RU2754849C1 - Method for fractionation of niosomes - Google Patents
Method for fractionation of niosomes Download PDFInfo
- Publication number
- RU2754849C1 RU2754849C1 RU2020125052A RU2020125052A RU2754849C1 RU 2754849 C1 RU2754849 C1 RU 2754849C1 RU 2020125052 A RU2020125052 A RU 2020125052A RU 2020125052 A RU2020125052 A RU 2020125052A RU 2754849 C1 RU2754849 C1 RU 2754849C1
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- niosomes
- rpm
- phosphate
- buffered saline
- fractionation
- Prior art date
Links
Images
Classifications
-
- B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
- B82—NANOTECHNOLOGY
- B82B—NANOSTRUCTURES FORMED BY MANIPULATION OF INDIVIDUAL ATOMS, MOLECULES, OR LIMITED COLLECTIONS OF ATOMS OR MOLECULES AS DISCRETE UNITS; MANUFACTURE OR TREATMENT THEREOF
- B82B3/00—Manufacture or treatment of nanostructures by manipulation of individual atoms or molecules, or limited collections of atoms or molecules as discrete units
-
- B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
- B82—NANOTECHNOLOGY
- B82Y—SPECIFIC USES OR APPLICATIONS OF NANOSTRUCTURES; MEASUREMENT OR ANALYSIS OF NANOSTRUCTURES; MANUFACTURE OR TREATMENT OF NANOSTRUCTURES
- B82Y40/00—Manufacture or treatment of nanostructures
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C07—ORGANIC CHEMISTRY
- C07C—ACYCLIC OR CARBOCYCLIC COMPOUNDS
- C07C233/00—Carboxylic acid amides
Landscapes
- Chemical & Material Sciences (AREA)
- Engineering & Computer Science (AREA)
- Nanotechnology (AREA)
- Organic Chemistry (AREA)
- Crystallography & Structural Chemistry (AREA)
- Manufacturing & Machinery (AREA)
- Physics & Mathematics (AREA)
- Condensed Matter Physics & Semiconductors (AREA)
- General Physics & Mathematics (AREA)
- Medicinal Preparation (AREA)
Abstract
Description
Область техники, к которой относится изобретениеThe technical field to which the invention relates
Изобретение относится к области биотехнологии, в частности к способу получения фракций ниосом, и может быть использовано для исследования везикул и в терапевтических целях.The invention relates to the field of biotechnology, in particular to a method for producing fractions of niosomes, and can be used for the study of vesicles and for therapeutic purposes.
Уровень техникиState of the art
Известен способ получения наночастиц низкомолекулярного хитозана, включающий приготовление раствора, предварительно очищенного низкомолекулярного хитозана в фильтрованной 1-2 мас. % водной уксусной кислоте, прибавление растворов гидроксидов щелочных металлов или аммония в течение 2 ч, диспергирование системы с помощью механической мешалки со скоростью 200-300 об/мин при температуре 20°С до рН 6,9-7,0, по окончании процесса дисперсию центрифугируют со скоростью 10000 об/мин и полученный твердый остаток редиспергируют в бидистилляте при механическом перемешивании со скоростью 200-300 об/мин при температуре 20°С (см. патент RU 2428432).A known method of obtaining nanoparticles of low molecular weight chitosan, including the preparation of a solution, pre-purified low molecular weight chitosan in filtered 1-2 wt. % aqueous acetic acid, adding solutions of alkali metal or ammonium hydroxides for 2 hours, dispersing the system using a mechanical stirrer at a speed of 200-300 rpm at a temperature of 20 ° C to pH 6.9-7.0, at the end of the process, dispersion centrifuged at a speed of 10000 rpm and the resulting solid residue is redispersed in a bidistillate with mechanical stirring at a speed of 200-300 rpm at a temperature of 20 ° C (see patent RU 2428432).
Рассмотренный способ характеризуется следующими недостатками: высокую продолжительность процесса диспергирования, сложность аппаратурного оформления и многостадийность процесса формирования наночастиц хитозана.The considered method is characterized by the following disadvantages: the long duration of the dispersion process, the complexity of the hardware design and the multistage process of the formation of chitosan nanoparticles.
Известен способ получения экзосом из крови, включающий разделение крови на бесклеточную и клеточную фракции с помощью центрифугирования с последующим получением экзосом путем ультрацентрифугирования, при этом кровь разделяют на плазму и клеточную фракцию, затем клетки крови последовательно, в две стадии, обрабатывают сначала буферным раствором PBS, содержащим 5 мМ ЭДТА, затем равным объемом 0,15-0,35% раствора трипсина в PBS, далее плазму и полученные супернатанты объединяют, удаляют клеточный дебрис и примеси неэкзосомального происхождения путем центрифугирования при 15000-20000 g в течение 10-20 минут и фильтрации через фильтры с диаметром пор 0,1 мкм, а суммарный пул экзосом осаждают ультрацентрифугированием при 100000-160000 g в течение 60-120 минут. В способе, обработку буферным раствором PBS, содержащим 5 мМ ЭДТА, осуществляют в течение 5 минут с последующим центрифугированием в течение 20 минут при 300 g и сбором супернатанта. В способе, обработку 0,15-0,35% раствором трипсина в PBS, осуществляют в течение 5 минут с последующим добавлением ингибитора фермента, перемешиванием, осаждением клеток крови центрифугированием в течение 20 минут при 300 g и сбором супернатанта (см. пат. RU №2556825).There is a known method of obtaining exosomes from blood, including the separation of blood into acellular and cellular fractions by centrifugation, followed by obtaining exosomes by ultracentrifugation, while the blood is separated into plasma and cellular fraction, then blood cells are sequentially, in two stages, treated first with a buffer solution of PBS, containing 5 mM EDTA, then an equal volume of 0.15-0.35% trypsin solution in PBS, then the plasma and the resulting supernatants are combined, cell debris and impurities of non-exosomal origin are removed by centrifugation at 15000-20000 g for 10-20 minutes and filtration through filters with a pore diameter of 0.1 μm, and the total pool of exosomes is precipitated by ultracentrifugation at 100,000-160000 g for 60-120 minutes. In the method, treatment with a PBS buffer solution containing 5 mM EDTA is carried out for 5 minutes, followed by centrifugation for 20 minutes at 300 g and collecting the supernatant. In the method, the treatment with 0.15-0.35% trypsin solution in PBS is carried out for 5 minutes, followed by the addition of an enzyme inhibitor, stirring, precipitation of blood cells by centrifugation for 20 minutes at 300 g and collecting the supernatant (see US Pat. No. 2556825).
Недостатком данного способа является длительность и сложность получения экзосом из крови в широкой лабораторно-диагностической практике.The disadvantage of this method is the length and complexity of obtaining exosomes from blood in a wide laboratory and diagnostic practice.
Известен способ выделения высокодисперсных фрагментов пурпурных мембран, содержащих бактериородопсин из галофильных бактерий методом дезинтеграции, путем многократных процедур центрифугирования, промывки осадка и ресуспендирования в бидистилляте или солевых растворах, при этом с целью удешевления и ускорения процесса, а также получения гомогенных и мелких фрагментов пурпурных мембран размером от 50 до 400 нм, дезинтеграцию водной суспензии биомассы микроорганизмов проводят методом циклической экструзии под давлением от 10 до 150 МПа от 1 до 5 циклов, а последующую процедуру центрифугирования и отмывки в бидистиллированной воде осуществляют при 25000 g, 100000 g в течение 30 минут каждая до тех пор, пока отношение оптических плотностей суспензии фрагментов пурпурных мембран при длинах волн 280 и 560 нм не становится равным от 1,9 до 2,1. В способе, процедуру центрифугирования и отмывки в бидистиллированной воде осуществляют в два этапа, сначала при 25000 g в течение 30 минут, а затем при 100000 g в течение 30 минут попеременно (см. пат. RU №94033539).A known method of isolation of highly dispersed fragments of purple membranes containing bacteriorhodopsin from halophilic bacteria by the method of disintegration, by repeated procedures of centrifugation, washing the precipitate and resuspension in double distillate or saline solutions, while in order to reduce the cost and accelerate the process, as well as to obtain homogeneous and small fragments of purple from 50 to 400 nm, the disintegration of an aqueous suspension of biomass of microorganisms is carried out by the method of cyclic extrusion under a pressure of 10 to 150 MPa from 1 to 5 cycles, and the subsequent procedure of centrifugation and washing in bidistilled water is carried out at 25000 g, 100000 g for 30 minutes each until until the ratio of the optical densities of the suspension of fragments of purple membranes at wavelengths of 280 and 560 nm becomes equal to from 1.9 to 2.1. In the method, the procedure of centrifugation and washing in bidistilled water is carried out in two stages, first at 25,000 g for 30 minutes, and then at 100,000 g for 30 minutes alternately (see US Pat. RU No. 94033539).
Недостатками данного способа является большая продолжительность процесса ультразвукового диспергирования; малая производительность процесса; отсутствие возможности регулирования среднего размера фрагментов от величины ультразвукового воздействия.The disadvantages of this method is the long duration of the ultrasonic dispersion process; low productivity of the process; the inability to regulate the average size of fragments from the magnitude of the ultrasonic effect.
Наиболее близким изобретением к описываемому способу по технической сущности является способ разделения липосом по плотности методом градиентного центрифугирования глицерина. После центрифугирования липосомы, выбранные из нескольких положений в таком градиенте, мигрируют как узкие полосы в положениях, близких к их исходным положениям, что указывает на то, что распределение липосом в первый градиент является результатом фракционирования на основе плотности. Молекулярно-ситовая хроматография, измерения мутности и захваченного объема показывают, что плотность липосом качественно связана с их размером, причем более крупные липосомы более плотные, чем более мелкие. Размеры, полученные с помощью электронной микроскопии указывают на то, что фракционирование эффективно для липосом диаметром от 200 до 600 А с максимальной эффективностью в диапазоне 200-300 А, где найдено большинство липосом (Goormaghtigh, Ε. Density-Based separation of liposomes by glycerol gradient centrifugation / E. Goormaghtigh, G. A. Carborough // Analytical biochemistry. - 1986. - №159. - P. 122-131).The closest invention to the described method in technical essence is a method for separating liposomes by density by gradient centrifugation of glycerol. After centrifugation, liposomes selected from several positions in such a gradient migrate as narrow bands at positions close to their original positions, indicating that the distribution of liposomes in the first gradient is the result of density-based fractionation. Molecular sieve chromatography, turbidity and trapped volume measurements show that the density of liposomes is qualitatively related to their size, with larger liposomes being denser than smaller ones. Sizes obtained by electron microscopy indicate that fractionation is effective for liposomes ranging from 200 to 600 A with maximum efficiency in the 200-300 A range, where most liposomes are found (Goormaghtigh,. Density-Based separation of liposomes by glycerol gradient centrifugation / E. Goormaghtigh, GA Carborough // Analytical biochemistry. - 1986. - No. 159. - P. 122-131).
Рассмотренный способ имеет ряд недостатков, основными из которых является: трудоемкость, длительность процесса, малая производительность процесса.The considered method has a number of disadvantages, the main of which are: labor intensity, duration of the process, low productivity of the process.
Раскрытие изобретенияDisclosure of invention
Задачей изобретения являлась разработка такого способа фракционирования ниосом, который прост в исполнении, позволяет получить ниосомы достаточно однородного размера в больших количествах и в высоких концентрациях.The objective of the invention was the development of such a method for fractionation of niosomes, which is simple in execution, makes it possible to obtain niosomes of a sufficiently uniform size in large quantities and in high concentrations.
Технический результат, который может быть получен с помощью предлагаемого изобретения, сводится к сокращению длительности процесса, повышению его производительности, снижению трудоемкости получения фракций ниосом.The technical result, which can be obtained with the help of the present invention, is reduced to a reduction in the duration of the process, an increase in its productivity, and a decrease in the labor intensity of obtaining fractions of nios.
Технический результат достигается с помощью способа фракционирования ниосом, в котором производят центрифугирование, при этом 10 мл суспензии ниосом разбавляют 35 мл охлажденного 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) в пробирке типа Falcon, центрифугируют при 2000 об/мин в течение 3 минут при 4°С, затем суперанатант переносят в чистую пробирку типа Falcon, центрифугируют при 12000 об/мин в течение 1 часа при 4°С, осадок ниосом ресуспендируют в 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) до объема в 10 мл, хранят при температуре (2-8)°С.The technical result is achieved using a method of fractionation of niosomes, in which centrifugation is performed, while 10 ml of a suspension of niosomes is diluted with 35 ml of chilled 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) in a Falcon-type test tube, centrifuged at 2000 rpm in for 3 minutes at 4 ° C, then the supernatant is transferred into a clean Falcon tube, centrifuged at 12000 rpm for 1 hour at 4 ° C, the sediment of niosomes is resuspended in 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) to a volume of 10 ml, store at a temperature of (2-8) ° C.
Сущность способа фракционирования ниосом, включающий центрифугирование, при этом 10 мл суспензии ниосом разбавляют 35 мл охлажденного 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) в пробирке типа Falcon, центрифугируют при 2000 об/мин в течение 3 минут при 4°С, затем суперанатант переносят в чистую пробирку типа Falcon, центрифугируют при 12000 об/мин в течение 1 часа при 4°С, осадок ниосом ресуспендируют в 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) до объема в 10 мл, хранят при температуре (2-8)°С.The essence of the method of fractionation of niosomes, including centrifugation, while 10 ml of a suspension of niosomes is diluted with 35 ml of chilled 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) in a Falcon tube, centrifuged at 2000 rpm for 3 minutes at 4 ° C, then the supernatant is transferred into a clean Falcon tube, centrifuged at 12000 rpm for 1 hour at 4 ° C, the niosome sediment is resuspended in 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) to a volume of 10 ml, stored at a temperature of (2-8) ° C.
Краткое описание чертежей и их материаловBrief description of drawings and their materials
На фиг. 1, дан способ фракционирования ниосом, микрофотография частиц готовой ниосомальной дисперсии, полученная на приборе EVO LS 10 Carl Zeiss.FIG. 1, a method for fractionation of niosomes is given, a micrograph of particles of the finished niosomal dispersion, obtained on an EVO LS 10 Carl Zeiss device.
Осуществление изобретенияImplementation of the invention
Примеры конкретного выполнения способа фракционирования ниосом.Examples of specific implementation of the method for fractionation of nios.
Пример №1.
Очистку ниосомальной дисперсии от крупных частиц (>1 мкм) и остатков компонентов ниосом проводят следующим образом: 6 мл суспензии ниосом разбавляют 30 мл охлажденного 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) в пробирке типа Falcon, центрифугируют при 1000 об/мин в течение 1 минуты при 2°С, затем суперанатант переносят в чистую пробирку типа Falcon, центрифугируют при 8000 об/мин в течение 1/4 часа при 2°С, осадок ниосом ресуспендируют в 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) до объема в 6 мл, хранят при температуре (2-8)°С.The niosomal dispersion is purified from large particles (> 1 μm) and residues of niosome components as follows: 6 ml of the niosome suspension are diluted with 30 ml of chilled 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) in a Falcon tube, centrifuged at 1000 rpm / min for 1 minute at 2 ° C, then the supernatant is transferred into a clean Falcon tube, centrifuged at 8000 rpm for 1/4 hour at 2 ° C, the niosome sediment is resuspended in 0.01 Μ phosphate-buffered saline ( pH 7.2) to a volume of 6 ml, store at a temperature of (2-8) ° C.
Размер частиц составляет 500±130 нм. Наличие частиц размером более 500 нм, вероятно, можно объяснить образованием непрочных ассоциатов ниосом в растворе. Образование непрочных ассоциатов в растворах, содержащих ниосомы, было подтверждено в ходе исследования образцов после предварительной фильтрации дисперсий через фильтр с размером пор 220 нм методом зондовой и электронной микроскопии.The particle size is 500 ± 130 nm. The presence of particles larger than 500 nm can probably be explained by the formation of fragile associates of niosomes in solution. The formation of fragile associates in solutions containing niosomes was confirmed during the study of samples after preliminary filtration of dispersions through a filter with a pore size of 220 nm by probe and electron microscopy.
Пример №2.Example # 2.
Выполняется аналогично примеру 1, но 8 мл суспензии ниосом разбавляют 33 мл охлажденного 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) в пробирке типа Falcon, центрифугируют при 1500 об/мин в течение 2 минут при 3°С, затем суперанатант переносят в чистую пробирку типа Falcon, центрифугируют при 10000 об/мин в течение 0,5 часа при 3°С, осадок ниосом ресуспендируют в 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) до объема в 8 мл, хранят при температуре (2-8)°С.It is carried out analogously to example 1, but 8 ml of a suspension of niosomes is diluted with 33 ml of chilled 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) in a Falcon tube, centrifuged at 1500 rpm for 2 minutes at 3 ° C, then supernatant transferred into a clean Falcon tube, centrifuged at 10,000 rpm for 0.5 hour at 3 ° C, the Niosome sediment is resuspended in 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) to a volume of 8 ml, stored at temperature (2-8) ° С.
Размер частиц составляет 350±95 нм. Также, как и в примере 1 наблюдалось образование непрочных ассоциатов в растворах, содержащих ниосомы.The particle size is 350 ± 95 nm. Also, as in example 1, the formation of fragile associates was observed in solutions containing niosomes.
Пример №3.Example No. 3.
Выполняется аналогично примеру 1, но 10 мл суспензии ниосом разбавляют 35 мл охлажденного 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) в пробирке типа Falcon, центрифугируют при 2000 об/мин в течение 3 минут при 4°С, затем суперанатант переносят в чистую пробирку типа Falcon, центрифугируют при 12000 об/мин в течение 1 часа при 4°С, осадок ниосом ресуспендируют в 0,01 Μ фосфатно-солевого буфера (рН 7,2) до объема в 10 мл, хранят при температуре (2-8)°С.It is carried out analogously to example 1, but 10 ml of a suspension of niosomes is diluted with 35 ml of chilled 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) in a Falcon tube, centrifuged at 2000 rpm for 3 minutes at 4 ° C, then supernatant transferred to a clean Falcon tube, centrifuged at 12000 rpm for 1 hour at 4 ° C, the Niosome sediment is resuspended in 0.01 Μ phosphate-buffered saline (pH 7.2) to a volume of 10 ml, stored at a temperature ( 2-8) ° C.
Размер частиц составляет 200±50 нм (фиг. 1).The particle size is 200 ± 50 nm (Fig. 1).
Таким образом, оптимальным является пример 3. Рассмотренный способ позволяет получить ниосомы достаточно однородного размера в больших количествах и в высоких концентрациях, а также является простым в исполнении.Thus, example 3 is optimal. The considered method makes it possible to obtain niosomes of a sufficiently uniform size in large quantities and in high concentrations, and is also simple to execute.
Предлагаемое изобретение по сравнению с прототипом и другими известными техническими решениями имеет следующие преимущества: сокращение длительности процесса, повышение его производительности, снижению трудоемкости получения фракций ниосом.The proposed invention in comparison with the prototype and other known technical solutions has the following advantages: reducing the duration of the process, increasing its productivity, reducing the labor intensity of obtaining fractions of nios.
Claims (1)
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2020125052A RU2754849C1 (en) | 2020-07-20 | 2020-07-20 | Method for fractionation of niosomes |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
RU2020125052A RU2754849C1 (en) | 2020-07-20 | 2020-07-20 | Method for fractionation of niosomes |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
RU2754849C1 true RU2754849C1 (en) | 2021-09-08 |
Family
ID=77670172
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
RU2020125052A RU2754849C1 (en) | 2020-07-20 | 2020-07-20 | Method for fractionation of niosomes |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
RU (1) | RU2754849C1 (en) |
Citations (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
RU2072360C1 (en) * | 1994-09-12 | 1997-01-27 | Владимир Васильевич Капцов | Method for separating fine fragments of purple membranes containing bacteriorhodopsin |
RU2428432C1 (en) * | 2010-03-30 | 2011-09-10 | Общество с ограниченной ответственностью "ФАРМХИМ" (ООО "ФАРМХИМ") | Method of producing nanoparticles of low-molecular chitosan |
RU2556825C1 (en) * | 2014-09-15 | 2015-07-20 | Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт химической биологии и фундаментальной медицины Сибирского отделения Российской академии наук (ИХБФМ СО РАН) | Method of extraction of exosomes from blood |
-
2020
- 2020-07-20 RU RU2020125052A patent/RU2754849C1/en active
Patent Citations (3)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
RU2072360C1 (en) * | 1994-09-12 | 1997-01-27 | Владимир Васильевич Капцов | Method for separating fine fragments of purple membranes containing bacteriorhodopsin |
RU2428432C1 (en) * | 2010-03-30 | 2011-09-10 | Общество с ограниченной ответственностью "ФАРМХИМ" (ООО "ФАРМХИМ") | Method of producing nanoparticles of low-molecular chitosan |
RU2556825C1 (en) * | 2014-09-15 | 2015-07-20 | Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт химической биологии и фундаментальной медицины Сибирского отделения Российской академии наук (ИХБФМ СО РАН) | Method of extraction of exosomes from blood |
Non-Patent Citations (3)
Title |
---|
GALLO A, TANDON M, ALEVIZOS I, ILLEI GG The Majority of MicroRNAs Detectable in Serum and Saliva Is Concentrated in Exosomes. //PLoS ONE 7(3): 2012, e30679 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0030679. * |
GOORMAGHTIGH, Ε. Density-Based separation of liposomes by glycerol gradient centrifugation //Analytical Biochemistry Volume 159, Issue 1, 15 November 1986, Pages 122-131, https://doi.org/10.1016/0003-2697(86)90316-7, весь документ. * |
GOORMAGHTIGH, Ε. Density-Based separation of liposomes by glycerol gradient centrifugation //Analytical Biochemistry Volume 159, Issue 1, 15 November 1986, Pages 122-131, https://doi.org/10.1016/0003-2697(86)90316-7, весь документ. GALLO A, TANDON M, ALEVIZOS I, ILLEI GG The Majority of MicroRNAs Detectable in Serum and Saliva Is Concentrated in Exosomes. //PLoS ONE 7(3): 2012, e30679 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0030679. * |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
JP7274712B2 (en) | Mass production method for plant exosomes | |
CN109536440A (en) | The extracting method of excretion body | |
CN114591905B (en) | Method for preparing apoptotic vesicles from human erythrocytes and application of apoptotic vesicles | |
RU2608509C1 (en) | Method of obtaining blood exosomes | |
CN112501112A (en) | Separation and enrichment method for rapidly extracting tissue extracellular vesicles | |
EA039639B1 (en) | Process for the extraction and purification of hyaluronic acid | |
CN111321108A (en) | High-purity exosome density gradient centrifugation method | |
CN112410292B (en) | Preparation method of umbilical cord mesenchymal stem cell lipid vesicle and application of umbilical cord mesenchymal stem cell lipid vesicle in promoting skin regeneration | |
RU2754849C1 (en) | Method for fractionation of niosomes | |
JP2015520026A (en) | Low organic extract depth filter media processed by solvent extraction method | |
CN114540297A (en) | Method for separating mesenchymal stem cell exosomes and analyzing miRNA | |
RU2750928C1 (en) | Method for isolating exosomes from conditioned cell culture medium | |
RU2651521C1 (en) | Method of microvesicules insulation from blood | |
CN113244173A (en) | Mesenchymal stem cell exosome modified vesicle and preparation method thereof | |
CN117088964A (en) | Animal fibronectin co-production method | |
KR102573315B1 (en) | Mass separation and concentration method of tissue-derived extracellular vesicles | |
RU2803918C1 (en) | Method of producing purified cultured blood serum depleted in growth factors | |
RU2488634C1 (en) | Method to produce dna from salmon roe | |
WO2019189795A1 (en) | Method for producing yeast-derived microparticles | |
KR20210133116A (en) | Cell-derived vesicle purification method | |
CN118006550B (en) | Method for extracting exosomes by using cell culture medium | |
CN117721070B (en) | Method for detecting purity of hiPSC source exosome and special digestive agent thereof | |
CN116396923A (en) | Extraction method of mouse testis tissue exosome | |
JPH09183914A (en) | Production of tomato pigment | |
FR2479834A1 (en) | PROCESS FOR PURIFYING GLUCOSAMINOGLUCANS |