AT523906A4 - Inkubationskammer - Google Patents

Abstract

Die Erfindung betrifft eine Inkubationskammer, umfassend eine Grundplatte (1), eine Stempelplatte (2) und einen Deckel (3), wobei die Grundplatte (1) einen Boden (1‘) und seitliche Wände (1‘‘) aufweist, wobei der Boden (1‘) und die seitlichen Wände (1‘‘) eine Kammer (5) bilden, wobei der Boden (1‘) zumindest eine vorzugsweise kreisförmige Ausnehmung (6) aufweist, wobei die Stempelplatte (2) zumindest einen Stempel (2‘) aufweist, wobei der zumindest eine Stempel (2‘) durch die zumindest eine Ausnehmung (6) im Boden schiebbar ist, wobei die Höhe des zumindest eine Stempel (2‘) vorzugsweise größer als die Höhe der seitlichen Wände (1‘‘) ist, wobei mit dem Deckel (3) die von der Grundplatte gebildete Kammer (5) kontaminationsfrei und luftdurchlässig verschließbar ist. Außerdem betrifft die Erfindung ein Verfahren zum Inkubieren von Probe-Kulturen mit einer erfindungsgemäßen Inkubationskammer, sowie zum Mikroskopieren einer inkubierten Probe-Kultur.

Description

INKUBATIONSKAMMER

Die vorliegende Erfindung betrifft eine Inkubationskammer umfassend eine Grundplatte, eine Stempelplatte und einen Deckel. Des Weiteren betrifft die Erfindung ein Verfahren zum Inkubieren bzw. Mikroskopieren einer Probe mit einer _erfindungsgemäßen

Inkubationskammer.

HINTERGRUND DER ERFINDUNG UND STAND DER TECHNIK Inkubationskammern werden eingesetzt, um Bakterien und andere Mikroorganismen, wie z.B. Filamentöse Pilze, auf geeigneten Medien zu kultivieren und zu vermehren. Damit können kontrollierte Außenbedingungen für verschiedene Entwicklungs- und Wachstumsprozesse geschaffen und erhalten werden. Eine Inkubationskammer erlaubt die Schaffung und Erhaltung

eines Mikroklimas mit eng geregelten Luftfeuchtigkeits- und Temperatur-Bedingungen.

Die übliche Vorkultivierung von Mikroorganismen erfolgt auf Agar-Nährmedium in Standard Petrischalen aus Einweg-Polystyren (PS). Zur Probenvorbereitung von Filamentösen Pilzen für die Lebendzell-Mikroskopie wird üblicherweise ein ca. 2 — 4 cm* großer Teil der Kolonie mit einem Skalpell ausgeschnitten und auf ein Deckglas invertiert. Vorteile dieser Methode sind die sehr hohe resultierende mikroskopische Qualität und die Möglichkeit aufgrund des relativ großen verfügbaren Mediumvolumens von ca. 1,2 — 2,4 mL Langzeitbetrachtungen von bis zu 2 Stunden mit derselben Probe zu machen. Nach mehr als 2 Stunden beginnt die Probe allerdings rasch auszutrocknen und ist verloren. Die Schnittverletzung und die mechanische Belastung beim Umsetzen von Petrischale auf Deckglas erzeugen signifikanten Zellstress, der beispielsweise durch augenblicklich verändertes Wachstumsverhalten von Pilzfäden (Hyphen) unter dem Mikroskop offensichtlich wird. Zusätzlich wird die natürliche Organisation des Kolonienetzwerkes (Myzels) zerstört und es können nicht mehr die Reaktionen einer intakten Kolonie untersucht werden. Außerdem kann die Probe nicht wiederverwendet werden, das heißt es kann nicht mikroskopiert werden, weiter inkubiert werden und zu einem späteren Zeitpunkt erneut mikroskopiert werden. Des Weiteren bleibt auch die kultivierte Kolonie aus der die Probe

entnommen wurde, beschädigt zurück.

Eine stressfreie Probenvorbereitung ist für die Lebendzell-Mikroskopie sehr oft essentiell. Die Bewahrung des natürlichen, stressfreien Zustandes beispielsweise einer Pilzkolonie ist generell für alle Untersuchungen wichtig, insbesondere, wenn explizit ein gewünschter Stress induziert

und die zelluläre Reaktion beobachtet werden soll.

geringe resultierende optische Qualität der mikroskopischen Aufnahmen.

KURZE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG

Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist daher die Bereitstellung einer verletzungsfreien Probenvorbereitung ohne mechanischen Stress für die Lebendzell-Mikroskopie von

mikrobiellen Kulturen, insbesondere von Filamentösen Pilzen.

Gelöst wird dieses Aufgabe durch eine Inkubationskammer umfassend eine Grundplatte, eine Stempelplatte und einen Deckel, wobei die Grundplatte einen Boden und seitliche Wände aufweist, welche gemeinsam eine Kammer bilden. Außerdem weist der Boden zumindest eine vorzugsweise kreisförmige Ausnehmung und die Stempelplatte zumindest einen Stempel auf. Dabei ist der zumindest eine Stempel durch die zumindest eine Ausnehmung im Boden schiebbar und die Höhe des zumindest einen Stempels ist vorzugsweise größer als die Höhe der seitlichen Wände der Grundplatte. Mit dem Deckel lässt sich die von der Grundplatte gebildete

Kammer verschließen.

Der heruntergezogene Rand des Deckels der Inkubationskammer dient dabei dem kontaminations-freien Inkubieren einer Probe. Mithilfe der Stempelplatte lässt sich die Probe aus der Kammer entnehmen. Die Stempelplatte ermöglicht somit eine verletzungsfreie Entnahme der Probe aus der Inkubationskammer, ohne die Probe mechanischem Stress

auszusetzen.

Stempel und Ausnehmungen können dabei unterschiedliche Formen aufweisen, wobei immer

gegeben sein muss, dass der zumindest eine Stempel durch die zumindest eine Ausnehmung im

Stempelplatte alle Stempel in eine Ausnehmung geschoben werden können.

Stempel und Ausnehmungen können dabei die im Wesentlichen dieselbe Grundform aufweisen. Bei kreisförmigen Ausnehmungen können die Stempel dann eine zylindrische Form aufweisen, wobei der Durchmesser der zylindrischen Stempel geringfügig kleiner als der Durchmesser der kreisförmigen Ausnehmungen ist, damit die Stempel in die Ausnehmungen passen. Die Ausnehmungen und Stempel können jedoch auch jegliche andere Form aufweisen und müssen sich in ihrer Grundform nicht gleichen. Genauer gesagt, können die Stempel beispielsweise eine zylindrische Form haben und die Ausnehmungen quadratisch ausgeführt sein bzw. umgekehrt, wobei die Stempel wiederum so in die Ausnehmungen passen, sodass sie durch

diese hindurchgeschoben werden können.

Außerdem kann die Inkubationskammer ein Mikroskopie-Deckglas umfassen, wobei das Mikroskopie-Deckglas im Wesentlichen deckungsgleich mit der Innenfläche des Bodens der Grundplatte ist. Daher kann das Mikroskopie-Deckglas in die von der Grundplatte gebildete

Kammer eingelegt werden.

Nachdem das Mikroskopie-Deckglas in die Kammer eingelegt wurde, ist somit die zumindest eine Ausnehmung im Boden der Grundplatte abgedeckt. Des Weiteren kann danach auf das Deckglas standardisiert eine definierte Schicht Nährmedium, vorzugsweise ein AgarNährmedium, aufgebracht werden. Vorzugsweise ist die Schicht zwischen 3 und 8 mm dick. Dadurch ist ein Nährmediumvolumen von bis zu 30 mL möglich. Auf der Schicht Nährmedium können Mikrokolonien filamentöser Pilze mit einem Durchmesser von vorzugsweise 1 bis 2 cm angezüchtet werden. Durch das große Reservoir an Nährmedium können LangzeitBeobachtungen der Probe-Kolonien makroskopisch und mikroskopisch über mehr als 96 Stunden durchgeführt werden. Des Weiteren trocknet die Probe im Vergleich zu anderen Probenvorbereitungsmethoden auf dem Mikroskop wesentlich langsamer aus. Genauer gesagt, kann ohne wesentliche Verschiebung der Fokalebene für bis zu 12 Stunden kontinuierlich mikroskopiert werden. Die Stabilität der Probe und die daraus resultierende mögliche Dauer der Langzeitbetrachtung lässt sich durch eine aufgelegte Feuchtekammer noch verbessern. Zusätzlich können durch die Möglichkeit der Weiterführung einer Inkubation nach einer

Untersuchung der Probe, sogar wiederholte Langzeitbetrachtungen gemacht werden.

mehrmalige makro-und mikroskopische Betrachtung einer Probe.

In einer weiteren Ausführungsform sind die Grundplatte, die Stempelplatte und der Deckel aus Kunststoff gefertigt, vorzugsweise aus Polymilchsäure (Polylactid acid, PLA), glykolysiertes Polyethylen-Terephthalat (PETG), Acrylonitril-Butadien-Styren (ABS) oder AcrylonitrilStyren-Acrylat (ASA). Diese Kunststoffe bieten unterschiedliche Vorteile in Bezug auf Form-, Oberflächen- und Funktionsmöglichkeiten, sowie Temperatur- und UV-beständigkeit als auch Umweltfreundlichkeit. Beispielsweise wird die Inkubationskammer mithilfe eines 3DDruckverfahrens hergestellt. Dadurch können auch unterschiedliche Maße und Designs der erfindungsgemäßen Inkubationskammer und des Mikroskopie-Deckglases nach Bedarf sehr leicht angepasst und sofort als 3D-Druck umgesetzt werden. Ausgehend vom Grundmodell lassen sich auch andere funktionelle Veränderungen und benutzerspezifische Wünsche leicht umsetzten. Beispielsweise kann die Inkubationskammer an spezielle Bedürfnisse von

Bakterien, Hefen oder Pflanzenkeimlingen angepasst werden.

Eine weitere Methode zur Herstellung der erfindungsgemäßen Inkubationskammer ist mittels 3D-Fräsen. Bevorzugte Materialen hierfür sind die Kunststoffe Polypropylen (PP) und Polyetheretherketon (PEEK) oder auch Glas-Keramiken wie Macor!'M oder Shapal!M. Außerdem kann die Herstellung auch durch 3D-Lithographie erfolgen, wobei Polyphenylsulfon

(PSU) oder photopolymere Kunstharze als Materialen zu bevorzugen sind.

beispielsweise mittels Ethanol und UV-Bestrahlung zu sterilisieren.

Ein weiterer Vorteil ist, dass alle Teile der Inkubationskammer vielfach wiederverwendbar sind. Daher kommt sehr viel weniger Plastikmüll auf, als durch Einweg-Petrischalen aus Kunststoff, welche standardgemäß zur Pilzkultivierung eingesetzt werden. Die Verwendung von PLA ist besonders umweltfreundlich: PLA ist ein Biokunststoff, der aus erneuerbaren Ressourcen wie Kartoffel- oder Maisstärke gewonnen wird und problemlos entsorgbar und biologisch abbaubar

ist. Dies gilt natürlich nicht für Erdöl-basierte Kunststoffarten wie PS oder ABS/ASA.

Außerdem können die Grundplatte, die Stempelplatte und der Deckel auch aus autoklavierbarem Kunststoff oder Kunstharz gefertigt werden. Die Autoklavierbarkeit erlaubt die Verwendung der erfindungsgemäßen Inkubationskammer in wissenschaftlichen Laboren

mit hohem Biosicherheitsstandard sowie für klinische Anwendungen.

Weitere Materialalternativen für die erfindungsgemäße Inkubationskammer sind durch fräsbare Kunststoffe, wie z.B. Polypropylen (PP) oder Polyetheretherketon (PEEK), sowie durch photopolymere Harze, wie z.B. monomere Styrene, Acrylate oder Methylacrylate, und Keramiken gegeben. Alle drei Materialgruppen ermöglichen aufgrund sehr hoher Detailtreue die Mikrofabrikation komplizierter Formen und Funktionen. Anwendungsbeispiele umfassen z.B. Mehrkammer Systeme, die durch Mikrokanäle oder Diffusionsbarrieren verbunden bzw. unterbrochen sind, um die chemische und physikalische Interaktion benachbarter Kulturen kontrollieren zu können. Beispielsweise kann zumindest eine Diffusionsbarriere auf das Deckglas aufgebracht werden. Mithilfe von Diffusionsbarrieren kann die chemische Kommunikation zwischen co-kultivierten Proben räumlich kontrolliert werden. Dadurch können mit nur einem Deckglas gleichzeitig zwei verschiedene Probe-Kulturen inkubiert werden die nur in bestimmten Bereichen, quantitativ limitiert oder gar nicht miteinander

interagieren können.

In einer bevorzugten Ausführungsvariante weist der Deckel der Inkubationskammer Auflageecken auf. Auf diesen Auflageecken können die dem Boden abgewandten Ecken der seitlichen Wände der Grundplatte aufliegen. Dadurch wird die Kammer luftdurchlässig und

erlaubt eine aerobe Inkubation der Probe-Kulturen.

Außerdem kann die Grundplatte auch in unterschiedlichen Farben ausgeführt sein. Dies erlaubt definierte Kontraste zur visuellen Begutachtung der wachsenden Kulturen unterschiedlich

gefärbter Mikroorganismen mit bloßem Auge.

In einer Ausführungsvariante kann der Deckel der erfindungsgemäßen Inkubationskammer auch Lichtfilter umfassen. Diese Lichtfilter könnten derart konzipiert sein, dass sie nur Licht mit einer bestimmten Wellenlänge durchlassen. Somit können jegliche Test-Proben auf einfache Art und Weise mittels derselben Inkubationskammer und unterschiedlichen Deckeln mit nur einer einzigen Weißlichtquelle inkubiert werden, da die integrierten Lichtfilter eine selektive Passage von Lichtqualitäten und —-quantitäten ermöglichen. Licht spielt eine entscheidende Rolle für Zellfuntkion, Entwicklung und damit Aufzucht und experimentelle Untersuchung von Mikroorganismen und Pflanzen. Dadurch würde auch die kostenintensive Verwendung verschiedener monochromatischer Lichtquellen oder die aufwendige Konstruktion von Inkubationskammern für individuelle Lichtwellenlängen wegfallen. Da die Produktionsqualität und —-quantität der Test-Proben sehr stark von der gegebenen Lichtqualität und —-quantität abhängt, ergeben sich durch diese einfache Inkubation mittels Filter-Deckel wesentliche Vorteile. Licht ließe sich somit als experimenteller Faktor gezielter kontrollieren, und die zellulären Auswirkungen unterschiedlicher Lichtbedingungen mittels Lebendzell-Mikroskopie unmittelbar studieren. Auch zur biotechnologischen Prozessoptimierung, wie z.B. der Lichtabhängigkeit in der Antibiotikaproduktion, sind standardisierte Anzucht- und Untersuchungsmethoden bei denen der Faktor Licht gezielt kontrolliert werden kann,

entscheidend.

Des Weiteren kann die Oberfläche der Grundplatte durch Auswahl eines geeigneten Materials und Herstellungsverfahrens oder durch das Aufbringen einer Antihaft-Beschichtung sehr glatt ausgeführt werden. Eine glatte Oberfläche verhindert das Entstehen von Menisken an den

seitlichen Wänden der Grundplatte nach dem Eingießen des Nährmediums auf das in die

mikroskopiert werden kann.

Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung betrifft ein Verfahren zum Inkubieren von Probe-Kulturen mit einer erfindungsgemäßen Inkubationskammer. Das Verfahren umfasst die Schritte

e* Einbringen eines Mikroskopie-Deckglases in die Grundplatte,

e FEingießen eines Nährmediums auf das Deckglas, wobei vorzugsweise zwischen 10 und

30 mL eingegossen werden, e Aufbringen einer Probe-Kultur auf dem erstarrten Nährmedium, e Auflegen des Deckels auf die Grundplatte und inkubieren der Probe-Kultur unter

gewünschten Temperatur-, Luftfeuchtigkeits- und Lichtbedingungen.

Das Verfahren zum Erzeugen einer Probe-Kultur mit der _erfindungsgemäßen Inkubationskammer ermöglicht ein einfaches Gießen eines Nährmediumblockes mit glatter und ebener Oberfläche in einer standardisierten Kammer. Der geschlossene Deckel erlaubt eine

kontaminations- und austrocknungsfreie Inkubation der Proben in der Inkubationskammer.

Außerdem betrifft die Erfindung auch ein Verfahren zum Mikroskopieren einer in einer erfindungsgemäßen Inkubationskammer inkubierten Probe-Kultur, wobei die Probe-Kultur auf ein Mikroskopie-Deckglas, welches in der von der Grundplatte gebildeten Kammer liegt, aufgebracht wird, und wobei die Probe-Kultur samt Mikroskopie-Deckglas bei geöffnetem

Deckel mithilfe der Stempelplatte hochgedrückt wird und so entnommen werden kann.

Durch die erfindungsgemäße Inkubationskammer kann die Probe einfach transportiert werden und mittels der Stempelplatte ebenso einfach entnommen werden. Die Vorbereitung individueller Proben in einzelnen Kammern gewährleistet zudem deren sichere und

kreuzkontaminations-freie Aufbewahrung und Transport auch in einem Behältnis.

vor und nach einer mikroskopischen Untersuchung umfasst.

Eine weitere Ausführungsvariante sieht das Aufbringen eines zusätzlichen Deckglases gleicher Größe nach Entnahme der Probe-Kultur samt Mikroskopie-Deckglas aus der Inkubationskammer vor. Bevorzugt werden dabei je nach Größe und Oberflächenbeschaffenheit der Probe-Kultur ca. 1 — 2 mL steriles Flüssigmedium oder physiologische Kochsalzlösung auf die Probe getropft und danach das zweite Deckglas aufgelegt. Mithilfe dieser Glas-Nährmedium+Kultur-Glas Sandwich Konstruktion kann die Probe dann umgekehrt auf einen Mikroskoptisch gelegt werden und eignet sich daher für die Verwendung auf einem inversen Mikroskop. Somit kann das Verfahren gleichermaßen für aufrechte und inverse Mikroskop-Konfigurationen eingesetzt werden. Nach dem Mikroskopieren kann nach vorsichtigem Entfernen des zweiten Deckglases die Probe mithilfe der Stempelplatte wieder in die Kammer zurückgelegt und weiter inkubiert werden. Die kurzzeitige mechanische Belastung der Pilzkultur durch das Auflegen und wiederholte

Abnehmen des zweiten Deckglases wird üblicherweise gut vertragen.

Das erfindungsgemäße Sandwich-Verfahren erlaubt daher Aufnahmen mit Durchlicht, differentiellem Interferenzkontrast oder anderen kontrastgebenden Optiken, sowie Fluoreszenzmikroskopie. Alternativ kann durch die Verwendung von Eintauchobjektiven und einem aufrechten Mikroskop die Verwendung des zweiten Deckglases ganz vermieden werden. Auch bei dieser Herangehensweise ist eine optimale optische Qualität der Aufnahmen gewährleistet, da zwischen der Probe-Kolonie und der Objektivlinse kein Deckglas angebracht

ist.

Um die Erfindung besser zu veranschaulichen, werden die wesentlichen Merkmale anhand von bevorzugten Ausführungsformen der erfindungsgemäßen Inkubationskammer in folgenden

Figuren dargestellt.

Es zeigen:

Fig. 1 und Fig. 2 eine Draufsicht bzw. Schnittansicht der erfindungsgemäßen Grundplatte der Inkubationskammer.

Fig. 3 und Fig. 4 eine Draufsicht bzw. Vorderansicht der erfindungsgemäßen Stempelplatte der Inkubationskammer.

Fig. 5 und Fig. 6 eine Untersicht bzw. Schnittansicht des erfindungsgemäßen Deckels der Inkubationskammer.

Fig. 7 eine Schnittansicht der Inkubationskammer mit geschlossenem Deckel und eingeschobener Stempelplatte.

Fig. 8 eine Schnittansicht der Inkubationskammer mit geschlossenem Deckel, eingelegtem Mikroskopie-Deckglas mit aufgegossenem Agar-Nährmedium und ohne Stempelplatte.

Fig. 9 eine Schnittansicht der Inkubationskammer ohne Deckel mit eingeschobener Stempelplatte und angehobenem Mikroskopie-Deckglas mit aufgegossenem AgarNährmedium.

Fig. 10 ein Kontrast-invertiertes Lebendzell-Fluoreszenzmikroskopie Beispiel einer pilzlichen Ko-Kultur, die mit Hilfe der erfindungsgemäßen Inkubationskammer vorbereitet und

mikroskopiert wurde.

Die erfindungsgemäße Inkubationskammer umfasst als wesentliche Bestandteile die Grundplatte 1, die Stempelplatte 2 und den Deckel 3, wie in den Figuren 1, 3 und 5 dargestellt. Wie in Fig. 1 und 2 ersichtlich setzt sich die Grundplatte 1 aus einem Boden 1‘ und seitlichen Wänden 1“ zusammen. Der Boden 1‘ und die seitlichen Wände 1“ bilden eine Kammer 5 (siehe

Fig. 2), wobei der Boden 1‘ vorzugsweise kreisförmige Ausnehmungen 6 aufweist.

Die Stempelplatte 2 weist wie in Fig. 4 ersichtlich zumindest einen Stempel 2‘ auf. In der in Fig. 3 und 4 gezeigten Ausführungsvariante weist die Stempelplatte 2 fünf Stempel 2‘ auf. Die Stempel 2‘ sind derart ausgebildet, dass sie durch die Ausnehmungen 6 im Boden 1*°© der

Grundplatte geschoben werden können. Sofern Stempel 2° und Ausnehmungen 6 kreisförmig

ausgebildet sind, kann der Durchmesser der Stempel 2‘ geringfügig kleiner als der Durchmesser der Ausnehmungen 6 sein. Somit können die Stempel 2‘ an der Unterseite der Grundplatte 1 in die Kammer 5 eingeschoben werden. Die Stempel 2° und Ausnehmungen 6 sind jedoch nicht auf die in den Figuren dargestellten Formen beschränkt und können jegliche Grundform aufweisen. Dabei muss die Querschnittsfläche der Stempel 2° auch nicht zwingend mit der Fläche der Ausnehmungen 6 übereinstimmen, solange die Stempel 2‘ durch die Ausnehmungen 6 geschoben werden können. Beispielsweise können die Ausnehmungen 6 kreisförmig ausgebildet sein und die Stempel 2‘ eine rechteckige oder quadratische Querschnittsfläche aufweisen.

Bevorzugt ist die Höhe des zumindest einen Stempel 2‘ größer als die Höhe der seitlichen

Wände 1°‘, sodass die Stempel 2‘, nachdem sie zur Gänze durch die Ausnehmungen 6

>

hindurchgeschoben wurden, leicht über die seitlichen Wände 1“‘‘ hinausragen.

Der Deckel 3 weist wie in Fig. 5 und 6 gezeigt vorzugsweise Auflageecken 3‘ auf. Der Deckel 3 erlaubt ein kontaminationsfreies aber trotzdem luftdurchlässiges Verschließen der von der Grundplatte gebildeten Kammer 5. Dies ist eine wesentliche Voraussetzung für eine erfolgreiche Inkubation von Probe-Kulturen. Eine Möglichkeit den Deckel 3 demgemäß auszuführen ist anhand der Auflageecken 3°. Außerdem weist der Deckel 3 wie in Fig. 6 ersichtlich einen heruntergezogenen Rand 3*“* auf, welcher zum Teil über die seitlichen Wände 1‘“ der Grundplatte 1 reicht. Mithilfe des Randes 3‘ wird eine kontaminationsfreie Inkubation der Probe bei geschlossenem Deckel ermöglicht. Zusätzlich verhindert der Rand 3“ bei einem

Transport der Inkubationskammer ein Verrutschen des Deckels 3.

Fig. 7 zeigt eine Ausführungsform der erfindungsgemäßen Inkubationskammer, wobei Grundplatte 1, Stempelplatte 2 und Deckel 3 zusammengesetzt sind. Das heißt die Stempel 2‘ der Stempelplatte 2 wurden durch die Ausnehmungen 6 im Boden der Grundplatte 1‘ geschoben, sodass sich die Stempelplatte 2 direkt unter der Grundplatte 1 befindet. Der Deckel

3 ist derart ausgeführt, dass er ein Verschließen der Kammer 5 trotz Stempel 2‘ erlaubt.

Sofern die Stempelplatte 2 nicht mit der Inkubationskammer verbunden ist, kann wie in Fig. 8 dargestellt ein Mikroskopie-Deckglas 4 in die Kammer 5 eingelegt werden. Bevorzugt ist das Mikroskopie-Deckglas 4 im Wesentlichen deckungsgleich mit der Innenfläche des Bodens der Grundplatte 1‘. Dadurch wird einerseits ein Verrutschen des Deckglases 4 verhindert und das

Eingießen eines Nährmediums auf das Deckglas 4 erleichtert, da die Ränder des Deckglases 4

direkt an die seitlichen Wände der Grundplatte 1°‘ anschließen. Wie in Fig. 8 ebenfalls ersichtlich verschließt das eingelegte Mikroskopie-Deckglas 4 die Ausnehmungen 6 im Boden der Grundplatte 1°‘. Anhand des Deckglases 4 in der Kammer 5 kann das Nährmedium einfach eingegossen werden und eine ebene Oberfläche bilden. Zusätzlich kann eine große Menge an

Nährmedium eingegossen werden.

In einer Ausführungsvariante ist der Deckel 3 der Inkubationskammer transparent ausgebildet, sodass bei der in Fig. 8 dargestellten Inkubation durch den Deckel 3 die Probe betrachtet werden

kann.

In einer weiteren Ausführungsform kann der Deckel 3 Lichtfilter umfassen. Die Lichtfilter lassen nur Licht mit einer bestimmten Wellenlänge durch. Daher können Test-Proben mit der erfindungsgemäßen Inkubationskammer mit einer einzigen Weißlichtquelle inkubiert werden, da die Deckel 3 unterschiedliche Lichtqualitäten und -quantitäten ermöglichen. Kostspielige

zusätzliche Lichtquellen sind hierzu nicht notwendig.

Bei geöffnetem Deckel kann wie in Fig. 9 gezeigt mithilfe der Stempelplatte 2 das MikroskopieDeckglas 4 aus der Kammer 5 gehoben werden. Danach kann das Deckglas 4 beispielsweise für weitere Untersuchungen auf einen Mikroskoptisch transportiert werden. Zur leichteren Entnahme des Deckglases 4 von den Stempeln 2° kann das Deckglas 4 zuvor leicht verdreht werden, sodass dessen Kanten nicht mehr parallel zu den Kanten der seitlichen Wände der Grundplatte 1“ verlaufen. Umgekehrt kann das Deckglas 4 nach dem Mikroskopieren auch wieder einfach in die Grundplatte 1 eingelegt werden, indem zuvor die Stempel 2‘ der Stempelplatte 2 durch die Ausnehmungen 6 im Boden der Grundplatte 1° geführt werden, sodass die Stempelplatte 2 mit der Grundplatte 1 verbunden ist. Dann kann das Deckglas 4 wiederum auf die Stempel 2‘ gelegt werden und derart gedreht werden, dass die Kanten des Deckglases 4 wiederum parallel zu den Kanten der seitlichen Wände der Grundplatte 1“ verlaufen. Hierauf wird die Grundplatte 1 langsam nach oben gehoben, sodass sich die Stempel 2° aus den Ausnehmungen 6 hinausbewegen und das Deckglas 4 langsam wieder Richtung Boden der Grundplatte 1° geleitet wird. Nachdem das Deckglas 4 wiederum am Boden 1‘

aufliegt, kann der Deckel 3 aufgelegt werden und die Probe weiter inkubiert werden.

Somit ermöglicht die erfindungsgemäße Inkubationskammer eine sehr einfache und nicht

fehleranfällige Inkubation von mikrobiellen Kulturen. Zusätzlich ist die Herstellung der

Inkubationskammer sehr kostengünstig und schnell. Die Inkubationskammer kann wiederverwendet werden, was die Umweltbelastung erheblich verringert. Außerdem erlaubt die Inkubationskammer einen erheblichen Zeitgewinn beim Mikroskopieren der Probe aufgrund des großen Reservoirs an Nährmedium. Dadurch lassen sich sowohl Langzeitbeobachtungen als auch wiederholte Betrachtungen der Probe durchführen. Nach dem Mikroskopieren kann die Probe am Deckglas wiederum in die Inkubationskammer eingelegt werden und weiter inkubiert werden. Aufgrund der zahlreichen möglichen Ausführungsformen der Inkubationskammer kann auch sehr gezielt auf die verschiedensten Anforderungen bei der Inkubation und beim Mikroskopieren von Kulturen in der Lebendzell-Mikroskopie eingegangen werden. Beispielsweise kann daher auch die letztendlich erzielte optische Qualität

der Aufnahmen mithilfe der erfindungsgemäßen Inkubationskammer optimiert werden.

BEISPIELE

Die erfindungsgemäße Inkubationskammer kann beispielsweise genutzt werden, um Pilz-PilzInteraktionen, wie zum Beispiel zwischen dem Mykroparasiten Zrichoderma atroviride (Ta) und seinem Beutepilz Bofryfis cinerera (Bc), zu untersuchen. Dabei wachsen Mikrokolonien beider Pilze in der Kammer 5 aufeinander zu. In der Kontaktzone kommt es zur mykroparasitischen Interaktion, welche dann stress- und verletzungsfrei durch Herausheben der Probe-Ko-Kultur aus der Kammer 5 mithilfe der Stempelplatte 2 beispielsweise mittels Fluoreszenzmikroskopie untersucht werden kann. In Fig. 10 ist die Interaktionszone der beiden Pilze Ta und Bc, welche mit einem Plan Apo 20x 0,75 N.A. Objektiv auf einem inversen Nikon Eclipse Ti2-E Hellfeld-Fluoreszenzmikroskop mit anschließender Dekonvolution aufgenommen wurde, dargestellt. Auf der rechten Seite in Fig. 10 ist der auf der linken Seite

mit einem Quadrat markierte Bereich vergrößert dargestellt.

Claims (14)

ANSPRÜCHE

1. Inkubationskammer, umfassend

e eine Grundplatte (1),

e eine Stempelplatte (2) und

e einen Deckel (3), wobei die Grundplatte (1) einen Boden (1°) und seitliche Wände (1““) aufweist, wobei der Boden (1‘) und die seitlichen Wände (1“) eine Kammer (5) bilden, wobei der Boden (1°) zumindest eine vorzugsweise kreisförmige Ausnehmung (6) aufweist, wobei die Stempelplatte (2) zumindest einen Stempel (2‘) aufweist, wobei der zumindest eine Stempel (2‘) durch die zumindest eine Ausnehmung (6) im Boden schiebbar ist, wobei die Höhe des zumindest eine Stempel (2°) vorzugsweise größer als die Höhe der seitlichen Wände (1*““) ist, wobei mit dem Deckel (3) die von der Grundplatte gebildete Kammer (5) kontaminationsfrei und

luftdurchlässig verschließbar ist.

2. Inkubationskammer nach Anspruch 1, gekennzeichnet durch ein Mikroskopie-Deckglas (4), wobei das Mikroskopie-Deckglas (4) im Wesentlichen deckungsgleich mit der Innenfläche des Bodens der Grundplatte (1‘) ist, wobei das Mikroskopie-Deckglas (4) in die von der Grundplatte gebildeten Kammer (5) einlegbar ist.

3. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Grundplatte (1), die Stempelplatte (2) und der Deckel (3) aus Kunststoff sind, wobei der Kunststoff vorzugsweise aus der Gruppe, welche Polymilchsäure (PLA), glykolysiertes Polyethylen-Terephthalat (PETG), Acrylonitril-Butadien-Styren (ABS) oder AcrylonitrilStyren-Acrylat (ASA) umfasst, gewählt wird.

4. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Grundplatte (1), die Stempelplatte (2) und der Deckel (3) aus einem Material aus der Gruppe, welche Polypropylen (PP), Polyetheretherketon (PEEK) oder Glas-Keramiken

umfasst, gewählt wird.

5. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass

die Grundplatte (1), die Stempelplatte (2) und der Deckel (3) aus einem Material aus der

Gruppe, welche Polyphenylsulfon (PSU) oder photopolymere Kunstharze umfasst, gewählt

wird.

6. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, dass die Grundplatte (1), die Stempelplatte (2) und der Deckel (3) aus autoklavierbarem Kunststoff

oder Kunstharz sind.

7. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass

der Deckel (3) Auflageecken (3‘) aufweist

8. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 bis 7, dadurch gekennzeichnet, dass

der Deckel (3) im Wesentlichen transparent ausgebildet ist.

9. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass

der Deckel (3) Lichtfilter umfasst.

10. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 bis 9, gekennzeichnet durch

Mikrokanäle und/oder Diffusionsbarrieren.

11. Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Oberfläche der Grundplatte (1) glatt ausgeführt ist oder eine Antihaft-Beschichtung

aufweist.

12. Verfahren zum Inkubieren von Probe-Kulturen mit einer Inkubationskammer nach einem der Ansprüche 1 bis 11, umfassend die Schritte * Einbringen eines Mikroskopie-Deckglases (4) in die Grundplatte (1), e FEingießen eines Nährmediums auf das Deckglas (4), wobei vorzugsweise zwischen 10 und 30 mL eingegossen werden, e Aufbringen einer Probe-(Ko-)Kultur auf dem erstarrten Nährmedium, e Auflegen des Deckels (3) auf die Grundplatte (1) und inkubieren der Probe-Kultur bei gewünschter Temperatur, Luftfeuchte und Licht.

13. Verfahren zum Mikroskopieren einer in einer Inkubationskammer nach einem der

Ansprüche 1 bis 11 inkubierten Probe-Kultur, wobei die Probe-Kultur auf ein festes

Nährmedium auf einem Mikroskopie-Deckglas (3), welches in der von der Grundplatte gebildeten Kammer (5) liegt, aufgebracht wird, wobei die Probe-Kultur samt MikroskopieDeckglas (4) und Nährmedium bei geöffnetem Deckel (3) mithilfe der Stempelplatte (2) hochgedrückt wird und so entnommen werden kann, wobei das Mikroskopie-Deckglas (4) nach

Entnahme auf einem Mikroskoptisch platziert und mikroskopiert werden kann.

14. Verfahren nach Anspruch 13, gekennzeichnet durch das Aufbringen eines zusätzlichen

im Wesentlichen dimensionsgleichen Deckglases nach Entnahme der Probe-Kultur samt

Mikroskopie-Deckglas (4) aus der Inkubationskammer.