WO2020099590A1 - Dispositif de production de microalgues - Google Patents

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WO2020099590A1
WO2020099590A1 PCT/EP2019/081386 EP2019081386W WO2020099590A1 WO 2020099590 A1 WO2020099590 A1 WO 2020099590A1 EP 2019081386 W EP2019081386 W EP 2019081386W WO 2020099590 A1 WO2020099590 A1 WO 2020099590A1
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light
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pmol
main
cells
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PCT/EP2019/081386
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Olivier Bernard
Hubert BONNEFOND
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Inria Institut National De Recherche En Informatique Et En Automatique
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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
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    • C12M25/00—Means for supporting, enclosing or fixing the microorganisms, e.g. immunocoatings
    • C12M25/02—Membranes; Filters
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
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    • C12M41/00—Means for regulation, monitoring, measurement or control, e.g. flow regulation
    • C12M41/06—Means for regulation, monitoring, measurement or control, e.g. flow regulation of illumination

Definitions

  • the present invention relates to a device and a method for the production of microalgae.
  • Microalgae are unicellular phototrophic prokaryotic and eukaryotic microorganisms. Microalgae are able to get their energy from light, through photosynthesis.
  • Prokaryotic microalgae are represented by cyanobacteria (sometimes called “blue-green algae”).
  • Eukaryotic microalgae are diversified and represented by a multitude of classes among which there may be mentioned chlorophyceae, diatoms, chrysophyceae, coccolithophyceae, euglenophyceae and rhodopyceae.
  • microalgae of which a few tens of thousands of species are referenced.
  • Microalgae are ubiquitous and are found both in freshwater and in brackish and marine waters.
  • the size of a microalgae cell is generally between 1 ⁇ m and 100 ⁇ m.
  • microalgae production sector is currently growing. Microalgae are indeed capable of synthesizing products of economic and ecological interest. Among these products, mention may in particular be made of proteins, antioxidants, pigments, polyunsaturated fatty acids with long chains DHA (docosahexaenoic acid) and EPA (eicosapentaenoic acid).
  • DHA docosahexaenoic acid
  • EPA eicosapentaenoic acid
  • Microalgae thus find application in several technological fields and in particular in the cosmetic industry, the pharmaceutical industry, aquaculture, the food industry or food supplements.
  • Microalgae are also used in the production of bioenergy. They have an ability to capture light energy to fix and metabolize inorganic carbon from carbon dioxide (CO2) in energy molecules. Microalgae therefore have significant purifying capacities. In addition, the coupling of microalgae with CO2 and the fact that microalgae are often rich in sugars or oils means that microalgae are of great interest in the production of biofuels. For the production of microalgae, culture systems based on light growth are used. Thus, microalgae can be grown using natural light (sunlight) or artificial light.
  • the invention improves the situation.
  • the invention introduces a device for producing microalgae comprising a basin containing an aqueous medium and a mobile support capable of receiving a cell culture consisting of algae cells, which mobile support is at least partially immersed in the medium.
  • aqueous and has at least two portions, characterized in that the movable support is arranged in the basin so that the first portion is exposed directly to a main light source and forms an exposure section, and the second portion is not directly exposed to the main light source and forms an inhibition section, the device further comprising a secondary light source arranged to emit actinic light in the direction of the inhibition section so as to inhibit the pigment synthesis of certain at least of said algae cells.
  • the secondary light source is arranged to emit light of light intensity less than or equal to 30% of the average light intensity received by the exposure section. This light energy is optimal for good production.
  • the main light source is chosen from filtered or unfiltered sunlight and an artificial source having a wavelength between about 400 nm and about 800 nm. This light is optimal for photosynthesis.
  • the main light source is an artificial source having a wavelength between about 400 nm and about 800 nm of light intensity greater than or equal to 400 pmol / m 2 / s.
  • the secondary light source is chosen from light-emitting diodes and optical fibers. This type of source offers great flexibility for mounting in the basin.
  • the secondary light source emits light with a wavelength between 400 nm and 550 nm. This allows in particular a high yield biomass production of algae cells chosen from the genus Tetraselmis, the genus Chlorella and the genus Emiliania preferably the species Emiliania huxleyi. In practice, LEDs are used, of which approximately 90% of the photons have a wavelength between 400 nm and 550 nm.
  • the secondary light source emits light with a wavelength between 590 nm and 750 nm. This allows in particular a production in high yield biomass of algae cells chosen from the genus Dunaliella preferably the species Dunaliella satina, the genus Synechococcus and the genus Euglena.
  • a subject of the invention is also a process for the production of microalgae comprising the successive exposure of a cell culture consisting of algae cells to phases of direct exposure to main incident light and phases sheltered from said main incident light, characterized in that the cell culture is further exposed to actinic light during at least some of the phases sheltered from said main incident light so as to inhibit the pigment synthesis of at least some of said cells 'algae.
  • This process makes at least some of the algae cells transparent.
  • actinic light is light with a wavelength between 400 nm and 550 nm. This makes it possible to act on the pigmentation of certain cell species of algae, and in particular on microalgae chosen from the genus Tetraselmis, the genus Chlorella and the genus Emiliania, preferably the species Emiliania huxleyi.
  • actinic light is light with a wavelength between 590 nm and 750 nm. This makes it possible to act on the pigmentation of certain algal cell species, and in particular on the microalgae chosen from the genus Dunaliella, preferably the species Dunaliella satina, the genus Synechococcus and the genus Euglena.
  • FIG. 1 shows a diagram of the chlorophyll a content of exposed algal cells of Emiliania huxleyi to lights of different colors;
  • FIG. 2 shows a diagram of the chlorophyll a content per unit of cellular carbon of Dunaliella satina exposed to lights of different colors
  • FIG. 3 shows a graph of pigment ratios as a function of the PUR variation rate (%) in Dunaliella satina exposed to lights of different colors
  • Figure 4 shows a device according to the invention
  • Figure 5 shows a biomass productivity diagram
  • Figure 6 shows a thickness diagram of biofilms
  • Figures 7, 8 and 9 show alternative embodiments of the device of the invention.
  • Figure 10 shows a comparative biomass productivity diagram.
  • microalgae In all culture systems there is generally a tank or a basin filled with a culture medium. It is conventionally an aqueous medium.
  • the microalgae are either dispersed in the culture medium or fixed on a support which is at least partially immersed in the culture medium.
  • Microalgae can be described as a cell culture made up of algae cells.
  • W02015007724 discloses a process in which the total duration of the phases in the shade is 50% greater than the total duration of the phases of exposure to sunlight.
  • the Applicant has discovered a way of surprisingly modifying this system and thereby increasing the yield of biomass production.
  • microalgae are photosynthetic species.
  • Microalgae cells need light to proliferate.
  • a wavelength light strongly absorbed by microalgae is necessary to obtain a high growth rate. In practice, this is sunlight or lights containing at least wavelengths in blue and in red.
  • microalgae in phototrophic condition, it is necessary to provide, beyond the light, nutrients such as nitrogen, phosphorus, sulfur or silica for diatoms in particular, oligo- elements and vitamins. In the presence of the necessary nutrients in the culture medium, the microalgae can then initiate the photosynthesis, which essentially consists in converting light energy by metabolizing CO2 and thus producing oxygen and algal biomass (organic matter of microalgae).
  • the microalgae form a cluster of cells regularly distributed on the support.
  • a carpet type or disc type (Algaedisk) support cf. Blanken, W., Janssen, M., Cuaresma, M., Libor, Z., Bhaiji, T., & Wijffels, RH (2014), Biofilm growth of Chlorella sorokiniana in a rotating biological contactor based photobioreactor - Biotechnology and bioengineering, 111 (12), 2436-2445.
  • the microalgae form a biofilm on the surface of the support. The thickness of the biofilm increases with the growth of cell culture, that is to say more particularly with the cell division of algae cells.
  • the biofilm can be seen as a plurality of superimposed cellular layers.
  • the layers are embedded in a complex polymer structure.
  • the first layer of cells is formed by the algae cells on the support and in direct contact with it.
  • the microalgae cells constituting this first layer multiply by cell division and then form a second layer of algae cells above the first layer.
  • the second layer in turn divides and thus generates a third layer on top of the second layer, and so on. As cell divisions progress, the thickness of the biofilm increases.
  • Self-shading phenomenon has a negative influence on the growth of cell culture. It is characterized by the fact that the cells on the surface, that is to say of the upper layers, shade the cells situated in the lower layers with respect to the light source. The cells in the lower layers then do not receive enough light to proliferate. Productivity drops drastically.
  • biomass harvesting in the support systems must be done as soon as the biofilm has reached a certain thickness, preferably between 100 and 200 ⁇ m. This increases the number of steps and costs in the production process.
  • Supported production systems include a primary light source to provide the light necessary for photosynthesis.
  • This source may for example be the sun or a lamp generating artificial light.
  • Microalgae cells close to the main source are exposed to an excess of photons compared to the amount of photons required to carry out photosynthesis.
  • This excess of photons leads to a decrease in photosynthetic efficiency. It is a dissipation of energy called non-photochemical dissipation (in English: non-photochemical quenching).
  • the phenomenon of non-photochemical dissipation is described in particular in the publication Non-Photochemical Quenching. A Response to Excess Light Energy - Müller et al., Plant Physiol, 2001, vol. 125, no. 4: 1558-1566.
  • An excess of photons can also cause degradation of the photosynthetic apparatus, called photoinhibition.
  • the cells in the upper layer (s) of the biofilm absorb the majority of photons from the main light source. A large part of the photons of the incident light then fail to penetrate deep into the biofilm to supply light to the cells of the lower layers. Consequently, a light gradient is created which has a harmful effect on the production of biomass. Indeed, the cells of the lower layers are found more or less in the dark because the light does not penetrate deep into the biofilm. Carbon fixation by photosynthesis then no longer compensates for energy losses through cellular respiration, which is based on the degradation of sugars which have been synthesized during photosynthesis.
  • microalgae production systems comprising a support present a problem of light overexposure of the cells on the surface of the biofilm (close to the main light source), and a problem of under-exposure of the cells located deep in the biofilm.
  • the Applicant has developed a microalgae production device which solves this problem.
  • She studied the absorption by microalgae of light at various wavelengths. She noticed, not without surprise, that some of these lights have an actinic effect on algae cells, that is to say an effect which acts on the metabolic chemistry of the cells.
  • wavelengths of light act on the pigmentation of microalgae.
  • depigmentation has been observed on several strains of microalgae.
  • discoloration of the algae cells which results in the cells becoming transparent.
  • transparent cells cells having lost at least 20% of pigments belonging to the group of chlorophylls or to the group of carotenoids.
  • FIG. 1 shows a diagram of the chlorophyll a content (attomoles per cell: 10 18 moles / cell) of algae cells of the class of prymnesiophyceae (species Emiliania huxleyi) exposed to lights of wavelengths corresponding to a blue light, white light, green light and red light - Garrido, JL, Brunet, C., & Rodriguez, F. (2016), Pigment variations in Emiliania huxleyi (CCMP370) as a response to changes in light intensity or guality, Environmental microbiology, 18 (12), 4412-4425.
  • prymnesiophyceae species Emiliania huxleyi
  • FIG. 1 shows a diagram of the chlorophyll a content (attomoles per cell: 10 18 moles / cell) of algae cells of the class of prymnesiophyceae (species Emiliania huxleyi) exposed to lights of wavelengths corresponding to a blue light, white light, green
  • the exposure of Emiliania huxleyi cells was carried out for each light at two distinct intensities: the strong one (HL) at 426 ⁇ 60 pmol.m 2 s 1 ; the other weak (LL) at 16 ⁇ 2 pmol.m 2 s _1 .
  • the wavelength for blue light is 455 nm, for red light 617 nm and for green light 537 nm.
  • the light intensity was between 250 and 450 pmol / m 2 / s in continuous light.
  • Exposure to blue light makes it possible to reduce the content of chlorophyll pigments in algae cells of the species Emiliania huxleyi.
  • FIG. 2 shows a diagram of the chlorophyll a content (grams of chlorophyll a / grams of carbon) of algae cells of the class of Chlorophyceae (species Dunaliella salina) exposed to lights of wavelengths corresponding to a light blue, white light, red light and green light for experiments performed with constant absorbed light (PUR) - Combe C., Guantitative and gualitative effects of light on the growth of microalgae in dense culture and on their production of molecules of interest: towards the optimization of microalgae production processes, doctoral thesis, Pierre and Marie Curie University, 2016.
  • PUR constant absorbed light
  • the wavelength for blue light is 455 nm, for red light 617 nm and for green light 537 nm.
  • the light intensity was between 250 and 450 pmol / m 2 / s in continuous light.
  • Exposure to red or blue light makes it possible to reduce the content of chlorophyll pigments in algae cells of the species Dunaliella satina.
  • Figure 3 shows the percentage increase in the carotene / chlorophyll a (A) and chlorophyll a / carbon (B) ratios as a function of the PUR variation rate (%) in Dunaliella satina cultivated under lights of wavelengths corresponding to blue light (denoted B), white light (denoted W), green light (denoted V) and red light (denoted R).
  • PUR photosynthetic usable radiation
  • Exposure to red and blue lights reduces the pigment content of the algae cells of the Dunaliella satina species.
  • the Applicant has formulated the postulate according to which a biofilm constituted at least partially of algae cells with reduced pigmentation (or "transparent" according to the definition above) no longer has, or almost no longer, the disadvantages of self-shading . This is due to the fact that algae cells with reduced pigmentation allow at least part of the photons from the main incident light to pass through. Each layer of cells, including the lower layers of the biofilm, then receive light from the main light source.
  • the Applicant takes advantage of the so-called "shade" phases as described in WO2015007724. That is to say the phases during which the cells are not directly exposed to the main light source. More particularly, these are the phases during which the cells are located in areas in which the light received by the cells is of a light intensity less than or equal to 50% of the overall light intensity coming from the light source main. This applies to the overall photon flux, whatever the nature of the main light (therefore independently of the incident spectrum).
  • the time during which cells remain in the shade is not necessarily greater than the time during which the cells are exposed to the main light.
  • the phase time of the cells in the shade can be equal to the time of the phase of the exposure of the cells to the main light. In other embodiments, the phase time of the cells in the shade may be less than the phase time of the exposure to the main light.
  • the device of the invention comprises a mobile support which has at least two portions.
  • the mobile support is arranged in a basin comprising a culture medium.
  • the support is further arranged so that the first of the two portions is exposed directly to a main light source and forms an exposure section, and the second of the two portions is not exposed directly to the main light source .
  • portion directly exposed to the main light source is meant a portion exposed to the photons emitted by the main light source. This portion is generally facing the main light source and receives the light necessary for photosynthesis. In other words, during the exposure section the microalgae capture the light energy necessary for carrying out photosynthesis.
  • a portion which is not exposed directly to the light source is meant a portion at least partially sheltered from photons coming from the main light light. The cells crossing this section therefore receive little or no photons coming directly from the main light source.
  • the light intensity coming from the main light source is less than or equal to 50% of the overall light intensity from this source.
  • the light intensity coming from the main light source is close to 0 pmol / m 2 / s or zero.
  • the device is arranged so that the second portion is exposed to light capable of inducing depigmentation of the algae cells. It is an actinic light which acts on metabolic chemistry (or regulatory pathways) so as to inhibit pigment production.
  • the second portion of the mobile support thus forms an inhibition section.
  • the inhibition of pigment production can be partial or total. Partial inhibition results in down regulation of pigment synthesis. For example by blocking, decreasing or slowing down the transcription of the genes which are at the origin of the synthesis of pigments. The quantity of pigments produced in the cells is therefore reduced.
  • the device To expose the cells to this actinic light, the device includes a light source other than the main light source.
  • This source is here qualified as a secondary light source.
  • the secondary light source is arranged to emit actinic light in the direction of the inhibition section so as to inhibit the synthesis of pigment and make at least some of the algae cells transparent.
  • FIG. 4 shows a device 10 according to the invention.
  • the device comprises a basin 12 and a support 14 circulating in the basin 12 and on which microalgae cells develop forming a biofilm.
  • the basin 12 comprises an aqueous culture medium 22.
  • the basin 12 is open in its upper part so that the surface 16 of the aqueous medium 22 is exposed to the main light source 18 (here the sun).
  • the main light source 18 emits light with a light intensity lo of about 400 to 2000 pmol / m 2 / s depending on the weather conditions.
  • the surface 16 extends over the entire open part of the basin 12.
  • the basin 12 is a masonry tank.
  • the basin may be a natural body of water such as a lake, pond, or marine bay in particular.
  • the tank 12 can also be a tank of a bioreactor.
  • the device further comprises a movable support 14.
  • the movable support 14 is formed of a strip enclosed in a loop on itself. It is guided by a set of turning and guiding rollers 20.
  • the rollers are two in number and arranged respectively near the edges of the basin 12. At least one of the rollers is motorized to drive the support 14.
  • the movable support 14 is formed by a mat having mechanical strength.
  • the surface of the support 14 on which the algae cells of the first layer of the biofilm are fixed is preferably a hydrophobic and rough support having cavities and / or microcavities.
  • the support 14 has sufficient flexibility to support the passage on the rollers. It is also resistant to light, in particular to ultra-violet rays.
  • the material of the support 14 is chosen so that its possible deterioration does not affect the metabolism of the cells.
  • the mobile support comprises, in the example described here, two portions: a first portion 24 and a second portion 26.
  • the support can comprise a plurality of portions.
  • the rollers 20 are mounted so that their respective main axes are substantially parallel to the surface 16 of the aqueous medium 22.
  • the first portion of the movable support 14 circulates so as to form a generally horizontal plane between the first roller 20 and the second roll from the opposite edge.
  • the first portion is disposed above the surface 16 of the aqueous medium.
  • the first portion circulates in atmospheric air (or if necessary in controlled air when the device 10 is placed in a greenhouse).
  • the first portion is immersed in the aqueous medium 22, for example a few centimeters below the surface 16.
  • the mobile support is the object of a reversal by each roller so that the second portion 26 of the mobile support 14 also circulates in a generally horizontal plane between the first roller and the second roller on the opposite edge.
  • the second portion is arranged below the surface 16 of the aqueous medium. The second portion is therefore immersed in the aqueous medium 22.
  • the first portion 24 is directly exposed to the light coming from the main light source 18.
  • the second portion 26 is not directly exposed to the light coming from the main light source 18.
  • the first portion 24 forms a section of exposure to the main light source 18 and the second portion 26 forms a section sheltered from the main light source 18.
  • the device comprises one or more secondary light sources 28.
  • Each secondary light source 28 is arranged to emit actinic light in the direction of the section which is sheltered from the main light source 18. In this way, the cells located on the mobile support 14 and traversing the section sheltered from the main source are exposed to actinic light coming from the secondary light sources 28. Actinic light acts on cell metabolism and inhibits pigment synthesis. At least some of the algae cells become at least partially transparent. The section sheltered from the main light source 18 is therefore qualified as an inhibition section.
  • the secondary light source or sources 28 may in particular be light-emitting diodes or optical fibers.
  • At least one of the portions is directly exposed to light from the primary light source and at least one of the portions is exposed to actinic light from the secondary light source.
  • the secondary light source 28 is arranged to emit light of light intensity less than or equal to 30% of the average light intensity received by the exposure section or sections.
  • the main light source is solar and emits a light intensity lo of 2000 pmol / m 2 / s the secondary light source 28 emits light of light intensity l act less than or equal to 600 pmol / m 2 / s.
  • the secondary light source 28 is arranged to emit light of luminous intensity l act less than or equal to 300 pmol / m 2 / s. This greatly reduces energy costs.
  • the secondary light source 28 is arranged to emit light of light intensity l act between 5 and 300 pmol / m 2 / s and preferably between 30 pmol / m 2 / s and 120 pmol / m 2 / s, and preferably around 50 pmol / m 2 / s.
  • the main light source 18 is preferably a natural source having a wavelength between approximately 400 nm and approximately 800 nm with a light intensity greater than 400 pmol / m 2 / s. In this way energy costs are further reduced.
  • This embodiment is particularly suitable for the production of biomass of algae cells chosen from the genus Tetraselmis, the genus Chlorella and the genus Emiliania, preferably the species Emiliania huxleyi.
  • the device 10 comprises a secondary light source which emits light of wavelength between 590 nm and 750 nm.
  • This embodiment is particularly suitable for the production of biomass of algae cells chosen from the genus Dunaliella, preferably the species Dunaliella satina, the genus Synechococcus and the genus Euglena.
  • Example 1 The mobile support 14 of a device 10 as described above is inoculated with a cell culture consisting of algae cells of the genus Tetraselmis.
  • the rotation speed of the rollers 20 is between 0.01 and 0.9 m / s. Preferably there are three times more areas not directly exposed to the incident light than exposed areas.
  • the main light source 18 is an artificial light with a luminous intensity of 400 pmol / m 2 / s.
  • the secondary light source 28 In a first experiment (I) the secondary light source 28 is inactive, ie extinguished. In a second experiment (II), the secondary light source 28 emits light of wavelength between 400 nm and 550 nm at the same location as the main light source (exposure section). And, in a third experiment (III), the secondary light source 28 emits light of wavelength between 400 nm and 550 nm at the level of the inhibition section.
  • FIG. 5 shows the productivity diagram for each experiment. Subjecting the algae cells to blue actinic light on the sections away from the main light source has a positive effect on productivity. The productivity in experiment III is almost doubled compared to experiment I.
  • FIG. 6 shows a diagram of the thicknesses of the biofilms of the three experiments I, II and III.
  • the biofilm obtained in experiment III is thicker than those obtained in experiments I and II.
  • Biomass production is increased by subjecting algae cells to blue actinic light on sections sheltered from the main light source.
  • Example 2 Under the same experimental conditions, algae cells of the genus Chlorella were cultivated. The above productivity results have been confirmed.
  • Example 3 In another embodiment, the mobile support 14 of a device 10 is inoculated with a cell culture consisting of algae cells of the genus Dunaliella.
  • the experimental conditions are analogous to Example 1, with the difference that the secondary light source 28 emits light of wavelength between 590 nm and 750 nm.
  • the examples demonstrate the increase in biomass yield when the cells are successively exposed to white light from a main light source and to actinic light from a secondary light source.
  • the fact that photons can penetrate the bottom of the biofilm means that the self-shadowing phenomenon no longer manifests itself, or almost no longer.
  • the thickness of the biofilm can thus increase without being forced to harvest the algae cells regularly.
  • the stages of the production process are reduced, as are the costs.
  • Figures 7 to 9 show other embodiments of the device 10 of the invention.
  • the movable support 14 of Figure 7 is fully immersed in the aqueous medium.
  • the first portion 24 is therefore placed in the aqueous medium below the surface 16.
  • FIG. 8 shows a mobile support 14 of disc type.
  • This type of support is sometimes called Algaedisk.
  • a first portion 24 of the movable support 14 emerges from the aqueous medium 22, while a second portion 26 is immersed in the aqueous medium 22.
  • the first portion 24 is exposed directly to a main light source 18 and forms a section of exposure
  • the second portion 26 is not exposed directly to the main light source and forms a section of inhibition by its exposure to actinic light emitted by a secondary light source disposed at the bottom of the basin 12.
  • the disc spins on itself to alternate the phases of exposure to light coming from the main source and the phases of exposure to actinic light coming from the secondary light source.
  • Figure 9 shows an installation described in detail in W02015007724. Beyond what is described in this document, the installation further comprises an actinic light source 28 disposed at the bottom of the basin 12 and on the walls of the latter.
  • the invention can also be defined as a device for producing microalgae comprising a basin containing an aqueous medium and a mobile support capable of receiving a cell culture made up of algae cells, which mobile support is at least partially immersed in the aqueous medium and has at least two portions, characterized in that the mobile support is arranged in the basin so that the first of the two portions is exposed to sunlight or white artificial light coming from outside the basin and forms a section d exposure, and the second of the two portions is not exposed directly to said sunlight or said white artificial light and forms an inhibition section, the device further comprising an actinic light source arranged to emit actinic light towards of the inhibition section so as to inhibit the synthesis of pigment and make at least some of the algae cells transp arentes.
  • the invention can also be defined as a device for producing microalgae comprising a basin containing an aqueous medium and a mobile support capable of receiving a cell culture consisting of algae cells, which mobile support is at least partially immersed in the aqueous medium and has at least a first portion and a second portion, characterized in that the movable support is arranged in the basin so that the first portion is exposed directly to a main light source and forms an exposure section, and the second portion is not exposed directly to the main light source and forms an inhibition section, the device further comprising a secondary light source arranged to emit actinic light in the direction of the inhibition section so as to inhibit synthesis pigment from cell culture cells exposed directly to said actinic light.
  • an actinic light is a non-photosynthetic light. That is to say an actinic light according to the invention is a light which is not capable of triggering the process of photosynthesis in the whole of a microalgae cell culture. Actinic light alone does not trigger cell growth and / or the production of microalgae biomass. More particularly here, an actinic light is a light whose average intensity is less than or equal to the intensity of compensation of photosynthesis.
  • an actinic light is a light triggering the inhibition of the synthesis of pigments. Note, however, that this actinic light can, in rare cases, trigger the process of photosynthesis in cells isolated from a culture of microalgae. This isolated phenomenon of photosynthesis does not however have an effect on the increase in biomass or cell growth in general.
  • the Applicant has further studied the configuration of the actinic light of the invention with a view to obtaining satisfactory inhibition, or even total inhibition, of the synthesis of microalgae pigments.
  • the device comprises a mobile support having a first portion and a second portion.
  • the first portion forms the exposure section on which the microalgae cells are exposed directly to the main light, that is to say to the photosynthetic light capable of triggering photosynthesis in the algae cells.
  • the microalgae cells are not exposed directly to the main light. More specifically, on the second portion, the algae cells are mainly in the dark.
  • this surface S corresponds almost completely to the surface of the first portion of the mobile support exposed to the main light.
  • I intensity of light triggering photosynthesis.
  • this surface S corresponds almost completely to the surface of the first portion of the mobile support exposed to the main light.
  • the total light can be measured and / or defined in the system of the invention.
  • Blue light l b * has a wavelength between 400 nm and 800 nm, preferably about 460 nm +/- 50 nm.
  • the surface S b * is a surface sheltered from the main light source. In other words, surface S b * is not exposed directly to the main light source. This surface is therefore defined on the second portion as described above. It is a sub-portion of the second portion. In this embodiment, the surface S b * forms the inhibition section.
  • the photon flux of non-photosynthetic light (Q b ) brought to the surface S b * by blue light l b * is defined as follows:
  • P is the ratio between actinic light and total light.
  • the belt rotation speed is 0.07 m / s.
  • Lighting with photosynthetic light (by means of the main light source) is done over a length of 2 m and over the entire width of the carpet. 200 pmol / m 2 / s
  • the lighting with actinic light takes place over a length of 0.1 m and over the entire width of the carpet. m 2 / s ol / s
  • the belt rotation speed is 0.2 m / s.
  • the lighting with photosynthetic light (by means of the main light source) is done over a length of 20 m and over the entire width of the carpet.
  • the lighting with actinic light (by means of the secondary light source) is done over a length of 2 m and over the entire width of the carpet.
  • the belt rotation speed is 0.02 m / s.
  • Lighting with photosynthetic light (by means of the main light source) is done over a length of 2 m and over the entire width of the carpet.
  • the lighting with actinic light (by means of the secondary light source) is done over a length of 0.5 m and over the entire width of the carpet.
  • the device of the invention is arranged so that the ratio (P) between the actinic light (non-photosynthetic) and the light coming from the main light source (photosynthetic light ) is less than or equal to 8%:
  • the ratio P is between 3% and 7%. And, in a particularly preferred embodiment the ratio P is from about 3% to about 3.5%. This drastically increases the production of biomass.
  • the present invention can be defined as follows:
  • Device for producing microalgae comprising a basin containing an aqueous medium and a mobile support capable of receiving a cell culture consisting of algae cells, which mobile support is at least partially immersed in the aqueous medium and has at least a first portion and a second portion, in which the movable support is arranged in the basin so that the first portion is exposed directly to a main light source and forms an exposure section, and the second portion is not exposed directly to the source of main light and forms an inhibition section, the device further comprising a secondary light source arranged to emit actinic light in the direction of the inhibition section so as to inhibit the pigment synthesis of at least some of said algae cells , and in which the ratio P between actinic light and total light is less than or equal to 8%, preferably comprising is between 3% and 7%, and more preferably between about 3% and about 3.5%.
  • the method of the invention can be defined as follows:
  • Process for the production of microalgae comprising the successive exposure of a cell culture made up of algae cells to phases of direct exposure to a main incident light and phases sheltered from said main incident light, characterized in that the cell culture is further exposed to actinic light during at least some of the phases away from said main incident light so as to inhibit the synthesis of pigment and make at least some of the algae cells transparent, in which the ratio P between actinic light and total light is less than or equal to 8%, preferably between 3% and 7%, and more preferably between approximately 3% and approximately 3.5%.
  • a microalgae culture is carried out with the device of the invention under the following conditions: ⁇ Main light source: culture system positioned outdoors, in a greenhouse, under real culture conditions;
  • Actinic light wavelength max. 463 nm +/- 70 nm;
  • Luminous intensity of actinic light ⁇ 100 pmol / m 2 / s at 10 cm;
  • Figure 10 shows the results.
  • the biomass harvest is higher using actinic light (blue light).
  • the device of the invention considerably increases cell growth and thus the yield of biomass.
  • Productivity is measured in g / m 2 biofilm / day over a period of 70 days in total.

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Abstract

L'invention vise un dispositif (10) de production de microalgues comportant un bassin (12) contenant un milieu aqueux et un support mobile (14) apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins une première portion et une deuxième portion, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale (18) et forme un tronçon d'exposition (24), et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale (18) et forme un tronçon d'inhibition (26), le dispositif (10) comprenant en outre une source de lumière secondaire (28) agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition (26) de manière à inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues. L'invention vise également un procédé de production de microalgues.

Description

DISPOSITIF DE PRODUCTION DE MICROALGUES
La présente invention se rapporte à un dispositif et un procédé pour la production de microalgues. Les microalgues sont des micro-organismes unicellulaires phototrophes procaryotes et eucaryotes. Les microalgues sont capables de tirer leur énergie à partir de la lumière, par la photosynthèse.
Les microalgues procaryotes sont représentées par les cyanobactéries (parfois appelées « algues bleu-vert »). Les microalgues eucaryotes sont diversifiées et représentées par une multitude de classes parmi lesquelles on peut citer les chlorophycées, les diatomées, les chrysophycées, les coccolithophycées, les euglénophycées et les rhodopycées.
On estime aujourd'hui qu'il existe plus d'un million d'espèces de microalgues dont quelques dizaines de milliers d'espèces sont référencées. Les microalgues sont ubiquistes et on les trouve aussi bien dans les eaux douces et que dans les eaux saumâtres et marines. La taille d'une cellule de microalgue est généralement comprise entre 1 pm et 100 pm.
Le secteur de la production de microalgues est aujourd'hui en pleine croissance. Les microalgues sont en effet capables de synthétiser des produits d'intérêt économique et écologique. Parmi ces produits on peut notamment citer les protéines, les antioxydants, les pigments, les acides gras polyinsaturés à longues chaînes DHA (acide docosahexaénoïque) et EPA (acide eicosapentaénoïque).
Les microalgues trouvent ainsi une application dans plusieurs domaines technologiques et en particulier dans l'industrie cosmétique, l'industrie pharmaceutique, l'aquaculture, l'industrie des alicaments ou des compléments alimentaires.
Les microalgues sont en outre utilisées dans la production de bioénergie. Elles ont une capacité à capter l'énergie lumineuse pour fixer et métaboliser le carbone inorganique à partir du dioxyde de carbone (CO2) dans des molécules énergétiques. Les microalgues présentent donc des capacités épuratoires importantes. De plus, le couplage des microalgues avec le CO2 et le fait que les microalgues sont souvent riches en sucres ou en huiles ont pour conséquence que les microalgues présentent un grand intérêt dans la production de biocarburants. Pour la production de microalgues on utilise des systèmes de culture basés sur une croissance en lumière. Ainsi, les microalgues peuvent être cultivées en utilisant de la lumière naturelle (lumière solaire) ou de la lumière artificielle.
Il existe des systèmes de culture ouverts de type bassin de culture (aussi appelé bassin « raceway ») et des systèmes de culture fermés de type photobioréacteur. Généralement, les systèmes de culture ouverts utilisent la lumière solaire, tandis que les systèmes de culture fermés utilisent de la lumière artificielle.
Mais les systèmes connus sont limités en performances. Le rendement de la production en biomasse n'est pas satisfaisant.
L'invention vient améliorer la situation.
À cet effet, l'invention vient introduire un dispositif de production de microalgues comportant un bassin contenant un milieu aqueux et un support mobile apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins deux portions, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale et forme un tronçon d'inhibition, le dispositif comprenant en outre une source de lumière secondaire agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues.
Les variantes de réalisation et les modes de réalisation préférentiels ont pour objet ce dispositif, dans lequel :
- La source de lumière secondaire est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par le tronçon d'exposition. Cette énergie lumineuse est optimale pour une bonne production.
- La source de lumière secondaire est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 300 pmol/m2/s. Cette énergie lumineuse permet une bonne production tout en gardant les dépenses énergétiques et les coûts faibles. - La source de lumière secondaire est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse comprise entre 5 pmol/m2/s et 300 pmol/m2/s, préférentiellement entre 30 pmol/m2/s et 120 pmol/m2/s, et plus préférentiellement d'environ 50 pmol/m2/s. Ces plages d'énergie lumineuse permettent une bonne production tout en abaissant davantage les dépenses énergétiques et les coûts.
- La source de lumière principale est choisie parmi la lumière solaire filtrée ou non et une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm. Cette lumière est optimale pour la photosynthèse. De préférence, la source de lumière principale est une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm d'intensité lumineuse supérieure ou égale à 400 pmol/m2/s.
- La source de lumière secondaire est choisie parmi des diodes électroluminescentes et des fibres optiques. Ce type de source offre une grande flexibilité pour le montage dans le bassin.
- La source de lumière secondaire émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm. Ceci permet notamment une production en biomasse à fort rendement de cellules d'algues choisies parmi le genre Tetraselmis, le genre Chlorella et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emiliania huxleyi. En pratique, on utilise de LED dont environ 90% des photons ont une longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm.
- La source de lumière secondaire émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm. Ceci permet notamment une production en biomasse à fort rendement de cellules d'algues choisies parmi le genre Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella satina, le genre Synechococcus et le genre Euglena.
L'invention a également pour objet un procédé de production de microalgues comprenant l'exposition successive d'une culture cellulaire constituée de cellules d'algues à des phases d'exposition directe à une lumière incidente principale et des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale, caractérisé en ce que la culture cellulaire est exposée en outre à une lumière actinique lors de certaines au moins des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale de manière à inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues. Ce procédé rend certaines au moins des cellules d'algues transparentes.
Dans un mode de réalisation, la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm. Ceci permet d'agir sur la pigmentation de certaines espèces cellules d'algues, et notamment sur les microalgues choisies parmi le genre Tetraselmis, le genre Chlorella et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emiliania huxleyi.
Dans un autre mode de réalisation la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm. Ceci permet d'agir sur la pigmentation de certaines espèces cellules d'algues, et notamment sur les microalgues choisies parmi le genre Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella satina, le genre Synechococcus et le genre Euglena.
De préférence, l'intensité lumineuse de la lumière actinique est inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par la culture cellulaire lors des phases d'exposition. Ceci réduit les dépenses énergétiques ainsi que les coûts du procédé de production. D'autres avantages et caractéristiques de l'invention apparaîtront à la lecture de la description détaillée ci-après et sur les dessins annexés sur lesquels : la figure 1 montre un diagramme de la teneur en chlorophylle a de cellules d'algues de Emiliania huxleyi exposées à des lumières de couleurs différentes ;
la figure 2 montre un diagramme de la teneur en chlorophylle a par unité de carbone cellulaire de Dunaliella satina exposé à des lumières de couleurs différentes ;
la figure 3 montre un graphique de rapports pigmentaires en fonction du taux de variation PUR (%) chez Dunaliella satina exposées à des lumières de couleurs différentes ;
la figure 4 montre un dispositif conforme à l'invention ;
la figure 5 montre un diagramme de productivité de biomasse ;
la figure 6 montre un diagramme d'épaisseur de biofilms ;
les figures 7, 8 et 9 montrent des variantes de réalisation du dispositif de l'invention ; et la figure 10 montre un diagramme comparatif de productivité de biomasse.
Les dessins et la description ci-après contiennent, pour l'essentiel, des éléments de caractère certain. Ils font partie intégrante de la description, et pourront donc non seulement servir à mieux faire comprendre la présente invention, mais aussi contribuer à sa définition, le cas échéant.
Dans tous les systèmes de culture on retrouve généralement une cuve ou un bassin empli d'un milieu de culture. Il s'agit classiquement d'un milieu aqueux. Les microalgues sont soit dispersées dans le milieu de culture, soit fixées sur un support qui est au moins partiellement immergé dans le milieu de culture. Les microalgues peuvent être qualifiées de culture cellulaire constituée de cellules d'algues.
Dans les systèmes comprenant un support on connaît notamment le système décrit dans W02015007724, déposé sous PCT/EP2014/065126 par la Demanderesse le 15.07.2014 et bénéficiant de la priorité française (FR) n°13 56955 du 15.07.2013. Les microalgues se développent sur un support mobile refermé en boucle, circulant sur des rouleaux partiellement ou totalement plongés dans le milieu aqueux. Ce système prévoit une succession de phases des microalgues dans la lumière solaire et à l'ombre, tout en limitant le temps d'exposition à la lumière solaire. Ainsi, le système est conçu de manière à ce que les microalgues demeurent davantage à l'ombre qu'à la lumière solaire. Plus particulièrement, W02015007724 divulgue un procédé dans lequel la durée totale des phases à l’ombre est supérieure de 50% à la durée totale des phases d’exposition à la lumière solaire.
La Demanderesse a découvert un moyen de modifier ce système de manière surprenante et d'augmenter ainsi le rendement de la production en biomasse.
Pour cela la Demanderesse est parti du principe selon lequel l'obtention d'une bonne productivité est liée au profil d'éclairage de lumière auquel les microalgues sont soumises. En effet, les microalgues sont des espèces photosynthétiques. Les cellules de microalgues ont besoin de la lumière pour proliférer. D'une manière générale, une lumière à longueur d'onde fortement absorbée par les microalgues est nécessaire pour obtenir un taux de croissance élevé. En pratique, il s'agit de la lumière solaire ou de lumières contenant au moins des longueurs d'onde dans le bleu et dans le rouge.
Les publications Light requirements in microalgal photobioreactors: an overview of biophotonic aspects - Carvalho et al., Appl Microbiology and Biotechnology, 2011, vol. 89, no. 5: 1275-1288 et Light emitting diodes (LEDs) applied to microalgal production - Schulze et al., Trends in Biotechnology, 2014, vol. 32, no. 8: 422-430 décrivent l'utilisation de la lumière dans les systèmes de culture des microalgues.
Bien évidemment, pour une bonne production de microalgues en condition phototrophe, il faut fournir, au-delà de la lumière, des nutriments tels que de l'azote, du phosphore, du souffre ou de la silice pour les diatomées notamment, des oligo-éléments et des vitamines. En présence des nutriments nécessaires dans le milieu de culture, les microalgues peuvent alors engager la photosynthèse, qui consiste essentiellement à convertir l'énergie lumineuse en métabolisant le CO2 et ainsi produire de l'oxygène et de la biomasse algale (matière organique de microalgues).
Dans un système de production de type comportant un support tel que décrit dans W02015007724, les microalgues forment un amas de cellules régulièrement distribuées sur le support. Par exemple, sur un support de type tapis ou de type disque (Algaedisk), cf. Blanken, W., Janssen, M., Cuaresma, M., Libor, Z., Bhaiji, T., & Wijffels, R. H. (2014), Biofilm growth of Chlorella sorokiniana in a rotating biological contactor based photobioreactor - Biotechnology and bioengineering, 111(12), 2436-2445. Les microalgues forment un biofilm en surface du support. L'épaisseur du biofilm augmente avec la croissance de la culture cellulaire, c'est-à-dire plus particulièrement avec la division cellulaire des cellules d'algues.
De manière imagée, le biofilm peut être vu comme une pluralité de couches cellulaires superposées. Les couches sont enchâssées dans une structure polymérique complexe. De manière simplifiée, on peut considérer que la première couche de cellules est formée par les cellules d'algues sur le support et en contact direct de celui-ci. Les cellules de microalgues constituant cette première couche se multiplient par division cellulaire et forment alors une deuxième couche de cellules d'algues au-dessus de la première couche. La deuxième couche se divise à son tour et génère ainsi une troisième couche au-dessus de la deuxième couche, et ainsi de suite. Au fur et à mesure des divisions cellulaires, l'épaisseur du biofilm augmente.
Mais lorsque le biofilm atteint une certaine épaisseur, un phénomène appelé « phénomène d'auto-ombrage » s'installe. L'auto-ombrage a une influence négative sur la croissance de la culture cellulaire. Il se caractérise par le fait que les cellules en surface, c'est-à-dire des couches supérieures, font de l'ombre aux cellules situées dans des couches inférieures vis-à-vis de la source de lumière. Les cellules des couches inférieures ne reçoivent alors pas suffisamment de lumière pour proliférer. La productivité diminue drastiquement.
Il s'ensuit que la récolte de biomasse dans les systèmes à support doit se faire dès que le biofilm a atteint une certaine épaisseur, de préférence entre 100 et 200 pm. Ceci augmente le nombre d'étapes et les coûts dans le procédé de production.
Les systèmes de production à support comportent une source de lumière principale pour fournir la lumière nécessaire à la photosynthèse. Cette source peut-être par exemple le soleil ou une lampe générant une lumière artificielle. Les cellules de microalgues proches de la source principale sont exposées à un excès de photons par rapport à la quantité de photons nécessaire pour réaliser la photosynthèse. Cet excès de photons entraîne une baisse de l'efficacité photosynthétique. Il s'agit d'une dissipation de l'énergie appelée dissipation non- photochimique (en anglais : non-photochemical quenching). Le phénomène de la dissipation non-photochimique est notamment décrit dans la publication Non-Photochemical Quenching. A Response to Excess Light Energy - Müller et al., Plant Physiol, 2001, vol. 125, no. 4: 1558-1566. Un excès de photons peut également provoquer une dégradation de l'appareil photosynthétique, appelée photoinhibition.
Dans les systèmes à support, les cellules de la ou des couches supérieures du biofilm absorbent la majorité des photons provenant de la source de lumière principale. Une grande partie des photons de la lumière incidente ne parvient alors pas à pénétrer en profondeur du biofilm pour alimenter en lumière les cellules des couches inférieures. Il se crée en conséquence un gradient de lumière ayant un effet néfaste sur la production de biomasse. En effet, les cellules des couches inférieures se retrouvent plus ou moins dans l'obscurité du fait que la lumière ne pénètre pas en profondeur du biofilm. La fixation du carbone par photosynthèse ne compense alors plus les pertes d'énergie par la respiration cellulaire, laquelle est basée sur la dégradation de sucres qui ont été synthétisés lors de la photosynthèse.
Pour résumer, les systèmes de production de microalgues comportant un support présentent un problème de surexposition lumineuse des cellules en surface du biofilm (proches de la source lumineuse principale), et un problème de sous-exposition des cellules situées en profondeur du biofilm.
La Demanderesse a développé un dispositif de production de microalgue lequel résout cette problématique. Pour cela Elle a étudié l'absorption par les microalgues de lumières à diverses longueurs d'ondes. Elle s'est aperçue, non sans surprise, que certaines de ces lumières ont un effet actinique sur les cellules d'algues, c'est-à-dire un effet qui agit sur la chimie métabolique des cellules.
Plus particulièrement, certaines longueurs d'ondes de la lumière agissent sur la pigmentation des microalgues. Ainsi, en augmentant l'intensité lumineuse dans une bande de longueur d'ondes, une dépigmentation a été observée sur plusieurs souches de microalgues. Il s'ensuit une décoloration des cellules d'algues qui a pour conséquence que les cellules deviennent transparentes. On entend par cellules transparentes des cellules ayant perdu au moins 20 % de pigments appartenant au groupe des chlorophylles ou au groupe des caroténoïdes.
La figure 1 montre un diagramme de la teneur (attomoles par cellule : 1018 moles/cellule) en chlorophylle a de cellules d'algues de la classe des prymnésiophycées (espèce Emiliania huxleyi) exposées à des lumières de longueurs d'ondes correspondantes à une lumière bleue, une lumière blanche, une lumière verte et une lumière rouge - Garrido, J. L., Brunet, C., & Rodriguez, F. (2016), Pigment variations in Emiliania huxleyi (CCMP370) as a response to changes in light intensity or guality, Environmental microbiology, 18(12), 4412-4425.
L'exposition de cellules de Emiliania huxleyi a été réalisée pour chaque lumière à deux intensités distinctes : l'une forte (HL) à 426 ± 60 pmol.m 2s 1 ; l'autre faible (LL) à 16 ± 2 pmol.m 2s _1.
La longueur d'onde pour la lumière bleue est de 455 nm, pour la lumière rouge de 617 nm et pour la lumière verte de 537 nm. L'intensité lumineuse était entre 250 et 450 pmol/m2/s en lumière continue.
L'exposition à la lumière bleue permet de réduire la teneur en pigments chlorophylle a des cellules d'algues de l'espèce Emiliania huxleyi.
La figure 2 montre un diagramme de la teneur en chlorophylle a (grammes de chlorophylle a / grammes de carbone) de cellules d'algues de la classe des Chlorophycées (espèce Dunaliella salina) exposées à des lumières de longueurs d'ondes correspondantes à une lumière bleue, une lumière blanche, une lumière rouge et une lumière verte pour des expériences réalisées à lumière absorbée (PUR) constante - Combe C., Effets guantitatifs et gualitatifs de la lumière sur la croissance des microalgues en culture dense et sur leur production de molécules d'intérêt : vers l'optimisation des procédés de production de microalgues , thèse de doctorat, Université Pierre et Marie Curie, 2016.
La longueur d'onde pour la lumière bleue est de 455 nm, pour la lumière rouge de 617 nm et pour la lumière verte de 537 nm. L'intensité lumineuse était entre 250 et 450 pmol/m2/s en lumière continue. L'exposition à la lumière rouge ou à la bleue permet de réduire la teneur en pigments chlorophylle a des cellules d'algues de l'espèce Dunaliella satina. La figure 3 montre le pourcentage d'augmentation des rapports carotène/chlorophylle a (A) et chlorophylle a/carbone (B) en fonction du taux de variation PUR (%) chez Dunaliella satina cultivée sous des lumières de longueurs d'ondes correspondantes à une lumière bleue (noté B), une lumière blanche (noté W), une lumière verte (noté V) et une lumière rouge (noté R).
Le PUR (photosynthetic usable radiation), se calcule à partir du spectre solaire PARm^) et du spectre d'absorption caractérisant la microalgue Ah(l).
Figure imgf000011_0001
L'exposition aux lumières rouge et bleue permet de réduire la teneur en pigments des cellules d'algues de l'espèce Dunaliella satina.
Dans ce cas, l'exposition à la lumière rouge permet de réduire de manière substantielle la teneur en pigments chlorophylle des cellules d'algues de l'espèce Dunaliella satina.
L'ajout de lumière actinique bleue et/ou rouge modifie la teneur en pigment des cellules avec un effet plus marqué pour la lumière rouge.
La Demanderesse a formulé le postulat selon lequel un biofilm constitué au moins partiellement de cellules d'algues à pigmentation réduite (ou « transparentes » selon la définition ci-dessus) ne présente plus, ou quasi plus, les désavantages de l'auto-ombrage. Ceci provient du fait que les cellules d'algues à pigmentation réduite laissent passer au moins en partie les photons provenant de la lumière incidente principale. Chaque couche de cellules, y compris les couches inférieures du biofilm, reçoivent alors de la lumière provenant de la source de lumière principale.
Dans les cultures de type biofilm décrit plus haut, il s'ensuit que la dépigmentation s'effectue principalement dans la ou les couches supérieures, c'est-à-dire la ou les couches de cellules les plus proches de la lumière actinique.
Selon la longueur d'onde d'absorption des phytochromes d'une espèce de micro-algue donnée, et donc de la « sensation de lumière forte » de la cellule, on choisira la lumière bleue ou rouge pour dépigmenter les cellules. Ces phytochromes varient en fonction des espèces. Pour dépigmenter de manière systémique la culture cellulaire de microalgues, la Demanderesse tire profit des phases dites « à l'ombre » telles que décrites dans W02015007724. C'est-à-dire les phases durant lesquelles les cellules ne sont pas directement exposées à la source de lumière principale. Plus particulièrement, il s'agit des phases durant lesquelles les cellules sont localisées dans des zones dans lesquelles la lumière reçue par les cellules est d'une intensité lumineuse inférieure ou égale à 50% de l'intensité lumineuse globale provenant de la source de lumière principale. Ceci s'applique au flux de photon global, quelle que soit la nature de la lumière principale (donc indépendamment du spectre incident).
Toutefois, contrairement à l'ensemble des modes de réalisation objets de W02015007724, dans la présente invention le temps pendant lequel des cellules demeurent à l'ombre n'est pas nécessairement supérieur au temps pendant lequel les cellules sont exposées à la lumière principale. Dans des modes de réalisations de la présente invention le temps des phases des cellules à l'ombre peut être égal au temps des phases de l'exposition des cellules à la lumière principale. Dans d'autres modes de réalisation le temps des phases des cellules à l'ombre peut être inférieur au temps des phases de l'exposition à la lumière principale.
Ainsi, le dispositif de l'invention comporte un support mobile qui présente au moins deux portions. Le support mobile est agencé dans un bassin comportant un milieu de culture. Et le support est en outre agencé de sorte que la première des deux portions est exposée directement à une source de lumière principale et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième des deux portions n'est pas exposée directement à la source de lumière principale.
On entend par portion directement exposées à la source de lumière principale une portion exposée aux photons émis par la source de lumière principale. Cette portion est généralement en vis-à-vis de la source de lumière principale et reçoit la lumière nécessaire pour la photosynthèse. Autrement dit, durant le tronçon d'exposition les microalgues captent l'énergie lumineuse nécessaire à la réalisation de la photosynthèse.
On entend par une portion qui n'est pas exposée directement à la source de lumière une portion au moins partiellement à l'abri des photons provenant de la lumière de lumière principale. Les cellules traversant ce tronçon ne reçoivent donc pas ou très peu de photons provenant directement de la source de lumière principale.
Dans un mode de réalisation, sur cette portion à l'abri, l'intensité lumineuse provenant de la source de lumière principale est inférieure ou égale à 50% de l'intensité lumineuse globale provenant de cette source. De préférence sur cette portion à l'abri, l'intensité lumineuse provenant de la source de lumière principale est proche de 0pmol/m2/s ou nulle.
Toutefois, le dispositif est agencé de manière à ce que la deuxième portion se trouve exposée à une lumière capable d'induire une dépigmentation des cellules d'algues. Il s'agit d'une lumière actinique qui agit sur la chimie métabolique (ou voies de régulation) de sorte à inhiber la production pigmentaire. La deuxième portion du support mobile forme ainsi un tronçon d'inhibition.
L'inhibition de la production pigmentaire peut être partielle ou totale. Une inhibition partielle se traduit par une régulation vers le bas de la synthèse de pigments. Par exemple en bloquant, diminuant ou ralentissant la transcription des gènes qui sont à l'origine de la synthèse de pigments. La quantité de pigments produite dans les cellules est donc diminuée.
Pour exposer les cellules à cette lumière actinique, le dispositif comporte une source de lumière autre que la source de lumière principale. Cette source est ici qualifiée de source de lumière secondaire. La source de lumière secondaire est agencée pour émettre la lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à inhiber la synthèse de pigment et rendre certaines au moins des cellules d'algues transparentes.
La figure 4 montre un dispositif 10 conforme à l'invention. Le dispositif comporte un bassin 12 et un support 14 circulant dans le bassin 12 et sur lequel se développent des cellules de microalgues formant un biofilm.
Le bassin 12 comporte un milieu de culture aqueux 22. Le bassin 12 est ouvert dans sa partie supérieure de sorte que la surface 16 du milieu aqueux 22 est exposée à la source de lumière principale 18 (ici le soleil). La source de lumière principale 18 émet une lumière d'intensité lumineuse lo d'environ 400 à 2000 pmol/m2/s selon les conditions météorologiques. La surface 16 s'étend sur toute la partie ouverte du bassin 12.
Dans le présent mode de réalisation le bassin 12 est une cuve maçonnée. Dans d'autres modes de réalisation le bassin peut-être une étendue d’eau naturelle telle qu'un lac, étang, ou baie marine notamment. Le bassin 12 peut également être une cuve d'un bioréacteur.
Le dispositif comporte en outre un support mobile 14. Le support mobile 14 est formé d’une bande renfermée en boucle sur elle-même. Il est guidé par un ensemble de rouleaux de retournement et de guidage 20. Ici, les rouleaux sont au nombre de deux et disposés respectivement à proximité des bords du bassin 12. L'un au moins des rouleaux est motorisé pour assurer l'entraînement du support 14.
Le support mobile 14 est formé par un tapis présentant une résistance mécanique. La surface du support 14 sur laquelle viennent se fixer les cellules d'algues de la première couche du biofilm est de préférence un support hydrophobe et rugueux présentant des cavités et/ou microcavités. Le support 14 présente une flexibilité suffisante pour supporter le passage sur les rouleaux. Il est en outre résistant à la lumière notamment aux rayons ultra-violets. Le matériau du support 14 est choisi pour que son éventuelle détérioration n’affecte pas le métabolisme des cellules.
Le support mobile comprend, dans l'exemple décrit ici, deux portions : une première portion 24 et une deuxième portion 26. En variante, le support peut comprendre une pluralité de portions.
Les rouleaux 20 sont montés de sorte que leurs axes principaux respectifs soient sensiblement parallèles à la surface 16 du milieu aqueux 22. De cette manière, la première portion du support mobile 14 circule de sorte à former un plan généralement horizontal entre le premier rouleau 20 et le deuxième rouleau du bord opposé. La première portion est disposée au-dessus de la surface 16 du milieu aqueux. Dans le présent mode de réalisation la première portion circule dans l'air atmosphérique (ou le cas échéant dans l'air contrôlé lorsque le dispositif 10 est placé dans une serre). Dans d'autres modes de réalisation la première portion est immergée dans le milieu aqueux 22 par exemple à quelques centimètres en-dessous de la surface 16.
Le support mobile est l'objet d'un retournement par chaque rouleau de sorte que la deuxième portion 26 du support mobile 14 circule également selon un plan généralement horizontal entre le premier rouleau et le deuxième rouleau du bord opposé. La deuxième portion est disposée en-dessous de la surface 16 du milieu aqueux. La deuxième portion est donc immergée dans le milieu aqueux 22.
La première portion 24 est directement exposée à la lumière provenant de la source de lumière principale 18. La deuxième portion 26 n'est pas directement exposée à la lumière provenant de la source de lumière principale 18. Ainsi, la première portion 24 forme un tronçon d'exposition à la source de lumière principale 18 et la deuxième portion 26 forme un tronçon à l'abri de la source de lumière principale 18.
Le dispositif comporte une ou plusieurs sources de lumière secondaires 28. Chaque source de lumière secondaire 28 est agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon qui est à l'abri de la source de lumière principale 18. De cette manière, les cellules se trouvant sur le support mobile 14 et parcourant le tronçon à l'abri de la source principale sont exposées à la lumière actinique provenant de la ou des sources de lumière secondaires 28. La lumière actinique agit sur le métabolisme des cellules et inhibe la synthèse de pigment. Certaines au moins des cellules d'algues deviennent au moins partiellement transparentes. Le tronçon à l'abri de la source de lumière principale 18 est donc qualifié de tronçon d'inhibition. La ou les sources de lumière secondaires 28 peuvent être en particulier des diodes électroluminescentes ou des fibres optiques.
Dans les modes de réalisation comportant une pluralité de portions, une au moins des portions est directement exposée à la lumière provenant de la source de lumière principale et une au moins des portions est exposée à la lumière actinique provenant de la source de lumière secondaire.
Dans le mode de réalisation de la figure 4, la source de lumière secondaire 28 est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par le ou les tronçons d'exposition. Lorsque la source de lumière principale est solaire et émet une intensité lumineuse lo de 2000 pmol/m2/s la source de lumière secondaire 28 émet une lumière d'intensité lumineuse lact inférieure ou égale à 600 pmol/m2/s. De préférence, la source de lumière secondaire 28 est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse lact inférieure ou égale à 300 pmol/m2/s. Ceci diminue fortement les dépenses énergétiques.
Dans un autre mode de réalisation comprenant un bassin 12 de type cuve de bioréacteur, pour minimiser les dépenses énergétiques la source de lumière secondaire 28 est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse lact comprise entre 5 et 300 pmol/m2/s et préférentiellement entre 30 pmol/m2/s et 120 pmol/m2/s, et préférentiellement d'environ 50 pmol/m2/s. Dans ce mode de réalisation la source de lumière principale 18 est de préférence une source naturelle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm d'intensité lumineuse supérieure à 400 pmol/m2/s. De cette façon les dépenses énergétiques sont baissées davantage. Ce mode de réalisation est particulièrement adapté pour la production de biomasse de cellules d'algues choisies parmi le genre Tetraselmis, le genre Chlorella et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emiliania huxleyi. Dans encore un autre mode de réalisation le dispositif 10 comporte une source de lumière secondaire laquelle émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm. Ce mode de réalisation est particulièrement adapté pour la production de biomasse de cellules d'algues choisies parmi le genre Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella satina, le genre Synechococcus et le genre Euglena.
EXEMPLES DE RÉALISATION
Exemple 1 : Le support mobile 14 d'un dispositif 10 tel que décrit ci-dessus est inoculé avec une culture cellulaire constituée de cellules d'algues du genre Tetraselmis. La vitesse de rotation des rouleaux 20 est comprise entre 0,01 et 0,9 m/s. De préférence on a trois fois plus de zones non directement exposées à la lumière incidente que de zones exposées. La source de lumière principale 18 est une lumière artificielle d'intensité lumineuse de 400 pmol/m2/s.
Dans une première expérience (I) la source de lumière secondaire 28 est inactive, c'est à dire éteinte. Dans une deuxième expérience (II) la source de lumière secondaire 28 émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm au même endroit que la source de lumière principale (tronçon d'exposition). Et, dans une troisième expérience (III) la source de lumière secondaire 28 émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm au niveau du tronçon d'inhibition.
La température est constante à environ 22°C ±1°C. La figure 5 montre le diagramme de productivité de chaque expérience. Le fait de soumettre les cellules d'algues à une lumière actinique bleue sur les tronçons à l'abri de la source de lumière principale a un effet positif sur la productivité. La productivité dans l'expérience III est quasiment doublée par rapport à l'expérience I.
La figure 6 montre un diagramme des épaisseurs des biofilms des trois expériences I, Il et III. Le biofilm obtenu dans l'expérience III est plus épais que ceux obtenus dans les expériences I et II. La production en biomasse est accrue en soumettant des cellules d'algues à une lumière actinique bleue sur des tronçons à l'abri de la source de lumière principale. Exemple 2 : Dans les mêmes conditions expérimentales, des cellules d'algues du genre Chlorella ont été cultivées. Les résultats ci-avant sur la productivité ont été confirmés.
Exemple 3 : Dans un autre exemple de réalisation, le support mobile 14 d'un dispositif 10 est inoculé avec une culture cellulaire constituée de cellules d'algues du genre Dunaliella. Les conditions expérimentales sont analogues à l'exemple 1, à la différence que la source de lumière secondaire 28 émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm.
Le fait de soumettre les cellules d'algues à une lumière actinique rouge sur les tronçons à l'abri de la source de lumière principale a un effet positif sur la productivité. En l'espèce, la productivité est augmentée drastiquement.
Les exemples démontrent l'augmentation du rendement en biomasse lorsque les cellules sont exposées successivement à une lumière blanche provenant d'une source de lumière principale et à une lumière actinique provenant d'une source de lumière secondaire. Le fait que les photons puissent pénétrer au fond du biofilm a pour conséquence que le phénomène d'auto-ombrage ne se manifeste plus, ou quasi plus. L'épaisseur du biofilm peut ainsi augmenter sans que l'on soit contraint à récolter les cellules d'algues régulièrement. Les étapes du procédé de production sont diminuées, ainsi que les coûts.
Les figures 7 à 9 montrent d'autres modes de réalisation du dispositif 10 de l'invention. Le support mobile 14 de la figure 7 est entièrement immergé dans le milieu aqueux. La première portion 24 est donc disposée dans le milieu aqueux en dessous de la surface 16.
La figure 8 montre un support mobile 14 de type disque. Ce type de support est parfois qualifié de Algaedisk. Une première portion 24 du support mobile 14 émerge du milieu aqueux 22, tandis qu'une deuxième portion 26 est immergée dans le milieu aqueux 22. De cette manière la première portion 24 est exposée directement à une source de lumière principale 18 et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième portion 26 n'est pas exposée directement à la source de lumière principale et forme un tronçon d'inhibition de par son exposition à la lumière actinique émise par une source de lumière secondaire disposée au fond du bassin 12. Le disque tourne sur lui-même pour alterner les phases d'exposition à la lumière provenant de la source principale et les phases d'exposition à la lumière actinique provenant de la source de lumière secondaire.
La figure 9 montre une installation décrite en détail dans W02015007724. Au-delà de ce qui est décrit dans ce document, l'installation comporte en outre une source de lumière actinique 28 disposée au fond du bassin 12 et sur les parois de celui-ci.
L'invention peut également être définie comme un dispositif de production de microalgues comportant un bassin contenant un milieu aqueux et un support mobile apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins deux portions, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première des deux portions est exposée à une lumière solaire ou une lumière artificielle blanche provenant de l'extérieur du bassin et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième des deux portions n'est pas exposée directement à ladite lumière solaire ou ladite lumière artificielle blanche et forme un tronçon d'inhibition, le dispositif comprenant en outre une source de lumière actinique agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à inhiber la synthèse de pigment et rendre certaines au moins des cellules d'algues transparentes.
L'invention peut encore être définie comme un dispositif de production de microalgues comportant un bassin contenant un milieu aqueux et un support mobile apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins une première portion et une deuxième portion, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale et forme un tronçon d'inhibition, le dispositif comprenant en outre une source de lumière secondaire agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à inhiber la synthèse de pigment des cellules de la culture cellulaire exposées directement à ladite lumière actinique.
Tel que décrit plus haut, dans la présente description et conformément à l'invention, une lumière actinique est une lumière non-photosynthétique. C'est-à-dire une lumière actinique selon l'invention est une lumière qui n'est pas capable de déclencher le processus de la photosynthèse dans l'ensemble d'une culture de cellules de microalgue. La lumière actinique seule ne permet pas de déclencher la croissance cellulaire et/ou la production de biomasse de microalgues. Plus particulièrement ici, une lumière actinique est une lumière dont l'intensité moyenne est inférieure ou égale à l'intensité de compensation de la photosynthèse.
Plus particulièrement encore, au sens de la présente invention une lumière actinique est une lumière déclenchant l'inhibition de la synthèse de pigments. On notera toutefois que cette lumière actinique peu, dans de rares cas, déclencher le processus de la photosynthèse dans des cellules isolées d'une culture de microalgues. Ce phénomène isolé de photosynthèse n'a toutefois pas pour effet sur l'augmentation en biomasse ou la croissance cellulaire en général.
De façon générale, le dispositif est agencé de sorte que la lumière moyenne (ou éclairage moyen) est sensiblement au niveau de l’optimum de photosynthèse, et de sorte que la lumière actinique est sensiblement sous le seuil de compensation. On entend ici par « lumière moyenne », la lumière moyenne reçue par les cellules, ou encore la lumière moyenne reçue par unité de biofilm. L'Homme du métier sait identifier l’optimum de photosynthèse et le seuil de compensation. Davantage de précisions sont données dans les publications Modeling of photosynthesis and respiration rate for Isochrysis galbana (T-Iso) and its influence on the production of this strain, Ippoliti et al., Biosource Technology 203 (2016) 71-79, et Effects of organic carbon sources on growth, photosynthesis, and respiration of Phaeodactylum tricornutum, Xiaojuan Liu et al., J. Appl. Phycol. (2009) 21:239-246, auxquelles le lecteur est invité à se référer.
Dans un mode de réalisation particulier, la Demanderesse a davantage étudié le paramétrage de la lumière actinique de l'invention en vue d'obtenir une inhibition satisfaisante, voir une inhibition totale, de la synthèse de pigments de microalgues.
Pour cela, la Demanderesse est partie d'un mode de réalisation proche de celui décrit plus haut.
Plus particulièrement, il s'agit d'un mode dans lequel le dispositif comporte un support mobile présentant une première portion et une deuxième portion. La première portion forme le tronçon d'exposition sur lequel les cellules de microalgues sont exposées directement à la lumière principale, c'est-à-dire à la lumière photosynthétique capable de déclencher la photosynthèse dans les cellules d'algues. En revanche, sur la deuxième portion du support mobile les cellules de microalgues ne sont pas exposées directement à la lumière principale. Plus précisément, sur la deuxième portion les cellules d'algues se trouvent essentiellement dans l'obscurité.
Sur l'ensemble du support mobile on peut définir une surface S (m2) et une intensité I (pmol/m2/s) de lumière déclenchant la photosynthèse. Logiquement, cette surface S correspond quasi totalement à la surface de la première portion du support mobile exposé à la lumière principale. En pratique, il n'est toutefois pas impossible que certains photons soient reflétés sur des bords du dispositif et atteignent des cellules isolées sur la deuxième portion qui est à l'abri de ladite lumière principale. Il est donc possible, bien qu'improbable, que dans certaines cellules isolées de la deuxième portion soit déclenché le processus de la photosynthèse. Toutefois, ces cellules isolées et/ou photons isolés sont généralement négligeables.
Il est donc possible de mesurer et/ou définir une lumière totale reçu par les microalgues et/ou émis par le dispositif de l'invention. Plus globalement, on peut mesurer et/ou définir la lumière totale dans le système de l'invention.
Sur cette base, le flux de photons de lumière photosynthétique (Qi) apporté au support mobile est défini comme suit :
Q, = I x S
En parallèle, la Demanderesse s'est intéressée à une intensité de lumière bleue lb * sur une surface Sb *. La lumière bleue lb * présente une longueur d'onde comprise entre 400 nm et 800 nm, de préférence de environ 460 nm +/- 50 nm. La surface Sb * est une surface à l'abri de la source de lumière principale. En d'autres termes, surface Sb * n'est pas exposée directement à la source de lumière principale. Cette surface est donc définie sur la deuxième portion telle que décrite plus haut. Il s'agit d'une sous-portion de la deuxième portion. Dans ce mode de réalisation, la surface Sb * forme le tronçon d'inhibition.
Le flux de photons de lumière non-photosynthétique (Qb) apporté sur la surface Sb * par la lumière bleue lb * est défini comme suit :
Q.b — lb x Sb Lorsque l'on tient compte de la surface totale du support mobile ST, le flux de photons moyen ou éclairage moyen (<¾-MOUEN) apporté sur la surface Sb * par la lumière bleue non- photosynthétique lb * est défini comme suit :
Qb-MOYEN - lb x Sb / S Et, le flux de photons moyen ou éclairage moyen (QI-MOYEN) apporté sur la surface ST par la lumière photosynthétique I est défini comme suit :
QI-MOYEN - I x S / S
Le rapport (P) entre : - la lumière non-photosynthétique, c'est-à-dire la lumière actinique provenant de la source de lumière secondaire, et la lumière photosynthétique, c'est à dire la lumière provenant de la source principale et éventuellement de la source de lumière secondaire (cellules isolées), est défini comme suit : P = Qb / (Qb + Qi)
Autrement dit, au sens de la présente invention P est le rapport entre la lumière actinique et la lumière totale.
Ainsi, la Demanderesse a réalisé des exemples de réalisation supplémentaire. Exemple 4 :
Dans cet exemple, le support mobile est constitué d'un tapis roulant de 6 m de long et 1 m de large (ST = 6x1 m2). La vitesse de rotation du tapis est de 0,07 m/s.
L'éclairage avec la lumière photosynthétique (au moyen de la source de lumière principale) se fait sur une longueur de 2 m et sur toute la largeur du tapis. · 200 pmol/m2/s
• 2x1 m2 • pmol/s
Figure imgf000022_0001
66,7 pmol/s
L'éclairage avec la lumière actinique (au moyen de la source de lumière secondaire) se fait sur une longueur de 0,1 m et sur toute la largeur du tapis. m2/s ol/s
Figure imgf000022_0002
0,33 pmol/s
En conséquence : P = 1 %
Exemple 5 :
Dans cet exemple, le support mobile est constitué d'un tapis roulant de 80 m de long et 5 m de large (ST = 80x5 m2). La vitesse de rotation du tapis est de 0,2 m/s.
L'éclairage avec la lumière photosynthétique (au moyen de la source de lumière principale) se fait sur une longueur de 20 m et sur toute la largeur du tapis.
• 150 pmol/m2/s
• 20x5 m2
• — » Qi = 15000 pmol/s
• 37,5 pmol/s
L'éclairage avec la lumière actinique (au moyen de la source de lumière secondaire) se fait sur une longueur de 2 m et sur toute la largeur du tapis.
• lb = 50 pmol/m2/s
• Sb = 2x5 m2
• — » Qb = 500 pmol/s
· ® Qb-MOYEN = 1,25 pmol/s
En conséquence : P = 3,3 %
Exemple 6 :
Dans cet exemple, le support mobile est constitué d'un tapis roulant de 8 m de long et 1 m de large (ST = 8x1 m2). La vitesse de rotation du tapis est de 0,02 m/s. L'éclairage avec la lumière photosynthétique (au moyen de la source de lumière principale) se fait sur une longueur de 2 m et sur toute la largeur du tapis.
• 150 pmol/m2/s
• 2x1 m2
· — » Qi = 300 pmol/s
• 31,25 pmol/s
L'éclairage avec la lumière actinique (au moyen de la source de lumière secondaire) se fait sur une longueur de 0,5 m et sur toute la largeur du tapis.
• lb = 50 pmol/m2/s
· Sb = 0,5x1 m2
• — » Qb = 25 pmol/s
• ® Qb-MOYEN = 3,25 pmol/s
En conséquence : P = 7,7 %
Il s'ensuit que dans un mode de réalisation particulier, le dispositif de l'invention est agencé de sorte que le rapport (P) entre la lumière actinique (non-photosynthétique) et la lumière provenant de la source principale de lumière (lumière photosynthétique) est inférieur ou égale à 8 % :
P < 8 %
Dans un autre mode de réalisation préféré, le rapport P est compris entre 3 % et 7%. Et, dans un mode de réalisation particulièrement préféré le rapport P est d'environ 3 % à environ 3,5 %. Ceci augmente drastiquement la production en biomasse.
Dans ces modes de réalisation particuliers, la présente invention peut être définie comme suit :
Dispositif de production de microalgues comportant un bassin contenant un milieu aqueux et un support mobile apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins une première portion et une deuxième portion, dans lequel le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale et forme un tronçon d'exposition, et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale et forme un tronçon d'inhibition, le dispositif comprenant en outre une source de lumière secondaire agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition de manière à inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues, et dans lequel le rapport P entre la lumière actinique et la lumière totale est inférieur ou égale à 8 %, préférentiellement compris entre 3 % et 7 %, et plus préférentiellement compris entre environ 3 % et environ 3,5 %. Ainsi, dans ce mode de réalisation le procédé de l'invention peut être défini comme suit :
Procédé de production de microalgues comprenant l'exposition successive d'une culture cellulaire constituée de cellules d'algues à des phases d'exposition directe à une lumière incidente principale et des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale, caractérisé en ce que la culture cellulaire est exposée en outre à une lumière actinique lors de certaines au moins des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale de manière à inhiber la synthèse de pigment et rendre certaines au moins des cellules d'algues transparentes, dans lequel le rapport P entre la lumière actinique et la lumière totale est inférieur ou égale à 8 %, préférentiellement compris entre 3 % et 7 %, et plus préférentiellement compris entre environ 3 % et environ 3,5 %.
Exemple 7 :
Une culture de microalgues est réalisée avec le dispositif de l'invention dans les conditions suivantes : · Source de lumière principale : système de culture positionné en extérieur, sous serre, en conditions réelles de culture ;
• Durée de l'expérience : 70 jours ;
• Convoyeur triangulaire de dimension 2m x 2m x 3m ;
• Source de lumière secondaire : système d'éclairage installé à 10 cm du biofilm ;
· Longueur d'onde de la lumière actinique : max. 463 nm +/- 70 nm ;
• Intensité lumineuse de la lumière actinique : < 100 pmol/m2/s à 10 cm ;
• Surface éclairée <3% de la surface totale ;
• Souche de microalgues : Tetraselmis suecica ;
• Récolte tous les 15 jours environ ;
En parallèle une culture de microalgues est réalisée sans lumière actinique, Le restant des conditions étant les mêmes que ci-dessus.
La figure 10 montre les résultats. La récolte en biomasse est supérieure en utilisant la lumière actinique (lumière bleue). Le dispositif de l'invention augmente considérablement la croissance cellulaire et ainsi le rendement en biomasse. La productivité est mesurée en g/m2biofilm/jour sur une période de 70 jours au total.

Claims

REVENDICATIONS
1. Dispositif (10) de production de microalgues comportant un bassin (12) contenant un milieu aqueux et un support mobile (14) apte à recevoir une culture cellulaire constituée de cellules d'algues, lequel support mobile est plongé au moins partiellement dans le milieu aqueux et présente au moins une première portion et une deuxième portion, caractérisé en ce que le support mobile est agencé dans le bassin de sorte que la première portion est exposée directement à une source de lumière principale (18) et forme un tronçon d'exposition (24), et la deuxième portion n'est pas exposée directement à la source de lumière principale (18) et forme un tronçon d'inhibition (26), le dispositif (10) comprenant en outre une source de lumière secondaire (28) agencée pour émettre une lumière actinique en direction du tronçon d'inhibition (26) de manière à inhiber la synthèse de pigment de certaines au moins desdites cellules d'algues.
2. Dispositif selon la revendication 1, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par le tronçon d'exposition (24).
3. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse inférieure ou égale à 300 pmol/m2/s.
4. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est agencée pour émettre une lumière d'intensité lumineuse comprise entre
5 pmol/m2/s et 300 pmol/m2/s, préférentiellement entre 30 pmol/m2/s et 120 pmol/m2/s, et plus préférentiellement d'environ 50 pmol/m2/s.
5. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière principale (18) est choisie parmi la lumière solaire filtrée ou non et une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm.
6. Dispositif selon la revendication 5, dans lequel la source de lumière principale (18) est une source artificielle présentant une longueur d'onde comprise entre environ 400 nm et environ 800 nm d'intensité lumineuse supérieure ou égale à 400 pmol/m2/s.
7. Dispositif selon l'une des revendications précédentes, dans lequel la source de lumière secondaire (28) est choisie parmi des diodes électroluminescentes et des fibres optiques.
8. Dispositif selon les revendications 1 à 7, dans lequel la source de lumière secondaire (28) émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm.
9. Dispositif selon la revendication 8, les cellules d'algues étant choisies parmi le genre
Tetraselmis, le genre Chlorella et le genre Emiliania de préférence l'espèce Emiliania huxleyi.
10. Dispositif selon les revendications 1 à 7, dans lequel la source de lumière secondaire (28) émet une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm.
11. Dispositif selon la revendication 10, les cellules d'algues étant choisies parmi le genre Dunaliella de préférence l'espèce Dunaliella satina, le genre Synechococcus et le genre Euglena.
12. Procédé de production de microalgues comprenant l'exposition successive d'une culture cellulaire constituée de cellules d'algues à des phases d'exposition directe à une lumière incidente principale et des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale, caractérisé en ce que la culture cellulaire est exposée en outre à une lumière actinique lors de certaines au moins des phases à l'abri de ladite lumière incidente principale de manière à inhiber la synthèse de pigment et rendre certaines au moins des cellules d'algues transparentes.
13. Procédé selon la revendication 12, dans lequel la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 400 nm et 550 nm.
14. Procédé selon la revendication 12, dans lequel la lumière actinique est une lumière de longueur d'onde comprise entre 590 nm et 750 nm.
15. Procédé selon l'une des revendications 12 à 14, dans lequel l'intensité lumineuse de la lumière actinique est inférieure ou égale à 30% de l'intensité lumineuse moyenne reçue par la culture cellulaire lors des phases d'exposition.
16. Dispositif ou procédé selon l'une des revendications précédentes, dans lequel le rapport P entre la lumière actinique et la lumière totale est inférieur ou égale à 8 %, préférentiellement compris entre 3 % et 7 %, et plus préférentiellement compris entre environ 3 % et environ 3,5 %.
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