WO2005000344A2 - Procede d’identification de lymphocytes tr1 regulateurs par la presence et la surexpression de molecules specifiques et ses applications - Google Patents

Procede d’identification de lymphocytes tr1 regulateurs par la presence et la surexpression de molecules specifiques et ses applications Download PDF

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Definitions

  • the subject of the invention is a method for identifying regulatory Tri lymphocytes in a biological sample based on the determination of the simultaneous presence of the group of molecules CD4, CD 18 and / or CD 11 a, CD49b and, where appropriate, by the demonstration of an overexpression of the genes coding for the molecules CD4, PSGL-1, PECAM-1 and alphaN / beta3.
  • the subject of the invention is also a method of quantification and a method of prognosis or diagnosis of autoimmune or inflammatory diseases based on said method of identification.
  • the invention also relates to a method for enriching regulatory Tri lymphocytes based on the determination of the simultaneous presence of these molecules.
  • the invention finally relates to the use of a composition enriched according to said enrichment process for the treatment of an autoimmune or inflammatory disease, in particular Crohn's disease.
  • Immune tolerance is obtained by various mechanisms allowing the system to distinguish the self from the non-self.
  • the immune system is exposed to repeated stimulation of non-pathogenic antigens.
  • the immune system presents cooperative mechanisms in the maintenance of a tolerance involving anergic T cells (Blac man et al, 1990, Nature 345, 540-542; Jones et al, 1990b, J Exp Med 172, 1277-1285), inactivation of T cells by apoptosis (Jones et al, 1990a, Science 250, 1726-1729; Webb et al s 1990, Cell 63, 1249-1256) , and active immune suppression (Rocken et al, 1996, Immunol Rev 149, 175-194; Weiner et al, 1997, Annu Rev Med 48, 341-351).
  • T cells Active immune suppression is mediated by specialized T cells whose function is to suppress the proliferation and activation of effector T cells.
  • regulatory cells designated Tri are part of CD4 + T cells (Chen et al, 1994, Science 265, 1237-1240; Groux et al., 1997, Nature 389, 737-742; Me Guirck et al, 2002, J Exp Med 195, 221-231; Powrie et al, 1994, J Exp Med 179, " 589-600), and that their function is dependent on the presence of IL-10 (Asseman et al, 1999, J Exp Med 190, 995-1004; Barrât et al, 2002 J Exp Med 195, 603-616; Groux et al, 1997) and TGF- ⁇ (Groux et al, 1997; Kitani et al, 2000, J Immunol 165, 691-702).
  • T helper lymphocytes T helper lymphocytes
  • Thl lymphocytes involved in the development of the cellular immune response, produce pro-inflammatory cytokines such as l 'interleukin-2 (IL-2) and interferon gamma (IFN ⁇ ) and have activating effects on macrophages
  • Th2 lymphocytes which produce cytokines such as interleukins IL-4, IL-6, IL-10 and IL-13, promote the secretion of antibodies.
  • central tolerance is a well-established mechanism that involves deletion of self-reactive T cells after interaction with dendritic cells (DC) derived from the bone marrow.
  • DC dendritic cells
  • Tr cells are formed in vivo and exert their immunoregulatory effects remain to be defined and are the subject of intense research.
  • certain autoimmune and / or inflammatory diseases involve Tri cells.
  • Autoimmune diseases are caused by a deregulation of the immune system, which results in an unwanted immune response by an organism to its own antigens.
  • Attempts have been made to manipulate the antigens at the origin of these pathologies or the aggressive T cells specific for these antigens, but the results obtained have often been very limited in particular by the lack of knowledge of all the antigens involved in the pathology. concerned. Indeed, the self antigens themselves, or the antigens responsible for inflammatory and autoimmune disorders are not always known, or are different from one individual to another (part of the genetic inheritance).
  • the treatments currently used in these diseases are either palliative treatments (insulin in the case of diabetes, antihistamines in the case of allergic disorders) or systemic treatments with anti-inflammatory drugs (NSAIDs) and / or immunosuppressants (glucocorticoids, cyclosporine, antibody ).
  • NSAIDs anti-inflammatory drugs
  • immunosuppressants glucocorticoids, cyclosporine, antibody .
  • Tri cells When activated Tri cells are grown in the presence of other CD4 + T cells they suppress proliferation of these cells in response to an antigen; this effect results from the secretion of cytokines, and in particular of IL-10, by the Tr lymphocytes, and not from a direct action of these on the CD4 + T cells; it can therefore be obtained without having to know the antigen responsible for the proliferation of these cells.
  • This has an important advantage in the case of autoimmune diseases, the treatment of which can thus be envisaged without it being necessary to know the exact antigen against which the pathogenic cells are directed.
  • the MOTTET et al. (Journal of Immunology, vol. 170, no 8, April 15, 2003, pages 3939-3943) concerns the study of the capacity of regulatory CD4 + CD25 + T cells, known for their role in the prevention of immune pathologies mediated by cells T, to improve an established inflammation.
  • the study shows that CD4 + CD25 + T cells are capable of treating intestinal inflammation and suggests that such CD4 + CD25 + cells may be beneficial in the treatment of chronic inflammatory diseases.
  • Tri cells obtained from the T cells of a patient can therefore potentially be used in the context of cell therapy to regulate the immune response in this patient.
  • autoimmune and inflammatory diseases mentioned above, but also any other pathology characterized by an aberrant inflammatory response, such as diabetes, psoriasis, atherosclerosis, rheumatoid arthritis or asthma; they can also be used in the treatment of transplant rejection or of the graft versus host reaction.
  • Tri regulatory lymphocytes One of the difficulties in using Tri regulatory lymphocytes is to be able to identify them in a simplified and safe manner from a lymphocyte population.
  • Current techniques for identifying regulatory Tri lymphocytes consist in studying the production profile of cytokines by a lymphocyte population likely to include regulatory Tri lymphocytes.
  • Groux et al. (Nature, 389, 737-742, 1997) describes that this population of lymphocytes produces very high quantities of interleukin 10 (IL-10), large quantities of TGF- ⁇ (tumor growth factor ⁇ ), very small quantities of interleukin 2 (IL-2) and does not produce interleukin 4 (IL-4).
  • IL-10 interleukin 10
  • TGF- ⁇ tumor growth factor ⁇
  • IL-4 interleukin 4
  • the subject of the invention is therefore a method of identifying regulatory Tri lymphocytes present in a biological sample comprising lymphocytes, characterized in that it comprises the following steps: a) determining the simultaneous presence of the expression products by said lymphocytes genes encoding the CD4 molecule and all of the molecules of group A, said group A consisting of the molecules CD 18 and / or CD 11 a, and CD49b; and b) identify as regulatory lymphocytes Tri the lymphocytes which simultaneously express the genes coding for the molecule CD4 and all the molecules of group A.
  • group A constituted by the molecules CD18 and / or CD1 la, and CD49b, is meant to designate group A consisting of: - either the molecules CD 18 and CD49b; - or the molecules CD1 la and CD49b; or - or the molecules CD 18, CD1 la and CD49b.
  • biological samples comprising lymphocytes in which it is sought to identify the presence of regulatory Tri lymphocytes
  • preferred are biological samples from peripheral blood taken from a subject, biological samples from an in vitro preparation process for regulatory lymphocytes from a population of cells, in particular lymphocytes, where appropriate originating from a sample from a subject, or else originating from progenitor cells.
  • the process for identifying regulatory Tri lymphocytes can be carried out on any biological sample comprising a population of lymphocytes which it is sought to determine if it contains regulatory Tri lymphocytes.
  • the subject from whom the biological sample is taken can be any mammal, especially the mouse, preferably humans. Preferably, this subject may be either healthy, or suffering from an autoimmune or inflammatory disease.
  • the expression “healthy subject” according to the invention includes any subject, preferably a man, not suffering from an autoimmune or inflammatory disease.
  • autoimmune diseases are diseases in which an infiltration of mononuclear cells is observed, an proliferation of fibroblasts and new blood vessels, leading to an increase in connective tissues, and tissue destruction.
  • the biological sample can also be derived from methods of in vitro preparation of regulatory Tri lymphocytes, these methods being well known to those skilled in the art. Among these preparation methods, there may be mentioned, for example, the method described in the publication of an inventor (Groux et al., Nature, 389, 737-742, 1997), which consists in repeatedly stimulating CD4 + T cells with the antigen in the presence of IL-10.
  • expression product of a gene coding for a molecule in the process for identifying regulatory Tri lymphocytes according to the present invention is intended to denote, for each of these molecules, the expression product of the gene coding for said molecule, it may be either the translation product of said gene, namely the peptide coded by said gene, or the transcription product of said gene, namely the mRNA coding for said molecule.
  • the expression product is said molecule expressed on the surface of said lymphocytes or one of its representative fragments, namely a fragment of said molecule whose presence on the surface of lymphocytes makes it possible to conclude that this expression is expressed.
  • the regulatory Tri lymphocytes can be identified by determining the simultaneous presence of the expression product by said lymphocytes of the gene coding for the CD4 molecule and genes coding for the molecules of group A (see examples 2 and 3).
  • the CDl la and CD 18 molecules are associated with the surface of the lymphocytes to form the dimeric ⁇ 2 -integrin CDl la / CD 18, which is also known as LFA-1 for Lymphocytes Function Associated Antigen-1 (antigen 1 associated with the function of lymphocytes).
  • this ⁇ 2 -integrin can therefore be identified by determining the presence of either the expression product by these said lymphocytes of the gene coding for the CDl la molecule, or the expression product of the gene coding for the CDl 8 molecule, or of these two expression products simultaneously.
  • the inventors have further demonstrated that the regulatory Tri lymphocytes can also be identified independently of the above identification method by the overexpression of at least 1, preferably at least 2, 3, 4 or all of the genes coding for the molecules CDl 1a, CDl 8, PSGL-1, PECAM-1 and / or alphaV / beta 3, by comparison with expression by lymphocytes known to be of the Thl or Th2 type, in particular Thl or Th2 lymphocytes derived from clones (see example 4).
  • the PSGL-1 molecule, or P-selectin glycoprotein-ligand-1 is a cell adhesion molecule (CAM for Cell Adhesion Molecule) belonging to the selectin family.
  • the molecule PECAM-1 or Platelet-Endothelial Cell Adhesion Molecule- 1 (cell adhesion molecule of endothelium and platelets) also called molecule CD31, is a CAM molecule belonging to the family of Ig-like molecules.
  • the alphaN / beta3 molecule also called CD51 / CD61 molecule, or
  • VNR for vitronectin receptor is a CAM molecule belonging to the sub-family of ⁇ 3 -integrins.
  • the above method of identifying regulatory Tri lymphocytes based on the expression of molecules of group A is characterized in that:
  • step (a) the expression by said lymphocytes of at least one gene chosen from the genes coding for the molecules of group B as follows is also compared: CD1 la, CDl 8, PSGL-1, PECAM-1 and alphaV / beta 3, said expression being compared with the expression of said same gene by lymphocytes of type Thl or Th2; and
  • lymphocytes which overexpress at least one of said genes coding for the molecules of group B are identified as regulatory Tri lymphocytes.
  • lymphocytes which overexpress at least one of the genes coding for molecules of group B are intended to denote lymphocytes whose expression of at least one of said genes is significantly greater. that the expression of these same molecules by the Th1 or Th2 type lymphocytes; preferably, said overexpression by regulatory Tri lymphocytes compared to that obtained by Thl or Th2 lymphocytes is at least 2, 3, 4, 5, -7 or 10 times greater than the expression on Thl or Th2 type lymphocytes .
  • the Thl or Th2 lymphocytes are Thl or Th2 lymphocytes derived from clones usually obtained at inflammatory sites especially cutaneous which are differentiated in vitro in the presence of IL-4 for Th2 or IL-12 for Thl.
  • the method for identifying regulatory Tri lymphocytes is characterized in that in step (a) the expression of at least two of said genes from group B is compared and in that in step (b), as regulatory Tri lymphocytes are identified the lymphocytes which overexpress the said two genes of group B.
  • the method of identifying regulatory Tri lymphocytes is characterized in that in step (a) we compare the expression of all the genes of group B and in that in step (b) we identify as Tri regulatory lymphocytes the lymphocytes which overexpress all the genes of group B.
  • the identification method according to the invention is characterized in that in step (a) the expression of at least three of said genes of group B is compared and in that in step (b), we identify as Tri-regulated lymphocytes Ateurs the lymphocytes which overexpress the three said genes of group B More preferably, the identification method according to the invention is characterized in that in step (a) the expression of at least four of said genes is compared of group B and in that, in step (b), the lymphocytes which overexpress the four so-called group B genes are identified as regulatory Tri cells.
  • the invention may also have as an object a method for identifying the regulatory Tri cells present in a biological sample comprising lymphocytes, characterized in that it comprises the following stages: a) comparing the expression by said lymphocytes of at least one gene chosen from the genes coding for the molecules of the following group B: CD1 la, CD18, PSGL-1, PECAM-1 and alphaV / beta 3, said expression being compared with the expression of said same gene by lymphocytes of type Thl or Th2; and b) identifying as regulatory Tri lymphocytes the lymphocytes which overexpress at least one of said genes coding for the molecules of group B.
  • the regulatory Tri lymphocytes can also be identified by the identification method according to the invention in which we also determine the presence of the expression product by said lymphocytes of the gene coding for the molecule CD3.
  • the invention relates to an identification method according to the invention characterized in that in step (a), the presence of the expression product by said lymphocytes is further determined simultaneously of the gene coding for the CD3 molecule and in that in step (b) are identified as Tri regulatory lymphocytes the lymphocytes which also simultaneously express the gene coding for the CD3 molecule.
  • the identification of the molecules on the surface of the lymphocytes can be carried out by any suitable method making it possible to specifically identify the simultaneous presence of these molecules.
  • the identification method according to the invention is characterized in that in step (a), the simultaneous presence of said molecules of group A expressed on the surface of said lymphocytes is determined.
  • it is determined characterized in that in step (a), the simultaneous presence of said molecules expressed on the surface of said lymphocytes is determined by means of antibodies specific for said molecules.
  • anti-human or murine CD4 antibodies such as those secreted by the RPA-T4 clones and H129-19 (Becton Dickinson, Le Pont de Claix - FR), human or murine anti-CD18 antibodies such as those secreted by clones 6.7, C71 / 16, and Game-46 (Becton Dickinson), anti-human Murine CD1 such as those secreted by the clone Ml 7/4 (Biocompare, South San Fransisco - US), human or murine anti-CD49b antibodies such as those secreted by the clones AK-7 and Hal / 29 (Becton Dickinson) , murine anti-CD31 antibodies such as those secreted by the clone MEC 13.3 (Becton Dickinson), and the anti-human CD3 antibodies such as those secreted by the clone UCHT-1
  • ligands other than antibodies capable of recognizing these molecules
  • the identification of the molecules whose simultaneous presence on the surface of the lymphocytes present in said biological sample to be tested is preferably carried out by immunofluorescence, or again by a radioimmunological or immunoenzymatic method.
  • immunofluorescence or again by a radioimmunological or immunoenzymatic method.
  • Antibodies specific to the method according to the invention can be obtained for example from serum or from an animal cell specifically immunized against these molecules.
  • the term “antibody fragment capable of specifically recognizing these molecules” is intended to denote in particular the antibody fragments comprising any fragment of said antibody capable of binding specifically to the epitope of said molecule to which the antibody of which said fragment is attached. from. Examples of such fragments include in particular single chain antibodies (scFv) or monovalent fragments Fab or Fab 'and divalent fragments such as F (ab') 2, which have the same binding specificity as the antibody of which they are from.
  • These antibody fragments can be obtained from polyclonal or monoclonal antibodies by methods such as digestion with enzymes, such as pepsin or papain and / or by cleavage of the disulfide bridges by chemical reduction. In another way, these antibodies, or their fragments, can also be obtained by genetic recombination (recombinant antibodies).
  • the antibodies or their fragments, capable of specifically recognizing these molecules can also be in the form of labeled antibodies in order to obtain a directly or indirectly detectable and, preferably, quantifiable signal.
  • the labeled antibodies, or their fragments, which can be used in the identification method according to the present invention are for example and preferably so-called immunoconjugated antibodies which are conjugated with fluorescent labels which include in particular fluorescein and its derivatives, such as fluorescein isothiocyanate (FITC), or allophycocyanin (APC), phycoerylnin-cyanine 5 (PC5) and phycoerythrin (PE), green fluorescent fluorescein diacetate, calcein AM, red fluorescent tetramethyl rhodamine or again rhodamine. and its derivatives, GFP (GFP for "Green Fluorescent Protein”), dansyl, umbelliferone, etc.
  • fluorescent labels which include in particular fluorescein and its derivatives, such as fluorescein isothiocyanate (FITC), or allophycocyanin (APC), phycoerylnin-cyanine 5 (PC5) and phycoerythrin (PE), green fluorescent fluorescein
  • Such immunoconjugated antibodies are commercially available, in particular the anti-CD4 APC-conjugate (RPA-T4, Beckton Dickinson), PC5-conjugated anti-CD3 (UCHT-1, Caltag, Burlingame, US), PE-conjugated anti-CD18 (6.7, Beckton Dickinson) and FITC-conjugated anti-CD49b (AK-7 , Beckton Dickinson) in humans, and the anti-CD4 of PC5-conjugated mice (H129-19, Beckton Dickinson), the anti-CD18 of PE-conjugated mice (C71 / 16, Beckton Dickinson) and the FITC-conjugated mouse anti-CD49b (Hal / 29, Beckton Dickinson).
  • RPA-T4 APC-conjugate PC5-conjugated anti-CD3
  • UCHT-1 Caltag, Burlingame, US
  • PE-conjugated anti-CD18 6.7, Beckton Dickin
  • the labeled antibodies, or their fragments, which can also be used in the identification method according to the present invention also include immunoconjugated antibodies conjugated with enzymes such as peroxidase, alkaline phosphatase, ⁇ -D-galactosidase, glucose oxidase, glucose amylase, carbonic anhydrase, acetyl cholinesterase, lysozyme, malate dehydrogenase or glucose-6 phosphate dehydrogenase or by a molecule such as biotin, digoxigenin or 5-bromo-deoxyuridine.
  • enzymes such as peroxidase, alkaline phosphatase, ⁇ -D-galactosidase, glucose oxidase, glucose amylase, carbonic anhydrase, acetyl cholinesterase, lysozyme, malate dehydrogenase or glucose-6 phosphate dehydrogenase or by a molecule such as bio
  • Conjugates having fluorescein-type markers can be prepared by reaction with an isothiocyanate.
  • Other conjugates may also include chemiluminescent markers such as luminol and dioxetanes or bioluminescent markers such as luciferase and luciferin.
  • radioactive markers such as i4 C, 36 C1, 57 Co, 58 Co, 51 Cr, 152 Eu, 59 Fe, 3 H, 125 I, i31 1, 32 P, 35 S, 75 SE and 99m Tc which can be detected by known means such as the gamma or scintillation counter, autoradiography, etc.
  • Any conventional method depending on the formation of an antibody-molecule (antigen) immune complex can be used to carry out such an identification.
  • Said method if it is of radioimmunological or immunoenzymatic type can be a competitive or sandwich method, or any method known to the man of Part.
  • step (a) of determining the identification method according to the present invention is carried out using antibodies labeled with fluorescent labels. More preferably, each of said antibodies or antibody fragments specific for a molecule whose presence is to be determined, will be labeled with a different marker for each of the specificities. Even more preferably, said identification method also makes it possible to quantify in the biological sample to be tested the number or the proportion of lymphocytes simultaneously presenting said molecules whose presence one seeks to identify, such as for example, but without being limit, the identification and quantification method used in Examples 2, 3 and 4 below.
  • the method is characterized in that said markers are fluorescent and are chosen from the group consisting of P fluorescein isothiocyanate (FITC), allophycocyanin (APC), phycoerythrin-cyanine 5 (PC5), phycoerythrin (PE), fluorescent green fluorescein diacetate, calcein AM, and red fluorescent tetramethyl rhodamine.
  • FITC fluorescein isothiocyanate
  • APC allophycocyanin
  • PC5 phycoerythrin-cyanine 5
  • PE phycoerythrin
  • fluorescent green fluorescein diacetate calcein AM
  • red fluorescent tetramethyl rhodamine tetramethyl rhodamine
  • the apparatus prepares microdrops of the cell suspension which are diluted so as to contain only one cell.
  • the microdrop passes in front of a laser beam of light and the cells are analyzed (histogram) and separated on the basis of their fluorescence and / or their size.
  • the identification method according to the invention is characterized in that in step (a) the determination of the simultaneous presence of said molecules of group A expressed on the surface of said lymphocytes is implemented by flow cytometry.
  • flow cytometry is meant any technique allowing the counting and measurement of cells, in particular the FACS technique as described above.
  • step (a) of determining the identification method according to the present invention is carried out using fluorescent immunoconjugates (such as fluorescent antibodies)
  • an identification method according to the invention is preferred in which, in step (a) of said method, the CD 18 molecule is determined as present on the surface of said lymphocytes when the level of fluorescence intensity obtained for this molecule corresponds to that obtained for this same molecule on the surface of monocytic cells ( "CD18bright").
  • the identification method according to the invention is characterized in that in step (a) of said method it is determined, for the molecule CD 18, the presence of a fluorescence intensity of the type CD18bright.
  • lymphocytes which express CD3, CD4 and CD 18 molecules or antigens on the cell surface, the fluorescence intensity of the labeling of the CD molecule. 18 being equal to the intensity of fluorescence of this same labeling found on monocytic cells (see Figure 15).
  • the comparison of the expression by said lymphocytes of the genes coding for the molecules of group B can be carried out by comparison of the quantity of mRNA expressed for these said genes. Such a comparison of the expression of mRNA can be carried out using the polymerase chain reaction technique preceded by a reverse transcription step (RT-PCR).
  • the identification method according to the present invention is characterized in that: - in step (a) the comparison of the expression by said lymphocytes of at least one gene coding for the molecules of the group B is carried out by comparison of the quantity of mRNA expressed for said gene; and - in that in step (b), lymphocytes which overexpress the mRNA of said gene are identified as regulatory Tri lymphocytes.
  • the identification method according to the present invention is characterized in that the quantity of mRNA is measured by quantitative RT-PCR.
  • the identification method according to the invention is characterized in that the biological sample comes from a sample of peripheral blood or from an inflammatory organ from a subject.
  • the taking of said biological sample in the method according to the invention is carried out on a subject affected or likely to be suffering from an autoimmune or inflammatory disease. Even more preferably, said subject suffers from
  • the method for identifying regulatory Tri lymphocytes according to the invention is characterized in that the biological sample comes from a method for the in vitro preparation of regulatory Tri lymphocytes from a population of lymphocytes from a sample from a subject.
  • said method for the in vitro preparation of regulatory Tri lymphocytes from the lymphocyte population comprises at least one step activation of CD4 + T lymphocytes of said population of lymphocytes in the presence of an antigen and interleukin 10.
  • said method for the in vitro preparation of regulatory Tri lymphocytes comprises the following steps: a) obtaining a biological sample containing cells presenters of artificial antigens which express a molecule of the HLA class II system and a molecule of human LFA-3 and which do not express any of the co-stimulation molecules B7-1, B7-2, B7-H1, CD40, CD23 or ICAM-1; b) activating in vitro the CD4 + T lymphocytes of said population of lymphocytes in the presence of the selected antigen presented by the artificial antigen presenting cells obtained in (a); and c) recovering, from said lymphocytes, a population of activated CD4 + lymphocytes comprising at least 10% of Tri lymphocytes specific for the selected antigen.
  • said method for the in vitro preparation of regulatory Tri lymphocytes comprises the following steps: a) obtaining in vitro a population of human progenitor cells capable of differentiating into dendritic cells; b) culturing said human progenitor cells in the presence of IL-10 to obtain a population of said dendritic cells; and c) bringing said population of human lymphocytes into contact with the population of dendritic cells obtained in (b).
  • a preparation procedure is given as an example below (Example 5).
  • the identification method according to the invention is characterized in that the products of expression by said lymphocytes of the genes coding for the molecules of group A are mRNAs, and in that at step (a) the determination of the simultaneous presence of said mRNAs is carried out by RT-PCR.
  • An identification method according to the invention by which the simultaneous presence of mRNAs can be determined can for example be the polymerase chain reaction technique preceded by a reverse transcription step (RT-PCR).
  • the invention also relates to a method for quantifying regulatory Tri lymphocytes present in a biological sample comprising lymphocytes, characterized in that it comprises the steps consisting in: a) identifying the regulatory Tri lymphocytes by a identification method according to the invention; and b) determining the proportion of the regulatory Tri lymphocytes identified in (a) relative to the total quantity of the lymphocytes or of a particular fraction of the lymphocytes present in said biological sample.
  • a quantification method can be carried out for example by means of flow cytometry as described above.
  • the subject of the invention is also a method of prognosis or in vitro diagnosis of an autoimmune or inflammatory disease in a subject from a biological sample previously taken from said subject, characterized in that it comprises the steps following: a) determine the proportion of regulatory Tri lymphocytes present in said biological sample relative to the total quantity of lymphocytes, or of a particular fraction of lymphocytes, according to the quantification method according to the invention, or according to any method allowing the quantification of said regulatory Tri lymphocytes; and b) comparing the proportion of said regulatory Tri lymphocytes obtained in step (a) with that present in a biological sample taken from a healthy subject.
  • step (a) it is intended to denote by any method allowing the quantification of said regulatory Tri lymphocytes a method such as in particular by evaluating the proportion of lymphocytes having a production profile of cytokines and / or capable of decreasing the proliferation of CD4 + T cells as described in "Groux et al., 1997" and in the patent document published under the number WO 02/092793.
  • the method of prognosis or in vitro diagnosis of an autoimmune or inflammatory disease according to the invention is characterized in that in step (b) of said method there is a decrease in said proportion in the test subject.
  • the subject of the invention is also a method of enriching regulatory Tri lymphocytes present in a biological sample comprising lymphocytes, characterized in that it comprises the following steps: a) identifying the regulatory Tri lymphocytes by the identification method according to the invention; and b) eliminating from said sample a significant part of the lymphocytes which do not simultaneously present said molecules.
  • a method using a cell sorter based on the simultaneous recognition of said molecules such as in particular a flow cytometer capable of sorting and sorting, is preferred. separate any cells simultaneously presenting the molecules whose presence is sought to be determined on their surface.
  • the enrichment method according to the invention can also be implemented other than by flow cytometry.
  • the enrichment of the Tri lymphocytes in particular for example the Tri lymphocytes identified according to the method of identification of the invention by the expression on their surface of the molecules CD3, CD4, CD 18 and CD49b (CD3 + CD4 + CD18brightCD49b + ) from a lymphocyte population can be carried out using magnetic beads following two steps: the first step will deplete the total population using magnetic beads adsorbed by an anti-mouse Ig antibody the cells labeled with mouse antibodies against CD8, anti-CD14, anti-CD56 and anti-human CD19. Indeed, the Tri cells do not express the human CD8, CD 14, CD56 and CD 19 molecules.
  • the second step is a positive selection of cells expressing CD49b (CD49b +) by labeling the cells enriched with an anti-human CD49b mouse antibody and positive selection of the cells labeled with magnetic beads adsorbed by an anti-mouse Ig antibody.
  • Cell separation methods using magnetic beads and flow cytometry can complement each other for the purification of Tri lymphocytes, for example those identified by the expression CD3 + CD4 + CD18brightCD49b +.
  • the subject of the invention is the use of a population enriched in regulatory Tri lymphocytes by an enrichment method according to the invention for the manufacture of a medicament intended for preventing and / or treating a disease autoimmune or inflammatory such as those mentioned above.
  • the use according to the present invention is characterized in that the regulatory Tri lymphocytes are administered in an area of inflammation.
  • a zone is defined which presents an accumulation of fluids, plasma proteins, immune cells, substances such as proteins, which accumulation is due to a local injury, an infection. , a local immune injury.
  • the inflammation may be episodic or chronic.
  • the use according to the present invention is characterized in that the regulatory Tri lymphocytes are administered with an antigen capable of activating said lymphocytes in vivo.
  • the regulatory Tri lymphocytes present in the inflammation zone can be activated in vivo by said anigen.
  • the regulatory Tri lymphocytes previously activated in vitro or in vivo are administered.
  • the invention also relates to a method of treating an autoimmune or inflammatory disease comprising the step of administering to a patient a population enriched in regulatory Tri lymphocytes by an enrichment method according to the invention.
  • Figure 1 Characterization of CD4 + CD18 bright CD49b + T cells as Tri cells in mice.
  • Figure 2 Characterization of CD4 + CD18 right CD49b + T cells as Tri cells in humans.
  • FIG. 3 Tri cells preferentially migrate to the inflamed colon AB) the CB-17 scid mice restored with CD4 + CD45Rb 'T cells were treated four weeks later with 5 ⁇ 10 5 clones of Tri T cells (Tri 1. N10-7 and Trl-2: A-10-9), Thl (N12-8) and Th2 (N4-9) as indicated.
  • the mice were either fed with OVA in their drinking water (100 ng / ml) (A) or not fed with OVA (B). A week later, the mice were sacrificed and the cells present in the colon and the mesenteric lymph nodes (MLN) from each group of 5 mice were combined.
  • MN mesenteric lymph nodes
  • mice CD4 + CD45RB hl and treated with a Tri clone (Nice-2, 4x10 5 cells / mouse) on day 0.
  • Tri clone Nice-2, 4x10 5 cells / mouse
  • One group of mice (1 and 3) was not fed with OVA whereas the other group of mice (2 and 4) was fed with OVA in their drinking water.
  • the presence of Tri cells was analyzed by immunohistochemistry using a biotinylated KJ-1,26 antibody (groups 3 and 4). High inflammation was detected in the colon of mice that were not fed OVA (1,3) while specific activation of the Tri clones inhibited the inflammation (2,4).
  • BALB / c mice were treated with Poxazolone (1 mg / ear) on day 0, 1 and 2.
  • the swelling of the ear treated with Poxazolone (B) was compared to the ear treated with the control vehicle for 22 days.
  • CE In vivo migration of Thl, Th2 and Tri cells.
  • Tri, Thl and Th2 were respectively marked with calcein blue, PAM and the orange CMTMR and co-injected in BALB / c mice treated 5 days previously with Poxazolone. Twenty-four days later, the content of fluorescent T lymphocytes from ears treated with Poxazolone, draining lymph nodes and spleens was analyzed by cytometry, as shown in C. The experiments were carried out with a Tri clone (A-10 -11, first black bars) or populations of Tri T cells (second black bars), Thl and Th2 as indicated (D) - Absolute numbers of Tri, Thl and Th2 measured in inflamed ears, draining lymph nodes and spleens by 10 6 acquired events. The results shown are group means of 4 to 10 mice. (E) - The rates of absolute numbers of Th1, Th2 or Tri fluorescent cells relative to the total number of fluorescent cells recovered are represented for each organ analyzed.
  • FIG. 6 Tri cells displayed increased firm arrest on vascular endothelial cells activated under flow conditions.
  • Figure 7 Mechanisms for increased adhesion of Tri cells to the activated endothelium The adhesion test on the flow chamber with a rate of 2 dyn / cm was used to dissect the mechanisms of Tri adhesion. Rollover and adhesion were compared for Thl and Tri cells respectively with
  • mice T cell clones V, beta 3, PECAM-1 and PSGL-1 on clones and populations of human T cells and mouse Tri (gray bars), Th2 (white bars) and Thl (black bars).
  • mice T cell clones the results represent an average of two of the three different clones analyzed.
  • populations of mice two different populations were analyzed and the results display the average of two values.
  • human T cell clones three different Tri clones and a representative clone Th1 and Th2 were analyzed. The values are expressed as the rate of increase in expression relative to a negative control and represent one in three experiments. Among the 45 different genes encoding the adhesion molecules tested for human and mouse T cells, only those for which the difference between the Tri and Th1 / Th2 cells was very high are represented.
  • FIG. 9 IL-10 induces the differentiation of CD11c , 0W CD45RB + dendritic cells.
  • PE streptavidin-peroxidase
  • the dendritic cells were sorted according to the expression of CD1 le and CD45RB, as indicated in FIG. 11 A. The sorted cells indicated were centrifuged and colored with May Gr ⁇ ndwald Giemsa. 1 - CDllc low CD45RB + dendritic cells after 6 days of differentiation, 2 - CDl lc dendritic cells , 0W CD45RB + after activation by LPS, 3 - CDllc hlgh CD45RB " dendritic cells after 6 days of differentiation, 4 - CD 11 dendritic cells c hi h CD45RB + after activation by LPS C) The dendritic cells obtained after differentiation in vitro in the presence of GM-CSF and TNF-o.
  • FIG. 10 Identification of dendritic cells derived from IL-10 in vivo.
  • DC Splendic dendritic cells
  • BALB / c or C57B1 / 6 mice transgenic for IL-10, IL-10 _ / ⁇ and normal were isolated, enriched by cell depletion with a cocktail of antibodies (ACm anti-B220, Grl and CD3) and the surface expression of the specific marker CDl 1 was analyzed by flow cytometry.
  • the sorted CDl lc low CD45RB + (2) and CDl lc high CD45RB " (4) cells were also stimulated with LPS (1 ⁇ g / ml) present. of GM-CSF for 24 h, centrifuged and stained with May-Grunwald-Giemsa.
  • DC-enriched preparations of BALB / c or C57B1 / 6 IL-10 Tg or control mice were stained with CDl lc-cy5 and CD45RB-PE.
  • the cells were sorted at FACS according to the expression of CDl lc low CD45RB + or CDl lc hlgh CD45RB " and reanalyzed as presented.
  • the sorted cells were then stained with the third marker coupled to FITC and analyzed by cytofluorometry ( Empty histograms).
  • the sorted DCs were also stimulated with LPS (1 ⁇ g / ml) in the presence of GM-CSF for 24 h, stained with the indicated ACm and reanalyzed (filled histograms).
  • the hatched histograms represent the control ACm d 'corresponding isotype.
  • FIG 11 Phenorypic characterization and secretion of cytokines from the CDllc low CD45RB7B220 dendritic cell subset " A))
  • Dendritic cells isolated from the spleen of normal BALB / c or C57B1 / 6 mice were analyzed for the expression of CDl lc-cy5 and B220-PE.
  • the sorted dendritic cells were also stimulated by CpG (xxx ⁇ g / ml) in the presence of GM-CSF for 24 h, stained with the indicated ACm and reanalyzed (full histograms).
  • the hatched histograms represent the control ACMs of corresponding isotype.
  • CDl lc high CD45RB " cells (white hatched histograms) and CDl lc low CD45RB + (black hatched histograms) sorted were also stimulated with LPS (1 ⁇ g / ml) in the presence of GM-CSF for 24 h.
  • a quantitative real-time RT-PCR was performed on the different samples and compared to a negative control for each given transcript analyzed. The values are expressed as factors of increase in expression compared to a negative control and represent the means ⁇ SD of three separate samples.
  • CDllc Iow CD45RB + induce the differentiation of regulatory cells Tri in vitro.
  • the proliferative response or the secretion of IFN- ⁇ was analyzed on D3 or 48 h after stimulation, respectively.
  • the results represent the average of 3 measurements and are expressed in ng / ml for IFN- ⁇ .
  • the data are representative of 2 separate experiments with similar results
  • Dendritic cells were isolated from normal BALB / c mice at different DC / T ratios as indicated. After three weeks of culture, the T cells were harvested and stimulated with irradiated BALB / c splenocytes and OVA peptide (0.3 ⁇ M). Forty-eight hours later, the cytokines were analyzed by ELIS A in the culture supernatants. The results represent the average of 3 measurements and are expressed in ng / ml for IL-10 and lTFN- ⁇ and in pg ml for IL-4. The data are representative of 5 separate experiments with similar results.
  • CD4 + T cells differentiated with dendritic cells derived in vitro The dendritic cells were obtained by culture of bone marrow cells in the presence of GM-CSF, of TNF- ⁇ . and IL-10. They were then sorted into two subsets: CDl lc hi h CD45RB " and CDl lc low CD45RB + . The sorted dendritic cells were used to differentiate CD4 + DO11-10" virgin "T cells, in a DC / T ratio. 1/20, in the presence of OVA peptide (0.6 ⁇ M). After one week, the T cells were harvested and stimulated with irradiated splenic APCs and OVA peptide (0.3 ⁇ M).
  • CDllc hish CD45KB- CDllc low CD45RB + and CDl lc high CD45RB " dendritic cells” were isolated from normal BALB / c mice, sorted on FACS and placed in co-culture with DO11-10 "virgin” T cells in the presence of peptide OVA: Seven days later the cells were harvested and stimulated for 6 h with crosslinked anti-CD3 and CD28 mAbs. Monensin was added during the last 4 hours of culture. The cells were then fixed and stained for the assay of intracellular cytokines by specific mAbs coupled to FITC or PE, as indicated. A representative experiment out of three is presented here D) Regulatory function of T cells differentiated with dendritic cells CDllc !
  • CD45RB + T cells isolated from normal BALB / c mice were stimulated with irradiated BALB / c splenocytes and anti-CD3 mAbs (white bars).
  • CD4 + T cells differentiated by a single stimulation with CDl lc lo CD45RB + or CDl lc hi CD45RB " dendritic cells were stimulated by the OVA peptide and irradiated splenocytes.
  • CD4 + T cells isolated from C57B1 / 6 mice were differentiated with a soluble anti-CD3 ACm and sorted CD1 lc low CD45RB + dendritic cells isolated from IL-10 7 " or C57B1 / 6 mice. after one week, the cells were harvested and stimulated with irradiated C57B1 / 6 splenocytes and a soluble anti-CD3 ACm (10 ⁇ g / ml).
  • TDC Tolerogenic Human
  • CD34 + progenitor cells were differentiated in vitro with GM-CSF (800 U / ml) and 1TL-4 (1000 U / ml) in the presence or absence of IL-10 (200 u / ml) as indicated in example 8. the populations of TDC and DCl were surrounded.
  • TDCs induce differentiation of Tri cells secreting high levels of IL-10
  • T cells differentiated with TDCs In the lower compartment of a transwell system, purified human CD4 + T cells were stimulated by irradiated PBMCs and an anti-CD3 monoclonal anticoprs (white columns). In the upper compartment, CD4 + T cells differentiated with allogeneic TDC or DC1 cells as indicated were stimulated with irradiated allogenic PBMCs.
  • the coculture experiments were also carried out in the presence of mouse monoclonal antibody blocking anti-IL-10 (10 ⁇ g / ml) (chopped columns), monoclonal anti-TGF- ⁇ antibody (40 ⁇ g / ml) (columns black) or both (gray columns). After three days, the container was recovered and the proliferative response of CD4 + T cells was measured. by adding 0.5 ⁇ Ci of 3 H-thymidine during the last 12 hours of the 72 hour culture.
  • CD3 + CD4 + CD18bright cells are defined by the expression of CD3 and CD4 antigens on the cell surface and a fluorescence intensity of the CD 18 labeling equal to the intensity fluorescence of CD 18 labeling found on monocytic cells.
  • Example 1 Materials and methods.
  • mice BALB / c and CB-17 scid mice were obtained from CERJ (Le Genest Saint Isle, France). Homozygous DO11-10 mice come from a donation from Dr. SD Hurst (DNAX Research Institute, Palo Alto, CA). All mice are 4 to 8 week old females at the start of each experiment.
  • Antibodies, media and reagents The medium used for the T cell cultures is Yssel medium supplemented with 10% S VF (Roche, Meylan, France) and 2 x 10 "5 M b 2 mercaptoethanol (Invitrogen). LTL-10 and 1TL-4 recombinant mice come from a donation from Dr. RL Coffrnan, DNAX Research Institute, Palo Alto, CA.
  • LTFN- ⁇ and 1TL-12 recombinant mice come from R&D Systems.
  • Purified anti-IL-4 antibodies 11B11
  • anti-IL-10 (2A5) anti-IFN- ⁇ (XGM1.2) and biotinylated anti-IL-4 (24G2)
  • anti-IL-10 SXCl
  • anti-IFN- ⁇ R4- 6A2
  • the following monoclonal antibodies were used for purification and phenotyping of mouse cells: anti-I-Ad (AMS-32.1), anti-CD8 (2-43 ), anti-CDl lb (Ml / 70), anti-B220 (RA36B2), FITC-anti-CD45RB (16A), PC5-anti-CD4 (H129-19), PE-anti-CD18 (C71 / 16), FITC-anti-CD49b (Hal / 29), FITC-anti-clonotype Kjl-26 and isotypic controls coupled
  • the antibodies directed against human surface molecules are: FITC- or PC5- anti-CD3 (UCHT-1) (Caltag), PC5- or APC- anti-CD4 (RPA-T4), PE- anti-CD 18, and FITC- anti-CD49b (AK-7) (BD-Pharmingen).
  • the peptide OVA 323 _ 339 , POvalbumin and Oxazolone come from Sigma (Saint Quentin Fallavier, France).
  • the lipopeptide OVA 323 - 33 comes from Bachem (Voisin-le-Bretonneux, France).
  • Flow cytometry and cell purification The mouse CD4 + cells were purified as already described (Groux et al, Nature, 1997).
  • the splenocytes were depleted in B220 + , Mac-1 + , I-Ad + , and CD8 cells by negative selection on magnetic beads adsorbed by sheep anti-rat Ig antibodies (Dynabeads, Dynal Biotech, Oslo, NO). The remaining cells were labeled with the antibodies FITC- anti-CD49b, PE- anti-CD18 and PC5- anti-CD4 and separated into CD4 + CD18 brigh CD49b + and CD4 + CD18 int CD49b " by cell sorting on a FACStar SE ( Becton Dickinson, France).
  • Human CD4 + CD18 bright CD49b + and CD4 + CD18 int CD49b " cells from peripheral blood were sorted after separation of mononuclear cells by Ficoll gradient centrifugation, positive selection of CD4 + cells on anti magnetic beads -CD4 (Dynal Biotech) and labeling of CD4 + cells with PC5- anti-CD3, PE- anti-CD18 and FITC- anti-CD49b antibodies. According to this protocol, the cell populations are more than 98% pure.
  • ELISA ELISAs were used to measure 1TL-4, 1TL-10, and PIFN- ⁇ human and mouse.
  • Cytokine concentrations were measured on supernatants of CD4 + CD18brightCD49b + cells from Balb / c or human cells (2.10 5 / well) activated 48 h with an adsorbed anti-CD3 antibody (10 ⁇ g / ml) and a soluble anti-CD28 antibody (1 mcg / ml).
  • Induction of chronic inflammatory colitis Inflammatory colitis was induced by intraperitoneal injection into SCID CB-17 mice of 2.10 5 CD4 + CD45RB hi T cells in 100 ⁇ l of PBS. A group of mice was treated with 1.10 5 CD4 + CD18brightCD49b + T cells from DO11-10 mice. These mice were fed ovalbumin in drinking water.
  • the delayed hypersensitivity reaction to Poxazolone was induced by sensitizing the mice on day 0 by applying 25 ml of Oxazolone 20 mg / ml to the skin of the abdomen. The delayed hypersensitivity reaction was then revealed on Day 5, with 4 ⁇ l of Oxazolone at 4 mg / ml applied to each side of an ear. 4 hours later, 2.10 5 CD4 + CD18 bright CD49b + T cells were injected intravenously into the mice.
  • mice BALD / c and CB-17 scid mice free of specific pathogens were obtained from CERJ (Le Genest Saint Isle, France). The mice were kept in our animal facilities. CB-17 scid mice were housed in micro-isolators with sterile filtered air (Rec Biozone, Margate, UK). The female mice used were 8 to 12 weeks old.
  • Antibodies The following monoclonal antibodies were used for the purification of mouse cells: AMS-32.1, anti-lad, 2-43, anti-mouse CD8, MI / 70, anti-mouse CD1 lb, RA36B2, anti-mouse B220, 16A FITC conjugate, anti-mouse CD45RB, GK1.5 PE or TC conjugate, anti-mouse CD4, KJ-1.26 mAb biotynilized or FITC revealed by streptavidin labeled PE, antibodies to isotype conjugates FITC and PE ( BD-Pharmingen, Le Pont de Claix, France).
  • the antibodies directed against the adhesion molecules were the following integrin alphaV (23C6), integrin alphaL (M17 / 4), integrin beta2 (Game-46), integrin betal ( HM ⁇ l-1) and PECAM-1 (MEC 13.3).
  • integrin alphaV 23C6
  • integrin alphaL M17 / 4
  • integrin beta2 Game-46
  • integrin betal HM ⁇ l-1
  • PECAM-1 integrin betal
  • the cells were reduced from B220 + , Mac-1 + , I-Ad + and CD8 + cells by negative selection using Dynabeads coated with anti-rat in sheep (Dynal, Oslo, Norway).
  • the remaining cells were labeled with anti-CD45RB (25 ⁇ g / ml) conjugated with FITC and anti-CD4 (10 ⁇ g / ml) conjugated with PE and separated into fractions of CD4 + CD45RB hi and CD4 + CD45RB lc sorting two colors on the FACStar SE (Becton Dickinson, France). All populations were over 98% pure after re-analysis.
  • T cells infiltrating the colon portions of colon were stimulated and digested by collagenase (Life Technologies, Cergy Pontoise, France) for 2 hours at 37 ° C. Cells were reduced from B220 + , Mac-1 + , I-Ad + and CD8 + cells by negative selection using Dynabeads coated with anti-rats in sheep. The T cells were then analyzed by cytometry with an anti-CD4 Tricolor and KJ-1.26 mAb labeled with FITC.
  • collagenase Life Technologies, Cergy Pontoise, France
  • mesenteric lymph node cells For the analysis of mesenteric lymph node cells (MLN), combined mesenteric lymph nodes were stimulated and the cells analyzed by cytometry with an FITC-labeled anti-CD4 mAb and a biotynilized KJ-1.26 mAb revealed by the streptavidin PE.
  • the CD4 cells of the colon were sorted using Panti-CD4 conjugated with PE.
  • the ears were slightly immersed in PBS IX. Pieces of tissue were then washed once with PBS IX and digested for 30 minutes at 37 ° C with Trypsin EDTA in Hank's Balanced Saline Solution (both from Life Technologies).
  • T cells The mouse T cell clones were obtained from DO11-10 mice after differentiation in vitro as described above (Groux and ail, 1997). KJ-1,26 + naive CD4 + cells (MEL-14 tognt) were stimulated repeatedly with OVA 323-339 peptide each week for 3 weeks, in the presence of IL-4 and Panti- IL-12, 1TL-12 and Panti-IL-4 or PIL-10 respectively for Th2, Thl or Tri cells.
  • T cell clones Differentiated three-week populations were used during the study.
  • the different T cell populations were cloned to a cell / well by cytometry (FACS vantage SE, Becton Dickinson) and stimulated by irradiated splenocytes (4500 rad) and OVA peptide.
  • the clones were then dilated and analyzed for cytokine secretion after activation with the APCs and the OVA peptide.
  • the selected clones were then stimulated with irradiated splenocytes and OVA peptide every 2 weeks and a little more dilated with 1TL-2 (R&D system, Minneapolis, MN, 10 ng / ml.
  • T cell clones were used at least 10 days after the last stimulation
  • the different human JDB T cell clones have been described previously (Groux and ail, 1997) and obtained after MLR stimulation in the presence or absence of IL-10.
  • T cell clones used were isolated from skin biopsies as described (Lecart and ail, J Invest Dermatol. 2001 Aug; 117 (2): 318-25.)
  • Cytokine assays ELISA sandwich tests were used to assay human and mouse IL-4, IL-10 and IFN- ⁇ as described previously (Groux and ail, 1997) Induction of inflammatory bowel disease LTBD was induced in mice .. scid CB-17 with T cells
  • CD4 + CD45RB hl injected intraperitoneally into 100 ⁇ l of PBS container. Inflammation control was provided by injection of 2x10 5 CD4 + CD45RB 10 T cells or various OVA specific T cells as indicated.
  • Colon microscopy Colons were removed from mice and fixed in PBS containing 10% formaldehyde. 6 mm of sections with paraffin inclusion were cut and stained with hematoxylin and eosin. The tissues were evaluated semi- quantitatively from 0 to 5 anonymously. A score of 0 was assigned when no change was observed.
  • the changes typically associated with the other ratings are as follows: score 1, dispersed infiltrates of inflammatory cells of the mucous membranes, with or without minimal epithelial hyperplasia; rating 2, infiltrates of benign inflammatory cells dispersed to diffuse, sometimes extending into the submucous membranes and associated with erosions, with minimal to benign epithelial hyperplasia and minimal to benign mucin depletion of goblet cells; rating 3, infiltrates of mild to moderate inflammatory cells that were sometimes transmural, often associated with ulceration, with moderate epithelial hypexemia and mucin depletion; score 4, marked inflammatory cell infiltrates that were often transmural and associated with ulceration, with marked epithelial hyperplasia and mucin depletion; and score 5, marked transmural inflammation with acute ulceration and loss of the intestinal glands.
  • Immunohistochemistry Portions of colon were frozen in liquid nitrogen and stored at -70 ° C. 5 ⁇ m of the frozen sections were cut and glued onto glass slides. They were completely dried at room temperature for 1 hour and fixed in acetone at 4 ° C for 15 min. Sections were stained by an enzyme immunoassay employing a peroxidase-avidin-biotin system. Briefly, sections were washed in PBS for 5 min. Then the sections were saturated with biotin and Pavidine (Vector) according to the manufacturer's instructions and incubated with biotin KJ-1,26 or the control isotype. After being washed for 5 min in PBS, the sections were incubated with peroxidase-streptavidin.
  • the peroxidase was developed by the DAB vector staining kit (Vectastain, Vector), which gives a manon color. Fluorescent stains Different stains were used in this study from Molecular Probes . (Molecular Probes, JEugene OR, USA).
  • Blue calcein is a fluorescent blue marker with excitation at 322 nm and emission at 435 nm; green fluorescent fluorescein diacetate is a green fluorescent marker with excitation at 522 nm and emission at 529 nm, calcein AM is a marker green fluorescent with excitation at 494 nm and emission at 517 nm; orange fluorescent tetramethyl rhodamine is a red fluorescent marker with excitation at 541 nm and emission at 567 nm.
  • T cells were labeled in the middle with different probes (1 ⁇ g / ml) for 30 min at 37 ° C in the dark and cleaned three times before use.
  • the endothelial cell line of the transfused human umbilical vein EA hy926 was kindly provided by Dr Edgell (University of North Carolina, Chapel Hill, NC) and cultured in DMEM (Life Technologies, Cergy Pontoise, France) supplemented with a 20% FCS supplement.
  • the transformed murine endothelial cell line SVEC4-10 was purchased from ATCC and cultured with DMEM supplemented with 10% FCS supplement.
  • the flow chamber was purchased from Immuneties (Cambridge, MA). It was designed to allow a laminar flow stabilized between 0.1 and 2 dyn / cm 2 .
  • T cells at a concentration of 1 ⁇ 10 6 in HBSS (Life Technologies) supplemented with 1 mM of CaCI 2 and MgCI 2 were perfused through the chamber on a monolayer of endothelial cells using a syringe pump (Harvard Apparatus, Boston, MA).
  • the different T cell lines were fluorescently labeled, washed three times, then mixed and perfused on the murine endothelial cell line SVEC4-10 or the human EA cell line for 15 min.
  • the soluble recombinant mVCAM-1, the anti-betal and anti-beta2 integrin chains were used at 10 ⁇ g / mml and incubated with cells at + 4 ° C., 30 minutes before l 'trial.
  • the recombinant chimeras mICAM-1 Fc, the recombinant chimeras mVCAM-1 Fc and the recombinant chimeras in selectin mP Fe were coated at 2 ⁇ g / ml (R&D Systems).
  • perfused cells were monitored by video recording and mobile cells were counted on 9 separate fields for each subset of fluorescent T cells. In vivo migration tests T cells were first labeled with fluorescent dyes.
  • the Th1, Th2 and Tri cells were incubated at a concentration of 2.10 6 cells / ml in PBS IX and labeled either with 1 ⁇ g ml of calcein, AM; 2 ⁇ g / ml of orange CMTMR or 2 ⁇ g / ml of calcein blue, for 30 minutes at 37 ° C.
  • the cells were then washed twice in PBS IX (Life Technologies).
  • the fluorescent cell suspensions were mixed.
  • the mice received intravenously 100 ⁇ l of PBS IX containing 1 million of each cell population. Twenty-four hours after cell transfer, the distribution of fluorescent cell tissues was analyzed by cytometry on a FACS SE device (Becton Dickinson, Le Pont de Claix, France).
  • the acquisition of FACS was carried out on a gate defined on SSC-FSC (SSC for side light scatter; and FSC for forward light scatter) parameters of mixed fluorescent cells removed before cell transfer.
  • SSC-FSC SSC for side light scatter; and FSC for forward light scatter
  • the number of Thl, Th2 or Tri in each organ was evaluated for a total of 10 6 acquired cells.
  • the chimera ICAM lFc R&D Systems was used at 10 ⁇ g / ml for 30 min at + 4 ° C, before the injection of cells.
  • RNA was prepared using TRIZOL (Life Technologies) and any potential contaminating chromosomal DNA was digested with DNase 1 according to the manufacturer's instructions (Gene Hunter, Arlington, TX). Then, PARN was reverse transcribed using obligo (dT) 12-18 and reverse transcriptase from Superscript II (Life Technologies). Quantitative real-time PCR was performed with the SYBR green PCR reagent kit in the special microtiter plates of the 96 optical wells (Applied Biosystems, Courtaboeuf, France) in an ABI PRISM 5700 sequence detection system (Applied Biosystems), according to the manufacturer's instructions.
  • Fluorescence signals were generated during each PCR cycle by direct incorporation of SYBR green double stranded DNA in order to provide quantitative real-time PCR information.
  • the primers (MWG Biotech, Ebersbert, Germany) were designed to measure exon-intron junctions to prevent amplification of genomic DNA and to obtain amplimers between 100 and 150 bp in order to increase the efficiency of the amplification by PCR. All primers were used under conditions which prevented dimer formation and the accuracy of the amplified products was tested by electrophoresis and restriction enzyme digestion maps. All the cDNAs were titrated on the value of the average expression of 4 different household genes.
  • the PCR conditions were 10 min at 94 ° C, 40 cycles of 30 s at 94 ° C, 30 s at 60 ° C and 30 s at 72 ° C for each amplification in a final volume of 20 ⁇ l.
  • the expression of target genes was measured after normalization of the RNA concentrations with 4 different household genes and the values are expressed in increased expression above a negative control.
  • Example 2 Characterization of cells CD4 + CD18 bri "t CD49b + T cells as Tri mice cells FACS Analysis CD4 + CD18 + CD49b bri ht from a biological sample of murine splenocytes of mice splenocytes.. BALB / c were labeled with anti-CD3 FITC-conjugated antibodies, anti-CD4 PC5 -conjugated antibodies and anti-CD 18 PE-conjugated antibodies FACS analysis of CD3 + CD4 + T cells shows the presence of a population capable of overexpressing the CD18 antigen and which represents 14% of the totality of CD4 + T cells (FIG. 1A).
  • BALB / c mouse splenocytes were labeled with anti-CD4 PC5-conjugated antibodies, anti-CD 18 PE-conjugated antibodies and anti-CD49b FITC-conjugated antibodies.
  • FACS analysis of CD4 + T cells shows that 35% of CD18 bright CD4 + T cells in mice also overexpress the CD49b antigen (Fig.lB).
  • Profile of cytokine production by CD4 + CD18 bright CD49b + T cells were sorted by FACS technique after CD4, CD 18 and CD49b detection of BALB / c mouse splenocytes.
  • CD4 + CD18 bright CD49b + T cells were then activated in vitro using anti-CD3 labeled antico -s (10 ⁇ g / ml) and soluble anti-CD28 antico ⁇ s (1 ⁇ g / ml). The supernatants were recovered after 48 hours of culture and an ELISA test was carried out to determine the presence of IL-10, of IL-4 of IFN ⁇ . The results show that CD4 + CD18 bright CD49b + T T cells have the same cytokine production profile as those described for Tri T lymphocytes (significant production of IL-10, production of IFN ⁇ and absence of production of IL - 4) (Fig.lC).
  • CD4 + T cells by incorporation of 3 H-thymidine.
  • the sorted T cells CD4 + CD18 bright CD49b + or CD4 + CD18 bright CD49b " and the CD4 + cells are cultured in the presence of inadequate splenocytes and anti-CD3 soluble antibodies (10 ⁇ g / ml).
  • the two cell populations were separated by a polycarbonate membrane (0.4 ⁇ m pores).
  • the proliferation of the total population of CD4 + T cells was measured by the inco ⁇ oration of 3 H-thymidine.
  • CD4 + CD18 bright CD49b + T cells are capable of inhibiting skin inflammation in vivo only when they are activated with the lipopeptide ovalbumin. These results correlate with the in vivo inhibitory effect of the T Tri cell clones in the same pathological model (Fig. 1E).
  • SCID mice were injected with CD4 + CD45RB hlgh to induce inflammatory Bowel disease.
  • a group of mice was also treated with sorted CD4 + CD18 bright CD49b + T cells from transgenic DO11-10 mice and fed with ovalbumin.
  • CD4 + T cells in the colon mucosa Eight days after cell injection, the proportion of CD4 + T cells in the colon mucosa was analyzed by flow cytometry. While control mice have severe colon inflammation and a high proportion of CD4 T cells inside the cell infiltrate, mice treated with CD4 + CD18 bright CD49b + T cells are protected from inflammation and have a small infiltration of CD4 T cells in the colon. These experiments show that as T-sort cells, CD4 + CD18 bright CD49b + T cells are capable of protecting mice from inflammatory Bowel disease (Fig. 1F).
  • Example 3 Characterization of CD4 + CD18 brig " t CD49b + T Tri cells in humans.
  • FACS of CD3 + CD4 + T cells shows the presence of a population capable of overexpress the CD 18 antigen and representing 20% of CD4 + CD3 + T cells in human blood (Fig. 2A).
  • FACS analysis of CD3 + CD4 + T cells shows that CD 18 bnght CD4 + T cells in human blood also overexpress the CD49b antigen (Fig. 2B).
  • Profile of cytokine production by CD4 + CD18 T cells bri ht CD49b + .
  • Human CD4 + CD18 b ⁇ ght T cells were separated by cell sorting according to the FACS technique after CD4 and CD 18 labeling of blood mononuclear cells.
  • the CD4 + CD18 b ⁇ ght T cells were then activated in vitro with the antico marqués labeled anti-CD3 (10 ⁇ g / ml) and soluble antiico ⁇ s anti-CD28 (1 ⁇ g / ml). The supernatants were recovered after 48 hours of culture and an ELISA test was carried out to detect the presence of IL-10, IL-4 and IFN- ⁇ .
  • the results show that human CD4 + CD18 b ⁇ ht T cells, like their murine counterparts, have the same cytokine production profile as that described for Tri T cells (significant production of IL-10, production of IFN ⁇ and absence IL-4 production) (Fig. 2C).
  • CD4 + CD18 b ⁇ ght T cells in healthy subjects and in patients with Crohn's disease corresponds inversely with that of activated CD25 + CD4 + T cells, as shown by flow cytometry.
  • Example 4 The overexpression of a set of adhesion molecules on the Tri regulatory lymphocytes allows their specific migration towards the inflamed tissues.
  • regulatory CD4 + T cells which, in vivo, modulates harmful immunopathological responses.
  • These cells have potential therapeutic benefits for treating autoimmune diseases, but many of the main aspects of their regulatory mechanisms are still unknown, particularly with regard to their migratory behavior, their exact site of action, and the molecular pathways involved in them. these mechanisms.
  • the migration patterns of the Tri cells were compared with those of the Th1 and Th2 effector cells obtained after differentiation in vitro.
  • Tri cells have been shown to preferentially migrate to inflamed tissue and very little to secondary immune organs, unlike Thl and Th2 cells. Analysis of all known chemokine receptors did not reveal any specific expression which could explain the specific migration of Tri cells. However, under flow conditions, human or mouse Tri cells have an increased arrest on the inflammatory vascular endothelium. Analysis of the adhesion molecules revealed a specific molecular pattern on Tri cells with function and expression upregulated with PSGL-1, LFA-1, alphaV / beta3 and PECAM-1. These results indicate that the Tri cells represent a subset of regulatory T cells specialized in the control of inflammatory sites.
  • the Tri cells preferably migrate to the inflamed colon.
  • IBD inflammatory bowel disease
  • mice Four weeks after the transfer, they underwent intravenous injections of different specific Thl, Th2 and Tri cells of OVA (2 x 10 6 cells) and were fed with OVA in their drinking water, a situation in during which a complete inhibition of colitis is observed with the Tri cells.
  • ris scid CB17 received injections of CD4 CD45RB hl T cells and OVA-specific Tri cells simultaneously (Fig. 3C) or four weeks after reconstitution (Fig. 3B), in the presence or absence of OVA.
  • Analysis of the Tri KJl-26 + cells injected by immunochemistry (Fig. 3C) or by flow cytometry (Fig. 3B) showed that the Tri cells migrate specifically to the inflamed colon even in the absence of their antigen specific.
  • activation of the specific antigen of the Tri cells was necessary to trigger their regulatory function as illustrated by the infiltration of leukocytes and the inflammation observed in mice which were not treated with ovalbumin, despite the presence of infiltrated Tri cells (Fig. 3C).
  • the inventors compared the migration of Tri cells to total cell infiltrate (80% of neutrophils) or of purified CD4 + T cells, isolated from of the inflamed colon of scid mice reconstituted with CD4 + T cells ⁇ RB "(Fig. 4A).
  • the different cell populations were labeled with different fluorescent probes and co-injected intravenously in scid mice reconstituted with cells T CD4 + CD45RB hl four weeks 24 hours after injection, the migration of fluorescent cells to the inflamed colon was analyzed by flow cytometry
  • the increased migration of Tri cells to inflamed tissues was confined because their migration to the inflamed colon was three times greater than the migration of the total leukocyte population and more than 30 times greater due to the migration of purified CD4 T cells isolated from the inflamed colon (Fig. 4A).
  • the specific migration of Tri cells is not limited to the inflamed intestine.
  • Thl, Th2 and Tri cells were labeled with fluorescent calcein and injected 5 days after treatment with Poxazolone. Similar to the IBD model, Tri cells displayed increased migration to the inflamed ear (Fig. 5C and D) compared to Thl and Th2 cells which migrated preferably to the draining lymph nodes and spleen (Fig. 5C and D). For each population, the rate of cells in a given tissue in relation to the total number of cells recovered can be taken as a measure of the relative capacity of these cells to move towards these organs.
  • LFA-1 / ICAM-1 and VLA-4 / VCAM are important mediators of T-cell adhesion during the inflammatory process (Alon and ail, Semin Immunol. 2002 Apr; 14 (2): 93-104) . Therefore, the contribution of both LFA-1 and VLA-4 to the increased adhesion of Tri cells to activated Pendothelium was determined. Using flow chamber adhesion tests coated with recombinant ICAM-1 as a substrate, increased adhesion of Tri cells to PICAM-1 was observed compared to Th1 cells.
  • VLA-4 / ICAM-1 interaction does not appear to be important for the adhesion of the Tri cells because the Tri cells do not stop on the slides coated with VCAM-1 (Fig. 7B).
  • the anti-betal blocking antico ⁇ s or soluble VCAM-1 did not prevent the anêt of the Tri cells on activated Pendothelium whereas they inhibited the adhesion of Thl cells (Fig. 7C).
  • Fig. 8A and B compared to Th1 and Th2 cells
  • the CD31 / PECAM-1 molecule plays a crucial role in diapedesis (Liao and ail, J Exp Med. 1997 Apr 7; 185 (7): 1349-57); higher expression of this molecule on Tri cells could facilitate their passage into the subendothelial compartment.
  • the inventors have also found expressions of higher genes and membranes of the two integrin chains alphaV and beta3 (Fig. 8A, B and C) which produce a dimerized fibronectin receptor, vitronectin and other components of the extracellular matrix (Huang and ail, Oncogene. 2000 Apr 6; 19 (15): 1915-23). Higher membrane expression of alpha V was also confirmed in human Tri cells (Fig. 8B). High expression of alphaV / beta3 on Tri cells could accelerate their progression from the subendothelial compartment towards the other cellular compartments deep within the inflamed organ.
  • Tri cells display an increased and selective capacity to migrate to inflamed tissues.
  • This specific migration of T cells T in the inflammed organs as observed in vivo in two different models does not depend on the type of tissue, because it is observed in the same way in the inflamed colon and skin, nor on the type of inflammation, whether induced by Thl CD4 + T cells in the IBD model (Powrie, h munity. 1994 Oct; l (7): 553-62) or mainly by CD8 + T cells in the irritant model of skin (Kehren and ail, J Exp Med.
  • the migration of leukocytes from the blood stream to the tissues is facilitated by a multi-phase process which, on many occasions, involves (i) capture and turnover of leukocytes by selectins, (ii) rapid activation of leukocyte integrins , (iii) adhesion to endothelial ligands through activated integrins and (iv) diapedesis (Kubes, Semin hnmunol. 2002 Apr; 14 (2): 65-72. Review; Springer, Cell. 1994 Jan 28; 76 (2): 301-14.
  • chemokines and chemokine receptors make an important contribution to the chemo-attraction of selective leukocyte subsets in different different tissues but also for the activation of integrins on leukocytes in order to induce a firm stop on activated endothelial cells (Constantin and ail, Immunity. 2000 Dec; 13 (6): 759-69; Campbell, Science. 1998 Jan 16; 279 (5349): 381-4.).
  • the inventors first observed that the Tri cells displayed rolling capacities on activated vascular endothelial cells and the selectin P under flux. A better firm arrest of the Tri cells was also observed on activated vascular endothelial cells compared to the Thl lymphocytes. During the dissection of the mechanisms of increased adhesion of Tri cells on activated vascular endothelial cells, membrane expression and LFA-1 function have been observed to be upregulated on Tri cells compared to other subsets of T cells. L he importance of the role of LFA-1 for the specific migration of Tri cells has been confined to an in vivo environment where the LFA-1 blockers by ICAM-Fc molecules have inhibited the migration of Tri cells towards the inflamed tissue.
  • Tri cells overexpress a specific set of adhesion molecules which cooperate to induce their migration towards the damaged tissue, PSGL-1, LFA-1, alphaV / beta3 and PECAM-1.
  • PSGL-1 has been shown to be involved in the anet and extravasation stages.
  • PECAM-1 is also a molecule highly involved in the extravasation stage and finally, PalphaV / beta3 induces the migration of cells within tissues through the extracellular matrix (Liao and ail, 1997; Huang and ail, 2000) .
  • Tri cells have a decreasing capacity to adhere to VCAM-1 compared to Th1 cells.
  • VCAM-1 is a central molecule in the generation of humoral responses through interactions of TB cells. the inventors have therefore hypothesized that the absence of VLA-4 function on Tri lymphocytes can ensure that regulatory T cells are excluded from the B cell compartments during the initiation of cell-mediated immune responses B (Leuker and ail J Exp Med. 2001 Mar 19; 193 (6): 755-68).
  • T cell clones and human and mouse T cell populations are generated as described above.
  • Murine T cells were stimulated with OVA peptide (0.6 ⁇ M) and unsuitable total splenocytes (2x10 6 cells / ml).
  • Cytokines were analyzed by ELISA in culture supernatants recovered after 24 h for IL-2 and IL-4 and after 48 h for IL-10 and IFN- ⁇ .
  • the human T cell clones were activated with cross-linked monoclonal anti-CD3 (10 ⁇ g / ml) and anti-CD28 (1 ⁇ g ml) antico ⁇ s, the supernatants were recovered after 24 h for IL-2 and IL-4 and after 48 h for IL-10 and IFN- ⁇ .
  • the results represent combined data from the 3 representative experiments.
  • mice BALB / cAnN mice were obtained from CERJ (Le Genest Saint Isle, France), mice DO 11-10 homozygotes were generously donated by Dr. SD Hurst (DNAX Research Institute, Palo Alto, CA).
  • the BALB / c IL-10 transgenic mice were obtained using the hIL-10 cDNA under the control of the MHC class II promoter10 Ea. All the animals were bred under the usual aseptic conditions, in our pet shop. All mice were females 4 to 8 weeks old at the start of each experiment.
  • the medium used for the cultures of T cells was Yssel medium (Yssel et al., 1984).
  • the dendritic cells were cultivated in RPMI 1640 supplemented with 10% of S VF (Roche, Meylan, France), 2 mM of L-glutamine, 1%> of sodium pyruvate, 2 x 10 "5 M of ⁇ 2 -mercaptoethanol (all from Invitrogen).
  • S VF S fetal, fetal bovine serum
  • 2 mM of L-glutamine 1%> of sodium pyruvate
  • 2 x 10 "5 M of ⁇ 2 -mercaptoethanol all from Invitrogen
  • the inventors used HBSS medium without Ca " ⁇ and Mg " 1 ⁇ containing 2 mM EDTA (all from Invitrogen) and collagenase D (Roche, Meylan, France).
  • Recombinant mouse GM-CSF, TNF-o. And IFN- ⁇ were from R&D ' Systems, Abington, UK.
  • Recombinant mouse IL-10 and IL-4 were generously donated by Dr. RL Coffman, DNAX Research Institute, Palo Alto, CA.
  • the purification and the characterization of the DCs were carried out using anti-CD3 (17A2), anti-CD4 (GK1.5) anti-CD8 (53-6.7), anti-CDl lb (Ml / 70), anti -CDl lc (HL3), CD28 (37.51) .
  • anti-I-Ad AMS-32.1
  • anti-CD62L Mel-14
  • anti-CD80 (16-10A1)
  • anti-CD86 GL1
  • anti-B220 RA3-6B2
  • CD45RB 16A
  • anti-Grl RB6-8C5
  • DEC-205 NLDC-145) (Serotec, RU.).
  • Cytokine assays were performed using anti-IL-4- PE or -FITC (11B11), anti-IFN- ⁇ -PE (XGM1.2), anti-IL-10-FITC (JES-16E3) antibodies ), purified anti-IL-4 (11B11) and anti-IL-10 (2A5), anti-IFN- ⁇ (XGM1.2) and anti-IL-4
  • the anti-IgE (R35-72) and anti-IgG1 (A85-1) antibodies used for the analysis of OVA-specific serum IgGs were from Pharmingen Becton Dickinson.
  • the lysis buffer, metrizamide, LPS, peptide OVA 323.339 , ovalbumin and alum were from Sigma, Saint Quentin Fallavier, France.
  • Flow cytometry The phenotypic analysis of the DC subsets was performed by double or triple staining with biotinylated anti-CDl lc antibodies, followed by streptavidin-Cy-Chromium, anti-CD45RB coupled to PE and a third antico ⁇ s coupled to the FITC.
  • the cells were incubated with the following ACm: anti-IL-4-FITC or -PE, anti-IFN- ⁇ -PE and anti-IL-10-FITC, or control antibodies of corresponding isotype , all at 5 ⁇ g / ml.
  • the samples were analyzed on a FACScan (Becton Dickinson).
  • Dendritic cells derived from bone marrow (DC-MO) DC-MO were generated from spinal progenitors, as previously described, with some modifications (Inaba et al., 1992). In short, the bone marrow was extracted by rinsing the shins and femurs before removing the red blood cells with 0.83% ammonium chloride.
  • the cells were cultured at 37 ° C., on 24-well plates (Becton Dickinson) (10 6 cells / ml / well), in complete RPMI medium supplemented with 10 ng / ml of recombinant murine GM-CSF and 2, 5 ng / ml of recombinant murine TNF- ⁇ , with or without murine recombinant IL-10 (500 ng / ml).
  • the DC-MOs were harvested on D6. Purification of splenic dendritic cells Spleens were cut into small fragments which were digested with collagenase D (1 mg / ml) in HBSS for 20 min at 37 ° C., with constant stirring.
  • the digested fragments were filtered on a 0.7 ⁇ m grid (Becton-Dickinson) and the cell suspension was washed twice in the purification medium.
  • the cells were then deposited in a layer on a metrizamide gradient and centrifuged at 600 g for 10 min.
  • the concentrated cells at the interface were recovered, washed once and resuspended in the purification medium, to dissociate the DC from the lymphocytes.
  • the different T cell lines, B cells and granulocytes were depleted by treating the low density cells recovered, for 30 min at 4 ° C, with a mixture of monoclonal antibodies composed of anti-CD3, anti -B220 and anti-GR-1.
  • the positive cells were recovered magnetically, after incubation for 1 h at 4 ° C. with magnetic beads coated with anti-rat Ig, in a ratio of 10 beads for 1 cell.
  • Preparation of "virgin" TCR transgenic T cells TEN spleen cells of DO 11.10 transgenic OVA TCR mice were prepared as described elsewhere (Groux et al., 1997).
  • CD4 + T cells were enriched by negative selection by means of magnetic beads with a mixture of anti-CD8, anti-B220 and anti-CD1 lb mAbs.
  • the CD4 + / Mell4 b ⁇ ht T cells were then sorted by flow cytometry using anti-CD4-PE and anti-CD62L-FITC (Mell4) antico ⁇ s.
  • the sorted T cell populations were typically 99% positive for the two markers.
  • Differentiation of TCR transgenic T cells by dendritic cells The in vitro T cell differentiation tests were carried out in Yssel medium. The primary stimulation cultures were established by activating purified CD4 + T cells (2.5 ⁇ 10 5 ) by populations of sorted dendritic cells, pulsed with the peptide OVA 323.339 (0.6 ⁇ M) in a total volume of 1 ml, on 24-well plates (Becton Dickinson). The cells were multiplied, harvested on D7, washed three times, counted and restimulated by populations of freshly sorted dendritic cells + 0.3 ⁇ M of peptide OVA 323 - 339 for the second differentiation.
  • the proliferative response was analyzed by the incorporation of 3 H-thymidine during the last 12 hours of culture. Cytology
  • the freshly sorted or stimulated DCs were centrifuged (Cytospin2, Shandon) and stained with May-Griinwald-Giemsa. Quantification in real time quantitative RT-PCR Total RNA of the DC subsets sorted
  • RNA (1 x 10 6 ; purity> 99%) was prepared with TRIZOL (Life Technologies), as described elsewhere (Cottrez et al., 1994), and any possible trace of DNA
  • the contaminating chromosome was digested with DNase I, following the manufacturer's instructions (Gene Hunter, Nashville, TX). Then the RNA was the subject of reverse transcription with an oligo (dT) 12-18 and the reverse transcriptase Superscript II (Life Technologies), as described elsewhere (Cottrez et al., 1994).
  • Quantitative real-time PCR was performed with the SYBR Green PCR Core Reagents Kit, on special 96-well microtiter plates (Applied Biosystems, Courtaboeuf, France) in an ABI PRISM 5700 Sequence Detection System (Applied Biosystems) , following the manufacturer's instructions.
  • the fluorescence signals were generated during each PCR cycle by direct inco ⁇ oration of SYBR Green in the double-stranded DNA chain, to give quantitative information in real time.
  • Primers (MWG Biotech, Ebersberg, Germany) encompassing exon-intron junctions were designed to avoid amplification of genomic DNA and to give amplicons of 100 to 150 bp, in order to increase the efficiency of amplification by PCR.
  • All primers were used under conditions which avoided the formation of dimers, and the fidelity of the amplification products was checked by electrophoresis and enzyme restriction maps. All the cDNAs were titrated on the value of the average expression of 4 different ordinary genes (housekeeping).
  • the experimental conditions of the PCR were as follows: 10 min at 94 ° C, and 40 cycles of 30 s at 94 ° C, 30 s at 60 ° C and 30 s at 72 ° C for each amplification, in a final volume of 20 ⁇ l.
  • the expression of the target genes was measured, after normalization of the RNA concentrations, with the 4 ordinary genes and the values are expressed as factors of increase in the expression compared to a negative control.
  • Cytokine assays IL-4, IL-10 and IFN- ⁇ were assayed by a sandwich ELISA method, as described elsewhere (Cottrez et al, 2000).
  • ELISA plates (Polylabo, France) were covered with appropriate anti-cytokine mAbs in carbonate buffer and incubated at 4 ° C overnight. The reactions were blocked for 30 min at room temperature with 150 ⁇ l of 20% PBS / FCS in each well; 50 ⁇ l of diluted supernatants of CD4 + T cells stimulated in vitro were then added to the wells, before incubating the plates at 4 ° C. overnight. After a washing step, 50 ⁇ l of the biotinylated antico ⁇ s from the second step were added to each well. The plates were incubated for 1 h at room temperature and washed. The 5/000344 59
  • IL-10 induces the differentiation of a distinct subset of DC. It is known that IL-10 induces the differentiation of Tri cells by an indirect effect (Wakkach et al., 2001). Since DCs are essential actors in the differentiation of T cells, the inventors analyzed the effect of IL-10 on the differentiation of DCs from progenitor cells from bone marrow cultured in the presence of GM-CSF and TNF-û. (preliminary experiments have shown that the presence of TNF- ⁇ does not influence the phenotype and the function of DCs, but nevertheless helps to increase the yield and the viability of dendritic cell populations [data not shown]).
  • IL-10 induces the differentiation of a sub- 05/000344 60 distinct set of DCs characterized by the specific expression of CD45RB, which exhibit a pseudo-immature phenotype which cannot be modified by stimulation with LPS. Isolation of the natural equivalent of DCs derived by IL-10 The inventors therefore addressed the question of the influence of IL-10 in vivo on the differentiation of dendritic cells.
  • Enriched splenic DCs isolated from non-transgenic Tg IL-10 mice or BALB / c mice were analyzed for the expression of the specific marker for murine DC1 CD1 le (FIG. 10A).
  • a greater number of CD1 weakly expressing CD1 was observed compared to the normal BALB / c mice (FIG. 10A) or to the non-transgenic controls (data not shown).
  • DC CDl lc Iow differentiated in vitro in the presence of IL-10 CD11c low spleen DCs strongly expressed the CD45RB marker (FIG. 10B).
  • the DCs derived in vitro and the CDllc Iow CD45RB + splenic both have a plasmocytoid mo ⁇ hology (Figure 10C-1), unlike the DC CDllc hlgh which have small dendrites ( Figure 10C-3).
  • the two populations of splenic CD differentiate into fully mature DC with long dendrites ( Figures 10C-2 and 4).
  • the inventors then studied the expression of the molecules IA d of the MHC and of the costimulators CD80 and CD86 on the splenic DC CDl lc low CD45RB + and CDl lc high CD45RB " sorted on FACS, originating from Tg IL-10 mice and from BALB mice / c controls.
  • DC CDl lc Iow CD45RB + purified ex vivo expressed weakly the MHC class II molecules, CD80 and CD86, compared to the CD CDl lc high CD45RB " .
  • DC CDl lc , 0W CD45RB + represent a distinct subset of DC and the product of a separate developmental line, or whether they represent an immature stage of more conventional DC, the in vitro maturation of the isolated DC induced by short-term cultures in the presence of GM-CSF (in order to increase lifespan and recovery rate) and LPS.
  • DC CDl lc low CD45RB + still retained a weak expression of MHC class II molecules and of CD86, which suggests that their pseudo-immature phenotype is stable, at exception of the overexpression of CD80.
  • DC CD11c hlgh CD45RB show increased maturation, with increased expression of MHC class II molecules and of the two costimulators (CD80 and CD86) ( Figure 10D). , these results show that DC CD11c low CD45RB + isolated from the spleen represent in vivo equivalents of DC derived by IL-10.
  • DC CDl lc low CD45RB + weakly express CDl lb and DEC 205 and not CD8 ⁇ at all, which suggests that they do not belong to the "classic" line of myeloid (CDl lb high ) or lymphoid (CDSa) DCs (Shortman and Liu, 2002).
  • DC CDl lc low CD45RB + are negative in B220 (Lu et al, 2001; Martin et al, 2002).
  • these cells do not express specific markers of T cells (CD4 and CD2) ( data not pr sented).
  • An important part of the specific function of DC is dictated by the secretion of cytokines distinct sets.
  • the inventors therefore analyzed, by quantitative RT-PCR, the relative expression of several important cytokines on CD1 lc low CD45RB + and CDllc high CD45RB " dendritic cells freshly sorted or activated by LPS. After activation by LPS, the DCs CDl lc l0W CD45RB + secreted IL-10 while DC CDl lc high CD45RB " secreted IL-12. Both populations showed secretion of IL-1/5, further increased by activation by LPS, but did not secrete IFN- ⁇ , even after 24 h of activation by LPS ( Figure 11B).
  • Purified “virgin” CD4 + T cells were stimulated by OVA (0.6 ⁇ M), at different DC / T ratios, for one week. Then the T cells were harvested, washed and stimulated again, in the same conditions, with 0.3 ⁇ M of OVA.
  • Dendritic cells were differentiated from CD34 + progenitor cells with GM-CSF and 1TL-4 in the presence or absence of IL-10, as indicated. After 6 days, the dendritic cells were sorted according to the expression of CD1 le and labeled with the indicated antico ⁇ s. The purified cells were also stimulated with LPS for 24 hours, then analyzed by cytofluorometry. Tolerogenic dendritic cells differentiated in the presence of IL-10 expressed low levels of CD11c, and low levels of HLA-DR, CD80 and CD86 molecules. Activation with LPS did not increase the expression of HLA-DR and CD86 for this population, unlike the effect of LPS on the other DC populations tested.

Abstract

L'invention a pour objet un procédé d'identification de lymphocytes Tr1 régulateurs dans un échantillon biologique basé sur la détermination de la présence simultanée du groupe de molécules CD4, CD18 et/ou CD11a, CD49b et, le cas échéant, par la mise en évidence d'une surexpression des gènes codant pour les molécules CD4, PSGL-1, PECAM-1 et alphaV/beta3. L'invention a également pour objet un procédé de quantification et un procédé de pronostic ou de diagnostic de maladies auto-immunes ou inflammatoires basé sur ledit procédé d'identification. L'invention a également pour objet un procédé d'enrichissement en lymphocytes Tr1 régulateurs basé sur la détermination de la présence simultanée de ces molécules. L'invention a enfin pour objet l'utilisation d'une composition enrichie selon ledit procédé d'enrichissement pour le traitement d'une maladie auto-immune ou inflammatoire, notamment la maladie de Crohn.

Description

PROCEDE D'IDENTIFICATION DE LYMPHOCYTES TRI REGULATEURS PAR LA PRESENCE ET LA SUREXPRESSION DE MOLECULES SPECIFIQUES ET SES APPLICATIONS. L'invention a pour objet un procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs dans un échantillon biologique basé sur la détermination de la présence simultanée du groupe de molécules CD4, CD 18 et/ou CD 11 a, CD49b et, le cas échéant, par la mise en évidence d'une surexpression des gènes codant pour les molécules CD4, PSGL-1, PECAM-1 et alphaN/beta3. L'invention a également pour objet un procédé de quantification et un procédé de pronostic ou de diagnostic de maladies auto-imrnunes ou inflammatoires basé sur ledit procédé d'identification. L'invention a également pour objet un procédé d'enrichissement en lymphocytes Tri régulateurs basé sur la détermination de la présence simultanée de ces molécules. L'invention a enfin pour objet l'utilisation d'une composition enrichie selon ledit procédé d'enrichissement pour le traitement d'une maladie auto-immune ou inflammatoire, notamment la maladie de Crohn.
La tolérance immunitaire est obtenue par différents mécanismes permettant au système de distinguer le soi du non soi. De plus, le système immunitaire est exposé à des stimulations répétées d'antigènes non pathogènes. Afin d'éviter des activations cellulaires et des inflammations chroniques non souhaitées, le système immunitaire présente des mécanismes coopérant dans le maintien d'une tolérance faisant participer des cellules T anergiques (Blac man et al, 1990, Nature 345, 540-542 ; Jones et al, 1990b, J Exp Med 172, 1277-1285), l'inactivation des cellules T par apoptose (Jones et al, 1990a, Science 250, 1726- 1729 ; Webb et als 1990, Cell 63, 1249-1256), et une suppression immunitaire active (Rocken et al, 1996, Immunol Rev 149, 175-194 ; Weiner et al, 1997, Annu Rev Med 48, 341-351). La suppression immunitaire active est médiée par des cellules T spécialisées dont la fonction est de supprimer la prolifération et l'activation des cellules T effectrices. Des études récentes ont démontré que des cellules régulatrices désignées Tri font partie des cellules T CD4+ (Chen et al, 1994, Science 265, 1237-1240 ; Groux et al., 1997, Nature 389, 737-742 ; Me Guirck et al, 2002, J Exp Med 195, 221-231 ; Powrie et al, 1994, J Exp Med 179, " 589-600), et que leur fonction est dépendante de la présence d'IL-10 (Asseman et al, 1999, J Exp Med 190, 995-1004 ; Barrât et al, 2002 J Exp Med 195, 603-616 ; Groux et al, 1997) et de TGF-β (Groux et al, 1997 ; Kitani et al, 2000, J Immunol 165, 691-702). Parmi les lymphocytes T CD4+, également dénommés lymphocytes T auxiliaires (T helpers), on distingue classiquement 2 types principaux de lymphocytes T auxiliaires: les lymphocytes Thl, impliqués dans le développement de la réponse immune cellulaire, produisent des cytokines pro-inflammatoires telles que l'interleukine-2 (IL-2) et l'interféron gamma (IFNγ) et présentent des effets activateurs des macrophages; les lymphocytes Th2, qui produisent des cytokines telles que les interleukines IL-4, IL-6, IL- 10 et IL-13, favorisent la sécrétion d'anticorps. Dans le thymus, la tolérance centrale est un mécanisme bien établi qui implique une délétion des cellules T autoréactives après interaction avec des cellules dendritiques (DC) dérivées de la moelle osseuse. Toutefois, les mécanismes par lesquels les cellules Tr se forment in vivo et exercent leurs effets immunorégulateurs restent à définir et font l'objet d'intenses recherches. En particulier, certaines maladies autoimmunes et/ou inflammatoires font intervenir des cellules Tri . Les maladies auto-immunes sont dues à une dérégulation du système immunitaire, qui se traduit par une réponse immune indésirable d'un organisme vis- à-vis de ses propres antigènes. On a tenté de manipuler les antigènes à l'origine de ces pathologies ou les cellules T agressive spécifiques de ces antigènes, mais les résultats obtenus ont souvent été très limités notamment par l'absence d'une connaissance de tous les antigènes impliqués dans la pathologie concernée. En effet, les auto antigènes proprement dits, ou les antigènes responsables des désordres inflammatoires et auto-immuns ne sont pas toujours connus, ou sont différents d'un individu à l'autre (part de l'héritage génétique). Les traitements utilisés actuellement dans ces maladies sont soit des traitements palliatifs (insuline dans le cas du diabète, anti-histaminiques dans le cas des désordres allergiques) soit des traitements systémiques par des antiinflammatoires (AINS) et/ou des immuno-suppresseurs (glucocorticoïdes, cyclosporine, anticorps...). Il y a donc clairement un besoin pour un traitement immunosuppresseur puissant mais limité à l'organe atteint ou plus précisément à la zone d'hyperactivité du système immunitaire. Les cellules Tri, lorsqu'elles sont re-stimulées par l'antigène utilisé pour leur induction, ne prolifèrent que faiblement, produisent des quantités très élevées d'IL-10, de très faibles quantités d'IL-2, et ne produisent pas d'IL-4. Lorsque des cellules Tri activées sont cultivées en présence d'autres cellules T CD4+ elles suppriment la prolifération de celles-ci en réponse à un antigène; cet effet résulte de la sécrétion de cytokines, et notamment d'IL-10, par les lymphocytes Tr, et non d'une action directe de ceux-ci sur les cellules T CD4+ ; il peut donc être obtenu sans avoir à connaître l'antigène responsable de la prolifération de ces cellules. Ceci présente un avantage important dans le cas de maladies auto-immunes, dont on peut ainsi envisager le traitement sans qu'il soit nécessaire de connaître l'antigène exact contre lequel sont dirigées les cellules pathogéniques. II a ainsi été observé, dans un modèle expérimental de maladie de Crohn chez la souris dans lequel les cellules pro-inflammatoires sont dirigées contre des bactéries commensales de la flore digestive, que l'administration aux animaux des cellules Tri dirigées contre l'ovalbumine, accompagnée de l'administration d'ovalbumine dans la nourriture, permettait de prévenir l'instauration d'une inflammation chronique du colon (Groux et al, 1997, Nature 389, 737-742). D'autre part, dans des travaux sur différents modèles animaux de maladie de Crohn, de sclérose en plaques, ou de réaction du greffon contre l'hôte, les inventeurs ont montré que les cellules inhibitrices Tri étaient capables non seulement de prévenir, mais aussi de guérir ces différentes pathologies (Foussat et al. Submitted, Barrât et al. J. Exp. Med. 2002, 4, 603).
Le document MOTTET et al. (Journal of Immunology, vol.170, no 8, 15 avril 2003, pages 3939-3943) concerne l'étude de la capacité des cellules T CD4+CD25+ régulatrices, connues pour leur rôle dans la prévention de pathologies immunes médiées par des cellules T, à améliorer une inflammation établie. L'étude montre que les cellules T CD4+CD25+ sont capables de traiter une inflammation intestinale et suggère que de telles cellules CD4+CD25+ peuvent être bénéfiques dans le traitement de maladies inflammatoires chroniques. Des cellules Tri obtenues à partir des cellules T d'un patient sont donc potentiellement utilisables dans le cadre d'une thérapie cellulaire pour réguler la réponse immunitaire chez ce patient. Elles sont ainsi utilisables notamment pour prévenir ou soigner, non seulement les maladies auto-immunes et inflammatoires mentionnées ci-dessus, mais également toute autre pathologie caractérisée par une réponse inflammatoire aberrante, comme le diabète, le psoriasis, l'athérosclérose, la polyarthrite rhumatoïde ou l'asthme; elles sont également utilisables dans le traitement des rejets de greffe ou de la réaction du greffon contre l'hôte. Ainsi, parmi les maladies auto-immunes dans lesquelles des cellules Tri peuvent être utilisées, on cite les maladies choisies dans le groupe constitué de l'hépatite active chronique, la maladie d'Addison, le syndrome anti-phospholipide, l'allergie atopique, la gastrite atrophique auto-immune, l'achlorhydrie auto- immune, la maladie céliaque, la maladie de Crohn, le syndrome de Cushings, la dermatomyosite , le diabète de type I, le lupus discoïde, l'érythématose, le syndrome de Goodpasture, la maladie de Grave, la thyroïdite d'Hashimoto, l'atrophie adrénale idiopathique, le diabète insulinodépendant, le syndrome de Lambert-Eaton, l'hépatite lupoïde, certains cas de lymphopénie, la sclérose en plaques, le pemphigus vulgaris ou foliacé, le pemphigoïde huileux, l'anémie pernicieuse, l'uvéitite phacogénique, la polyarthrite, la cirrhose biliaire primaire, la cholangite sclérosante primaire, le psoriasis, le syndrome de Reiter, la polychondrite, l'arthrite rhumatoïde, le syndrome de Schmidt, la sclérodermose, le syndrome de Sjogren, le Lupus Erythémateux Systémique, Partérite de Takayasu, l'artérite temporaire, la thyrotoxicose, la résistance à l'insuline de type B , la colite ulcérative, la granulomatose de Wegener, la myasthénie gravis, la maladie de Guillain-Barré, l'uréite auto-immune, l'anémie auto-immune hémolytique, la thrombocytopénie auto-immune, l'oophorite auto-immune, la maladie de Behcet, la dermatite herpétiforme, la polymyosite, la dermatomyosite, les spondyloarthropathies comme la spondylite ankylosante, le vitiligo. Une des difficultés dans l'utilisation des lymphocytes Tri régulateurs est de pouvoir les identifier de manière simplifiée et sûre à partir d'une population lymphocytaire. Les techniques actuelles d'identification des lymphocytes Tri régulateurs consistent à étudier le profil de production des cytokines par une population de lymphocytes susceptible de comprendre des lymphocytes Tri régulateurs. Notamment, Groux et al. (Nature, 389, 737-742, 1997) décrit que cette population de lymphocytes produit des quantités très élevées d'interleukine 10 (IL- 10), des quantités importantes de TGF-β (tumor growth factor β), de très faibles quantités d'interleukine 2 (IL-2) et ne produit pas d'interleukine 4 (IL-4). L'homme de l'art peut confirmer la présence de lymphocytes Tri régulateurs dans une population lymphocytaire en étudiant la réponse proliférative des lymphocytes T CD4+ présents dans ladite population : lorsque les lymphocytes Tri régulateurs sont cultivés en présence de lymphocytes T CD4+, ils suppriment la prolifération de ceux-ci en réponse à un antigène (Groux et al., Nature, 389, 737-742, 1997). Ces techniques d'identification présentent l'inconvénient d'être longues et laborieuses. Ainsi, il existe aujourd'hui un besoin de disposer d'une technique rapide et efficace pour identifier la présence ou l'absence de lymphocytes Tri régulateurs à partir d'un échantillon contenant une population lymphocytaire. Un tel procédé pourrait être également avantageux car il permettrait d'enrichir une population lymphocytaire en lymphocytes Tri régulateurs. Ceci est justement l'objet de la présente invention. L'invention a ainsi pour objet un procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs présents dans un échantillon biologique comprenant des lymphocytes, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) déterminer la présence simultanée des produits d'expression par lesdits lymphocytes des gènes codant pour la molécule CD4 et l'ensemble des molécules du groupe A, ledit groupe A étant constitué par les molécules CD 18 et/ou CD 11 a, et CD49b ; et b) identifier comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui expriment simultanément les gènes codant pour la molécule CD4 et l'ensemble des molécules du groupe A. Par groupe A constitué par les molécules CD18 et/ou CDl la, et CD49b, on entend désigner le groupe A constitué par : - soit les molécules CD 18 et CD49b ; - soit les molécules CD1 la et CD49b ; ou - soit les molécules CD 18, CD1 la et CD49b. Parmi les échantillons biologiques comprenant des lymphocytes dans lesquels on cherche à identifier la présence de lymphocytes Tri régulateurs, on préfère les échantillons biologiques issus de sang périphérique prélevé chez un sujet, les échantillons biologiques issus d'un procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs à partir d'une population de cellules, notamment des lymphocytes, le cas échéant issues d'un prélèvement chez un sujet, ou encore issus de cellules progénitrices. Le procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs selon la présente invention peut être réalisé sur tout échantillon biologique comprenant une population de lymphocytes dont on cherche à déterminer si elle contient des lymphocytes Tri régulateurs. Le sujet chez qui le prélèvement de l'échantillon biologique est effectué peut être tout mammifère, notamment la souris, de préférence l'homme. De préférence, ce sujet peut être soit sain, soit atteint d'une maladie auto-immune ou inflammatoire. L'expression « sujet sain » selon l'invention comprend tout sujet, de préférence l'homme, non atteint d'une maladie auto-immune ou inflammatoire. Une liste de maladies auto-immunes a été donnée plus haut ; les maladies inflammatoires sont des maladies dans lesquelles on observe une infiltration de cellules mononucléaires, une prolifération de fibroblastes et de nouveaux vaisseaux sanguins, menant à une augmentation des tissus connectifs, et une destruction tissulaire. On note notamment les maladies inflammatoires chroniques de l'intestin. L'échantillon biologique peut être également issu de procédés de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs, ces procédés étant bien connus de l'homme du métier. Parmi ces procédés de préparation, on peut citer par exemple le procédé décrit dans la publication d'un inventeur (Groux et al., Nature, 389, 737- 742, 1997), qui consiste à stimuler de façon répétée des cellules T CD4+ avec l'antigène en présence d'IL-10. On peut également citer le procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs décrit dans la demande de brevet internationale d'un inventeur publiée le 21 novembre 2002 sous le numéro WO 02/092793 : ce procédé consiste en la mise en culture de lymphocytes T CD4+ en présence de cellules présentatrices d'antigène artificielles exprimant une molécule HLA de classe II et la molécule LFA-3 (CD58) humaine, mais n'exprimant aucune des molécules co-stimulatrices B7-1 (CD80), B7-2 (CD86), B7-H1, CD40, CD23 et ICAM-1 (CD54). Un autre procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs est donné dans l'exemple 5 ci-après, procédé qui consiste à obtenir in vitro une population de cellules dendritiques humaines à partir de cellules progénitrices humaines, . lesquelles cellules dendritiques sont capables d'induire la différenciation de lymphocytes T humains en lymphocytes Tri régulateurs. Par produit d'expression d'un gène codant pour une molécule dans le procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs selon la présente invention, on entend désigner, pour chacune de ces molécules, le produit d'expression du gène codant pour ladite molécule, celui-ci pouvant être soit le produit de traduction dudit gène, à savoir le peptide codé par ledit gène, ou encore le produit de transcription dudit gène, à savoir l'ARNm codant pour ladite molécule. De préférence, le produit d'expression est ladite molécule exprimée à la surface desdits lymphocytes ou l'un de ses fragments représentatifs, à savoir un fragment de ladite molécule dont la présence à la surface des lymphocytes permet de conclure à l'expression de cette molécule à la surface des lymphocytes (phénotype « + » pour ladite molécule). Les inventeurs ont en effet mis en évidence que les lymphocytes Tri régulateurs peuvent être identifiés en déterminant la présence simultanée du produit d'expression par cesdits lymphocytes du gène codant pour la molécule CD4 et des gènes codant pour les molécules du groupe A (voir exemples 2 et 3). Les molécules CDl la et CD 18 sont associées à la surface des lymphocytes pour former la β2-intégrine dimérique CDl la/CD 18, qui porte également le nom de LFA-1 pour Lymphocytes Function Associated Antigen-1 (antigène 1 associé à la fonction des lymphocytes). La présence de cette β2-intégrine pourra donc être identifiée en déterminant la présence soit du produit d'expression par cesdits lymphocytes du gène codant pour la molécule CDl la, soit du produit d'expression du gène codant pour la molécule CDl 8, soit simultanément de ces deux produits d'expression. Les inventeurs ont mis en outre en évidence que les lymphocytes Tri régulateurs peuvent être également identifiés indépendamment du procédé d'identification ci-avant par la surexpression d'au moins 1, de préférence d'au moins 2, 3, 4 ou de tous les gènes codant pour les molécules CDl la, CDl 8, PSGL- 1, PECAM-1 et/ou alphaV/beta 3, par comparaison avec l'expression par des lymphocytes connus comme étant de type Thl ou Th2, notamment des lymphocytes Thl ou Th2 issus de clones (voir exemple 4). La molécule PSGL-1, ou P-selectin glycoprotein-ligand-1 (ligand majeur de type glycoprotéine pour la P-sélectine) est une molécule d'adhésion cellulaire (CAM pour Cell Adhésion Molécule) appartenant à la famille des sélectines. La molécule PECAM-1 ou Platelet-Endothelial Cell Adhésion Molécule- 1 (molécule d'adhésion cellulaire de l'endothélium et des plaquettes) également dénommée molécule CD31, est une molécule CAM appartenant à la famille des molécules Ig-like. La molécule alphaN/beta3 également dénommée molécule CD51/CD61, ou
VNR pour vitronectin receptor (récepteur de la vitronectine), est une molécule CAM appartenant à la sous-famille des β3-intégrines. Selon un mode de réalisation particulier de l'invention, le procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs ci-avant basé sur l'expression des molécules du groupe A est caractérisé en ce que :
- à l'étape (a) on compare en outre l'expression par lesdits lymphocytes d'au moins un gène choisi parmi les gènes codant pour les molécules du groupe B suivant : CDl la, CDl 8, PSGL-1, PECAM-1 et alphaV/beta 3, ladite expression étant comparée avec l'expression dudit même gène par des lymphocytes de type Thl ou Th2 ; et
- en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment au moins l'un desdits gènes codant pour les molécules du groupe B. Par lymphocytes qui surexpriment au moins l'un des gènes codant pour les molécules du groupe B on entend désigner des lymphocytes dont l'expression d'au moins l'un desdits gènes est significativement plus importante. que l'expression de ces mêmes molécules par les lymphocytes de type Thl ou Th2 ; de préférence, ladite surexpression par les lymphocytes Tri régulateurs par rapport à celle obtenue par les lymphocytes Thl ou Th2 est au moins 2, 3, 4, 5, -7 ou 10 fois supérieure à l'expression sur les lymphocytes de type Thl ou Th2. De préférence, les lymphocytes Thl ou Th2 sont des lymphocytes Thl ou Th2 issus de clones habituellement obtenus sur des sites inflammatoires notamment cutanés qui sont différenciés in vitro en présence d'IL-4 pour les Th2 ou d'IL-12 pour les Thl. Selon un autre mode de réalisation particulier de l'invention, le procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs est caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on compare l'expression d'au moins deux desdits gènes du groupe B et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment les deuxdits gènes du groupe B. Selon encore un autre mode de réalisation particulier de l'invention, le procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs est caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on compare l'expression de tous les gènes du groupe B et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment tous les gènes du groupe B. De manière préférée, le procédé d'identification selon l'invention est caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on compare l'expression d'au moins trois desdits gènes du groupe B et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment les troisdits gènes du groupe B De manière encore préférée, le procédé d'identification selon l'invention est caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on compare l'expression d'au moins quatre desdits gènes du groupe B et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment les quatre dits gènes du groupe B L'invention peut également avoir pour objet un procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs présents dans un échantillon biologique comprenant des lymphocytes, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) comparer l'expression par lesdits lymphocytes d'au moins un gène choisi parmi les gènes codant pour les molécules du groupe B suivant : CDl la, CD18, PSGL-1, PECAM-1 et alphaV/beta 3, ladite expression étant comparée avec l'expression dudit même gène par des lymphocytes de type Thl ou Th2 ; et b) identifier comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment au moins l'un desdits gènes codant pour les molécules du groupe B. En outre, les lymphocytes Tri régulateurs peuvent également être identifiés par le procédé d'identification selon l'invention dans lequel on détermine en outre la présence du produit d'expression par cesdits lymphocytes du gène codant pour la molécule CD3. Ainsi, de manière encore préférée, l'invention a pour objet un procédé d'identification selon l'invention caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on détermine en outre et simultanément la présence du produit d'expression par lesdits lymphocytes du gène codant pour la molécule CD3 et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui expriment en outre simultanément le gène codant pour la molécule CD3. Selon le procédé selon l'invention, l'identification des molécules à la surface des lymphocytes pourra être réalisée par toute méthode appropriée permettant d'identifier spécifiquement la présence simultanée de ces molécules. Parmi ces méthodes, on préfère les méthodes pour lesquelles l'identification de ces molécules à la surface des lymphocytes est réalisée à l'aide d'anticorps, polyclonaux, monoclonaux, ou recombinants, ou leurs fragments, ou encore de ligands, capables de reconnaître spécifiquement ces molécules, ces anticorps ou fragments d'anticorps pouvant être, le cas échéant, marqués. De préférence, le procédé d'identification selon l'invention est caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on détermine la présence simultanée desdites molécules du groupe A exprimées à la surface desdits lymphocytes. Dans un mode préféré de réalisation du procédé d'identification selon l'invention, on détermine caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on détermine la présence simultanée desdites molécules exprimées à la surface desdits lymphocytes au moyen d'anticorps spécifiques desdites molécules. Parmi les anticorps spécifiques desdites molécules qui peuvent être utilisés dans le procédé d'identification selon l'invention, on peut citer notamment, mais sans s'y limiter les anticorps anti-CD4 humain ou murin tels que ceux sécrétés par les clones RPA-T4 et H129-19 (Becton Dickinson, Le Pont de Claix - FR), les anticorps anti-CD18 humain ou murin tels que ceux sécrétés par les clones 6.7, C71/16, et Game-46 (Becton Dickinson), les anticorps anti-CDl la murin tels que ceux sécrétés par le clone Ml 7/4 (Biocompare, South San Fransisco - US), les anticorps anti-CD49b humain ou murin tels que ceux sécrétés par les clones AK-7 et Hal/29 (Becton Dickinson), les anticorps anti-CD31 murin tels que ceux sécrétés par le clone MEC 13.3 (Becton Dickinson), et les anticorps anti-CD3 humain tels que ceux sécrétés par le clone UCHT-1 (Caltag, Burlingame, US). Comme exemples de ligands naturels autres que des anticorps capables de reconnaître ces molécules, on pourra citer par exemple, mais sans s'y limiter, pour la molécule CD18 (LFA-1), les ligands hu-soluble ICAM-1 (CD54), hu-ICAM-lFc chimera, hu-ICAM-2Fc chimera (CD 102), huICAM-3Fc chimera (CD50), mu ICAM-1 (CD54), mu-ICAM-2Fc chimera (CD 102), muICAM-3Fc chimera (CD50), muICAM-5Fc chimera (CD50), JAM-1 , JAM-2, JAM-3 ; tous ces ligands sont disponibles dans le commerce (notamment R&D Systems, Minneapolis - US). Dans un mode de réalisation particulièrement préféré du procédé d'identification selon l'invention, l'identification des molécules dont on cherche à déterminer la présence simultanée à la surface des lymphocytes présents dans ledit échantillon biologique à tester est réalisée de préférence par immunofluorescence, ou encore par une méthode radio-immunologique ou immuno-enzymatique. En général, pour la préparation d'anticorps polyclonaux, monoclonaux, ou leurs fragments, ou encore recombinants, on pourra se référer aux techniques bien connues de l'homme de l'art, techniques qui sont en particulier décrites dans le manuel « Antibodies » (Harlow et al., Antibodies: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Publications pp. 726, 1988) ou à la technique de préparation à partir d'hybridomes décrite par Kohler et al. (Kôhler et Milstein. Nature, 256: 495-497, 1975). Des anticorps spécifiques du procédé selon l'invention peuvent être obtenus par exemple à partir de sérum ou de cellule d'un animal immunisé spécifiquement contre ces molécules. Par fragment d'anticorps capable de reconnaître spécifiquement ces molécules, on entend désigner en particulier les fragments d'anticorps comprenant tout fragment dudit anticorps capable de se fixer spécifiquement sur l'épitope de ladite molécule sur laquelle se fixe l'anticorps dont ledit fragment est issu. Des exemples de tels fragments incluent en particulier des anticorps simple chaîne (scFv) ou des fragments monovalents Fab ou Fab' et des fragments divalents tels que F(ab')2, qui possèdent la même spécificité de fixation que l'anticorps dont ils sont issus. Ces fragments d'anticorps peuvent être obtenus à partir des anticorps polyclonaux ou monoclonaux par des méthodes telles que la digestion par des enzymes, comme la pepsine ou la papaïne et/ou par clivage des ponts disulfures par réduction chimique. D'une autre manière ces anticorps, ou leurs fragments, pourront également être obtenus par recombinaison génétique (anticorps recombinants). Les anticorps ou leurs fragments, capables de reconnaître spécifiquement ces molécules, peuvent également se présenter sous forme d'anticorps marqués afin d'obtenir un signal directement ou indirectement détectable et, de préférence, quantifiable. Les anticorps marqués, ou leurs fragments, qui peuvent être utilisés dans le procédé d'identification selon la présente invention sont par exemple et de préférence des anticorps dits immunoconjugués qui sont conjugués avec des marqueurs fluorescents qui incluent notamment la fluorescéine et ses dérivés, tels que l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC), ou encore l'allophycocyanine (APC), la phycoérytlnïne-cyanine 5 (PC5) et la phycoérythrine (PE), le diacétate de fluorescéine fluorescente verte, la calcéine AM, la tétraméthyl rhodamine fluorescente rouge ou encore la rhodamine. et ses dérivés, la GFP (GFP pour « Green Fluorescent Protein »), le dansyl, l'umbelliférone etc.. De tels anticorps immunoconjugués sont disponibles dans le commerce, notamment l'anti-CD4 APC-conjugué (RPA-T4, Beckton Dickinson), l'anti-CD3 PC5-conjugué (UCHT-1, Caltag, Burlingame, US), l'anti-CD18 PE-conjugué (6.7, Beckton Dickinson) et l'anti-CD49b FITC-conjugué (AK-7, Beckton Dickinson) chez l'homme, et l'anti-CD4 de souris PC5-conjugué (H129-19, Beckton Dickinson), l'anti-CD18 de souris PE-conjugué (C71/16, Beckton Dickinson) et l'anti-CD49b de souris FITC-conjugué (Hal/29, Beckton Dickinson). Les anticorps marqués, ou leurs fragments, qui peuvent être utilisés également dans le procédé d'identification selon la présente invention incluent également des anticorps immunoconjugués conjugués avec des enzymes telles que la péroxydase, la phosphatase alkaline, la β-D-galactosidase, la glucose oxydase, la glucose amylase, Panhydrase carbonique, l'acétyl-cholinestérase, le lysozyme, la malate déhydrogénase ou la glucose-6 phosphate déhydrogénase ou par une molécule comme la biotine, la digoxigénine ou la 5-bromo-désoxyuridine. Dans de tels conjugués, les anticorps ou leurs fragments peuvent être préparés par des méthodes connues de l'homme de Part. Ils peuvent être couplés aux enzymes ou aux marqueurs fluorescents directement ou par l'intermédiaire d'un groupe espaceur ou d'un groupe de liaisons tel qu'un polyaldéhyde, comme le glutaraldéhyde, l'acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA), l'acide diéthylènetriaminepentaacétique (DPTA), ou en présence d'agents de couplage tels que le périodate etc.. Les conjugués comportant des marqueurs de type fluorescéine peuvent être préparés par réaction avec un isothiocyanate. D'autres conjugués peuvent inclure également des marqueurs chimioluminescents tels que le luminol et les dioxétanes ou des marqueurs bioluminescents tels que la luciférase et la luciférine. Parmi les marqueurs pouvant être fixés sur ces anticorps ou sur leurs fragments qui peuvent être utilisés dans le procédé d'identification selon la présente invention, on peut également citer les marqueurs radioactifs tels que i4C, 36C1, 57Co, 58Co, 51Cr, 152Eu, 59Fe, 3H, 125I, i311, 32P, 35S, 75SE et 99mTc qui peuvent être détectés par des moyens connus tels que le compteur gamma ou à scintillations, par autoradiographie, etc.. Toute méthode classique dépendant de la formation d'un complexe immun anticorps-molécule (antigène) peut être mise en oeuvre pour réaliser une telle identification. Ladite méthode, si elle est de type radio-immunologique ou immuno- enzymatique peut être une méthode par compétition ou par sandwich, ou toute méthode connue de l'homme de Part. Dans un mode de réalisation particulièrement préféré, l'étape (a) de détermination du procédé d'identification selon la présente invention est réalisée à l'aide d'anticorps marqués avec des marqueurs fluorescents. De préférence encore, chacun desdits anticorps ou fragment d'anticorps spécifique d'une molécule dont on veut déterminer la présence, sera marqué avec un marqueur différent pour chacune des spécificités. De manière encore plus préférée, ladite méthode d'identification permet également de quantifier dans l'échantillon biologique à tester le nombre ou la proportion de lymphocytes présentant simultanément lesdites molécules dont on cherche à identifier la présence, comme par exemple, mais sans s'y limiter, la méthode d'identification et de quantification utilisée dans les exemples 2, 3 et 4 ci- après. Selon un mode particulier de réalisation de l'invention, le procédé est caractérisé en ce que lesdits marqueurs sont fluorescents et sont choisis dans le groupe constitué de P isothiocyanate de fluorescéine (FITC), l'allophycocyanine (APC), la phycoérythrine-cyanine 5 (PC5), la phycoérythrine (PE), le diacétate de fluorescéine fluorescente verte, la calcéine AM, et la tétraméthyl rhodamine fluorescente rouge. Parmi les procédés d'identification que l'on peut utiliser, il existe la technique FACS (flluorescence-activated cell sorter), qui consiste en un système électronique pour séparer les cellules selon leur taille et l'intensité de la fluorescence qu'elles émettent après divers marquages. L'appareil prépare des microgouttes de la suspension cellulaire qui sont diluées de façon à ne contenir qu'une seule cellule. La microgoutte passe devant un faisceau lumineux à rayon laser et les cellules sont analysées (histogramme) et séparées sur la base de leur fluorescence et/ou de leur taille. Dans un mode préféré de réalisation, le procédé d'identification selon l'invention est caractérisé en ce qu'à l'étape (a) la détermination de la présence simultanée desdites molécules du groupe A exprimées à la surface desdits lymphocytes est mise en œuvre par cytométrie de flux. On entend par cytométrie de flux toute technique permettant le comptage et la mensuration de cellules, notamment la technique FACS telle que décrite plus haut. Lorsque l'étape (a) de détermination du procédé d'identification selon la présente invention est réalisée à l'aide d'immunoconjugués fluorescents (tels que des anticorps fluorescents), on préfère un procédé d'identification selon l'invention dans lequel, à l'étape (a) dudit procédé, la molécule CD 18 est déterminée comme présente à la surface desdits lymphocytes lorsque le niveau d'intensité de fluorescence obtenu pour cette molécule correspond à celui obtenu pour cette même molécule à la surface des cellules monocytaires (« CD18bright »). Selon un mode préféré de réalisation, le procédé d'identification selon l'invention est caractérisé en ce qu'à l'étape (a) dudit procédé on détermine, pour la molécule CD 18, la présence d'une intensité de fluorescence de type CD18bright. Ainsi, par exemple, par phénotype « CD3+ CD4+ CDlδbright » pour des lymphocytes T humains on entend désigner des lymphocytes qui expriment des molécules ou antigènes CD3, CD4 et CD 18 à la surface cellulaire, l'intensité de fluorescence du marquage de la molécule CD 18 étant égale à l'intensité de fluorescence de ce même marquage retrouvée sur les cellules monocytaires (cf. Figure 15). La comparaison de l'expression par lesdits lymphocytes des gènes codant pour les molécules du groupe B peut être effectuée par comparaison de la quantité d'ARNm exprimé pour cesdits gènes. Une telle comparaison de l'expression d'ARNm peut être effectuée en utilisant la technique d'amplification en chaîne par polymérase précédée d'une étape de transcription inverse (RT-PCR). Selon un mode de réalisation, le procédé d'identification selon la présente invention est caractérisé en ce que : - à l'étape (a) la comparaison de l'expression par lesdits lymphocytes d'au moins un gène codant pour les molécules du groupe B est effectuée par comparaison de la quantité d'ARNm exprimé pour ledit gène ; et - en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment l'ARNm dudit gène. Selon un autre mode de réalisation, le procédé d'identification selon la présente invention est caractérisé en ce que l'on mesure la quantité d'ARNm par RT- PCR quantitative. Selon un autre mode préféré de réalisation, le procédé d'identification selon l'invention est caractérisé en ce que l'échantillon biologique est issu d'un prélèvement de sang périphérique ou d'un organe inflammatoire chez un sujet. De préférence, le prélèvement dudit échantillon biologique dans le procédé selon l'invention est effectué chez un sujet atteint ou susceptible d'être atteint d'une maladie auto-immune ou inflammatoire. De manière encore plus préférée, ledit sujet est atteint de la maladie de
Crohn ou de la sclérose en plaques. Dans un autre mode de réalisation, le procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs selon l'invention est caractérisé en ce que l'échantillon biologique est issu d'un procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs à partir d'une population de lymphocytes issus d'un prélèvement chez un sujet. De préférence, ledit procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs à partir de la population de lymphocytes comprend au moins une étape d'activation de lymphocytes T CD4+ de ladite population de lymphocytes en présence d'un antigène et d'interleukine 10. Egalement, ledit procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs comprend les étapes suivantes : a) obtenir un échantillon biologique contenant des cellules présentatrices d'antigène artificielles qui expriment une molécule du système HLA de classe II et une molécule de LFA-3 humain et qui n'expriment aucune des molécules de co- stimulation B7-1, B7-2, B7-H1, CD40, CD23 ou ICAM-1 ; b) activer in vitro les lymphocytes T CD4+ de ladite population de lymphocytes en présence de l'antigène choisi, présenté par les cellules présentatrices d'antigène artificielles obtenues en (a) ; et c) récupérer, à partir desdits lymphocytes, une population de lymphocytes CD4+ activés comprenant au moins 10% de lymphocytes Tri spécifiques de l'antigène choisi. De manière encore préférée, ledit procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs comprend les étapes suivantes : a) obtenir in vitro une population de cellules progénitrices humaines capables de se différencier en cellules dendritiques ; b) mettre en culture lesdites cellules progénitrices humaines en présence d'IL-10 pour obtenir une population desdites cellules dendritiques ; et c) mettre en présence ladite population de lymphocytes humains avec la population de cellules dendritiques obtenues en (b). Une telle procédure de préparation est donnée en exemple plus loin (Exemple 5). Dans un autre mode de réalisation, le procédé d'identification selon l'invention est caractérisé en ce que les produits d'expression par lesdits lymphocytes des gènes codant pour les molécules du groupe A sont des ARNm, et en ce qu'à l'étape (a) la détermination de la présence simultanée desdits ARNm est réalisée par RT- PCR. Un procédé d'identification selon l'invention par lequel on détermine la présence simultanée des ARNm peut être par exemple la technique d'amplification en chaîne par polymérase précédée d'une étape de transcription inverse (RT-PCR). Sous un autre aspect, l'invention a également pour objet un procédé de quantification de lymphocytes Tri régulateurs présents dans un échantillon biologique comprenant des lymphocytes, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes consistant à : a) identifier les lymphocytes Tri régulateurs par un procédé d'identification selon l'invention ; et b) déterminer la proportion des lymphocytes Tri régulateurs identifiés en (a) par rapport à la quantité totale des lymphocytes ou d'une fraction particulière des lymphocytes, présents dans ledit échantillon biologique. Un tel procédé de quantification peut être réalisé par exemple au moyen de la cytométrie de flux comme décrit plus haut. L'invention a également pour objet un procédé de pronostic ou de diagnostic in vitro d'une maladie auto-immune ou inflammatoire chez un sujet à partir d'un échantillon biologique préalablement prélevé chez ledit sujet, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) déterminer la proportion de lymphocytes Tri régulateurs présents dans ledit échantillon biologique par rapport à la quantité totale des lymphocytes, ou d'une fraction particulière des lymphocytes, selon le procédé de quantification selon l'invention, ou selon tout procédé permettant la quantification de cesdits lymphocytes Tri régulateurs ; et b) comparer la proportion desdits lymphocytes Tri régulateurs obtenue à l'étape (a) par rapport à celle présente dans un échantillon biologique prélevé chez un sujet sain. Dans le procédé de pronostic ou de diagnostic ci-avant, à l'étape (a), on entend désigner par tout procédé permettant la quantification desdits lymphocytes Tri régulateurs un procédé tel que notamment en évaluant la proportion de lymphocytes ayant un profil de production des cytokines et/ou capables de diminuer la prolifération des cellules T CD4+ tel que décrit dans « Groux et al., 1997 » et dans le document brevet publié sous le numéro WO 02/092793. Dans un mode de réalisation préférée, le procédé de pronostic ou de diagnostic in vitro d'une maladie auto-immune ou inflammatoire selon l'invention est caractérisé en ce qu'à l'étape (b) dudit procédé on observe une diminution de ladite proportion chez le sujet à tester. En effet, on a pu observer que des patients atteints d'une maladie auto- immune ou inflammatoire présentent une diminution de la proportion de lymphocytes Tri régulateurs par rapport à celle présente chez un sujet sain, c'est-à- dire non atteint par ladite maladie. Le procédé de pronostic ou de diagnostic in vitro d'une maladie auto- immune ou inflammatoire présente l'avantage majeur d'être rapide et efficace, et de pouvoir être effectué par exemple à partir d'un prélèvement sanguin effectué chez un sujet atteint ou susceptible d'être atteint de ladite maladie. Ainsi, les méthodes invasives ou qui nécessitent une hospitalisation peuvent être évitées. L'invention a encore pour objet un procédé d'enrichissement en lymphocytes Tri régulateurs présents dans un échantillon biologique comprenant des lymphocytes, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) identifier les lymphocytes Tri régulateurs par le procédé d'identification selon l'invention ; et b) éliminer dudit échantillon une part significative des lymphocytes ne présentant pas simultanément lesdites molécules. Parmi les procédés qui peuvent être mis en œuvre dans le procédé d'enrichissement selon la présente invention, on préfère un procédé mettant en œuvre un trieur de cellules basé sur la reconnaissance simultanée desdites molécules, comme notamment un cytomèfre de flux capable de trier et de séparer toute cellules présentant simultanément les molécules dont on cherche à déterminer la présence à leur surface. Toutefois, le procédé d'enrichissement selon l'invention peut également être mis en œuvre autrement que par cytométrie flux. En effet, l'enrichissement des lymphocytes Tri, notamment par exemple les lymphocytes Tri identifiés selon le procédé d'identification de l'invention par l'expression à leur surface des molécules CD3, CD4, CD 18 et CD49b (CD3+CD4+CD18brightCD49b+) à partir d'une population lymphocytaire peut se réaliser à l'aide de billes magnétiques suivant deux étapes : la première étape permettra de dépléter de la population totale à l'aide de billes magnétiques adsorbées par un anticorps anti-Ig de souris les cellules marquées par les anticorps de souris anti-CD8, anti-CD14, anti-CD56 et anti-CD19 humain. En effet, les cellules Tri n'expriment pas les molécules CD8, CD 14, CD56 et CD 19 humaines. La deuxième étape est une sélection positive des cellules exprimant CD49b (CD49b+) par un marquage des cellules enrichies par un anticorps de souris anti-CD49b humain et sélection positive des cellules marquées par billes magnétiques adsorbées par un anticorps anti-Ig de souris. Les méthodes de séparation cellulaires par billes magnétiques et cytométrie de flux peuvent se complémenter pour la purification de lymphocytes Tri , par exemple ceux identifiés par l'expression CD3+CD4+CD18brightCD49b+. Par exemple par une sélection positive par billes magnétiques des cellules exprimant CD4 (CD4+) puis détection en cytométrie de flux des molécules CD3, CD 18 et CD49b ou bien sélection positive par billes magnétiques des cellules exprimant (CD3+) puis détection en cytométrie de flux des molécules CD4, CD 18 et CD49b ou bien encore sélection positive par billes magnétiques des cellules exprimant (CD49b+) puis détection en cytométrie de flux des molécules CD3, CDl 8 et CD49b. Une telle procédure est également applicable à la détection des autres molécules du procédé d'identification selon l'invention (CDl la, PSGL-1, PECAM-1, alphaN/beta3,...). Selon un autre aspect, l'invention a pour objet l'utilisation d'une population enrichie en lymphocytes Tri régulateurs par un procédé d'enrichissement selon l'invention pour la fabrication d'un médicament destiné à prévenir et/ou à traiter une maladie auto-immune ou inflammatoire telles que celles citées ci-avant. De préférence, l'utilisation selon la présente invention est caractérisée en ce que les lymphocytes Tri régulateurs sont administrés au niveau d'une zone d'inflammation. Dans la présente demande, par zone d'inflammation ou inflammée on définit une zone- présentant une accumulation de fluides, de protéines de plasma, de cellules immunitaires, de substances telles que des protéines, laquelle accumulation est due à une blessure locale, une infection, une blessure immunitaire locale. L'inflammation pourra être épisodique ou chronique. De manière encore plus préférée, l'utilisation selon la présente invention est caractérisée en ce que les lymphocytes Tri régulateurs sont administrés avec un antigène capable d'activer in vivo lesdits lymphocytes. Ainsi, les lymphocytes Tri régulateurs présents au niveau de la zone d'inflammation pourront être activés in vivo par ledit anigène. Selon un autre mode de réalisation, on administre les lymphocytes Tri régulateurs préalablement activés in vitro ou in vivo. Enfin, l'invention concerne aussi une méthode de traitement d'une maladie auto-immune ou inflammatoire comprenant l'étape d'administration à un patient d'une population enrichie en lymphocytes Tri régulateurs par un procédé d'enrichissement selon l'invention. Les légendes des figures et exemples qui suivent sont destinées à illustrer l'invention sans aucunement en limiter la portée.
LEGENDES DES FIGURES
Figure 1 : Caractérisation des cellules T CD4+CD18brightCD49b+ comme cellules Tri chez la souris. A) Analyse par FACS des cellules T CD4+CD18bright CD49b+ à l'aide des anticorps anti-CD4, anti-CD 18 et anti-CD49b. B) Profil de production des cytokines des cellules T CD4+CD18bright CD49b+. C) Mesure de la prolifération de cellules T CD4+ cultivées seules (contrôle) ou en co-culture séparé par une membrane perméable avec des cellules CD4+CD18bright CD49b+ ou CD4+CD18int pendant 48 heures D) Etude de l'épaississement de l'oreille suite à l'application épicutanée de Phaptène oxazolone chez la souris et suite à l'injection de cellules T CD4+CD18brightCD49b+ et chez des souris traitée par Phaptène mais non injectées. E) Etude de la proportion de lymphocytes T CD4+ dans le colon chez les souris auxquelles à été induite une inflammation chronique de l'intestin et injectées ou non par des cellules T CD4+CD18bright CD49b+. Figure 2 : Caractérisation des cellules T CD4+CD18 right CD49b+ comme cellules Tri chez l'homme. A) Analyse par FACS des cellules T CD3+CD4+CD18brightCD49b+ à l'aide des anticorps anti-CD3, anti-CD4, anti-CD 18 et anti-CD49b. B) Profil de production des cytokines des cellules T CD4+CD18bright ' CD49b+. C) Analyse comparative par FACS des populations de cellules T CD3+CD4+CD18brightCD49b+ présentes dans le sang des sujets sains et de patients atteints de la maladie de Crohn. D) Etude comparative par FACS des populations de cellules T CD3+CD4+CD18bright et CD4+CD25+ présentes dans le sang des sujets sains et de patients atteints de la maladie de Crohn (analyse par cytométrie de flux). Figure 3 : Les cellules Tri migrent préférentiellement vers le côlon inflammé A-B) les souris scid CB-17 restaurées avec des cellules T CD4+CD45Rb ' ont été traitées quatre semaines plus tard avec 5 x 105 clones de cellules T Tri (Tri 1.N10-7 et Trl-2:A-10-9), Thl (N12-8) et Th2 (N4-9) comme indiqué. Les souris ont soit été nourries avec de l'OVA dans leur eau potable (100 ng/ml) (A) ou non nourries avec de l'OVA (B). Une semaine plus tard, les souris ont été sacrifiées et les cellules présentes dans le côlon et les ganglions lymphatiques mésentériques (MLN) à partir de chaque groupe de 5 souris ont été combinées. La présence de cellules CD4+KJ-1,26+ a été analysée par cytométrie et les résultats indiqués sur les quadrants. Les résultats représentent une expérimentation représentative sur 4 employant des populations de cellules T Tri, Thl ou Th2 ou des clones de cellules T, A- 10-11, N- 10-11 pour cellules T Tri, N-12-4 et N-4-12 respectivement pour les clones de cellules T Thl et Th2. C) les souris scid CB-17 ont été restaurées avec des cellules T
CD4+CD45RBhl et traitées avec un clone Tri (Nice-2, 4x105 cellules/souris) au jour 0. Un groupe de souris (1 et 3) n'a pas été nourri avec de l'OVA alors que l'autre groupe de souris (2 et 4) a été nourri avec de l'OVA dans son eau potable. Huit semaines plus tard, les souris ont été sacrifiées et leurs côlons examinés par histologie (groupes 1 et 2). La présence de cellules Tri a été analysée par immunohistochimie en utilisant un anticorps KJ-1,26 biotinylé (groupes 3 et 4). Une inflammation élevée a été détectée dans les côlons des souris qui n'ont pas été nourries avec de l'OVA (1,3) alors qu'une activation spécifique des clones Tri inhibe l'inflammation (2,4). En dépit de l'absence d'OVA, de nombreuses cellules KJ-1,26+ ont été détectées dans les côlons inflammés (groupe 3). Des résultats similaires ont été obtenus dans d'autres expérimentations employant les mêmes ou différentes populations ou clones Tri. Figure 4 : la migration de cellules Tri est antigène-indépendante. A) Les cellules infiltrant le côlon inflammé des souris scid CB-17 reconstituées avec cellules T CD4+CD45Rbhl ont été récupérées quatre semaines après reconstitution. Ces cellules contenant un mélange de neutrophiles, de 'basophiles et de lymphocytes ont été marquées par de la calcéine fluorescente, AM. 106 de ces cellules fluorescentes (barres grises) ont été co-injectées par voie intrapéritonéale avec 106 cellules Tri (barres noires) marquées avec CMTMR orange dans les souris scid C.B.- 17 reconstituées quatre semaine auparavant avec des cellules T CD4+CD45RBhl. Des expérimentations similaires ont été exécutées avec des cellules T CD4+ isolées à partir d'un côlon inflammé de 4 semaines (barres blanches). Vingt-quatre heures plus tard, le contenu cellulaire du côlon inflammé des groupes de deux souris a été examiné par cytométrie. Des histogrammes montrent le nombre absolu de cellules fluorescentes récupérées par million de cellules totales acquises. Les résultats représentent une expérimentation représentative sur 3. B) Les taux de nombres absolus de cellules fluorescentes Tri récupérées par rapport au nombre total de cellules fluorescentes récupérées sont représentés pour chaque organe analysé. Figure 5 : les cellules Tri migrent en direction des oreilles inflammées. A) Cinétique de la sensibilité de contact à Poxazolone. Les souris BALB/c ont été traitées avec Poxazolone (1 mg/oreille) au jour 0, 1 et 2. Le gonflement de l'oreille traitée à Poxazolone ( B ) a été comparé à l'oreille traitée avec le véhicule de contrôle pendant 22 jours. B) Analyse histologique de Poxazolone ou des oreilles traitées avec le véhicule (grossissement X40) comme indiqué. C-E) La migration in vivo des cellules Thl, Th2 et Tri. Les cellules T
Tri, Thl et Th2 ont été respectivement marquées avec le bleu de calcéine, PAM et le CMTMR orange et co-injectées chez les souris BALB/c traitées 5 jours auparavant avec de Poxazolone. Vingt-quatre jours plus tard, le contenu des lymphocytes T fluorescents des oreilles traitées à Poxazolone, des ganglions lymphatiques drainants et des rates a été analysé par cytométrie, comme représenté en C. Les expérimentations ont été exécutées avec un clone Tri (A-10-11, premières barres noires) ou des populations de cellules T Tri (deuxièmes barres noires), Thl et Th2 comme indiqué (D) - Nombres absolus de cellules Tri, Thl et Th2 mesurés dans les oreilles inflammées, les ganglions lymphatiques drainants et les rates par 106 événements acquis. Les résultats représentés sont des moyennes de groupes de 4 à 10 souris. (E)- Les taux de nombres absolus de cellules fluorescentes Thl, Th2 ou Tri par rapport au nombre total de cellules fluorescentes récupérées sont représentés pour chaque organe analysé.
Figure 6 : les cellules Tri ont affiché un arrêt ferme accru sur des cellules endothéliales vasculaires activées dans des conditions de flux. A) Deux colorants fluorescents différents ont été utilisé dans cette étude : calcéine, AM et CMTMR orange pour marquer des cellules Thl et Tri. Les cellules ont été mélangées en nombre égal et perfusées dans une chambre d'écoulement sur une lignée cellulaire endothéliale murine activée par TNF-α, SVEC4-10 à un débit de 2 dyn/cm2 pour 15 min. Le nombre de cellules fermement arrêtées a été quantifié en 10 champs indépendants. Les résultats représentent la moyenne ± SD de cinq mesures indépendantes pour deux clones et deux populations dans chaque groupe. Les cellules ont été marquées indifféremment avec les différents colorants et des résultats similaires ont été obtenus. B) Champ typique représentant des cellules Thl marquée par la calcéine verte et des cellules Tri marquées par le CMTMR orange fermement arrêtées sur la lignée cellulaire endothéliale murine activée par TNF-α, SVEC4-10, grossissement X10. C) Pour les clones de cellules T humaines, une ferme adhésion a été analysée sur la lignée cellulaire endothéliale murine activée par TNF-α EA en employant la même procédure expérimentale que ci-dessus. Plusieurs clones ont été utilisés, respectivement JDV 15, BJF 308 et BJF 161 pour les clones Tri et JDV305 BJF 180 et HAT203 pour les clones Thl. Les résultats représentent une expérimentation sur 4 résultats similaires.
Figure 7 : mécanismes pour l'adhésion accrue des cellules Tri sur l'endothélium activé Le test d'adhésion sur la chambre d'écoulement avec un taux de 2 dyn/cm a été utilisé pour disséquer les mécanismes d'adhésion Tri. Le roulement et l'adhésion ont été comparés pour les cellules Thl et Tri respectivement avec de
PAM calcéine et le CMTMR orange. Les résultats représentent une moyenne ± SD d'une expérimentation représentative pour deux clones et deux populations pour chaque groupe. A) Les événements de roulement des cellules Thl et Tri sur la lignée cellulaire endothéliale SVEC4-10 activée par TNF-α (EC) ou sur des lames recouvertes de la molécule P-sélectine recombinante ont été comptés après enregistrement vidéo de 9 champs différents. Une expérimentation sur cinq. B) L'adhésion ferme des cellules Thl et Tri a été analysée sous flux sur des lames recouvertes de recombinant mICAM-1 ou mNCAM-1. Une expérimentation sur trois. C) Effets inhibiteurs des chaînes de l'intégrine mAb anti-β2, anti-βl et la molécule sNCAM-1 sur l'arrêt ferme des lymphocytes Tri et Thl sur SNEC4-10 activé par TΝF-α a été analysée sous flux. Une expérimentation sur cinq. D) Migration inhibée par LFA-1 bloquant des cellules Tri dans les oreilles inflammées. Les cellules Tri ont été traitées avec ICAM-Fc (10 μg/ml) pour 30 min à 4°C et marquées avec le bleu de calcéine. Les cellules Tri non traitées ont été marquées avec le CMTMR orange. Un mélange de cellules Tri traitées avec ICAM-1 Fe non traitées ont été co-injectées chez des souris BALB/c sensibilisés 5 jours auparavant avec de Poxazolone comme sur la figure 5. Vingt-quatre heures plus tard, le contenu de cellules T fluorescentes des oreilles traitées à Poxazolone a été analysé par cytométrie. Les résultats montrent les nombres absolus de cellules Tri mesurés dans les oreilles inflammées par 106 événements acquis. Les résultats représentés sont tirés de groupes de 4 souris et ont été répétés avec deux clones Tri différents (Al 0.11 et Al 0.9). Figure 8 : expression des molécules d'adhésion sur les cellules Tri. A-B) Niveaux d'expression génétique des molécules alpha L, beta 2, alpha
V, beta 3, PECAM-1 et PSGL-1 sur des clones et populations de cellules T humaines et de souris Tri (barres grises), Th2 (barres blanches) et Thl (barres noires). Pour les clones de cellules T de souris, les résultats représentent une moyenne de deux des trois clones différents analysés. Pour les populations de souris, deux populations différentes ont été analysées et les résultats affichent la moyenne de deux valeurs. Pour les clones de cellules T humaines, trois clones Tri différents et un clone représentatif Thl et Th2 ont été analysés. Les valeurs sont exprimées en taux d'augmentation d'expression par rapport à un contrôle négatif et représentent une expérimentation sur trois. Parmi les 45 gènes différents codant les molécules d'adhésion testés pour les cellules T humaines et de souris, seuls ceux pour lesquels la différence entre les cellules Tri et Thl/Th2 était très élevée sont représentés. C) Analyse FACS des chaînes de l'intégrine alphaL, beta2 et PECAM-1 sur un clone Tri de souris représentatif et chaîne de l'intégrine alphaV sur un clone Tri humain représentatif comparé aux clones Thl et Th2 représentatifs. Une expérimentation sur deux.
Figure 9 : L'IL-10 induit la différenciation des cellules dendritiques CDllc,0WCD45RB+ A) Des cellules de moelle osseuse ont été cultivées avec du GM-CSF et du TNF-α. en présence ou en l'absence d'IL-10 (50 ou 500 ng/ml) comme indiqué pendant 6 jours, puis activées pendant 24 h avec du LPS. Les cellules dendritiques de moelle osseuse ainsi générées ont été colorées avec un anticorps anti-CDl lc biotinylé, puis avec un conjugué de streptavidine-peroxydase (PE). Les cellules ont ensuite été conjuguées à un anticorps anti-CD45RB couplé au FITC et analysées par cytométrie de flux. Les données représentent les résultats d'une étude représentative sur sept. B) Les cellules dendritiques ont été triées en fonction de l'expression de CDl le et de CD45RB, comme indiqué sur la figure 11 A. Les cellules triées indiquées ont été centrifugées et colorées au May Grϋndwald Giemsa. 1 - cellules dendritiques CDllclowCD45RB+ après 6 jours de différenciation, 2 - cellules dendritiques CDl lc,0WCD45RB+ après activation par le LPS, 3 - cellules dendritiques CDllchlghCD45RB" après 6 jours de différenciation, 4 - cellules dendritiques CD 11 chi hCD45RB+ après activation par le LPS . C) Les cellules dendritiques obtenues après différenciation in vitro en présence de GM-CSF et de TNF-o. avec ou sans IL- 10, ont été triées en fonction de l'expression de CDl le et de CD45RB, comme indiqué sur la figure 11 A. Les cellules triées ont été colorées avec les anticorps marqués au FITC indiqués, et réanalysées au FACS ; elles ont également été stimulées par le LPS (1 μg/ml) pendant 24 h, colorées avec les ACm indiqués et réanalysées. Les histogrammes hachurés représentent les cellules colorées avec les ACm témoins d'isotype correspondant. Les données représentent les résultats d'une expérience représentative sur trois.
Figure 10 : Identification des cellules dendritiques dérivées de l'IL-10 in vivo. A) Des cellules dendritiques (DC) spléniques de souris BALB/c ou C57B1/6 transgéniques pour l'IL-10, IL- 10 _/~ et normales ont été isolées, enrichies par déplétion cellulaire avec un cocktail d'anticorps (ACm anti-B220, Grl et CD3) et l'expression de surface du marqueur spécifique CDl 1 a été analysée par cytométrie de flux. B) Des préparations de DC enrichies par déplétion cellulaire avec un cocktail d'anticorps (ACm anti-B220, Grl et CD3) ont été isolées de la rate de souris BALB/c ou C57B1/6 transgéniques pour l'IL-10, IL- 10 "/_ et normales et analysées pour l'expression de CDl lc-cy5 et de CD45RB-PE afin de distinguer deux populations de DC séparées. Les pourcentages dans les différents quadrants sont indiqués. Les résultats - de plus de 10 expériences - sont typiques. Aucune différence n'a été observée entre les souris BALB/c non transgéniques et les témoins. C) Les cellules CDl lclow CD45RB+ (1) et CDl lchighCD45RB- (3) triées isolées de la rate de souris BALB/c ont été centrifugées et colorées au May- Grunwald-Giemsa. Les cellules CDl lclowCD45RB+ (2) et CDl lchighCD45RB" (4) triées ont également été stimulées avec du LPS (1 μg/ml) en présence de GM-CSF pendant 24 h, centrifugées et colorées au May-Grunwald-Giemsa. D) Des préparations enrichies de DC de souris BALB/c ou C57B1/6 IL- 10 Tg ou témoins ont été colorées avec du CDl lc-cy5 et du CD45RB-PE. Les cellules ont été triées au FACS en fonction de l'expression du CDl lclowCD45RB+ ou du CDl lchlghCD45RB" et réanalysées comme présenté. Les cellules triées ont ensuite été colorées avec le troisième marqueur couplé au FITC et analysées par cytofluorométrie (Histogrammes vides). Les DC triées ont également été stimulées avec du LPS (1 μg/ml) en présence de GM-CSF pendant 24 h, colorées avec les ACm indiqués et réanalysées (histogrammes pleins). Les histogrammes hachurés représentent les ACm témoins d'isotype correspondant.
Figure 11 : Caractérisation phénorypique et sécrétion de cytokines du sous- ensemble de cellules dendritiques CDllclowCD45RB7B220" A) ) Pour comparer les cellules dendritiques CDl lclow CD45RB+ aux cellules plasmocytoïdes précédemment décrites exprimant faiblement le CDl le mais pas les marqueurs B220 et Grl, une analyse a été conduite sur des préparations de cellules dendritiques enrichies par déplétion cellulaire avec un cocktail d'anticorps contenant (ACm anti-CD 19 et CD3). Les cellules dendritiques isolées de la rate de souris BALB/c ou C57B1/6 normales ont été analysées pour l'expression de CDl lc-cy5 et de B220-PE. B) Des préparations enrichies de cellules dendritiques de souris BALB/c ou C57BL/6 ont été colorées avec le CDl lc-cy5 et le B220-PE et marquées avec des anticorps couplés au FITC comme indiqué. Les cellules ont été triées en fonction de l'expression de CDl lclowCD45RB+ (histogrammes pleins) ou de CDl le lg CD45RB" (histogrammes vides, lignes droites) et la coloration pour le troisième marqueur a été analysée sur les différentes populations. Les histogrammes hachurés représentent les ACm témoins d'isotype correspondant. C) Des préparations de cellules dendritiques isolées de souris BALB/c, enrichies par un cocktail d'ACm anti-CD3, CD 19, ont été colorées avec du CDl lc- cy5 et du B220-PE. Les cellules ont été triées au FACS en se basant sur l'expression de CDl lcIowB220+, CDl lchighB220" ou CDl lchi. Les cellules triées ont ensuite été colorées avec le troisième marqueur couplé au FITC et analysées par cytofluorométrie (Histogrammes vides). Les cellules dendritiques triées ont également été stimulées par le CpG (xxx μg/ml) en présence de GM-CSF pendant 24 h, colorées avec les ACm indiqués et réanalysées (histogrammes pleins). Les histogrammes hachurés représentent les ACm témoins d'isotype correspondant. D-E) Profil de cytokines des différentes sous-populations de cellules dendritiques D) Dans une première série d'expériences, les sous-ensembles de cellules dendritiques CDl lchlghCD45RB" (histogrammes vides) et CDllc0WCD45RB+ (histogrammes pleins) ont été triés en fonction de l'expression de CDl le et CD45RB à partir de cellules dendritiques spléniques enrichies avec un cocktail d'ACm anti-CD3, B220 et Grl. Les cellules CDl lchighCD45RB" (histogrammes hachurés blancs) et CDl lclowCD45RB+ (histogrammes hachurés noirs) triées ont également été stimulées avec du LPS (1 μg/ml) en présence de GM-CSF pendant 24 h. Une RT-PCR quantitative en temps réel a été effectuée sur les différents échantillons et comparée à un témoin négatif pour chaque produit de transcription donné analysé. Les valeurs sont exprimées en facteurs d'augmentation de l'expression par rapport à un témoin négatif et représentent les moyennes ± ET de trois échantillons distincts. E) Une population de cellules dendritiques a également été préparée avec un cocktail contenant des ACm anti-CD3 et CD 19 et triée en fonction de l'expression de CDl le et B220. Les cellules ont été stimulées avec du LPS ou du CpG pendant 24 ou 48 h et le surnageant a été analysé comme indiqué, pour mesurer la sécrétion éventuelle d'IFN-û-ou d'il- 10. Figure 12 : Les cellules dendritiques CDllcIowCD45RB+ induisent la différenciation des cellules régulatrices Tri in vitro. A) Les cellules CDl lciowCD45RB+ traitent et présentent l'antigène in vitro Des cellules T DO 11-10 CD4+ ont été stimulées avec des DC CDl lchi CD45RB" and CDl lclow CD45RB+ triées en présence de peptide OVA (0.6 μM) ou de protéine OVA (500 ou 250 μg/ml comme indiqué). La réponse proliférative ou la sécrétion d'IFN-γ a été analysée à J3 ou 48 h après stimulation, respectivement. Les résultats représentent la moyenne de 3 mesures et sont exprimés en ng/ml pour l'IFN-γ. Les données sont représentatives de 2 expériences distinctes avec des résultats similaires. B) Analyse des cytokines sécrétées par des populations de cellules T CD4 activées avec des cellules dendritiques triées ex vivo Des cellules T transgéniques DO11-10 OVA TCR "vierges" ont été différenciées pendant 3 semaines avec des DC triées CDl lchlghCD45RB" (barres blanches) ou CDl lclowCD45RB+ (barres noires), en présence de peptide OVA. Les cellules dendritiques ont été isolées de souris BALB/c normales à différents rapports DC/T comme indiqué. Après trois semaines de culture, les cellules T ont été récoltées et stimulées avec des splénocytes BALB/c irradiés et du peptide OVA (0,3 μM). Quarante-huit heures plus tard, les cytokines ont été analysées par ELIS A dans les surnageants de culture. Les résultats représentent la moyenne de 3 mesures et sont exprimés en ng/ml pour l'IL-10 et lTFN-γ et en pg ml pour l'IL-4. Les données sont représentatives de 5 expériences distinctes avec des résultats similaires. B) Cytokines sécrétées par des populations de cellules T CD4+ différenciées avec des cellules dendritiques dérivées in vitro Les cellules dendritiques ont été obtenues par culture de cellules de moelle osseuse en présence de GM-CSF, de TNF-α. et IL-10. Elles ont ensuite été triées en deux sous-ensembles : CDl lchi hCD45RB" et CDl lclowCD45RB+. Les cellules dendritiques triées ont été utilisées pour différencier des cellules T CD4+ DO11-10 "vierges", dans un rapport DC/T de 1/20, en présence de peptide OVA (0,6 μM). Au bout d'une semaine, les cellules T ont été récoltées et stimulées avec des CPA spléniques irradiées et du peptide OVA (0,3 μM). Quarante-huit heures plus tard, les cytokines ont été analysées par ELISA dans les surnageants de culture. Les résultats représentent la moyenne de 3 mesures et sont exprimés en ng/ml. Les données sont représentatives de deux expériences distinctes avec des résultats similaires. C) Dosage des cytokines intracellulaires de cellules T DO 11-10 "vierges" stimulées avec du peptide OVA et des DC triées CDllc0WCD45LRB+ ou
CDllchishCD45KB- Les cellules dendritiques CDllclowCD45RB+ et CDl lchighCD45RB" ont été isolées de souris BALB/c normales, triées sur FACS et mises en co-culture avec des cellules T DO11-10 "vierges" en présence de peptide OVA. Sept jours plus tard, les cellules ont été récoltées et stimulées pendant 6 h avec des ACm anti-CD3 et CD28 réticulés. De la monensine a été ajoutée pendant les 4 dernières heures de culture. Les cellules ont ensuite été fixées et colorées pour le dosage des cytokines intracellulaires par ACm spécifiques couplés au FITC ou à la PE, comme indiqué. On présente ici une expérience représentative sur trois. D) Fonction régulatrice des cellules T différenciées avec des cellules dendritiques CDllc!owCD45RB+ Dans le compartiment inférieur d'un système transwell, des cellules T CD4+ purifiées isolées de souris BALB/c normales ont été stimulées avec des splénocytes BALB/c irradiés et des ACm anti-CD3 (barres blanches). Dans le compartiment supérieur, des cellules T CD4+ différenciées par une stimulation unique avec des cellules dendritiques CDl lclo CD45RB+ ou CDl lchiCD45RB" ont été stimulées par le peptide OVA et des splénocytes irradiés. Des expériences de co-culture ont également été conduites en présence d'ACm de souris anti-IL-10 (10 μg/ml) (barres hachurées blanches), d'ACm de souris anti-TGF- (40 μg/ml) (barres noires) ou des deux (barres grises). Trois jours plus tard, le panier a été retiré et la réponse proliférative des cellules T CD4+ spectatrices a été mesurée après un puise avec 0,5 3 μCi de H-thymidine pendant les 12 dernières heures de la culture de 72 h. Les résultats représentent les moyennes ± ET de trois mesures d'une expérience représentative sur trois. E) La sécrétion d'IL-10 n'est pas requise pour la différenciation des cellules
Tri par les cellules dendritiques CDl 1 clowCD45RB+ Des cellules T DO11-10 CD4+ "vierges" ont été différenciées pendant une semaine avec des cellules dendritiques CDl lcIowCD45RB+ en présence ou en l'absence de cellules T anti-ILlOR. Au bout d'une semaine, les cellules ont été récoltées et stimulées avec des splénocytes BALB/c irradiés et du peptide OVA (0,3 μM). Quarante-huit heures plus tard, les cytokines ont été analysées par ELISA dans les surnageants de culture. Les résultats représentent la moyenne de 3 mesures et sont exprimés en ng/ml pour 1TL-10 et l'IFN-γ et en pg/ml pour l'IL-4. Les données sont représentatives de 5 expériences distinctes avec des résultats similaires. De même, des cellules T CD4+ "vierges" isolées de souris C57B1/6 ont été différenciées avec un ACm anti-CD3 soluble et des cellules dendritiques CDl lclowCD45RB+ triées isolées de souris IL-107" ou C57B1/6. Au bout d'une semaine, les cellules ont été récoltées et stimulées avec des splénocytes C57B1/6 irradiés et un ACm anti-CD3 soluble (10 μg/ml). Quarante-huit heures plus tard, les cytokines ont été analysées par ELISA dans les surnageants de culture. Les résultats représentent la moyenne de 3 mesures et sont exprimés en ng/ml pour l'IL-10 et l'IFN-γ et en pg/ml pour l'IL-4. Figure 13 : Analyse de cellules dendritiques humaines tolérogènes (TDC) A) on a supprimé les cellules T et B de cellules mononucléaires périphériques sanguines (PBMC) avec des anticorps et des billes magnétiques et la population restante a été analysée pour l'expression de CDl le et CD4 par cytométrie. Les carrés représentent les deux populations définies comme DC1 et DC2 par « Siegal et al, 1999, Science, 281, 1835-7 ». Un carré montre la population de DC tolérogènes (TDC). B) des cellules progénitrices CD34+ ont été différentiées in vitro avec du GM-CSF (800 U/ml) et de 1TL-4 (1000 U/ml) en présence ou en absence d'IL-10 (200 u/ml) comme indiqué dans l'exemple 8. on a entouré les populations de TDC et DCl. C) Les cellules TDC et DC1 ont été liées par FACS selon l'expression de CDl le et analysées par cytofluorométrie pour l'expression de HLA-DR, CD80 et CD86. Les résultats montrent que les TDC expriment de niveaux de ces molécules plus bas que les cellules DC1. D) Les cellules TDC et DC1 ont été triées par FACS selon l'expression de CDl le et stimulées par le LPS pendant 24 h. Les surnageants ont alors été analysés par ELISA pour la présence d'IL-10 et d'IL-12. Figure 14 : TDC induisent la differentiation de cellules Tri sécrétant de haut niveaux d'IL-10 A) Analyse des cytokines secrètes par les populations de cellules T CD4+ activées avec les cellules dendritiques triées. Les cellules T CD4+ humaines ont été stimulées pendant trois semaines avec des cellules triées allogéniques DC1 (colonnes blanches) ou TDC (colonnes noires). Les DCs ont été isolées à partir de cultures in vitro en présence (TDC) ou en absence (DC1) d'IL-10 et utilisées à différents ratios DC/T comme indiqué. Après la culture pendant trois semaines, les cellules T ont été récoltées et stimulées avec des PBMC irradiés, et un anticorps monoclonal anti -CD3 (10 μg/ml). Après 48 heures, les cytokines dans les surnageants de culture ont été analysées par ELISA. Les résultats représentent les moyennes de trois déterminations ey sont exprimés en ng/ml. B) Fonction régulatrice des cellules T différentiées avec les TDC. Dans le compartiment inférieur d'un système transwell des cellules humaines T CD4+ purifiées ont été stimulées par des PBMC irradiés et un anticoprs monoclonal anti-CD3 (colonnes blanches). Dans le compartiment supérieur, des cellules T CD4+ différentiées avec des cellules TDC ou DC1 allogéniques comme indiqué ont été stimulées avec des PBMC allogéniques irradiés. Les expériences de coculture ont aussi été mise en oeuvre en présence d'anticorps monoclonal de souris bloquant anti-IL-10 (10 μg/ml) (colonnes hachées), anticorps monoclonal anti-TGF- β (40 μg/ml) (colonnes noires) ou des deux (colonnes grises). Après trois jours, on a récupéré le récipient et la réponse proliférative des cellules T CD4+ a été mesurée par ajout de 0,5 μCi de 3H-thymidine pendant les 12 dernières heures de la culture de 72 h.
Figure 15 : Définition des CD3+CD4+CD18bright chez l'homme Les cellules CD3+CD4+CD18bright se définissent par l'expression des antigènes CD3 et CD4 à la surface cellulaire et une intensité de fluorescence du marquage CD 18 égale à l'intensité de fluorescence du marquage CD 18 retrouvée sur les cellules monocytaires.
EXEMPLES
Exemple 1 : Matériel et méthodes.
MATERIEL ET METHODES POUR LES EXEMPLES 2 ET 3
Souris : Les souris BALB/c et C.B-17 scid ont été obtenues du CERJ (Le Genest Saint Isle, France). Les souris homozygotes DO11-10 proviennent d'un don de la part du Dr. S.D. Hurst (DNAX Research Institute, Palo Alto, CA). Toutes les souris sont des femelles âgées de 4 à 8-semaines au début de chaque expérience. Anticorps, milieux et reactifs : Le milieu utilisé pour les cultures de cellules T est du milieu Yssel conplémênté par 10% de S VF (Roche, Meylan, France) et 2 x 10"5 M b 2 mercaptoethanol (Invitrogen). LTL-10 et 1TL-4 recombinant de souris proviennent d'un don du Dr R.L. Coffrnan, DNAX Research Institute, Palo Alto, CA. LTFN-γ et 1TL-12 recombinante de souris viennent de R&D Systems. Les anticorps purifiés anti-IL-4 (11B11), anti-IL-10 (2A5), anti-IFN-γ (XGM1.2) and biotinylés anti-IL-4 (24G2), anti-IL-10 (SXCl) et anti-IFN-γ (R4-6A2) (Pharmingen Becton Dickinson) ont été utilisés pour les tests ELISA. Les anticorps monoclonaux suivants ont été utilisés pour la purification et phenotypage des cellules de souris: anti-I-Ad (AMS-32.1), anti-CD8 (2-43), anti-CDl lb (Ml/70), anti-B220 (RA36B2), FITC-anti-CD45RB (16A), PC5-anti-CD4 (H129-19), PE-anti-CD18 (C71/16), FITC-anti-CD49b (Hal/29), FITC-anti-clonotype Kjl-26 et des contrôles isotypiques couplés aux FITC- ou PE (BD-Pharmingen, Le Pont de Claix, France). Les anticorps dirigés contre les molécules de surface humaines sont: FITC- ou PC5- anti-CD3 (UCHT-1) (Caltag), PC5- ou APC- anti-CD4 (RPA-T4), PE- anti-CD 18, et FITC- anti-CD49b (AK-7) (BD-Pharmingen). Le peptide OVA323_339, POvalbumine et l'Oxazolone viennent de Sigma (Saint Quentin Fallavier, France). Le lipopeptide OVA323-33 vient de Bachem (Voisin-le-Bretonneux, France). Cytométrie de flux et purification cellulaire : Les cellules CD4+ de souris ont été purifiées comme déjà décrit (Groux et al, Nature, 1997). Les splénocytes ont été dépiétés en cellules B220+, Mac-1+, I-Ad+, et CD8 par sélection négatives sur billes magnétiques adsorbées par des anticorps de mouton anti-rat Ig (Dynabeads, Dynal Biotech, Oslo, NO). Les cellules restantes ont été marquées par les anticorps FITC- anti-CD49b, PE- anti-CD18 et PC5- anti- CD4 et séparées en CD4+CD18brigh CD49b+ et CD4+CD18int CD49b" par tri cellulaire sur un FACStar SE (Becton Dickinson, France). Les cellules humaines CD4+CD18brightCD49b+ et CD4+ CD18intCD49b" du sang périphériques ont été triées après sépération des cellules mononucléées par centrifugation en gradient de Ficoll, sélection positive des cellules CD4+ sur billes magnétiques anti-CD4 (Dynal Biotech) et marquage des cellules CD4+ avec les anticorps PC5- anti-CD3, PE- anti-CD18 and FITC- anti-CD49b. Selon ce protocole, les populations cellulaires sont pures à plus de 98%. ELISA : Des Tests ELISAs ont été utilisés pour mesurer 1TL-4, 1TL-10, et PIFN-γ humaine et de souris. Les concentrations en cytokines on été mesurées sur des surnageants de cellules CD4+CD18brightCD49b+ de Balb/c ou humaines (2.105/puits) activées 48h avec un anticorps anti-CD3 adsorbé (lOμg/ml) et un anticorps anti-CD28 soluble (1 μg/ml). Induction de la colite inflammatoire chronique : La colite inflammatoire a été induite par l'injection intraperitonéale à des souris SCID C.B-17 de 2.105 cellules T CD4+CD45RBhi dans 100 μl de PBS. Un groupe de souris a été traité par 1.105 cellules T CD4+CD18brightCD49b+ provenant de souris DO11-10. Ces souris ont été nourries par de l'ovalbumine dans l'eau de boisson. 5 semaines après le traitement, les souris ont été sacrifiées et la proportion de cellules TCD4+ dans le colon analysée par cytométrie de flux, après digestion de la muqueuse du colon par collagénase/Dispase. Réaction d'hypersensibilité retardée : La réaction d'hypersensibilité retardée à Poxazolone a été induite par sensibilisation des souris au jour 0 par apllication de 25 ml d' Oxazolone à 20 mg/ml sur la peau de l'abdomen. La réaction d'hypersensibilité retardée a été ensuite révélée au Jour 5, par 4 μl d' Oxazolone à 4 mg/ml apliquée sur chacune des faces d'une oreille. 4 heures après, 2.105 cellules T CD4+CD18brightCD49b+ ont été injectées par voie intraveineuse aux souris. 20 μl d'une solution de lipopetide OVA323-339 à 500 μM diluée dans l'huile d'olive. a été apliquée aux jours 4, 5 et 6 sur l'oreille inflammatoire. L'épaississement de l'oreille a été mesuré une fois par jour pendant 6 jours. Cultures cellulaires en Transwell : 5.105 cellules T CD4+ on été déposées dans un puits de culture en présence de 4.105 splénocytes irradiés et un anticorps anti-CD3 soluble (10 μg/ml). 2.10 cellules T CD4+CD18brightCD49b+ ou CD4+CD18int ont été activées de la même manière et cultivées dans un insert Transwell (pores de 0,4μm) (Dutscher, Brumath, FR) déposés sur le puits contenant les cellules CD4+. L'incorporation de thymidine tritiée par les cellules CD4+ cibles a été mesurée après 72 heures de culture. MATERIEL ET METHODES POUR L'EXEMPLE 4 Souris Des souris scid BALB/c et C.B-17 exemptes de pathogène spécifique ont été obtenues à partir de CERJ (Le Genest Saint Isle, France). Les souris ont été maintenues dans nos installations pour animaux. Les souris scid C.B-17 ont été hébergées dans des micro-isolateurs avec air filtré stérile (Rec Biozone, Margate, UK). Les souris femelles utilisées étaient âgées de 8 à 12 semaines. Anticorps Les anticorps monoclonaux suivants ont été utilisés pour la purification de cellules de souris : AMS-32.1, anti-lad, 2-43, anti-souris CD8, MI/70, anti-souris CDl lb, RA36B2, anti-souris B220, 16A conjugué FITC, anti-souris CD45RB, GK1.5 conjugué PE ou TC, anti-souris CD4, KJ-1,26 mAb biotynilé ou FITC révélé par la streptavidine marquée PE, des anticorps de contrôles d'isotypes conjugués FITC et PE (BD-Pharmingen, Le Pont de Claix, France). Les anticorps dirigés contre les molécules d'adhésion (BD-Pharmingen) étaient les suivantes l'intégrine alphaV (23C6), l'intégrine alphaL (M17/4), l'intégrine beta2 (Game-46), l'intégrine betal (HMβl-1) et la PECAM-1 (MEC 13.3). Pour l'analyse d'expression de la PECAM-1, l'intégrine alphaL et l'intégrine beta2, la coloration a été révélée par des immunoglobines anti-rat lapin couplés FITC (Dako, Trappes, France). Purification des cellules et cytométrie Des sous-ensembles de cellules T CD4 ont été purifiés à partir de rates de souris comme décrit précédemment (Groux and ail, 1997). En bref, les cellules ont été réduites de cellules B220+, Mac-1+, I-Ad+ et CD8+ par une sélection négative utilisant les Dynabeads recouverts d'anti-rat chez le mouton (Dynal, Oslo, Norvège). Les cellules restantes ont été marquées par des anti-CD45RB (25 μg/ml) conjugués avec des FITC et des anti-CD4 (10 μg/ml) conjugués avec des PE et séparées en fractions de CD4+CD45RBhi et CD4+CD45RBlc en tri de deux couleurs sur le FACStar SE (Becton Dickinson, France). Toutes les populations étaient pures à plus de 98% après nouvelle analyse. Pour l'analyse des cellules T infiltrant le côlon, des portions de côlons ont été stimulées et digérées par collagénase (Life Technologies, Cergy Pontoise, France) pendant 2h à 37°C. Des cellules ont été réduites de cellules B220+, Mac-1+, I-Ad+ et CD8+ par une sélection négative utilisant les Dynabeads recouverts d'anti-rat chez le mouton. Les cellules T ont ensuite été analysées par cytométrie avec un Tricolor anti-CD4 et KJ-l,26 mAb marqué par FITC. Pour l'analyse des cellules de ganglions lymphatiques mésentériques (MLN), des ganglions lymphatiques mésentériques combinés ont été stimulés et les cellules analysées par cytométrie avec un anti-CD4 mAb marqué par des FITC et un KJ-1,26 mAb biotynilé révélé par la streptavidine PE. Pour les études de migration, après digestion par collagénase, les cellules CD4 du côlon ont été triées en utilisant de Panti-CD4 conjugué avec du PE. Afin de récupérer les lymphocytes des oreilles inflammées, les oreilles ont légèrement été immergées dans du PBS IX. Des morceaux de tissus ont ensuite été lavés une fois avec du PBS IX et digérés pendant 30 minutes à 37°C avec de la Trypsine EDTA dans la Solution saline équilibrée de Hank (toutes deux de Life Technologies). Les tissus traités à la Trypsine ont été lavés avec 1 mg/ml de dispase de collagénase pendant 1 heure à 37°C sous agitation constante. Les suspensions cellulaires ont été lavées dans du PBS IX et les surnageants contenant des lymphocytes ont été récupérés. Les cellules T Les clones de cellules T de la souris ont été obtenus à partir de souris DO11- 10 après différenciation in vitro comme décrit précédemment (Groux and ail, 1997). Les cellules KJ-1,26+ CD4+ naïves (MEL-14tognt) ont été stimulées de manière répétée avec du peptide d'OVA 323-339 chaque semaine pendant 3 semaines, en la présence de l'IL-4 et Panti-IL-12, 1TL-12 et Panti-IL-4 ou PIL-10 respectivement pour les cellules Th2, Thl ou Tri . Des populations différenciées de trois semaines ont été utilisées au cours de l'étude. Afin de générer des clones de cellules T, les différentes populations de cellules T ont été clonées à une cellule/puits par cytométrie (FACS vantage SE, Becton Dickinson) et stimulées par des splénocytes irradiés (4500 rad) et du peptide d'OVA. Les clones ont ensuite été dilatés et analysés pour la sécrétion de cytokine après activation avec les APCs et la peptide d'OVA. Les clones sélectionnés ont ensuite été stimulés avec des splénocytes irradiés et du peptide d'OVA toutes les 2 semaines et un peu plus dilatés avec de 1TL-2 (R&D system, Minneapolis, MN, 10 ng/ml. Les clones des cellules T ont été utilisés au moins 10 jours après la dernière stimulation. Les différents clones de cellules T JDB humaines ont été décrits précédemment (Groux and ail, 1997) et obtenus après stimulation MLR en la présence ou l'absence d'IL-10. Les autres clones de cellules T utilisés ont été isolés à partir de biopsies cutanées telles que décrites (Lecart and ail, J Invest Dermatol. 2001 Aug; 117(2):318-25.). Les dosages de cytokine Les tests ELISA sandwich ont été utilisés pour doser les IL-4, IL- 10 et IFN- γ humains et de souris comme décrit précédemment (Groux and ail, 1997). Induction de la maladie inflammatoire des intestins LTBD a été induite chez des souris .. scid CB-17 avec des cellules T
CD4+CD45RBhl injectées par voie intra péritonéale dans 100 μl de contenant PBS. Le contrôle de l'inflammation a été fourni par injection de 2xl05 cellules T CD4+CD45RBl0 ou différentes cellules T spécifiques d'OVA comme indiqué.
Examen au microscope des côlons Des côlons ont été retirés de souris et fixés dans du PBS contenant 10% de fonnaldéhyde. 6 mm de sections avec inclusion de paraffine ont été coupées et colorées avec de l'hématoxyline et de l'éosine. Les tissus ont été évalués semi- quantitativement de 0 à 5 de manière anonyme. Une cote 0 était attribuée quand aucun changement n'était observé. Les changements associés de façon typique avec les autres cotes se présentent comme suit : cote 1 , infiltrats dispersés de cellules inflammatoires des muqueuses, avec ou sans hyperplasie épithéliale minimale ; cote 2, infiltrats de cellules inflammatoires bénins dispersés à diffus, s'étendant parfois dans les sous-muqueuses et associés avec les érosions, avec une hyperplasie épithéliale minimale à bénigne et une déplétion de mucine minimale à bénigne des cellules caliciformes ; cote 3, infiltrats de cellules inflammatoires bénins à modérés qui étaient parfois transmuraux, souvent associés à l'ulcération, avec une hypeφlasie épithéliale et une déplétion de mucine modérées ; cote 4, infiltrats de cellules inflammatoire marqués qui étaient souvent transmuraux et associés à l'ulcération, avec un hyperplasie épithéliale et une déplétion de mucine marquées ; et cote 5, inflammation transmurale marquée avec ulcération aiguë et perte des glandes intestinales. Immuno-histochimie Des portions de côlons ont été congelées dans du nitrogène liquide et stockés à -70°C. 5 μm des sections congelées ont été coupées et collées sur lames de verre. Elles ont été complètement séchées à température ambiante pendant 1 heure et fixées dans l'acétone à 4°C pendant 15 min. Des sections ont été colorées par une technique immunoenzymatique employant un système de péroxydase-avidine- biotine. En bref, des sections ont été lavées dans du PBS pendant 5 min. Puis les sections ont été saturées avec de la biotine et de Pavidine (Vector) selon les instructions du fabricant et incubées avec de la biotine KJ-1,26 ou l'isotype de contrôle. Après avoir été lavées pendant 5 min dans du PBS, les sections ont été incubées avec de la péroxydase-streptavidine. Après un dernier lavage, la péroxydase a été développée par le kit de coloration de vecteur DAB (Vectastain, Vector), qui donne une couleur manon. Colorations fluorescentes Différentes colorations ont été utilisées dans cette étude à partir de Sondes Moléculaires. (Molecular Probes, JEugene OR, USA). La calcéine bleue est un marqueur bleu fluorescent avec excitation à 322 nm et émission à 435 nm ; le diacétate de fluorescéine fluorescente verte est un marqueur fluorescent vert avec excitation à 522 nm et émission à 529 nm, la calcéine AM est un marqueur fluorescent vert avec excitation à 494 nm et émission à 517 nm ; la tétraméthyl rhodamine fluorescente orange est un marqueur fluorescent rouge avec excitation à 541 nm et émission à 567 nm. Les cellules T ont été marquées au milieu avec différentes sondes (1 μg/ml) pendant 30 min à 37°C dans l'obscurité et nettoyées trois fois avant utilisation.
Etudes de flux in vitro et chambre d'écoulement La lignée de cellules endothéliales de la veine ombilicale humaine transfonnée EA hy926 a été aimablement fournie par le Dr Edgell (Université de Caroline du Nord, Chapel Hill, N.C.) et mise en culture dans du DMEM (Life Technologies, Cergy Pontoise, France) additionné d'un supplément de 20% de FCS. La lignée de cellules endothéliales murine transformée SVEC4-10 a été achetée à ATCC et mise en culture avec du DMEM additionné d'un supplément de 10% de FCS. La chambre d'écoulement a été achetée chez Immuneties (Cambridge, MA). Elle a été conçue pour permettre un écoulement laminaire stabilisé entre 0,1 et 2 dyn/cm2. Les cellules T à une concentration de 1 x 106 dans du HBSS (Life Technologies) additionné d'un supplément de 1 mM de CaCI2 et MgCI2 ont été perfusées à travers la chambre sur une monocouche de cellules endothéliales employant une pompe-seringue de prélèvement (Harvard Apparatus, Boston, MA). Dans la plupart des expérimentations, les différentes lignées de cellules T ont été marquées de manière fluorescente, lavées trois fois, puis mélangées et perfusées sur la lignée de cellules endothéliales murine SVEC4-10 ou la lignée de cellules EA humaines pendant 15 min. Le médium a été perfusé pour retirer les lymphocytes qui n'adhèrent pas fermement avant quantification sur 10 champs aléatoires de 0,65 mm2 avec objectif 10X. Pour des études sur l'inhibition, le recombinant soluble mVCAM-1, les chaînes d'intégrine anti-betal et anti-beta2 ont été utilisés à lO μg/mml et incubés avec des cellules à +4°C, 30 minutes avant l'essai. Les chimères recombinantes mICAM-1 Fc, les chimères recombinantes mVCAM-1 Fc et les chimères recombinantes en sélectine mP Fe ont été recouvertes à 2 μg/ml (R&D Systems). Pour les études sur le roulement, les cellules perfusées ont été surveillées par enregistrement vidéo et les cellules mobiles ont été comptées sur 9 champs distincts pour chaque sous-ensemble de cellules T fluorescentes. Tests de migration in vivo Les lymphocytes T ont d'abord été marqués par des colorants fluorescents. Les cellules Thl, Th2 et Tri ont été incubées à une concentration de 2,106 cellules / ml dans du PBS IX et marquées soit avec 1 μg ml de calcéine, AM ; 2μg/ml de CMTMR orange ou 2 μg/ml de bleu de calcéine, pendant 30 minutes à 37°C. Les cellules ont ensuite été lavées deux fois dans du PBS IX (Life Technologies). Les suspensions cellulaires fluorescentes ont été mélangées. Les souris ont reçu par voie intraveineuse lOOμl de PBS IX contenant 1 million de chaque population de cellules. Vingt-quatre heures après le transfert de cellules, la distribution de tissus de cellules fluorescentes a été analysée par cytométrie sur un appareil FACS SE (Becton Dickinson, Le Pont de Claix, France). Afin d'analyser de manière spécifique les cellules T injectées, l'acquisition de FACS a été effectuée sur une porte définie sur des paramètres SSC-FSC (SSC pour side light scatter ; et FSC pour forward light scatter) de cellules fluorescentes mélangées prélevées avant le transfert de cellules. Le nombre de Thl, Th2 ou Tri dans chaque organe a été évalué pour un total de 106 cellules acquises. Pour le blocage de la LFA-1, la chimère ICAM lFc (R&D Systems) a été utilisé à 10 μg/ml pendant 30 min à +4°C, avant l'injection de cellules. Sensibilité de contact à Poxazolone La sensibilité de contact à Poxazolone (Sigma, LTsle d'Abeau, France) a été exécutée en appliquant 20 μl d'une solution d'oxazolone de 50 mg/ml dans de l'huile d'olive/acétone (4:1, vokvol) de manière épicutanée sur l'oreille droite une fois par jour pendant trois jours. L'oreille gauche n'a reçu que le véhicule. L'épaisseur de l'oreille a été surveillée chaque jour. Chimiotactisme in vitro Avant la migration, les cellules Thl et Th2 ont d'abord été marquées par la calcéine, AM et CMTMR orange comme décrit précédemment. Les cellules Tri sont restées non marquées. 105 des cellules de chaque population dans 150 μl de RPMI chauffé, 20 mM Hepes, 1% de FCS (tous de Life Technologies) ont été appliquées dans un insert entre puits de pores de 5 μm (Corning Costar, Brumath, France). Seulement 600 μl de médium de migration ou contenant SDF-1/CXCL12 (Prepotech, Rocky Hill, NJ), Mig/CXCL9 ou SLC/CCL21 (R&D Systems) ont été distribués dans la chambre inférieure, à côté de l'insert entre puits. Après 3 heures à 37°C, les cellules qui ont migré en direction de la chambre inférieure ont été récoltées et la migration différentielle de chaque population de cellules a été analysée par cytométrie.
Test RT-PCR quantitatif en temps réel L'ARN total a été préparé en employant du TRIZOL (Life Technologies) et tout ADN chromosomique contaminant potentiel a été digéré par la DNase 1 selon les instructions du fabricant (Gène Hunter, Nashville, TX). Puis, PARN a été transcrit à l'inverse en employant obligo(dT)12-18 et la transcriptase inverse de Superscript II (Life Technologies). Le PCR quantitatif en temps réel a été exécuté avec la trousse de réactifs PCR vert SYBR dans les plaques à microtitration spéciales des 96 puits optiques (Applied Biosystems, Courtaboeuf, France) dans un Système de détection de séquence ABI PRISM 5700 (Applied Biosystems), selon les instructions du fabricant. Des signaux de fluorescence ont été générés au cours de chaque cycle PCR par incorporation directe de PADN double brin vert SYBR afin de fournir une infonnation PCR quantitative en temps réel. Les amorces (MWG Biotech, Ebersbert, Allemagne) ont été conçues pour mesurer les jonctions exon-intron afin de prévenir l'amplification d'ADN génomique et pour obtenir des amplimères entre 100 et 150 bp afin d'accroître l'efficacité de l'amplification par PCR. Toutes les amorces ont été utilisées dans des conditions qui ont prévenu la fonnation de dimères et l'exactitude des produits amplifiés a été testée par électrophorèse et les cartes de digestion par enzymes de restriction. Tous les ADNc ont été titrés sur la valeur de l'expression moyenne de 4 gènes domestiques différents. Les conditions PCR étaient de 10 min à 94°C, 40 cycles de 30 s à 94°C, 30 s à 60°C et 30 s à 72°C pour chaque amplification dans un volume final de 20 μl. L'expression de gènes cibles a été mesurée après normalisation des concentrations d'ARN avec 4 gènes domestiques différents et les valeurs sont exprimées en expression accrue au-dessus d'un contrôle négatif.
Exemple 2 : Caractérisation des cellules T CD4+CD18bri "tCD49b+ T comme cellules Tri chez la souris. Analyse FACS des cellules T CD4+CD18bri htCD49b+ à partir d'un échantillon biologique de splénocytes murins. Des splénocytes de souris BALB/c ont été marqués avec des anticorps anti- CD3 FITC-conjugués, des anticorps anti-CD4 PC5 -conjugués et des anticorps anti- CD 18 PE-conjugués. L'analyse FACS des cellules T CD3+CD4+ montre la présence d'une population capable de surexprimer l'antigène CDl 8 et qui représente 14% de la totalité des cellules T CD4+ (Fig.lA). Des splénocytes de souris BALB/c ont été marqués avec des anticoφs anti-CD4 PC5-conjugués, des anticoφs anti-CD 18 PE- conjugués et des anticoφs anti-CD49b FITC-conjugués. L'analyse FACS des cellules T CD4+ montre que 35% des cellules T CD18brightCD4+ chez la souris surexpriment également l'antigène CD49b (Fig.lB). Profil de production des cytokines par les cellules T CD4+CD18brightCD49b+. Des cellules T CD4+CD18bri ht CD49b+ ont été triées par technique FACS après détection CD4, CD 18 et CD49b des splénocytes de souris BALB/c. les cellules T CD4+CD18brightCD49b+ ont ensuite été activées in vitro à l'aide d'anticoφs marqués anti-CD3 (10 μg/ml) et d'anticoφs solubles anti-CD28 (1 μg/ml). Les surnageants ont été récupérés après 48 heures de culture et un test ELISA a été effectué pour déterminer la présence d'IL-10, d'IL-4 d'IFNγ. Les résultats montrent que les cellules T CD4+CD18brightCD49b+ T présentent le même profil de production de cytokines que celles décrites pour les lymphocytes T Tri (production importante d'IL-10, production d'IFNγ et absence de production d'IL- 4) (Fig.lC).
Etude proliférative des cellules T CD4+ par incorporation de la 3H-thymidine. Les cellules T triées CD4+CD18brightCD49b+ ou CD4+CD18brightCD49b" et les cellules CD4+ sont mises en culture en présence de splénocytes inadiés et d'anticoφs soluble anti-CD3 (10 μg/ml). Les deux populations cellulaires ont été séparées par une membrane de polycarbonate (pores de 0,4 μm). Après trois jours de culture, la prolifération de la population totale de cellules T CD4+ a été mesurée par le biais de l'incoφoration de 3H-thymidine. Ces expériences montrent que les cellules T CD4+CD18brightCD49b+ sont capables d'inhiber la prolifération des cellules T CD4+ en attente (bystander) selon un mécanisme dépendant de facteurs solubles, mécanisme spécifique des cellules Tri (Fig.lD).
Injection de cellules T CD4+CD18 ri htCD49b+ chez des souris présentant une inflammation de l'oreille. L'hypersensibilité retardée cutanée à Phaptène oxazolone a été induite chez les souris BALB/c par application épi cutanée de Phaptène. Les souris traitées à Poxazolone ont été injectées avec des cellules T triées CD4+CD18brightCD49b+ à partir de souris transgéniques DO11-10 pour un TCR (« T-Cell Receptor ») anti- ovalbumine. Les souris ont ensuite été traitées ou non avec le lipopeptide ovalbumine au niveau de l'oreille inflammée afin d'activer spécifiquement les cellules injectées. Le gonflement de l'oreille a été mesuré dans le temps à partir de l'injection cellulaire et pendant quatre jours. Les résultats montrent que les cellules T CD4+CD18brightCD49b+ sont capables d'inhiber in vivo l'inflammation cutanée uniquement lorsqu'elles sont activées avec le lipopeptide ovalbumine. Ces résultats sont en corrélation avec l'effet inhibiteur in vivo des clones cellulaires T Tri dans le même modèle pathologique (Fig.lE). Etude proliférative des cellules T CD4+ chez des souris atteintes de la maladie de Bo el après injection des cellules T CD4+CD18brigI,tCD49b+. Des souris SCID ont été injectées avec CD4+CD45RBhlgh pour induire la maladie inflammatoire de Bowel. Un groupe de souris a également été traité avec des cellules T triées CD4+CD18brightCD49b+ à partir de souris transgéniques DO11- 10 et nourries avec de l'ovalbumine. Huit jours après l'injection cellulaire, la proportion de cellules T CD4+ dans la muqueuse du colon a été analysée par cytométrie de flux. Alors que les souris contrôle présentent une inflammation sévère du colon et une proportion élevée de cellules T CD4 à l'intérieur de l'infiltrat cellulaire, les souris traitées avec les cellules T CD4+CD18brightCD49b+ sont protégées de l'inflammation et ont une petite infiltration de cellules T CD4 au niveau du colon. Ces expériences montrent qu'en tant que cellules T Tri, les cellules T CD4+CD18brightCD49b+ sont capables de protéger les souris de la maladie inflammatoire de Bowel (Fig.lF).
Exemple 3 : Caractérisation des cellules Tri CD4+CD18brig"tCD49b+ T chez l'homme.
Analyse FACS des cellules T CD4+CD18brightCD49b+ à partir d'un échantillon biologique de cellules PBMC. Des cellules monnonucléaires de sang périphérique ont été séparées par centrifugation dans un gradient de Ficoll et ont été marquées avec des anticoφs anti-CD4 APC-conjugués, des anticoφs anti-CD3 PC5-conjugués, des anticoφs anti-CD 18 PE-conjugués et des anticoφs anti-CD49b FITC-conjugués. L'analyse
FACS des cellules T CD3+CD4+ montre la présence d'une population capable de surexprimer l'antigène CD 18 et représentant 20% des cellules T CD4+CD3+ dans le sang humain (Fig.2A). L'analyse FACS des cellules T CD3+CD4+ montre que les cellules T CD 18 bnght CD4+ dans le sang humain surexpriment également l'antigène CD49b (Fig.2B). Profil de production des cytokines par les cellules T CD4+CD18bri htCD49b+. Les cellules T humaines CD4+CD18bπght ont été séparées par tri cellulaire selon la technique FACS après marquage CD4 et CD 18 des cellules mononucléaires sanguines. Les cellules T CD4+CD18bπght ont ensuite été activées in vitro avec l'anticoφs marqué anti-CD3 (10 μg/ml) et des anticoφs solubles anti-CD28 (1 μg/ml). Les surnageants ont été récupérés après 48 heures de culture et un test ELISA a été effectué pour détecter la présence d'IL-10, d'IL-4 et d'IFN-γ. Les résultats montrent que les cellules T humaines CD4+CD18bπ ht, comme leurs homologues murins, possèdent le même profil de production de cytokine que celui décrit pour les lymphocytes T Tri (production importante d'IL-10, production d'IFNγ et absence de production d'IL-4) (Fig.2C).
Analyse FACS comparative des cellules T CD4+CD18brightCD49b+ présentes chez des sujets sains et des patients atteints de la maladie de Crohn. La proportion de cellules T CD4+CD18bright CD49b+ dans le sang a été comparée entre des sujets sains et des patients atteints de la maladie de Crohn. L'analyse des cellules T CD3+CD4+ montre, par rapport à un sujet représentatif de chaque groupe, que la proportion de cellules T CD4+CD18bright CD49b+ est diminuée chez les patients atteints de la maladie de Crohn (Fig.2D). Population de cellules T CD25+ CD4+ et de cellules T CD4+CD18bri ht chez des sujets sains et des patients atteints de la maladie de Crohn. La proportion de cellules T CD4+CD18bπght chez les sujets sains et chez les patients atteints de la maladie de Crohn correspond inversement avec celle des cellules T activées CD25+ CD4+, comme le montre la cytométrie de flux. Les patients atteints de la maladie de Crohn (n=4) montrent une augmentation du nombre de cellules T sanguines CD25+ CD4+ et une diminution du nombre de cellules T CD4+CD 18bright comparé aux sujets sains (n=5) (Fig.2E).
Exemple 4 : La surexpression d'un jeu de molécules d'adhésion sur les lymphocytes Tri régulateurs permet leur migration spécifique vers les tissus inflammés Il existe maintenant une preuve incontestable d'une sous-population de cellules T CD4+ régulatrices qui, in vivo, module des réponses immunopathologiques nocives. Ces cellules ont des avantages thérapeutiques potentiels pour traiter des maladies auto-immunes mais on ignore encore un grand nombre des principaux aspects de leurs mécanismes régulateurs, particulièrement en ce qui concerne leur comportement migratoire, leur site d'action exact et les voies moléculaires impliquées dans ces mécanismes. Dans deux modèles différents d'inflammation, les schémas de migration des cellules Tri ont été comparé par rapport à ceux des cellules effectrices Thl et Th2 obtenues après différenciation in vitro. Il a été démontré que les cellules Tri migrent de préférence vers des tissus inflammés et très peu vers des organes immuns secondaires, contrairement aux cellules Thl et Th2. L'analyse de tous les récepteurs de chimiokines connus n'a pas révélé d'expression spécifique qui pounait expliquer la migration spécifique des cellules Tri . Cependant, dans des conditions de flux, les cellules Tri humaines ou de souris ont un arrêt accru sur Pendothélium vasculaire inflammatoire. L'analyse des molécules d'adhésion a révélé un dessin moléculaire spécifique sur des cellules Tri avec fonction et expression régulées à la hausse de PSGL-1, LFA-1, alphaV/beta3 et PECAM-1. Ces résultats indiquent que les cellules Tri représentent un sous-ensemble de cellules T régulatrices spécialisées dans le contrôle des sites inflammatoires.
Les cellules Tri migrent de préférence vers le côlon inflammé. Au cours d'expérimentations précédentes, les inventeurs ont montré que les cellules Tri pouvaient prévenir l'inflammation dans un modèle de maladie inflammatoire des intestins (IBD) provoquée de manière expérimentale chez des souris scid (Groux and ail, 1997 ; Groux and ail, Irnmunol Today. 1999 Oct;20(10):442-5). Afin de déterminer le site d'action des cellules Tri in vivo au cours du contrôle de F IBD, des souris scid CB-17 ont été rétablies avec des cellules pathogènes T+ CD4+CD45RBhl pour provoquer une IBD. Quatre semaines après le transfert, elles ont subi des injections par intraveineuse de différentes cellules spécifiques Thl, Th2 et Tri d'OVA (2 x 106 cellules) et ont été nourries avec de l'OVA dans leur eau de boisson, une situation au cours de laquelle on observe une inhibition complète de la colite avec les cellules Tri. Une semaine plus tard, les souris ont été sacrifiées et la présence de cellules KJ-1,26+ (cellules T spécifiques d'OVA) a été analysée dans leur côlon, leur rate et leurs ganglions lymphatiques mésentériques. De nombreuses cellules KJ-1,26+ ont été observées dans les côlons inflammés des souris traitées avec les cellules Tri (Fig. 3A). Par contraste, chez des souris traitées avec des cellules Thl et Th2 spécifiques d'OVA, il a été détecté moins de cellules T CD4+ KJ-1,26+ parmi les cellules qui s'infiltraient dans le côlon. L'analyse des ganglions lymphatiques mésentériques drainants et des rates (non représenté) a révélé une accumulation de cellules Thl ou Th2 alors que seulement quelques cellules Tri ont été observées (Fig.3A). Des résultats similaires ont été observés lorsque les différentes cellules T ont été injectées au jour 0 en même temps que des cellules T pathogènes CD4+ CD45RB1" T (non représenté). Les inventeurs et d'autres (Groux and ail, 1997 ; Banat and ail, J Exp Med 2002 Mar 4;195(5):603-16) ont montré dans deux différents modèles d'inflammation que l'antigène spécifique (ovalbumine) doit être injecté localement (par voie orale) dans le modèle IBD (Groux and ail, 1997) ou par voie intracrânienne dans le modèle EAE (Barrât and ail, 2002) pour introduire l'effet protecteur des cellules Tri, et que l'injection systémique de l'antigène (injection iv ou ip) était inefficace. Ces résultats ont suggéré que l'activation locale de cellules Tri était nécessaire. Les inventeurs ont donc effectué des analyses pour voir si la présence de l'antigène sur le site de l'inflammation était également requise pour la migration des cellules Tri dans le côlon inflammé. Des souris scid CB17 ont reçu des injections de cellules T CD4 CD45RBhl et des cellules Tri spécifiques d'OVA simultanément (Fig. 3C) ou quatre semaines après reconstitution (Fig. 3B), en la présence ou l'absence d'OVA. L'analyse des cellules Tri KJl-26+ injectées par immunochimie (Fig. 3C) ou par cytométrie en flux (Fig. 3B) a montré que les cellules Tri migrent de manière spécifique vers le côlon inflammé même en l'absence de leur antigène spécifique. Toutefois, l'activation de l'antigène spécifique des cellules Tri a été nécessaire pour déclencher leur fonction régulatrice comme illustrée par l'infiltration de leucocytes et l'inflammation observée chez les souris qui n'ont pas été traitées avec de l'ovalbumine, en dépit de la présence de cellules Tri infiltrées (Fig. 3C). Etant donné que la migration des cellules Tri ne dépendait pas de la présence de leur antigène spécifique, les inventeurs ont pu comparer leur migration à des cellules purifiées ex-vivo. Tout d'abord, afin de s'assurer que la migration accrue des cellules Tri par rapport aux cellules Thl vers le côlon inflammé n'était 5/000344 46
pas dû à une migration relativement pauvre de la population de cellules Thl différenciées in vitro, les inventeurs ont comparé la migration des cellules Tri à l'infiltrat cellulaire total (80% des polynucléaires neutrophiles) ou des cellules T CD4+ purifiées, isolés à partir du côlon inflammé des souris scid reconstituées avec des cellules T CD4+ Œ^RB" (Fig. 4A). Les différentes populations de cellules ont été marquées avec différentes sondes fluorescentes et co-injectées par voie intraveineuse chez des souris scid reconstituées avec des cellules T CD4+ CD45RBhl de quatre semaines. Vingt-quatre heures après l'injection, la migration des cellules fluorescentes vers le côlon inflammé a été analysée par cytométrie en flux. La migration accrue des cellules Tri vers les tissus inflammés a été confinnée car leur migration vers les côlon inflammé était trois fois supérieure à la migration de la population totale de leucocytes et plus de 30 fois supérieure à la migration de cellules T CD4 purifiées isolées à partir du côlon inflammé (Fig. 4A). La migration spécifique de cellules Tri ne se limite pas à l'intestin inflammé. L'injection de cellules Tri, Thl et Th2 chez des souris scid non traitées ou chez des souris normales BALB/c n'a pas révélé de tropisme spécifique des cellules Tri vers les tissus intestinaux normaux (données non représentées). C'est pourquoi, afin d'analyser si la migration spécifique de cellules Tri en l'absence d'antigène était limitée au tissu intestinal inflammé ou si elle était spécifique aux signaux inflammatoires présents dans tout tissu donné, les inventeurs ont constitué un modèle d'inflammation de la peau en appliquant de Poxazolone d'haptène sur la peau de l'oreille (Fig. 5A). L'inflammation était caractérisée par une infiltration de leucocytes (Fig. 5B) avec à la fois des cellules T CD4+ CD8+ (non représentée). Afin d'analyser la migration des cellules T dans la peau inflammée, les cellules Thl, Th2 et Tri ont été marquées par de la calcéine fluorescente et injectées 5 jours après le traitement à Poxazolone. De manière similaire au modèle IBD, les cellules Tri ont affiché une migration accrue vers l'oreille inflammée (Fig. 5C et D) par comparaison aux cellules Thl et Th2 qui ont migré de préférence vers les ganglions lymphatiques drainants et la rate (Fig. 5C et D). Pour chaque population, le taux de cellules dans un tissu donné par rapport au nombre total de cellules récupérées peut être pris comme une mesure de la capacité relative de ces cellules à se diriger vers ces organes. Ces taux diffèrent de manière significative entre les quatre populations analysées : 90% pour des cellules Tri, 60% pour des cellules Thl et 30% pour des cellules Th2 dans l'oreille inflammée, et 10% pour les cellules Tri, 40% pour les cellules Thl et 70% pour les cellules Th2 dans les organes lymphoïdes (Fig. 5E). En tout, les données montrent que les cellules Tri migrent vers les tissus inflammés et suggèrent que la migration spécialisée des cellules Tri dépend des signaux inflammatoires et n'est pas dépendant des antigènes ni spécifique aux tissus.
Adhésion ferme des cellules Tri sur les cellules endothéliales vasculaires activées dans des conditions de flux L'adhésion aux veinules inflammées est un événement précoce et essentiel dans le recrutement de leucocytes circulants en direction du site de l'inflammation. Afin d'approfondir l'analyse des mécanismes qui entraînent la migration accrue des cellules Tri vers les tissus inflammés, l'interaction entre les cellules Tri et Thl et les cellules endothéliales activées TNF-α a été comparée. Afin d'analyser ce processus, les inventeurs ont réalisé des expérimentations dans une chambre d'écoulement revêtue d'une lignée cellulaire endothéliale vasculaire activée TNF-α (SVEC4-10) et l'adhésion des cellules T au marquage fluorescent été analysée par images vidéo, comme décrit précédemment (Ticchioni and ail, FASEB J. 2001 Feb;15(2):341-50). En ce qui concerne les expérimentations in vivo, des colorants fluorescents ont été utilisés pour marquer les cellules Tri et Thl de la souris. Les cellules T ont été mélangées en nombre égal et perfusées sur une monocouche de SVEC4-10 à un débit de 2 dyn/cm2. Les résultats ont montré que les cellules Tri avaient une capacité accrue à s'anêter sur des cellules endothéliales vasculaires activées par comparaison aux cellules Thl (Fig. 6 A et B). Au cours d'expérimentation similaires, les cellules Th2 ont montré un anêt minimal sur des cellules endothéliales activées (non représenté). Afin de confirmer que cette adhésion ferme aux cellules endothéliales vasculaires activées est une marque des cellules Tri, les inventeurs ont réalisé des expérimentations en chambre d'écoulement similaires sur des cellules humaines Tri, Thl et Th2 (Tableau l)(Groux and ail, 1997 ; Lecart and ail, J Invest Dermatol. 2001 Aug;l 17(2):318-25). Les cellules humaines Thl, Th2 et Tri isolées à partir de différents donneurs ont été marquées par du diacétate de fluorescéine fluorescente verte et perfusées séparément sur une lignée cellulaire transformée humaine préalablement activée par du TNF-α. La figure 8C montre que les cellules humaines Tri affichent des niveaux supérieurs d'arrêt ferme sur des cellules endothéliales activées par comparaison aux cellules Thl et Th2. Ce résultat suggère que l'accumulation de cellules Tri observée dans les tissus inflammés in vivo est dû en partie à l'adhésion accrue des cellules circulantes Tri à Pendothélium activé. Mécanisme d'adhésion des cellules Tri. L'événement précoce de l'adhésion a d'abord été analysé, la phase mobile. Le nombre de cellules mobiles au cours de tests en chambre d'adhésion d'écoulement a été comparé entre différentes cellules Tri et Thl marquées à la calcéine fluorescente. De plus grands nombres de lymphocytes Tri ont roulé sur des cellules endothéliales activées par comparaison aux lymphocytes Thl (Fig. 7A). Etant donné que la sélectine P est une molécule importante qui entraîne le roulement des lymphocytes T sur des veinules inflammées in vivo (Hirata and ail, J Exp Med. 2000 Dec 4;192(l l):1669-76), le nombre de cellules mobiles Tri et Thl sur les lames recouvertes de sélectine P a été énuméré. Les lymphocytes Tri ont affiché des capacités de roulement supérieures sur la sélectine P par rapport aux cellules Thl (Fig. 7A). Le roulement accru des cellules Tri sur les lames recouvertes de sélectine P est en corrélation avec l'expression ARNm accrue des PSGL-1 (P-selectin glycoprotein-ligand-1) à la fois sur les cellules Tri humaines et de souris (Fig. 8A et B). Ces résultats suggèrent que la surexpression de PSGL-1 sur les cellules Tri joue un rôle important dans la capacité supérieure de ces cellules à migrer vers les tissus inflammés. Les LFA-l/ICAM-1 et VLA-4/VCAM sont des médiateurs importants de l'adhésion des cellules T au cours du processus inflammatoire (Alon and ail, Semin Immunol. 2002 Apr; 14(2): 93 -104). Par conséquent, la contribution à la fois des LFA-1 et VLA-4 à l'adhésion accrue des cellules Tri à Pendothélium activé a été déterminée. En utilisant des tests d'adhésion de chambre d'écoulement recouverte d'ICAM-1 recombiné comme substrat, il a été observé une adhésion accrue des cellules Tri à PICAM-1 par comparaison aux cellules Thl. Ces résultats sont en conélation avec ceux obtenus avec des cellules endothéliales activées, suggérant que l'interaction LFA-l/ICAM-1 joue un rôle prépondérant dans l'adhésion des cellules Tri à Pendothélium inflammé (Fig. 7B). Le rôle important de la LFA-1 dans l'adhésion des cellules Tri a été confirmé par les expérimentations utilisant des anticoφs bloquants de chaîne d'intégrine anti-beta-2 qui ont inhibé l'anêt des cellules Tri sur Pendothélium activé dans les expérimentations en chambre d'écoulement (Fig. 7C) et par des expérimentations in vivo où la pré-incubation de cellules Tri avec des molécules ICAM-Fc a inhibé leur migration vers les oreilles inflammées (Fig. 7D). Par contraste avec le rôle crucial joué par la LFA-1, l'interaction VLA-4/ICAM-1 n'apparaît pas être importante pour l'adhésion des cellules Tri car les cellules Tri ne s'arrêtent pas sur les lames recouvertes de VCAM-1 (Fig. 7B). De plus, l'anticoφs bloquant anti-betal ou la VCAM-1 soluble n'ont pas empêché l'anêt des cellules Tri sur Pendothélium activé alors qu'elles ont inhibé l'adhésion des cellules Thl (Fig. 7C).
Expression de molécules d'adhésion sur des cellules Tri Afin d'accomplir l'étude sur les mécanismes qui expliquent la migration sélective des cellules Tri in vivo, une analyse quantitative complète des molécules d'adhésion les plus connues sur plusieurs cellules Tri, Thl et Th2 humaines et de souris (Fig. 8A et B) a été réalisée. En accord avec les études fonctionnelles, il a été observé une surexpression des chaînes αL et β2 de l'intégrine (LFA-1) ARNm sur des cellules Tri par comparaison aux autres populations de cellules analysées. Ce résultat a été confirmé par une cytométrie en flux alors que l'expression de la membrane à la fois alphaL et beta2 a été régulée à la hausse sur les lymphocytes Tri par comparaison aux cellules Thl et Th2 (Fig. 8C). Il a également été observé des expressions de membrane et mARN supérieures de la molécule CD31/PECAM- 1 sur des cellules Tri (Fig. 8A et B) par comparaison aux cellules Thl et Th2 (Fig. 8B). La molécule CD31/PECAM-1 joue un rôle crucial dans la diapédèse (Liao and ail, J Exp Med. 1997 Apr 7; 185(7): 1349-57) ; une expression plus élevée de cette molécule sur des cellules Tri pounait faciliter leur passage dans le compartiment sous-endothélial. Les inventeurs ont également trouvé des expressions de gènes et de membranes plus élevées des deux chaînes de l'intégrine alphaV et beta3 (Fig. 8A, B et C) qui produisent une fois dimérisées un récepteur dé fibronectine, de vitronectine et d'autres composants de la matrice extracellulaire (Huang and ail, Oncogene. 2000 Apr 6;19(15):1915-23). Une expression de membrane plus élevée d'alpha V a également été confirmée sur des cellules Tri humaines (Fig. 8B). L'expression élevée d'alphaV/beta3 sur des cellules Tri pounait accélérer leur progression du compartiment sous-endothélial en direction des autres compartiments cellulaires profondément au sein de l'organe inflammé.
Discussion Les inventeurs ont ainsi montré que des cellules Tri affichent une capacité accrue et sélective à migrer vers des tissus inflammés. Cette migration spécifique de cellules T Tri dans les organes inflammés telle qu'observée in vivo dans deux modèles différents ne dépend pas du type de tissu, car elle est observée de la même manière dans le côlon et la peau inflammés, ni du type d'inflammation, qu'elle soit induite par des cellules T Thl CD4+ dans le modèle IBD (Powrie, h munity. 1994 Oct;l(7):553-62) ou principalement par des cellules T CD8+ dans le modèle irritant de la peau (Kehren and ail, J Exp Med. 1999 Mar l;189(5):779-86 ; Bour and ail, Acta Demi Venereol 1995 May;75(3):218-21) et ne dépend pas de la présence de l'antigène spécifique. Ces résultats suggèrent que les signaux inflammatoires, générés dans la plupart des tissus et au cours de différents types de réponses immunes, peuvent déclencher rapidement le recrutement de cellules Tri et que, en conélation avec leurs capacités migratoires, l'effet inhibiteur de ces cellules se produit localement et de manière sélective dans des tissus inflammés périphériques. Il est intéressant de noter que des études récentes ont indirectement confirmé ces observations en utilisant deux modèles différents de transplantation : les auteurs ont montré que les cellules T régulatrices sont enrichies au sein des greffons tolérées par comparaison aux tissus lymphoïdes secondaires (Sawitzki, Transplant Proc. 2001 May;33(3):2092-3 ; Graca, J Exp Med. 2002 Jun 17;195(12):1641-6). Ce tropisme sélectif vers les organes inflammés périphériques aide à expliquer l'un des paradoxes de la fonction de la cellule régulatrice T. En effet, il est désormais évident que les cellules T régulatrices fonctionnent à travers un mécanisme de suppression du voisinage induite par antigène, ce qui signifie que les cellules T régulées et régulatrices doivent être très proches mais ne reconnaissent pas nécessairement le même antigène (Groux and ail, 1997). De plus, plusieurs rapports ont suggéré que les cellules T régulatrices naturelles sont dirigées contre le soi ou les antigènes communément rencontrés (Cong and ail, J Immunol. 2002 Dec l;169(l l):6112-9). Par conséquent, on peut se demander comment des mécanismes de protection, qui dépendent de cellules T régulatrices, permettent encore le développement de réponses immunes bénéfiques aux pathogènes in vivo. La migration pauvre de cellules Tri, par comparaison aux cellules effectrices T Thl et Th2, en direction des organes lymphoïdes secondaires, où les réponses immunes de protection commencent, peut expliquer ces observations. La migration de leucocytes du flux sanguin vers les tissus est facilitée par un processus à plusieurs phases qui, en de nombreuses occasions, implique (i) la capture et le roulement de leucocytes par sélectines, (ii) l'activation rapide des intégrines de leucocytes, (iii) l'adhésion à des ligands endothéliaux à travers des intégrines activées et (iv) la diapédèse (Kubes, Semin hnmunol. 2002 Apr;14(2):65- 72. Review ; Springer, Cell. 1994 Jan 28;76(2):301-14. Review ; Butcher and ail, Science. 1996 Apr 5;272(5258):60-6. Review). Il a été montré que les chimiokines et les récepteurs de chimiokines apportent une importante contribution à la chimio- attraction des sous-ensembles sélectifs de leucocytes dans différents tissus différents mais également pour l'activation des intégrines sur des leucocytes afin d'induire un arrêt ferme sur les cellules endothéliales activées (Constantin and ail, Immunity. 2000 Dec;13(6):759-69 ; Campbell, Science. 1998 Jan 16;279(5349):381-4.). Toutefois, l'analyse de l'expression des récepteurs de chimiokines sur les cellules Tri, Thl et Th2 révèle une régulation à la baisse suφrenante dans l'expression de tous les récepteurs de chimiokine connus sur les cellules Tri, par comparaison aux cellules Thl et Th2. Cette régulation à la baisse a été confinnée par une migration décroissante en réponse aux chimiokines impliquées dans l'inflammation (MIG) ou dans l'adressage vers les organes lymphoïdes (SLC et SDF-1) (Baggiolini, 1998). Ces résultats suggèrent qu'aucune sur-expression d'un récepteur particulier de chimiokines ne peut expliquer la migration spécifique des cellules Tri en direction des sites inflaimnatoires. En dépit de ce manque de sur-expression des récepteurs de chimiokines, les cellules Tri à la fois humaines et de souris affichent une adhésion plus élevée sur des cellules endothéliales vasculaires activées par comparaison aux cellules Thl et Th2. Les inventeurs ont d'abord observé que les cellules Tri affichaient des capacités de roulement sur des cellules endothéliales vasculaires activées et la sélectine P sous flux. Il a également été observé un meilleur arrêt ferme des cellules Tri sur des cellules endothéliales vasculaires activées par comparaison aux lymphocytes Thl. Au cours de la dissection des mécanismes d'adhésion accrue des cellules Tri sur des cellules endothéliales vasculaires activées, il a été observé que l'expression de la membrane et la fonction de LFA-1 étaient régulées à la hausse sur des cellules Tri par comparaison à d'autres sous-ensembles de cellules T. L'importance du rôle du LFA-1 pour la migration spécifique des cellules Tri a été confinnée en environnement in vivo où les LFA-1 bloquants par les molécules ICAM-Fc ont inhibé la migration des cellules Tri en direction du tissu inflammé. En fait, une analyse complète de l'expression des molécules d'adhésion sur des sous-ensembles de cellules T CD4+ a révélé que des cellules Tri sur-expriment un ensemble spécifique de molécules d'adhésion qui coopèrent pour induire leur migration vers les tissus abîmés, PSGL-1, LFA-1, alphaV/beta3 et PECAM-1. En effet, la sur-expression de PSGL-1 accroît la capacité de roulement des cellules Tri. Il a été montré que le LFA-1 est impliqué dans les étapes d'anêt et d'extravasation. La PECAM-1 est également une molécule hautement impliquée dans l'étape d'extravasation et enfin, PalphaV/beta3 induit la migration des cellules au sein des tissus à travers la matrice extracellulaire (Liao and ail, 1997 ; Huang and ail, 2000). Il est intéressant de noter que de manière controversée par rapport à la surexpression de plusieurs molécules d'adhésion, les cellules Tri ont une capacité décroissante à adhérer à la VCAM-1 par comparaison aux cellules Thl. Bien que l'expression de la VCAM-1 soit induite dans des sites inflammatoires, il a également été rapporté que la VCAM-1 est une molécule centrale dans la génération des réponses humorales à travers les interactions des cellules T-B. les inventeurs ont par conséquent fait l'hypothèse que l'absence de la fonction VLA-4 sur les lymphocytes Tri peut assurer que les cellules régulatrices T soient exclues des compartiments des cellules B au cours de l'initiation de réponses immunes à médiation de cellules B (Leuker and ail J Exp Med. 2001 Mar 19;193(6):755-68).
Tableau 1 : profil de cytokine des clones et populations de cellules T différentes utilisés
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Les clones de cellules T et les populations de cellules T humaines et de souris sont générés comme décrits ci-dessus. Les cellules T murines ont été stimulées avec du peptide d'OVA (0,6 μM) et des splénocytes totales inadiées (2x106 cellules/ml). Les cytokines ont été analysées par ELISA dans des surnageants de culture récupérées après 24h pour IL-2 et IL-4 et après 48 h pour IL- 10 et IFN-γ. Les clones des cellules T humaines ont été activés avec des anticoφs monoclonaux réticulés anti-CD3 (10 μg/ml) et anti-CD28 (1 μgml), les surnageants ont été récupérés après 24h pour IL-2 et IL-4 et après 48h pour IL- 10 et IFN-γ. Les résultats représentent des données combinées des 3 expérimentations représentatives.
Exemple 5 : Procédé de préparation de cellules T et de cellules dendritiques pour la caractérisation des cellules Tri CD4+CD18brightCD49b+ Procédures expérimentales Souris Les souris BALB/cAnN ont été obtenues auprès du CERJ (Le Genest Saint Isle, France), les souris DO 11-10 homozygotes ont été généreusement données par le Dr S. D. Hurst (DNAX Research Institute, Palo Alto, CA). Les souris transgéniques BALB/c IL- 10 ont été obtenues en utilisant l'ADNc hIL-10 sous le contrôle du promoteurlO du CMH de classe II Ea. Tous les animaux ont été élevés dans les conditions aseptiques courantes, dans notre animalerie. Toutes les souris étaient des femelles âgées de 4 à 8 semaines au début de chaque expérience. Milieu, anticoφs et réactifs Le milieu utilisé pour les cultures de cellules T était le milieu Yssel (Yssel et al., 1984). Les cellules dendritiques ont été cultivées dans du RPMI 1640 supplémenté avec 10% de S VF (Roche, Meylan, France), 2 mM de L-glutamine, 1%> de pyruvate de sodium, 2 x 10"5 M de β2 -mercaptoethanol (tous d'Invitrogen). Pour la purification des cellules dendritiques, les inventeurs ont utilisé du milieu HBSS sans Ca"^ et Mg"1^ contenant 2 mM d'EDTA (tous d'Invitrogen) et de la collagénase D (Roche, Meylan, France). Le GM-CSF, le TNF-o. et l'IFN-γ recombinants de souris venaient de R&D ' Systems, Abington, R-U. L'IL-10 et l'IL-4 recombinantes de souris ont été généreusement offertes par le Dr R. L. Coffman, DNAX Research Institute, Palo Alto, CA. La purification et la caractérisation des DC ont été effectuées au moyen d'anticoφs anti-CD3 (17A2), anti-CD4 (GK1.5) anti-CD8 (53-6.7), anti-CDl lb (Ml/70), anti-CDl lc (HL3), CD28 (37.51) . anti-I-Ad (AMS-32.1), anti-CD62L (Mel-14), anti-CD80 (16-10A1), anti-CD86 (GL1), anti-B220 (RA3-6B2), CD45RB (16A), anti-Grl (RB6-8C5) (Tous de Pharmingen Becton Dickinson) et de DEC-205 (NLDC-145) (Serotec, R-U.). Les dosages de cytokines ont été effectués au moyen d'anticoφs anti-IL-4- PE ou -FITC (11B11), anti-IFN-γ-PE (XGM1.2), anti-IL-10-FITC (JES-16E3), anti-IL-4 (11B11) et anti-IL-10 (2A5) purifiés, anti-IFN-γ (XGM1.2) et d'anti-IL-4
(24G2), d'anti-IL-10 (SXCl), d'anti-IFN-γ (R4-6A2) biotinylés (Tous de
Pharmingen Becton Dickinson). Les anticoφs anti-IgE (R35-72) et anti- IgGl (A85-1) utilisés pour l'analyse des IgG sériques spécifiques de l'OVA étaient de Pharmingen Becton Dickinson. Le tampon de lyse, la métrizamide, le LPS, le peptide OVA 323.339, l'ovalbumine et l'alun étaient de Sigma, Saint Quentin Fallavier, France. Cytométrie de flux L'analyse phénotypique des sous-ensembles de DC a été effectuée par double ou triple coloration avec des anticoφs biotinylés anti-CDl lc, suivis de streptavidine-Cy-Chrome, d'anti-CD45RB couplés à la PE et d'un troisième anticoφs couplé au FITC. Toutes les étapes de coloration ont été conduites à 4°C dans du tampon PBS avec 0,1 % de SAB et 0,02 mM de NaN3. Après trois lavages, les cellules marquées ont été analysées sur un FACScan (Becton Dickinson). Coloration des cytokines intracellulaires L'analyse des cytokines intracellulaires par cytométrie de flux a été effectuée comme décrit (Groux et al., 1997). Les cellules (106/ml) ont été activées pendant 6 h avec des ACm anti-CD3 et anti-CD28 immobilisés. La monensine a été ajoutée à 10 μg/iïil et, 4 h plus tard, les cellules ont été récoltées, lavées et fixées dans du fonnaldéhyde à 2%. Pour la coloration intracellulaire, les cellules ont été incubées avec les ACm suivants : anti-IL-4-FITC ou -PE, anti-IFN-γ-PE et anti-IL-10-FITC, ou des anticoφs témoins d'isotype correspondant, tous à 5 μg/ml. Les échantillons ont été analysés sur un FACScan (Becton Dickinson). Cellules dendritiques dérivées de la moelle osseuse (DC-MO) Les DC-MO ont été générées à partir de progéniteurs médullaires, comme décrit précédemment, avec quelques modifications (Inaba et al., 1992). En bref, la moelle osseuse a été extraite par rinçage de tibias et de fémurs avant d'éliminer les globules rouges avec 0,83 % de chlorure d'ammonium. Les cellules ont été cultivées à 37°C, sur des plaques à 24 puits (Becton Dickinson) (106 cellules/ml/puits), dans du milieu RPMI complet supplémenté avec 10 ng/ml de GM-CSF recombinant murin et 2,5 ng/ml de TNF-α recombinant murin, avec ou sans IL- 10 recombinante murine (500 ng/ml). Les DC-MO ont été récoltées à J6. Purification des cellules dendritiques spléniques Des rates ont été découpées en menus fragments qui ont été digérés par la collagénase D (1 mg/ml) dans du HBSS pendant 20 mn à 37°C, sous agitation constante. Les fragments digérés ont été filtrés sur grille de 0,7 μm (Becton- Dickinson) et la suspension cellulaire a été lavée deux fois dans le milieu de purification. Les cellules ont alors été déposées en couche sur un gradient de métrizamide et centrifugées à 600 g pendant 10 min. Les cellules concentrées à l'interface ont été récupérées, lavées une fois et remises en suspension dans le milieu de purification, pour dissocier les DC des lymphocytes. Les différentes lignées de cellules T, les cellules B et les granulocytes ont été déplétées en traitant les cellules de basse densité récupérées, pendant 30 min à 4°C, avec un mélange d'anticoφs monoclonaux composé d'anti-CD3, d'anti-B220 et d'anti-GR-1. Les cellules positives ont été récupérées magnétiquement, après incubation pendant 1 h à 4°C avec des billes magnétiques recouvertes d'Ig anti-rat, dans un rapport de 10 billes pour 1 cellule. Préparation des cellules T transgéniques TCR "vierges" Des cellules T spléniques de souris DO 11.10 transgéniques OVA TCR ont été préparées comme décrit ailleurs (Groux et al., 1997). En bref, des cellules T CD4+ ont été enrichies par sélection négative au moyen de billes magnétiques avec un mélange d'ACm anti-CD8, anti-B220 et anti-CDl lb. Les cellules T CD4+/Mell4bπ ht ont ensuite été triées par cytométrie de flux en utilisant des anticoφs anti-CD4-PE et anti-CD62L-FITC (Mell4). Les populations de cellules T triées étaient typiquement positives à 99 % pour les deux marqueurs. Différenciation des cellules T transgéniques TCR par les cellules dendritiques Les essais in vitro de différenciation des cellules T ont été effectués dans du milieu Yssel. Les cultures primaires de stimulation ont été établies en procédant à une activation de cellules T CD4+ "vierges" purifiées (2,5 x 105) par des populations de cellules dendritiques triées, puisées avec le peptide OVA 323.339 (0,6 μM) dans un volume total de 1 ml, sur des plaques de 24 puits (Becton Dickinson). Les cellules ont été multipliées, récoltées à J7, lavées trois fois, comptées et restimulées par des populations de cellules dendritiques fraîchement triées + 0,3 μM de peptide OVA 323-339 pour la seconde différenciation. La même procédure a été appliquée pour le troisième cycle de différenciation. Après la différenciation, les cellules T ont été récoltées, lavées et restimulées avec 0,3 μM d'OVA 323-339 et des CPA spléniques inadiées. La prolifération des cellules T a été mesurée par l'incoφoration de 3H-thymidine au cours des 12 dernières heures de l'incubation de 72 h. La production d'IL-4, d'IL-10 et d'IFN-γ a été mesurée par ELISA dans les surnageants recueillis 48 h après la restimulation des cellules T. Expériences transwell Dans le compartiment inférieur d'un système transwell (0,4 μm Costar- Dutscher, Brumath, France), 106 cellules T CD4+ purifiées isolées de souris BALB/c normales ont été stimulées avec 106 splénocytes inadiés de souris BALB/c et des ACm anti-CD3 (10 μg/ml). Dans le compartiment supérieur, des cellules T CD4+ différenciées par une stimulation unique avec des cellules dendritiques ont été stimulées avec 0,3 μM d'OVAp et 106 splénocytes inadiés. Trois jours plus tard, le panier a été retiré et les cellules T des puits inférieurs ont été transférées (en triple) dans des plaques à 96 puits. La réponse proliférative a été analysée par l'incoφoration de 3H-thymidine au cours des 12 dernières heures de culture. Cytologie Les DC CDl lcl0WCD45RB+ et CDl lchi hCD45RB" triées, générées in vitro ou isolées de rates de souris BALB/c, ont été incubées pendant 24 h avec du LPS (1 μg/ml) en présence de GM-CSF (10 ng/ml). Les DC fraîchement triées ou stimulées ont été centrifugées (Cytospin2, Shandon) et colorées au May-Griinwald-Giemsa. Dosage par RT-PCR quantitative en temps réel L'ARN total des sous-ensembles de DC. triées
(1 x 106 ; pureté >99%) a été préparé avec du TRIZOL (Life Technologies), comme décrit ailleurs (Cottrez et al., 1994), et toute trace éventuelle d'ADN chromosomique contaminant a été digérée par la DNase I, en suivant les instructions du fabricant (Gène Hunter, Nashville, TX). Puis l'ARN a fait l'objet d'une transcription inverse avec un oligo(dT)12-18 et la transcriptase inverse Superscript II (Life Technologies), comme décrit ailleurs (Cottrez et al., 1994). La PCR quantitative en temps réel a été effectuée avec la trousse SYBR Green PCR Core Reagents Kit, sur des plaques de microtitrage spéciales, à 96 puits (Applied Biosystems, Courtaboeuf, France) dans un appareil ABI PRISM 5700 Séquence Détection System (Applied Biosystems), en suivant les instructions du fabricant. Les signaux de fluorescence ont été générés pendant chaque cycle de PCR par incoφoration directe du SYBR Green dans la chaîne d'ADN bicaténaire, pour donner des informations quantitatives en temps réel. Des amorces (MWG Biotech, Ebersberg, Allemagne) englobant les jonctions exons-introns ont été conçues pour éviter l'amplification de l'ADN génomique et donner des amplicons de 100 à 150 pb, afin d'accroître l'efficacité de l'amplification par PCR. Toutes les amorces ont été utilisées dans des conditions qui ont évité la formation de dimères, et la fidélité des produits d'amplification a été vérifiée par électrophorèse et cartes de restriction enzymatique. Tous les ADNc ont été titrés sur la valeur de l'expression moyenne de 4 différents gènes ordinaires (housekeeping). Les conditions expérimentales de la PCR étaient les suivantes : 10 mn à 94°C, et 40 cycles de 30 s à 94°C, 30 s à 60°C et 30 s à 72°C pour chaque amplification, dans un volume final de 20 μl. L'expression des gènes cibles a été mesurée, après normalisation des concentrations d'ARN, avec les 4 gènes ordinaires et les valeurs sont exprimées en facteurs d'augmentation de l'expression par rapport à un témoin négatif. Dosages des cytokines L'IL-4, l'IL-10 et l'IFN-γont été dosés par une méthode ELISA en sandwich, comme décrit ailleurs (Cottrez et al, 2000). En bref, des plaques ELISA (Polylabo, France) ont été recouvertes d'ACm anti-cytokines appropriés en tampon carbonate et incubées à 4°C pendant une nuit. Les réactions ont été bloquées pendant 30 min à température ambiante avec 150 μl de PBS/SVF à 20% dans chaque puits ; 50 μl de surnageants dilués des cellules T CD4+ stimulées in vitro ont ensuite été ajoutés aux puits, avant d'incuber les plaques à 4°C pendant une nuit. Après une étape de lavage, 50 μl de l'anticoφs biotinylé de la seconde étape ont été ajoutés dans chaque puits. Les plaques ont été incubées pendant 1 h à température ambiante et lavées. Le 5/000344 59
conjugué enzymatique (streptavidine-peroxydase) a ensuite été ajouté dans chaque puits. Les plaques ont été incubées à température ambiante pendant 1 h, lavées, et 100 μl de substrat (ABTS, 1 mg/ml) ont été ajoutés par puits. Les plaques ont été lues sur un lecteur ELISA à 405 nm, après formation de la couleur (Labsystems iEMS reader, Helsinki, Finlande).
L'IL-10 induit la différenciation d'un sous-ensemble distinct de DC. On sait que l'IL-10 induit la différenciation des cellules Tri par un effet indirect (Wakkach et al., 2001). Etant donné que les DC sont des acteurs essentiels dans la différenciation des cellules T, les inventeurs ont analysé l'effet de l'IL-10 sur la différenciation des DC à partir de cellules progénitrices de la moelle osseuse cultivées en présence de GM-CSF et de TNF-û. (les expériences préliminaires ont montré que la présence de TNF-α n'influence pas le phénotype et la fonction des DC, mais aide toutefois à augmenter le rendement et la viabilité des populations de cellules dendritiques [données non présentées]). L'addition d'IL-10 au jour 0 de la culture a induit la différenciation d'une population de DC avec une faible expression de CDl le et une forte expression de CD45RB (figure 9A). En revanche, en l'absence d'IL-10, l'addition de GM-CSF et de TNF-û- a induit la différenciation de DC exprimant de fortes concentrations de CDl le (figure 9A) (Inaba et al., 1992). Après triage des cellules au FACS en fonction de l'expression spécifique de CDl le et de CD45RB, les DC CDl lclowCD45RB+ différenciées in vitro présentaient une moφhologie plasmocytoïde, avec une membrane plasmique lisse et un noyau excentrique (figure 9B-1). D'autre part, les DC CDllchlgh avaient une moφhologie différente, avec présence de petites dendrites (figure 9B-3). Après une nouvelle maturation avec le LPS, les deux populations ont acquis une moφhologie de DC pleinement matures, avec de longues dendrites (figure 9B-2 et 4). L'analyse de l'expression des molécules du CMH II et des costimulateurs a révélé de faibles niveaux d'expression du CD80, du CD86 et de 1 -A sur les DC CDl lcIowCD45RB+ (figure 9C) par rapport aux DC CDllc1^11. La maturation des cellules dendritiques avec le LPS n'a pas modifié le phénotype des DC CDl lclowCD45RB+ (figure 9C), tandis qu'elle renforçait l'expression des molécules de CD80, CD86 et I-A sur les DC CDl lchlgh. Ces résultats montrent que l'IL-10 induit la différenciation d'un sous- 05/000344 60 ensemble distinct de DC caractérisées par l'expression spécifique de CD45RB, qui présentent un phénotype pseudo-immature qui ne peut être modifié par une stimulation avec le LPS. Isolement de l'équivalent naturel des DC dérivées par I'IL-10 Les inventeurs ont donc abordé la question de l'influence de l'IL-10 in vivo sur la différenciation des cellules dendritiques. Des DC spléniques enrichies isolées de souris Tg IL- 10 non transgéniques ou de souris BALB/c ont été analysées pour l'expression du marqueur spécifique des DC murines CDl le (figure 10A). Chez les souris Tg IL- 10, il a été observé un plus grand nombre de DC exprimant faiblement le CDl le par rapport aux souris BALB/c nonnales (figure 10A) ou aux témoins non transgéniques (données non présentées). Comme pour les DC CDl lcIow différenciées in vitro en présence d'IL-10, les DC spléniques CDllclow exprimaient fortement le marqueur CD45RB (figure 10B). Par ailleurs, les DC dérivées in vitro et les DC CDllcIowCD45RB+ spléniques ont toutes deux une moφhologie plasmocytoïde (figure 10C-1), contrairement aux DC CDllchlgh qui présentent de petites dendrites (figure 10C-3). Après une maturation complète avec le LPS, les deux populations de DC spléniques se différencient en DC pleinement matures avec longues dendrites (figures 10C-2 et 4). Les inventeurs ont ensuite étudié l'expression des molécules I-Ad du CMH et des costimulateurs CD80 et CD86 sur les DC spléniques CDl lclowCD45RB+ et CDl lchighCD45RB" triées sur FACS, provenant de souris Tg IL- 10 et de souris BALB/c témoins. Comme le montre la figure 10D, il a été constaté que les DC CDl lcIowCD45RB+ purifiées ex vivo exprimaient faiblement les molécules du CMH de classe II, le CD80 et le CD86, par rapport aux DC CDl lchighCD45RB". Pour déterminer si les DC CDl lc,0WCD45RB+ représentent un sous-ensemble distinct de DC et le produit d'une lignée développementale séparée, ou si elles représentent un stade immature de DC plus conventionnelles, la maturation in vitro des DC isolées a été induite par des cultures à court terme en présence de GM-CSF (afin d'augmenter la durée de vie et le taux de récupération) et de LPS. Dans ces conditions, après maturation in vitro avec le LPS, les DC CDl lclowCD45RB+ conservaient toujours une faible expression des molécules du CMH de classe II et du CD86, ce qui suggère que leur phénotype pseudo-immature est stable, à l'exception de la surexpression du CD80. En revanche, après incubation in vitro avec le LPS, les DC CDllchlghCD45RB" montrent une maturation accrue, avec augmentation de l'expression des molécules du CMH de classe II et des deux costimulateurs (CD80 et CD86) (figure 10D). Globalement, ces résultats montrent que les DC CDllclowCD45RB+ isolées de la rate représentent des équivalents in vivo des DC dérivées par l'IL-10.
Caractérisation phénotypique et sécrétion des cytokines du sous-ensemble de cellules dendritiques CDllcl0W CD45RB+ Pour mieux caractériser le sous-ensemble de DC CDl lclowCD45RB+, les inventeurs ont analysé l'expression des différents marqueurs des cellules dendritiques sur les populations cellulaires CDl lcIowCD45RB+ et CDllchighCD45RB" triées provenant de souris BALB/c (figure 11 A). Les DC CDl lclowCD45RB+ expriment faiblement le CDl lb et le DEC 205 et pas du tout le CD8α, ce qui suggère qu'elles n'appartiennent pas à la lignée "classique" des DC myéloïdes (CDl lbhigh) ou lymphoïdes (CDSa ) (Shortman and Liu, 2002). Par ailleurs, contrairement à une population de DC tolérogènes récemment décrite différenciée à partir d'un précurseur de cellule B, les DC CDl lclowCD45RB+ sont négatives en B220 (Lu et al, 2001 ; Martin et al, 2002). Enfin, ces cellules n'expriment pas les marqueurs spécifiques des cellules T (CD4 et CD2) (données non présentées). Une part importante de la fonction spécifique des DC est dictée par la sécrétion d'ensembles distincts de cytokines. Les inventeurs ont donc analysé, par RT-PCR quantitative, l'expression relative de plusieurs cytokines importantes sur des cellules dendritiques CDl lclowCD45RB+ et CDllchighCD45RB" fraîchement triées ou activées par le LPS. Après activation par le LPS, les DC CDl lcl0WCD45RB+ sécrétaient de l'IL-10 alors que les DC CDl lchighCD45RB" sécrétaient de l'IL-12. Les deux populations montraient une sécrétion d'IL-1/5, encore augmentée par l'activation par le LPS, mais ne sécrétaient pas d'IFN-α, même après 24 h d'activation par le LPS (figure 11B). Ces résultats montrent que les DC CDl lcIowCD45RB+ représentent un sous-ensemble distinct de cellules • dendritiques qui sécrètent principalement de l'IL-10 après activation. Les DC CDllcl y CD45RB+ différentient les cellules Tri in vitro Pour analyser l'influence des différents sous-ensembles de DC sur l'amorçage et la différenciation de cellules T spécifiques jamais exposées à l'OVA ("vierges") isolées de souris DO11-10, plusieurs cycles de stimulation des cellules T ont été établis avec des DC CDl lcIo CD45RB+ ou CDllchighCD45RB" triées isolées de la rate de souris BALB/c (figure 12A) ou différenciées in vitro (figure 12B). Les cellules T CD4+ "vierges" purifiées ont été stimulées par l'OVA (0,6 μM), à différents rapports DC/T, pendant une semaine. Puis les cellules T ont été récoltées, lavées et stimulées une nouvelle fois, dans les mêmes conditions, avec 0,3 μM d'OVA. Après une troisième stimulation dans les mêmes conditions, les populations de cellules T polarisées ont été récupérées, lavées et restimulées avec des splénocytes inadiés de souris BALB/c et 0,3 μM d'OVA pour analyser leur profil de cytokines (figure 12A). Nos résultats montrent que les DC CDl lclowCD45RB+ purifiées ex vivo ou différenciées in vitro, quel que soit le rapport DC/T utilisé, induisaient la différenciation de cellules Tri sécrétant fortement l'IL-10, faiblement ITFN-γ et pas d'IL-4 (ou alors en quantités négligeables) (Groux et al., 1997) (figures 12 A et B). Contrairement aux cellules dendritiques CDl lcIowCD45RB+, celles du sous-ensemble CDl lchighCD45RB" amorçaient les cellules Thl qui sécrètent fortement l'IFN-γ (figures 12A et B). Ces résultats sont conélés au profil de cytokines de la sous-population de cellules dendritiques, c-à-d. CDllclowCD45RB+, qui différencient les cellules Tri, sécrètent l'IL-10, alors que l'IL-12 sécrétée par les DC CDl lchighCD45RB" induit la différenciation des cellules Thl. Par ailleurs, la différenciation spécifique des cellules Tri avec les DC CDl le 0WCD45RB+ a été observée après une stimulation unique, comme l'a montré l'analyse intracytoplasmique de la sécrétion de cytokines dans les différentes sous- populations de cellules T (figure 12C). Pour analyser les propriétés fonctionnelles des cellules T obtenues après une stimulation unique par les DC CDl lclo CD45RB+, des expériences transwell ont été conduites. Les cellules T obtenues après stimulation par des DC CDl lciowCD45RB+ de souris BALB/c ont inhibé la prolifération des cellules T.CD4+ en attente (bystander) stimulées par dès splénocytes inadiés et un anticoφs monoclonal anti-CD3 (figure 12D). D'autre part, l'addition d'ACm inhibiteurs de souris anti-IL-10 et anti-TGF/S a levé l'effet suppresseur de ces cellules T, confirmant la différenciation des cellules Tri au plan phéno typique et fonctionnel (figure 12D). A titre de contrôle, des populations de cellules Thl (induites par des DC CDl lchigbCD45RB") n'ont pas eu d'effet inhibiteur sur la prolifération des cellules T CD4+ en attente (figure 12D). Globalement, ces résultats montrent que les DC CDl lclowCD45RB+ induisent la différenciation des cellules Tri in vitro.
Cellules humaines Des cellules dendritiques ont été différentiées à partir de cellules progénitrices CD34+ avec du GM-CSF et de 1TL-4 en présence ou en absence d'IL- 10, comme indiqué. Après 6 jours, les cellules dendritiques ont été triées en fonction de l'expression de CDl le et marquées avec les anticoφs indiqués. Les cellules purifiées ont aussi été stimulées avec du LPS pendant 24 heures, puis analysées par cytofluorométrie. Les cellules dendritiques tolérogènes différentiées en présence d'IL-10 exprimaient de bas niveaux de CDllc, et de bas niveaux des molécules HLA-DR, CD80 et CD86. L'activation avec le LPS n'a pas augmenté l'expression de HLA-DR et CD86 pour cette population, au contraire de l'effet du LPS sur les autres populations de DC testées.
Tableau: effet de l'activation avec le LPS sur les populations de cellules dendritiques triées différentiées en présence ou absence d'IL- 10.
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Claims

REVENDICATIONS
1. Procédé d'identification de lymphocytes Tri régulateurs présents dans un échantillon biologique comprenant des lymphocytes, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) déterminer la présence simultanée des produits d'expression par lesdits lymphocytes des gènes codant pour la molécule CD4 et l'ensemble des molécules du groupe A, ledit groupe A étant constitué par les molécules CDl 8 et/ou CDl 1 a, et CD49b ; et b) identifier comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui expriment simultanément les gènes codant pour la molécule CD4 et l'ensemble des molécules du groupe A.
2. Procédé selon la revendication 1 , caractérisé en ce que : - à l'étape (a) on compare en outre l'expression par lesdits lymphocytes d'au moins un gène choisi parmi les gènes codant pour les molécules du groupe B suivant : CDl la, CDl 8, PSGL-1, PECAM-1 et alphaV/beta 3, ladite expression étant comparée avec l'expression dudit même gène par des lymphocytes de type Thl ou Th2 ; et - en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment au moins l'un desdits gènes codant pour les molécules du groupe B.
3. Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on compare l'expression d'au moins deux desdits gènes du groupe B et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment les deuxdits gènes du groupe B.
4. Procédé selon la revendication 3, caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on compare l'expression de tous les gènes du groupe B et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment tous les gènes du groupe B.
5. Procédé d'identification selon l'une quelconque des revendications 1 à 4, caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on détermine en outre et simultanément la présence du produit d'expression par lesdits lymphocytes du gène codant pour la molécule CD3 et en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui expriment en outre simultanément le gène codant pour la molécule CD3.
6. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on détermine la présence simultanée desdites molécules du groupe A exprimées à la surface desdits lymphocytes.
7. Procédé selon la revendication 6, caractérisé en ce qu'à l'étape (a) on détennine la présence simultanée desdites molécules exprimées à la surface desdits lymphocytes au moyen d'anticoφs spécifiques desdites molécules.
8. Procédé selon la revendication 7, caractérisé en ce que lesdits anticoφs spécifiques sont marqués par un marqueur capable d'être détecté de manière directe ou indirecte.
9. Procédé selon la revendication 8, caractérisé en ce que chacun desdits anticoφs est marqué par un marqueur différent.
10. Procédé selon la revendication 8 ou 9, caractérisé en ce que lesdits marqueurs sont fluorescents et sont choisis dans le groupe constitué de P isothiocyanate de fluorescéine (FITC), Pallophycocyanine (APC), la phycoérythrine-cyanine 5 (PC5), la phycoérythrine (PE), le diacétate de fluorescéine fluorescente verte, la calcéine AM, et la tétraméthyl rhodamine fluorescente rouge.
11. Procédé selon l'une quelconque des revendications 6 à 10, caractérisé en ce qu'à l'étape (a) la déteπnination de la présence simultanée desdites molécules du groupe A exprimées à la surface desdits lymphocytes est mise en œuvre par cytométrie de flux.
12. Procédé selon la revendication 10 ou 11, caractérisé en ce qu'à l'étape (a) dudit procédé on détermine, pour la molécule CD 18, la présence d'une intensité de fluorescence de type CD18bright.
13. Procédé selon l'une quelconque des revendications 2 à 12, caractérisé en ce que : - à l'étape (a) la comparaison de l'expression par lesdits lymphocytes d'au moins un gène codant pour les molécules du groupe B est effectuée par comparaison de la quantité d'ARNm exprimé pour ledit gène ; et - en ce qu'à l'étape (b) on identifie comme lymphocytes Tri régulateurs les lymphocytes qui surexpriment P ARNm dudit gène.
14. Procédé selon la revendication 13, caractérisé en ce que l'on mesure la quantité d'ARNm par RT- PCR quantitative.
15. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 14, caractérisé en ce que l'échantillon biologique est issu d'un prélèvement de sang périphérique ou d'un organe inflammatoire chez un sujet.
16. Procédé selon la revendication 15, caractérisé en ce que le prélèvement est effectué chez un sujet atteint ou susceptible d'être atteint d'une maladie auto-immune ou inflammatoire.
17. Procédé selon la revendication 16, caractérisé en ce que ledit sujet est atteint de la maladie de Crohn ou de la sclérose en plaques.
18. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 14, caractérisé en ce que l'échantillon biologique est issu d'un procédé de préparation in vitro de lymphocytes Tri régulateurs à partir d'une population de lymphocytes issus d'un prélèvement chez un sujet.
19. Procédé selon la revendication 18, caractérisé en ce que le procédé de préparation lymphocytes Tri régulateurs comprend au moins une étape d'activation de lymphocytes T CD4+ de ladite population de lymphocytes " en présence d'un antigène et d'interleukine 10.
20. Procédé selon la revendication 18, caractérisé en ce que le procédé de préparation lymphocytes Tri régulateurs comprend les étapes suivantes : a) obtenir un échantillon biologique contenant des cellules présentatrices d'antigène artificielles qui expriment une molécule du système HLA de classe II et une molécule de LFA-3 humain et qui n'expriment aucune des molécules de co-stimulation B7-1, B7-2, B7- Hl, CD40, CD23 ou ICAM-1 ; b) activer in vitro les lymphocytes T CD4+ de ladite population de lymphocytes en présence de l'antigène choisi, présenté par les cellules présentatrices d'antigène artificielles obtenues en (a) ; et c) récupérer, à partir desdits lymphocytes, une population de lymphocytes CD4+ activés comprenant au moins 10% de lymphocytes Tri spécifiques de l'antigène choisi.
21. Procédé selon la revendication 18, caractérisé en ce que le procédé de préparation de lymphocytes Tri régulateurs comprend les étapes suivantes : a) obtenir in vitro une population de cellules progénitrices humaines capables de se différencier en cellules dendritiques ; b) mettre en culture lesdites cellules progénitrices humaines en présence d'IL-10 pour obtenir une population desdites cellules dendritiques ; et c) mettre en présence ladite population de lymphocytes humains avec la population de cellules dendritiques obtenues en (b).
22. Procédé selon l'une quelconque des revendications 1 à 5, caractérisé en ce que les produits d'expression par lesdits lymphocytes des gènes codant pour les molécules du groupe A sont des ARNm, et en ce qu'à l'étape (a) la détermination de la présence simultanée desdits ARNm est réalisée par RT- PCR.
23. Procédé de quantification de lymphocytes Tri régulateurs présents dans un échantillon biologique comprenant des lymphocytes, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes consistant à : a) identifier les lymphocytes Tri régulateurs par un procédé d'identification selon l'une quelconque des revendications 1 à 21 ; et b) déterminer la proportion des lymphocytes Tri régulateurs identifiés en (a) par rapport à la quantité totale des lymphocytes ou d'une fraction particulière des lymphocytes, présents dans ledit échantillon biologique.
24. Procédé de pronostic ou de diagnostic in vitro d'une maladie auto-immune ou inflammatoire chez un sujet à partir d'un échantillon biologique préalablement prélevé chez ledit sujet, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) déterminer la proportion de lymphocytes Tri régulateurs présents dans ledit échantillon biologique par rapport à la quantité totale des lymphocytes, ou d'une fraction particulière des lymphocytes, selon le procédé de quantification de la revendication 23 ; et b) comparer la proportion desdits lymphocytes Tri régulateurs obtenue à l'étape (a) par rapport à celle présente dans un échantillon biologique prélevé chez un sujet sain.
25. Procédé de pronostic ou de diagnostic in vitro d'une maladie auto-immune ou inflammatoire selon la revendication 24, caractérisé en ce qu'à l'étape (b) on observe une diminution de ladite proportion chez le sujet à tester.
26. Procédé d'enrichissement en lymphocytes Tri régulateurs présents dans un échantillon biologique comprenant des lymphocytes, caractérisé en ce qu'il comprend les étapes suivantes : a) identifier les lymphocytes Tri régulateurs par un procédé d'identification selon l'une quelconque des revendications 1 à 22 ; et b) éliminer dudit échantillon une part significative des lymphocytes ne présentant pas simultanément lesdites molécules.
27. Utilisation d'une population enrichie en lymphocytes Tri régulateurs par un procédé d'enrichissement selon la revendication 26 pour la fabrication d'un médicament destiné à prévenir et/ou à traiter une maladie auto-immune ou inflammatoire.
28. Utilisation selon la revendication 27, caractérisée en ce que les lymphocytes Tri régulateurs sont administrés au niveau d'une zone d'inflammation.
29. Utilisation selon la revendication 27 ou 28, caractérisée en ce que les lymphocytes Tri régulateurs sont administrés avec un antigène capable d'activer in vivo lesdits lymphocytes.
30. Utilisation selon la revendication 27 ou 28, caractérisée en ce que les lymphocytes Tri régulateurs sont préalablement activés in vitro ou in vivo.
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