PL232812B1 - Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca szczep Bifidobacterium animalis AMT30 - Google Patents

Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca szczep Bifidobacterium animalis AMT30

Info

Publication number
PL232812B1
PL232812B1 PL419333A PL41933316A PL232812B1 PL 232812 B1 PL232812 B1 PL 232812B1 PL 419333 A PL419333 A PL 419333A PL 41933316 A PL41933316 A PL 41933316A PL 232812 B1 PL232812 B1 PL 232812B1
Authority
PL
Poland
Prior art keywords
amt30
strain
bifidobacterium animalis
bifidobacterium
bacteria
Prior art date
Application number
PL419333A
Other languages
English (en)
Other versions
PL419333A1 (pl
Inventor
Ewelina Sosnowska-Turek
Jarosław Piotr Turek
Original Assignee
Probios Spolka Z Ograniczona Odpowiedzialnoscia
Jarosław Piotr Turek
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Probios Spolka Z Ograniczona Odpowiedzialnoscia, Jarosław Piotr Turek filed Critical Probios Spolka Z Ograniczona Odpowiedzialnoscia
Priority to PL419333A priority Critical patent/PL232812B1/pl
Publication of PL419333A1 publication Critical patent/PL419333A1/pl
Publication of PL232812B1 publication Critical patent/PL232812B1/pl

Links

Landscapes

  • Medicines Containing Material From Animals Or Micro-Organisms (AREA)
  • Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
  • Medicinal Preparation (AREA)

Description

Opis wynalazku
Przedmiotem wynalazku jest nowy szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca nowy szczep Bifidobacterium animalis AMT30.
Rodzaj Bifidobacterium (łac. „bifidus” - rozdwojony) - po raz pierwszy wyizolowane i opisane w latach 1899-1900 przez Tissiera - to Gram-dodatnie pałeczki o nieregularnej morfologii (Krieg N. R., Holt J. G., Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology, Wiliams and Wilkins, 1984, Vol. 2). Osiągają rozmiary w przedziale 0,5-1,3x1,5-8 μm. Mogą być proste lub rozdwojone. Różnią się kształtem w zależności od gatunku i szczepu oraz warunków środowiska w jakim żyją. Komórki bakterii świeżo izolowanych z przewodu pokarmowego lub podłoży namnażających, w optymalnych warunkach inkubacji wykazują zwykle charakterystyczne formy X, Y lub V, ale także maczugowate lub łopatkowate, z reguły o zaokrąglonych końcach. Występują pojedynczo lub w skupiskach, nie poruszają się i nie tworzą form przetrwalnych.
Bifidobakterie wymagają ściśle beztlenowych warunków wzrostu (Muller G., Podstawy Mikrobiologii żywności WNT, 1990, Warszawa). Namnażają się w temperaturze 37-41°C, w środowisku o pH w przedziale 6,0-7,0. Wytwarzają podstawowe metabolity - kwas mlekowy i kw. octowy. Wykazują aktywność wewnątrzkomórkowego enzymu fosfoketolazy-fruktozo-6-fosforanu (FKF6F). Enzym ten uczestniczy w metabolizmie glukozy w specyficznym szlaku przemian enzymatycznych - tzw. „szlaku bifidowym”. Jest to enzym charakterystyczny dla rodzaju Bifidobacterium - na jego podstawie można je identyfikować do rodzaju.
Naturalnym środowiskiem występowania bifidobakterii są tak zwane krypty: 0,7-milimetrowe, gęsto upakowane zagłębienia w nabłonku błony śluzowej jelita grubego (Saloff-Coste C. J., Bifidobacteria. Danone World Newsletter, 1997, 16, 1-9; Schlegel H. G., Mikrobiologia ogólna, 2000, PWN, Warszawa). Komórki bakterii wykazują adhezję do mikrokosmków na powierzchni enterocytów nie powodując ich uszkodzenia i do pokrywającego komórki nabłonkowe śluzu.
Bifidobakterie pełnią wiele korzystnych funkcji, jak udział w procesach trawienia i metabolizmu, synteza witamin: B1, B2, B6, B12, kwasu nikotynowego i foliowego, ochrona przewodu pokarmowego przed kolonizacją patogenów, hamowanie wzrostu bakterii gnilnych i chorobotwórczych (Hoover D. G., Bifidobacteria: activity and potential benefits, Food Technol., 1993, 47, 120-124; Gibson G. R., Wang X., Regulatory effects of bifidobacteria on the growth of other colonic bacteria, J. Appl. Bacte-riol., 1994, 77, 412-420; Gomes A. M. P., Malcata F. X., Bifidobacterium ssp. and Lactobacillus aci-dophilus: biological, biochemical, technological and therapeutical properties relevant for use as probio-tics, 1999, Trends in Food Science and Technology, 10, 139-157).
Rozwój i ostateczna stabilizacja mikroekosystemu przewodu pokarmowego kształtuje się w wyniku równowagi pomiędzy mikroflorą przewodu pokarmowego, fizjologicznym oddziaływaniem organizmu, dietą oraz czynnikami zewnętrznymi (Biedrzycka E., Markiewicz L. H, Bielecka M., Siwicki A. K., 2007, Kształtowanie mikroekosystemu przewodu pokarmowego, Sterowanie rozwojem układu pokarmowego u nowonarodzonych ssaków, pod red. Zabielskiego R., Wydawnictwo Rolne i Leśne, 5, 126-140). Ważnym i decydującym czynnikiem różnicującym mikroflorę niemowląt jest sposób karmienia. Mikroflora niemowląt karmionych mlekiem matki już w ciągu pierwszego tygodnia w 95% zostaje zdominowana przez bifidobakterie, podczas gdy bakterie z rodzaju Lactobacillus stanowią niecały 1% populacji. Stosunek populacji bakterii z rodzaju Bifidobacterium do bakterii z rodziny Enterobacteriaceae wynosi 1000:1. Natomiast mikroflorę niemowląt karmionych sztucznie charakteryzuje dłuższa obecność większych liczebnie populacji bakterii względnie beztlenowych, w tym z rodziny Enterobacteriaceae i rodzaju Enterococcus; stosunek populacji bifidobakterii do Enterobacteriaceae wynosi 1:10. Bifidobakterie nie wytwarzają gazowych i drażniących produktów fermentacji zmniejszając tym samym ryzyko występowania kolki jelitowej i innych zaburzeń pokarmowych. Ponadto, produkowane przez te bakterie kwasy octowy i mlekowy obniżają pH treści jelita grubego, hamując wzrost bakterii patogennych takich jak: Escherichia coli, Shigella, Clostridium perfringens.
Należy, więc zwrócić uwagę na bardzo ważną rolę, jaką pełnią bifidobakterie w prawidłowym kształtowaniu się w początkowym etapie mikroekosystemu przewodu pokarmowego oraz na fakt, że w późniejszym okresie życia liczebność populacji bifidobakterii ulega poważnej redukcji, co skutkuje przyśpieszeniem procesów starzenia, pogorszeniem zdrowia i samopoczucia. Za zasadne uważa się suplementację diety ludzi i zwierząt bakteriami należącymi do szczepu Bifidobacterium animalis o potwierdzonych właściwościach bójczych wobec patogennych bakterii i grzybów.
Naturalna mikroflora układu moczowo-płciowego stanowi swoisty ochronny mikroekosystem (Boris S., Suarez J. A., Vazquez F., Barbes C., Adherence of Human Vaginal Lactobacilli to Vaginal Epithelial Cells and Interaction with Uropathogens, Infection and Immunity, May 1998, Vol. 66, No. 5, 1985-1989). Dominują w nim bakterie z rodzaju Lactobacillus, które można określić mianem „strażników higieny”. Odżywiają się one glikogenem ulegających autolizie komórek nabłonka pochwy, a produkty ich metabolizmu zakwaszają środowisko, uniemożliwiając rozwój bakterii chorobotwórczych. Patogeny dróg moczowo-płciowych pochodzą głównie z przewodu pokarmowego, kolonizują najpierw regiony okołocewkowe, rozszerzając się następnie w kierunku pęcherza i powodując tzw. „bakterio-mocz” (Servin A. L., Antagonistic activities of lactobacilli and bifidobacteria against microbial patho-gens, 2004, FEMS Microbiology Reviews, Vol. 28, 405-440). Mikroorganizmy te charakteryzują się wirulencją, która zwiększa ich oporność wobec efektywnych w normalnych warunkach mechanizmów obronnych gospodarza. Jedną z najczęstszych przyczyn zaburzenia prawidłowego ekosystemu pochwy są kuracje antybiotykowe, szczególnie z udziałem antybiotyków o szerokim spektrum działania (Haberek M., Mierzyński R., Leszczyńska-Gorzelak B., Oleszczuk J., Kandydoza pochwy i sromu (VVC), Zakażenia, 2007, t. 2, 78-81). Niszczą one nie tylko mikroflorę patogenną, ale i przyjazną organizmowi. Pozbawione ochrony środowisko zasiedlają najczęściej grzyby, powodując stany zapalne i odkwaszanie, co sprzyja rozwojowi innych szkodliwych mikroorganizmów. Szeroko badane i już stosowane w stanach zapalnych dróg moczowo-płciowych profilaktyczne i lecznicze kultury Lactobacillus nie wykazują antagonizmu wobec Candida najczęściej infekujących drogi rodne (Haberek M., Mierzyński R., Leszczyńska-Gorzelak B., Oleszczuk J., Kandydoza pochwy i sromu (VVC), Zakażenia, 2007, t. 2, 78-81). Grzyby są organizmami kwasolubnymi, dlatego wytwarzany przez Lactobacillus kwas mlekowy i obniżony poziom pH nie są dla nich czynnikiem hamującym. Potwierdzają to obserwowany w praktyce rozwój drożdży i pleśni w fermentowanych produktach zarówno pochodzenia roślinnego jak i zwierzęcego. W ostatnich latach notuje się wzrost liczby zakażeń grzybami z rodzaju Candida u zwierząt hodowlanych i gospodarskich oraz u tzw. małych zwierząt (Biegańska M. J., Zakażenia grzybami z rodzaju Candida u zwierząt, Mikologia Lekarska, 2008, t. 15, nr 3, 155-159). Patogenem najczęściej izolowanym od psów, kotów, koni i bydła jest Candida albicans, a wśród pozostałych gatunków wymienia się m.in. C. guilliermondii, C. krusei, C. tropicalis i C. parapsilosis. Zmiany kliniczne obserwowane w przebiegu kandydozy u zwierząt swoim umiejscowieniem i nasileniem przypominają grzybice opisywane u ludzi. U zwierząt dominują zakażenia przewodu pokarmowego, układu rozrodczego i układu moczowego oraz gruczołu mlekowego, a także skóry. Stosunkowo rzadsze są kandydozy nosa i zatok przynosowych. Spotyka się także nieliczne przypadki kandydozy narządowej i uogólnionej, choć te ostatnie dotyczą zwykle zwierząt z upośledzoną odpornością. Candida albicans i tzw. non-albicans Candida są przyczyną ciężkich uogólnionych zakażeń, w skrajnych przypadkach prowadzących do śmierci zwierzęcia.
Według wynalazków opatentowanych w Polsce, PL212096 i PL208421 oraz zgłoszenia P.406050 szczepy z rodzaju Bifidobacterium mogą pełnić zasadniczą rolę zwiększającą odporność organizmu na wszelkiego rodzaju infekcje, w tym głównie infekcje jelitowe. Mając zdolność przeżycia w przewodzie jelitowym przez określony czas w pH 5,5-6,5 wytwarzając i wydzielając glutaminę i uczestnicząc w przemianie amoniaku wpływają na przemiany metaboliczne w przewodzie jelitowym. Mogą również wpływać na układ immunologiczny i nerwowy. Podobne obserwacje były podstawą do udzielenia patentów dla Bifidobacterium infantis PL212096, Bifidobacterium longum PL208421, Bifidobacterium lactis UA84513 czy EP1840205.
Istotą wynalazku jest nowy szczep Bifidobacterium animalis AMT30 oraz kompozycja zawierająca nowy szczep Bifidobacterium animalis AMT30 lub kompozycja z bakteriami Lactobacillus plantarum AMT14 i nośnik, wyróżniająca się wybitnymi właściwościami probiotycznymi ze szczególnym uwzględnieniem antagonizmu wobec grzybów i bakterii potencjalnie patogennych i/lub patogennych dla ludzi i zwierząt. Analizując unikatowe właściwości szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 należy stwierdzić, że może być on stosowany do wytwarzania kremów i maści, preparatów/produktów para-farmaceutycznych, farmaceutycznych, spożywczych, dodatków do żywności i wody dla ludzi i zwierząt oraz jako preparat dezodorujący.
Zdolność szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 do hamowania wzrostu i następnie redukcji populacji grzybów z rodzaju Candida jest unikatowa, szczególnie w sytuacji braku takich właściwości u innych bakterii. Dowodzą tego badania kliniczne przeprowadzone u kobiet z różnymi schorzeniami dróg rodnych, takimi jak: infekcje bakteryjne, kandydozy, rzęsistkowice. Wyizolowane zarówno od zdrowych jak i chorych kobiet szczepy Lactobacillus produkujące H2O2 mogły chronić przed infekcjami bakteryjnymi, ale były nieskuteczne w przypadku zarażenia drożdżakami Candida i rzęsistkiem pochwowym (Trichomonas vaginalis) (Mijać V. D., Dukić S. V., Opavski N. Z., Dukić M. K., Ranin L. T., Hydrogen peroxide producing lactobacilli in women with vaginal infections, 2006, European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproducive Biology, 129, 69-76). Dane te potwierdzają celowość zastosowania w leczeniu zarażeń grzybiczych i bakteryjnych probiotycznych bakterii Bifidobacterium animalis AMT30.
Wynalazek dotyczy kompozycji szczepów bakteryjnych Bifidobacterium animalis. Oprócz dodatkowych korzyści związanych z działaniem kwasu mlekowego wytwarzanego przez te bakterie mogą one chronić bifidobakterie przed szkodliwym wpływem tlenu.
Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 został zdeponowany w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów w Instytucie Immunologii i Terapii Doświadczalnej Polskiej Akademii Nauk we Wrocławiu -PCM, nr depozytu B/00109.
Oznaczenie przynależności gatunkowej szczepu Bifidobacterium animalis AMT30. Identyfikacja szczepu.
Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 został wyizolowany ze stolca dorosłego człowieka. Szczep został zdeponowany zgodnie z traktatem Budapesztańskim w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów (PCM) w Instytucie Immunologii i Terapii Doświadczalnej Polskiej Akademii Nauk, Wrocław.
Depozyt złożono w dniu 31 -05-2016 r. i nadano numer B/00109.
Izolacja szczepu Bifidobacterium animalis AMT30
Izolację szczepu prowadzono metodą skryningu wieloetapowego. Procedurę izolacji szczepu z rodzaju Bifidobacterium przeprowadzono na podstawie wysiewów rozcieńczeń dziesiętnych próbki materiału na podłoże Garche'a. Płytki inkubowano w temp. 37°C/72 h w warunkach beztlenowych (anaerostat z wkładem GasPack AN0025A, Oxoid). Kolonie bakterii potencjalnie należących do rodzaju Bifidobacterium namnażano w płynnym podłożu Garche'a i inkubowano w temp. 37°C/24 h w warunkach beztlenowych (anaerostat z wkładem GasPack AN0025A, Oxoid).
Procedurę namnażania i wysiewów prowadzono do momentu uzyskania czystych kultur bakterii zakwalifikowanych na podstawie obserwacji mikroskopowych do rodzaju Bifidobacterium.
Potwierdzenie właściwości wyizolowanego szczepu na poziomie genetycznym (RAPDi/lub rep-PCR). W celu izolacji genomowego DNA zastosowano zestaw odczynnikowy Bacterial & Yeast Genomic DNA Purification Kit firmy Eurx (Gdańsk) i procedurę oczyszczania przeznaczoną dla bakterii Gram-dodatnich. Jakość wyizolowanego DNA sprawdzano elektroforetycznie (1% agaroza, 0,5xTBE, 100 V, 30 min.)
Typowanie izolatów przeprowadzono stosując opartą na technice amplifikacji metodę rep-PCR ze starterem (GTG)5 oraz metodę RAPD (losową amplifikację polimorficznych odcinków) ze starterem S1 (CGACGTCATC). Zastosowana procedura była identyczna z opisaną wcześniej (Markiewicz L. H., Biedrzycka E., Wasilewska E., Bielecka M., Rapid molecular identification and characteristics of Lactobacillus strains. Folia Microbiol., 2010, 55 (5), 481-488).
Identyfikacja wyizolowanego szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 poprzez sekwen-cjonowanie fragmentu genu kodującego 16S rRNA
Dokonanie identyfikacji wyizolowanego szczepu poprzez sekwencjonowanie fragmentu genu kodującego 16S rRNA o długości przynajmniej 500 par wykonano w etapach: 1) Izolacja DNA z kolonii na szalkach.
Wykonano izolację materiału genetycznego (DNA) z kolonii mikroorganizmów dostarczonych na szalkach. DNA izolowano metodą z wykorzystaniem złoża CHELEX (Biorad) i dodatkiem enzymów niezbędnych do strawienia ściany komórkowej. 2) Reakcja PCR z wykorzystaniem specyficznych starterów i sekwencjonowanie matryc PCR. W celu potwierdzenia występowania bakterii w badanej próbce wykonano amplifikację za pomocą PCR fragmentów 16S rDNA z wykorzystaniem specyficznych starterów na matrycy DNA wyizolowanej z kolonii.
Uzyskano pozytywny wynik amplifikacji. Produkty PCR oczyszczono i przeprowadzono sekwencjonowanie z użyciem zestawu: BigDye Terminator Mix v3.1 i analizatora genetycznego AB13730xl oraz specyficznych starterów. Uzyskane odczyty (odczyty ze specyficznych dla bakteryjnego 16S rDNA starterów: 27F i 1492R) złożono w odpowiednie kontigi uzyskując sekwencję konsensusową. 3) Porównanie otrzymanych sekwencji z bazą danych NCBI.
Uzyskane konsensusy sekwencji porównano z bazą danych NCBI - GeneBank używając programu BLAST.
Analiza porównawcza z sekwencjami DNA zdeponowanymi w Banku genów (NCBI) wykazała, że analizowana sekwencja jest identyczna z sekwencją Bifidobacterium animalis.
Badanie in vitro antagonistycznego działania szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 wobec czynników patogennych przewodu pokarmowego i układu moczowo-płciowego
Badanie antagonistycznych właściwości szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 wobec patogenów: Escherichia coli O157:H7 (szczep enterokrwotoczny), Candida albicans 637, Candida kru-sei 8, przeprowadzono w hodowlach wspólnych w mleku hydrolizowanym (10% mleko regenerowane z odtłuszczonego mleka w proszku, hydrolizowane pankreatyną). Użyte w badaniach in vitro szczepy patogenne pochodziły z Instytutu Rozrodu Zwierząt i Badań Żywności Polskiej Akademii Nauk w Olsztynie. Natomiast szczep Bifidobacterium animalis AMT30 pochodzi z kolekcji własnej mikroorganizmów firmy PROBIOS Sp. z o.o. Szczepy patogenne przechowywano w postaci zamrożonej w temperaturze -80°C i bezpośrednio przed badaniem uaktywniano przez dwukrotny pasaż w mleku hydrolizowanym.
Hodowle wspólne (próby badane) inokulowano liofilizowanym szczepem Bifidobacterium animalis AMT30 na poziomie 109 jednostek tworzących kolonie/ml (opisanych dalej powszechnie przyjętym polskim skrótem jtk/ml) i aktywną monokulturą szczepu patogennego z gatunków Escherichia coli O157:H7, Candida albicans 637, Candida krusei 8 w ilości 105 jtk/ml. Próbami kontrolnymi w przeprowadzonym doświadczeniu były pojedyncze szczepy mikroorganizmów patogennych (Escherichia coli O157:H7, Candida albicans 637, Candida krusei 8) i monokultura Bifidobacterium animalis AMT30 z zastosowaniem poziomu inokulum oraz płynnego podłoża jak w hodowlach wspólnych.
Hodowle wspólne i pojedyncze przygotowywano w czterech równoległych probówkach w trzech powtórzeniach. Inkubację prowadzono w warunkach beztlenowych w temp. 37°C przez 0 (tzw. próba zerowa określająca inokulum) 24, 48 i 72 godziny. Po inkubacji określano liczbę żywych komórek bakterii Bifidobacterium animalis AMT30 i patogenów we wspólnych hodowlach i w kontrolnych, metodą płytkową z zastosowaniem odpowiednich podłoży agarowych (Tabela 1).
Badany materiał rozcieńczano 1% wodą peptonową z zastosowaniem metody seryjnych dziesięciokrotnych rozcieńczeń i wysiewano na dno płytki Petriego, następnie zalewano upłynnioną pożywką agarową o temperaturze około 45°C. Bezpośrednio po zestaleniu podłoża, płytki odwracano dnem do góry i inkubowano w temperaturze 37°C przez 24 lub 48 godzin w warunkach tlenowych lub beztlenowych. Warunki hodowli podano w tabeli 1. Po inkubacji zliczano kolonie bakterii w hodowlach wspólnych i porównywano z liczbą bakterii w hodowlach kontrolnych (pojedynczych).
Tabela 1
Warunki hodowli badanych szczepów bakterii
W przeprowadzonych badaniach in vitro stwierdzono całkowitą redukcję liczby bakterii entero-krwotocznego szczepu Escherichia coli O157:H7 oraz grzybów Candida albicans 637 i Candida kru-sei 8 w czasie 72-godzinnej inkubacji hodowli wspólnej z Bifidobacterium animalis AMT30. Wyniki podano w tabeli 2.
Tabela 2
Hamowanie wzrostu patogennych bakterii i grzybów przez Bifidobacterium animalis AMT30
Nb* - nieobecne w 1 ml hodowli wspólnej z Bifidobacterium animalis AMT30
Dane uzyskane na podstawie hamowania wzrostu szczepów patogennych pozwalają na stwierdzenie, że wyselekcjonowany szczep z rodzaju Bifidobacterium ma właściwości antagonistyczne wobec wybranych szczepów bakterii i grzybów patogennych.
Oznaczenie przeżywalności szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 w niskim pH oraz w obecności soli żółciowych
Przeżywalność szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 w niskim pH oznaczono przez obniżenie kwasowości hodowli Bifidobacterium animalis AMT30, będącej w stacjonarnej fazie wzrostu do wartości pH równej 3. Natomiast oznaczenia przeżywalności szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 w obecności soli kwasów żółciowych, oznaczano na początku podwyższając wartości pH hodowli Bifidobacterium animalis AMT30 do wartości równej 6, a następnie dodawano sole żółciowe w ilości stanowiącej 3% hodowli. Oznaczenie przeżywalności szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 w niskim pH wykonano przed obniżeniem pH hodowli (próba kontrolna), tuż po obniżeniu pH hodowli do wartości równej 3 (tzw. 0 minuta), a następnie po 40 i 180 minutach inkubacji w temperaturze 37°C w warunkach beztlenowych. Przeżywalność Bifidobacterium animalis AMT30 w obecności soli żółci wykonano przed dodaniem soli żółci (próba kontrolna), tuż po dodaniu soli żółci tzw. 0 minuta oraz po 1, 3 i 6 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C w warunkach beztlenowych. Żywe komórki bakterii Bifidobacterium animalis AMT30 oznaczono w jednostkach tworzących kolonie (jtk/ml) z zastosowaniem techniki płytek lanych. Przeżywalność szczepu Bifidobacte-
rium animalis AMT30 wyrażono w procentach w odniesieniu do liczby komórek Bifidobacterium animalis AMT30 po 180 minutach inkubacji w przypadku oznaczenia przeżywaIności w pH równym 3, po 6 godzinach w przypadku oznaczenia liczebności Bifidobacterium animalis AMT30 w obecności soli żółci, w porównaniu odpowiednio do liczebności szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 w kontroli.
Tabela 3
Przeżywalność szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 w pH=3
Tabela 4
Przeżywalność szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 w obecności 3% soli kwasów żółciowych
Badany szczep Bifidobacterium animalis AMT30 wykazywał 100% przeżywalność w niskim pH 3 oraz 94% przeżywalność w obecności soli żółci w 3% stężeniu w podłożu. Wykazano dużą oporność szczepu Bifidobacterium animalis AMT30 na niskie pH jak i na sole żółci, co świadczy o przystosowaniu tego szczepu do warunków panujących w przewodzie pokarmowym.
Określenie zdolności wzrostu Bifidobacterium animalis AMT30 w obecności wybranych antybiotyków najczęściej stosowanych w terapii zwierząt
Badanie zdolności wzrostu Bifidobacterium animalis AMT30 w obecności wybranych 20 antybiotyków wykonywane było przy zastosowaniu metody hodowli wspólnych. W tym celu płynną pożywkę Garche’a inokulowano szczepem Bifidobacterium animalis AMT30 w ilości 4,9 x106 jednostek tworzących kolonie/ml i jednym z 20 antybiotyków w stężeniu odpowiadającym dawce antybiotyku stosowanej u zwierząt w przeliczeniu na kilogram masy ciała. Hodowlę prowadzono w trzech równoległych probówkach w warunkach beztlenowych w temperaturze 37°C przez 24 godziny. Dodatkowo równolegle prowadzono hodowlę kontrolną badanego szczepu bez dodatku badanych antybiotyków. Liczbę żywych komórek oznaczano bezpośrednio po inokulacji i po 24 godzinach. Inkubację bakterii na płytkach Petriego prowadzono w temperaturze 37°C przez 48 godzin w warunkach beztlenowych (anaerostat z wkładem GasPack AN0025A, Oxoid). Wyniki przedstawia Tabela 5.
Tabela 5
Określenie zdolności wzrostu Bifidobacterium animalis AMT30 w obecności wybranych antybiotyków najczęściej stosowanych w terapii leczenia zwierząt
Bifidobacterium animalis AMT30 wykazał unikatowe, szerokie spektrum antybiotykooporności wobec badanych antybiotyków. W obecności 7 (Kolistyna, Toltrazuryl, Amprolium, Lewamizol, Fluben-dazol, Neomecyna, Sulfachloropirazyna sodowa) spośród 20 badanych antybiotyków stwierdzono znakomitą zdolność namnażania się szczepu AMT30 w odniesieniu do liczebności jaką szczep osiągnął w hodowli kontrolnej. Natomiast w obecności Trimetoprim/sulfmetoksazolu, Tylmykozyny i Tylo-zyny liczebność Bifidobacterium animalis AMT30 utrzymała się na poziomie inokulum. W przypadku hodowli wspólnych z Tiamuliną, Enrofloksacyną, Florfenikolem, Amoksycykliną, Doksycykliną, Amok-
sycyklianą + kwasem klawulanowym, Fenoksymetylopenicyliną, Linkomycyną i Tylwalozyną odnotowano spadek liczby bakterii szczepu AMT30 od 1 do 3 rzędów wielkości w porównaniu do kontroli. Bifidobacterium animalis AMT30 wykazał również antybiotykooporność wobec najczęściej stosowanych antybiotyków w hodowli drobiu.

Claims (2)

Zastrzeżenia patentowe
1. Szczep bakterii Bifidobacterium animalis AMT30 zdeponowany wg numeru PCM B/00109 w Polskiej Kolekcji Mikroorganizmów.
2. Kompozycja przeznaczona do wytwarzania kremów i maści, preparatów/produktów parafar-maceutycznych, farmaceutycznych, spożywczych oraz dodatków do żywności i wody dla ludzi i zwierząt składająca się ze szczepu bakterii, nośnika i substancji wypełniającej, znamienna tym, że jako szczep bakteryjny zawiera Bifidobacterium animalis AMT30, PCM B/00109 określony w zastrzeżeniu 1 w ilości od 103 do 1013 jednostek tworzących kolonie/g.
PL419333A 2016-11-02 2016-11-02 Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca szczep Bifidobacterium animalis AMT30 PL232812B1 (pl)

Priority Applications (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
PL419333A PL232812B1 (pl) 2016-11-02 2016-11-02 Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca szczep Bifidobacterium animalis AMT30

Applications Claiming Priority (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
PL419333A PL232812B1 (pl) 2016-11-02 2016-11-02 Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca szczep Bifidobacterium animalis AMT30

Publications (2)

Publication Number Publication Date
PL419333A1 PL419333A1 (pl) 2018-05-07
PL232812B1 true PL232812B1 (pl) 2019-07-31

Family

ID=62062385

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PL419333A PL232812B1 (pl) 2016-11-02 2016-11-02 Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca szczep Bifidobacterium animalis AMT30

Country Status (1)

Country Link
PL (1) PL232812B1 (pl)

Also Published As

Publication number Publication date
PL419333A1 (pl) 2018-05-07

Similar Documents

Publication Publication Date Title
JP3993168B2 (ja) ラクトバシルス・ペントサス株を含む組成物およびそれらの使用
TWI627276B (zh) 新穎之卷曲乳酸桿菌(lactobacillus crispatus)菌株
JP7012377B2 (ja) 新規な細菌種
WO2022140401A1 (en) Lactobacillus compositions and methods for prevention and treatment of microbial infection
KR102166596B1 (ko) 항균 활성, 항노화 활성 및 프로바이오틱스 특성을 가지는 락토바실러스 플란타룸 jdfm lp11 균주 및 이의 용도
CN103409334B (zh) 抑制阴道炎病原菌之乳酸杆菌及其用途
US11045507B2 (en) Bifidobacterium animalis AMT30 strain and the composition containing the strain of Bifidobacterium animalis AMT30
CN113040390A (zh) 一株益生、耐盐约氏乳杆菌及其在畜禽水产养殖中防治病原菌的应用
KR101201338B1 (ko) 신규 락토바실러스 루테리 및 이를 포함하는 사료첨가제 조성물
KR101201337B1 (ko) 신규한 락토바실러스속 유산균 복합 균주를 포함하는 사료첨가제
EP3489350B1 (en) Bifidobacterium animalis amt30 strain and composition containing the strain of bifidobacterium animalis amt30
CN113604387B (zh) 一株耐盐、耐高温罗伊氏乳杆菌及其在畜禽水产养殖中防治病原菌的应用
US10166262B2 (en) Strain of bacteria and composition comprising the same
Paliy et al. Enhanced cultivation technology for lacto and bifidobacteria
KR19990035280A (ko) 락토바실러스 애시도필러스 ky 2104 및 그 용도
KR20050041808A (ko) 항암효과 및 항균활성이 뛰어난 신규 유산균 류코노스톡시트리움 km20
KR102003822B1 (ko) 반려동물의 모질을 개선하는 효능을 갖는 유산균과 이를 포함하는 생균제 조성물을 유효성분으로 함유하는 모질 개선을 위한 동물 사료용 첨가제 및 동물 사료 조성물
PL241510B1 (pl) Nowy szczep Lactobacillus plantarum AMT14 i kompozycja zawierająca szczep Lactobacillus plantarum AMT14
TW201016847A (en) A strain of Lactobacillus plantarum and its use for inhibiting Helicobacter pylori growth
PL232812B1 (pl) Szczep Bifidobacterium animalis AMT30 i kompozycja zawierająca szczep Bifidobacterium animalis AMT30
Raju et al. Isolation, Characterization and Sequencing of Lactobacillus from the Oral and Fecal Samples of Healthy Dogs
Jahangiri et al. Isolation of probiotic bacteria from guppy Poeciliareticulata (Cyprinodontiformes: Poecilidae)
Shallal et al. Isolation and identification of Enterococcus faecium bacteria from the vaginal cavity of local ewes and study of some of their antagonistic properties against types of pathogenic bacteria
KR100400411B1 (ko) 질염 치료용 생균제제
CN119530073B (zh) 一种卷曲乳杆菌x25b及其用途