CN101884648A - 用于治疗胃癌的雄黄 - Google Patents

Abstract

本发明涉及雄黄的用途，尤其涉及在消化系统疾病领域中的应用。本发明的技术方案是雄黄在制备治疗胃癌疾病药物中的应用。本发明优点在于：(1)本发明对雄黄发掘了新的医疗用途，开拓了一个新的应用领域。(2)本发明的雄黄药理作用强，预示着很好的药用前景。(3)雄黄对于细胞的周期没有明显的影响，而是从细胞凋亡的方面，通过诱导细胞凋亡而达到损伤胃癌细胞的作用，从而治疗胃癌疾病。

Description

用于治疗胃癌的雄黄

【技术领域】

本发明涉及雄黄的用途，尤其涉及在消化系统疾病领域中的应用。

【背景技术】

胃癌是我国最常见的恶性肿瘤之一，在我国其发病率居各类肿瘤的首位，每年约有17万人死于胃癌，几乎接近全部恶性肿瘤死亡人数的1/4，且每年还有2万以上新的胃癌病人产生出来，胃癌确实是一种严重威胁人民身体健康的疾病。胃癌可发生于任何年龄，但以40～60岁多见，男多于女，约为2∶1。目前缺乏治疗胃癌的有效药物。

雄黄最早载于《神农本草经》，辛温有毒，归肝、大肠经，其成分为二硫化二砷，具有解毒、杀虫、燥湿、祛痰、截疟等作用，多作为外用药治疗痈疮肿毒、虫蛇咬伤、虫积腹痛、疥癣秃疮。

现代研究表明，雄黄具有抗肿瘤作用，其机制为抑制肿瘤细胞增殖、诱导肿瘤细胞凋亡、抑制核酸合成、诱导肿瘤细胞分化，作为血管内皮细胞抑制荆，雄黄有直接细胞毒作用等。雄黄对于K562，NB4等白血病细胞具有抑制作用，同时也能诱导实体肿瘤细胞的凋亡，如肺腺癌细胞SPC-A-1，肝癌细胞系BEL-7402，卵巢癌细胞株(OVCAR、GC、JAM、CI80-13S)，其抗癌谱十分广阔。而同时雄黄的毒副作用通常也是在临床上十分关注的。

【发明内容】

本发明的目的是针对现有技术中的不足，提供一种雄黄的新用途。

为实现上述目的，本发明采取的技术方案是：

雄黄在制备治疗胃癌疾病药物中的应用。

本发明优点在于：

(1)本发明对雄黄发掘了新的医疗用途，开拓了一个新的应用领域。

(2)本发明的雄黄药理作用强，预示着很好的药用前景。

(3)雄黄对于细胞的周期没有明显的影响，而是从细胞凋亡的方面，通过诱导细胞凋亡而达到损伤胃癌细胞的作用，从而治疗胃癌疾病。

【附图说明】

图1：雄黄对细胞存活率的影响。

图2：时效曲线。

图3：生长曲线。

图4：A375正常组染色结果(400×)

图5：A375给药组染色结果(400×)

图6：L02正常组染色结果(400×)

图7：L02给药组染色结果(400×)

图8：MKN45正常组染色结果(400×)

图9：MKN45给药组染色结果(400×)

图10：雄黄对三株细胞凋亡的影响，数据显示：经药物作用一定时间以后，不同的细胞的凋亡程度不同，其中MKN-45的凋亡现象比较明显，可以说明MKN-45细胞对雄黄比较敏感，而对于正常细胞，其凋亡指数＜5％，可以认为没有发生细胞凋亡。

图11：雄黄对三株细胞周期的影响，数据显示：经药物作用一定时间以后，细胞周期发生了不同的改变，但是总的来说，其周期改变的程度并不明显，由此推断雄黄在细胞周期改变的方面并没有显著的作用。

图12：雄黄对三株细胞上清LDH的影响，雄黄作用后36小时，细胞上清的LDH相对与未加药组有不同程度的上升，其中MKN-45的升高程度最为明显，而细胞凋亡或坏死而造成的细胞膜结构的损害或完全裂解导致细胞浆内的酶释放外泄到培养液里，其中就包括活性稳定的乳酸脱氢酶，所以结果显示雄黄对于MKN-45的损伤相对较深，而A375相对于正常细胞基本没有显著的差异。

图13：雄黄对三株细胞上清AKP的影响，雄黄作用后36小时，细胞上清的AKP相对与未加药组有不同程度的上升，其中MKN-45的升高程度最为明显，提示药物可能对于MKN-45细胞的促增生和分化作用比较强。

图14：细胞中总LDH含量测定结果，对照组与实验组的总LDH含量无显著变化。

图15：细胞中总AKP的含量测定结果。与对照组相比，上述三株细胞的实验组的AKP都有不同程度的降低，推断雄黄对上述三株细胞均有一定程度的损伤。

图16：雄黄对L02的DNA ladder检测结果。

图17雄黄对KMN-45和A375的DNA ladder检测结果，正常细胞的对照组与实验组无显著差异，都无明显的DNA ladder。与对照组相比，MKN-45，A375的实验组都有DNA ladder。

图18：GSH的测定结果，由图可知，雄黄作用24小时后，四株细胞的GSH水平都有不同的增高，也都呈剂量依赖性的增高，HepG2，L02尤其明显。

图19：ROS的测定结果，由图可知，雄黄作用24小时后，四株细胞的ROS水平都有不同程度的降低，也都呈剂量依赖性。

图20：雄黄对荷瘤小鼠体重的影响。

图21：雄黄对荷瘤小鼠肿瘤的作用，注：图中NC为阴性空白组，PC为阳性对照组，XH为雄黄高剂量组，XL为雄黄低剂量组。

图22：小鼠血样中IFN-γ的浓度。

图23：小鼠血样中TNF-α的浓度。

图24：雄黄高剂量小鼠血样中砷浓度的变化。

【具体实施方式】

下面结合附图对本发明的具体实施方式作详细说明。

实施例1

雄黄致肿瘤细胞凋亡的作用实验

实验方法：

1.测定雄黄母液的砷浓度

2.测定半数抑制浓度(IC₅₀)值

3.测定时效曲线

4测定生长曲线

5.通过HE染色观察细胞形态

受试药物：雄黄

受试细胞：A375，MKN45，8898，HepG2，L02

A375(人黑色素瘤细胞株)；MKN45(人胃癌细胞株)；8898(人胰腺癌细胞株)，HepG2(人肝癌细胞株)，L02(正常人肝细胞)。

一.实验材料

1.主要仪器

Bio-Rad公司酶标仪(550型)；            Heraeous公司二氧化碳培养箱；

倒置光学显微镜；                      无菌操作台

96、24、6孔细胞培养板；               磁力搅拌机

2.主要试剂

MTT四甲基偶氮唑蓝；                   二甲基亚砜(DMSO，分析纯)；

RPMI-1640培养基；                苏木素伊红溶液

二.实验方法

1.测定雄黄母液的浓度

经原子吸收光谱法测定砷浓度，实验结果由华东理工大学化学分析测试中心提供。

2.测定雄黄药品的半数抑制浓度(IC₅₀)值

浓度设定：

10μg/ml；5μg/ml；2.5μg/ml；1.25μg/ml；0共5个浓度

细胞给药培养；

取96孔细胞培养板，每孔接种细胞悬液100μL、浓度1×10⁵/mL，于37℃，5％CO₂培养箱中培养。4小时后取出细胞培养板。每孔加入不同稀释浓度的药物100μL；空白对照组加培养液100μL。每组浓度设3个复孔。置37℃，5％CO₂及饱和湿度的培养箱培养24h。

细胞活性测定；

实验终止前4小时取出细胞培养板，先以倒置显微镜下观察，后在每孔中加入MTT工作液20μL，终浓度5g/L。培养结束后，每孔加入100μlDMSO，振荡10min。待MTT还原产物完全溶解，在酶标仪上选择以492nm为检测波长，630nm为参考波长测定光密度值(OD值)。计算细胞的存活率，并以不同时间点和细胞的存活率作图，实验重复三次。

细胞存活率＝[试验组OD平均值]/[空白对照组OD平均值]×100％

3.测定时效曲线

时间点设定：

0h，6h，12h，24h，36，48h

细胞给药培养；

取96孔细胞培养板，每孔接种细胞悬液100μL、浓度随测定时间的增加而降低，于37℃，5％CO₂培养箱中培养。4小时后取出细胞培养板。每孔加入两倍IC₅₀值浓度的药物(L02除外，加入10ug/ml浓度的药物)，空白对照组加培养液100μL。每组浓度设3个复孔。置37℃，5％CO₂及饱和湿度的培养箱培养。

细胞活性测定；

实验终止前4小时取出细胞培养板，先以倒置显微镜下观察，后在每孔中加入MTT工作液20μL，终浓度5g/L。培养结束后，每孔加入100μlDMSO，振荡10min。待MTT还原产物完全溶解，在酶标仪上选择以492nm为检测波长，630nm为参考波长测定光密度值(OD值)。计算细胞的存活率，并以不同时间点和细胞的存活率作图，实验重复三次。

细胞存活率＝[试验组OD平均值]/[空白对照组OD平均值]×100％

4.测定生长曲线

时间点设定：

1d，2d，3d，4d，5d

细胞给药培养：

取24孔细胞培养板，每孔接种细胞悬液1000μL、浓度随测定时间的增加而降低，于37℃，5％CO₂培养箱中培养。4小时后取出细胞培养板。每孔加入两倍IC₅₀值浓度的药物(L02除外，加入10ug/ml的药物)1000μL；空白对照组加培养液1000μL。每组浓度设3个复孔。置37℃，5％CO₂及饱和湿度的培养箱培养。

细胞活性测定：

实验终止前4小时取出细胞培养板，先以倒置显微镜下观察，后在每孔中加入MTT工作液200μL，终浓度5g/L。培养结束后，每孔加入1000μlDMSO，振荡10min。待MTT还原产物完全溶解，转移至96孔板，在酶标仪上选择以492nm为检测波长，630nm为参考波长测定光密度值(OD值)。计算细胞的存活率，并以时间点和细胞的存活率作图，实验重复三次。

细胞存活率＝[试验组OD平均值]/[空白对照组OD平均值]×100％

5.通过苏木素伊红(HE)染色观察A375，L02，MKN45细胞形态

细胞给药培养：

取6孔细胞培养板，每孔接种细胞悬液1500μL、浓度随测定时间的增加而降低，于37℃，5％CO₂培养箱中培养。4小时后取出细胞培养板。每孔加入两倍IC₅₀值浓度的药物(L02除外，加入10ug/ml浓度的药物)1500μL；空白对照组加培养液1500μL。每组浓度设3个复孔。置37℃，5％CO₂及饱和湿度的培养箱培养36小时。

固定液(4％多聚甲醛)的配置：

称取40g多聚甲醛，置烧杯中，加入800ml 0.1mol/L磷酸缓冲液(PBS)，加热至60℃左右，磁力搅拌使粉末完全溶解，滴加少许1mol/L NaOH才能使溶液清亮，最后补足0.1mol/L的PBS于1000ml，充分混匀，备用。

样品处理：

用4％多聚甲醛固定15min，接着用蒸馏水洗涤2min，再换用新鲜的蒸馏水，再洗涤2min。

HE染色：

对于上述处理好的样品，苏木素染色液8min，接着用自来水中冲洗去多余的染色液10min，蒸馏水再洗涤5s，95％乙醇5秒，伊红染色液A染色5min，接着伊红染色液B再染色5min。显微镜下观察结果。

三.实验结果(参见图1至图9)

1.雄黄母液的浓度测定结果

砷浓度：177.0ug/ml(以后IC₅₀等所涉及的浓度未提及即为砷浓度)

2.测定雄黄药品的半数抑制浓度(IC₅₀)值

L02，＞10ug/ml(约50ug/ml左右)；HepG2，6.89ug/ml；

MKN45，9.37ug/ml；8898，9.06ug/ml；A375，3.78ug/ml；

3.时效曲线测定结果

结论：对于五株给药细胞，药物对细胞的抑制作用都呈时间依赖型，其中36h时药物对细胞的抑制作用较显著。

4.生长曲线的测定

结论：对于五株给药细胞，药物对细胞的抑制作用基本呈时间依赖型。

对于L02，药物对细胞抑制作用的第四天产生反射性下调。

对于HepG2，药物对细胞的抑制作用在3-5天无明显差异。

对于MKN45，药物对细胞的抑制作用在3-5天无明显差异。

对于8898，药物对细胞的抑制作用在3-4天无明显差异。

对于A375，药物对细胞的抑制作用呈显著的时间依赖型。

5.苏木素伊红(HE)染色结果

5.1 A375组

A375正常组染色结果细胞核与细胞质界限分明，较正常；A375给药组染色结果细胞皱缩，细胞核与细胞质界限不明显，并且周围伴有较多微粒，但是胞膜尚完整。

5.2 L02组

L02正常组与给药组染色结果细胞核与细胞质界限分明，较正常，显示药物对于L02细胞损伤较不明显。

5.3 MKN45组

MKN45正常组染色结果细胞核与细胞质界限分明，较正常；MKN45给药组染色结果细胞核与细胞质界限不明显，细胞皱缩但是胞膜较完整。

四.统计学方法

数据以平均值±标准偏差表示。采用数理统计学软件GraphPad Instatversion 2.04进行统计学分析，*p＜0.05，**p＜0.01，***p＜0.001。

实施例2

雄黄致肿瘤细胞凋亡的作用实验(二)

实验方法：

1.流式细胞术

2.测定细胞上清中LDH，AKP的含量

3.测定细胞中总LDH，AKP的含量

4.细胞凋亡DNA ladder检测

受试药物：雄黄

受试细胞：A375，MKN45，L02

一、实验材料

1主要仪器

Bio-Rad公司酶标仪(550型)；Heraeous公司二氧化碳培养箱；倒置光学显微镜；无菌操作台；96、24、6孔细胞培养板；半自动生化分析仪

2主要试剂

RPMI-1640培养基；碘化丙锭(propidium iodide，PI)；乳酸脱氢酶试剂盒(北京北化康泰临床试剂有限公司)；GENMED乳酸脱氢酶(LDH)总活性比色法定量检测试剂盒(上海杰美基因医药科技有限公司)；碱性磷酸酶(AKP)测定试剂盒(南京建成生物工程研究所第一分所)；凯基细胞凋亡DNA Ladder检测试剂盒(凯基生物科技有限公司)。

二、实验方法

1.流式细胞术检测细胞周期和凋亡

1.1 1×10⁶个细胞用雄黄处理36h。

1.2消化、收集细胞(1000rpm，5min)，用PBS缓冲液洗细胞2次，离心收集(1000rpm，5min)。

1.3加入预冷的70％乙醇1ml，4℃固定细胞4～8h。

1.4离心(1500rpm，5min)，去固定液，用PBS缓冲液洗细胞1次，离心收集(1500rpm，5min)。

1.5加入RNase终浓度10μg/ml，37℃，反应30min。

1.6用终浓度为50μg/ml的碘化丙锭(propidium iodide，PI)染色，4℃避光10min。

1.7使用FACSCalibur流式细胞仪检测，CELLQUEST软件分析数据并作图，亚

二倍体峰被定量，作为测定凋亡的标准。

2.测定细胞上清中LDH，AKP的含量

2.1测定细胞上清中LDH的含量

2.1.1将上述三株细胞培养于

平皿中，用雄黄处理36小时后，取上清。

2.1.2将R I用10mLR II溶解，配成工作液，稳定10分钟后使用。

2.1.3测定条件：波长340nm，光径1.0cm，反应温度37℃。

2.1.4取2.5mL工作液于干净比色杯中，保温37℃以空气调仪器吸光度为零。

2.1.5加0.10mL样本于此比色杯中，混匀，保温30秒，开始读数每30秒读一次数，直至2分钟，计算每分钟吸光度变化值ΔA。

2.1.6计算

消光系数：NADH在340nm的毫摩尔消光系数为6.3。

2.2测定细胞上清中AKP的含量

2.2.1操作步骤

	测定管	标准管	空白管
				上清	0.05

	测定管	标准管	空白管
				0.1mg/ml酚标准应用液		0.05
双蒸水			0.05
				缓冲液	0.5	0.5	0.5
基质液	0.5	0.5	0.5

充分混匀，37℃水浴15分钟

显色剂(ml)

1.5

1.5

1.5

立即混匀，520nm，0.5cm或1cm光径比色，空白管调零，测各管吸光度。

2.2.2计算公式

3.测定细胞中总LDH，AKP的含量

3.1将上述三株细胞培养于

平皿中，用雄黄处理36小时后，用1％的TrizonX-100裂解细胞，4℃30min。

3.2细胞中总LDH的含量

3.2.1在96孔酶标板上做好相应标记：背景对照和样品。

3.2.2分别移取195μLGENMED缓冲液(Reagent A)到相应孔中。

3.2.3分别加入5μL GENMED阴性液(Reagent D)或待测样品。

3.2.4分别加入25μL GENMED反应液(Reagent B)。

3.2.5轻轻摇动96孔酶标板。

3.2.6在25℃温度下孵育5min。

3.2.7分别加入25μL GENMED底色液(Reagent C)。

3.2.8轻轻摇动酶标板。

3.2.9即刻放入酶标仪检测，包括(0min初始读数和1min读数)。

3.2.10活性计算

[(样品读数-背景读数)×样品稀释倍数×0.25]÷[0.005×6.22×0.5]

3.3细胞中总AKP的含量

3.3.1操作步骤

	测定管	标准管	空白管
				组织匀浆(ml)	0.03
0.1mg/ml酚标准应用液(m1)		0.03
				双蒸水(ml)			0.03
缓冲液(ml)	0.5	0.5	0.5
				基质液(ml)	0.5	0.5	0.5

充分混匀，37℃水浴15分钟

显色剂(ml)

1.5

1.5

1.5

立即混匀，520nm，0.5cm或1cm光径比色，空白管调零，测各管吸光度。

3.3.2计算公式

4细胞凋亡DNA ladder检测(凯基细胞凋亡DNA Ladder检测试剂盒)

4.1离心收集细胞(1500×g，5min)于1.5ml微量离心管中。

4.2用PBS洗涤细胞二次(1500×g，5min)，弃上清。

4.3沉淀的细胞中加入100μLLysis Buffer，涡旋振荡器上剧烈混合10秒，离心(1000×g，5min)移上清于另一个微量离心管中。

4.4沉淀再加入100μL Lysis Buffer重复上步，合并两次的上清液。

4.5在上述合并的上清液中加入20μLSolutionA再加入20μLEnzyme A55℃反应1小时。

4.6加入20μLEnzymeB37℃1小时。

4.7加入130μLPrecipitant和950μL冷乙醇混匀置-20℃1小时以上或过夜。

4.84℃12000-14000rpm离心15min-30min小心弃去上清，收集沉淀的DNA。

4.9加入0.5μL70％冷乙醇，洗DNA沉淀，再12000-14000rpm离心20min

4.10弃上清，DNA沉淀于室温干燥10min后，加入10-15μL TE Buffer，充分搅拌溶解DNA。

4.11取上述10-15μL样品加入2-3μL Loading Buffer，琼脂糖凝胶电泳(凝胶和电泳缓冲液TBE均加入0.5mL的溴化乙啶)。

4.12电泳1小时，紫外灯下观察并拍照。

三、实验结果

1.流式细胞术检测细胞周期和凋亡结果(参见图10，图11)

雄黄对于正常细胞没有明显的诱导凋亡的作用，而对于MKN-45和A375有不同程度的诱导凋亡的作用。

2.细胞上清中LDH，AKP的含量的测定结果(参见图12，图13)

3.细胞中总LDH，AKP的含量测定结果(参见图14，图15)

4.细胞凋亡DNA ladder检测(参见图16，图17)。

实施例3

测定雄黄致细胞中ROS，GSH水平的变化情况

受试药物：雄黄

受试细胞：A375，HepG2，MKN45，L02

实验材料：

荧光酶标仪；

Thermos公司二氧化碳培养箱；

倒置光学显微镜；

无菌操作台；

96、24、6孔细胞培养板；

半自动生化分析仪

CDCFH探针(Sigma公司)

谷胱甘肽试剂盒(南京建成)

实验方法：

1谷胱甘肽的测定

1.1上清液制备：取待测样本0.5ml，加试剂一应用液2ml混匀，3500～4000转/分离心10分钟，取上清液1ml进行显色反应。

1.2显色反应：

	空白管	标准管	测定管
				试剂一(ml)	1.0
20μmol/LGSH标准(ml)		1.0
				上清液(ml)			1.0
试剂二(ml)	1.25	1.25	1.25
				试剂三(ml)	0.25	0.25	0.25
试剂四(ml)	0.25	0.25	0.25

混匀，静置5分钟，420nm处，1cm光径，蒸馏水调零比色测定各管OD值。

2细胞内氧化活性水平原位的测定

2.1细胞用不同浓度的雄黄处理24小时；

2.2用PBS轻轻淋洗两次；

2.3加入含10μM CDCFH，培养3小时；

2.4轻轻吸弃上清，加入PBS；

2.5用荧光酶标仪(ex：480nm，em：538nm)测定荧光强度，荧光强度直接反映了细胞内的氧自由基水平。

实验结果：

谷胱甘肽(GSH)的测定结果和四株细胞的ROS(参见图18，图19)。

实施例4

雄黄抗肿瘤活性的体内药效学实验

1材料与方法

1.1动物

C57BL/6小鼠，40只，雄性，SPF级，4～6周龄，体重16～18g，购自中国科学院上海实验动物中心。

1.2主要试剂

生理盐水，环磷酰胺(CTX)溶剂生理盐水稀释成7.5mg/ml，雄黄母液浓度为30mg/ml，使用时稀释十倍，高浓度：剂量为60mg/kg，低浓度：剂量为30mg/kg

1.3主要仪器设备

天平、眼科剪、眼科弯镊、1ml无菌注射器并带6号针头若干支

1.4实验方法

分组：分为五组，分别是空白组、阴性组、阳性组、雄黄高剂量组和雄黄低剂量组，每组8只实验动物。

考察体内雄黄对肿瘤生长的作用，将生长良好的Lewis肺癌荷瘤小鼠的肿瘤组织，剪碎研磨后经80目滤网过滤，制备成5×10⁶细胞/ml的单细胞悬液，接种到小鼠的右侧腋部皮下，每只0.2ml造模；接种24小时后随机分组，腹腔给药。

给药方案为：治疗组按不同剂量组腹腔给药，连续8天；阳性药物组连续给药5天，空白组和阴性组腹腔注射生理盐水0.2ml。停药后24小时内摘除眼球，取血，并用脱颈法处死动物，称体重和瘤重，计算各组平均瘤重，按下面公式计算肿瘤生长抑制率。

2实验结果

2.1雄黄对荷瘤小鼠体重的影响(参见图20)，

2.2雄黄对荷瘤小鼠肿瘤的作用(参见图21和如下表格)，

表 雄黄对荷瘤鼠瘤重的影响

注：表中XH H为雄黄的高浓度药物，XH L为雄黄的低浓度药物

2.3雄黄对荷瘤小鼠体内IFN-γ、TNF-α浓度的影响(参见图22和图23)，

2.4小鼠体内砷浓度的测定(参见图24)，

3数据处理

数据采用(平均值±标准偏差)的形式，*p＜0.05，**p＜0.01，***p＜0.01

讨论

在体外实验中，雄黄有显著的抑制肿瘤细胞增殖的作用。但是体内的生长环境与体外相比极为复杂，体外的药效作用在体内并不一定都能对应。因此，将体内和体外的两种方法结合起来，从药效和药物毒性等方面进行整体考察，综合评价雄黄抗肿瘤的活性非常重要。

通过建立C57BL/6小鼠Lewis肺癌模型，对雄黄在体内抑制肿瘤的效果进行了评价，实验结果说明：雄黄在体内具有抗肿瘤活性。目前普遍认为环磷酰胺(CTX)是治疗肿瘤的有效的化疗药物，但是其药物毒性也较大。从本试验中可以看出，CTX虽可有效的抑制肿瘤增殖，但是治疗晚期造成小鼠体重的下降。比较而言，雄黄在抑制肿瘤增殖的同时，小鼠体重平稳，高浓度组体重略有下降。

肿瘤坏死因子(TNF)和干扰素(IFN)是细胞因子网络中的重要组成部分。TNF是一种多肽激素，它是由巨噬细胞和单核细胞分泌的一种重要细胞因子，是参与多种生理和免疫过程的重要递质，是迄今发现抗肿瘤作用最强的细胞因子，体内和体外实验均发现有明显的抗肿瘤作用。本实验显示，肿瘤小鼠血清中TNF-α水平显著高于空白组小鼠，而经用药以后，小鼠血清中TNF-α均有所下降。干扰素类(IFN)，通过诱导细胞的终末分化，逆转细胞的恶性表型，增强肿瘤细胞的主要组织相容性抗原的表达，增强自然杀伤细胞(NK细胞)、巨噬细胞、细胞毒T细胞(CTL细胞)活性，抑制癌基因的表达等途径而显示抗肿瘤作用。本研究显示，肿瘤小鼠血清中IFN-γ水平显著高于空白组小鼠，而经用药以后，小鼠血清中IFN-γ均有所下降。

以上所述仅是本发明的优选实施方式，应当指出，对于本技术领域的普通技术人员，在不脱离本发明方法的前提下，还可以做出若干改进和补充，这些改进和补充也应视为本发明的保护范围。

Claims (1)

1.雄黄在制备治疗胃癌疾病药物中的应用。

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