(P＞0.05)。而手术后2小时(T3)、手术后4小时(T4)、手术后6小时(T5)的PO₂(mmHg)均降低(P＜0.05)，见表3。

组内比较，实验组PO₂(mmHg)于手术操作结束时(T2)开始进行性下降，之后各时间点PO₂(mmHg)较开胸手术前(T1)均降低(P＜0.05)。

对照组组内比较PO₂(mmHg)各时间点无明显改变，见表3。

表3实验组与对照组PO2(mmHg)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.1.2实验组与对照组SO₂血氧饱和度(％)比较

实验组与对照组组间比较及组内比较，在各时间点均无统计学差异(P＞0.05)，见表4。

表4实验组与对照组SO2(％)比较

3.1.3实验组与对照组PCO₂二氧化碳分压(mmHg)比较

与对照组比较，实验组T1、T2、T3时间点的PCO₂(mmHg)无统计学差异(P＞0.05)，而于T4、T5时间点PCO₂(mmHg)增高，两组相比有统计学差异(P＜0.05)，见表5。

实验组组内比较可见在手术操作结束后PCO₂(mmHg)开始进行性升高，虽然T3时间点与T1时间点相比无统计学差异，但随时间进展，到T4时间点两者相比即开始有统计学差异(P＜0.05)，到T5时间点统计学差异显著(P＜0.01)。对照组组内比较，手术操作结束后各时间点PCO₂(mmHg)虽然也有升高，但各时间点与T1时间点相比均无统计学差异(P＞0.05)，见表5。

表5实验组与对照组PCO₂(mmHg)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.1.4实验组与对照组TCO2动脉血二氧化碳总量(mmol/l)比较

实验组与对照组组间比较及组内比较，在各时间点TCO2(mmol/l)均无统计学差异(P＞0.05)，见表6。

表6实验组与对照组TCO2(mmol/l)比较

3.1.5实验组与对照组HCO₃ ^-血气分析血浆(mmol/l)比较

实验组与对照组组间比较及组内比较，在各时间点HCO₃ ^-(mmol/l)均无统计学差异(P＞0.05)，见表7。

表7实验组与对照组HCO₃ ^-(mmol/l)比较

3.1.6实验组与对照组PH比较

与对照组比较，实验组T1、T2、T3、T4时间点的PH差异均无统计学意义(P＞0.05)，但于T5时间点两组比较PH有统计学差异，实验组PH较对照组低(P＜0.05)，见表8。

实验组组内比较可见，在手术结束后，PH开始下降，并于T3时间点开始与T1时间点相比有统计学差异(P＜0.05)；随时间进展，T4、T5时间点PH均较T1时间点统计学差异明显(P＜0.01)。对照组组内比较可见，手术操作结束后，T3、T4、T5时间点对照组PH也进行性下降，有统计学差异(P＜0.05)；但与实验组比较，对照组的PH下降趋势稍缓，并于T5时间点有恢复趋势，见表8。

表8实验组与对照组PH比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.1.7实验组与对照组BE(碱剩余)比较

实验组与对照组组间比较及组内比较，在各时间点BE均无统计学差异(P＞0.05)，见表9。

表9实验组与对照组BE比较

3.2实验组与对照组肝功能比较

3.2.1实验组与对照组ALT(U/L)比较

与对照组比较，实验组在T1、T2、T3时间点的ALT(U/L)差异无统计学意义，而在T4、T5时间点的ALT(U/L)明显升高(P＜0.05)，见表10。

组内比较可见，在手术操作结束后实验组的ALT(U/L)开始升高，并于T4、T5时间点的ALT(U/L)与T1时间点相比有统计学差异(P＜0.05)。对照组的ALT(U/L)各时间点无明显改变，见表10。

表10实验组与对照组ALT(U/L)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.2.2实验组与对照组AST(U/L)比较

与对照组比较，实验组在T1、T2时间点的AST(U/L)相比差异无统计学意义，而在T3、T4、T5时间点的AST(U/L)明显升高(P＜0.05)，见表11。

组内比较可见，在手术结束后实验组的AST(U/L)开始急剧升高，虽在T3时间点尚无统计学意义(P＞0.05)，但于T4、T5时间点的AST(U/L)与T1相比有统计学差异(P＜0.05)。对照组的ALT(U/L)各时间点无明显改变，见表11。

表11实验组与对照组AST(U/L)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.3实验组与对照组肾功能比较

3.3.1实验组与对照组CREA肌酐(umol/l)比较

与对照组比较，实验组在T1、T2的CREA(umol/l)相比差异无统计学意义，而在T3、T4、T5时间点的CREA(umol/l)均显著升高(P＜0.05)，见表12。

实验组组内比较可见，于手术操作结束时(T2)，犬的CREA(umol/l)开始升高，T4、T5时间点的CREA(umol/l)与T1时间点比较有统计学差异(P＜0.05)。对照组CREA(umol/l)无明显改变，各时间点无显著差异，见表12。

表12实验组与对照组CREA(umol/l)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.3.2实验组与对照组BUN尿素氮(umol/l)比较

与对照组比较，实验组在T1、T2时间点的BUN(umol/l)相比差异无统计学意义，而在T3、T4、T5时间点的BUN(umol/l)明显增高(P＜0.05)，见表13。

实验组组内比较可见，T2时间点开始，犬的BUN(umol/l)明显上升，T3、T4、T5时间点较T1时间点的BUN(umol/l)显著增高(P＜0.05)。对照组BUN(umol/l)无明显改变，各时间点无显著差异，见表13。

表13实验组与对照组BUN(umol/l)比较

注：组间比较，与实验组比较：*P＜0.05，**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

四 讨论

1、本研究动物模型的评价

本组6只Beagle犬成功制作出伴有MODS的急性Stanford A型主动脉夹层并完成全程实验观察。实验动物主动脉病理大体解剖和显微镜下观察证实：本实验创新的手术改良方法与人工控制性高血压在制作动物模型时达到了预想的结果，在6小时的急性期内形成了足够长度与宽度的夹层和假腔。

关于动物模型MODS的界定，国外文献报道未见具体指征。解放军第三○四医院胡森等认为，一个符合临床实际的理想MODS动物模型应具备的标准是：①致伤因素与临床MODS常见诱因基本一致；②有SIRS的表现；③有2个以上器官或系统的功能障碍；④有足够的发病率和死亡率。由于肺部毛细血管网丰富，是接受全身血液的器官，因此肺脏往往会成为最先遭受炎性损伤的靶器官，也是最容易发生器官功能不全的脏器。在本实验中，实验组的肺部组织解剖大体观察见肺组织充血、水肿；显微镜下观察也可看到肺泡破坏，间质增宽。血气分析发现，实验组PO₂在手术操作结束后开始进行性下降，T3、T4、T5时间点均较对照组显著降低(P＜0.05)；同时，实验组PCO₂在手术操作结束后上升，T4、T5时间点较对照组明显增高(P＜0.05)。说明夹层发生后犬肺组织及肺功能受到炎性损伤。实验过程中，随着病程时间进展，肠道颜色变暗，蠕动减弱，术后肠道解剖标本发现肠绒毛断裂、脱落，这些都证明肠道也受到了损伤。虽然肝肾的组织标本观察未发现有力的脏器解剖损害的证据，但是通过肝肾功能的测定发现，实验组ALT、AST、CREA、BUN等反映肝肾功能的实验室指标均于手术操作结束后进行性上升，与对照组比较差异显著(P＜0.05)。说明肝肾功能也遭到明显的损害。由此可见，本实验制作的急性Stanford A型主动脉夹层的动物模型在短时间内已伴有明显的MODS。该动物模型具有手术成功率高，制作较容易，伴发多器官损害明显，时效显著，观察方便等优点。可以成为未来研究急性AD病因、发病机制和干预方案的优秀动物模型，并得到广泛应用。

实施例2 利用治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS经典药物验证本发明动物模型并初步建立相关药物筛选体系

①、按实施例1所述的方法建立急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型；

②、将治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的经典药物、候选药物分别施用于动物模型；

③、与治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的经典药物相比，观察候选药物对急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的影响情况，以及症状、指标改善情况，并进行评分，评价潜在治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的药物，也验证了本发明动物模型用于药物筛选的可行性。

经过步骤c的评价，经典药物能明显改善模型猴的症状，证明本发明动物模型建模成功，同时也证明了该药物筛选体系是有效的。

经过步骤c的评价，如果候选药物对上述模型病的症状或指标有改善的，并达到类似经典治疗药物的评价标准，即证明该候选药物具有治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的作用。

实验例3 大黄对急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS器官的保护作用

1材料

1.1实验动物

健康成年Beagle犬12只，雌雄不拘，体重8～12kg，平均8.88±0.80kg。术前每只动物分笼独养，室温23～25℃，自由摄食、进水，12小时光照/黑暗。犬由四川大学华西临床医学院/华西医院中医药安全性评价中心提供，并由四川大学华西临床医学院/华西医院实验动物中心动物房按实验动物要求专人饲养。

1.2主要实验试剂及药品

1)肝素钠(上海生物化学制药厂)

2)青霉素钠(华北制药)

3)肾上腺素(上海禾丰制药有限公司)

4)戊巴比妥钠(上海化学试剂公司)

5)阿托品(杭州海阳医药化工有限公司)

6)IL-6试剂盒(美国R&D公司)

7)IL-10试剂盒(美国R&D公司)

8)TNF-α试剂盒(美国R&D公司)

9)内毒素鲎试剂盒(北京金山川公司)

10)大黄素(江苏腾龙生物科技有限公司提供)

1.3主要实验仪器及设备

1)手术器械(上海金钟医疗器械公司)

2)高频电刀(美国威利高频电刀)

3)电动吸引器(上海医疗器械工业公司)

4)麻醉机(Excel 210 SE Datex-Ohmeda)

5)微量注射泵(上海安吉电子设备有限公司产品)

6)血气分析仪(i-STAT美国雅培手掌血气分析仪)

7)倒置相差显微镜(OLYMPUS IX7042)

8)高速离心机(美国科峻仪器公司)

9)721分光光度比色仪(德国罗威邦公司)

10)全自动生化分析仪(德国利霸全自动生化仪)

2方法

2.1实验准备

见实验例1。

2.2实验分组

本部分实验分为两组：实验组(正中开胸手术制作升主动脉夹层并进行人工控制性高血压，6只)及脏器保护剂组(正中开胸手术制作升主动脉夹层并进行人工控制性高血压，于手术结束后升高血压同时，大黄素200mg/kg加入20ml生理盐水中保留灌肠，6只)。

2.3模型建立方法

见第一部分。

2.4血液标本的采集及检测

采集：分别于开胸手术前(T1)，手术操作结束时(T2)，手术后2小时(T3)，手术后4小时(T4)，手术后6小时(T5)5个时间点采集动脉血标本行动脉血气分析及静脉血标本行肝肾功能、内毒素、细胞因子的检测。

检测方法见第一及第二部分。

2.5病理标本的采集及分析

所有实验动物均于手术结束后6小时(T5时间点)急性期处死，切除全部主动脉，解剖主动脉夹层统计夹层撕裂长度；切除肺组织(左上肺)、小肠(肠系膜前动脉供应区域)进行大体观察及制作切片行显微镜下观察。

3统计学处理

所有计量资料数据均以均数士标准差表示，应用SPSS13.0软件进行统计分析，组间比较采用配对资料的t检验，组内比较采用两两比较的q检验。检验水准设为0.05，P＜0.05认为有统计学差异。

三 结果

1实验组与脏器保护剂组比较

实验组和脏器保护剂组犬各6只犬的体重、手术时间、主动脉夹层制作时间、实验全过程输液量无统计学差异，夹层撕裂长度两组比较也无统计学差异，见表14。两组动物实验观察期内动脉收缩压无统计学差异，见表15。

表14实验组与脏器保护剂组比较

表15实验组与脏器保护剂组收缩压(mmHg)比较

2实验动物病理大体解剖与显微镜下观察

2.1实验组和脏器保护剂组肠道病理大体解剖及显微镜下观察

大体解剖观察：实验组：颜色灰暗，蠕动明显减弱，见图28。脏器保护剂组：表面光滑，颜色较实验组鲜红，蠕动稍减弱，见图29。

显微镜观察：实验组：小肠绒毛粘膜明显断裂，可见脱落基底膜，见图30，32。脏器保护剂组：仅限于少数小肠绒毛粘膜断裂，数量较实验组明显减少，见图31，33。

2.2实验组和脏器保护剂组肺组织病理大体解剖及显微镜下观察

大体解剖观察：实验组的肺呈充血、水肿，体积增大，整体含水量增加，切面按压时有大量肺水溢出，见图34。脏器保护剂组的肺颜色较实验组鲜红，包膜较光滑，表面可见少许病损灶，按压肺切面少许肺水溢出，见图35。显微镜观察：实验组的肺泡水肿、出血，肺泡隔增宽，可见渗出，间质增宽及肺泡断裂，周围组织水肿，见图36，38。脏器保护剂组的肺泡间隔增宽较实验组少，肺泡间隔较为完整，细胞浸润较实验组少，见图37，39。

3实验室观察指标

3.1实验组与脏器保护剂组动脉血气比较

3.1.1实验组与脏器保护剂组PO₂(mmHg)比较

与实验组比较，脏器保护剂组PO₂(mmHg)于T1、T2、T3时间点无差别，但T4、T5时间点PO₂(mmHg)较实验组好转(P＜0.05)，见表16。

组内比较可见，实验组PO₂(mmHg)在手术操作结束后持续性下降，趋势明显，T3、T4、T5时间点均有统计学差异(P＜0.05)。脏器保护剂组PO₂(mmHg)也有下降趋势，T4时间点有统计学意义(P＜0.05)，但是由于存在大黄素的保护作用，下降趋势较实验组缓慢，并且于T5时间点PO₂(mmHg)重新恢复正常，见表16。

表16实验组与脏器保护剂组PO₂(mmHg)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.1.2实验组与脏器保护剂组PCO₂(mmHg)比较

与实验组比较，脏器保护剂组PCO₂(mmHg)于T1、T2、T3时间点无差别，但T4、T5时间点PCO₂(mmHg)较实验组好转(P＜0.05)，见表17。

组内比较可见，实验组PCO₂(mmHg)在夹层产生后持续性上升，趋势明显，于T4、T5时间点均有统计学意义(P＜0.05)。脏器保护剂组PCO₂(mmHg)虽然也有上升趋势，但是由于存在大黄素的保护作用，手术操作结束后各个时间点PCO₂(mmHg)与T1时间点比较均无统计学差异(P＞0.05)，见表17。

表17实验组与脏器保护剂组PCO₂(mmHg)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.2实验组与脏器保护剂组肝功能比较

3.2.1实验组与脏器保护剂组ALT(U/L)比较

与实验组相比，脏器保护剂组ALT(U/L)于T1、T2时间点无差别，并且于T3、T4时间点两组相比仍无统计学差异(P＞0.05)，但是于手术后6小时(T5)两组相比有统计学差异，脏器保护剂组较实验组ALT(U/L)浓度低(P＜0.05)，见表18。

组内比较可见，实验组ALT(U/L)在夹层制作完成后开始升高，趋势明显，并于T4、T5时间点与T1时间点相比有统计学差异(P＜0.05)。脏器保护剂组ALT(U/L)虽于夹层制作完成后也有升高，但是趋势微弱，并且始终没有统计学差异，见表18。

表18实验组与脏器保护剂组ALT(U/L)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.2.2实验组与脏器保护剂组AST(U/L)比较

与实验组相比，脏器保护剂组AST(U/L)于T1、T2时间点无差别，并且于T3、T4时间点两组相比仍无统计学差异(P＞0.05)，但是于手术后6小时(T5)两组相比有统计学差异，脏器保护剂组较实验组AST(U/L)浓度低(P＜0.05)，见表19。

组内比较可见，实验组AST(U/L)在夹层制作完成后开始上升，趋势明显，并于T3、T4、T5时间点均与T1时间点相比有统计学差异(P＜0.05)。脏器保护剂组AST(U/L)于夹层制作完成后也有升高，但是趋势较平缓，上升高峰推后，仅于T4、T5时间点有统计学差异(P＜0.05)，见表19。

表19实验组与脏器保护剂组AST(U/L)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.3实验组与脏器保护剂组肾功能比较

3.3.1实验组与脏器保护剂组CREA(umol/l)比较

与实验组相比，脏器保护剂组CREA(umol/l)于T1、T2时间点无差别，但是于手术操作结束后T3、T4、T5时间点两组相比有统计学差异，脏器保护剂组较实验组低(P＜0.05)，见表20。

组内比较可见，实验组CREA(umol/l)在夹层制作完成后开始上升，趋势明显，并于T4、T5时间点与T1时间点相比有统计学差异(P＜0.05)。脏器保护剂组CREA(umol/l)于夹层制作完成后浓度无明显变化，各个时间点与T1时间点相比较均无统计学差异，见表20。

表20实验组与脏器保护剂组CREA(umol/l)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

3.3.2实验组与脏器保护剂组BUN(umol/l)比较

BUN(umol/l)两组比较T1、T2时间点无差别，并且于T3、T4时间点两组相比仍无统计学差异，但是于手术操作结束后6小时(T5)两组相比有统计学差异，脏器保护剂组较实验组低(P＜0.05)，见表21。

组内比较可见，实验组BUN(umol/l)在夹层制作完成后开始升高，趋势明显，于夹层制作完成后的T3、T4、T5时间点与T1时间点相比均有统计学差异(P＜0.05)。脏器保护剂组BUN(umol/l)于夹层制作完成后也有升高趋势，但各个时间点与T1时间点相比较均无统计学差异(P＞0.05)，见表21。

表21实验组与脏器保护剂组BUN(umol/l)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

4实验组与脏器保护剂组内毒素及细胞因子比较

4.1实验组与脏器保护剂组内毒素(pg/ml)比较

实验组与脏器保护剂组内毒素(pg/ml)于T1、T2时间点相比无统计学差异，但脏器保护剂组内毒素(pg/ml)在大黄保护剂开始后的T3、T4、T5三个时间点均较实验组低(P＜0.05)，见表22。

组内比较可见，实验组内毒素(pg/ml)在夹层制作完成后急剧上升，趋势明显，于夹层制作完成后的T3、T4、T5时间点与T1时间点相比统计学差异明显(P＜0.01)。脏器保护剂组内毒素(pg/ml)于手术操作完成后升高趋势也很明显，但是与实验组比较可见其升高速度稍慢，见表22。

表22实验组与脏器保护剂组内毒素(pg/ml)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

4.2实验组与脏器保护剂组细胞因子比较

4.2.1实验组与脏器保护剂组TNF-α(ug/ml)比较

两组TNF-α(ug/ml)比较，在T1、T2时间点无差别，但是于大黄素保护剂后T3、T4、T5时间点两组相比，脏器保护剂组TNF-α(ug/ml)较实验组低，统计学差异显著(P＜0.01)，见表23。

组内比较可见，实验组TNF-α(ug/ml)在手术操作完成后急剧升高，趋势明显，T3、T4、T5时间点与T1时间点相比统计学差异显著(P＜0.01)。尽管脏器保护剂组TNF-α(ug/ml)于夹层制作完成后升高趋势也很明显，但是与实验组比较可见其升高速度稍慢，见表23。

表23实验组与脏器保护剂组TNF-α(ug/ml)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

4.2.2实验组与脏器保护剂组IL-6(ug/ml)比较

两组IL-6(ug/ml)比较，在T1、T2时间点无差别，但是大黄素保护剂后T3、T4、T5时间点两组相比，脏器保护剂组IL-6(ug/ml)较实验组低，统计学差异显著(P＜0.01)，见表24。

组内比较可见，实验组IL-6(ug/ml)在手术操作完成后急剧上升，趋势明显，T3、T4、T5时间点与T1时间点相比统计学差异显著(P＜0.01)。脏器保护剂组IL-6(ug/ml)于手术操作完成后也有上升趋势，但是与实验组比较可见其上升速度稍慢，并且仅仅于T5时间点与T1时间点有统计学差异(P＜0.05)，见表24。

表24实验组与脏器保护剂组IL-6(ug/ml)比较

注：组间比较，与实验组比较：^*P＜0.05，^**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

4.2.3实验组与脏器保护剂组IL-10(ug/ml)比较

两组IL-10(ug/ml)比较，在T1、T2时间点无差别，并于实验结束后T3、T4时间点仍无统计学差异(P＞0.05)，仅于T5时间点两组相比有统计学差异(P＜0.05)，脏器保护剂组较实验组IL-10(ug/ml)含量降低，见表25。

组内比较可见，实验组IL-10(ug/ml)在手术操作完成后急剧上升，趋势明显，T3、T4、T5时间点与T1时间点相比统计学差异显著(P＜0.01)。脏器保护剂组IL-10(ug/ml)于夹层制作完成后也有上升趋势，但是与实验组比较可见其升高速度稍慢，见表25。

表25实验组与脏器保护剂组IL-10(ug/ml)比较

注：组间比较，与实验组比较：*P＜0.05，**P＜0.01

组内比较，与T1时间点比较：^△P＜0.05，^△△P＜0.01

四 讨论

1大黄在SIRS及MODS中的作用

本实验采用中药大黄中的有效成分大黄素作为急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的脏器保护剂。

2本研究的观察结果

2.1大黄素对肠道的保护作用

应用大黄素灌肠后，脏器保护剂组犬肠道的血供增加，蠕动增强，肠道表面较实验组光滑，颜色鲜红；实验结束后标本显微镜下观察可以看到，肠道粘膜保存较为完整，绒毛断裂减少。说明大黄素对肠道有良好的保护作用。

2.2大黄素对肺的保护作用

应用大黄素灌肠后，脏器保护剂组肺部水肿减轻；显微镜下观察可以看到，肺泡间隔保存较为完整，破坏减少，细胞浸润少。同时血气分析也可看到，在大黄素灌肠后，脏器保护剂组的PO₂下降趋势减弱，并在T5时间点有上升趋势，达到385.33±57.18mmHg，较实验组明显增高(P＜0.01)；脏器保护剂组PCO₂升高趋势减弱，与T1时间点比较，其他时间点均始终无统计学差异(P＞0.05)。说明大黄素对肺产生了良好的保护作用。

2.3大黄素对肝肾功能的保护作用

在应用大黄素灌肠后，脏器保护剂组ALT升高趋势减弱，与T1时间点比较，其它时间点均无统计学差异(P＞0.05)；脏器保护剂组AST升高趋势减弱，仅于T4、T5时间点与T1时间点比较有统计学差异(P＜0.05)。脏器保护剂组CREA于夹层制作完成后浓度无明显变化，各个时间点与T1时间点相比较均无统计学差异(P＞0.05)；BUN在夹层制作完成后也有升高，但是与实验组比较，各个时间点上升均减弱，而且组内比较各个时间点与T1时间点比较均无统计学差异(P＞0.05)。说明大黄素对肝肾功能也产生了良好的保护作用，减少了ALT，AST，CREA及BUN在血液中的浓度。

2.4大黄素对内毒素的保护作用

脏器保护剂组内毒素于夹层制作完成后虽然也急剧增高，T3、T4、T5时间点分别为53.73±16.26pg/ml、58.72±5.69pg/ml、73.12±15.17pg/ml，但是增高幅度较实验组减弱，内毒素含量均较实验组降低(P＜0.05)。说明大黄素能够有效减少内毒素入血。

2.5大黄素对细胞因子的保护作用

脏器保护剂组TNF-α、IL-6在大黄素灌肠后上升趋势减弱，并且T3、T4、T5时间点与实验组比较含量明显降低(P＜0.01)。虽然脏器保护剂组的IL-10在手术操作结束后仍然急剧增加，但是与实验组比较增加趋势减弱，T5时间点较实验组含量降低(P＜0.05)。说明大黄素能够减少细胞因子在血液中的释放。

3大黄对各器官保护作用的机制

研究表明肠道不仅是MODS的靶器官，更是MODS的启动器官之一，而肺是细胞因子的主要释放器官和靶器官，这两个重要脏器相互关联，共同构成“肠—肺反应轴”，对炎性反应进行放大，从而对全身各个脏器造成损害。在第一部分实验中我们初步证实，在急性主动脉夹层后，由于肠道缺血，肠粘膜屏障损伤；同时肺功能也受到损害，进而肝肾功能遭到不同程度的破坏，发生了MODS。因此，“肠—肺反应轴”在MODS发生和发展过程中起到重要作用。要对全身功能进行有效的保护，首先要对肠屏障进行有效的保护，进而打断“肠—肺反应轴”对MODS的促进。

大黄素可有效保护肠粘膜屏障，增加肠道血供，促进肠道蠕动，从而使肠道内毒素排出体外。而且，大黄素可显著抑制内毒素所诱导的单核巨噬细胞分泌TNF-α、IL，具有抑制细胞因子和炎症介质损伤和增强机体免疫功能作用，从而阻止MODS的发生。本研究中，在手术操作结束后使用大黄素灌肠，因为大黄素能显著增加肠道的血供，促进肠道的蠕动，保护了肠粘膜屏障，进入肺组织的炎性细胞减少，打断了“肠—肺反应轴”对全身炎性反应的级联放大作用，全身器官的损伤减弱，脏器功能得到了良好的保护。同时，大黄素灌肠后，由于有效的保护了肠粘膜屏障，减少了细菌和内毒素的移位，脏器保护剂组血液中内毒素降低，从而减少了由于内毒素的大量释放而造成细胞因子的爆发，我们观察到，TNF-α、IL-6、IL-10上升幅度均减弱，含量减少。因此，大黄素有效的抑制了炎性反应，减轻了SIRS。

总之，大黄素可以促进肠道的蠕动，保护胃肠屏障，从而对肠道功能起到保护作用，减少肠源性毒素进入血液或淋巴液，减少细胞因子的激活，阻断内毒素和细胞因子通过门静脉或直接由肠淋巴途径流入肺循环和体循环，减轻SIRS。大黄素尚能直接降低TNF-α、IL的表达，从而降低炎性反应对肺脏的损伤，减轻“肠—肺轴”对炎性反应的级联放大作用，打断脏器间炎性病理关联，以防远隔器官功能损伤。由此可见，大黄素可保护病理情况下重要脏器的功能，协助维护各脏器间平衡、协调和制约关系。

Claims (8)

1.一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法，它包括如下步骤：

a、取实验犬，暴露升主动脉；

b、在升主动脉起始部远端2cm的部位，侧壁钳纵行钳夹主动脉侧壁1/2周径，小圆刀片横行切开外膜及部分中膜宽达升主动脉周径的1/2；找到中膜间隙，松开侧壁钳，使用纹氏钳尖部沿中膜间隙，向远心端钝性轻柔分离，纵长1cm；

c、插入连接注射器的Φ2.5mm微泵延长管，高压快速推注生理盐水，利用生理盐水压力的冲击力量扩大夹层范围，直至剥离长度5cm；假腔内注入弹力蛋白酶(200u加入2ml生理盐水中)，压迫主动脉切口，使之在假腔中留置5分种；

d、再次钳夹侧壁钳，切开内层的中膜及内膜，使主动脉腔与外界相通，扇形剪除夹层切口远心端部分中膜及内膜，6-0prolene线缝合切口近心端主动脉壁全层及远心端外膜及部分中膜，使血液能够持续进入假腔；

e、松开侧壁钳，再次加强缝合切口，止血；夹层制作完成，逐层关胸，缝合胸壁；

f、连接微量泵，静脉泵入肾上腺素升高血压，使实验动物收缩压维持于250～260mmHg之间。

2.权利要求1所述的方法制备的动物模型在筛选治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的药物中的用途。

3.一种筛选治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS药物的方法，包括如下步骤：

①、建立急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型；

②、将治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的药物、候选药物分别施用于动物模型；

③、观察候选药物对急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的影响情况，并进行评分，评价潜在治疗急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的药物。

4.根据权利要求3所述的筛选方法，其特征在于：①步骤所述的急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS动物模型的建立方法为：

a、取实验犬，暴露升主动脉；

b、在升主动脉起始部远端2cm的部位，侧壁钳纵行钳夹主动脉侧壁1/2周径，小圆刀片横行切开外膜及部分中膜宽达升主动脉周径的1/2；找到中膜间隙，松开侧壁钳，使用纹氏钳尖部沿中膜间隙，向远心端钝性轻柔分离，纵长1cm；

c、插入连接注射器的Φ2.5mm微泵延长管，高压快速推注生理盐水，利用生理盐水压力的冲击力量扩大夹层范围，直至剥离长度5cm；假腔内注入弹力蛋白酶(200u加入2ml生理盐水中)，压迫主动脉切口，使之在假腔中留置5分种；

d、再次钳夹侧壁钳，切开内层的中膜及内膜，使主动脉腔与外界相通，扇形剪除夹层切口远心端部分中膜及内膜，6-0prolene线缝合切口近心端主动脉壁全层及远心端外膜及部分中膜，使血液能够持续进入假腔；

e、松开侧壁钳，再次加强缝合切口，止血；夹层制作完成，逐层关胸，缝合胸壁；

f、连接微量泵，静脉泵入肾上腺素升高血压，使实验动物收缩压维持于250～260mmHg之间。

5.大黄素在制备作为急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的脏器保护剂的药物中的用途。

6.根据权利要求5所述的用途，其特征在于：所述的药物中大黄素的使用剂量为200mg/kg。

7.一种急性Stanford A型主动脉夹层伴MODS的脏器保护剂，它是由有效量的大黄素为活性成分，加入药学上可接受的辅料或辅助性成分制备而成的制剂。

8.根据权利要求7所述的脏器保护剂，其特征在于：所述的制剂是口服制剂。

Images