PL240353B1 - 3-azotowe pochodne 2,3-dideoksy-D-rybo-heksopiranozydów metylu do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1 - Google Patents

3-azotowe pochodne 2,3-dideoksy-D-rybo-heksopiranozydów metylu do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1 Download PDF

Info

Publication number
PL240353B1
PL240353B1 PL430182A PL43018219A PL240353B1 PL 240353 B1 PL240353 B1 PL 240353B1 PL 430182 A PL430182 A PL 430182A PL 43018219 A PL43018219 A PL 43018219A PL 240353 B1 PL240353 B1 PL 240353B1
Authority
PL
Poland
Prior art keywords
hiv
reverse transcriptase
methyl
dideoxy
hexopyranoside
Prior art date
Application number
PL430182A
Other languages
English (en)
Other versions
PL430182A1 (pl
Inventor
Aleksandra Małgorzata Dąbrowska
Rajmund Kaźmierkiewicz
Anna Maria Barabaś
Grzegorz Aleksander Nowiak
Inga Blanka Jamrożek
Mariusz Makowski
Original Assignee
Univ Gdanski
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Univ Gdanski filed Critical Univ Gdanski
Priority to PL430182A priority Critical patent/PL240353B1/pl
Publication of PL430182A1 publication Critical patent/PL430182A1/pl
Publication of PL240353B1 publication Critical patent/PL240353B1/pl

Links

Landscapes

  • Pharmaceuticals Containing Other Organic And Inorganic Compounds (AREA)

Description

PL 240 353 B1
Opis wynalazku
Przedmiotem wynalazku jest para anomerów 3-azydo-2,3-dideoksy-D-rybo -heksopiranozydów metylu i para anomerów 3-amino-2,3-dideoksy-D-rybo -heksopiranozydów metylu do zastosowania jako nienukleozydowy (tj. zawierający jedynie glikon i grupę metoksyIową jako aglikon) inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1.
Szybka replikacja wirusa HIV-1 (Human immunodeficiency Virus zwany ludzkim wirusem zespołu nabytego braku odporności) i błędy popełnione podczas tego procesu powodują szybki jego wzrost, a to jest powodem trudności związanych z farmakoterapią. Jak dotąd wiadomo, że jedyną opcją kontroli oraz zapobiegania progresji choroby jest terapia antywirusowa. Niestety, HIV-1 wykazuje oporność na dostępne leki, które dodatkowo wykazują się dużą toksycznością. Dlatego poszukiwanie coraz to nowych farmaceutyków o lepszym indeksie terapeutycznym, mniejszej toksyczności i większej selektywności ciągle jeszcze stanowi wyzwanie.
Miejscami działania znanych leków są trzy enzymy wirusowe: odwrotna transkryptaza (RT), integraza (IN) i proteaza (PR). Do tej pory znane są dwa różne typy inhibitorów RT, jakimi są analogi nukleozydów (NRTI - Zidovudine) i nienukleozydów (NNRTI - Nevirapine), które blokują aktywność polimerazy w RT. Ciągle jednak prowadzone są badania mające na celu lepsze zrozumienie struktury i funkcji RT oraz mechanizmów inhibicji, co skutkować może powstaniem lepszych leków, a w szczególności takich, które będą skuteczne przeciwko obecnym lekoopornym szczepom wirusa HIV-1.
Odwrotna transkryptaza (RT) wirusa HIV-1 jest wielofunkcyjnym enzymem niezbędnym do replikacji tego wirusa. RT składa się z dwóch podjednostek: p66 oraz p51. Enzym posiada DNA- oraz RNAzależną aktywność polimerazy DNA oraz aktywność rybonukleazy H. Za aktywność polimerazy oraz rybonukleazy H odpowiedzialna jest podjednostka p66, natomiast podjednostka p51 pełni rolę strukturalną. Odwrotna transkryptaza HIV-1 służy temu retrowirusowi do przepisywania swojego materiału genetycznego w postaci RNA na cząsteczkę DNA, która jest wbudowywana przez jego integrazę do materiału genetycznego gospodarza, jakim jest jedna z komórek ludzkiego układu odpornościowego.
Tenofowir (TFO) jest związkiem organicznym, znany także pod nazwą PMPA, czyli R-9-(2-(fosforanometoksypropylo)adenina, zaliczany jest do klasy leków antyretrowirusowych jako nukleotydowy analog będący inhibitorem odwrotnej transkryptazy. Tenofowir podawany jest w postaci proleku - dizoproksylu tenofowiru. In vivo prekursor ulega przemianie do substancji czynnej - tenofowiru - analogu monofosforanu nukleozydu (nukleotydu). Połączenie kowalencyjne RT z tenofowirem stanowi zakończenie primera DNA należącego do kompleksu RT i jako fosfonianowy inhibitor primera DNA kompleksu RT stanowi jego analog nukleotydu. Wśród znanych leków przeciwretrowirusowych jest również azydotymindyna AZT, która również ma działanie inhibujące względem odwrotnej transkryptazy HIV i stanowi pochodną nukleotydów ze szkieletem dideoksypiranozylu.
Arabinozydy cytozyny i innych związków mają praktyczne zastosowanie przeciwbiałaczkowe, a arabinozyd adeniny przeciwdziała zapaleniu mózgu wywoływanemu przez Herpes. Nukleozydy zawierające resztę sacharydową w postaci 2-deoksy-beta-D-rybo -heksofuranozylu są słabo poznane, jednak ze względu na podobieństwo do naturalnie występujących nukleozydów 2-deoksy-D-rybo-furanozylu (nukleozydy 2-deoksy-D-erytro -pentofuranozylu) znajdują się w centrum zainteresowania. W porównaniu do związków stanowiących przedmiot wynalazku, znane są pento-D-rybo-furanozydy, czyli pentozy, a nie heksozy, które mają zastosowanie np. jako „modyfikatory” antybiotyków czy związków o działaniu terapeutycznym czy też jako np. nośniki leków o działaniu cytotoksycznym. Epimery o konfiguracji D-arabino są znane i opisywane już od lat 80-tych XX w., ale mają zastosowanie np. w terapii nowotworów. Znane są nitrozoureidowe pochodne sacharydów o konfiguracji D-arabino, które zostały zbadane pod względem toksyczności i skuteczności przeciwnowotworowej. Szczególne właściwości wykazuje 3-(2-chloroetylo)-2,3-dideoksy-3-nitrozoureido-alfa-D-arabino -heksopiranozyd metylu, o udowodnionej wzmożonej aktywności w stosunku do nowotworów białaczki L1210, czerniaka B16 i raka płuc.
Wynalazek dotyczy 4 związków: dwóch par anomerów 3-amino-2,3-dideoksy-D-rybo -heksopiranozydów metylu i 3-azydo-2,3-dideoksy-D-rybo -heksopiranozydów metylu, pokazanych na wzorze 1, stanowiących dideoksyheksopiranozowe analogi azydotymidyny AZT, pokazanych na odrębnych wzorach 1a-1d do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1.
Szczegółowo według wynalazku opracowano związki do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1:
PL 240 353 BI
3-azydo-2,3-dideoksy-a/fa-D-ryóo-heksopiranozyd metylu, w opisie oznaczany skrótowo jako ARN3OMe.
OH
Wzór Ib
3-amino-2,3-dideoksy-alfa-D-/yóo-heksopiranozyd metylu, w opisie oznaczany skrótowo jako ARNH2OMe.
OH
N3
Wzór Ic
3-azydo-2,3-dideoksy-beta-D-ryóo-heksopiranozyd metylu, w opisie BRN3OMe.
oznaczany skrótowo jako
OH
nh2
Wzór Id
3-amino-2,3-dideoksy-beta-D-ryóo-heksopiranozyd metylu, w opisie oznaczany skrótowo jako BRNH2OMe.
Według wynalazku, zastosowanie medyczne wyżej wymienionych związków dotyczy zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1.
ARNHZOMe
BRN30Me BRNHZOMe
Wzór 1. Związki według wynalazku
Związki te według wynalazku mają zastosowanie w przyłączaniu się do miejsca aktywnego enzymu wirusa HIV - odwrotnej transkryptazy - hamując w ten sposób proces replikacji wirusa w zainfekowanej komórce. Zastosowanie tych związków obejmuje więc działanie jako nukleozydowe inhibitory odwrotnej transkryptazy wirusa HIV na podobieństwo działania AZT. Dokładnie cztery zadokowane
PL 240 353 B1 związki - czyli związki przyłączone do odwrotnej transkryptazy HIV-1 - stanowią pochodne azydowe (ARN3OMe i BRN3OMe) i aminowe (ARNH2OMe i BRNH2OMe), ich zadokowane struktury zostały przedstawione na Fig. 3-6 wraz z ich orientacją względem miejsca aktywnego enzymu HIV-1. Struktury kompleksów zostały uzyskane na drodze dokowania molekularnego modeli tych analogów do znanej struktury krystalograficznej odwrotnej transkryptazy HIV-1 przedstawionej na Fig. 1 - stan techniki.
Na Fig. 1 została przedstawiona ta struktura enzymu, która następnie została użyta podczas procedury dokowania wszystkich związków według wynalazku - zamiennie opisywanych jako analogi AZT. Motywacją do wyboru właśnie tej struktury enzymu były następujące przesłanki: a) jest to kompletna struktura odwrotnej transkryptazy, nie brakuje w niej żadnych współrzędnych atomów, b) zawiera ona oryginalną sekwencję odwrotnej transkryptazy ludzkiego wirusa HIV-1, to znaczy nie zawiera mutacji. Został wykorzystany fragment kwasu nukleinowego składający się z mci wzorca o sekwencji nukleotydowej: 5’-ATGGTCGGCGCCCGAACAGGGACTGTG-3’ oraz z nici primeru o sekwencji nukleotydowej: 5’-ACAGTCCCTGTTCGGGCGCC-3’.
Obecność fragmentu kwasu nukleinowego w tej strukturze jest potrzebna do analizy związków według wynalazku, ponieważ sam enzym, bez kwasu nukleinowego, nie mógłby pełnić swej roli biologicznej. Dodatkowo, obecność fragmentu kwasu nukleinowego oraz inhibitora (w strukturze krystalicznej występuje inhibitor - tenofowir) w centrum aktywnym w strukturze krystalicznej enzymu zapewnia, że mamy do czynienia z formą aktywną tej cząsteczki enzymu. Obecność inhibitora w centrum aktywnym informuje także o tym, gdzie dokładnie w strukturze białka znajduje to centrum (bez potrzeby jego szukania), jest to korzystne gdyż na ogół konkretne położenie centrum aktywnego w danym białku nie jest jednoznaczne. Dodatkowym uzasadnieniem wykorzystania akurat tej struktury jest fakt, że została ona opisana w prestiżowym czasopiśmie (Nature Structural & Molecular Biology 11, 469-474 (2004), https://www.nature.com/articles/nsmb760).
W związku z powyższym w celu opracowania nowych związków mających zastosowanie w terapii zakażeń wirusem HIV-1 - jako inhibitorów odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1 dokonano badań w zakresie modelowania molekularnego oraz syntezy tych nowych związków. Modelowanie molekularne polegające na dokowaniu struktur nowych związków o funkcji hamowania aktywności odwrotnej transkryptazy HIV-1 (RT) zostało wykonane na Międzyuczelnianym Wydziale Biotechnologii UG-GUMed, w Pracowni Symulacji Układów Biomolekularnych, zaś syntezę związków przeprowadzono w Katedrze Chemii Bionieorganicznej Wydziału Chemii Uniwersytetu Gdańskiego. Dokowanie molekularne miało dwa cele: potwierdzenie in silico możliwości bezpośredniego oddziaływania badanych analogów AZT z centrum aktywnym enzymu RT, oraz ilościowe oszacowanie entalpii swobodnej AG oddziaływania każdego analogu z centrum aktywnym RT. Ujemne wartości entalpii swobodnej świadczą o możliwości spontanicznego tworzenia się takich kompleksów w przyrodzie. Wykazano, że badane związki oddziałują z centrum aktywnym odwrotnej transkryptazy HIV-1, blokując jednocześnie to centrum aktywne, stanowiąc konkurencję dla standardowych nukleotydów. Każdy badany analog AZT wykazuje charakterystyczny dla siebie profil oddziaływania (zestaw reszt aminokwasowych i nukleotydów, z którymi bezpośrednio oddziałuje) dokładnie w centrum aktywnym enzymu RT. Na podstawie podobieństwa strukturalnego tych związków do AZT oraz możliwości ich oddziaływania z centrum aktywnym enzymu RT oparto ich postulowane właściwości biologiczne tj. wiązanie do kwasu nukleinowego za pośrednictwem wiązań kowalencyjnych, blokowanie jego rozbudowy, hamowanie działania odwrotnej transkryptazy HIV-1 i w konsekwencji utrudnianie lub całkowite uniemożliwienie tworzenia nowych cząstek wirusa. Każdy z badanych analogów ma potencjalne miejsce fosforylacji warunkującej ich wbudowywanie w strukturę kwasu nukleinowego. Opracowane związki stanowią analogi AZT - inhibitora RT. Dokładne wyniki badania przedstawiono w dalszej części opisu.
Przeprowadzono dokowanie molekularne czyli wielokrotne losowe przyłączanie dokowanej cząsteczki do RT i wybieraniu takich konformacji, które mają najniższą entalpię swobodną AG. Ze względu na zastosowaną metodę dokowania (algorytm genetyczny wykorzystujący teorię Lamarcka) każda kolejna znaleziona konfiguracja kompleksu była lepiej zoptymalizowana i bardziej przypominała rzeczywiste kompleksy występujące w przyrodzie. Struktur biopolimerów nie zmieniano, ligandy mogły, w ograniczonym stopniu, zmieniać swoją konformację (kształt). W ligandach zachowano w każdym przypadku konformacje pierścieni. W trakcie dokowania zmieniano przede wszystkim położenie i orientację liganda względem nieruchomego biopolimeru.
Na podstawie badań doświadczalnych opracowano i zsyntezowano nowe związki - cztery pochodne 3-azydo- i 3-amino-2,3-dideoksy-D-rybo -heksopiranozydy metylu, które stanowią analogi AZT.
PL 240 353 B1
Na podstawie badań naukowych wymodelowano ich oddziaływanie z cząsteczką odwrotnej transkryptazy HIV-1, a tym samym działanie jako inhibitorów RT HIV-1.
Wynalazek opisano bliżej w przykładach wykonania oraz zobrazowano na rysunku na którym, poszczególne figury przedstawiają:
Fig. 1.A: schematyczne przedstawienie struktury trzeciorzędowej kompleksu odwrotnej transkryptazy HIV - RT HIV-1,
Fig. 1.B: centrum aktywne odwrotnej transkryptazy HIV (źródło, strona WWW: https://www.rcsb. org/structure/1t03),
Fig. 2: wyniki badania mutagenności - liczba kolonii bakteryjnych wyhodowanych na płytkach wraz z wartościami odchyleń standardowych,
Fig. 3: przestrzenne położenie związku oznaczanego jako ARN3OMe w miejscu aktywnym enzymu RT HIV-1,
Fig. 4: przestrzenne położenie związku oznaczanego jako BRN3OMe w miejscu aktywnym enzymu RT HIV-1,
Fig. 5: przestrzenne położenie związku oznaczanego jako ARNH2OMe w miejscu aktywnym enzymu RT HIV-1,
Fig. 6: przestrzenne położenie związku oznaczanego jako BRNH2OMe w miejscu aktywnym enzymu RT HIV-1,
Fig. 7: przestrzenne położenie AZT w miejscu aktywnym enzymu jako porównanie do właściwości wynalazku.
P r z y k ł a d 1
Sposób otrzymywania nowych związków i potwierdzenie ich otrzymania
a) otrzymywanie 3-azydo-2,3-dideoksy-alfa-D-rybo-heksopiranozydu metylu i 3-azydo-2,3-di- deoksy-beta-D-rybo -heksopiranozyd u metylu
Naważkę 3,4,6-tri-O-acetylo-1,5-anhydro-2-deoksy-D-arabino-heks-1-enitolu (3 g, 0,01 mola) rozpuszczono w 1,4-dioksanie (15 ml) i nie przerywając mieszania dodano katalityczną ilość HgSO4 (0,15 g) i roztwór H2SO4 (5 mM, 60 ml). Całość mieszano w temperaturze pokojowej przez kolejne 2 godziny. Po tym czasie (cały substrat powinien ulec rozpuszczeniu) do mieszaniny reakcyjnej wprowadzono azydek sodu (7,1 g, 0.1 mola) i lodowaty kwas octowy (15 ml). Po trzech godzinach (kontrola TLC) całą mieszaninę reakcyjną przelano do rozdzielacza i ekstrahowano ją za pomocą CHCI3 (3 x 50 ml). Połączone ekstrakty chloroformowe przemywano nasyconym roztworem NaHCO3 (do odczynu zasadowego) i kolejno wodą (do odczynu obojętnego), a na końcu suszono za pomocą MgSO4. Po odparowaniu do sucha otrzymano mieszaninę czterech izomerycznych 4,6-di-O -acetylo-3-azydo-2,3-dideoksy-D-heksopiranoz (3,95 g) w postaci oleju.
W kolejnym etapie syntezy całą porcję nierozdzielonej mieszaniny związków rozpuszczono w chlorku metylenu (70 ml), a następnie dodano do całości suchą s -kolidynę (12 ml) i chlorek metylosulfonylu (3,5 ml, 0.04 mola) i tak otrzymaną mieszaninę reakcyjną mieszano prze 0,5 godziny w temperaturze pokojowej. Po tym czasie wprowadzono do całości metanol (12 ml) i mieszanie kontynuowano przez kolejne 3 godziny (kontrola TLC). Po zakończeniu reakcji całą mieszaninę reakcyjną przelano do rozdzielacza i rozcieńczono ją CH2CI2 (20 mL). Otrzymany roztwór przemywano kolejno HCl (1M), nasyconym roztworem NaHCO3 i na końcu wodą. Otrzymane ekstrakty chloroformowe połączono i suszono za pomocą MgSO4. Po odparowaniu do sucha otrzymano mieszaninę czterech izomerycznych 4,6-di-O-acetylo-3-azydo-2,3-dideoksy-D-heksopiranozydów metylu (4,1 g) w postaci oleju. Do jej rozdzielenia zastosowano chromatografię kolumnową, w której fazą stacjonarną stanowił żel krzemionkowy (Silica Gel 60, 0.08 mm, E. Merck), a eluentem był układ czterochlorek węgla: aceton (3 : 1 v/v). W wyniku rozdziału otrzymano dwie frakcje stanowiące dwie dwuskładnikowe mieszaniny: 4,6-di-O-acetylo-3-azydo-2,3-dideoksy-D-heksopiranozydów metylu (1,88 g frakcji I i 2,0 g frakcji II).
a1) Do roztworu frakcji I (1,88 g) w absolutnym metanolu (80 mL) dodano świeżo przygotowany roztwór metanolanu sodu (1 M, 0,9 ml). Po upływie 0,5 godziny (kontrola TLC) roztwór zobojętniono za pomocą odpowiedniej porcji żywicy Dowex-50Wx8 (H+), którą kolejno odsączono, a otrzymany roztwór odparowano do niewielkiej objętości. Do tak otrzymanego stężonego roztworu dodawano powoli porcjami mieszaninę octanu etylu i n-heksanu (1 : 3 v/v) (40 mL). Po wytrąceniu i odsączeniu krystalicznego związku stanowiącego D-arabino -izomer otrzymany roztwór odparowano do sucha uzyskując 3-azydo-2,3-dideoksv-e-D-rybo -heksopiranozyd metylu (BRN3OMe) (0,8 g) w postaci syropu.
PL 240 353 BI a2) Do roztworu frakcji II (2,0 g) w absolutnym metanolu (80 mL) dodano świeżo przygotowany roztwór metanolami sodu (1 M, 0,9 ml). Po upływie 0,5 godziny (kontrola TLC) roztwór zobojętniono za pomocą odpowiedniej porcji żywicy Dowex-50Wx8 (H+), którą kolejno odsączono, a otrzymany roztwór odparowano do niewielkiej objętości. Do tak otrzymanego stężonego roztworu dodawano powoli porcjami mieszaninę octanu etylu i n-heksanu (1 : 3 v/v) (40 mL). Otrzymano w ten sposób 3-azydo-2,3-dideoksy-a-D-rybo-heksopiranozyd metylu (ARN3OMe) (0,7 g) w postaci syropu.
Potwierdzenie struktury otrzymanego związku a2):
Właściwości otrzymanego związku:
OH
3-azydo-2,3-dideoksy-alfa-D-rybo-heksopiranozyd metylu (akronim ARN3OMe) (MW = 203,2)
Właściwości fizyczne:
Pomiar skręcalności optycznej wykonano za pomocą polarymetru. Roztwór analizowanego związku rozpuszczono w odpowiednim rozpuszczalniku, uzyskując zadane stężenie. Kolejno przeniesiono go do rurki polarymetrycznej i wykonano pomiar za pomocą polarymetru. Obliczono i zmierzono takie parametr jak: temperatura topnienia, wartość skręcalności optycznej mierzoną w chloroformie znaną metodą.
t.t. = 100-102 (heksan:aceton); [a]o+252° (c 1,0 chloroform); [a]o+210° (c 1,0 metanol); R/0,32 (cykloheksan: octan etylu 1 : 1); R/ 0,13 (n-heptan: octan etylu 1 : 2);
Charakterystyka spektroskopowa:
Obecność charakterystycznych grup obecnych w syntezowanych związkach wykazano znaną metodą za pomocą spektroskopii IR.
IR: (chloroform) ϋ [αττ1]: 3629, 3564 (OH), 2127 (N3); (chloroform) ϋ [cm'1]: 3411 υ(ΟΗ), 2104 υ(Ν3); (film) ϋ [cm-1]: 3413,78 υ(ΟΗ), 2933,66 o(CH2), 2104,85 υ(Ν3), 1434,00 5(CH2)+ 5(OCH)+ 5(CCH); 1374,51 5(OCH)+5(COH)+ 5(CCH); 1337,19 5(CCH)+5(OCH); 1190,21 o(CO)+o(CC); 1130,64 o(CO); 984,76 o(CO)+ o(CC);
Molowe współczynniki ekstynkcji zostały wyznaczone znaną metodą.
UV: ελ[ηΓη1 [M-1cm-1]: ε270 38,99 (woda); ε270 42,90 (HCI); ε264 1 45,55 (NaOH);
Struktura otrzymanych związków potwierdzona została za pomocą spektroskopii 1H i 13C NMR (COSY i HSQC).
Ή NMR (300 MHz, CDCI3), δ [ppm]: 4,73 (d, 1H, Ji,2a = 4 Hz, H-1); 4,10 (q, 1H, J3,2e = 4 Hz, J3,2a = 4 Hz, J3,4 = 4 Hz, H-3); 3.85-3.72 (m, 4H, H-4, H-5, H-6, H-6’); 3.37 (s, 3H, CH3-O); 2.22 (m, 1H, J2e,2a = 15 Hz, J2e,3 = 4 Hz, H-2e); 2.01 (m, 1H, J2a,2e = 15 Hz, J2a,i = 4 Hz, J2a,3 = 4 Hz, H-2a).
13C {1H} NMR (700 MHz, CDCI3), δ [ppm]: 96,66 (C-1); 67,83 (C-5); 67,56 (C-6); 62,75 (C-4); 58,40 (C-3); 55,50 (OCH3); 32,37 (C-2);
Wartości pKa zostały wyznaczone znaną metodą.
Stałe deprotonowania (woda) pKa: 4,11; 10,21; 13,52 (met. spektrofotometryczna); 2,94; 7,37; 11,87; 12,34 (met. potencjometryczna).
Wartości Iog8n dla trzech jonów metali zostały wyznaczone jedynie przez autorów patentu
Stałe trwałości log βη: [Cu2+ ARN3OMe] 3,22; 4,12; 6,19; [Ni2+ ARN3OMe] 1,51; 3,37; 5,39; [VO2+ <- ARN3OMe] 4,69; 8,02; 13,22.
Wyniki potwierdzające czystość otrzymanych związków zostały wykonane znaną metodą.
Analiza elementarna dla C?Hi3N3O4 (MW = 203,2):
wyznaczona: C 41,38; H 6,45; N 20,68. Znaleziona: C 41,13; H 6,57; N 20,52; znaleziona: C 39,87; H 6,54; N 19,85.
PL 240 353 BI
Potwierdzenie struktury otrzymanego związku a1):
Właściwości otrzymanego związku:
OH
N3
3-azydo-2,3-dideoksy-beta-D-ryóo-heksopiranozyd metylu (akronim BRN3OMe) (MW = 203,2)
Właściwości fizyczne:
Pomiar skręcalności optycznej wykonano za pomocą polarymetru. Roztwór analizowanego związku rozpuszczono w odpowiednim rozpuszczalniku, uzyskując zadane stężenie. Kolejno przeniesiono go do rurki polarymetrycznej i wykonano pomiar za pomocą polarymetru.
olej; [a]o+10° (c 0,7 chloroform); [a]o-27° (c 0,7 metanol); R/ 0,28 (cykloheksan: octan etylu 1:1), R/ 0,23 (n-heptan: octan etylu 1 : 2);
Charakterystyka spektroskopowa:
Obecność charakterystycznych grup obecnych w syntezowanych związkach wykazano za pomocą spektroskopii IR znaną metodą.
IR: (chloroform) ϋ [cm'1]: 3411 υ(ΟΗ), 2098 υ(Ν3); (film) ΰ [cm'1]: 3398,34 υ(ΟΗ), 2933,41 o(CH2), 2103,92 v(N3), 1433,35 5(CH2)+5(OCH)+5(CCH); 1374,30 5(OCH)+5(COH)+5(CCH); 1336,69 5(CCH)+ 5(OCH); 1190,91 υ (CO)o (CC); 1130,65 o(CO); 984,76 υ (CO) υ (CC);
Molowe współczynniki ekstynkcji zostały wyznaczone znaną metodą.
UV: ελ[ηΓΤ1’ [M-1· cm-1]: ε266 384,25 (woda); ε267 400,45 (HCI); ε264 145,55 (NaOH);
Struktura otrzymanych związków potwierdzona została za pomocą spektroskopii 1H i 13C NMR (COSY i HSOC) znaną metodą.
1H NMR (300 MHz, CDCI3), δ [ppm]: 4,67 (dd, 1H, Ji,2e = 2 Hz, Ji,2a = 9 Hz, H-1); 4,13 (q, 1H, J3,2e = 3,5 Hz, J3,2a = 3.5 Hz, J3,4 = 3.5 Hz, H-3); 3.90-3.79 (m, 3H, H-4, H-6, H-6 ); 3.68 (m, 1H, H-5); 3,49 (s, 3H, CH3O); 2,12 (ddd, 1H, J2e,2a = 14 Hz. J2e,i = 2 Hz, J2e,3 = 3.5 Hz, H-2e); 1,77 (ddd, 1H, J2a,2e = 14 Hz, J2a,i = 9 Hz, J2a,3 = 3.5 Hz, H-2a).
13C {H} NMR (700 MHz, CDCI3), δ [ppm]: 96,70 (C-1); 67.79 (C-5); 67,51 (C-6); 62,57 (C-4); 58,31 (C-3); 55,41 (OCH3); 32,34 (C-2);
LRMS (CI,NH3) m/z 221 [M + NH4 +], 204 [M + H+]; FDMS m/z 203 [M+],
Wartości pKa zostały wyznaczone znaną metodą.
Stałe deprotonowania (woda) pKa: 1,79; 9,43; 11,08; 12,21 (met. spektrofotometryczna); 4,01; 11,46; 12,47 (met. potencjometryczna).
Wartości Iog8n dla trzech jonów metali zostały wyznaczone znaną metodą.
Stałe trwałości log βη: [Cu2+ <- BRN3OMe] 2,23; 4,82; 7,57; [Ni2+ <- BRN3OMe] 2,12; 4,74; 7,52; [VO2+ <- BRN3OMe] 3,69; 7,73; 11,91.
Wyniki potwierdzające czystość otrzymanych związków zostały wykonane znaną metodą.
Analiza elementarna dla C?Hi3N3O4 (MW = 203,2):
wyznaczona: C 41,38; H 6,45; N 20,68; znaleziona: C 41,70; H 6,42; N 20,52; znaleziona: C 41,60; H 6,59; N 20,17.
b) Sposób otrzymywania 3-ammo-2,3-dideoksy-alfa-D-/yóo-heksopiranozydu metylu
Naważkę 3-azydo-2,3-dideoksy-alfa-D-/yóo-heksopiranozydu metylu (0,7 g, 3,44 mmola) rozpuszczano w 20 ml suchego metanolu i dodawano katalityczną ilość 10% Pd/C (40 mg). Przez tak przygotowany roztwór przepuszczano początkowo argon (10 minut) i kolejno wodór (z butli). Przebieg reakcji kontrolowano chromatograficznie (TL w układzie octan etylu: eter naftowy 1 : 2 v/v). Po zakończeniu reakcji odsączono węgiel aktywny, a otrzymany metanolowy roztwór odparowano do sucha otrzymując 3-amino-2,3-dideoksy-alfa-D-/yóo-heksopiranozyd metylu (0,65 g; 89%) w postaci syropu.
PL 240 353 BI
Potwierdzenie otrzymanego związku b):
3-amino-2,3-dideoksy-alfa-D-rybo-heksopiranozyd metylu (akronim ARNH2OMe)
Właściwości fizyczne:
Pomiar skręcalności optycznej wykonano za pomocą polarymetru. Roztwór analizowanego związku rozpuszczono w odpowiednim rozpuszczalniku, uzyskując zadane stężenie. Kolejno przeniesiono go do rurki polarymetrycznej i wykonano pomiar za pomocą polarymetru. Wartość skręcalności optycznej została zmierzona znaną metodą.
olej, [a]o+71°C (c 0,6 metanol); R/ 0,22 (chloroform: metanol 1 : 2);
Charakterystyka spektroskopowa:
Obecność charakterystycznych grup obecnych w syntezowanych związkach wykazano za pomocą spektroskopii IR znaną metodą.
IR: ΰ [cm-1]: 3335 υ(ΟΗ, NH2)‘ 1604 u(NH); (film) ϋ [cm'1]: 3368,05 υ(ΝΗ), 3303,14 υ(ΝΗ2), 2931,33 υ(0Η2), 1585,49 δ(ΝΗ), 1432,00 5(CH2)+5(OCH)+5(CCH); 1362,51 5(OCH)+5(COH)+5(CCH); 1315,76 5(CCH)+ 5(OCH); 1208,28 υ (CO)+ υ (CC); 1126,88 υ (CO); 973,62 υ (CO)+o (CC);
Molowe współczynniki ekstynkcji zostały wyznaczone znaną metodą.
UV: ελ[ηΓΤ1’ [M-1cm-1]: s297 50,20 (NaOH); ε306 63,57 (HCI); ε314 26,42 (woda);
Struktura otrzymanych związków potwierdzona została za pomocą spektroskopii 1H i 13C NMR (COSY i HSOC) znaną metodą.
1H NMR (500 MHz, CD3OD), δ [ppm]: 4,77 (d, 1H, Ji,2a = 5,86 Hz, H-1); 4,03 (dd, 1H, J4,5 = 9,28 Hz, H-4); 4,02 (m, 1H, J5,6 = 5,86 Hz, J5,6· = 3,42 Hz, H-5); 3,46 (s, 3H, OCH3); 3,41 (m, 1H, H-6 ); 3,36 (m, 1H, J3,4 = 2,93 Hz, H-3); 3,02 (dd, 1 H, J6,6· = 12,21 Hz, H-6), 2,62 (szerokie, 1H, OH); 2,40 (dd, 1H, J2e,3 = 1,96 Hz, H-2e); 1,70 (dq, 1H, J2a,2e = 14,6 Hz, J2a,3 = 3,9 Hz, H-2a).
13C {1H} NMR (500 MHz, CD3OD), δ [ppm]: 97,89 (C-1); 74,73 (C-4); 69,71 (C-5); 55,58 (OCH3); 52,96 (C-3); 46,54 (C-6); 32,12 (C-2).
Wartości pKa zostały wyznaczone znaną metodą.
Stałe deprotonowania (woda) pKa: 3,18; 7,90; 9,85; 12,29 (met. spektrofotometryczna); 4,59; 8,78; 9,93; 10,32 (met. potencjometryczna).
Wartości Iog8n dla trzech jonów metali zostały wyznaczone znaną metodą.
Stałe trwałości log βη: [Cu2+ ARNH2OMe] 4,89; 7,89, 11,11; [Ńi2+ ARNH2OMe] 3,37; 4,85; 6,06; [VO2+ <- ARNH2OMe] 4,47; 9,82; 10,22.
Wyniki potwierdzające czystość otrzymanych związków zostały wykonane znaną metodą.
Analiza elementarna dla C7H15NO4 (MW = 177,10):
wyznaczona: C 47,45; H 8,53; N 7,90. Znaleziona: N 7,91; znaleziona: C 46,18; H 8,58; N 7,01.
c) Sposób otrzymywania 3-amino-2,3-dideoksy-beta-D-/ybo-heksopiranozydu metylu
Naważkę 3-azydo-2,3-dideoksy-beta-D-/ybo-heksopiranozydu metylu (0,8 g, 3,93 mmola) rozpuszczano w 20 ml suchego metanolu i dodawano katalityczną ilość 10% Pd/C (40 mg). Przez tak przygotowany roztwór przepuszczano początkowo argon (10 minut) i kolejno wodór (z butli). Przebieg reakcji kontrolowano chromatograficznie (TLC w układzie octan etylu: eter naftowy 1 : 2 v/v). Po zakończeniu reakcji odsączono węgiel aktywny, a otrzymany metanolowy roztwór odparowano do sucha otrzymując 3-ammo-2,3-dideoksy-beta-D-/ybo-heksopiranozyd metylu (0,7 g; 96%) w postaci syropu.
Potwierdzenie otrzymanego związku c):
PL 240 353 BI
OH
nh2
3-amino-2,3-dideoksy-beta-D-/ybo-heksopiranozyd metylu (akronim BRNH2OMe)
Właściwości fizyczne:
Wartość R/ została wyznaczona znaną metodą.
R/ 0,23 (metanol);
Charakterystyka spektroskopowa:
Obecność charakterystycznych grup obecnych w syntezowanych związkach wykazano za pomocą spektroskopii IR znaną metodą.
IR: (film) ΰ [cm'1]: 3352,33 υ(ΝΗ), 2923,45 u(CH2), 1450,17 5(CH2)+5(OCH)+5(CCH); 1377,92 5(OCH)+5(COH)+5(CCH); 1209,81 υ (CO)+o (CC); 1128,84 o(CO);
Molowe współczynniki ekstynkcji zostały wyznaczone znaną metodą.
UV: ελ[ηΓΤ1’ [M-1cm-1]: ε264 68,67; ε309 89,54 (HCI); ε271 65,28; ε289 66,79 (NaOH); ε307 68,69 (woda);
Struktura otrzymanych związków potwierdzona została za pomocą spektroskopii 1H i 13C NMR (COSY i HSQC) znaną metodą 1H NMR (700 MHz, CDCh), δ [ppm]: 4,75 (td, 1H, Ji,2a = 8,69 Hz, Ji,2e = 2,39 Hz, H-1); 3,92 (dd, 1 H, Je,6’ = 11,72 Hz, H-6), 3,82 (dd, 1H, H-6 ); 3,71 (m, 1H, J5,e = 7,74 Hz, J5,6· = 5,06 Hz, H-5); 3,63 (dd, 1H, J4,5 = 9,10 Hz, H-4); 3,53 (s, 3H, OCH3); 3,43 (m, 1H, J3,4 = 4,25 Hz, H-3); 1,96 (dq, 1H, J2e,3 = 1,69 Hz, H-2e); 1,80 (dq, 1H, J2a,2e = 12,7 Hz, J2a,3 = 4,02 Hz, H-2a); 1,62 (szerokie, 1H, NH);
13C {Ή} NMR (700 MHz, CD3OD), δ [ppm]: 98,80 (C-1); 74,20 (C-5); 68,3 (C-4); 63,90 (C-6); 56,50 (OCH3); 47,40 (C-3); 37,50 (C-2).
Wartości pKa zostały wyznaczone znaną metodą.
Stałe deprotonowania (woda) pKa: 4,26; 9,26; 11,01 (met. spektrofotometryczna); 7,70; 9,04; 12,33 (met. potencjometryczna).
Wartości Iog8n dla trzech jonów metali zostały wyznaczone znaną metodą.
Stałe trwałości log βη: [Cu2+ <- BRNH2OMe] 5,79; 8,28; 10,84; [Ni2+ <- BRNH2OMe] 2,02; 4,37; 7,03; [VO2+ <- BRNH2OMe] 4,06; 9,32; 16,02.
Wyniki potwierdzające czystość otrzymanych związków zostały wykonane znaną metodą.
Analiza elementarna dla C7H15NCU (MW = 177,10): wyznaczona: C 47,45; H 8,53; N 7,90. znaleziona: C 46,42; H 8,53; N 7,09.
P rzy kład 2
Badanie właściwości biologicznych opracowanych związków
Przygotowanie preparatów i płytek:
Sprzęty laboratoryjne, probówki Eppendorfa, szalki Petriego, głaszczki były wysterylizowane, a roztwory jałowe. Podczas przeprowadzania badań stosowano aseptyki, by nie zakazić bakterii oraz pożywek. Roztwory (pożywki bakteryjne, nocna kolonia Salmonella, histydyna z biotyną) sporządzano według typowych procedur. Do przeprowadzenia badań przygotowano następujące roztwory: roztwór D-(+)-glukozy, roztwór agaru bakteriologicznego, roztwór chlorku sodu NaCI, mieszaninę składników mineralnych (uwodniony siarczan(VI) magnezu MgSO4 H2O, kwas cytrynowy HOOCCH2-C(OH)(COOH)-CH2-COOH, wodorofosforan(V) potasu K2HPO4, wodorofosforan(V) sodowo-amonowy czterowodny NaNH4HPO4-4H2O), roztwór odpowiedniej pożywki bakteryjnej dla tych bakterii np. Nutrient Broth z dodatkiem ampicyliny, roztwory badanych związków ARN3OMe, ARNH2OMe, BRN3OMe i BRNH2OMe.
W celu przygotowania podłoża agarowego mieszano roztwór agaru, mieszaninę składników mineralnych oraz roztwór glukozy. Następnie całość wylewano na płytki umieszczone pod laminatem. Za
PL 240 353 Β1 szczepienie kolonii bakteryjnej wykonano 12 godzin przed posiewem. Do roztworu Nutrient Broth z ampicyliną dodano pobraną kolonię bakteryjną S. typhimurium i hodowano je w wytrząsarce-inkubatorze ES-20 np. firmy Grant-bio w temperaturze 37°C z wytrząsaniem 100 rpm.
Tabela 1. Zestawienie liczby składników w kolejnych posiewach bakteryjnych.
C sacharydu V H2O [μΐ] V sacharydu i VNaCl V bakterii 1,.,, . 1 ί V całkowita i
i Nr. I [ug/ płytkę] W] | [μΐ] [pl] 1 Μ 1 i.................. i
I i i 1 1 i 1 2000 300 150 300 : 750 j 750
i 2 1000 150 150 150 300
3 500 225 75 150 300 ! 750 i L.._______________________ _____________1
4 300 255 45 150 300 i j 750 i
i 5 L___________________1...... 60 210 90 (10x)* 150 300 750 '
I 6 ] ! 4 294 6 (10x)* 150 300 750
7 K- 300 1 150 300 750
i 8 i i i K + 282 18D0X 150 300 750 :
*(I0x) oznacza 10-krotne rozcieńczenie poprzedniego roztworu sacharydu.
W celu przygotowania posiewów bakteryjnych mieszano składniki pożywki w odpowiedniej kolejności: wodę, roztwór NaCI, roztwór badanego sacharydu na końcu nocną kolonię bakterii. Dla badanych związków wykonano taką samą procedurę testu mutagenności: dwie próby kontrolne (ujemną i dodatnią) oraz sześć posiewów dla różnych stężeń sacharydu w roztworze w zakresie 4-2000 pg/płytkę (Tabela 1). Dla danego stężenia sacharydu (próbki nr 1-8) wykonano po trzy oddzielne posiewy (każdy na oddzielnej płytce). Ilości kolonii dla kolejnych próbek uśredniano z trzech płytek. Do kontroli pozytywnej (K+) zamiast roztworu sacharydu dodawano doksorubicynę (DOX), antybiotyk przeciwnowotworowy wywołujący mutacje powodujące wytwarzanie histydyny w bakteriach Salmonella. Do kontroli negatywnej (K-) nie dodawano ani badanych związków, ani doksorubicyny.
Kolejno roztwory inkubowano przez 4 godziny w wytrząsarce (prędkość wytrząsania 220 rpm, temperatura 37°C). Po inkubacji roztwory wirowano przez 4 minuty z prędkością 13,4 rpm (wirówka miniSpin Eppendorf), zlewano supernatant i zawieszano w wodnym roztworze chlorku sodu. Ponownie wirowano, zlewano supernatant i zawieszano bakterie w mieszaninie składającej się z H2O, NaCI, histydyny i biotyny. Roztwory wysiewano na wcześniej przygotowane pożywki agarowe wykonując posiew standardowy przy pomocy kulek szklanych. Dla każdej z ośmiu próbek wykonano trzy płytki. Po naniesieniu bakterii płytki inkubowano w zaciemnionym pomieszczeniu w czasie 48 godzin w temperaturze 37°C.
Przebieg oznaczeń
Do oceny potencjalnych właściwości mutagennych i genotoksycznych substancji chemicznych stosowane są testy in vivo i in vitro wykonywane na zwierzętach, bakteriach lub komórkach hodowlanych. Mutagenność dwóch par anomerów sprawdzano za pomocą referencyjnego testu Amesa polegającego na ocenie zdolności wywoływania przez badane związki mutacji powrotnej (rewersji) w komórkach auksotroficznych szczepów Salmonella typhimurium. Komórki bakteryjne, w których wystąpiła mutacja powrotna, w przeciwieństwie do komórek mutantów S. typhimurium, wykazują zdolność do wzrostu na podłożu minimalnym pozbawionym czynnika wzrostowego, w tym wypadku histydyny i biotyny. Brak zdolności do syntezy tych aminokwasów sprawia, że komórki nie mogą rosnąć na pożywce minimalnej zawierającej jako źródło węgla glukozę i zestaw soli mineralnych, dopóki histydyna i biotyna nie zostaną dodane do podłoża wzrostowego.
PL 240 353 B1
Mutagen, działając na taki szczep, wywołuje mutację powrotną (rewersję mutacji istniejącej) do formy „dzikiej” - prototroficznej, przywracając komórkom zdolność do syntezy histydyny i biotyny oraz wzrostu.
Test mutagenności, przeprowadzono z wykorzystaniem szczepu bakterii Salmonella typhimurium TA102, w których można odwrócić mutację, prowadzącą do uzależnienia się szczepu bakterii od obecności histydyny w środowisku. Bakterie hodowano na pożywce minimalnej z dodatkiem glukozy, histydyny, biotyny i ampicyliny. Na 12 godzin przed posiewem bakterii zaszczepiona została hodowla nocna w pożywce Nutrient Broth z dodatkiem ampicyliny. Bakterie Salmonella utrzymywano przez 4 h w temperaturze pokojowej, a następnie przez 8 h hodowano w Environmental Saker-Incubator ES-20 w temperaturze 37°C z wytrząsaniem 100 rpm. Dla każdego badanego związku wykonano dwie próby kontrolne: dodatnią (gdzie jako wzorcowy mutagen zastosowano antybiotyk przeciwnowotworowy doksorubicynę (DOX), ujemną oraz sześć prób dla różnych stężeń każdego badanego związku. Roztwory stosowane w badaniach (histydyna z biotyną, pożywki bakteryjne, nocna kolonia Salmonella) sporządzano według typowej procedury.
Kolonie bakterii, jakie wyrosły na wszystkich pożywkach, były okrągłe i miały barwę jasnożółtą. Ich rozmieszczenie było równomierne co wskazywało na poprawność wysiewania S. typhimurium przy zachowaniu zasad aseptyki w pracy z bakteriami (na żadnej z wykorzystywanych płytek z pożywkami nie pojawiły się inne kolonie bakteryjne). Płytki kontroli ujemnej (K-), nie zawierające mutagennej doksorubicyny ani monosacharydu, posiadały niewielką ilość kolonii. Brak histydyny uniemożliwia dynamiczny rozwój bakterii. Pojawienie się kilku kolonii w tej kontroli, było spowodowane tym, że niewielka ilość Salmonelli ma zdolność do samoistnego mutowania i uzyskania zdolności do syntezy histydyny. W kontroli pozytywnej (K+), gdzie znajdowała się bardzo duża ilość kolonii bakterii dodano DOX (0,1 μg/płytkę). Wywołał on mutację powodując u bakterii możliwość samodzielnej syntezy histydyny. Warunki prowadzenia eksperymentów były takie same dla każdego sacharydu. Różnicę w wyrośniętych koloniach można wytłumaczyć tym, że badania przeprowadzono w długim przedziale czasowym, co było niekorzystne dla wzrostu spoczywających bakterii.
Wyniki
Liczbę wyrośniętych kolonii bakteryjnych, dla rozpatrywanych stężeń badanych związków przedstawiono w postaci diagramów jako uśrednienie ilości kolonii z trzech prób, co pokazano na fig. 2.
Z przeprowadzonych badań wynika, że żadne zsyntezowane związki nie wykazywały właściwości mutagennych w badanym przedziale stężeń. Ilości kolonii bakteryjnych były na poziomie kontroli ujemnej, co pokazano na fig. 2.
Z przeprowadzonych badań wynika, że: a) ARN3OMe nie wykazywał właściwości mutagennych w badanym przedziale stężeń. Ilości kolonii bakteryjnych były na poziomie kontroli ujemnej; b) BRN3OMe nie wykazywał właściwości mutagennych w badanym przedziale stężeń. Ilości kolonii bakteryjnych były na poziomie kontroli ujemnej; c) ARNH2OMe nie wykazywał właściwości mutagennych w badanym przedziale stężeń. Ilości kolonii bakteryjnych były na poziomie kontroli ujemnej; d) BRNH2OMe nie wykazywał właściwości mutagennych w badanym przedziale stężeń. Ilości kolonii bakteryjnych były na poziomie kontroli ujemnej.
P r z y k ł a d 3
Wyniki badania dokowania molekularnego związków według wynalazku
Anomery 3-azydo-2,3-dideoksy-D- rybo -heksopiranozydów metylu i anomery 3-amino-2,3-dideoksy-D- rybo-heksopiranozydów metylu (O- glikozydy) badano pod kątem właściwości biologicznych.
Poniższy opis obejmuje wyniki dokowania dwóch par zsyntezowanych anomerów 3-amino-2,3-dideoksy-D-rybo -heksopiranozydów metylu według wynalazku w tej części opisywane jako: ARNH2OMe, BRNH2OMe i ich azydowych prekursorów ARN3OMe, BRN3OMe, stanowiących łącznie związki według wynalazku zamiennie nazywane analogami AZT.
Wyniki zobrazowano na fig. 3-6.
Przeprowadzone zostało dokowanie molekularne obejmujące poszukiwanie 44000 niskoenergetycznych konfiguracji kompleksów odwrotnej transkryptazy HIV z każdą z czterech zsyntezowanych pochodnych zilustrowanych na wykresie oraz także dodatkowo dokowany był (dla porównania) AZT - fig. 7.
PL 240 353 Β1
W sumie zostało uzyskane 220000 modeli struktur kompleksów. Dla każdego z czterech zsyntezowanych związków i dla AZT zostały znalezione najniżej energetyczne (to znaczy charakteryzujące się najniższą wartością entalpii swobodnej oddziaływania białko-ligand) konformacje kompleksów. Ich zbiory zostały podzielone na rodziny zawierające podobne wzajemne ułożenia. Dla każdej pochodnej deoksysacharydu i dla AZT została wybrana jedna konformacja kompleksu do szczegółowej analizy. Wyniki analizy zostały podsumowane w Tabeli 2.
Tabela 2. Lista reszt aminokwasowych bezpośrednio zaangażowanych w oddziaływanie z O-metylowymi glikozydami.
ARN30Me ARNH20Me BRNSOMe BRNH20Me AZT
AG= - 6,0 kcal/mol AG- -6,2 kcal/mol AG- -6,0 kcal/mol AG= -5,8 kcal/mol AG=-10,0 kcal/mol
DNA
DA T 705 DA T 705 DA T 705 DA T 705 DA T 705
DT T 706 DTT706 DT T 706 DT T 706 DT T 706
DG T 707 DGT707 DG T 707 DGT 707 DG T 707
DG T 708 - - - DG T 708
- - - - DC T 709
- - - - DGT 710
- - - - DCP818
- - - - DGP 819
- - - - DC P 820
DC P 821 DC P 821 DC P 821 DC P 821 DC P 821
białko
TYRA 115 TYRA 115 TYRA115 TYRA115 -
- PRO A 157 PRO A 157 PRO A 157 -
TYRA 183 - TYRA 183 TYRA 183 -
META 184 META 184 MET A 184 MET A 184 MET A 184
- ASP A 185 ASP A 185 - -
W Tabeli 2 są przedstawione reszty aminokwasowe występujące w miejscu aktywnym odwrotnej transkryptazy HIV, które znajdują się w odległości nie większej niż 5A (angstremów) od zadokowanej pochodnej deoksysacharydu z grupą O-metylową jako aglikonem. Zastosowane oraz używane oznaczenia literowe i numeryczne stanowią przyjętą arbitralną konwencję (zostały wzięte bezpośrednio z pliku struktur białkowych o kodzie PDB: 1T03). Tabela 2 zawiera kolejno: entalpię swobodną AG oddziaływania dla najniżej energetycznej konfiguracji kompleksu, informacje o nazwie reszty aminokwasowej lub nukleotydu, nazwie łańcucha peptydowego lub nukleinowego oraz numerze reszty lub nukleotydu. W ostatniej kolumnie przedstawione są listy reszt aminokwasowych i nukleotydów znajdujących się w odległości nie większej niż 5A (angstremów) od cząsteczki AZT, także dokowanej (dla porównania na Fig. 8). Warto zwrócić uwagę na nieco odmienny sposób dokowania AZT niż pozostałych związków w tej grupie. Różnice wynikają przede wszystkim z obecności w cząsteczce AZT względnie dużej grupy

Claims (4)

  1. PL 240 353 BI (tyminy) oraz trzech reszt fosforanowych. Kilka różnic można także zaobserwować w grupie czterech pochodnych deoksysacharydów z grupą O-metylową jako aglikonem. Związek BRN3OMe oddziałuje z największą liczbą reszt aminokwasowych w miejscu aktywnym białka, natomiast najmniej takich oddziaływań obserwujemy dla związku ARN3OMe. Pozostałe dwa kompleksy zachowują się podobnie (z drobną różnicą dla pojedynczych reszt aminokwasowych). Wszystkie niskoenergetyczne kompleksy pochodnych deoksysacharydów (i AZT) charakteryzują ujemne wartości entalpii swobodnych oddziaływania tych związków z odwrotną transkryptazą HIV, co daje podstawy spontanicznego tworzenia kompleksów oraz potwierdza na wykorzystanie tych zsyntezowanych O-glikozydów jako inhibitorów badanego enzymu.
    Warto także zwrócić uwagę na fakt, że zarówno ujemne wartości entalpii swobodnych oddziaływania wszystkich analogów z białkiem jak i konfiguracje wszystkich kompleksów przypominające konfigurację tenofowiru z odwrotną transkryptazą HIV świadczą o możliwości spontanicznego tworzenia się tych kompleksów w przyrodzie jak i o możliwości wykorzystania badanych analogów jako inhibitorów badanego enzymu.
    Zastrzeżenia patentowe
    1. 3-azydo-2,3-dideoksy-a/fa-D-ryóo-heksopiranozyd metylu o wzorze strukturalnym:
    do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1.
  2. 2. 3-azydo-2,3-dideoksy-beta-D-ryóo-heksopiranozyd metylu o wzorze strukturalnym:
    N3 do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1.
  3. 3. 3-amino-2,3-dideoksy-alfa-D-ryóo-heksopiranozyd metylu o wzorze strukturalnym:
    OH
    do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1.
  4. 4. 3-amino-2,3-dideoksy-beta-D-ryóo-heksopiranozyd metylu o wzorze strukturalnym:
    OH
    nh2 do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1.
PL430182A 2019-06-07 2019-06-07 3-azotowe pochodne 2,3-dideoksy-D-rybo-heksopiranozydów metylu do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1 PL240353B1 (pl)

Priority Applications (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
PL430182A PL240353B1 (pl) 2019-06-07 2019-06-07 3-azotowe pochodne 2,3-dideoksy-D-rybo-heksopiranozydów metylu do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1

Applications Claiming Priority (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
PL430182A PL240353B1 (pl) 2019-06-07 2019-06-07 3-azotowe pochodne 2,3-dideoksy-D-rybo-heksopiranozydów metylu do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1

Publications (2)

Publication Number Publication Date
PL430182A1 PL430182A1 (pl) 2020-12-14
PL240353B1 true PL240353B1 (pl) 2022-03-21

Family

ID=73727738

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PL430182A PL240353B1 (pl) 2019-06-07 2019-06-07 3-azotowe pochodne 2,3-dideoksy-D-rybo-heksopiranozydów metylu do zastosowania jako inhibitor odwrotnej transkryptazy wirusa HIV-1

Country Status (1)

Country Link
PL (1) PL240353B1 (pl)

Also Published As

Publication number Publication date
PL430182A1 (pl) 2020-12-14

Similar Documents

Publication Publication Date Title
AU2012223012B2 (en) Phosphoramidate derivatives of 5 - fluoro - 2 &#39; - deoxyuridine for use in the treatment of cancer
DE602005005240T2 (de) 4&#39;-C-substituierte 2-Haloadenosinderivate
Pankiewicz et al. A synthesis of 9-(2-deoxy-2-fluoro-. beta.-D-arabinofuranosyl) adenine and-hypoxanthine. An effect of C3'-endo to C2'-endo conformational shift on the reaction course of 2'-hydroxyl group with DAST
WO2003062256A1 (en) 2&#39;-beta-modified-6-substituted adenosine analogs and their use as antiviral agents
SK151896A3 (en) Lipid ester of nucleoside monophosphates, preparation method thereof and pharmaceutical composition containing same
HU199871B (en) Process for producing deazapurine nucleoside derivatives and antiviral compositions comprising said compounds
Clivio et al. (3′-5′)-Cyclic dinucleotides: synthetic strategies and biological potential
Zhang et al. Uridine binding motifs of human concentrative nucleoside transporters 1 and 3 produced in Saccharomyces cerevisiae
Montgomery et al. 9-(2-Deoxy-2-fluoro-. beta.-D-arabinofuranosyl) guanine: a metabolically stable cytotoxic analogue of 2'-deoxyguanosine
Mehellou et al. Phosphoramidates of 2′-β-D-arabinouridine (AraU) as phosphate prodrugs; design, synthesis, in vitro activity and metabolism
Rosenqvist et al. The role of the maleimide ring system on the structure-activity relationship of showdomycin
US6900308B2 (en) α-modified nucleoside triphosphates
US11214590B2 (en) Photoresponsive nucleotide analog capable of photocrosslinking in visible light region
Kandil et al. ProTides of BVdU as potential anticancer agents upon efficient intracellular delivery of their activated metabolites
WO2023041786A1 (en) 5-fluorouracil derivatives as prodrugs for cancer treatment
JP7266896B2 (ja) β修飾リン酸化合物前駆体、β修飾リン酸化合物、反応阻害剤及びこれを含む医薬並びに反応阻害方法
NZ542011A (en) Nucleotide lipid ester derivatives
Koomen Synthesis and biological properties of selected nucleoside analogues
US20140309276A1 (en) Pharmaceutical Composition Comprising a Mixture of Carboxylated Oligonucleotides
Stazzoni Design and synthesis of clickable nucleic acid analogues for cancer therapy and diagnosis
Berrío Escobar et al. Synthesis and cytotoxic activity of per-acetylated and halogenated derivatives of nucleosides in breast cancer cells
Bhattacharya et al. Studies on the synthesis of furo [3, 2-d] pyrimidine C-nucleosides: new inosine analogues with antiprotozoan activity
URATA et al. Design and racemic synthesis of conformationally restricted carbocyclic pyrimidine nucleoside analogs based on the structure of the L-nucleoside residue in heterochiral DNA
Jastrzębska et al. Biologically relevant morpholino nucleoside thio-and dithiophosphates via an oxathiaphospholane approach
Congiatu Design, synthesis and biological evaluation of some novel nucleotide prodrugs as potential anticancer agents