SU1581741A1 - Method of microclonal reproduction of aspen hybrides - Google Patents
Method of microclonal reproduction of aspen hybrides Download PDFInfo
- Publication number
- SU1581741A1 SU1581741A1 SU884472702A SU4472702A SU1581741A1 SU 1581741 A1 SU1581741 A1 SU 1581741A1 SU 884472702 A SU884472702 A SU 884472702A SU 4472702 A SU4472702 A SU 4472702A SU 1581741 A1 SU1581741 A1 SU 1581741A1
- Authority
- SU
- USSR - Soviet Union
- Prior art keywords
- acid
- shoots
- concentration
- plants
- growth
- Prior art date
Links
Landscapes
- Breeding Of Plants And Reproduction By Means Of Culturing (AREA)
Abstract
Изобретение относитс к биотехнологии и может примен тьс при воспроизводстве лесных древесных растений. Целью изобретени вл етс повышение выхода размножаемых растений и ускорение процесса размножени . Способ состоит в том, что в культуру ввод т меристемы пазушных почек и культивирование осуществл ют в три этапа на модифицированной различными фитогормонными добавками питательной среде Мурасиге-Скуга. 8 табл.The invention relates to biotechnology and may be used in the reproduction of forest woody plants. The aim of the invention is to increase the yield of propagated plants and accelerate the multiplication process. The method consists in introducing the meristems of the axillary buds into the culture and the cultivation is carried out in three stages on the Murashige-Skooga nutrient medium modified with various phytohormone additives. 8 tab.
Description
Изобретение относитс к биотехнологии и может примен тьс при воспроизводстве лесных древесных растений в лесном и сельском хоз йстве.The invention relates to biotechnology and may be used in the reproduction of forest woody plants in forestry and agriculture.
Цель изобретени - повышение выхода размножаемых растений и ускорение процесса размножени .The purpose of the invention is to increase the yield of propagated plants and accelerate the process of reproduction.
Способ состоит в том, что в качестве исходных эксплантатов используют меристемы верхушечных и пазушных почек неразмножающихс черенкованием гибридов осины с тополем, инициацию почек и формирование конгломерата микропобегов провод т на основной питательной среде Мурасиге-Скуга с добавками 15-30 мг/л сульфата аденина, 0,15-0,25 мг/л 6-БАП, 0,05-0,15 мг/л ИУК (среда 1) с последующим разделением , субкультивирование и удлинение побегов провод т- на основной среде с добавками Q,05-0,2 мг/л 6-БАП, 0,01 о ,03 мг/л ПУК при отсутствии аденина и инозита (среда 2) с последующим укоренением растений на основной среде с уменьшенной вдвое концентрацией минеральных солей, содержащей 0,3-0,6 мг/л ИНК (среда 3). Культуры вырашивают при освещении люминесцентными лампами (5000 лк) на 16-часовом светопериоде при 25° С 5 70% относи-The method consists in using apical and axillary kidney meristems of non-multiplying grafting of aspen hybrids with poplar as initial explants; , 15-0.25 mg / l 6-BAP, 0.05-0.15 mg / l IAA (medium 1), followed by separation, subculturing and lengthening shoots are carried out on the host medium with additives Q, 05-0, 2 mg / l 6-BAP, 0.01 o, 03 mg / l PUU in the absence of adenine and inositol (medium 2) with pos eduyuschim rooting plants in a basic medium with a reduced concentration twice as mineral salts containing 0.3-0.6 mg / L INC (Medium 3). Cultures were harvested under illumination with fluorescent lamps (5000 lux) at a 16-hour light period at 25 ° C 5 70% relative
тельной влажности воздуха. Укорененные растени - регенеранты высаживают в почву в теплицу с последующей высадкой в открытый грунт.air humidity. Rooted plants - regenerants are planted in the soil in the greenhouse, followed by planting in open ground.
Способ осуществл ют следующим образом . Молодые неодревесневшие побеги длиной 3-5 см обмывают в слабом мыльном растворе, затем промывают водопроводной водой. Растительный материал стерилизуют сначала в течение 1 мин в 70%-ном спирте и 20 мин в 10%-ном растворе хлорамина с последуСДThe method is carried out as follows. Young non-ligneous shoots 3-5 cm long are washed in a mild soap solution, then washed with tap water. Plant material is sterilized first for 1 min in 70% alcohol and 20 min in a 10% solution of chloramine followed by
0000
(« .(".
JJ
ющей 3-кратной промывкой дистиллированной водой. В стерильных услови х (в ламинаре) отдел ют почки от побегов и выдел ют зону меристемы верхупгеч - ной или пазушной почки. Исходный эксплантат помещают на проавтоклави- рованную питательную среду 1 в пробирки . Среда 1 дл роста почек содержит кроме основной среды Мурасиге- Скуга 15-30 мг/л сульфата аденина, 0,15-0,25 мг/л 6-БАП и 0,05-0,015 мг/л ЙУК. На этой среде в течение 4-5 недель происходит набухание, раскрытие И .рост почек с последующим образова нием конгломерата коротких побегов с 2-3 небольшими листь ми (до 20-50 побегов). Образовавшийс конгломерат побегов раздел ют под микроскопом на отдельные побеги и помещают на среду 2, на которой происходит рост побегов в длину и закладка пазушных почек. Эта среда кроме основной питательной среды содержит 0,05 -. 0,20 мг/л 6-БАП и 0,01-0,03 мг/л НУК при отсутствии аденина и инозита. На среде 2 наблюдаетс развитие многочисленных пазушных побегов. Так, на каждом первоначальном побеге образуетс 2-3 побега в пазухах листьев., При перенесении побегов, возникающих из пазушных почек, на свежую среду 2 наблюдаетс повторение процесса активации роста пазушных почек (т.е. мультипликаци ). Процесс мультиплика- ции можно повтор ть многократно, достига таким образом максимального выхода числа побегов из одного эксплантата . Таким образом, процесс дифференциации и роста растений состав- л ет 6-9 недель. Побеги гибридов, достигшие 3-4 см в длину, пересаживают на питательную средзг 3 дл укоренени Эта среда состоит из минеральных солей по Мурасиге-Скуга, концент- раци которых уменьшена вдвое, никотиновой кислоты-0,1 мг/л, пиридокси-х на-НС1 0,1 мг/л, тиамина - НС1 1,0 мг/л и ИМК 0,3-0,6 мг/л. Концентраци сахарозы 2%. На этой среде по- беги формируют корни через 7-10 дней. По достижении корн ми 3-5 см в длину растени пересаживают в почву. Растени , укоренившиес в сосуде, легкоwashing 3 times with distilled water. Under sterile conditions (in the laminar), the buds are separated from the shoots and the zone of the meristem of the hyperacine or axillary bud is separated. The initial explant is placed on the automated nutrient medium 1 in test tubes. Medium 1 for the growth of the kidneys contains, in addition to the Murashige-Skoog basic medium, 15-30 mg / l of adenine sulfate, 0.15-0.25 mg / l of 6-BAP, and 0.05-0.015 mg / l of NAA. On this medium for 4-5 weeks, swelling, disclosure of the kidney growth occurs, followed by the formation of a conglomerate of short shoots with 2-3 small leaves (up to 20-50 shoots). The resulting shoot conglomerate is divided under a microscope into individual shoots and placed on medium 2, in which shoots grow in length and the buds of axillary buds are planted. This medium except the main nutrient medium contains 0.05 -. 0.20 mg / l 6-BAP and 0.01-0.03 mg / l NAA in the absence of adenine and inositol. On medium 2, numerous axillary shoots are observed. Thus, at each initial shoot, 2-3 shoots are formed in the leaf axils. When the shoots originating from the axillary buds are transferred to fresh medium 2, the activation process of the axillary buds growth (i.e., multiplication) is observed. The multiplication process can be repeated many times, thus achieving the maximum yield of the number of shoots from one explant. Thus, the process of differentiation and growth of plants is 6–9 weeks. Hybrid shoots that have reached 3-4 cm in length are transplanted to nutrient medium 3 for rooting. This medium consists of mineral salts according to Murassige-Skoog, the concentration of which is halved, nicotinic acid — 0.1 mg / l, pyridoxy-x -NS1 0.1 mg / l, thiamine - HC1 1.0 mg / l and IMC 0.3-0.6 mg / l. The sucrose concentration is 2%. On this medium, the escapes form roots in 7–10 days. When the roots reach 3-5 cm in length, the plants are transplanted into the soil. Plants rooted in the vessel
перенос т пересадку в нестерильную почву и акклиматизацию к внешним услови м . Приживаемость растений составл ет 85-90%.transplanted into non-sterile soil and acclimatized to external conditions. Plant survival is 85-90%.
Способ иллюстрируетс следующими примерами.The method is illustrated by the following examples.
Пример 1. Материалом -дл размножени служат высокогетерозисные гибриды осины с тополем P.tretmila хР. alba, P.alba x P.Bolleana. Верхушечные и пазушные почки берут с деревьев , возраст 26-32 г. из нескольких, гибридных комбинацийs осина 23 х тополь белый 12, осина 29 х тополь белый 95, тополь белый х тополь Болле 8. Ветки с деревьев, вз тые в феврале- марте, став т в сосуды с водой дл индукции развити верхушечных почек. Молодые неодревесневшие побеги длиной 3-5 см отрезают, обмывают в слабом мыльном растворе, затем промывают водопроводной водой. Растительный материал стерилизуют сначала в течение 1 мин в- 70%-ном спирте и 20 мин в 10%-ном растворе хлорамина, затем трехкратно отмывают стерилизованной дистиллированной водой. После этого в стерильных услови х (шкаф с ламинарным течениемвоздуха УОБВ) отдел ют почки от побегов, удал ют у них покровные чешуи. Исходный эксплантат состоит из зоны меристемы верхушечной или пазушной почки длиной 2,0-3,0 мм, Пробирки со средой 1 (табл.1) с добавками БАП 0,2 мг/л и ИУК 0,1 мг/л (оптимальные концентрации) автоклавируют при 1 атм в течение 30 мин, воду - при 1,5 атм в течение 1 ч. Эксплантаты помещают на питательную среду 1 в биологические пробирки (21x200 мл), которые закрывают стерильными марлевыми пробками. Пробирки помещают на светоплощадку при освещении люминесцентными лампами (5000 лк) на 16-часовом фотопериоде при 25°С и 70%-ной относительной влажности воздуха. В течение 4-5 недель на среде 1 происходит набухание, раскрытие и рост почек с последующим формированием конгломерата коротких побегов с 2-3 листочками (до 20-50 побегов). Под микроскопом (в ламинаре) раздел ют конгломерат коротких побегов на отдельные побеги и помещают на среду 2 (табл.1) с добавками БАП 0,1 мг/л и НУК 0,02 мг/л (оптимальные концентрации ) , на .которой происходит рост побегов в длину и закладка пазушных почек в течение 2-4 недель, На этом этапе наблюдаетс развитие многочисленных пазушных Побегов. Провод т 2- кратную мультипликацию побегов, воз10Example 1. Highly heterogeneous aspen hybrids with poplar P.tretmila xR are used as breeding material. alba, P.alba x P.Bolleana. Apical and axillary buds taken from trees, 26–32 years old, from several hybrid combinations, aspen 23 x white poplar 12, aspen 29 x white poplar 95, white poplar x Bolle 8. Trees from trees taken in February-March , placed in vessels with water to induce apical bud development. Young non-lignified shoots 3-5 cm long are cut off, washed in a mild soap solution, then washed with tap water. Plant material is sterilized first for 1 min in 70% alcohol and 20 min in a 10% solution of chloramine, then washed three times with sterilized distilled water. Thereafter, under sterile conditions (cabinet with laminar airflow of the WADW), the buds are separated from the shoots, and the covering scales are removed from them. The original Explant consists of the zone of the meristem of the apical or axillary kidney with a length of 2.0-3.0 mm, Tubes with medium 1 (Table 1) with the addition of a BAP of 0.2 mg / l and IAA 0.1 mg / l (optimal concentrations) autoclave at 1 atm for 30 min, water at 1.5 atm for 1 h. Explants are placed on nutrient medium 1 in biological tubes (21x200 ml), which are closed with sterile gauze plugs. The tubes are placed on the light platform under illumination with fluorescent lamps (5,000 lux) for a 16-hour photoperiod at 25 ° C and 70% relative humidity. Within 4-5 weeks on medium 1, the buds swell, open and grow, followed by the formation of a conglomerate of short shoots with 2-3 leaves (up to 20-50 shoots). Under a microscope (in a laminar), a conglomerate of short shoots is divided into individual shoots and placed on medium 2 (Table 1) with the addition of a BAP of 0.1 mg / l and NUK 0.02 mg / l (optimal concentrations), on which growth of shoots in length and laying of axillary buds for 2-4 weeks. At this stage, numerous axillary shoots develop. Conduct 2-fold multiplication of shoots, 10
2020
2525
пикающих из пазушных почек, т.е. на каждом первоначальном побеге образуетс 2-3 побега в пазухах листьев. При перенесении этих побегов, возникающих из пазушных почек, на свежую питательную среду 2 наблюдаетс повторение процесса активации роста пазушных почек, которые в свою очередь дают новые побеги дл новой пересадки . Продолжительность дифференциации и роста побегов занимает 6-9 недель в зависимости от клона. Побеги гибридов , достигшие 3-4 см в длину, пересаживают на питательную среду 3 с до- 15 бавкой ИМК 0,5 мг/л (оптимальна концентраци ) (табл.1) дл укоренени . Процент укоренени составл ет 84-90% в зависимости от клона. На этой среде побеги формируют корни через 7- 10 дней. По достижении корн ми длины 3-5 см растени пересаживают в почву.from the axillary buds, i.e. On each initial shoot, 2-3 shoots are formed in the leaf axils. When these shoots, arising from the axillary buds, are transferred to fresh nutrient medium 2, the process of activation of the axillary buds is repeated, which in turn gives new shoots for a new transplant. Duration of differentiation and shoot growth takes 6-9 weeks depending on the clone. Hybrid shoots that reach 3-4 cm in length are transplanted onto nutrient medium 3 with an additional 0.5 mg / l IMC (optimal concentration) (Table 1) for rooting. Root percentage is 84-90% depending on the clone. On this medium, the shoots form roots in 7-10 days. When the roots reach a length of 3-5 cm, the plants are transplanted into the soil.
Перенос растений осуществл ют следующим образом. Растени со сформировавшимис корн ми осторожно вынимают из агара, тщательно отдел ют прилипший агар, обмывают в воде и непосредственно перенос т в почву с песком (1:1). Растени обильно поливают. Приживаемость растений составл ет 85-90%. Наблюдаетс нормальный рост и развитие этих растений.The transfer of plants is carried out as follows. Plants with formed roots are carefully removed from the agar, the adherent agar is carefully separated, washed in water and directly transferred to the soil with sand (1: 1). The plants are abundantly watered. Plant survival is 85-90%. Normal growth and development of these plants is observed.
П р и м е р 2. Ветки с деревьев, вз тые в феврале-марте, став т в со- суды с водой дл индукции развити верхушечных почек. С молодых зеленых побегов отдел ют почки и культивируют их на среде 1 с различными концентраци ми гормональных веществ.Example 2: Branches from trees, taken in February-March, are placed in vessels with water to induce the development of apical buds. From young green shoots, the buds are separated and cultivated on medium 1 with various concentrations of hormonal substances.
В табл.2-4 представлены предельные значени и оптимальные концентрации БАП и ИУК соответственно.Tables 2–4 present the limiting values and optimal concentrations of BAP and IAA, respectively.
П р и м е р 3. Растительный материал тот же, что и в примере 1 и 2. осле культивировани на среде 1 поученные множественные микропобеги отдел ют и субкультивируют индивидуально на среде 2 с различными концентраци ми БАП и НУК с целью удлинени . Экспериментально определ ют редельные значени и оптимальные онцентрации БАП и НУК соответстенно .Example 3: Plant material is the same as in Example 1 and 2. After cultivation on medium 1, the obtained multiple micro-shoots are separated and subcultured individually on medium 2 with different concentrations of BAP and NAA with the aim of elongation. The experimental values and the optimal concentration of BAS and NUA are determined experimentally.
Результаты представлены в табл.5 6.The results are presented in table.5 6.
П р и м е р 4. После культивирова- и на средах 1 и 2 выросшие микропоеги пересаживают на среду 3 дл сти- ул ции образовани корней с различ-PRI me R 4. After cultivation and on media 1 and 2, the grown micropogees are transplanted onto medium 3 to promote the formation of roots with different
30thirty
3535
4040
4545
50 50
ее her
5five
5 five
00
ными концентраци ми ItMK. Экспериментально определ ют предельные значени и оптимальные концентрации ИМК.ItMK concentrations. Limit values and optimal concentrations of IMC are determined experimentally.
Результаты приведены в табл.7. / В культуру ввод т растени нескольких гибридных комбинаций. Данные по сравнительно эффективности регенерации , роста и укоренени побегов t приведены в табл.8.The results are shown in table.7. The plants of several hybrid combinations are introduced into the culture. Data on the comparatively effective regeneration, growth and rooting of shoots t are given in Table 8.
Преимуществами предполагаемого способа вл ютс : возможность промышленного использовани в лесном хоз йстве ценных высокогетерозисных гибридов осины с тополем, которые ранее не могли быть использованы в производстве вследствие невозможности их размножени черенкование ; возможность массового получени посадочного материала с сохранением генотипа от элитных деревьев; регулирование скорости микроразмножени в зависимости от производственных условий; возможность многократной мультипликации, высокий процент укорен емостн и выживаемости растений (85-90%); сокращение сроков дифференциации и роста растений до 6-9 недель; подготовка укоренившихс растений в услови х теплицы к началу весенней вегетации в открытом грунте; возможность выращивани посадочного материала независимо от времени года.The advantages of the proposed method are: the possibility of industrial use in forestry of valuable high heterotic aspen hybrids with poplar, which previously could not be used in production due to the impossibility of their reproduction by grafting; the possibility of mass production of planting material with preservation of the genotype from elite trees; adjusting the rate of micro-multiplication depending on the production conditions; the possibility of multiple multiplication, a high percentage of rooted capacity and plant survival (85-90%); reducing the time of differentiation and plant growth to 6-9 weeks; preparation of rooted plants in greenhouse conditions for the beginning of spring vegetation in open ground; possibility of growing planting material regardless of the season.
Claims (1)
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
SU884472702A SU1581741A1 (en) | 1988-08-10 | 1988-08-10 | Method of microclonal reproduction of aspen hybrides |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
SU884472702A SU1581741A1 (en) | 1988-08-10 | 1988-08-10 | Method of microclonal reproduction of aspen hybrides |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
SU1581741A1 true SU1581741A1 (en) | 1990-07-30 |
Family
ID=21394956
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
SU884472702A SU1581741A1 (en) | 1988-08-10 | 1988-08-10 | Method of microclonal reproduction of aspen hybrides |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
SU (1) | SU1581741A1 (en) |
Cited By (2)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
EP0780511A3 (en) * | 1995-12-18 | 1997-12-10 | Metsä-Serla Oy | Method of producing pulp for paper manufacture |
RU2515385C1 (en) * | 2012-12-07 | 2014-05-10 | Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования "Воронежская государственная лесотехническая академия" | Method of microclonal reproduction of black alder in vitro |
-
1988
- 1988-08-10 SU SU884472702A patent/SU1581741A1/en active
Non-Patent Citations (1)
Title |
---|
Ah yja M.R. Somatie cell differentiation and raped clonal propagation of aspen. - Selvae Genetica, 32, 131-135, 1983. * |
Cited By (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
EP0780511A3 (en) * | 1995-12-18 | 1997-12-10 | Metsä-Serla Oy | Method of producing pulp for paper manufacture |
EP1249531A3 (en) * | 1995-12-18 | 2002-11-20 | M-real Oyj | Method of producing pulp for paper manufacture |
RU2515385C1 (en) * | 2012-12-07 | 2014-05-10 | Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования "Воронежская государственная лесотехническая академия" | Method of microclonal reproduction of black alder in vitro |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
KR100889342B1 (en) | Propagation method of liriodendron tulipifera using somatic embryogenesis technique | |
Chee et al. | A method for large scale in vitro propagation of Vitis | |
CN102144547A (en) | Method for quickly breeding and transplanting grape stock unit | |
US20220174892A1 (en) | Tree eggplant and cultivation method, rapid propagation method and application thereof | |
KR100720338B1 (en) | Propagation Method of Japanese larchLarix leptolepis through Somatic Embryogenesis Technique | |
JPS5914725A (en) | Production of plant propagating material | |
Ziv et al. | Vegetative propagation of Alstroemeria in vitro | |
US4361984A (en) | Micropropagation of plant material | |
KR101849346B1 (en) | Method of plant culture for mass propagation of dwarf cherry rootstock | |
CN110012834B (en) | Method for improving tissue culture efficiency of jackfruit | |
Agnihotri et al. | In vitro cloning of female and male Carica papaya through tips of shoots and inflorescences | |
SU1581741A1 (en) | Method of microclonal reproduction of aspen hybrides | |
CN109757234B (en) | Green orange cutting seedling method | |
CN110692522B (en) | Tissue culture seedling method for Prunus cistana | |
CN107242138B (en) | Tissue culture rapid propagation and cultivation method of paphiopedilum chianus | |
KR100457999B1 (en) | Propagation Method of Pinus rigida × P. taeda through Somatic Embryogenesis Technique | |
Stiff et al. | Establishment of western white pine shoots in vitro using needle fascicles | |
KR20100026836A (en) | Proliferation method of pinus densiflora using somatic embryogenesis | |
RU2704839C1 (en) | Method for clonal micro propagation of korean poplar (populus koreana render) | |
SU1752284A1 (en) | Method of karelian birch hybrids clonal micromultiplication | |
NL2032537B1 (en) | Method for tissue culture of ornithogalum caudatum | |
Cheema et al. | In vitro propagation of apple | |
RU2066953C1 (en) | Method for vegetative micropropagation of selected planting material of karelian birch | |
SU1541252A1 (en) | Method of producing rice regenerating plants | |
JP3787624B2 (en) | Method for inducing adventitious roots and adventitious buds in figs |