RU2317100C2 - Method for protein film formation on solid substrates - Google Patents
Method for protein film formation on solid substrates Download PDFInfo
- Publication number
- RU2317100C2 RU2317100C2 RU2006106211/15A RU2006106211A RU2317100C2 RU 2317100 C2 RU2317100 C2 RU 2317100C2 RU 2006106211/15 A RU2006106211/15 A RU 2006106211/15A RU 2006106211 A RU2006106211 A RU 2006106211A RU 2317100 C2 RU2317100 C2 RU 2317100C2
- Authority
- RU
- Russia
- Prior art keywords
- protein
- monolayer
- cellulose
- langmuir
- films
- Prior art date
Links
Images
Landscapes
- Immobilizing And Processing Of Enzymes And Microorganisms (AREA)
- Peptides Or Proteins (AREA)
- Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)
- Application Of Or Painting With Fluid Materials (AREA)
Abstract
Description
Изобретение относится к таким областям как биохимия, биофизика, медицинская диагностика и может быть использовано в качестве модели клеточной мембраны при исследовании механизма действия лекарственных мембранопротекторных препаратов, а также для создания активных элементов биосенсорных устройств.The invention relates to such fields as biochemistry, biophysics, medical diagnostics and can be used as a model of the cell membrane in the study of the mechanism of action of membrane-protective drugs, as well as to create active elements of biosensor devices.
Известен метод создания белковых слоев на твердой подложке, моделирующий липопротеидные системы (О.М.Полторак и др. Липопротеидные слои на твердых носителях и свойства биомембран. // Вестник московского университета, 1970, №2, С.133-146). Сущность этого метода состоит в том, что из органического растворителя на подложку с большой удельной поверхностью наносится липидный слой, на котором в дальнейшем проводится адсорбция белка из водного раствора. Путем подбора полярности носителя-подложки и применяемого для липида растворителя осуществляется необходимая ориентация молекул в липидных слоях. Проведение работ по такому способу иммобилизации белковых глобул позволило установить, что монослои смеси липидов являются эффективными носителями для нековалентной иммобилизации ферментов. Недостатком метода является необходимость проведения большой предварительной работы по получению изотерм адсорбции и их анализу. При этом отсутствует точная информация об ориентационном расположении молекул липида, т.к. в процессе адсорбции белка при смене неполярного растворителя на водный раствор белка возможна переориентация молекул. При работе с пористыми носителями требуется значительное количество препарата белка.The known method of creating protein layers on a solid substrate, modeling lipoprotein systems (O. M. Poltorak and others. Lipoprotein layers on solid carriers and properties of biomembranes. // Moscow University Journal, 1970, No. 2, S.133-146). The essence of this method is that a lipid layer is deposited on a substrate with a large specific surface from an organic solvent, on which protein is subsequently adsorbed from an aqueous solution. By selecting the polarity of the carrier substrate and the solvent used for the lipid, the necessary orientation of the molecules in the lipid layers is achieved. The work on this method of immobilization of protein globules made it possible to establish that monolayers of lipid mixtures are effective carriers for non-covalent immobilization of enzymes. The disadvantage of this method is the need for a lot of preliminary work to obtain adsorption isotherms and their analysis. In this case, there is no exact information on the orientational arrangement of lipid molecules, because in the process of protein adsorption, when a non-polar solvent is changed to an aqueous solution of a protein, reorientation of molecules is possible. When working with porous carriers, a significant amount of the protein preparation is required.
Весьма перспективен способ формирования упорядоченных ансамблей белковых молекул на межфазной границе воздух-вода в ленгмюровской ванне, предложенный И.Ленгмюром. Широко реализуется подход к формированию слоя белка на субфазе, использующий электростатическую адсорбцию заряженных белков из водной субфазы на противоположно заряженный ленгмюровский монослой амфифильных молекул. Затем эти комплексные монослои переносят методом Ленгмюра-Блоджетт на подложки (С.Ю.Зайцев и др. Биосенсор на основе ленгмюровских пленок глюкозоксидазы. // Журнал аналитической химии, 1990, Т.45, №7, С.1452-1455). Недостатком этого метода организации белоксодержащих пленок является невозможность целенаправленного распределения белковых молекул в монослое. Распределение белка под монослоем амфифильного соединения контролируется диффузионными процессами в субфазе, отсюда возможна плохая воспроизводимость структуры пленки. Проведение иммобилизации белка в обьеме субфазы обычно требует большого расхода белкового препарата, что значительно удорожает формируемый образец. Кроме того, успешное проведение эксперимента требует предварительных длительных исследований условий иммобизизации белка в слое с оценкой влияния поверхностного давления и временного фактора. Необходим подбор оптимальных условий переноса смешанного монослоя на твердую подложку (J.Chovelon et al Influence of the surface pressure on the organization of mixed Langmuir films of behenic acid and glucose oxidase. // Journal of Biological Physics and Chemistry 2001, V.1, N.2, P.68-75).A very promising method for the formation of ordered ensembles of protein molecules at the air-water interface in a Langmuir bath, proposed by I. Langmuir. The approach to the formation of a protein layer at the subphase is widely implemented, using electrostatic adsorption of charged proteins from the aqueous subphase to the oppositely charged Langmuir monolayer of amphiphilic molecules. Then these complex monolayers are transferred by the Langmuir-Blodgett method onto substrates (S.Yu. Zaitsev et al. Biosensor based on Langmuir glucose oxidase films. // Journal of Analytical Chemistry, 1990, V. 45, No. 7, S.1452-1455). The disadvantage of this method of organizing protein-containing films is the impossibility of a targeted distribution of protein molecules in a monolayer. The distribution of the protein under the monolayer of the amphiphilic compound is controlled by diffusion processes in the subphase, hence poor reproducibility of the film structure is possible. Immobilization of protein in the volume of the subphase usually requires a large consumption of protein preparation, which significantly increases the cost of the formed sample. In addition, the successful conduct of the experiment requires preliminary long-term studies of the conditions of protein immobilization in the layer with an assessment of the influence of surface pressure and time factor. It is necessary to select the optimal conditions for the transfer of the mixed monolayer onto a solid substrate (J.Chovelon et al Influence of the surface pressure on the organization of mixed Langmuir films of behenic acid and glucose oxidase. // Journal of Biological Physics and Chemistry 2001, V.1, N .2, P.68-75).
Приведенные примеры демонстрируют многолетние усилия, предпринятые для создания упорядоченных белковых пленок с целью использования их в биосенсорах и элементах биоэлектроники. Процесс связывания белка сильно зависит от природы последнего. На сегодняшний день универсального и надежного метода для создания упорядоченных белковых моно- и мультислоев не разработано. Получаемые белковые пленки приближенно передают электрофизические и геометрические свойства отдельных элементов биомембранных структур, хотя моделирование химических и структурных свойств биомембран позволяет изучать отдельные свойства этих сложных систем.The above examples demonstrate the many years of efforts undertaken to create ordered protein films for use in biosensors and bioelectronic elements. The process of protein binding is highly dependent on the nature of the latter. To date, a universal and reliable method for creating ordered protein mono- and multilayers has not been developed. The resulting protein films approximately transfer the electrophysical and geometric properties of individual elements of biomembrane structures, although modeling the chemical and structural properties of biomembranes allows one to study the individual properties of these complex systems.
Ближайшим техническим решением к предлагаемому способу является метод формирования упорядоченных белковых пленок путем нанесения монослоя иммобилизующего агента по технологии Ленгмюра-Блоджетт на твердую подложку с последующей адсорбцией на ней белковых молекул из водного раствора путем молекулярной самосборки и повторного нанесения монослоя иммобилизующего агента на поверхность образованного белкового слоя (Н.Н.Новикова и др. Исследование белково-липидных мембранных моделей с помощью рентгенофлуоресцентных методик. // Поверхность, 2005, №8, С.71-77). В данном способе проведена иммобилизация белковых молекул на монослое фосфолипида с целью изучения структурно-функциональных свойств биологических мембран и их компонентов при повреждении белковых молекул ионами тяжелых металлов. Иммобилизацию Са-АТФазы проводили на монослое фосфолипида DPPE, предварительно перенесенного методом Ленгмюра-Блоджетт на твердую кремниевую подложку. Адсорбцию белковых молекул из водного раствора проводили путем самосборки. Поднимая твердую подложку через вновь сформированный монослой DPPE, обеспечивали формирование покровного слоя фосфолипида на поверхности белкового монослоя. Таким образом, белковая пленка состояла из трех слоев:The closest technical solution to the proposed method is the method of forming ordered protein films by applying a monolayer of an immobilizing agent according to the Langmuir-Blodgett technology to a solid substrate, followed by adsorption of protein molecules on it from an aqueous solution by molecular self-assembly and re-applying a monolayer of immobilizing agent on the surface of the formed protein layer ( NN Novikova et al. Study of protein-lipid membrane models using X-ray fluorescence techniques. // Surface Th, 2005, No. 8, S.71-77). In this method, protein molecules were immobilized onto a phospholipid monolayer in order to study the structural and functional properties of biological membranes and their components when protein molecules are damaged by heavy metal ions. Ca-ATPase was immobilized on a DPPE phospholipid monolayer previously transferred by the Langmuir-Blodgett method onto a solid silicon substrate. Adsorption of protein molecules from an aqueous solution was carried out by self-assembly. By raising the solid support through the newly formed DPPE monolayer, a phospholipid coating layer was formed on the surface of the protein monolayer. Thus, the protein film consisted of three layers:
I - монослой фосфолипида, II - белковые молекулы, III - монослой фосфолипида (фиг.1).I - phospholipid monolayer, II - protein molecules, III - phospholipid monolayer (Fig. 1).
Данный способ формирования белкового слоя может быть принят за прототип.This method of forming a protein layer can be taken as a prototype.
Получение белкового слоя щелочной фосфатазы по указанному способу, когда в качестве иммобилизующего агента применен традиционно используемый тип липида - дипальмитоилфосфатидилхолин, показало, что распределение белка и липида на твердой подложке может быть дефектным и неоднородным, что является его недостатком из-за неустойчивой воспроизводимости, что видно на фиг.2. Неоднородность состава поверхности в этом случае может быть связана с тем, что природа контактирующей поверхности белка способна изменять характеристики упаковки липидного слоя. Кроме того, использование природных липидных компонентов ограничено рядом факторов: эти соединения являются дорогостоящими; хранятся на холоде и после разгерметизации быстро окисляются на воздухе, что затрудняет их хранение и ухудшает иммобилизирующие свойства липидного монослоя.Obtaining a protein layer of alkaline phosphatase according to the specified method, when the traditionally used type of lipid, dipalmitoylphosphatidylcholine, was used as an immobilizing agent, showed that the distribution of protein and lipid on a solid substrate can be defective and heterogeneous, which is its disadvantage due to unstable reproducibility, which can be seen figure 2. The heterogeneity of the surface composition in this case may be due to the fact that the nature of the contacting surface of the protein is capable of changing the characteristics of the packing of the lipid layer. In addition, the use of natural lipid components is limited by a number of factors: these compounds are expensive; they are stored in the cold and, after depressurization, are quickly oxidized in air, which complicates their storage and worsens the immobilizing properties of the lipid monolayer.
Целью данного технического решения является улучшение однородности белоксодержащей пленки за счет повышения степени заполнения, упорядоченности и прочности белковой пленки, а также удешевление способа получения образцов. Поставленная цель достигается тем, что в способе формирования белковых пленок путем нанесения монослоя иммобилизующего агента на твердую подложку по методу Ленгмюра-Блоджетт с последующей адсорбцией на ней белковых молекул из водного раствора путем молекулярной самосборки и повторного нанесения монослоя иммобилизующего агента на поверхность образованного белкового слоя в качестве иммобилизующего агента взят ацетопивалинат целлюлозы.The purpose of this technical solution is to improve the uniformity of the protein-containing film by increasing the degree of filling, orderliness and strength of the protein film, as well as the cheaper way to obtain samples. This goal is achieved in that in the method of forming protein films by applying a monolayer of immobilizing agent to a solid substrate according to the Langmuir-Blodgett method, followed by adsorption of protein molecules on it from an aqueous solution by molecular self-assembly and re-applying a monolayer of immobilizing agent on the surface of the formed protein layer as immobilizing agent taken cellulose acetopivalin.
Авторами был проведен поиск иммобилизирующих соединений органической природы, обладающих достаточной связывающей способностью по отношению к белкам и устойчивостью при хранении с сохранением структурно-функциональных свойств адсорбиуемых ферментов. Также важную роль играет снижение финансовых затрат на используемые реактивы. Таким требованиям отвечает найденный в процессе поиска органический носитель - ацетопивалинат целлюлозы отечественного производства, стоимость которого на 3 порядка ниже фосфолипида. Его использование в качестве иммобилизующего соединения значительно удешевляет получение образцов. Ацетопивалинат целлюлозы отличается термоокислительной устойчивостью, не разрушается при использовании, не загрязняет экосистему его метаболитами, хранится более 7 лет на воздухе при комнатной температуре.The authors searched for immobilizing compounds of an organic nature that have sufficient binding capacity for proteins and storage stability while maintaining the structural and functional properties of adsorbed enzymes. Also important is the reduction in financial costs of the reagents used. These requirements are met by the organic carrier found in the search process - cellulose acetate-pivalinate of domestic production, the cost of which is 3 orders of magnitude lower than the phospholipid. Its use as an immobilizing compound significantly reduces the cost of obtaining samples. Cellulose acetate pivalinate is characterized by thermal oxidative stability, does not deteriorate when used, does not pollute the ecosystem with its metabolites, and is stored in air at room temperature for more than 7 years.
Сущность предлагаемого способа нанесения упорядоченных белковых пленок на твердую подложку основана на использовании в качестве иммобилизующего слоя для белковых молекул смешанного сложного эфира целлюлозы - ацетопивалината целлюлозы, который, не влияя на состояние белковой молекулы, повышает степень упорядоченности молекул белка (микрорельеф белковой пленки с шероховатостью не более 5 нм), увеличивает плотность заполнения белковой пленки и обеспечивает экономическую эффективность предлагаемого способа (снижение стоимости иммобилизирующего слоя и условий его хранения, а также экономное расходование дорогостоящих белковых препаратов). Прочность иммобилизации белка подтверждается увеличением степени плотности заполнения белковой пленки.The essence of the proposed method for applying ordered protein films to a solid substrate is based on the use of a mixed cellulose ester - cellulose acetate-pivalinate as an immobilizing layer for protein molecules, which, without affecting the state of the protein molecule, increases the degree of ordering of protein molecules (the microrelief of a protein film with a roughness of not more than 5 nm), increases the filling density of the protein film and ensures the economic efficiency of the proposed method (reducing the cost of immobil the insulating layer and its storage conditions, as well as the economical use of expensive protein preparations). The strength of protein immobilization is confirmed by an increase in the degree of filling of the protein film.
Выполнение способа заключается в том, что наносят раствор ацетопиволината целлюлозы на поверхность субфазы в ленгмюровской ванне и формируют ленгмюровский монослой при давлении 30 мН/м. Далее монослой полимера переносят методом вертикального лифта (Ленгмюра-Блоджетт) на гидрофобизированную твердую подложку, которую помещают в кювету на дно ванны. После удаления ленгмюровского слоя с поверхности субфазы кювету, наполненную водой, вынимают из ванны. Иммобилизацию белка на монослой ацетопивалината целлюлозы осуществляют в кювете путем введения в водную среду аликвоты водного буферного раствора белка. Проводят адсорбцию белковых молекул при комнатной температуре (или в холодильнике), промывают подложку водой, кювету с иммобилизованным белком снова помещают в ленгмюровскую ванну. Формируют новый монослой полимера, через который вынимают подложку уже с иммобилизованным белком. Конечный вариант иммобилизованной пленки схематично изображен на фиг.3. В качестве белковых молекул могут быть иммобилизованы металлоферменты, такие как щелочная фосфатаза, каталаза.The implementation of the method consists in the fact that a solution of cellulose acetopivolinate is applied to the surface of the subphase in the Langmuir bath and a Langmuir monolayer is formed at a pressure of 30 mN / m. Next, the polymer monolayer is transferred by the method of vertical lift (Langmuir-Blodgett) onto a hydrophobized solid substrate, which is placed in a cuvette at the bottom of the bath. After removal of the Langmuir layer from the surface of the subphase, the cell filled with water is removed from the bath. Protein immobilization on a cellulose acetopivalinate monolayer is carried out in a cuvette by introducing an aliquot of an aqueous protein buffer solution into the aqueous medium. The protein molecules are adsorbed at room temperature (or in the refrigerator), the substrate is washed with water, the cell with immobilized protein is again placed in a Langmuir bath. A new monolayer of polymer is formed, through which the substrate is removed with the immobilized protein. The final version of the immobilized film is schematically depicted in figure 3. As protein molecules, metal enzymes such as alkaline phosphatase, catalase can be immobilized.
Характеристика структурно-функциональных свойств ацетопивалината целлюлозыCharacterization of the structural and functional properties of cellulose acetopivalinate
Получение ацетопивалината целлюлозы проводят методом смешанных ангидридов с использованием ангидрида трифторуксусной кислоты. Такая методика позволяет целенаправленно синтезировать эфиры целлюлозы с определенным количеством гидроксильных и ацитильных групп в глюкозидном кольце, что особенно важно при получении соединений, используемых в дальнейшем для формирования устойчивых ленгмюровских монослоев на жидкой субфазе и пленок Ленгмюра-Блоджетт. Оптимальное соотношение гидрофильных и гидрофобных остатков в жесткоцепном полимере - ацетопивалинате целлюлозы улучшает его иммобилизующие свойства.The production of cellulose acetopivalinate is carried out by the mixed anhydride method using trifluoroacetic acid anhydride. This technique makes it possible to purposefully synthesize cellulose ethers with a certain amount of hydroxyl and acyl groups in the glucoside ring, which is especially important in the preparation of compounds used in the future to form stable Langmuir monolayers on the liquid subphase and Langmuir-Blodgett films. The optimal ratio of hydrophilic and hydrophobic residues in the rigid chain polymer - cellulose acetate-pivalinate improves its immobilizing properties.
Ацетопивалинат целлюлозы имеет следующее строение:Cellulose acetate pivalinate has the following structure:
Количество заместителей ОН-группы (на 300 глюкозидных колец) в молекуле целлюлозы: х=175 (пивалинат), у=10 (ацетат), z - 115 (гидроксильные ОН - группы, оставшиеся незамещенные). Такая структура позволяет варьировать иммобилизующую способность полимера при изменении количества замещенных ОН-групп.The number of OH group substituents (per 300 glucoside rings) in the cellulose molecule: x = 175 (pivalinate), y = 10 (acetate), z - 115 (OH hydroxyl groups, the remaining unsubstituted). This structure allows you to vary the immobilizing ability of the polymer with a change in the number of substituted OH groups.
Монослой ацетопивалината целлюлозы не нуждается в специальном химическом модифицировании после нанесения на твердую подложку (как в патенте Р 63231257 от 1988-09-27, Yano E.J. и др.), т.к. использование ленгмюровской технологии предопределяет ориентацию гидрофильных функциональных групп эфира целлюлозы на межфазной границе воздух-вода. Это делает удобным его использование для создания плотной упаковки упорядоченного слоя адсорбированного белка, в отличие от липидного монослоя, использование которого в ряде случаев дает дефектное заполнение белкового монослоя.The cellulose acetate monolayer does not need special chemical modification after application to a solid substrate (as in patent P 63231257 from 1988-09-27, Yano E.J. and others), because The use of Langmuir technology determines the orientation of the hydrophilic functional groups of cellulose ether at the air-water interface. This makes it convenient to use it to create a dense packing of an ordered layer of an adsorbed protein, in contrast to a lipid monolayer, the use of which in some cases gives a defective filling of a protein monolayer.
2. Примеры реализации заявляемого способа2. Examples of the implementation of the proposed method
2.1. Для формирования белоксодержащей пленки были использованы:2.1. For the formation of a protein-containing film were used:
Ацетопивалинат целлюлозы - 0,3 мг/мл;Cellulose Acetopivalinate - 0.3 mg / ml;
Каталаза - 2,5 мг/мл;Catalase - 2.5 mg / ml;
Щелочная фосфатаза - 250 мкг/мл;Alkaline phosphatase - 250 mcg / ml;
Кремниевые подложки размером 10×30 мм2;Silicon substrates with a size of 10 × 30 mm 2 ;
Ленгмюровская ванна с весами Вильгельми для измерения поверхностного давления ленгмюровского монослоя с чувствительностью 0,0001Н/м и с подвижным барьером.Langmuir bath with Wilhelmy scales for measuring the surface pressure of a Langmuir monolayer with a sensitivity of 0.0001 N / m and with a movable barrier.
В качестве подложек использованы полированные кремниевые пластины монокристаллического кремния (100).As substrates, polished silicon wafers of single-crystal silicon (100) were used.
2.2. Получение иммобилизующего монослоя ацетопивалината целлюлозы на твердой подложке.2.2. Obtaining an immobilizing cellulose acetate monolayer monolayer on a solid support.
На поверхность водной субфазы (тридистиллированная вода рН 6,6) в ленгмюровской ванне наносят иммобилизующий компонент - 70 мкл раствора (0,3 мг/мл) ацетопивалината целлюлозы в хлороформе. После растекания раствора на поверхности водной субфазы и удаления растворителя (через 15 мин) монослой поджимают барьером со скоростью 0,01 м2/мин. Монослой поджимают до величины поверхностного давления Р=30 мН/м, переносят на твердую подложку (гидрофобизированный кремний) размером 30×10 мм методом вертикального лифта со скоростью 3 мм/мин. Подложку с монослоем иммобилизирующего агента помещают в кювету, находящуюся на дне ленгмюровской ванны. После удаления с поверхности субфазы монослоя ацетопивалината целлюлозы подложку в кювете, заполненной водой, вынимают из ванны и используют для адсорбции белка.An immobilizing component is applied to the surface of the aqueous subphase (tridistilled water, pH 6.6) in a Langmuir bath — 70 μl of a solution (0.3 mg / ml) of cellulose acetopivalin in chloroform. After the solution spreads on the surface of the aqueous subphase and the solvent is removed (after 15 minutes), the monolayer is pressed with a barrier at a rate of 0.01 m 2 / min. The monolayer is squeezed to a surface pressure of P = 30 mN / m, transferred onto a solid substrate (hydrophobized silicon) of size 30 × 10 mm by a vertical elevator at a speed of 3 mm / min. The substrate with a monolayer of immobilizing agent is placed in a cuvette located at the bottom of the Langmuir bath. After removal of the cellulose acetopivalin monolayer from the subphase surface, the substrate in a cuvette filled with water is removed from the bath and used for protein adsorption.
2.3. Иммобилизация белка на ЛБ-монослое ацетопивалината целлюлозы на твердой подложке2.3. Protein immobilization on the LB monolayer of cellulose acetopivalinate on a solid support
Адсорбционную иммобилизацию белковых молекул щелочной фосфатазы на перенесенном монослое иммобилизирующего ацетопивалината целлюлозы проводят из рабочего раствора с концентрацией белка 20 мкг/мл в течение 10 часов при комнатной температуре. Иммобилизацию белка каталазы из раствора (2 мг/мл) проводят на ЛБ монослое ацетопивалината целлюлозы в аналогичных условиях. Процедура формирования белковых пленок на основе вышеуказанных ферментов является оптимальной.Adsorption immobilization of protein molecules of alkaline phosphatase on a transferred monolayer of immobilizing cellulose acetopivalinate is carried out from a working solution with a protein concentration of 20 μg / ml for 10 hours at room temperature. Catalase protein immobilization from a solution (2 mg / ml) is carried out on an LB monolayer of cellulose acetopivalinate under similar conditions. The procedure for the formation of protein films based on the above enzymes is optimal.
Для формирования защитного покровного слоя ацетопивалината на поверхности белкового монослоя кювету с образцом помещают на дно ленгмюровской ванны (субфаза без монослоя иммобилизирующего компонента). Далее формируют на субфазе монослой ацетопивалината целлюлозы и подложку вынимают через вновь сформированный монослой. На белковый слой переносят монослой иммобилизирующего компонента при поверхностном давлении 30 мН/м со скоростью вертикального движения подложки 1,5 мм/мин. Таким образом получены образцы иммобилизованных белков по предлагаемому способу.To form a protective coating layer of acetopivalin on the surface of the protein monolayer, the sample cuvette is placed on the bottom of the Langmuir bath (subphase without a monolayer of the immobilizing component). Next, a cellulose acetate mono-layer is formed on the subphase and the substrate is taken out through the newly formed monolayer. A monolayer of the immobilizing component is transferred onto the protein layer at a surface pressure of 30 mN / m with a vertical substrate speed of 1.5 mm / min. Thus obtained samples of immobilized proteins by the proposed method.
2.4. Оценка методом атомно-силовой микроскопии морфологии поверхности белоксодержащих пленок.2.4. Evaluation by the method of atomic force microscopy of the surface morphology of protein-containing films.
Сравнительный анализ данных, полученных на атомно-силовом микроскопе по белковым пленкам на липидном слое (Фиг.2) и на целлюлозных слоях с щелочной фосфатазой (Фиг.4) и с каталазой (Фиг.5), доказывает, что применение ацетопивалината целлюлозы в качестве иммобилизующего агента значительно улучшает упорядоченность и прочность белковой пленки, что позволяет использовать предлагаемый способ для изготовления модельных систем клеточной мембраны и для создания активных элементов биосенсорных устройств.A comparative analysis of the data obtained on an atomic force microscope on protein films on the lipid layer (Figure 2) and on cellulose layers with alkaline phosphatase (Figure 4) and catalase (Figure 5), proves that the use of cellulose acetopivalinate as immobilizing agent significantly improves the orderliness and strength of the protein film, which allows you to use the proposed method for the manufacture of model systems of the cell membrane and to create active elements of biosensor devices.
Claims (1)
Priority Applications (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2006106211/15A RU2317100C2 (en) | 2006-03-01 | 2006-03-01 | Method for protein film formation on solid substrates |
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| RU2006106211/15A RU2317100C2 (en) | 2006-03-01 | 2006-03-01 | Method for protein film formation on solid substrates |
Publications (2)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| RU2006106211A RU2006106211A (en) | 2007-09-10 |
| RU2317100C2 true RU2317100C2 (en) | 2008-02-20 |
Family
ID=38597935
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| RU2006106211/15A RU2317100C2 (en) | 2006-03-01 | 2006-03-01 | Method for protein film formation on solid substrates |
Country Status (1)
| Country | Link |
|---|---|
| RU (1) | RU2317100C2 (en) |
Cited By (2)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| RU2672410C1 (en) * | 2017-07-18 | 2018-11-14 | Федеральное государственное учреждение "Федеральный научно-исследовательский центр "Кристаллография и фотоника" Российской академии наук" | Method of obtaining ordered lysozyme films on solid substrates in langmuir bath |
| JP2020094131A (en) * | 2018-12-13 | 2020-06-18 | 株式会社ダイセル | Cellulose derivative and molding thereof |
-
2006
- 2006-03-01 RU RU2006106211/15A patent/RU2317100C2/en not_active IP Right Cessation
Non-Patent Citations (1)
| Title |
|---|
| Н.Н.Новикова и др. Исследование белково-липидных мембранных моделей с помощью рентгенофлуоресцентных методика.// Поверхность 2005. №8. С.71-77. * |
Cited By (3)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| RU2672410C1 (en) * | 2017-07-18 | 2018-11-14 | Федеральное государственное учреждение "Федеральный научно-исследовательский центр "Кристаллография и фотоника" Российской академии наук" | Method of obtaining ordered lysozyme films on solid substrates in langmuir bath |
| JP2020094131A (en) * | 2018-12-13 | 2020-06-18 | 株式会社ダイセル | Cellulose derivative and molding thereof |
| WO2020122016A1 (en) * | 2018-12-13 | 2020-06-18 | 株式会社ダイセル | Cellulose derivative and molded body thereof |
Also Published As
| Publication number | Publication date |
|---|---|
| RU2006106211A (en) | 2007-09-10 |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| Berquand et al. | Two-step formation of streptavidin-supported lipid bilayers by PEG-triggered vesicle fusion. Fluorescence and atomic force microscopy characterization | |
| Liu et al. | Liposomes: preparation, characteristics, and application strategies in analytical chemistry | |
| Reed et al. | Interaction of cholera toxin with ganglioside GM1 receptors in supported lipid monolayers | |
| Okamoto et al. | Direct observation of wetting and diffusion in the hydrophobic interior of silica nanotubes | |
| Andersson et al. | Tethered membrane architectures—design and applications | |
| Su et al. | Electrode-supported biomimetic membranes: An electrochemical and surface science approach for characterizing biological cell membranes | |
| KR19980702179A (en) | 3D colorimetric test assembly | |
| Conboy et al. | Planar Supported Bilayer Polymers Formed from Bis-Diene Lipids by Langmuir− Blodgett Deposition and UV Irradiation | |
| Korman et al. | Nanopore-spanning lipid bilayers on silicon nitride membranes that seal and selectively transport ions | |
| Heitz et al. | Polymerized planar suspended lipid bilayers for single ion channel recordings: comparison of several dienoyl lipids | |
| Movsesian et al. | Giant lipid vesicle formation using vapor-deposited charged porous polymers | |
| Watanabe et al. | Establishing ultimate biointerfaces covered with phosphorylcholine groups | |
| Schuster et al. | Nanotechnology with S-layer proteins | |
| Li et al. | Recent applications and chiral separation development based on stationary phases in open tubular capillary electrochromatography (2019–2022) | |
| Belling et al. | Lipid bicelle micropatterning using chemical lift-off lithography | |
| US11892406B2 (en) | Method and device for assaying the interaction and dynamics of permeation of a molecule and a lipid bilayer | |
| RU2317100C2 (en) | Method for protein film formation on solid substrates | |
| JP2011185874A (en) | Kit for analyzing biomolecules and method for analyzing biomolecules using the same | |
| Sondhi et al. | Structure, formation, and biological interactions of supported lipid bilayers (SLB) incorporating lipopolysaccharide | |
| Phillips et al. | Stable and fluid ethylphosphocholine membranes in a poly (dimethylsiloxane) microsensor for toxin detection in flooded waters | |
| US20230158507A1 (en) | Biological membrane-based sensor | |
| Trojanowicz et al. | Analytical applications of planar bilayer lipid membranes | |
| Damiati | Can we rebuild the Cell Membrane? | |
| Nisticò et al. | Biomimetic lipid membranes: An overview on their properties and applications | |
| Labbé et al. | Electrode‐supported and free‐standing bilayer lipid membranes: Formation and uses in molecular electrochemistry |
Legal Events
| Date | Code | Title | Description |
|---|---|---|---|
| MM4A | The patent is invalid due to non-payment of fees |
Effective date: 20110302 |