KR20210105344A - Substances and methods for the treatment of cancer - Google Patents
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Abstract
본 발명은 암 치료와 관련된 방법 및 물질을 제공한다. 예를 들어, GM-CSF의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포는 제공한다. 또한, GM-CSF 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 및 이용 방법을 제공한다.The present invention provides methods and materials related to the treatment of cancer. For example, chimeric antigen receptor T cells with reduced levels of GM-CSF are provided. Also provided is a method for preparing and using a chimeric antigen receptor T cell with a reduced level of GM-CSF.
Description
본원은 암 치료에 관여하는 방법 및 물질에 관한 것이다. 예를 들어, 본원은 암에 걸린 포유류 (예, 인간)를 치료하기 위한 입양 세포 요법 (예, 키메라 항원 수용체 T 세포 요법)에서 하나 이상의 사이토카인 (예, GM-CSF)의 발현 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포를 이용하는 방법 및 물질을 제공한다.This application relates to methods and materials involved in the treatment of cancer. For example, provided herein is a reduced expression level of one or more cytokines (eg, GM-CSF) in adoptive cell therapy (eg, chimeric antigen receptor T cell therapy) to treat a mammal (eg, a human) with cancer. Methods and materials using chimeric antigen receptor T cells are provided.
CD19 특이적인 키메라 항원 수용체 T 세포 (CART19)의 안전성과 효능을 평가하는 중심적인 시험으로부터 도출된 전례없는 결과들로, 최근 FDA로부터 재발성 난치성 급성 림프모구성 백혈병 (ALL)에 대해 CART19 (Tisagenlecleucel)가, 미만성 거대 B 세포 림프종 (DLBCL)에 대해 CART19 (Axi-Cel)가 승인받게 되었다. CAR-T 세포 요법의 이용은 사이토카인 방출 증후군 (CRS) 및 신경독성을 일으키는 독성과 관련있다. 또한, CAR-T 세포 요법의 효과는 림프종에서 불과 영구적인 관해 40%, 급성 백혈병에서 영구적인 관해 50-60%로 제한적이다.With unprecedented results from a central trial evaluating the safety and efficacy of CD19-specific chimeric antigen receptor T cells (CART19), the FDA recently obtained CART19 (Tisagenlecleucel) for relapsed refractory acute lymphoblastic leukemia (ALL). A, CART19 (Axi-Cel) has been approved for diffuse large B-cell lymphoma (DLBCL). The use of CAR-T cell therapy is associated with toxicity leading to cytokine release syndrome (CRS) and neurotoxicity. In addition, the effectiveness of CAR-T cell therapy is limited to only 40% permanent remission in lymphoma and 50-60% permanent remission in acute leukemia.
본원은 하나 이상의 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF) 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 T 세포 (예를 들어, 키메라 항원 수용체 (CAR) T 세포 (CART))를 구축하기 위한 방법 및 물질을 제공한다. 예를 들어, T 세포 (예를 들어, CART)는 (예를 들어, 입양 세포 요법에 이용하기 위해) GM-CSF 폴리펩타이드 발현이 저하되도록 조작할 수 있다. 일부 경우에, T 세포 (예를 들어, CART)는 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 넉아웃 (KO)하도록 조작하여, T 세포에서 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드) 발현을 감소시킬 수 있다. 본원은 또한 하나 이상의 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하된 T 세포 (예를 들어, CART)를 이용하는 방법 및 물질을 제공한다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드의 발현이 저하된 T 세포 (예를 들어, CART)는 포유류를 치료하기 위해 암에 걸린 포유류에 (예, 입양 세포 요법에서) 투여할 수 있다.Disclosed herein are methods and materials for constructing T cells (eg, chimeric antigen receptor (CAR) T cells (CART)) with reduced expression levels of one or more cytokine (eg, GM-CSF) polypeptides. to provide. For example, a T cell (eg, CART) can be engineered to decrease GM-CSF polypeptide expression (eg, for use in adoptive cell therapy). In some cases, the T cell (eg, CART) is engineered to knock out (KO) a nucleic acid encoding one or more cytokine polypeptides (eg, a GM-CSF polypeptide), such that the cytokine in the T cell reduce polypeptide (eg, GM-CSF polypeptide) expression. Also provided herein are methods and materials using a T cell (eg, CART) with reduced expression levels of one or more cytokines (eg, GM-CSF polypeptide). For example, T cells with reduced expression of the GM-CSF polypeptide (eg, CART) can be administered to a mammal with cancer (eg, in adoptive cell therapy) to treat the mammal.
일 측면에서, 본 발명은, GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM- CSF k /o CAR-T 세포)을 포함하는 CAR-T 세포를 개체에 투여하는 단계를 포함하고, CAR-T 세포의 투여가 면역요법-관련 독성을 낮추거나 또는 방지하는, 면역요법의 항-종양 효과를 강화하는 방법을 제공한다.In one aspect, the present invention, GM- CSF gene inactivation, GM- CSF gene knock-down or gene knock-out ( GM- CSF k / o CAR-T cells) comprising the step of administering to the subject CAR-T cells and wherein administration of CAR-T cells lowers or prevents immunotherapy-related toxicity.
다른 측면에서, 본 발명은, GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM-CSFk /o CAR-T 세포)을 포함하는 CAR-T 세포를 개체에 투여하는 단계를 포함하는, 면역요법으로 치료된 개체에서 non-GM-CSF 사이토카인의 수준을 낮추는 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention, GM- CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or the gene knockout step of administering the CAR-T cells in the individual, including (GM-CSF k / o CAR -T cells) Provided is a method for lowering the level of a non-GM-CSF cytokine in a subject treated with immunotherapy, comprising:
일 측면에서, 본 발명은, 표적화된 게놈 편집 또는 GM-CSF 유전자 침묵화를 포함하는, 세포에서 GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 GM- CSF 넉아웃 (KO)을 수행하는 방법을 제공한다. In one aspect, the invention provides a method for performing GM- CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or GM- CSF knockout (KO) in a cell comprising targeted genome editing or GM-CSF gene silencing provides
일 측면에서, 본 발명은, 핵산 구조체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 핵산 구조체가 a) 가이드 RNA를 코딩하는 핵산으로서, 가이드 RNA가 GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인, 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산; 및 c) 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 포함하는, 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다.In one aspect, the present invention provides a nucleic acid construct comprising the step of introducing a nucleic acid construct into an ex vivo T cell, wherein the nucleic acid construct comprises: a) a nucleic acid encoding a guide RNA, wherein the guide RNA is complementary to a GM-CSF messenger RNA; b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease; and c) a method for producing a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide comprising a nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor.
다른 측면에서, 본 발명은, 복합체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하고, 복합체가 a) GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인 가이드 RNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함하는, 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a method comprising: introducing a complex into an ex vivo T cell; and introducing a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor into the T cell ex vivo, wherein the complex comprises: a) a guide RNA complementary to the GM-CSF messenger RNA; and b) a method for producing a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide, comprising a Cas nuclease.
일 측면에서, 본 발명은, 핵산 구조체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 핵산 구조체가 a) 가이드 RNA를 코딩하는 핵산으로서, 가이드 RNA가 사이토카인 메신저 RNA에 상보적인, 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산, 및 c) 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 포함하는, 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다.In one aspect, the present invention provides a nucleic acid construct comprising the step of introducing a nucleic acid construct into an ex vivo T cell, wherein the nucleic acid construct comprises: a) a nucleic acid encoding a guide RNA, wherein the guide RNA is complementary to a cytokine messenger RNA; Provided is a method for producing a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of a cytokine polypeptide comprising b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease, and c) a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor.
다른 측면에서, 본 발명은, 복합체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하고, 복합체가 a) 사이토카인 메신저 RNA에 상보적인 가이드 RNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함하는, 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a method comprising: introducing a complex into an ex vivo T cell; and introducing a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor into the T cell ex vivo, wherein the complex comprises: a) a guide RNA complementary to a cytokine messenger RNA; and b) a method for producing a chimeric antigen receptor T cell with a reduced level of a cytokine polypeptide, comprising a Cas nuclease.
다른 측면에서, 본 발명은, a) 가이드 RNA를 코딩하는 핵산으로서, 가이드 RNA가 GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인, 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산; 및 c) 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 포함하는 핵산 구조체를, 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하는, 키메라 항원 수용체 T 세포의 T 세포 작동자 기능을 개선하는 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a nucleic acid encoding a guide RNA, wherein the guide RNA is complementary to GM-CSF messenger RNA; b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease; and c) introducing a nucleic acid construct comprising a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor into the T cell ex vivo.
일 측면에서, 본 발명은, a) GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인 가이드 RNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함하는 복합체를, 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하는, 키메라 항원 수용체 T 세포의 T 세포 작동자 기능을 개선하는 방법을 제공한다.In one aspect, the present invention, a) a guide RNA complementary to GM-CSF messenger RNA; and b) introducing a complex comprising a Cas nuclease into the T cell ex vivo; and introducing a nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor into the T cell ex vivo.
본원에서 입증된 바와 같이, GM-CSF KO CART는 시험관내 및 생체내 모델 둘다에서 GM-CSF를 감소된 수준으로 생산되며, 정상적으로 계속 기능한다. 또한, 본원에서 입증된 바와 같이, GM-CSF KO CART는 강화된 CAR-T 세포 기능 및 항-종양 활성을 가질 수 있다. 예를 들어, 강화된 CAR-T 세포 증식 및 항-종양 활성은 GM-CSF 고갈 후 관찰할 수 있다. 단핵구의 존재 하의 CART19 항원 특이적인 증식은 GM-CSF 고갈 후 시험관내에서 증가할 수 있다. ALL 환자 유래 이종이식에서, CART19 세포는, 렌질루맵과 조합할 경우, 보다 지속적인 질환 제어를 달성할 수 있으며, GM-CSFk /o CAR-T 세포는 NALM6 이종이식에서 백혈병을 제어하는데 보다 효과적일 수 있다. 일부 경우에, GM-CSF KO CART는 입양 T 세포 요법 (예, CAR-T 세포 요법)에 통합하여, 예를 들어 암에 걸린 포유류를 CRS 및/또는 신경독성을 유발하지 않으면서 치료할 수 있다. 예를 들어, GM-CSF KO CART는 입양 T 세포 요법 (예, CAR-T 세포 요법)에 통합하여 CAR-T 세포 요법 후 치료학적 범위를 강화할 수 있다. 일부 경우에, 단일 구조체를 이용해, CAR을 세포 (예, T 세포)에 도입하고, 동일 세포에서 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드의 발현을 감소시키거나 또는 넉아웃시킬 수 있다.As demonstrated herein, the GM-CSF KO CART produces reduced levels of GM-CSF in both in vitro and in vivo models and continues to function normally. In addition, as demonstrated herein, GM-CSF KO CART may have enhanced CAR-T cell function and anti-tumor activity. For example, enhanced CAR-T cell proliferation and anti-tumor activity can be observed after GM-CSF depletion. CART19 antigen-specific proliferation in the presence of monocytes may increase in vitro after GM-CSF depletion. In xenografts derived from patients with ALL, CART19 cells, when combined with lenzilumab, could achieve more sustained disease control, and GM-CSF k /o CAR-T cells would be more effective in controlling leukemia in NALM6 xenografts. can In some cases, GM-CSF KO CART can be incorporated into adoptive T cell therapy (eg, CAR-T cell therapy) to treat, for example, a mammal with cancer without inducing CRS and/or neurotoxicity. For example, GM-CSF KO CART can be incorporated into adoptive T cell therapy (eg, CAR-T cell therapy) to enhance therapeutic coverage following CAR-T cell therapy. In some cases, a single construct can be used to introduce a CAR into a cell (eg, a T cell) and reduce or knock out expression of one or more cytokine polypeptides in the same cell.
다른 측면에서, 본 발명은, 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포를 포유류에 투여하는 단계를 포함하는, 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a method for treating a mammal with cancer comprising administering to the mammal a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide. provide a way
또 다른 측면에서, 본 발명은, 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포를 포유류에 투여하는 단계를 포함하는, 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a method of treating a mammal having cancer, comprising administering to the mammal a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of a cytokine polypeptide.
일반적으로, 본원의 일 측면은 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 CAR-T 세포를 제조하는 방법에 관한 것이다. 이 방법은 핵산 구조체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하거나 또는 이로 필수적으로 구성될 수 있으며, 이때 핵산 구조체는 a) 사이토카인 메신저 RNA (mRNA)에 상보적인 가이드 RNA (gRNA)를 코딩하는 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산, 및 c) 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 포함한다. 사이토카인 폴리펩타이드는 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드, 인터루킨 6 (IL-6) 폴리펩타이드, IL-1 폴리펩타이드, M-CSF 폴리펩타이드 및/또는 MIP-lB 폴리펩타이드를 포함할 수 있다. 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드일 수 있으며, gRNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제일 수 있다. CAR을 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. 핵산 구조체는 바이러스 벡터 (예를 들어, 렌티바이러스 벡터)일 수 있다. CAR은 종양-관련 항원 (예를 들어, CD19)을 표적화할 수 있다. 도입하는 단계는 형질도입을 포함할 수 있다.In general, one aspect of the present application relates to a method of producing a CAR-T cell with a reduced level of a cytokine polypeptide. The method may comprise or consist essentially of introducing a nucleic acid construct into an ex vivo T cell, wherein the nucleic acid construct comprises a) a guide RNA (gRNA) that is complementary to a cytokine messenger RNA (mRNA). nucleic acids; b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease, and c) a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor. The cytokine polypeptide may be a granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide, an interleukin 6 (IL-6) polypeptide, an IL-1 polypeptide, an M-CSF polypeptide and/or a MIP-1B polypeptide. may include. The cytokine polypeptide may be a GM-CSF polypeptide, and the gRNA may include the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. The Cas nuclease may be a Cas9 nuclease. The nucleic acid encoding the CAR may comprise the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. The nucleic acid construct may be a viral vector (eg, a lentiviral vector). CARs can target tumor-associated antigens (eg, CD19). The introducing step may comprise transduction.
다른 측면에서, 본원은 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 CAR-T 세포를 제조하는 방법에 관한 것이다. 이 방법은 복합체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 CAR을 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하거나 또는 이로 필수적으로 구성될 수 있으며, 여기서 복합체는 a) 사이토카인 mRNA에 상보적인 gRNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함한다. 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드 및/또는 IL-6 폴리펩타이드를 포함할 수 있다. 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드일 수 있으며, gRNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제일 수 있다. CAR을 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. 복합체는 리보핵산단백질 (RNP)일 수 있다. CAR은 종양-관련 항원 (예를 들어, CD19)을 표적화한다. 도입하는 단계는 전기천공 (electroporation)을 포함할 수 있다.In another aspect, the present disclosure relates to a method of making a CAR-T cell with reduced levels of a cytokine polypeptide. The method comprises introducing the complex into an ex vivo T cell; and introducing a nucleic acid encoding the CAR into the T cell ex vivo, wherein the complex comprises a) a gRNA complementary to a cytokine mRNA; and b) a Cas nuclease. The cytokine polypeptide may include a GM-CSF polypeptide and/or an IL-6 polypeptide. The cytokine polypeptide may be a GM-CSF polypeptide, and the gRNA may include the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. The Cas nuclease may be a Cas9 nuclease. The nucleic acid encoding the CAR may comprise the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. The complex may be a ribonucleic acid protein (RNP). CARs target tumor-associated antigens (eg, CD19). The introducing step may comprise electroporation.
다른 측면에서, 본원은 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 CAR-T 세포의 제조 방법에 관한 것이다. 이 방법은 핵산 구조체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하거나 또는 이로 필수적으로 구성될 수 있으며, 이때 핵산 구조체는 a) GM-CSF mRNA에 상보적인 gRNA를 코딩하는 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산, 및 c) CAR을 코딩하는 핵산을 포함한다. gRNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제일 수 있다. CAR을 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. 핵산 구조체는 바이러스 벡터 (예를 들어, 렌티바이러스 벡터)일 수 있다. CAR은 종양-관련 항원 (예를 들어, CD19)을 표적화할 수 있다. 도입하는 단계는 형질도입을 포함할 수 있다.In another aspect, the present disclosure relates to a method for producing a CAR-T cell with reduced levels of GM-CSF polypeptide. The method may comprise or consist essentially of introducing a nucleic acid construct into an ex vivo T cell, wherein the nucleic acid construct comprises: a) a nucleic acid encoding a gRNA complementary to GM-CSF mRNA; b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease, and c) a nucleic acid encoding a CAR. The gRNA may include the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. The Cas nuclease may be a Cas9 nuclease. The nucleic acid encoding the CAR may comprise the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. The nucleic acid construct may be a viral vector (eg, a lentiviral vector). CARs can target tumor-associated antigens (eg, CD19). The introducing step may comprise transduction.
다른 측면에서, 본원은 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 CAR T 세포의 제조 방법에 관한 것이다. 이 방법은 복합체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 CAR을 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하거나 또는 이로 필수적으로 구성될 수 있으며, 이때 복합체는 a) GM-CSF mRNA에 상보적인 gRNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함한다. gRNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제일 수 있다. CAR을 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. 복합체는 RNP일 수 있다. CAR은 종양-관련 항원 (예를 들어, CD19)을 표적화할 수 있다. 도입하는 단계는 전기천공을 포함할 수 있다.In another aspect, the present disclosure relates to a method for producing a CAR T cell with reduced levels of GM-CSF polypeptide. The method comprises introducing the complex into an ex vivo T cell; and introducing a nucleic acid encoding the CAR into an ex vivo T cell, wherein the complex comprises: a) a gRNA complementary to GM-CSF mRNA; and b) a Cas nuclease. The gRNA may include the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. The Cas nuclease may be a Cas9 nuclease. The nucleic acid encoding the CAR may comprise the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. The complex may be an RNP. CARs can target tumor-associated antigens (eg, CD19). The introducing step may comprise electroporation.
다른 측면에서, 본원은 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법에 관한 것이다. 이 방법은 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 CAR-T 세포를 암에 걸린 포유류에 투여하는 단계를 포함하거나 또는 이로 필수적으로 구성될 수 있다. 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드 및/또는 IL-6 폴리펩타이드를 포함할 수 있다. 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드일 수 있으며, gRNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다. 포유류는 인간일 수 있다. 암은 림프종 (예를 들어, DLBCL)일 수 있다. 암은 백혈병 (예를 들어, ALL)일 수 있다. CAR은 종양-관련 항원 (예를 들어, CD19)을 표적화할 수 있다.In another aspect, the present disclosure relates to a method of treating a mammal afflicted with cancer. The method may comprise or consist essentially of administering to a mammal suffering from cancer a CAR-T cell having a reduced level of a cytokine polypeptide. The cytokine polypeptide may include a GM-CSF polypeptide and/or an IL-6 polypeptide. The cytokine polypeptide may be a GM-CSF polypeptide, and the gRNA may include the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. The mammal may be a human. The cancer may be a lymphoma (eg, DLBCL). The cancer may be a leukemia (eg, ALL). CARs can target tumor-associated antigens (eg, CD19).
다른 측면에서, 본원은 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법에 관한 것이다. 이 방법은 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 CAR T 세포를 암에 걸린 포유류에 투여하는 단계를 포함하거나 또는 이로 필수적으로 구성될 수 있다. 포유류는 인간일 수 있다. 암은 림프종 (예를 들어, DLBCL)일 수 있다. 암은 백혈병 (예를 들어, ALL)일 수 있다. CAR은 종양-관련 항원 (예를 들어, CD19)을 표적화할 수 있다.In another aspect, the present disclosure relates to a method of treating a mammal afflicted with cancer. The method may comprise or consist essentially of administering to a mammal suffering from cancer a CAR T cell having a reduced level of the GM-CSF polypeptide. The mammal may be a human. The cancer may be a lymphoma (eg, DLBCL). The cancer may be a leukemia (eg, ALL). CARs can target tumor-associated antigens (eg, CD19).
달리 정의되지 않은 한, 본원에 사용되는 모든 기술 용어 및 과학 용어들은 본 발명이 속하는 기술 분야의 당업자에게 통상적으로 이해되는 의미와 동일한 의미를 가진다. 본원에 기술된 바와 비슷하거나 또는 등가의 방법 및 물질을 사용해 본 발명을 실시할 수 있지만, 적합한 방법 및 물질은 아래에 기술한다. 본원에 언급된 모든 간행물, 특허 출원, 특허 및 기타 참조문헌들은 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함된다. 상충되는 경우, 정의를 비롯해 본원의 내용을 따를 것이다. 또한, 물질, 방법 및 예들은 예시하기 위한 것일 뿐 제한하고자 하는 것은 아니다.Unless defined otherwise, all technical and scientific terms used herein have the same meaning as commonly understood by one of ordinary skill in the art to which this invention belongs. Although the present invention can be practiced using methods and materials similar or equivalent to those described herein, suitable methods and materials are described below. All publications, patent applications, patents and other references mentioned herein are incorporated herein by reference in their entirety. In case of conflict, the present disclosure, including definitions, will control. In addition, the materials, methods, and examples are illustrative only and not intended to be limiting.
본 발명의 하나 이상의 구현예에 대한 상세 내용은 첨부된 도면과 후술한 설명에 기술된다. 본 발명의 기타 특징, 목적 및 이점은 설명 및 도면으로부터, 청구항으로부터 명확해질 것이다.The details of one or more embodiments of the invention are set forth in the accompanying drawings and the description that follows. Other features, objects and advantages of the invention will become apparent from the description and drawings, from the claims.
도 1은 CRISPR을 이용해 GM-CSF 넉아웃 (KO) 세포를 조작하는 예시적인 방법에 대한 도표를 포함한다. GM-CSF (콜로니-자극 인자 2 (CSF2)라고도 함)의 엑손 3를 표적화하는 가이드 RNA (GACCTGCCTACAGACCCGCC; 서열번호 1)를 합성하여, 렌티바이러스 (LV) 플라스미드에 클로닝하였다. 이 LV 플라스미드를 이용해 293T 세포에 형질도입하고, 24시간 후 렌티바이러스 입자를 수집하여 농축하였다. GM-CSF 넉아웃 CAR-T 세포를 구축하기 위해, T 세포를 0일에 CD3/CD28 비드로 자극하였다. 1일차에, T 세포에 CAR19 렌티바이러스 입자를 형질도입하였으며, 동시에 GM-CSF 넉아웃 CRISPR/Cas9 렌티바이러스 입자를 형질도입하였다. T 세포는 8일간 증폭시킨 후 회수하였다.
도 2A-2B는 CAR 형질도입 및 GM-CSF 넉아웃 효율을 보여준다. 도 2A는 CRISPR/Cas9 렌티바이러스가 GM-CSF의 엑손 3를 겨냥하는 가이드 RNA와 함께 24.1%의 넉아웃 효율을 달성함을 보여주는 그래프가 수록되어 있다. 증폭 종료시, CAR-T 세포를 회수해 DNA를 단리하고, 대조군 서열과 비교하기 위해 서열분석을 의뢰하였다. 넉아웃 효율 24.1%가 달성되었다. 도 2B는 렌타바이러스를 이용한 형질도입 후 CAR 형질도입 효율이 73%임을 보여주는 유세포 측정 분석 결과를 포함한다. 유세포 측정 분석은 렌티바이러스 형질도입 후 6일차에 수행하였다.
도 3은 GM-CSF KO CART19 세포가 CAR-T 세포와 비교해 GM-CSF를 더 적게 생산하고, GM-CSF 넉아웃 대조군 T 세포가 형질도입되지 않은 대조군 T 세포 (UTD)와 비교해 GM-CSF를 더 적게 생산함을 보여준다. CART19, GM-CSF KO CART19, UTD 또는 GM-CSF KO UTD는 CD19 양성 세포주 NALM6와 1:5의 비율로 공동-배양하였다. 4시간 후, 세포를 회수하여 투과화 및 고정한 다음 세포내 사이토카인 염색을 수행하였다.
도 4는 GM-CSF KO CART19 세포가 CART19와 비교해 더 활발하게 증폭함을 보여준다. T 세포에 바이러스로 형질도입한 후, 증폭 카이네틱스를 추적하였다. GM-CSF KO는 CART19 단독과 비교해 더 활발하게 증폭한다.
도 5는 CD19 (CAR19)을 표적화하는 CAR을 코딩하는 핵산 서열의 예 (서열번호 2)를 보여준다.
도 6A-6D는 GM-CSF 중화가 시험관내에서 단핵구의 존재 하에 CAR-T 세포 증식을 강화하고 CAR-T 세포 작동자 기능을 손상시키지 않는다는 것을 보여준다. 도 6A는, 배지 단독에서 CART19 또는 NALM6와 공동-배양한 CART19을 3일 배양한 후 멀티플렉스에 의해 분석한, 렌지루맵이 이소형 대조군 처리와 비교해 시험관내에서 CAR-T 세포에 의해 생산된 GM-CSF를 중화함을 보여주는 그래프를 포함한다 (실험 n=2, 실험 당 2세트, 대표적인 실험을 도시함, *** 렌질루맵과 이소형 대조군 처리 간의 p<0.001, T-검정, 평균 ± SEM). 도 6B는, CD3 생 세포의 CSFE 유세포 측정 증식 분석에 의해 측정한 바에 따른, GM-CSF 중화 항체 처리가 CAR-T 세포의 증식 능력을 저해하지 않음을 보여주는 그래프를 포함한다 (실험 n=2, 실험 당 2세트, 3일 시점의 대표적인 실험을 도시함, 렌질루맵과 이소형 대조군 처리 간의 ns p>0.05, T-검정, 평균 ± SEM. 단독: 배지 단독 중의 CART19, MOLM13: CART19 + MOLM13, PMA/ION: CART19 + 5 ng/mL PMA/0.1 ㎍/mL ION, NALM6: CART19 + NALM6). 도 6C는, 렌질루맵이 단핵구와 공동-배양할 경우 CART19 처리된 이소형 대조군과 비교해 CART19의 증식을 강화함을 보여주는 그래프를 포함한다 (3일 시점에 생물학적 레플리케이트 n=3, 생물학적 레플리케이트 당 2세트, **** p<0.0001, 평균 ± SEM). 도 6D는 렌질루맵 처리가 NALM6와 함께 배양하였을 때 CART19 또는 비-형질도입 T 세포 (UTD)의 세포독성을 저해하지 않았음을 보여주는 그래프를 포함한다 (실험 n=2, 실험 당 2세트, 48시간 시점의 대표적인 실험을 도시함, 렌질루맵과 이소형 대조군 처리 간의 ns p>0.05, T-검정, 평균 ± SEM).
도 7A-7E는 GM-CSF 중화가 생체내에서 이종이식 모델에서 CAR-T 세포의 항-종양 활성을 강화함을 보여준다. 도 7A는 실험 개요를 포함한다: NSG 마우스에 CD19+ 루시퍼라제+ 세포주 NALM6 (마우스 당 세포 1x106주, I.V)를 주사하였다. 4-6일 후, 마우스의 이미지를 촬영하고, 무작위 분할한 다음 다음날 렌질루맵 또는 대조군 IgG와 함께 1-1.5x106 CAR-T19 또는 동일한 수의 대조군 UTD 세포를 총수로 투여하였다 (10 mg/kg, CAR-T 주사 당일부터 10일간 매일 IP 투여). CAR-T 세포 주입 후 7일째부터 질병 부담을 평가하기 위해 마우스에서 연속적인 생물발광 이미지 촬영을 수행하고, 전체 생존율을 추적하였다. CAR-T 세포 주입 후 7-8일차에 꼬리 정맥으로부터 채혈하였다. 도 7B는 렌질루맵이 GM-CSF 싱글플렉스 (singleplex)에 의해 분석된 바와 같이 이소형 대조군 처리와 비교해 생체내 CAR-T에 의해 생산된 혈청내 GM-CSF를 중화함을 보여주는 그래프를 포함한다 (실험 n=2, 마우스 7-8마리/군, 대표적인 실험, CAR-T 세포/UTD 주사 후 8일차부터의 혈청, 렌질루맵과 이소타입 대조군 처리 간의 *** p<0.001, T-검정, 평균 ± SEM). 도 7C는, 렌질루맵 처리된 CAR-T가, 종양 부담이 높은 재발성 이종이식 ALL 모델에서 이소형 대조군 처리된 CAR-T와 비교해, 생체내에서 종양 부담을 제어하는데 동일하게 효과적임을 보여주는 그래프를 포함한다 (CAR-T 주사 후 7일, 실험 n=2, 마우스 7-8마리/군, 대표적인 실험을 도시함, *** p<0.001, * p<0.05, ns p>0.05, T-검정, 평균 ± SEM). 도 7D는 NSG 마우스에 ALL 환자로부터 유래한 모세포 (blast)를 주사 (마우스 당 세포 1x106주, I.V)하는 것을 도시한 실험 개요를 포함한다. 마우스에서 연속 채혈하고, CD19+ 세포가 >1/㎕이 되면 마우스를 무작위 할당하여 렌질루맵 또는 대조군 IgG와 함께 5x106 CART19 (형질도입 효율 약 50%) 또는 UTD 세포를 투여하였다 (10 mg/kg, CAR-T 주사 당일부터 시작해 10일간 매일 IP 투여). CAR-T 세포 주입 후 14일차부터 시작해 질환 부담을 평가하기 위해, 연속적인 꼬리 정맥 채혈을 통해 마우스를 추적하였으며, 전체 생존율을 추적하였다. 도 7E는 CAR-T 요법을 이용한 렌질루맵 처리가, CAR-T 요법을 이용한 이소형 대조군 처리와 비교해, 원발성 급성 림프모구성 백혈병 (ALL) 이종이식 모델에서 경시적으로 종양 부담을 보다 지속적으로 제어함을 보여주는 그래프를 포함한다 (마우스 6마리/군, ** p<0.01, * p<0.05, ns p>0.05, T-검정, 평균 ± SEM).
도 8은 종양 부담이 높은 재발성 ALL 이종이식 모델에서 렌질루맵 + CAR-T 세포 처리된 마우스가 이소형 대조군 + CAR-T 세포 처리된 마우스와 비교해 비슷한 생존성을 가짐을 보여주는 그래프를 포함한다 (실험 n=2, 마우스 7-8마리/군, 대표적인 실험을 도시함, **** p<0.0001, *** p<0.001, * p<0.05, 로그-순위).
도 9는 GM-CSF CRISPR Cas9 넉아웃 CAR-T 세포에서 게놈 변형을 검증하기 위한 대표적인 TIDE 서열을 나타낸 그래프를 포함한다 (실험 n=2, 대표적인 실험을 도시함).
도 l0A - l0E는 GM-CSF CRISPR 넉아웃 CAR-T 세포가 주요 사이토카인의 수준과 비슷하게 GM-CSF의 발현 감소를 나타내고, 항-종양 활성을 강화함을 보여준다. 도 10A는 CRISPR Cas9 GMCSFk /o CAR-T가 야생형 CART19와 비교해 GM-CSF 생산 저하를 나타내지만, 다른 사이토카인의 생산 및 탈과립화 (degranulation)는 GM-CSF 유전자 파괴에 의해 저해되지 않음을 보여주는 그래프를 포함한다 (실험 n=3, 실험 당 2세트, GM-CSF k/o CAR-T 대 CAR-T *** p<0.001, * p<0.05, ns p>0.05, T-검정, 평균 ± SEM). 도 l0B는 멀티플렉스에 의해 분석한 바에 따른, GM-CSF k/o CAR-T가 CAR-T 처리와 비교해 혈청내 인간 GM-CSF를 감소시킴을 보여주는 그래프를 포함한다 (마우스 5-6마리/군 (채혈시 4-6마리, CART 주사 후 8일차), GM-CSF k/o CAR-T 세포와 야생형 CAR-T 세포 간의 **** p<0.0001, *** p<0.001, T-검정, 평균 ± SEM). 도 10C는 종양 부담이 높은 재발성 이종이식 ALL 모델에서 GM-CSFk /o CART19이 야생형 CART19과 비교해 생체내에서 전체 생존율을 강화함으로 보여주는 그래프를 포함한다 (마우스 5-6마리/군, ** p<0.01, 로그-순위). 도 10D 및 10E는 인간 GM-CSF 이외의 다른, 혈청의 멀티플렉스에 따른, 인간 (도 10D) 및 마우스 (도 10E) 사이토카인이, GM-CSF k/o CAR-T 세포와 야생형 CAR-T 세포 간에 통계적 차이가 없음을 보여주는 히트 맵을 포함하며, 이는 추가적으로 주요 T-세포 사이토카인이 GM-CSF 발현 감소에 의해 불리하게 고갈되지 않음을 시사해준다 (마우스 5-6 마리/군 (채혈시 4-6 마리), **** p<0.0001, T-검정).
도 11은 종양 부담이 높은 재발성 이종이식 ALL 모델에서 GM-CSF 넉아웃 CAR-T 세포가 생체내에서 CAR-T와 비교해 종양 부담의 제어를 다소 강화함을 보여주는 그래프를 포함한다. x축에는 CAR-T 주입 후 경과 일수를 나타낸다 (마우스 5-6마리/군 (UTD 군의 경우에는 13일에 2마리만 남음), 대표적인 실험을 도시함, **** p<0.0001, * p<0.05, 이원식 ANOVA, 평균 ± SEM).
도 12A-12D는 사이토카인 방출 증후군 및 신경독성에 대한 환자 유래 이동이식 모델을 도시한다. 도 12A는 마우스에 원발성 ALL 환자의 말초혈 유래 일차 모세포 1-3xl06주를 주입하는 것을 나타낸 실험 개요를 포함한다. 마우스는 꼬리 정맥 채혈을 통해 10-13주 동안 생착을 모니터링하였다. 혈청 CD19+ 세포가 2:10 세포/㎕가 되면, 표시된 바와 같이, 마우스에 CART19 (세포 2-5x106주)를 투여하고, 총 10일간 항체 요법을 개시하였다. 마우스는 웰빙의 척도로서 매일 체중을 측정하였다. CART19 주사 후 5-6일에 마우스 뇌 MRI를 촬영하고, 사이토카인 및 T 세포 분석을 위해 CART19 주사 후 4-11일에 꼬리 정맥으로부터 채혈하였다 (2번의 독립 실험). 도 12B는 GM-CSF 중화와 CART19의 조합이 ALL 세포의 CD19+ 부담을 제어하는데 있어 CART19 및 이소형 대조군 항체의 조합과 동일하게 효과적임을 보여주는 그래프를 포함한다 (대표 실험, 마우스 3마리/군, CART19 주사 후 11일, GM-CSF 중화 + CART19 및 이소형 대조군 + CART19 간의 *p<0.05, T-검정, 평균 ± SEM). 도 12C는 CART19 요법을 이용하는 경우 뇌 MRI에서 뇌 혈액-뇌 장벽 파괴 및 잠재적인 부종을 시사하는 T1 강화 (T1 enhancement)가 관찰됨을 보여주는 사진을 포함한다 (마우스 3마리/군, CART19 주사 후 5-6일, 대표적인 사진). 도 12D는 CART19으로 처리된 종양 부담이 높은 원발성 ALL 이종이식 모델에서 무처리 PDX 대조군과 비교해 뇌에서 인간 CD3 세포가 침윤됨을 보여주는 그래프를 포함한다 (마우스 3 마리/군, 대표 사진).
도 13A-13D는 생체내 GM-CSF 중화가 이종이식 모델에서 CART19 요법 후 사이토카인 방출 증후군을 완화함을 보여준다. 도 13A는 렌질루맵 및 항-마우스 GM-CSF 항체가 CART19 및 이소형 대조군 항체로 처리된 마우스와 비교해 CRS 유발성 체중 감소를 방지함을 보여주는 그래프를 포함한다 (마우스 3마리/군, 이원식 ANOVA, 평균 ± SEM). 도 13B는 렌질루맵 및 마우스 GM-CSF 중화 항체로 처리된 환자 유래 이종이식 모델에서 인간 GM-CSF가 중화됨을 보여주는 그래프를 포함한다 (마우스 3마리/군, *** p<0.001, * p<0.05, T-검정, 평균 ± SEM). 도 13C는 인간 사이토카인 (CART19 주사 후 11일에 수집한 혈청)이 CART19 처리 후 CRS의 전형적인 사이토카인 증가를 나타냄을 보여주는 히트 맵을 포함한다. GM-CSF 중화시, 패널에 표시된 바와 같이, CART19 및 이소형 대조군 항체로 처리된 마우스와 비교해, 수종의 골수 관련 사이토카인을 비롯하여 수종의 사이토카인이 현저하게 감소된다 (마우스 3마리/군, CART19 주사 후 11일차 혈청, GM-CSF 중화 항체 처리된 마우스와 CAR-T 세포 요법을 투여받은 이소형 대조군 처리된 마우스 간에 *** p<0.001, ** p<0.01, * p<0.05, T-검정). 도 13D는 마우스 사이토카인 (CART19 주사 후 11일째에 수집한 혈청)이 CART19 처리 후 CRS의 전형인 마우스 사이토카인의 증가를 나타냄을 보여주는 히트 맵을 포함한다. GM-CSF 중화는 패널에 표시된 바와 같이 대조군 항체를 이용한 CART19 처리와 비교해 수종의 골수 분화 사이토카인을 비롯하여 여러가지 사이토카인을 현저하게 감소시킨다 (마우스 3마리/군, CART19 주사 후 11일차 혈청, GM-CSF 중화 항체 처리된 마우스와 CAR-T 세포 요법을 받은 이소형 대조군 처리된 마우스 간에 * p<0.05, T-검정).
도 14A-14D는 이종이식 모델에서 생체내 GM-CSF 중화가 CART19 요법 후 신경염증을 완화함을 보여준다. 도 14A 및 14B는 가돌리늄 보강된 T1-고강도신호 (입방 mm) MRI를 나타낸 것으로, GM-CSF 중화가 이소형 대조군 (A)과 비교해 뇌 염증 감소, 혈액-뇌 장벽 파괴 저하 및 가능한 부종 저하에 유용함을 보여준다 ((A) 대표 사진, (B) 마우스 3마리/군, ** p<0.01, * p<0.05, 일원식 ANOVA, 평균 ± SD). 도 14C는 CART19 요법으로 처리한 후 인간 CD3 T 세포가 뇌에 존재함을 보여주는 그래프를 포함한다. GM-CSF 중화시, 뇌 반구에서 유세포 분석에 의해 분석한 바와 같이, 뇌에서 CD3 침윤이 감소하는 경향이 관찰되었다 (마우스 3마리/군, 평균 ± SEM). 도 14D는 뇌 반구에서 유세포 분석에 의해 분석한 바와 같이, CD11b+ bright 대식세포가 CAR-T 요법 중의 이소형 대조군과 비교해 CAR-T 요법 중에 GM-CSF 중화를 투여받은 마우스의 뇌에서 감소함을 보여주는 그래프를 포함한다 (마우스 3마리/군, 평균 ± SEM).
도 15는 GM-CSFk /o CART19 세포의 구축 예를 보여준다. 실험 계획은 개요 (도 15A), gRNA 서열 (도 15B) 및 GM-CSFk/o CART19을 구축하기 위한 프라이머 서열 (도 15B)을 기술한다. GM-CSFk /o CART19 세포를 구축하기 위해, gRNA를 U6 프로모터의 통제 하에 Cas9 렌티바이러스 벡터에 클로닝하고, 렌티바이러스 생산에 이용하였다. 정상 공여체로부터 유래된 T 세포를 CD3/CD28 비드로 자극하고, 24시간 후 CAR19 바이러스 및 CRISPR/Cas9 바이러스로 이중 형질도입하였다. CD3/CD28 자기 비드는 6일차에 제거하고, GM-CSFk /o CART19 세포 또는 대조군 CART19 세포는 8일에 냉동보존하였다.
도 16은 RNA 서열분석에 사용된 절차의 순서도를 도시한다. 바이너리 베이스 콜 데이터 (binary base call data)를 Illumina bcl2fastq 소프트웨어를 사용해 fastq로 변환하였다. 어댑터 서열을 Trimmomatic를 사용해 제거하고, FastQC를 이용해 정성적으로 체크하였다. 최신 인간 (GRCh38) 및 마우스 (GRCm38) 기준 게놈을 NCBI에서 내려받았다. STAR30으로 게놈 인덱스 파일을 생성하고, 쌍 형성된 엔드 리드를 각 조건에 대해 게놈에 맵핑하였다. HTSeq를 이용해 각 유전자에 대한 발현 수치를 구하고, DeSeq2를 이용해 차별적인 발현을 계산하였다. Enrichr를 이용해 유전자 온톨로지를 평가하였다.
도 17A-17B는, 실시예 4에 상세히 기술된 바와 같이, 3기 또는 그 이상 병기의 신경독성 인간 환자에서 CD14+ 세포가 CNS 세포 집단의 높은 비율을 차지하며 (도 17A), 항-hGM-CF 항체, 렌질루맵이 NT 실험에 사용된 원발성 ALL 마우스 모델에서 CD11b+ 세포 및 CD14+ 세포에 의한 CNS 침윤을 감소시킴을 (도 17B), 각각 보여준다. 1 includes a diagram of an exemplary method of engineering GM-CSF knockout (KO) cells using CRISPR. A guide RNA (GACCTGCCTACAGACCCGCC; SEQ ID NO: 1) targeting
2A-2B show CAR transduction and GM-CSF knockout efficiencies. 2A contains a graph showing that CRISPR/Cas9 lentivirus achieves a knockout efficiency of 24.1% with guide
3 shows that GM-CSF KO CART19 cells produced less GM-CSF compared to CAR-T cells, and GM-CSF knockout control T cells produced GM-CSF compared to untransduced control T cells (UTD). shows less production. CART19, GM-CSF KO CART19, UTD or GM-CSF KO UTD were co-cultured with the CD19 positive cell line NALM6 in a ratio of 1:5. After 4 hours, cells were recovered, permeabilized and fixed, and then intracellular cytokine staining was performed.
4 shows that GM-CSF KO CART19 cells are more actively amplified compared to CART19. After transduction of T cells with virus, amplification kinetics was followed. GM-CSF KO amplifies more actively compared to CART19 alone.
5 shows an example of a nucleic acid sequence encoding a CAR targeting CD19 (CAR19) (SEQ ID NO:2).
6A-6D show that GM-CSF neutralization enhances CAR-T cell proliferation in the presence of monocytes in vitro and does not impair CAR-T cell effector function. FIG. 6A shows GM produced by CAR-T cells in vitro compared to treatment with isotype control with Renzirumab, analyzed by multiplex after 3 days of culture of CART19 co-cultured with CART19 or NALM6 in medium alone. - Include graphs showing neutralizing CSF (experiment n=2, 2 sets per experiment, representative experiments are shown, ***p<0.001 between lenzilumab and isotype control treatment, T-test, mean±SEM ). 6B includes graphs showing that GM-CSF neutralizing antibody treatment does not inhibit the proliferative capacity of CAR-T cells, as measured by CSFE flow cytometric proliferation assay of CD3 live cells (experiment n=2, 2 sets per experiment, representative experiments at 3 day time points are shown, ns p>0.05, T-test, mean ± SEM between lenzilumab and isotype control treatment alone: CART19 in medium alone, MOLM13: CART19 + MOLM13, PMA alone /ION: CART19 + 5 ng/mL PMA/0.1 μg/mL ION, NALM6: CART19 + NALM6). 6C includes graphs showing that lenzilumab enhances proliferation of CART19 compared to CART19 treated isotype controls when co-cultured with monocytes (biological replicates n=3 at
7A-7E show that GM-CSF neutralization potentiates the anti-tumor activity of CAR-T cells in a xenograft model in vivo. 7A contains the experimental outline: NSG mice were injected with the CD19+ luciferase+ cell line NALM6 (1×10 6 weeks of cells per mouse, IV). After 4-6 days, mice were imaged, randomized and then administered 1-1.5x10 6 CAR-T19 or the same number of control UTD cells with lenzilumab or control IgG in total number the next day (10 mg/kg). , IP administration daily for 10 days from the day of CAR-T injection). From
8 includes graphs showing that lenzilumab + CAR-T cell treated mice have comparable viability compared to isotype control + CAR-T cell treated mice in a recurrent ALL xenograft model with high tumor burden ( Experiment n=2, 7-8 mice/group, representative experiments are shown, **** p<0.0001, *** p<0.001, * p<0.05, log-rank).
9 includes graphs showing representative TIDE sequences for validating genomic modifications in GM-CSF CRISPR Cas9 knockout CAR-T cells (experiment n=2, depicting representative experiments).
Figure l0A-l0E is GM-CSF knockout CRISPR CAR-T cells are similar to the levels of key cytokines shows a decreased expression of GM-CSF, anti-tumor activity shows Strengthening. 10A shows that CRISPR Cas9 GMCSF k /o CAR-T exhibits reduced GM-CSF production compared to wild-type CART19, but production and degranulation of other cytokines are not inhibited by GM-CSF gene disruption. Include graphs (experiment n=3, 2 sets per experiment, GM-CSF k/o CAR-T vs. CAR-T *** p<0.001, * p<0.05, ns p>0.05, T-test, mean ± SEM). Figure l0B is a bar according to an analysis by the multiplex, the GM-CSF k / o CAR- T compared to the CAR-T process including a graph showing the decrease of serum levels of human GM-CSF (mouse 5-6 / Group (4-6 animals at blood sampling, 8 days after CART injection), **** p<0.0001, *** p<0.001, T- between GM-CSF k/o CAR-T cells and wild-type CAR-T cells test, mean ± SEM). 10C includes graphs showing that GM-CSF k /o CART19 enhances overall survival in vivo compared to wild-type CART19 in a recurrent xenograft ALL model with high tumor burden (5-6 mice/group, ** p<0.01, log-rank). 10D and 10E show that other than human GM-CSF, human ( FIG. 10D ) and mouse ( FIG. 10E ) cytokines according to a multiplex of serum, GM-CSF k/o CAR-T cells and wild-type CAR-T cells. Heat maps showing no statistical differences between cells are included, further suggesting that key T-cell cytokines are not adversely depleted by reduced GM-CSF expression (5-6 mice/group (4 at blood draw) -6 animals), **** p<0.0001, T-test).
11 includes graphs showing that GM-CSF knockout CAR-T cells somewhat enhance control of tumor burden compared to CAR-T in vivo in a recurrent xenograft ALL model with high tumor burden. The x-axis shows the number of days after CAR-T injection (5-6 mice/group (only 2 mice left on
12A-12D depict patient-derived transplantation models for cytokine release syndrome and neurotoxicity. 12A includes an experimental outline showing the injection of 1-3x10 6 weeks of primary blast cells derived from peripheral blood from patients with primary ALL into mice. Mice were monitored for engraftment for 10-13 weeks via tail vein bleed. When the serum CD19+ cells reached 2:10 cells/μL, as indicated, mice were administered CART19 (cells 2-5×10 6 weeks) and antibody therapy was initiated for a total of 10 days. Mice were weighed daily as a measure of well-being. Mice brain MRI was taken 5-6 days after CART19 injection, and blood was drawn from the tail vein 4-11 days after CART19 injection for cytokine and T cell analysis (two independent experiments). 12B includes graphs showing that the combination of GM-CSF neutralization and CART19 is equally effective as the combination of CART19 and an isotype control antibody in controlling CD19+ burden on ALL cells (representative experiment, 3 mice/group, CART19) 11 days post injection, *p<0.05 between GM-CSF neutralization + CART19 and isotype control + CART19, T-test, mean ± SEM). FIG. 12C includes photographs showing that T1 enhancement is observed in brain MRI with CART19 therapy, suggesting cerebral blood-brain barrier disruption and potential edema (3 mice/group, 5-post CART19 injection).
13A-13D show that GM-CSF neutralization in vivo alleviates cytokine release syndrome following CART19 therapy in a xenograft model . 13A includes graphs showing that lenzilumab and anti-mouse GM-CSF antibody prevented CRS-induced weight loss compared to mice treated with CART19 and an isotype control antibody (3 mice/group, two-way ANOVA; mean ± SEM). 13B includes graphs showing neutralization of human GM-CSF in a patient-derived xenograft model treated with lenzilumab and mouse GM-CSF neutralizing antibody (3 mice/group, *** p<0.001, * p< 0.05, T-test, mean ± SEM). 13C includes a heat map showing that human cytokines (sera collected 11 days after CART19 injection) exhibit a typical cytokine increase in CRS after CART19 treatment. Upon GM-CSF neutralization, as indicated in the panel, several cytokines were significantly reduced (3 mice/group, CART19), including several bone marrow-associated cytokines, compared to mice treated with CART19 and an isotype control antibody, as indicated in the panel. *** p<0.001, ** p<0.01, * p<0.05, T- between isotype control-treated mice receiving CAR-T cell therapy and sera at day 11 post-injection, GM-CSF neutralizing antibody treated mice black). 13D includes a heat map showing that mouse cytokines (sera collected 11 days after CART19 injection) show an increase in mouse cytokines typical of CRS after CART19 treatment. GM-CSF neutralization significantly reduced several cytokines, including several myeloid differentiation cytokines, compared to CART19 treatment with control antibody as indicated in the panel (3 mice/group, day 11 post CART19 sera, GM- *p<0.05, T-test between CSF-neutralizing antibody-treated mice and isotype control-treated mice receiving CAR-T cell therapy).
14A-14D show that in vivo GM-CSF neutralization relieves neuroinflammation after CART19 therapy in a xenograft model. 14A and 14B show gadolinium-enhanced T1-high-intensity signal (cubic mm) MRI, wherein GM-CSF neutralization is useful in reducing brain inflammation, lowering blood-brain barrier disruption and possible edema compared to isotype control (A). ((A) Representative photos, (B) 3 mice/group, **p<0.01, *p<0.05, one-way ANOVA, mean±SD). 14C includes graphs showing the presence of human CD3 T cells in the brain after treatment with CART19 therapy. Upon GM-CSF neutralization, a trend was observed to decrease CD3 infiltration in the brain (3 mice/group, mean ± SEM), as analyzed by flow cytometry in the brain hemispheres. 14D shows that CD11b+ bright macrophages are reduced in the brain of mice receiving GM-CSF neutralization during CAR-T therapy compared to isotype controls on CAR-T therapy, as analyzed by flow cytometry in brain hemispheres. Graphs are included (3 mice/group, mean±SEM).
15 shows an example of the construction of GM-CSF k / o CART19 cells. The experimental design describes the outline ( FIG. 15A ), the gRNA sequence ( FIG. 15B ) and the primer sequence for constructing the GM-CSFk/o CART19 ( FIG. 15B ). To construct GM-CSF k /o CART19 cells, gRNA was cloned into a Cas9 lentiviral vector under the control of the U6 promoter and used for lentiviral production. T cells derived from normal donors were stimulated with CD3/CD28 beads and double transduced with CAR19 virus and CRISPR/Cas9 virus 24 hours later. CD3/CD28 magnetic beads were removed on
16 depicts a flowchart of the procedure used for RNA sequencing. Binary base call data were converted to fastq using Illumina bcl2fastq software. Adapter sequences were removed using Trimmomatic and qualitatively checked using FastQC. The latest human (GRCh38) and mouse (GRCm38) reference genomes were downloaded from NCBI. A genomic index file was generated with STAR30 and paired end reads were mapped to the genome for each condition. Expression values for each gene were calculated using HTSeq, and differential expression was calculated using DeSeq2. Gene ontology was evaluated using Enrichr.
Figures 17A-17B show that, as detailed in Example 4 , CD14+ cells make up a high proportion of the CNS cell population in
본원은 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하된 T 세포 (예를 들어, 키메라 항원 수용체 (CAR) T 세포 (CART))를 구축하기 위한 방법 및 물질을 제공한다. 일부 경우에, T 세포 (예를 들어, CART)는 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산을 KO 시키도록 조작되지 않은 T 세포와 비교해) T 세포에서 GM-CSF 폴리펩타이드 발현을 감소시키기 위해 GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산을 넉아웃 (KO) 시키도록 조작할 수 있다. GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산을 KO 시키도록 조작된 T 세포는, 본원에서, 또한, GM-CSF KO T 세포로 지칭될 수 있다. 일부 경우에, 본원에 제공된 방법 및 물질을 이용해 골수 세포를 조절할 수 있다. 일부 경우에, 본원에 제공된 방법 및 물질을 이용해 골수 세포를 고갈시킬 수 있다. 일부 경우에, 본원에 제공된 방법 및 물질을 이용해 T 세포 (예를 들어, CART)의 효능을 강화할 수 있다.Disclosed herein are methods for constructing T cells (eg, chimeric antigen receptor (CAR) T cells (CART)) with reduced expression levels of one or more cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptide) and provide material. In some cases, the T cell (eg, CART) inhibits GM-CSF polypeptide expression in the T cell (eg, as compared to a T cell that has not been engineered to KO a nucleic acid encoding the GM-CSF polypeptide). It can be engineered to knock out (KO) the nucleic acid encoding the GM-CSF polypeptide to reduce it. T cells engineered to KO a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide may also be referred to herein as GM-CSF KO T cells. In some cases, the methods and materials provided herein can be used to modulate bone marrow cells. In some cases, the methods and materials provided herein can be used to deplete bone marrow cells. In some cases, the methods and materials provided herein can be used to enhance the efficacy of T cells (eg, CARTs).
본원에 제공된 T 세포 (예를 들어, CART)는 임의의 적절한 사이토카인 폴리펩타이드 또는 사이토카인 폴리펩타이드들의 조합의 발현 수준이 저하되도록 설계할 수 있다. 예를 들어, 본원에 제공된 T 세포 (예를 들어, CART)는 GM-CSF 폴리펩타이드, 인터루킨 6 (IL-6) 폴리펩타이드, G-CSF, 인터페론 γ (IFN-g) 폴리펩타이드, IL-lB 폴리펩타이드, IL-10 폴리펩타이드, 단핵구 화학주성인자 단백질 1 (MCP-1) 폴리펩타이드, γ (MIG) 폴리펩타이드에 의해 유도된 모노카인, 대식세포 염증성 단백질 (MIP) 폴리펩타이드 (예를 들어, MIP-1β 폴리펩타이드), 종양 괴사 인자 α (TNF-α) 폴리펩타이드, IL-2 폴리펩타이드, 퍼포린 (perforin) 폴리펩타이드 또는 이들의 임의 조합의 발현 수준이 저하되도록 설계할 수 있다. 예를 들어, T 세포는 GM-CSF 및 IL-6 폴리펩타이드 둘다의 발현 수준이 저하되도록 설계할 수 있다.T cells (eg, CARTs) provided herein can be designed to have reduced expression levels of any suitable cytokine polypeptide or combination of cytokine polypeptides. For example, a T cell (eg, CART) provided herein can be a GM-CSF polypeptide, interleukin 6 (IL-6) polypeptide, G-CSF, interferon γ (IFN-g) polypeptide, IL-1B Polypeptides, IL-10 polypeptides, monocyte chemoattractant protein 1 (MCP-1) polypeptides, monokines induced by γ (MIG) polypeptides, macrophage inflammatory protein (MIP) polypeptides (e.g., MIP-1β polypeptide), tumor necrosis factor α (TNF-α) polypeptide, IL-2 polypeptide, perforin polypeptide, or any combination thereof can be designed to decrease the expression level. For example, T cells can be designed to have reduced expression levels of both the GM-CSF and IL-6 polypeptides.
일 측면에서, 본 발명은, GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM- CSF k /o CAR-T 세포)을 포함하는 CAR-T 세포를 개체에 투여하는 단계를 포함하며, CAR-T 세포의 투여가 면역요법-관련 독성을 낮추거나 또는 방지하는, 개체에서 면역요법의 항-종양 효과를 강화하는 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 본 방법은 개체에게 항-hGM-CSF 항체를 투여하는 단계를 더 포함하며, 항-hGM-CSF 항체는 인간 GM-CSF에 결합하여 중화하는 재조합 항-hGM-CSF 항체이다. 특정 구현예에서, 본 방법은 개체에게 항-hGM-CSF 항체를 투여하는 단계를 포함한다. 다른 구현예에서, 면역요법-관련 독성 CAR-T는 사이토카인 방출 증후군 (CRS), 신경독성 (NT), 신경염증 또는 이들의 조합을 포함한다.In one aspect, the present invention, GM - CSF gene for inactivation, GM- CSF gene administering the CAR-T cells in the individual, including gene knockdown or knockout (GM- CSF k / o CAR-T cells) A method for enhancing the anti-tumor effect of immunotherapy in a subject is provided, comprising: administering CAR-T cells lowers or prevents immunotherapy-related toxicity. In one embodiment of the methods provided herein, the method further comprises administering to the individual an anti-hGM-CSF antibody, wherein the anti-hGM-CSF antibody binds to and neutralizes human GM-CSF. hGM-CSF antibody. In certain embodiments, the method comprises administering to the subject an anti-hGM-CSF antibody. In other embodiments, the immunotherapy-related toxic CAR-T comprises cytokine release syndrome (CRS), neurotoxicity (NT), neuroinflammation, or a combination thereof.
본원에 제공된 방법에 대한 특정 구현예에서, (i) GM- CSF 유전자 불활성화, GM-CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM- CSF k /o CAR-T 세포)을 포함하는, CAR-T 세포, 또는 (ii) CAR-T 세포; 및 항-hGM-CSF 항체의 투여는, 개체의 중추 신경계 (CNS)로의 CD14+ 골수 세포 이동을 감소시키거나 또는 방지한다. 일 구현예에서, 개체의 중추 신경계 (CNS)에서 높은 수준의 CD14+ 골수 세포는 신경독성의 지표이다. CNS에서 CD14+ 골수 세포의 수준은 요추 천자를 수행하여 뇌척수액 (CSF) 샘플을 취한 다음 CSF에서, 예를 들어 유세포 측정 분석 (유세포 측정)), ELISA, 항-CD14-FITC 단일클론 항체 또는 기타 적합한 측정 기법에 의해 CD14+ 세포를 측정함으로써, 결정한다.In certain embodiments of the methods provided herein, a CAR-T cell comprising (i) GM- CSF gene inactivation, GM-CSF gene knockdown or gene knockout ( GM- CSF k /o CAR-T cell) , or (ii) CAR-T cells; and administration of the anti-hGM-CSF antibody reduces or prevents CD14+ bone marrow cell migration into the central nervous system (CNS) of the individual. In one embodiment, high levels of CD14+ bone marrow cells in the subject's central nervous system (CNS) are indicative of neurotoxicity. The level of CD14+ bone marrow cells in the CNS is determined by performing a lumbar puncture to take a cerebrospinal fluid (CSF) sample and then in the CSF, e.g., by flow cytometric analysis (flow cytometry), ELISA, anti-CD14-FITC monoclonal antibody or other suitable measurement. It is determined by measuring CD14+ cells by the technique.
본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 항-hGM-CSF 항체가 투여된 개체의 객관적 반응률 (objective response rate)이 항-hGM-CSF 항체가 투여되지 않은 개체와 비교해 개선된다. 특정 구현예에서, 객관적 반응률은 완전 반응률 또는 부분 반응률이다. 다른 구현예에서, 개체의 무진행 생존 및/또는 생존이 항-hGM-CSF 항체 및/또는 GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM-CSF k/o CAR-T 세포)을 포함하는 CAR-T 세포를 투여하지 않은 개체와 비교해 개선된다. 추가적인 구현예에서, 생존은 개체의 전체 생존 (overall survival)이다. 다른 구현예에서, 항-hGM-CSF 항체는, GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 GM- CSF k /o CAR-T 세포를 포함하는 CAR-T 세포를 투여하기 전, 투여하는 중 또는 투여한 후, 개체에 투여한다.In one embodiment of the methods provided herein, the objective response rate of a subject administered an anti-hGM-CSF antibody is improved as compared to a subject not administered an anti-hGM-CSF antibody. In certain embodiments, the objective response rate is a complete response rate or a partial response rate. In another embodiment, progression-free survival and/or survival of the individual is determined by anti-hGM-CSF antibody and/or GM - CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or gene knockout ( GM-CSF k/o CAR-T cells) compared to subjects not administered CAR-T cells. In a further embodiment, survival is the individual's overall survival. In another embodiment, the anti-hGM-CSF antibody is administered prior to administering CAR-T cells comprising GM- CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or GM- CSF k /o CAR-T cells. Administer to the subject during or after administration.
본원에 제공된 방법에 대한 특정 구현예에서, 면역요법은 키메라 항원 수용체-발현성 T 세포 (CAR T-세포)의 투여를 포함한다. 일 구현예에서, CAR T-세포는 CART19 세포이다. 본원에 제공된 청구항 1의 방법에 대한 다른 구현예에서, 면역요법은 T-세포 수용체 (TCR) 변형된 T-세포, 종양-침윤성 림프구 (TIL), 키메라 항원 수용체 (CAR)-변형된 자연 살상 세포 또는 수지상 세포 또는 이들의 임의 조합의 투여로 이루어진 군으로부터 선택되는 입양 세포 전달을 포함한다. 일부 구현예에서, 면역요법은 단일클론 항체, 사이토카인, 암 백신, T 세포 관련 이중 특이성 항체 (T cell engaging bispecific antibody) 또는 이들의 임의 조합의 투여를 포함한다. 특정 구현예에서, 개체는 암에 걸린 개체이다. 특정 구현예에서, 암은 림프종 또는 백혈병이다. 다른 구현예에서, 림프종은 미만성 거대 B 세포 림프종 (DLBCL)이다. 또 다른 구현예에서, 백혈병은 급성 림프모구성 백혈병 (ALL)이다.In certain embodiments of the methods provided herein, the immunotherapy comprises administration of chimeric antigen receptor-expressing T cells (CAR T-cells). In one embodiment, the CAR T-cell is a CART19 cell. In another embodiment of the method of
다른 측면에서, 본 발명은, GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM-CSFk /o CAR-T 세포)를 포함하는 CAR-T 세포를 개체에 투여하는 단계를 포함하는, 면역요법으로 처치된 개체에서 non-GM-CSF 사이토카인의 수준을 낮추는 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 특정 구현예에서, 이 방법은 개체에 항-hGM-CSF 항체를 투여하는 단계를 더 포함한다. 다른 구현예에서, non-GM-CSF 사이토카인은 IP-10, IL-1a, IL-1b, IL-2, IL-3, IL-4, IL-5, IL-6, IL-1Ra, IL-9, IL-10, VEGF, TNF-a, FGF-2, IFN-γ, IL-12p40, IL-12p70, sCD40L, KC, MDC, MCP-1, MIP-1a, MIP-1b 또는 이들의 조합이다. 본원에 제공된 방법에 대한 다른 구현예에서, 면역요법-관련 독성 CAR-T는 CRS, NT, 신경염증 또는 이들의 조합을 포함한다.In another aspect, the present invention, GM- CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or the gene knockout (GM-CSF k / o CAR -T cells), the method comprising administering a CAR-T cells in the object containing the Provided is a method of lowering the level of a non-GM-CSF cytokine in a subject treated with immunotherapy, comprising: In certain embodiments of the methods provided herein, the method further comprises administering to the individual an anti-hGM-CSF antibody. In other embodiments, the non-GM-CSF cytokine is IP-10, IL-1a, IL-1b, IL-2, IL-3, IL-4, IL-5, IL-6, IL-1Ra, IL -9, IL-10, VEGF, TNF-a, FGF-2, IFN-γ, IL-12p40, IL-12p70, sCD40L, KC, MDC, MCP-1, MIP-1a, MIP-1b or a combination thereof am. In other embodiments of the methods provided herein, the immunotherapy-related toxic CAR-T comprises CRS, NT, neuroinflammation, or a combination thereof.
일 측면에서, 본 발명은 표적화된 게놈 편집 또는 GM-CSF 유전자 침묵화를 포함하는 세포에서 GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 GM- CSF 넉아웃 (KO)을 달성하는 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 이 방법은 핵산 절단 효소로서 엔도뉴클레아제를 더 포함한다. 일부 구현예에서, 엔도뉴클레아제는 Fok1 제한 효소 또는 flap 엔도뉴클레아제 1 (FEN-1)이다. 특정 구현예에서, 엔도뉴클레아제는 Cas9 CRISPR 관련 단백질 9 (Cas9)이다. 특정 구현예에서, CRISPR/Cas9에 의한 GM- CSF 유전자 불활성화는 GM-CSF 유전자를 엑손 1, 엑손 2, 엑손 3 또는 엑손 4에서 표적화하고, 편집한다. 일 구현예에서, CRISPR/Cas9을 포함하는 GM-CSF 유전자 불활성화는 GM-CSF 유전자를 엑손 3에서 표적화하고, 편집한다. 다른 구현예에서, CRISPR/Cas9을 포함하는 GM- CSF 유전자 불활성화는 GM-CSF 유전자를 엑손 1에서 표적화하고, 편집한다. In one aspect, the present invention provides a method of achieving GM- CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or GM- CSF knockout (KO) in a cell comprising targeted genome editing or GM-CSF gene silencing do. In one embodiment of the methods provided herein, the method further comprises an endonuclease as a nucleic acid cleaving enzyme. In some embodiments, the endonuclease is a Fok1 restriction enzyme or flap endonuclease 1 (FEN-1). In certain embodiments, the endonuclease is Cas9 CRISPR related protein 9 (Cas9). In certain embodiments, GM- CSF gene inactivation by CRISPR/Cas9 targets and edits the GM-CSF gene in
또 다른 구현예에서, GM- CSF 유전자 불활성화는 복수의 CRISPR/Cas9 효소를 포함하며, 각각의 Cas9 효소는 엑손 1, 엑손 2, 엑손 3 또는 엑손 4에서 GM-CSF 유전자의 여러 서열들을 표적화하고, 편집한다. 다른 구현예에서, GM- CSF 유전자 불활성화는 GM-CSF 유전자를 표적화하여 넉아웃/불활성화하는 이중 대립유전자 (bi-allelic) CRISPR/Cas9을 포함한다.In another embodiment, the GM- CSF gene inactivation comprises a plurality of CRISPR/Cas9 enzymes, each Cas9 enzyme targeting multiple sequences of the GM-CSF gene in
본원에 제공된 방법에 대한 특정 구현예에서, 이 방법은 이중 대립유전자 넉아웃/불활성화를 강화하기 위해 일차 T 세포에 발프로산을 처리하는 단계를 더 포함한다. 다른 구현예에서, 표적화된 게놈 편집은 징크 핑거 (ZnF) 단백질을 포함한다. 특정 구현예에서, 표적화된 게놈 편집은 전사 활성인자-유사 작동자 뉴클레아제 (transcription activator-like effector nucleases, TALENS)를 포함한다. 특정 구현예에서, 표적화된 게놈 편집은 호밍 ((homing) 엔도뉴클레아제를 포함하며, 여기서 호밍 엔도뉴클레아제는 ARC 뉴클레아제 (ARCUS) 또는 메가뉴클레아제이다. 본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 표적화된 게놈 편집은 flap 엔도뉴클레아제 (FEN-1)를 포함한다. 특정 구현예에서, 세포는 CAR T 세포이다. 특정 구현예에서, CAR T 세포는 CD19 CAR-T 세포이다. 다른 구현예에서, CAR T 세포는 BCMA CAR-T 세포이다. 다른 구현예에서, GM-CSF 유전자 침묵화는 RNA 간섭 (RNAi), 짧은 간섭 RNA (siRNA) 및 DNA-특이적인 RNA 간섭 (ddRNAi)으로 이루어진 군으로부터 선택된다.In certain embodiments of the methods provided herein, the method further comprises treating the primary T cells with valproic acid to enhance biallelic knockout/inactivation. In another embodiment, the targeted genome editing comprises a zinc finger (ZnF) protein. In certain embodiments, targeted genome editing comprises transcription activator-like effector nucleases (TALENS). In certain embodiments, targeted genome editing comprises a homing endonuclease, wherein the homing endonuclease is an ARC nuclease (ARCUS) or a meganuclease. In one embodiment, targeted genome editing comprises flap endonuclease (FEN-1).In certain embodiments, the cell is a CAR T cell.In certain embodiments, the CAR T cell is a CD19 CAR-T cell. In another embodiment, the CAR T cell is a BCMA CAR-T cell. In another embodiment, the GM-CSF gene silencing is RNA interference (RNAi), short interfering RNA (siRNA) and DNA-specific RNA interference ( ddRNAi).
일 측면에서, 본 발명은, 핵산 구조체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 핵산 구조체가 a) 가이드 RNA를 코딩하는 핵산으로서, 가이드 RNA가 GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인, 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산, 및 c) 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 포함하는, 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 가이드 RNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 다른 구현예에서, Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제이다. 추가적인 구현예에서, 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 다른 구현예에서, 핵산 구조체는 바이러스 벡터이다. 특정 구현예에서, 바이러스 벡터는 렌티바이러스 벡터이다. 추가적인 구현예에서, 키메라 항원 수용체는 종양-관련 항원을 표적화한다. 다른 구현예에서, 종양-관련 항원은 CD19이다. 추가적인 구현예에서, 도입하는 단계는 형질도입을 포함한다.In one aspect, the present invention provides a nucleic acid construct comprising the step of introducing a nucleic acid construct into an ex vivo T cell, wherein the nucleic acid construct comprises: a) a nucleic acid encoding a guide RNA, wherein the guide RNA is complementary to a GM-CSF messenger RNA; A chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of a granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide comprising b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease, and c) a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor. It provides a manufacturing method of In one embodiment of the methods provided herein, the guide RNA comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:1. In other embodiments, the Cas nuclease is a Cas9 nuclease. In a further embodiment, the nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. In another embodiment, the nucleic acid construct is a viral vector. In certain embodiments, the viral vector is a lentiviral vector. In a further embodiment, the chimeric antigen receptor targets a tumor-associated antigen. In another embodiment, the tumor-associated antigen is CD19. In a further embodiment, the step of introducing comprises transduction.
다른 측면에서, 본 발명은, 복합체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 복합체가 a) GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인 가이드 RNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함하는, 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 가이드 RNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 다른 구현예에서, Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제이다. 특정 구현예에서, 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 다른 구현예에서, 복합체는 리보핵산단백질이다. 추가적인 구현예에서, 키메라 항원 수용체는 종양-관련 항원을 표적화한다. 특정 구현예에서, 종양-관련 항원은 CD19이다. 본원에 제공된 방법에 대한 다른 구현예에서, 도입하는 단계는 전기천공을 포함한다.In another aspect, the present invention provides a method comprising: introducing a complex into an ex vivo T cell; and introducing a nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor into the T cell ex vivo, wherein the complex comprises: a) a guide RNA complementary to the GM-CSF messenger RNA; and b) a method for producing a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide, comprising a Cas nuclease. In one embodiment of the methods provided herein, the guide RNA comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:1. In other embodiments, the Cas nuclease is a Cas9 nuclease. In certain embodiments, the nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. In another embodiment, the complex is a ribonucleic acid protein. In a further embodiment, the chimeric antigen receptor targets a tumor-associated antigen. In certain embodiments, the tumor-associated antigen is CD19. In another embodiment of the methods provided herein, the step of introducing comprises electroporation.
다른 측면에서, 본 발명은, 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포를 포유류에 투여하는 단계를 포함하는, 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법을 제공한다. 특정 구현예에서, 포유류는 인간이다. 다른 구현예에서, 암은 림프종이다. 추가적인 구현예에서, 림프종은 미만성 거대 B 세포 림프종이다. 다른 구현예에서, 암은 백혈병이다. 다른 구현예에서, 백혈병은 급성 림프모구성 백혈병이다. 일 구현예에서, 키메라 항원 수용체는 종양-관련 항원을 표적화한다. 특정 구현예에서, 종양-관련 항원은 CD19이다.In another aspect, the present invention provides a method for treating a mammal with cancer comprising administering to the mammal a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide. provide a way In certain embodiments, the mammal is a human. In another embodiment, the cancer is lymphoma. In a further embodiment, the lymphoma is diffuse large B-cell lymphoma. In another embodiment, the cancer is leukemia. In another embodiment, the leukemia is acute lymphoblastic leukemia. In one embodiment, the chimeric antigen receptor targets a tumor-associated antigen. In certain embodiments, the tumor-associated antigen is CD19.
일 측면에서, 본 발명은, 핵산 구조체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 핵산 구조체가 a) 가이드 RNA를 코딩하는 핵산으로서, 가이드 RNA가 사이토카인 메신저 RNA에 상보적인, 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산, 및 c) 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 포함하는, 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 특정 구현예에서, 사이토카인 폴리펩타이드는 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드 및/또는 인터루킨 6 (IL-6) 폴리펩타이드를 포함한다. 특정 구현예에서, 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드이고, 가이드 RNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 일 구현예에서, Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제이다. 다른 구현예에서, 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 추가적인 구현예에서, 핵산 구조체는 바이러스 벡터이다. 특정 구현예에서, 바이러스 벡터는 렌티바이러스 벡터이다. 다른 구현예에서, 키메라 항원 수용체는 종양-관련 항원을 표적화한다. 다양한 구현예들에서, 종양-관련 항원은 CD19이다. 다른 구현예에서, 도입하는 단계는 형질도입을 포함한다.In one aspect, the present invention provides a nucleic acid construct comprising the step of introducing a nucleic acid construct into an ex vivo T cell, wherein the nucleic acid construct comprises: a) a nucleic acid encoding a guide RNA, wherein the guide RNA is complementary to a cytokine messenger RNA; Provided is a method for producing a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of a cytokine polypeptide comprising b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease, and c) a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor. In certain embodiments of the methods provided herein, the cytokine polypeptide comprises a granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide and/or an interleukin 6 (IL-6) polypeptide. In certain embodiments, the cytokine polypeptide is a GM-CSF polypeptide and the guide RNA comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. In one embodiment, the Cas nuclease is a Cas9 nuclease. In another embodiment, the nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. In a further embodiment, the nucleic acid construct is a viral vector. In certain embodiments, the viral vector is a lentiviral vector. In other embodiments, the chimeric antigen receptor targets a tumor-associated antigen. In various embodiments, the tumor-associated antigen is CD19. In another embodiment, the step of introducing comprises transduction.
다른 측면에서, 본 발명은, 복합체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 복합체가 a) 사이토카인 메신저 RNA에 상보적인 가이드 RNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함하는, 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포의 제조 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 사이토카인 폴리펩타이드는 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드 및/또는 인터루킨 6 (IL-6) 폴리펩타이드를 포함한다. 특정 구현예에서, 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드이며, 가이드 RNA는 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 다른 구현예에서, Cas 뉴클레아제는 Cas9 뉴클레아제이다. 다른 구현예에서, 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산은 서열번호 2에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 추가적인 구현예에서, 복합체는 리보핵산단백질이다. 또 다른 구현예에서, 키메라 항원 수용체는 종양-관련 항원을 표적화한다. 특정 구현예에서, 종양-관련 항원은 CD19이다. 다른 구현예에서, 도입하는 단계는 전기천공을 포함한다.In another aspect, the present invention provides a method comprising: introducing a complex into an ex vivo T cell; and introducing a nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor into the T cell ex vivo, wherein the complex comprises: a) a guide RNA complementary to a cytokine messenger RNA; and b) a method for producing a chimeric antigen receptor T cell with a reduced level of a cytokine polypeptide, comprising a Cas nuclease. In one embodiment of the methods provided herein, the cytokine polypeptide comprises a granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide and/or an interleukin 6 (IL-6) polypeptide. In certain embodiments, the cytokine polypeptide is a GM-CSF polypeptide and the guide RNA comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. In other embodiments, the Cas nuclease is a Cas9 nuclease. In another embodiment, the nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:2. In a further embodiment, the complex is a ribonucleic acid protein. In another embodiment, the chimeric antigen receptor targets a tumor-associated antigen. In certain embodiments, the tumor-associated antigen is CD19. In another embodiment, the step of introducing comprises electroporation.
또 다른 측면에서, 본 발명은 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하된 키메라 항원 수용체 T 세포를 포유류에 투여하는 단계를 포함하는 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법을 제공한다. 본원에 제공된 방법에 대한 일 구현예에서, 사이토카인 폴리펩타이드는 과립구-대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 폴리펩타이드 및/또는 인터루킨 6 (IL-6) 폴리펩타이드를 포함한다. 다른 구현예에서, 사이토카인 폴리펩타이드는 GM-CSF 폴리펩타이드이고, 가이드 RNA은 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함한다. 추가적인 구현예에서, 포유류는 인간이다. 다른 구현예에서, 암은 림프종이다. 또 다른 구현예에서, 림프종은 미만성 거대 B 세포 림프종이다. 다른 구현예에서, 암은 백혈병이다. 추가적인 구현예에서, 백혈병은 급성 림프모구성 백혈병이다. 일 구현예에서, 키메라 항원 수용체는 종양-관련 항원을 표적화한다. 특정 구현예에서, 종양-관련 항원은 CD19이다.In another aspect, the present invention provides a method of treating a mammal with cancer comprising administering to the mammal a chimeric antigen receptor T cell with reduced levels of a cytokine polypeptide. In one embodiment of the methods provided herein, the cytokine polypeptide comprises a granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) polypeptide and/or an interleukin 6 (IL-6) polypeptide. In another embodiment, the cytokine polypeptide is a GM-CSF polypeptide and the guide RNA comprises the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO: 1. In a further embodiment, the mammal is a human. In another embodiment, the cancer is lymphoma. In another embodiment, the lymphoma is diffuse large B-cell lymphoma. In another embodiment, the cancer is leukemia. In a further embodiment, the leukemia is acute lymphoblastic leukemia. In one embodiment, the chimeric antigen receptor targets a tumor-associated antigen. In certain embodiments, the tumor-associated antigen is CD19.
일 측면에서, 본 발명은, 핵산 구조체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 핵산 구조체가 a) 가이드 RNA를 코딩하는 핵산으로서, 가이드 RNA가 GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인, 핵산; b) Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산, 및 c) 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 포함하는, 키메라 항원 수용체 T 세포의 T 세포 작동자 기능을 개선하는 방법을 제공한다.In one aspect, the present invention provides a nucleic acid construct comprising the step of introducing a nucleic acid construct into an ex vivo T cell, wherein the nucleic acid construct comprises: a) a nucleic acid encoding a guide RNA, wherein the guide RNA is complementary to a GM-CSF messenger RNA; A method of improving T cell effector function of a chimeric antigen receptor T cell is provided comprising b) a nucleic acid encoding a Cas nuclease, and c) a nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor.
다른 측면에서, 본 발명은, 복합체를 생체외 T 세포에 도입하는 단계; 및 키메라 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 생체외 T 세포에 도입하는 단계를 포함하며, 복합체가 a) GM-CSF 메신저 RNA에 상보적인 가이드 RNA; 및 b) Cas 뉴클레아제를 포함하는, 키메라 항원 수용체 T 세포의 T 세포 작동자 기능을 개선하는 방법을 제공한다.In another aspect, the present invention provides a method comprising: introducing a complex into an ex vivo T cell; and introducing a nucleic acid encoding the chimeric antigen receptor into the T cell ex vivo, wherein the complex comprises: a) a guide RNA complementary to the GM-CSF messenger RNA; and b) a Cas nuclease.
본원에서, 사이토카인 (예, GM-CSF)의 발현 수준과 관련하여, 용어 "수준이 저하된"은, 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF)의 기준 발현 수준보다 낮은 임의의 수준을 의미한다. 본원에서, 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF)과 관련하여, 용어 "기준 수준"은, 본원에 기술된 바와 같이, 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하되도록 조작되지 않은 하나 이상의 포유류 (예, 인간) 샘플 (예, 대조군 샘플)에서 전형적으로 관찰되는 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF)의 수준을 의미한다. 대조군 샘플은, 비-제한적으로, 야생형 T 세포 (예, GM-CSF KO T 세포가 아닌 T 세포)인 T 세포를 포함할 수 있다. 일부 경우에, 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준 저하는 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF)의 검출가능한 수준일 수 있다. 일부 경우에, GM-CSF 폴리펩타이드의 발현 수준 저하는 GM-CSF의 수준 소실일 수 있다.As used herein, the term "decreased" with respect to the expression level of a cytokine (eg GM-CSF) means any level that is lower than a reference expression level of a cytokine (eg GM-CSF) do. As used herein, the term “reference level” in the context of a cytokine (eg, GM-CSF), as described herein, refers to a decrease in the expression level of a cytokine (eg, GM-CSF polypeptide). refers to the level of a cytokine (eg, GM-CSF) typically observed in one or more mammalian (eg, human) samples (eg, control samples) that have not been manipulated as much as possible. A control sample can include, but is not limited to, T cells that are wild-type T cells (eg, T cells that are not GM-CSF KO T cells). In some cases, a decrease in the expression level of a cytokine polypeptide (eg, GM-CSF polypeptide) may be a detectable level of a cytokine (eg, GM-CSF). In some cases, lowering the expression level of a GM-CSF polypeptide may be a loss of the level of GM-CSF.
일부 경우에, GM-CSF KO T 세포와 같이, 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포는 (예를 들어, 본원에 기술된 바와 같이, 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하되도록 조작되지 않은 CART와 비교해) T 세포 탈과립 및 사이토카인의 방출과 같은 정상적인 T 세포 기능을 유지할 수 있다.In some cases, T cells with reduced (eg, engineered to lower) expression levels of one or more cytokine polypeptides (eg, cytokines, as described herein), such as GM-CSF KO T cells, are can maintain normal T cell functions such as T cell degranulation and cytokine release (compared to CART not engineered to have reduced expression levels of eg GM-CSF polypeptide).
일부 경우에, GM-CSF 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)의 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포는 (예, 본원에 기술된 바와 같이, GM-CSF의 수준이 감소되도록 조작되지 않은 CART와 비교해) 항-종양 활성, 증식, 세포 사멸, 사이토카인 생산, 고갈 감수성 (exhaustion susceptibility), 항원 특이 작동자 기능, 지속성 (persistence) 및 분화와 같은 CART 기능이 강화될 수 있다.In some cases, T cells with reduced (eg, engineered to be lowered) levels of GM-CSF polypeptide (eg, GM-CSF KO T cells) are (eg, GM-CSF KO T cells, as described herein) CART functions such as anti-tumor activity, proliferation, apoptosis, cytokine production, exhaustion susceptibility, antigen-specific effector function, persistence and differentiation compared to non-engineered CART can be strengthened
일부 경우에, GM-CSF 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)의 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포는, (예, 본원에 기술된 바와 같이, GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 감소되도록 조작되지 않은 CART와 비교해) T 세포 증폭성이 강화될 수 있다.In some cases, T cells with reduced (eg, engineered to be lowered) levels of a GM-CSF polypeptide (eg, GM-CSF KO T cells) are (eg, as described herein, GM-CSF KO T cells) T cell amplification may be enhanced (compared to CART not engineered to have reduced levels of CSF polypeptide).
GM-CSF KO T 세포와 같이 하나 이상의 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포는 임의의 적절한 T 세포일 수 있다. T 세포는 나이브 (naive) T 세포일 수 있다. 본원에 기술된 바와 같이, 하나 이상의 사이토카인의 발현 수준이 저하되도록 설계될 수 있는 T 세포의 예로는, 비-제한적으로, 세포독성 T 세포 (예를 들어, CD4+ CTL 및/또는 CD8+ CTL)를 포함한다. 예를 들어, 본원에 기술된 바와 같이 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하되도록 조작할 수 있는 T 세포는 CART일 수 있다. 일부 경우에, 하나 이상의 T 세포는 포유류 (예, 암에 걸린 포유류)로부터 수득할 수 있다. 예를 들어, T 세포는 본원에 기술된 물질 및 방법으로 치료할 포유류로부터 수득할 수 있다.A T cell with reduced (eg, engineered to be lowered) expression levels of one or more cytokines (eg, a GM-CSF polypeptide), such as a GM-CSF KO T cell, may be any suitable T cell. The T cell may be a naive T cell. As described herein, examples of T cells that can be designed to have reduced expression levels of one or more cytokines include, but are not limited to, cytotoxic T cells (eg, CD4+ CTLs and/or CD8+ CTLs). include For example, a T cell that can be engineered to lower the level of a GM-CSF polypeptide as described herein may be a CART. In some cases, the one or more T cells can be obtained from a mammal (eg, a mammal with cancer). For example, T cells can be obtained from a mammal to be treated with the materials and methods described herein.
GM-CSF KO T 세포와 같이 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포는 임의의 적절한 방법을 이용해 구축할 수 있다. 일부 경우에, T 세포 (예를 들어, CART)는 GM-CSF 폴리펩타이드를 KO 시켜 T 세포에서 GM-CSF 폴리펩타이드의 발현을 감소시키도록 조작할 수 있다.T cells with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of one or more cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptides), such as GM-CSF KO T cells, can be constructed using any suitable method. can In some cases, a T cell (eg, CART) can be engineered to KO the GM-CSF polypeptide to reduce expression of the GM-CSF polypeptide in the T cell.
일부 경우에, T 세포 (예를 들어, CART)가 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)을 코딩하는 핵산을 KO 시켜 T 세포에서 사이토카인 폴리펩타이드의 발현을 저하하도록 조작되는 경우, 임의의 적절한 방법을 이용해 사이토카인을 코딩하는 핵산을 KO 시킬 수 있다. 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산 서열을 넉아웃시키기 위해 이용할 수 있는 기법의 예로는, 비-제한적으로, 유전자 편집, 상동적인 재조합, 비-상동적인 말단 연결 (non-homologous end joining) 및 미세상동성 말단 연결 (microhomology end joining)을 포함한다. 예를 들어, (예, 조작된 뉴클레아제를 이용한) 유전자 편집을 이용해 GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산을 KO 시킬 수 있다. 게놈 편집에 이용가능한 뉴클레아제로는, 비-제한적으로, CRISPR-부속 (Cas) 뉴클레아제, 징크 핑거 뉴클레아제 (ZFN), 전사 활성인자-유사 작동자 (TALE) 뉴클레아제 및 호밍 엔도뉴클레아제 (HE; 메가뉴클레아제라고도 함)를 포함한다.In some cases, when a T cell (eg, CART) is engineered to KO a nucleic acid encoding a cytokine (eg, a GM-CSF polypeptide) to decrease expression of the cytokine polypeptide in the T cell, Any suitable method can be used to KO a nucleic acid encoding a cytokine. Examples of techniques that can be used to knock out a nucleic acid sequence encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) include, but are not limited to, gene editing, homologous recombination, non-homologous ends. Includes non-homologous end joining and microhomology end joining. For example, gene editing (eg, using an engineered nuclease) may be used to KO a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide. Nucleases available for genome editing include, but are not limited to, CRISPR-attached (Cas) nucleases, zinc finger nucleases (ZFNs), transcriptional activator-like effector (TALE) nucleases and homing endos. nucleases (HE; also called meganucleases).
일부 경우에, CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeat) / Cas 시스템을 이용해 (예를 들어, 하나 이상의 T 세포에 도입할 수 있음), 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 KO 시킬 수 있다 (예를 들어, 도 1 및 실시예 1 참조). 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 KO 시키기 위해 사용되는 CRISPR/Cas 시스템은 임의의 적절한 가이드 RNA (gRNA)를 포함할 수 있다. 일부 경우에, gRNA는 GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산 (예를 들어, GM-CSF mRNA)에 상보적일 수 있다. GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산에 특이적인 gRNA에 대한 예로는, 비-제한적으로, GACCTGCCTACAGACCCGCC (서열번호 1), GCAGTGCTGCTTGTAGTGGC, TCAGGAGACGCCGGGCCTCC (서열번호 3), CAGCAGCAGTGTCTCTACTC (서열번호 4), CTCAGAAATGTTTGACCTCC (서열번호 5) 및 GGCCGGTCTCACTCCTGGAC (서열번호 6)를 포함한다. 일부 경우에, GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산을 KO 시키기 위해 설계된 CRISPR/Cas 시스템의 gRNA 구성성분은 서열번호 1에 기재된 핵산 서열을 포함할 수 있다.In some cases, using the clustered regularly interspaced short palindromic repeat (CRISPR) / Cas system (eg, can be introduced into one or more T cells), cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptides) Encoding nucleic acids can be KOed (see, eg, FIG. 1 and Example 1). The CRISPR/Cas system used to KO a nucleic acid encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) may include any suitable guide RNA (gRNA). In some cases, the gRNA may be complementary to a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide (eg, GM-CSF mRNA). Examples of gRNAs specific for a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide include, but are not limited to, GACCTGCCTACAGACCCGCC (SEQ ID NO: 1), GCAGTGCTGCTTGTAGTGGC, TCAGGAGACGCCGGGCCTCC (SEQ ID NO: 3), CAGCAGCAGTGTCTCTACTC (SEQ ID NO: 4), CTCAGAAATGTTTGACCTCCAGAAATGTTTGACCTCC 5) and GGCCGGTCTCACTCCTGGAC (SEQ ID NO: 6). In some cases, the gRNA component of a CRISPR/Cas system designed to KO a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide may comprise the nucleic acid sequence set forth in SEQ ID NO:1.
사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 KO 시키기 위해 이용되는 CRISPR/Cas 시스템은 임의의 적절한 Cas 뉴클레아제를 포함할 수 있다. Cas 뉴클레아제의 예로는, 비-제한적으로, Cas1, Cas2, Cas3, Cas9, Cas10 및 Cpf1을 포함한다. 일부 경우에, 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 KO 시키기 위해 설계된 CRISPR/Cas 시스템의 Cas 구성성분은 Cas9 뉴클레아제일 수 있다. 예를 들어, 본원에 기술된 CRISPR/Cas9 시스템의 Cas9 뉴클레아제는 lentiCRISPRv2일 수 있다 (예를 들어, Shalem et al., 2014 Science 343:84-87; 및 Sanjana et al., 2014 Nature methods 11:783-784를 참조하며, 이들 각각은 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함됨).The CRISPR/Cas system used to KO a nucleic acid encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) may include any suitable Cas nuclease. Examples of Cas nucleases include, but are not limited to, Cas1, Cas2, Cas3, Cas9, Cas10 and Cpf1. In some cases, the Cas component of a CRISPR/Cas system designed to KO a nucleic acid encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) may be a Cas9 nuclease. For example, the Cas9 nuclease of the CRISPR/Cas9 system described herein may be lentiCRISPRv2 (e.g., Shalem et al., 2014 Science 343:84-87; and Sanjana et al., 2014 Nature methods 11) :783-784, each of which is incorporated herein by reference in its entirety).
사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 KO 시키기 위해 사용되는 CRISPR/Cas 시스템의 구성성분 (예를 들어, gRNA 및 Cas 뉴클레아제)은, 임의의 적절한 형태로 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, CART)에 도입할 수 있다. 일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분은 gRNA를 코딩하는 핵산 및/또는 Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산으로서 하나 이상의 T 세포에 도입할 수 있다. 예를 들어, 하나 이상의 gRNA를 코딩하는 핵산 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산에 특이적인 gRNA 서열) 및 하나 이상의 Cas 뉴클레아제 (예를 들어, Cas9 뉴클레아제)를 코딩하는 핵산을 하나 이상의 T 세포에 도입할 수 있다. 일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 gRNA로서 및/또는 Cas 뉴클레아제로서 하나 이상의 T 세포에 도입할 수 있다. 예를 들어, 하나 이상의 gRNA (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산에 특이적인 gRNA) 및 하나 이상의 Cas 뉴클레아제 (예를 들어, Cas9 뉴클레아제)를 하나 이상의 T 세포에 도입할 수 있다.The components of the CRISPR/Cas system used to KO a nucleic acid encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) (eg, gRNA and Cas nuclease) may be in any suitable form can be introduced into one or more T cells (eg, CART). In some cases, a component of the CRISPR/Cas system can be introduced into one or more T cells as a nucleic acid encoding a gRNA and/or a nucleic acid encoding a Cas nuclease. For example, a nucleic acid encoding one or more gRNAs (eg, a gRNA sequence specific for a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide) and one or more Cas nucleases (eg, Cas9 nucleases) encoding nucleic acid may be introduced into one or more T cells. In some cases, components of the CRISPR/Cas system may be introduced into one or more T cells as gRNAs and/or as Cas nucleases. For example, introducing one or more gRNAs (eg, gRNAs specific for a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide) and one or more Cas nucleases (eg, Cas9 nucleases) into one or more T cells. can do.
일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분 (예를 들어, gRNA 및 Cas 뉴클레아제)이 구성성분을 코딩하는 핵산 (예를 들어, gRNA를 코딩하는 핵산 및 Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산)으로서 하나 이상의 T 세포에 도입하는 경우, 핵산은 임의의 적절한 형태일 수 있다. 예를 들어, 핵산은 구조체 (예를 들어, 발현 구조체)일 수 있다. 하나 이상의 gRNA를 코딩하는 핵산 및 하나 이상의 Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산은 개별 핵산 구조체 또는 동일한 핵산 구조체 상에 존재할 수 있다. 일부 경우에, 하나 이상의 gRNA를 코딩하는 핵산 및 하나 이상의 Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산은 단일한 핵산 구조체 상에 존재할 수 있다. 핵산 구조체는 임의의 적절한 유형의 핵산 구조체일 수 있다. 하나 이상의 gRNA 및/또는 하나 이상의 Cas 뉴클레아제를 발현하기 위해 이용할 수 있는 핵산 구조체에 대한 예로는, 비-제한적으로, 발현 플라스미드 및 바이러스 벡터 (예를 들어, 렌티바이러스 벡터) 등이 있다. 하나 이상의 gRNA를 코딩하는 핵산과 하나 이상의 Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산이 개별 핵산 구조체 상에 존재하는 경우, 핵산 구조체는 동일한 유형의 구조체 또는 서로 다른 유형의 구조체일 수 있다. 일부 경우에, 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산에 특이적인 하나 이상의 gRNA를 코딩하는 핵산 및 하나 이상의 Cas 뉴클레아제를 코딩하는 핵산은 단일한 렌티바이러스 벡터 상에 존재할 수 있다. 예를 들어, 서열번호 1에 기재된 서열을 포함하여, 하나 이상의 gRNA를 코딩하는, 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산에 특이적인 하나 이상의 gRNA 서열과 하나 이상의 Cas9 뉴클레아제를 코딩하는 렌티바이러스 벡터는, 사이토카인 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하되도록 T 세포를 생체외 조작하는데 이용할 수 있다.In some cases, a component of the CRISPR/Cas system (eg, a gRNA and a Cas nuclease) encodes a component (eg, a nucleic acid encoding a gRNA and a nucleic acid encoding a Cas nuclease) When introduced into one or more T cells as a nucleic acid, the nucleic acid may be in any suitable form. For example, the nucleic acid can be a construct (eg, an expression construct). The nucleic acid encoding the one or more gRNAs and the nucleic acid encoding the one or more Cas nucleases may be present on separate nucleic acid constructs or on the same nucleic acid construct. In some cases, a nucleic acid encoding one or more gRNAs and a nucleic acid encoding one or more Cas nucleases may be present on a single nucleic acid construct. The nucleic acid construct may be any suitable type of nucleic acid construct. Examples of nucleic acid constructs that can be used to express one or more gRNAs and/or one or more Cas nucleases include, but are not limited to, expression plasmids and viral vectors (eg, lentiviral vectors), and the like. When the nucleic acid encoding one or more gRNAs and the nucleic acid encoding one or more Cas nucleases are present on separate nucleic acid constructs, the nucleic acid constructs may be of the same type of construct or different types of constructs. In some cases, a nucleic acid encoding one or more gRNAs specific for a nucleic acid encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) and a nucleic acid encoding one or more Cas nucleases are combined in a single lentiviral vector may be present on the one or more gRNA sequences specific for a nucleic acid encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide), and one or more Lentiviral vectors encoding Cas9 nucleases can be used to engineer T cells ex vivo such that expression levels of cytokines (eg, GM-CSF polypeptides) are reduced.
일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분 (예를 들어, gRNA 및 Cas 뉴클레아제)은 (예를 들어, gRNA로서 및/또는 Cas 뉴클레아제로서) 하나 이상의 T 세포에 직접 도입할 수 있다. gRNA 및 Cas 뉴클레아제를 하나 이상의 T 세포에 함께 도입하는 경우, gRNA 및 Cas 뉴클레아제는 복합체 형태일 수 있다. gRNA 및 Cas 뉴클레아제가 복합체 형태일 경우, gRNA 및 Cas 뉴클레아제는 공유적으로 또는 비-공유적으로 결합할 수 있다. 일부 경우에, gRNA 및 Cas 뉴클레아제를 포함하는 복합체는 또한 하나 이상의 부가적인 구성성분을 포함할 수 있다. CRISPR/Cas 시스템의 구성성분 (예를 들어, gRNA 및 Cas 뉴클레아제)을 포함할 수 있는 복합체의 예로는, 비-제한적으로, 리보핵산단백질 (RNP) 및 작동자 복합체 (예를 들어, CRISPR RNA (crRNA) Cas 뉴클레아제 함유)를 포함한다. 예를 들어, 하나 이상의 gRNA 및 하나 이상의 Cas 뉴클레아제는 RNP에 포함될 수 있다. 일부 경우에, RNP는 gRNA 및 Cas 뉴클레아제를 약 1:1 내지 약 10:1 (예를 들어, 약 1:1 내지 약 10:1, 약 2:1 내지 약 10:1, 약 3:1 내지 약 10:1, 약 5:1 내지 약 10:1, 약 8:1 내지 약 10:1, 약 1:1 내지 약 9:1, 약 1:1 내지 약 7:1, 약 1:1 내지 약 5:1, 약 1:1 내지 약 4:1, 약 1:1 내지 약 3:1, 약 1:1 내지 약 2:1, 약 2:1 내지 약 8:1, 약 3:1 내지 약 6:1, 약 4:1 내지 약 5:1, 또는 약 5:1 내지 약 7:1)의 비율로 포함할 수 있다. 예를 들어, RNP는 gRNA 및 Cas 뉴클레아제를 약 1:1의 비율로 포함할 수 있다. 예를 들어, RNP는 gRNA 및 Cas 뉴클레아제를 약 2:1의 비율로 포함할 수 있다. 일부 경우에, GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산에 특이적인 (예를 들어, 서열번호 1에 기재된 서열을 포함하여, 하나 이상의 gRNA를 코딩하는) 하나 이상의 gRNA 및 하나 이상의 Cas9 뉴클레아제를 포함하는 RNP를 T 세포의 생체외 조작으로 이용함으로써, GM-CSF 폴리펩타이드의 수준을 저하시킬 수 있다.In some cases, components of the CRISPR/Cas system (eg, gRNAs and Cas nucleases) can be introduced directly into one or more T cells (eg, as gRNAs and/or as Cas nucleases). . When gRNA and Cas nuclease are introduced together into one or more T cells, the gRNA and Cas nuclease may be in the form of a complex. When the gRNA and Cas nuclease are in the form of a complex, the gRNA and Cas nuclease may bind covalently or non-covalently. In some cases, a complex comprising a gRNA and a Cas nuclease may also include one or more additional components. Examples of complexes that may include components of the CRISPR/Cas system (eg, gRNA and Cas nucleases) include, but are not limited to, ribonucleic acid protein (RNP) and effector complexes (eg, CRISPR). RNA (crRNA) containing Cas nucleases). For example, one or more gRNAs and one or more Cas nucleases may be included in the RNP. In some cases, the RNP binds gRNA and Cas nuclease from about 1:1 to about 10:1 (eg, from about 1:1 to about 10:1, from about 2:1 to about 10:1, about 3: 1 to about 10:1, about 5:1 to about 10:1, about 8:1 to about 10:1, about 1:1 to about 9:1, about 1:1 to about 7:1, about 1: 1 to about 5:1, about 1:1 to about 4:1, about 1:1 to about 3:1, about 1:1 to about 2:1, about 2:1 to about 8:1, about 3: 1 to about 6:1, about 4:1 to about 5:1, or about 5:1 to about 7:1). For example, the RNP may comprise gRNA and Cas nuclease in a ratio of about 1:1. For example, the RNP may comprise gRNA and Cas nuclease in a ratio of about 2:1. In some cases, one or more gRNAs specific for a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide (e.g., encoding one or more gRNAs, including the sequence set forth in SEQ ID NO: 1) and one or more Cas9 nucleases The level of GM-CSF polypeptide can be lowered by using RNPs that are used for ex vivo manipulation of T cells.
사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 KO 시키기 위해 사용되는 CRISPR/Cas 시스템의 구성성분 (예를 들어, gRNA 및 Cas 뉴클레아제)은, 임의의 적절한 방법을 이용해, 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, CART)에 도입할 수 있다. CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 T 세포에 도입하는 방법은 물리적인 방법일 수 있다. CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 T 세포에 도입하는 방법은 화학적인 방법일 수 있다. CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 T 세포에 도입하는 방법은 입자에 기반한 방법일 수 있다. CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 하나 이상의 T 세포에 도입하기 위해 이용할 수 있는 방법의 예로는, 비-제한적으로, 전기천공, 형질감염 (예를 들어, 리포펙션), 형질도입 (예를 들어, 바이러스 벡터 매개 형질도입), 미세주입법 및 뉴클레오펙션 (nucleofection)을 포함한다. 일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 구성성분을 코딩하는 핵산으로서 하나 이상의 T 세포에 도입할 경우, 하나 이상의 T 세포에 구성성분을 코딩하는 핵산을 형질도입할 수 있다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산에 특이적인 하나 이상의 gRNA 서열 (예를 들어, 서열번호 1에 기재된 서열을 포함하여, 하나 이상의 gRNA를 코딩함)과 하나 이상의 Cas9 뉴클레아제를 코딩하는 렌티바이러스 벡터를 T 세포 (예를 들어, 생체외 T 세포)에 도입할 수 있다. 일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 하나 이상의 T 세포에 직접 도입하는 경우, 구성성분은 하나 이상의 T 세포에 전기천공으로 도입할 수 있다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드를 코딩하는 핵산에 특이적인 하나 이상의 gRNA 서열 (예를 들어, 서열번호 1에 기재된 서열을 포함하여, 하나 이상의 gRNA를 코딩함) 및 하나 이상의 Cas9 뉴클레아제를 포함하는 RNP를 T 세포 (예를 들어, 생체외 T 세포)에 전기천공으로 도입할 수 있다. 일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분은 하나 이상의 T 세포에 생체외로 도입할 수 있다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포의 생체외 조작은 단리된 T 세포에 CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 코딩하는 렌티바이러스 벡터를 형질도입하는 것을 포함할 수 있다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포의 생체외 조작은 단리된 T 세포에 CRISPR/Cas 시스템의 구성성분을 포함하는 복합체를 전기천공으로 도입하는 것을 포함할 수 있다. T 세포를 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하되도록 생체외 조작하는 경우, T 세포는 적절한 소스 (예, 치료할 포유류 또는 공여 포유류와 같은 포유류 또는 세포주)로부터 입수할 수 있다.The components of the CRISPR/Cas system used to KO a nucleic acid encoding a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) (eg, gRNA and Cas nuclease) can be prepared by any suitable method. can be introduced into one or more T cells (eg, CART). A method for introducing a component of the CRISPR/Cas system into a T cell may be a physical method. A method for introducing a component of the CRISPR/Cas system into T cells may be a chemical method. A method for introducing a component of the CRISPR/Cas system into a T cell may be a particle-based method. Examples of methods that can be used to introduce components of the CRISPR/Cas system into one or more T cells include, but are not limited to, electroporation, transfection (eg, lipofection), transduction (eg, viral vector mediated transduction), microinjection and nucleofection. In some cases, when a component of the CRISPR/Cas system is introduced into one or more T cells as a nucleic acid encoding the component, one or more T cells may be transduced with the nucleic acid encoding the component. For example, one or more gRNA sequences specific for a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide (eg, encoding one or more gRNAs, including the sequence set forth in SEQ ID NO: 1) and one or more Cas9 nucleases The encoding lentiviral vector can be introduced into a T cell (eg, an ex vivo T cell). In some cases, when a component of a CRISPR/Cas system is introduced directly into one or more T cells, the component can be introduced into the one or more T cells by electroporation. For example, one or more gRNA sequences specific for a nucleic acid encoding a GM-CSF polypeptide (e.g., comprising the sequence set forth in SEQ ID NO: 1, encoding one or more gRNAs) and one or more Cas9 nucleases The containing RNPs can be introduced into T cells (eg, T cells ex vivo) by electroporation. In some cases, a component of the CRISPR/Cas system can be introduced into one or more T cells ex vivo. For example, ex vivo engineering of T cells with reduced levels of GM-CSF polypeptide may comprise transducing the isolated T cells with a lentiviral vector encoding a component of the CRISPR/Cas system. For example, ex vivo manipulation of T cells with reduced levels of GM-CSF polypeptide can include electroporation introduction of complexes comprising components of the CRISPR/Cas system into the isolated T cells. When T cells are engineered ex vivo to lower the level of the GM-CSF polypeptide, the T cells can be obtained from an appropriate source (eg, a mammal or cell line, such as the mammal being treated or a donor mammal).
일부 경우에, T 세포 (예를 들어, CART)는, (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드 발현 또는 GM-CSF 폴리펩타이드 활성에 대한 하나 이상의 저해제로 처리되지 않은 T 세포와 비교해) GM-CSF 폴리펩타이드 발현 또는 GM-CSF 폴리펩타이드 활성에 대한 하나 이상의 저해제를 처리해, GM-CSF 폴리펩타이드 발현을 T 세포에서 감소시킬 수 있다. GM-CSF 폴리펩타이드 발현 또는 GM-CSF 폴리펩타이드 활성에 대한 저해제는 임의의 적절한 저해제일 수 있다. GM-CSF 폴리펩타이드 발현 또는 GM-CSF 폴리펩타이드 활성에 대한 저해제의 예로는, 비-제한적으로, RNA 간섭을 도입하도록 설계된 핵산 분자 (예를 들어, siRNA 분자 또는 shRNA 분자), 안티센스 분자, miRNA, 수용체 차단제 (blockade) 및 항체 (예를 들어, 길항 항체 및 중화 항체)를 포함한다.In some cases, the T cell (eg, CART) is a GM-CSF (eg, compared to a T cell that has not been treated with one or more inhibitors of GM-CSF polypeptide expression or GM-CSF polypeptide activity). Treatment with one or more inhibitors of polypeptide expression or GM-CSF polypeptide activity may reduce GM-CSF polypeptide expression in T cells. The inhibitor for GM-CSF polypeptide expression or GM-CSF polypeptide activity may be any suitable inhibitor. Examples of inhibitors of GM-CSF polypeptide expression or GM-CSF polypeptide activity include, but are not limited to, nucleic acid molecules designed to introduce RNA interference (eg, siRNA molecules or shRNA molecules), antisense molecules, miRNAs, receptor blockades and antibodies (eg, antagonistic and neutralizing antibodies).
하나 이상의 사이토카인의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)는 임의의 적절한 항원 수용체를 발현할 수 있다 (예를 들어, 발현하도록 조작할 수 있다). 일부 경우에, 항원 수용체는 이종의 항원 수용체일 수 있다. 일부 경우에, 항원 수용체는 CAR일 수 있다. 일부 경우에, 항원 수용체는 종양 항원 (예를 들어, 종양-특이 항원) 수용체일 수 있다. 예를 들어, T 세포는 암에 걸린 포유류에서 암 세포에 의해 발현되는 종양-특이 항원 (예, 세포 표면 종양-특이 항원)을 표적화하는 종양-특이 항원 수용체를 발현하도록 조작할 수 있다. 본원에 기술된 바와 같이 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현이 저하된 T 세포에서 발현된 항원 수용체에 의해 인지가능한 항원의 예로는, 비-제한적으로, CD19 (cluster of differentiation 19), mucin 1 (MUC-1), 인간 상피 성장 인자 수용체 2 (HER-2), 에스트로겐 수용체 (ER), 상피 성장 인자 수용체 (EGFR), 알파페토프로테인 (AFP), 암태아성 항원 (CEA), CA-125, 상피 종양 항원 (ETA), 흑색종-관련 항원 (MAGE), CD33, CD123, CLL-1, E-카드헤린, 폴레이트 수용체 α, 폴레이트 수용체 β, IL13R, EGFRviii, CD22, CD20, κ 경쇄, λ 경쇄, 데스모프레신, CD44v, CD45, CD30, CD5, CD7, CD2, CD38, BCMA, CD138, FAP, CS-1 및 C-met를 포함한다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포는 CD19을 표적화하는 항원 수용체를 발현하도록 설계될 수 있다. CD19을 표적화하는 CAR (CAR19)을 코딩하는 예시적인 핵산 서열은 도 5에 도시된다.T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of one or more cytokines may express (eg, to express) any suitable antigen receptor. can be manipulated). In some cases, the antigen receptor may be a heterologous antigen receptor. In some cases, the antigen receptor may be a CAR. In some cases, the antigen receptor may be a tumor antigen (eg, tumor-specific antigen) receptor. For example, a T cell can be engineered to express a tumor-specific antigen receptor that targets a tumor-specific antigen (eg, a cell surface tumor-specific antigen) expressed by a cancer cell in a mammal with cancer. Examples of antigens recognizable by antigen receptors expressed on T cells with reduced expression of cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptides) as described herein include, but are not limited to, CD19 (cluster of differentiation 19), mucin 1 (MUC-1), human epidermal growth factor receptor 2 (HER-2), estrogen receptor (ER), epidermal growth factor receptor (EGFR), alpha fetoprotein (AFP), oncogenic antigen ( CEA), CA-125, epithelial tumor antigen (ETA), melanoma-associated antigen (MAGE), CD33, CD123, CLL-1, E-cadherin, folate receptor α, folate receptor β, IL13R, EGFRviii, CD22, CD20, κ light chain, λ light chain, desmopressin, CD44v, CD45, CD30, CD5, CD7, CD2, CD38, BCMA, CD138, FAP, CS-1 and C-met. For example, T cells with reduced levels of the GM-CSF polypeptide can be designed to express an antigen receptor targeting CD19. An exemplary nucleic acid sequence encoding a CAR targeting CD19 (CAR19) is shown in FIG. 5 .
임의의 적절한 방법을 이용해, 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포 (예, GM-CSF KO T 세포) 상에서 항원 수용체를 발현시킬 수 있다. 예를 들어, 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 하나 이상의 T 세포에 도입할 수 있다. 일부 경우에, 바이러스 형질도입을 이용해, 항원 수용체를 코딩하는 핵산을 비-분열성 세포에 도입할 수 있다. 항원 수용체를 코딩하는 핵산은 임의의 적절한 방법을 이용해 T 세포에 도입할 수 있다. 일부 경우에, 항원 수용체를 코딩하는 핵산은 형질도입 (예, 렌티바이러스 벡터와 같은 레트로바이러스 벡터를 이용한 바이러스 형질도입) 또는 형질감염에 의해 T 세포에 도입할 수 있다. 일부 경우에, 항원 수용체를 코딩하는 핵산은 하나 이상의 T 세포에 생체외로 도입할 수 있다. 예를 들어, 항원 수용체를 발현하는 T 세포의 생체외 조작은 단리된 T 세포에 항원 수용체를 코딩하는 렌티바이러스 벡터를 형질도입하는 것을 포함할 수 있다. 항원 수용체를 발현하도록 T 세포를 생체외 조작하는 경우, T 세포는 임의의 적절한 소스 (예, 치료할 포유류 또는 공여 포유류와 같은 포유류 또는 세포주)로부터 입수할 수 있다.T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of one or more cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptides) using any suitable method antigen receptors can be expressed on the For example, a nucleic acid encoding an antigen receptor can be introduced into one or more T cells. In some cases, viral transduction can be used to introduce nucleic acids encoding antigen receptors into non-dividing cells. Nucleic acids encoding antigen receptors can be introduced into T cells using any suitable method. In some cases, a nucleic acid encoding an antigen receptor can be introduced into a T cell by transduction (eg, viral transduction using a retroviral vector such as a lentiviral vector) or transfection. In some cases, a nucleic acid encoding an antigen receptor can be introduced ex vivo into one or more T cells. For example, ex vivo engineering of a T cell expressing an antigen receptor may comprise transducing the isolated T cell with a lentiviral vector encoding the antigen receptor. When T cells are engineered ex vivo to express antigen receptors, the T cells can be obtained from any suitable source (eg, a mammal or cell line, such as the mammal or donor mammal being treated).
일부 경우에, 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포 (예, GM-CSF KO T 세포)가 항원 수용체를 또한 발현 (예, 발현하도록 조작)하는 경우, T 세포는 임의의 적절한 방법을 이용해 사이토카인의 발현 수준이 저하되도록 조작하고 항원 수용체를 발현하도록 조작할 수 있다. 일부 경우에, T 세포는 먼저 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하되도록 조작한 다음 항원 수용체를 발현하도록 조작할 수 있거나 또는 그 역순도 가능하다. 일부 경우에, T 세포는 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준을 낮추고 항원 수용체를 발현하도록 동시에 조작할 수 있다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드와 같은 사이토카인 폴리펩타이드의 발현을 낮추기 위해 사용되는 하나 이상의 핵산 (예를 들어, 사이토카인을 코딩하는 핵산에 특이적인 하나 이상의 gRNA 및 하나 이상의 Cas9 뉴클레아제를 코딩하는 렌티바이러스 벡터 또는 사이토카인의 mRNA에 상보적인 하나 이상의 올리고뉴클레오티드를 코딩하는 핵산) 및 항원 수용체 (예, CAR)를 코딩하는 하나 이상의 핵산은 동시에 하나 이상의 T 세포에 도입할 수 있다. 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현을 감소시키기 위해 사용되는 하나 이상의 핵산 및 항원 수용체를 코딩하는 하나 이상의 핵산은 개별 핵산 구조체 또는 단일한 핵산 구조체 상에서 하나 이상의 T 세포로 도입될 수 있다. 일부 경우에, 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현을 감소시키기 위해 사용되는 하나 이상의 핵산 및 항원 수용체를 코딩하는 하나 이상의 핵산은 단일한 핵산 구조체 상에서 하나 이상의 T 세포로 도입될 수 있다. 일부 경우에, 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현을 감소시키기 위해 사용되는 하나 이상의 핵산 및 항원 수용체를 코딩하는 하나 이상의 핵산은 하나 이상의 T 세포로 생체외 도입될 수 있다. 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준을 감소시키고 항원 수용체를 발현시키기 위해 T 세포를 생체외 조작하는 경우, T 세포는 임의의 적절한 소스 (예를 들어, 치료할 포유류 또는 공여 포유류와 같은 포유류 또는 세포주)로부터 입수할 수 있다.In some cases, T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of one or more cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptide) are antigen receptor also express (eg, engineered to express), the T cell can be engineered to decrease the expression level of a cytokine and to express an antigen receptor using any suitable method. In some cases, the T cell may first be engineered to lower the expression level of a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) and then engineered to express an antigen receptor, or vice versa. In some cases, the T cell can be simultaneously engineered to lower the expression level of one or more cytokine polypeptides (eg, a GM-CSF polypeptide) and to express an antigen receptor. For example, one or more nucleic acids used to lower the expression of a cytokine polypeptide such as a GM-CSF polypeptide (e.g., one or more gRNAs specific for a nucleic acid encoding a cytokine and one or more Cas9 nucleases One or more nucleic acids encoding one or more oligonucleotides complementary to the mRNA of a lentiviral vector encoding a cytokine) and one or more nucleic acids encoding an antigen receptor (eg, CAR) may be simultaneously introduced into one or more T cells. One or more nucleic acids used to reduce the expression of a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) and one or more nucleic acids encoding an antigen receptor are directed to one or more T cells on separate nucleic acid constructs or on a single nucleic acid construct. can be introduced. In some cases, one or more nucleic acids used to reduce expression of a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) and one or more nucleic acids encoding an antigen receptor are directed to one or more T cells on a single nucleic acid construct. can be introduced. In some cases, one or more nucleic acids used to reduce expression of a cytokine polypeptide (eg, a GM-CSF polypeptide) and one or more nucleic acids encoding an antigen receptor can be introduced ex vivo into one or more T cells. have. For ex vivo engineering of T cells to reduce the expression level of one or more cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptides) and to express antigen receptors, the T cells can be obtained from any suitable source (eg, mammals or cell lines, such as the mammal to be treated or the donor mammal).
일부 경우에, 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포 (예, GM-CSF KO T 세포)는 자극 처리될 수 있다. 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하되도록 조작함과 동시에 또는 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드의 수준이 저하되도록 조작하는 것과는 독립적으로, T 세포는 자극 처리될 수 있다. 예를 들어, 입양 세포 요법에 이용되는 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하되는 하나 이상의 T 세포에 먼저 자극을 처리한 다음, GM-CSF 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하되도록 조작할 수 있으며, 그 역순도 가능하다. 일부 경우에, 입양 세포 요법에 이용되는 사이토카인 폴리펩타이드 (예, GM-CSF 폴리펩타이드)의 수준이 저하되는 하나 이상의 T 세포에 먼저 자극 처리한 다음, 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하되도록 조작할 수 있다. T 세포는 임의의 적절한 방법으로 자극될 수 있다. 예를 들어, T 세포를 하나 이상의 CD 폴리펩타이드와 접촉시킴으로써 T 세포를 자극할 수 있다. T 세포를 자극하기 위해 이용가능한 CD 폴리펩타이드의 예로는, 비-제한적으로, CD3, CD28, 유도성 T 세포 공동-자극인자 (ICOS), CD137, CD2, OX40 및 CD27을 포함한다. 일부 경우에, CRISPR/Cas 시스템의 구성성분 (예를 들어, gRNA 및/또는 Cas 뉴클레아제)을 T 세포에 도입하여, 하나 이상의 사이토카인 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)를 코딩하는 핵산을 KO 시키기 전에, T 세포를 CD3 및 CD28로 자극할 수 있다.In some cases, T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to be lowered) expression levels of one or more cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptide) are treated with stimulation can be T cells may be subjected to stimulation treatment simultaneously with or independently of engineering to lower the level of one or more cytokine polypeptides. For example, one or more T cells with reduced levels of GM-CSF polypeptide used in adoptive cell therapy may first be stimulated and then engineered to lower the expression level of GM-CSF polypeptide, and vice versa. is also possible In some cases, one or more T cells with reduced levels of a cytokine polypeptide (eg, GM-CSF polypeptide) used in adoptive cell therapy are first stimulated and then engineered to lower the expression level of the cytokine polypeptide. can do. T cells may be stimulated by any suitable method. For example, T cells can be stimulated by contacting them with one or more CD polypeptides. Examples of CD polypeptides that can be used to stimulate T cells include, but are not limited to, CD3, CD28, inducible T cell co-stimulatory factor (ICOS), CD137, CD2, OX40 and CD27. In some cases, components of the CRISPR/Cas system (eg, gRNAs and/or Cas nucleases) are introduced into T cells to release one or more cytokine polypeptides (eg, GM-CSF polypeptides). Prior to KOing the encoding nucleic acid, T cells can be stimulated with CD3 and CD28.
본원은 또한 암 치료에 관여하는 방법 및 물질을 제공한다. 예를 들어, 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)는 (예를 들어, CART 요법과 같은 입양 세포 요법에서) 암에 걸린 포유류 (예를 들어, 인간)에 투여하여 포유류를 치료할 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이, 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법은 포유류에서 암 세포 (예를 들어, 종양 항원을 발현하는 암 세포)의 수를 줄일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이, 암에 걸린 포유류를 치료하는 방법은 포유류에서 하나 이상의 종양 (예, 종양 항원을 발현하는 종양)의 크기를 줄일 수 있다.Also provided herein are methods and materials involved in the treatment of cancer. For example, one or more T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) the expression level of a cytokine polypeptide (eg, adoptive cells such as CART therapy) in therapy) to a mammal (eg, a human) afflicted with cancer to treat the mammal. In some cases, as described herein, a method of treating a mammal with cancer can reduce the number of cancer cells (eg, cancer cells expressing a tumor antigen) in the mammal. In some cases, as described herein, a method of treating a mammal with cancer can reduce the size of one or more tumors (eg, tumors expressing tumor antigens) in the mammal.
일부 경우에, 포유류에 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)의 투여시, CRS는 발생하지 않는다. 예를 들어, 포유류에 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포의 투여시, CRS와 관련된 사이토카인 (예, CRS의 주요 사이토카인) 방출은 발생되지 않는다. CRS와 관련된 사이토카인의 예로는, 비-제한적으로, IL-6, G-CSF, IFN-g, IL-lB, IL-10, MCP-1, MIG, MIP, MIP lb, TNF-a, IL-2 및 퍼포린을 포함한다.In some cases, upon administration of T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of cytokine polypeptides to a mammal, CRS does not occur. For example, upon administration of T cells with reduced levels of GM-CSF polypeptide to a mammal, the release of cytokines associated with CRS (eg, the major cytokine of CRS) does not occur. Examples of cytokines associated with CRS include, but are not limited to, IL-6, G-CSF, IFN-g, IL-1B, IL-10, MCP-1, MIG, MIP, MIP lb, TNF-a, IL -2 and perforin.
일부 경우에, 포유류에 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)의 투여시, 신경독성은 나타나지 않는다. 예를 들어, 포유류에 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포의 투여시, 백혈구 세포의 분화 및/또는 활성화, 신경독성과 관련있는 분화 및/또는 활성화는 발생하지 않는다. 신경독성과 관련있는 분화 및/또는 활성화되는 백혈구 세포의 예로는, 비-제한적으로, 단핵구, 대식세포, T-세포, 수지상 세포, 미세아교세포, 성상 세포 및 호중구를 포함한다.In some cases, administration of T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of cytokine polypeptides to a mammal does not result in neurotoxicity. For example, upon administration of T cells with reduced levels of GM-CSF polypeptide to a mammal, differentiation and/or activation of leukocytes, differentiation and/or activation associated with neurotoxicity does not occur. Examples of differentiated and/or activated leukocyte cells associated with neurotoxicity include, but are not limited to, monocytes, macrophages, T-cells, dendritic cells, microglia, astrocytes and neutrophils.
암에 걸린 임의의 적절한 포유류 (예를 들어, 인간)는 본원에 기술된 바와 같이 치료할 수 있다. 본원에 기술된 바와 같이 치료가능한 포유류의 예로는, 비-제한적으로, 인간, 영장류 (예, 원숭이), 개, 고양이, 말, 소, 돼지, 양, 마우스 및 랫을 포함한다. 예를 들어, 암에 걸린 인간은 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드)로, 예를 들어 본원에 기술된 방법 및 물질을 이용한 CAR-T 세포 요법과 같은 입양 T 세포 요법으로, 치료할 수 있다.Any suitable mammal (eg, a human) afflicted with cancer can be treated as described herein. Examples of mammals treatable as described herein include, but are not limited to, humans, primates (eg, monkeys), dogs, cats, horses, cattle, pigs, sheep, mice, and rats. For example, a human afflicted with cancer has one or more T cells (eg, a GM-CSF polypeptide) with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of a cytokine polypeptide, eg, as described herein Adoptive T cell therapy, such as CAR-T cell therapy, using the methods and materials described above can be treated.
본원에 기술된 바와 같이, 암에 걸린 포유류 (예를 들어, 인간)를 치료하는 경우, 암은 임의의 적절한 암일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이 치료되는 암은 고형 종양일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이 치료되는 암은 혈액암일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이 치료되는 암은 원발성 암일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이 치료되는 암은 전이 암일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이 치료되는 암은 난치성 암일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이 치료되는 암은 재발성 암일 수 있다. 일부 경우에, 본원에 기술된 바와 같이 치료되는 암은 종양-관련 항원 (예를 들어, 암 세포에 의해 생산되는 항원 물질)을 발현할 수 있다. 본원에 기술된 바와 같이 치료가능한 암에 대한 예로는, 비-제한적으로, B 세포 암 (예를 들어, 미만성 거대 B 세포 림프종 (DLBCL) 및 B 세포 백혈병), 급성 림프모구성 백혈병 (ALL), 만성 림프성 백혈병 (CLL), 소포성 림프종, 맨틀 세포 림프종, 비-호지킨 림프종, 호지킨 림프종, 급성 골수성 백혈병 (AML), 다발성 골수종, 두경부암, 육종, 유방 암, 악성 위장암, 방광암, 요로상피암, 신장암, 폐암, 전립선암, 난소암, 자궁경부암, 생식기 암 (예를 들어, 남성 생식기 암 및 여성 생식기 암) 및 골암을 포함한다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)를 이용해 DLBCL에 걸린 포유류를 치료할 수 있다. 예를 들어, 하나 이상의 GM-CSF 폴리펩타이드 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)의 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) T 세포를 이용해 ALL에 걸린 포유류를 치료할 수 있다.As described herein, when treating a mammal (eg, a human) with cancer, the cancer can be any suitable cancer. In some cases, the cancer treated as described herein may be a solid tumor. In some cases, the cancer treated as described herein may be a hematologic cancer. In some cases, the cancer treated as described herein may be a primary cancer. In some cases, the cancer treated as described herein may be a metastatic cancer. In some cases, the cancer treated as described herein may be a refractory cancer. In some cases, the cancer treated as described herein may be a recurrent cancer. In some cases, the cancer treated as described herein can express a tumor-associated antigen (eg, an antigenic substance produced by a cancer cell). Examples of cancers treatable as described herein include, but are not limited to, B cell cancers (eg, diffuse large B cell lymphoma (DLBCL) and B cell leukemia), acute lymphoblastic leukemia (ALL), Chronic lymphocytic leukemia (CLL), follicular lymphoma, mantle cell lymphoma, non-Hodgkin's lymphoma, Hodgkin's lymphoma, acute myelogenous leukemia (AML), multiple myeloma, head and neck cancer, sarcoma, breast cancer, malignant gastrointestinal cancer, bladder cancer, urothelial cancer, kidney cancer, lung cancer, prostate cancer, ovarian cancer, cervical cancer, genital cancer (eg, male genital cancer and female genital cancer) and bone cancer. For example, one or more T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to be lowered) levels of the GM-CSF polypeptide can be used to treat a mammal with DLBCL. For example, T cells with reduced levels (eg, engineered to be lowered) of one or more GM-CSF polypeptides (eg, GM-CSF KO T cells) can be used to treat mammals with ALL.
임의의 적절한 방법을 이용해 암에 걸린 포유류를 식별할 수 있다. 예를 들어, 이미지 촬영 기법 및 생검 기법을 이용해 암에 걸린 포유류 (예, 인간)를 식별할 수 있다.Any suitable method can be used to identify a mammal with cancer. For example, imaging and biopsy techniques can be used to identify mammals (eg, humans) with cancer.
포유류는, 암 (예를 들어, DLBCL 또는 ALL)에 걸린 것으로 식별되면, 본원에 기술된 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)를 투여할 수 있다.The mammal, upon being identified as having cancer (eg, DLBCL or ALL), has one or more T cells (eg, engineered to decrease) the expression level of a cytokine polypeptide described herein (eg, GM-CSF KO T cells) may be administered.
예를 들어, 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)는, 암에 걸린 포유류를 치료하기 위해, 입양 T 세포 요법 (예를 들어, CAR-T 세포 요법)에서 이용할 수 있다. 예를 들어, 하나 이상의 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포는 포유류 (예를 들어, 암에 걸린 포유류)에서 임의의 적절한 항원을 표적화하는 입양 T 세포 요법 (예를 들어, CAR-T 세포 요법)에 이용할 수 있다. 일부 경우에, 항원은 종양-관련 항원 (예를 들어, 암 세포에 의해 생산되는 항원 물질)일 수 있다. 본원에 제공된 입양 T 세포 요법에 의해 표적화 가능한 종양-관련 항원의 예로는, 비-제한적으로, CD19 (DLBCL, ALL 및 CLL 관련), AFP (생식세포종 및/또는 간세포암 관련), CEA (장암, 폐암 및/또는 유방암 관련), CA-125 (난소암 관련), MUC-1 (유방암 관련), ETA (유방암 관련), MAGE (악성 흑색종 관련), CD33 (AML 관련), CD123 (AML 관련), CLL-1 (AML 관련), E-카드헤린 (상피 종양 관련), 폴레이트 수용체 α (난소암 관련), 폴레이트 수용체 β (난소암 및 AML 관련), IL13R (뇌암 관련), EGFRviii (뇌암 관련), CD22 (B 세포 암 관련), CD20 (B 세포 암 관련), κ 경쇄 (B 세포 암 관련), λ 경쇄 (B 세포 암 관련), CD44v (AML 관련), CD45 (혈액암 관련), CD30 (호지킨 림프종 및 T 세포 림프종 관련), CD5 (T 세포 림프종 관련), CD7 (T 세포 림프종 관련), CD2 (T 세포 림프종 관련), CD38 (다발성 골수종 및 AML 관련), BCMA (다발성 골수종 관련), CD138 (다발성 골수종 및 AML 관련), FAP (고형 종양 관련), CS-1 (다발성 골수종 관련) 및 c-Met (유방암 관련)를 포함한다. 예를 들어, 하나 이상의 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포는 본원에 기술된 바와 같이 암을 치료하기 위해 CD19을 표적화하는 CAR-T 세포 요법 (예를 들어, CART19 세포 요법)에 사용할 수 있다.For example, one or more T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) the expression level of a cytokine polypeptide can be adopted to treat a mammal with cancer. It can be used in T cell therapy (eg, CAR-T cell therapy). For example, T cells with reduced levels of one or more GM-CSF polypeptides can be treated with adoptive T cell therapy (eg, CAR-T) targeting any suitable antigen in a mammal (eg, a mammal with cancer). cell therapy). In some cases, the antigen may be a tumor-associated antigen (eg, an antigenic substance produced by a cancer cell). Examples of tumor-associated antigens that can be targeted by adoptive T cell therapies provided herein include, but are not limited to, CD19 (associated with DLBCL, ALL and CLL), AFP (associated with gonocytes and/or hepatocellular carcinoma), CEA (associated with intestinal cancer, Lung and/or breast cancer related), CA-125 (ovarian cancer related), MUC-1 (breast cancer related), ETA (breast cancer related), MAGE (malignant melanoma related), CD33 (AML related), CD123 (AML related) , CLL-1 (associated with AML), E-cadherin (associated with epithelial tumors), folate receptor α (associated with ovarian cancer), folate receptor β (associated with ovarian cancer and AML), IL13R (associated with brain cancer), EGFRviii (associated with brain cancer) associated), CD22 (B cell cancer associated), CD20 (B cell cancer associated), κ light chain (B cell cancer associated), λ light chain (B cell cancer associated), CD44v (AML associated), CD45 (hematologic cancer associated), CD30 (associated with Hodgkin's lymphoma and T-cell lymphoma), CD5 (associated with T-cell lymphoma), CD7 (associated with T-cell lymphoma), CD2 (associated with T-cell lymphoma), CD38 (associated with multiple myeloma and AML), BCMA (associated with multiple myeloma) ), CD138 (associated with multiple myeloma and AML), FAP (associated with solid tumors), CS-1 (associated with multiple myeloma) and c-Met (associated with breast cancer). For example, T cells with reduced levels of one or more GM-CSF polypeptides may be used in CAR-T cell therapy targeting CD19 (eg, CART19 cell therapy) to treat cancer as described herein. can
일부 경우에, 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)는 입양 T 세포 요법 (예를 들어, CAR-T 세포 요법)에 사용해 암 이외의 다른 질환 또는 장애를 가진 포유류를 치료할 수 있다. 예를 들어, GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 하나 이상의 T 세포는 포유류에서 임의의 적절한 질환-관련 항원 (예를 들어, 특정 질환에 의해 영향을 받은 세포에 의해 생산되는 항원 물질)을 표적화하는 입양 T 세포 요법 (예를 들어, CAR-T 세포 요법)에 사용할 수 있다. 본원에 제공된 입양 T 세포 요법에 의해 표적화 가능한 질환-관련 항원에 대한 예로는, 비-제한적으로, 데스모프레신 (자가면역 피부 질환 관련)을 포함한다. 다른 구현예에서, 본원에 제공된 입양 T 세포 요법에 의해 표적화 가능한 질환-관련 항원에 대한 예로는, 비-제한적으로, DSG3 항원, 심상성 천포창에서 DSG3에 결합하는 B 세포 수용체 (BCR) 또는 항원 MuSK를 포함한다. 추가적인 구현예에서, 본원에 제공된 입양 T 세포 요법에 의해 표적화 가능한 질환-관련 항원에 대한 예로는, 비-제한적으로, MuSK 중증 근무력증에서 MuSK에 대한 BCR을 포함한다.In some cases, one or more T cells (eg, GM-CSF KO T cells) with reduced (eg, engineered to decrease) expression levels of cytokine polypeptides are administered with adoptive T cell therapy (eg, CAR- T cell therapy) to treat mammals with diseases or disorders other than cancer. For example, one or more T cells with reduced levels of the GM-CSF polypeptide target any appropriate disease-associated antigen (eg, an antigenic substance produced by a cell affected by a particular disease) in the mammal. for adoptive T cell therapy (eg, CAR-T cell therapy). Examples of disease-associated antigens targetable by adoptive T cell therapy provided herein include, but are not limited to, desmopressin (associated with autoimmune skin diseases). In other embodiments, examples of disease-associated antigens targetable by adoptive T cell therapy provided herein include, but are not limited to, the DSG3 antigen, the B cell receptor (BCR) or antigen MuSK that binds to DSG3 in pemphigus vulgaris. includes In further embodiments, examples of disease-associated antigens targetable by adoptive T cell therapy provided herein include, but are not limited to, MuSK BCR to MuSK in myasthenia gravis.
일부 경우에, 입양 T 세포 요법 (예를 들어, CAR-T 세포 요법)에서 사용되는 사이토카인 폴리펩타이드의 발현 수준이 저하된 (예, 저하되도록 조작된) 하나 이상의 T 세포 (예를 들어, GM-CSF KO T 세포)는, 암을 치료하기 위해 사용되는 하나 이상의 부가적인 물질과의 병용 요법으로서 암에 걸린 포유류에 투여할 수 있다. 예를 들어, 입양 세포 요법에서 사용되는 하나 이상의 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포는 하나 이상의 항암 치료 (예를 들어, 수술, 방사선 요법, 화학요법 (예를 들어, 부설판 (busulfan)과 같은 알킬화제), 표적 요법 (예를 들어, 렌질루맵과 같은 GM-CSF 저해제), 호르몬 요법, 혈관신생 저해제, 면역억제제 (예를 들어, 톡실리주맵 (tocilizumab)과 같은 인터루킨-6 저해제)) 및/또는 하나 이상의 CRS 치료제 (예를 들어, 룩솔리티닙 (ruxolitinib) 및 이브루티닙 (ibrutinib))와 조합하여 포유류에 투여할 수 있다. 입양 세포 요법에 사용되는 하나 이상의 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포가 암을 치료하는 부가적인 물질과 함께 사용될 경우, 하나 이상의 부가적인 물질은 동시에 또는 독립적으로 투여할 수 있다. 일부 경우에, 입양 세포 요법에 사용되는 하나 이상의 GM-CSF 폴리펩타이드의 수준이 저하된 T 세포를 먼저 투여한 다음 하나 이상의 부가적인 물질을 투여할 수 있거나, 또는 그 역순도 가능하다.In some cases, one or more T cells (e.g., GM) with reduced (e.g., engineered to be lowered) expression levels of a cytokine polypeptide used in adoptive T cell therapy (e.g., CAR-T cell therapy) -CSF KO T cells) may be administered to a mammal suffering from cancer as a combination therapy with one or more additional substances used to treat the cancer. For example, T cells with reduced levels of one or more GM-CSF polypeptides used in adoptive cell therapy can be treated with one or more anti-cancer treatments (eg, surgery, radiation therapy, chemotherapy (eg, busulfan ), targeted therapy (eg, GM-CSF inhibitors such as lenzilumab), hormone therapy, angiogenesis inhibitors, immunosuppressants (eg, interleukin-6 inhibitors such as tocilizumab) ) and/or one or more CRS therapeutics (eg, ruxolitinib and ibrutinib). When T cells with reduced levels of one or more GM-CSF polypeptides used in adoptive cell therapy are used together with an additional agent to treat cancer, the one or more additional agents may be administered simultaneously or independently. In some cases, T cells with reduced levels of one or more GM-CSF polypeptides used in adoptive cell therapy may be administered first, followed by administration of one or more additional agents, or vice versa.
미국 특허 8,168,183 및 9,017, 674에 언급되고 본원에 기술된 구현예에 따른 hGM-CSF 중화 항체인 렌질루맵 (Humanigen, Burlingame, CA)은, 인간 GM-CSF를 중화하는 새로운 최초의 Humaneered® 단일클론 항체 클래스이며, 상기한 문헌들은 각각 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함된다.U.S. Patent 8,168,183, and 9017, and referenced 674 in renjil rumaep (Humanigen, Burlingame, CA) hGM-CSF neutralizing antibody according to the embodiments described herein, ® new first Humaneered to neutralize human GM-CSF monoclonal antibodies class, each of which is incorporated herein by reference in its entirety.
본 발명은 하기 실시예에서 추가적으로 설명될 것이며, 실시예들은 청구항에 기술된 본 발명의 범위를 제한하지 않는다.The invention will be further illustrated in the following examples, which do not limit the scope of the invention described in the claims.
실시예Example
실시예Example 1 One
CAR-T 세포 요법의 치료 지수를 높이기 위한 To increase the therapeutic index of CAR-T cell therapy 결함성defect CAR-T 세포로의 사이토카인 구축 Cytokine construction into CAR-T cells
본 실시예는 GM-CSF 넉아웃 (GM-CSF KO) CART19 세포의 개발을 기술하며, 제조된 GM-CSF KO CART19 세포가 정상적으로 기능하고 강화된 증폭성을 가짐을 보여준다.This example describes the development of GM-CSF knockout (GM-CSF KO) CART19 cells, and shows that the prepared GM-CSF KO CART19 cells function normally and have enhanced amplification.
실험 설계:Experimental Design:
B 세포 백혈병 이종이식 모델에서 CAR19을 이용하였다. 본원에 기술된 바와 같이 패킹 및 렌티바이러스 생산하기 위해 플라스미드를 이용하였다. 마우스 모델로서, 2가지 모델을 이용하였다:CAR19 was used in a B cell leukemia xenograft model. Plasmids were used for packing and lentiviral production as described herein. As mouse models, two models were used:
1. 이종이식 모델: NSG 마우스에 CD19 양성, 루시퍼라제 양성 세포주 NALM6를 피하 접종하였다. 생발광 이미지 촬영으로 생착을 검증하였다. 마우스에 인간 PBMC를 정맥내 처리하고, 렌티바이러스 입자를 종양내 주사하였다. 유세포 측정을 통해 CAR-T 세포의 구축을 확인하였다. 종양 부위로의 CART의 이동을 분석하였으며, 질환 부담의 척도로서 생발광 이미지 촬영을 통해 항-종양 반응을 측정하였다.One. Xenograft model: NSG mice were subcutaneously inoculated with CD19-positive, luciferase-positive cell line NALM6. Engraftment was verified by bioluminescence imaging. Mice were treated intravenously with human PBMCs and intratumoral injections of lentiviral particles. Construction of CAR-T cells was confirmed by flow cytometry. Migration of CART to the tumor site was analyzed and anti-tumor response was measured via bioluminescence imaging as a measure of disease burden.
2. Jackson Laboratory 사의 인간화 면역 시스템 (Humanized Immune System, HIS) 마우스: 마우스에 태아 CD34+ 세포를 신생아로서 주사한 후 인간 조혈작용을 발생시켰다. 이들 마우스에 기존에 사용된 바와 같이 CD19+ 세포주 NALM6를 생착시켰다. 마찬가지로, 렌티바이러스 입자를 종양내 주사하여 CART19를 생체내 생성시켰다. 그런 후, CART19 세포의 NALM6 소거 활성을 측정하고, (현재 임상적으로 사용되는) 생체외 생성된 렌티바이러스가 형질도입된 CART19 세포와 비교하였다.2. Humanized Immune System (HIS) mice from Jackson Laboratory: Human hematopoiesis was developed after injection of fetal CD34+ cells into mice as newborns. These mice were engrafted with the CD19+ cell line NALM6 as previously used. Likewise, CART19 was generated in vivo by intratumoral injection of lentiviral particles. The NALM6 scavenging activity of CART19 cells was then measured and compared to CART19 cells transduced with ex vivo-produced lentivirus (currently clinically used).
재료 및 방법:Materials and Methods:
CAR 플라스미드 제작:CAR plasmid construction:
CAR 백본에서 4lBB 및 CD3 zeta를 이용해 항-CD19 클론 FMC63를 신규 합성한 다음 3세대 렌티바이러스 백본에 클로닝하였다.Anti-CD19 clone FMC63 was newly synthesized using 41BB and CD3 zeta from the CAR backbone, and then cloned into the 3rd generation lentiviral backbone.
대조군 CART19 세포를 구축하기 위해, 정상 공여 T 세포를 pan T 세포 키트를 사용해 음성 선별하고, 항-CD3/CD28 Dynabeads (Invitrogen, 배양 첫날 첨가)를 사용해 생체외 증폭시켰다. T 세포는 자극 후 다음날 감염 다중도 (MOI) 3으로 렌티바이러스 상층액을 형질도입하였다. 6일에 항-CD3/CD28 Dynabead를 제거하고, T 세포 배지 (X-vivo 15 배지, 인간 혈청 5%, 페니실린, 스트렙토마이신 및 글루타민)에서 최대 15일간 T 세포를 배양한 다음 향후 실험을 위해 냉동보존하였다. T 세포는 모든 실험들에서 사용전 해동하여, 37℃에서 밤새 회복시켰다.To construct control CART19 cells, normal donor T cells were negatively selected using the pan T cell kit and expanded ex vivo using anti-CD3/CD28 Dynabeads (Invitrogen, added on the first day of culture). T cells were transduced with lentiviral supernatants at a multiplicity of infection (MOI) of 3 the day after stimulation. On
GM-GM- CSFCSF 넉아웃knockout CAR-T 세포의 구축: Construction of CAR-T cells:
GM-CSF 넉아웃 CAR-T 세포를 2가지 방법으로 CRISR-Cas9 시스템을 이용해 구축하였다:GM-CSF knockout CAR-T cells were constructed using the CRISR-Cas9 system in two ways:
1.
gRNA를 제작해 렌티바이러스에 클로닝하여, Cas9 및 gRNA를 코딩하도록 구축하였다. T 세포의 증폭 중에, 1일에 렌티바이러스를 T 세포에 형질도입하고, 같은 날 CAR19 렌티바이러스 입자를 동시에 형질도입하였다. 8일간 세포를 증폭시킨 다음 T 세포를 회수하여 DNA를 단리하고, 서열분석하여 넉아웃 효율을 조사하였다. 이들 세포를 냉동보존하고, 향후 시험관내 또는 생체내 실험에 사용하였다. 이를 코딩하는 핵산 서열은 도 5에 도시한다.1. A gRNA was constructed and cloned into a lentivirus, and constructed to encode Cas9 and gRNA. During T cell amplification, lentivirus was transduced into T cells on
2.
gRNA로부터 mRNA를 제조하고, 이를 사용해 GM-CSF를 넉아웃시켰다. 이를 위해, gRNA를 RNP와 1:1 비율로 혼합한 다음 CD3/CD28 비드로 자극한지 3일 후 T 세포에 전기천공으로 도입하였다. 세포를 8일간 증폭시켜 T 세포를 회수하고, DNA를 단리 및 서열분석하여 넉아웃 효율을 조사하였다. 이들 세포를 냉동보존하고, 향후 시험관내 또는 생체내 실험에 이용하였다.2.
mRNA was prepared from gRNA and used to knock out GM-CSF. To this end, gRNA was mixed with RNP in a 1:1 ratio and then introduced into T cells by
세포cell
NALM6 세포는 ATCC에서 입수하여, R10 배지 (RPMI 배지, 10% 소 태아 혈청, 페니실린 및 스트렙토마이신)에서 유지시켰다. EF1α 프로모터의 통제 하의 루시퍼라제-GFP로 형질도입된 NALM6 세포를 일부 실험들에서 지정된 바와 같이 이용하였다. 비-식별된 일차 인간 ALL 생검을 메이요 클리닉 바이오뱅크로부터 입수하였다. 모든 샘플은 고지에 의한 서면 동의 후 입수하였다. 모든 기능성 실험에서, 세포는 분석하기 적어도 12시간 전에 해동하여, 37℃에서 밤새 회복시켰다.NALM6 cells were obtained from ATCC and maintained in R10 medium (RPMI medium, 10% fetal bovine serum, penicillin and streptomycin). NALM6 cells transduced with luciferase-GFP under the control of the EFla promoter were used as indicated in some experiments. Non-identified primary human ALL biopsies were obtained from the Mayo Clinic Biobank. All samples were obtained with informed written consent. In all functional experiments, cells were thawed at least 12 hours prior to analysis and allowed to recover overnight at 37°C.
유세포flow cell 측정 measurement 분석analysis
항-인간 항체는 BioLegend, eBioscience 또는 BD Biosciences 사에서 구입하였다. 시험관내 배양 또는 동물로부터 세포를 단리하고, 2% 소 태아 혈청이 첨가된 PBS에서 1번 세척하였으며, Fc 수용체를 차단한 후 4℃에서 염색하였다. 세포 수를 측정하기 위해, 카운트브라이트 (Countbright) 비드 (Invitrogen)를 제조사의 지침 (Invitrogen)에 따라 이용하였다. 모든 분석들에서, 대상 집단은 정방향 산란 특징 대 측면 산란 특징을 토대로 게이팅한 다음 싱글렛 게이팅을 수행하였으며, 살아있는 세포를 Live Dead Aqua (Invitrogen)를 이용해 게이팅하였다. Jackson Immunoresearch 사의 Alexa Fluor 647-접합된 염소 항-마우스 F(ab')2 항체로 염색하여, 항-CD19 CAR의 표면 발현을 검출하였다.Anti-human antibodies were purchased from BioLegend, eBioscience or BD Biosciences. Cells were isolated from in vitro culture or animals, washed once in PBS supplemented with 2% fetal bovine serum, and stained at 4°C after blocking the Fc receptor. To measure the number of cells, Countbright beads (Invitrogen) were used according to the manufacturer's instructions (Invitrogen). In all assays, subject populations were gated based on forward scatter versus side scatter characteristics followed by singlet gating, and live cells were gated using Live Dead Aqua (Invitrogen). Surface expression of anti-CD19 CAR was detected by staining with Alexa Fluor 647-conjugated goat anti-mouse F(ab')2 antibody from Jackson Immunoresearch.
T 세포 기능 분석:T cell function analysis:
T 세포 탈과립 및 세포내 사이토카인 분석:T cell degranulation and intracellular cytokine analysis:
간략하게는, T 세포를 표적 세포와 함께 1:5 비율로 인큐베이션하였다. CAR 발현에 대해 염색 처리한 후, 인큐베이션 중에 CD107a, CD28, CD49d 및 모넨신을 첨가하였다. 4시간 후, 세포를 회수하고, CAR 발현, CD3 및 Live Dead staining (Invitrogen)으로 염색하였다. 세포를 고정 및 투과화 (FIX & PERM® Cell Fixation & Cell Permeabilization Kit, Life technologies)한 다음 세포내 사이토카인 염색을 수행하였다.Briefly, T cells were incubated with target cells in a 1:5 ratio. After staining for CAR expression, CD107a, CD28, CD49d and monensin were added during incubation. After 4 hours, cells were harvested and stained for CAR expression, CD3 and Live Dead staining (Invitrogen). Cells were fixed and permeabilized (FIX & PERM® Cell Fixation & Cell Permeabilization Kit, Life technologies), followed by intracellular cytokine staining.
증식 분석:Proliferation Assay:
T 세포를 헹구고, PBS 100 ㎕에 1x107/ml로 현탁한 후 CFSE 2.5μM (Life Technologies) 100 ㎕로 37℃에서 5분간 표지하였다. 그런 후, 반응물을 차가운 R10으로 퀀칭하고, 세포를 3회 세척하였다. 표적에 100 Gy를 조사하였다. T 세포를 방사선 조사 처리한 표적 세포와 함께 1:1 비율로 120시간 동안 인큐베이션하였다. 그런 후, 세포를 회수하여 CD3, CAR 및 Live Dead aqua (Invitrogen)로 염색하였으며, 카운트브라이트 비드 (Invitrogen)를 첨가한 후 유세포 측정 분석을 수행하였다.T cells were rinsed, suspended in 100 μl of PBS at 1×10 7 /ml, and labeled with 100 μl of CFSE 2.5 μM (Life Technologies) at 37° C. for 5 minutes. The reaction was then quenched with cold R10 and the cells washed 3 times. The target was irradiated with 100 Gy. T cells were incubated with irradiation-treated target cells at a 1:1 ratio for 120 hours. Then, the cells were harvested and stained with CD3, CAR and Live Dead aqua (Invitrogen), and flow cytometry analysis was performed after adding Countbright beads (Invitrogen).
세포독성 분석:Cytotoxicity assay:
NALM6-Luc 세포 또는 CFSE (Invitrogen) 표지된 원발성 ALL 샘플로 세포독성 분석을 실시하였다. 간략하게는, 표적을 작동자 T 세포와 함께 지정된 비율로 4, 16, 24, 48 및/또는 72시간 동안 인큐베이션하였다. Xenogen IVIS-200 스펙트럼 카메라에서 생발광 이미지 촬영 또는 유세포 측정에 의해 사멸을 계산하였다. 후자의 경우, 세포를 회수하고; 카운트브라이트 비드 및 7-AAD (Invitrogen)를 첨가한 후 분석하였다.Cytotoxicity assays were performed with NALM6-Luc cells or CFSE (Invitrogen) labeled primary ALL samples. Briefly, targets were incubated with effector T cells at the indicated rates for 4, 16, 24, 48 and/or 72 hours. Killing was calculated by bioluminescence imaging or flow cytometry on a Xenogen IVIS-200 spectral camera. In the latter case, cells are harvested; Countbright beads and 7-AAD (Invitrogen) were added and then analyzed.
잔류하는 표적 세포는 CFSE+ 7-AAD-이었다.The remaining target cells were CFSE+ 7-AAD-.
방출된 사이토카인 측정:Measuring released cytokines:
작동자 세포 및 표적 세포를 1:1 비율로 T 세포 배지에서 지정된 바와 같이 24시간 또는 72시간 동안 인큐베이션하였다. 상층액을 회수하고, 제조사의 프로토콜 (Invitrogen)에 따라 30-plex Luminex 어레이에 의해 분석하였다.Effector cells and target cells were incubated in T cell medium at a 1:1 ratio for 24 or 72 hours as indicated. The supernatant was recovered and analyzed by a 30-plex Luminex array according to the manufacturer's protocol (Invitrogen).
결과result
GM-CSF KO CAR-T 세포를 CRISR-Cas9 시스템을 사용해 구축하였다. T 세포 증폭 중에, gRNA 및 Cas9을 코딩하는 렌티바이러스 및 CAR19을 코딩하는 렌티바이러스를 T 세포에 형질도입하였다 (1일). 세포를 8일간 증폭시켰다. 8일 후, T 세포를 회수하여 DNA를 단리하였으며, 단리한 DNA는 서열분석하여 넉아웃 효율을 평가하였다. 예를 들어, 도 1을 참조한다. T 세포의 넉아웃 효율은 24.1%였으며 (도 2A), CAR 형질도입 효율은 73%이었다 (도 2B).GM-CSF KO CAR-T cells were constructed using the CRISR-Cas9 system. During T cell amplification, T cells were transduced (day 1) with a lentivirus encoding gRNA and Cas9 and a lentivirus encoding CAR19. Cells were expanded for 8 days. After 8 days, T cells were recovered and DNA was isolated, and the isolated DNA was sequenced to evaluate knockout efficiency. See, for example, FIG. 1 . The knockout efficiency of T cells was 24.1% ( FIG. 2A ), and the CAR transduction efficiency was 73% ( FIG. 2B ).
GM-CSF KO CAR-T 세포의 세포 작동자 기능을 조사하기 위해, CART19, GM-CSF KO CART19, UTD 또는 GM-CSF KO UTD를 CD19 양성 세포주 NALM6와 1:5의 비율로 공동-배양하였다. 4시간 후, 세포를 회수하여, 투과화 및 고정 처리한 후 사이토카인을 염색하였다 (도 3).To investigate the cell effector function of GM-CSF KO CAR-T cells, CART19, GM-CSF KO CART19, UTD or GM-CSF KO UTD were co-cultured with the CD19 positive cell line NALM6 at a ratio of 1:5. After 4 hours, cells were recovered, permeabilized and fixed, and then stained with cytokines ( FIG. 3 ).
GM-CSF KO CAR-T 세포의 증식을 평가하기 위해, T 세포에 형질도입한 후 증폭 카이네틱스를 추적하였다. GM-CSF KO CAR-T 세포는 CART19 단독으로 형질도입된 세포와 비교해 더 활발하게 증폭하였다 (도 4).To evaluate the proliferation of GM-CSF KO CAR-T cells, the amplification kinetics were followed after transduction into T cells. GM-CSF KO CAR-T cells were more actively amplified compared to cells transduced with CART19 alone ( FIG. 4 ).
이들 결과는, GM-CSF 넉아웃 CART가 CAR-T 세포 기능 및 항-종양 활성을 강화할 수 있음을, 보여준다. 이들 결과는, 또한, CART19과 조합하여 GM-CSF의 차단이 CAR-T 세포 작동자 기능에 영향을 미치지 않는다는 것을, 보여준다.These results show that GM-CSF knockout CART can enhance CAR-T cell function and anti-tumor activity. These results also show that blockade of GM-CSF in combination with CART19 does not affect CAR-T cell effector function.
실시예Example 2 2
CART 요법 중의 GM-GM- during CART therapy CSFCSF 고갈은 사이토카인 방출 증후군 및 신경독성을 감소시키고, CAR-T 세포 기능을 강화할 수 있다 Depletion may reduce cytokine release syndrome and neurotoxicity, and enhance CAR-T cell function.
본 실시예는 CAR-T 세포 관련 독성을 다루기 위한 가능성있는 전략으로서 과립구 대식세포 콜로니-자극 인자 (GM-CSF) 및 골수 세포의 고갈을 조사하였다. 중화 항체를 이용한 GM-CSF 차단은 시험관내 또는 생체내에서 CART 기능을 저해하지 않는 것으로 확인되었다. CAR-T 세포 증식이 시험관내에서 강화되었으며, CAR-T 세포는 GM-CSF 고갈 후 환자 유래 이종이식에서 백혈병을 더 효과적으로 제어하는 것으로 나타났다. 또한, CRS 및 NT의 일차 급성 림프모구성 백혈병 이종이식 모델에서는, GM-CSF 차단시 골수 세포 감소 및 뇌의 T 세포 침윤 저하가 나타났으며, CRS 및 NT 발생이 개선되었다. 마지막으로, CAR-T 세포 조작시 CRISPR/cas9에 의한 GM-CSF 파괴를 통해 GM-CSF 넉아웃 CAR-T 세포가 구축되었다. GM-CSFk /O CAR-T 세포는 계속 정상적으로 기능하였으며, 생체내 항-종양 활성이 강화되었다. 이는, GM-CSF 중화가 신경독성 및 CRS를 무력화할 수 있으며, 또한 CAR-T 세포 기능을 강화할 수 있다는 것을, 입증해준다.This example investigated the depletion of granulocyte macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) and bone marrow cells as a possible strategy to address CAR-T cell related toxicity. GM-CSF blockade with neutralizing antibodies was found not to inhibit CART function in vitro or in vivo. CAR-T cell proliferation was enhanced in vitro, and CAR-T cells were shown to more effectively control leukemia in patient-derived xenografts after GM-CSF depletion. In addition, in the primary acute lymphoblastic leukemia xenograft model of CRS and NT, GM-CSF blockade showed decreased bone marrow cell loss and decreased brain T cell infiltration, and improved CRS and NT development. Finally, GM-CSF knockout CAR-T cells were constructed through GM-CSF disruption by CRISPR/cas9 upon CAR-T cell manipulation. GM-CSF k /O CAR-T cells continued to function normally and enhanced in vivo anti-tumor activity. This demonstrates that GM-CSF neutralization can neutralize neurotoxicity and CRS, and can also enhance CAR-T cell function.
재료 및 방법Materials and Methods
세포주 및 일차 세포Cell Lines and Primary Cells
NALM6 및 MOLM13은 ATCC (Manassas, VA, USA)에서 입수하여, 루시퍼라제-ZsGreen 렌티바이러스 (addgene)를 형질도입하였으며, 순도 100%로 분류하였다. 세포주를 R1O (RPMI, 10% FCS v/v, 1% pen strep v/v)에서 배양하였다. 일차 세포는 메이오 클리닉 바이오뱅크에서 급성 백혈병 환자로부터 생명윤리위원회로부터 승인된 프로토콜에 따라 입수하였다. 실험실에서 재조합 DNA의 이용은 국제 생물안전 위원회 (IBC)로부터 승인받았다.NALM6 and MOLM13 were obtained from ATCC (Manassas, VA, USA), transduced with luciferase-ZsGreen lentivirus (addgene), and sorted at 100% purity. Cell lines were cultured in R10 (RPMI, 10% FCS v/v, 1% pen strep v/v). Primary cells were obtained from patients with acute leukemia at the Mayo Clinic Biobank according to protocols approved by the Bioethics Committee. The use of recombinant DNA in the laboratory has been approved by the International Biosafety Committee (IBC).
일차 T 세포 및 CAR-T 세포Primary T cells and CAR-T cells
말초혈 단핵 세포 (PBMC)는 피콜 프로토콜을 이용해 비-식별된 공여 혈액 성분채집 콘으로부터 단리하였다 (예, Dietz et al., 2006 Transfusion 46:2083-2089 참조, 이는 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함됨). T 세포를 음성 선택 자기 비드 (Stemcell technologies)를 사용해 분리하고, 단핵구를 CD14+ 자기 비드 (Stemcell technologies)를 사용해 양성 선별하였다. 일차 세포를 5% 인간 혈청, 페니실린, 스트렙토마이신 및 글루타맥스가 첨가된 X-Vivo 15 배지에서 배양하였다. 후술한 바와 같이 정상적인 공여 T 세포에 렌티바이러스의 형질도입을 통해 CD19 특이적인 CAR-T 세포를 구축하였다. 2세대 CAR19 구조체를 신규 합성 (IDT)하고, 3세대 렌티바이러스에 EF-la 프로모터의 통제 하에 클로닝하였다. CD19 특이 단쇄 가변성 단편은 클론 FMC63으로부터 입수하였다. 2세대 4lBB 공동-자극된 (FMC63-41BBz) CAR 구조체를 합성하여, 이들 실험에 사용하였다. 리포펙타민 3000, VSV-G 및 패킹 플라스미드의 존재 하에, 293T 바이러스 생산 세포에 플라스미드를 일시적으로 형질감염시켜, 렌티바이러스 입자를 생성하였다. 정상 공여체로부터 단리한 T 세포는 CD3/CD28 자극 비드 (StemCell)로 1:3 비율에서 자극한 다음, 자극한지 24시간 후 감염 다중도 3.0으로 렌티바이러스 입자를 형질도입하였다. 6일차에 자기 비드를 제거하고, CAR-T 세포를 회수하였으며, 8일차에 향후 실험을 위해 냉동보존하였다. 실험에 사용하기 전에 CAR-T 세포를 해동시켜, 12시간 동안 T 세포 배지에서 회복시켰다.Peripheral blood mononuclear cells (PBMC) were isolated from non-identified donor blood apheresis cones using the Ficoll protocol (see, eg, Dietz et al., 2006 Transfusion 46:2083-2089, which is incorporated herein by reference in its entirety). included in). T cells were isolated using negative selection magnetic beads (Stemcell technologies), and monocytes were positively selected using CD14+ magnetic beads (Stemcell technologies). Primary cells were cultured in X-Vivo 15 medium supplemented with 5% human serum, penicillin, streptomycin and glutamax. As described below, CD19-specific CAR-T cells were constructed by transduction of lentivirus into normal donor T cells. A second-generation CAR19 construct was newly synthesized (IDT) and cloned into a third-generation lentivirus under the control of the EF-la promoter. The CD19 specific single chain variable fragment was obtained from clone FMC63. A second generation 41BB co-stimulated (FMC63-41BBz) CAR construct was synthesized and used in these experiments. 293T virus producing cells were transiently transfected with the plasmid in the presence of Lipofectamine 3000, VSV-G and packing plasmid to generate lentiviral particles. T cells isolated from normal donors were stimulated at a 1:3 ratio with CD3/CD28 stimulation beads (StemCell) and then transduced with lentiviral particles at a multiplicity of infection of 3.0 24 hours after stimulation. On
GM-GM- CSFCSF kk /o /o CAR-T 세포 구축:CAR-T cell construction:
인간 GM-CSF에 대해 높은 효율을 가지는 것으로 기존에 보고된 gRNA 스크리닝을 통해 인간 GM-CSF의 엑손 3을 표적화하는 가이드 RNA (gRNA)를 선별하였다. 이 gRNA는 U6 프로모터 (GenScript, Township, NJ, USA) 하에 통제되는 CAS9 3세대 렌티바이러스 구조체 (lentiCRISPRv2)로 주문하였다. 이 구조체를 코딩하는 렌티바이러스 입자를 전술한 바와 같이 제조하였다. T 세포를 CD3/CD28 비드로 자극한 후, 24시간 후 T 세포에 CAR19 및 GM-CSFgRNA-lentiCRISPRv2 렌티바이러스를 이중 형질도입하였다. 그런 후, CAR-T 세포 증폭을 상기와 같이 수행하였다. GM-CSF 표적화 효율을 분석하기 위해, PureLink 게놈 DNA 미니 키트 (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA)를 사용해 GM-CSFk/o CART19 세포로부터 게놈 DNA를 추출하였다. 대상 DNA를 Choice Taq Blue Mastermix (Thomas Scientific, Minneapolis, MN, USA)를 사용해 PCR로 증폭시키고, QIAquick 겔 추출 키트 (Qiagen, Germantown, MD, USA)를 사용해 겔 추출하여 편집을 확인하였다. PCR 증폭산물을 Eurofins 서열분석 (Louisville, KY, USA)하고, 대립유전자 변형 빈도를 tide.nki.nl에서 이용가능한 TIDE (Tracking of lndels by Decomposition) 소프트웨어를 사용해 계산하였다. 도 15는 GM-CSFk/o CART 19 구조를 구축하기 위한 계획, 프라이머 서열 및 gRNA 서열을 도시한다.Guide RNA (gRNA) targeting
GM-GM- CSFCSF 중화 항체 및 neutralizing antibodies and 이소형Lee So-hyung 대조군 control
렌질루맵 (Humanigen, Brisbane, CA)은 미국 특허 8,168,183 및 9,017, 674에 기술된 바와 같이 인간 GM-CSF를 중화하는 인간화 항체로서, 이들 문헌은 각각 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함된다. 시험관내 실험에서 렌질루맵 또는 이소형 대조군 10 ㎍/mL을 사용하였다. 생체내 실험에서는 렌질루맵 또는 이소형 대조군 10 mg/kg을 주사하였으며, 계획, 경로 및 빈도는 각각의 실험 계획에 표시한다. 일부 실험에서는 항-마우스 GM-CSF 중화 항체 (10 mg/kg)도 실험 계획이 표시된 바와 같이 사용하였다.Renzilumab (Humanigen, Brisbane, CA) is a humanized antibody that neutralizes human GM-CSF as described in US Pat. Nos. 8,168,183 and 9,017, 674, each of which is incorporated herein by reference in its entirety. 10 μg/mL of lenzilumab or isotype control was used in in vitro experiments. In the in vivo experiment, 10 mg/kg of lenzilumab or isotype control was injected, and the schedule, route and frequency are indicated in each experimental design. In some experiments, anti-mouse GM-CSF neutralizing antibody (10 mg/kg) was also used as indicated in the experimental design.
T 세포 기능 실험T cell function experiment
지정된 바와 같이 CAR-T 세포를 표적과 1:1 비율로 공동-배양한 후 24시간 및 72시간 경과 후 사이토카인 분석을 수행하였다. 인간 GM-CSF 싱글플렉스 (Millipore), 30-플렉스 인간 멀티플렉스 (Millipore) 또는 30-플렉스 마우스 멀티플렉스 (Millipore)를 지정된 바와 같이 이들 실험으로부터 수집한 상층액에 대해 수행하였다. 이는 유세포 측정 비드 또는 루미넥스를 사용해 분석하였으며, CAR-T 세포와 표적을 1:5의 비율로 37℃에서 4시간 동안 모넨신, hCD49d 및 hCD28 하에 인큐베이션한 후, 세포내 사이토카인 분석 및 T 세포 탈과립 분석을 수행하였다. 4시간 후, 세포를 회수하여 세포 표면을 염색한 다음, 고정 및 투과화 (FIX & PERM Cell Fixation & Cell Permeabilization Kit, Life Technologies)하여 세포내 염색을 수행하였다. 증식을 분석하기 위해, CFSE (Life Technologies) 표지된 작동자 세포 (CART19)와 방사선 조사된 표적 세포를 1:1 비율로 공동 배양하였다. 일부 실험에서는, CD14+ 단핵구를 공동-배양물에 지정된 바와 같이 1:1:1 비율로 첨가하였다. 세포를 특정 실험에서 지정된 바와 같이 3-5일간 공동 배양한 다음 세포를 회수하고, 항-hCD3 및 live/dead aqua로 표면을 염색하였다. 특정 실험에서는 지정된 바와 같이 여러가지 농도의 PMA/이오노마이신을 T 세포의 양성 비-특이 자극제로 사용하였다. 사멸 분석에서는, CD19+ 루시퍼라제+ ALL 세포주 NALM6 또는 CD19- 루시퍼라제+ 대조군 MOLM13 세포를 특정 실험들에서 열거된 바와 같이 24시간 또는 48시간 동안 작동자 T 세포와 지정된 비율로 함께 인큐베이션하였다. 남아있는 생존 세포의 척도로서 Xenogen IVIS-200 스펙트럼 카메라 (PerkinElmer, Hopkinton, MA, USA)에서 생발광 이미지를 촬영함으로써 사멸을 계산하였다. 이미지 촬영하기 10분 전에, 샘플에 샘플 부피 100 ㎕ 당 1 ㎕로 D-루시페린 (30 ㎍/mL)을 처리하였다.Cytokine analysis was performed 24 hours and 72 hours after CAR-T cells were co-cultured with the target in a 1:1 ratio as indicated. Human GM-CSF singleplex (Millipore), 30-plex human multiplex (Millipore) or 30-plex mouse multiplex (Millipore) were performed on supernatants collected from these experiments as indicated. This was analyzed using flow cytometry beads or Luminex, and CAR-T cells and targets were incubated in a ratio of 1:5 at 37°C for 4 hours under monensin, hCD49d and hCD28, followed by intracellular cytokine analysis and T cells. Degranulation analysis was performed. After 4 hours, the cells were recovered and stained on the cell surface, and then intracellular staining was performed by fixation and permeabilization (FIX & PERM Cell Fixation & Cell Permeabilization Kit, Life Technologies). To assay proliferation, CFSE (Life Technologies) labeled effector cells (CART19) and irradiated target cells were co-cultured at a 1:1 ratio. In some experiments, CD14+ monocytes were added to the co-cultures in a 1:1:1 ratio as indicated. Cells were co-cultured for 3-5 days as indicated in specific experiments, then cells were harvested and surface stained with anti-hCD3 and live/dead aqua. In certain experiments, different concentrations of PMA/ionomycin were used as positive non-specific stimulators of T cells as indicated. In the killing assay, CD19+ luciferase+ALL cell line NALM6 or CD19 - luciferase + control MOLM13 cells were co-incubated with effector T cells at the indicated ratios for 24 or 48 hours as listed in specific experiments. Death was calculated by taking bioluminescence images on a Xenogen IVIS-200 spectral camera (PerkinElmer, Hopkinton, MA, USA) as a measure of remaining viable cells. 10 minutes before imaging, samples were treated with D-luciferin (30 μg/mL) at 1 μl per 100 μl sample volume.
다중-매개변수 multi-parameter 유세포flow cell 측정 measurement
항-인간 항체는 Biolegend, eBioscience 또는 BD Biosciences 사에서 구입하였다. 세포를 시험관내 배양물 또는 동물의 말초혈로부터 (ACK 세포용해 후) 분리하고, 2% 소 태아 혈청이 첨가된 포스페이트-완충 염수에서 2번 헹군 다음 4℃에서 염색하였다. 세포수를 측정하기 위해, 카운트브라이트 비드 (Invitrogen)를 제조사의 지침 (Invitrogen)에 따라 사용하였다. 전체 분석에서, 대상 집단을 정방향 산란 특징 대 측면 산란 특징을 토대로 게이팅한 다음 싱글렛 게이팅을 수행하였으며, 살아있는 세포를 Live Dead Aqua (Invitrogen)를 이용해 게이팅하였다. 염소 항-마우스 F(ab')2 항체로 염색하여, CAR의 표면 발현을 검출하였다. 4-레이저 Canto II 분석기 (BD Biosciences)에서 유세포 측정을 수행하였다. 모든 분석은 FlowJo Xl0.0.7r2를 사용해 수행하였다.Anti-human antibodies were purchased from Biolegend, eBioscience or BD Biosciences. Cells were isolated (after ACK cell lysis) from either in vitro cultures or animal peripheral blood, rinsed twice in phosphate-buffered saline supplemented with 2% fetal bovine serum and stained at 4°C. To measure the cell number, Countbright beads (Invitrogen) were used according to the manufacturer's instructions (Invitrogen). In the full analysis, subject populations were gated based on forward scattering versus side scattering characteristics followed by singlet gating, and live cells were gated using Live Dead Aqua (Invitrogen). Surface expression of CAR was detected by staining with goat anti-mouse F(ab')2 antibody. Flow cytometry was performed on a 4-laser Canto II analyzer (BD Biosciences). All analyzes were performed using a FlowJo X10.0.7r2.
이종 마우스 모델Heterogeneous mouse model
8-12주령의 NOD-SCID-IL2ry-/- (NSG) 마우스 수컷과 암컷을 동물 관리 및 이용 위원회 (IACUC)로부터 승인받은 사육 프로토콜에 따라 메이오 클리닉의 비교 의학 분과에서 사육 및 관리하였다. 마우스는 BSL2+ 수준 실험을 위해 생물안전위원회로부터 승인된 동물 장벽 공간에서 유지시켰다.Male and female NOD-SCID-IL2ry-/- (NSG) mice aged 8-12 weeks were bred and managed in the Department of Comparative Medicine of the Mayo Clinic according to breeding protocols approved by the Animal Care and Use Committee (IACUC). Mice were maintained in an animal barrier space approved by the Biosafety Committee for BSL2+ level experiments.
NALM6NALM6 세포주 이종이식 cell line xenograft
CD19+ 루시퍼라제+ ALL NALM6 세포주를 이용해 ALL 이종이식을 확립하였다. 이러한 이종이식 실험은 여러가지 IACAC 프로토콜에 의해 승인받았다. 이에, 세포 1xl06주를 꼬리 정맥 주사를 통해 정맥내 주사하였다. 동물은, 주사 후 6일차에 Xenogen IVIS-200 스펙트럼 카메라로 생발광 이미지를 촬영하여, 생착을 검증하였다. D 루시페린 (15 mg/ml)을 10 ㎕/g로 복막내 주사한 후 이미지를 촬영하였다. 그런 후, 마우스를 생발광 이미지를 토대로 무작위 분류하여, 특정 실험에 개략적으로 기술된 바와 같이 여러가지 처리를 실시하였다. 전형적으로, CAR-T 세포 또는 UTD 세포 1-2 x 106주를 주사하였으며, 실제 용량은 특정 실험 설명에 기술하였다. 매주 사진을 촬영하여 질환 부담을 분석 및 추적하였다. CAR-T 세포를 주사하고 7-10일차에 꼬리 정맥을 통해 채혈해, T 세포 증폭을 분석하였으며, 필요에 따라 추적하였다. 마우스 말초혈을 ACK 세포용해 완충제 (Thermofisher)로 세포용해시킨 후 유세포 측정 실험에 사용하였다. Xenogen IVIS-200 스펙트럼 카메라 (PerkinElmer, Hopkinton, MA, USA)로 생발광 이미지를 획득하고, Living Image version 4.4 (Caliper LifeSciences, PerkinElmer)로 분석하였다. 항체 처리된 마우스의 경우, 항체 요법 (10 mg/kg 렌질루맵 또는 이소형 대조군)을 총 10일간 IP로 개시하였다.ALL xenografts were established using the CD19+ luciferase+ ALL NALM6 cell line. These xenograft experiments were approved by several IACAC protocols. Accordingly, 1x10 6 weeks of cells were injected intravenously via tail vein injection. Animals were bioluminescent images taken with a Xenogen IVIS-200 spectral camera on
원발성 환자 유래 ALL 이종이식ALL xenografts from primary patients
원발성 ALL 이종이식을 확립하기 위해, 먼저 NSG 마우스에 30 mg/kg 부설판을 IP로 투여하였다. 다음날, 마우스에 재발성 불치성 ALL 환자의 말초혈로부터 유래된 일차 모세포 2x106주를 주사하였다. 4-6주 동안 마우스에서 생착을 모니터링하였으며, CD19+ 세포가 혈중에서 일정한 수준으로 (>1 세포/㎕) 관찰되면, 무작위로 분류하여, 항체 요법 (CAR-T 세포 요법 투여 당일부터 시작해 총 10일간 10 mg/kg 렌질루맵 또는 이소형 대조군 IP)과 함께 또는 항체 요법 없이, 여러가지 CART19 또는 UTD (세포 1 x l06주) 처리를 수행하였다. 마우스에서 꼬리 정맥 채혈을 통해 백혈병 부담을 주기적으로 모니터링하였다.To establish primary ALL xenografts, NSG mice were first administered IP with 30 mg/kg busulfan. The next day, mice were injected with 2x10 6 weeks of primary blast cells derived from the peripheral blood of patients with relapsed incurable ALL. Engraftment was monitored in mice for 4-6 weeks, and if CD19+ cells were observed at a constant level (>1 cell/μl) in the blood, they were randomized and treated for a total of 10 days, starting from the day of administration of CAR-T cell therapy. Multiple CART19 or UTD (cell 1×10 6 weeks) treatments were performed with or without antibody therapy (10 mg/kg lenzilumab or isotype control IP). Mice were periodically monitored for leukemia burden through tail vein bleeds.
CRS/NT에 대한 원발성 환자 유래 ALL 이종이식Primary patient-derived ALL xenografts for CRS/NT
상기 실험들과 마찬가지로, 마우스에 부설판 30 mg/kg을 IP로 주사하였다. 다음날, 마우스에 재발성 불치성 ALL 환자의 말초혈로부터 유래된 일차 모세포 1-2x106주를 주사하였다. 4-6주 동안 마우스에서 생착을 모니터링하였으며, CD19+ 세포가 혈중에서 고 수준으로 (≥10 세포/㎕) 관찰되면, 마우스에 CART19 (세포 2-5x106주)를 투여하고, 개별 실험에 상세히 기술된 바와 같이, 총 10일간 항체 요법을 개시하였다. 마우스는 웰빙의 척도로서 체중을 매일 측정하였다. 마우스의 MRI를 CART 주사 후 5-6일째에 촬영하였으며, CART 주사 후 4-11일차에 꼬리 정맥을 통해 채혈하였다. 뇌 MRI 이미지를 Azalyze로 분석하였다.As in the above experiments, mice were injected with 30 mg/kg of busulfan by IP. The next day, mice were injected with 1-2x10 6 weeks of primary blast cells derived from peripheral blood of patients with relapsed incurable ALL. Engraftment was monitored in mice for 4-6 weeks, and if high levels of CD19+ cells were observed in the blood (≥10 cells/μL), mice were administered CART19 (cells 2-5×10 6 weeks), detailed in individual experiments. As described above, antibody therapy was initiated for a total of 10 days. Mice were weighed daily as a measure of well-being. MRI of mice was taken 5-6 days after CART injection, and blood was collected through tail vein on 4-11 days after CART injection. Brain MRI images were analyzed with Azalyze.
MRI 획득MRI acquisition
Bruker Avance II 7 Tesla 버티컬 보어 소형 동물 MRI 시스템 (Bruker Biospin)을 사용해, 중추 신경계 (CNS) 혈관 투과성을 평가하기 위한 이미지를 획득하였다. 흡입 마취를 유도하였으며, 3-4% 이소플루란으로 유지시켰다. MRI 호환성 활력 징후 모니터링 시스템 (Model 1030; SA Instruments, Stony Brook, NY)을 사용해 획득 기간 동안 호흡수를 모니터링하였다. 마우스에 체중에 따라 100 mg/kg 투여로 가돌리늄을 IP 주사하였으며, 15분간 표준적인 지연 후, 용적 획득 (volume acquisition) T1-가중 스핀 에코 시퀀스를 적용해 (반복 시간 = 150 ms, 에코 시간 = 8 ms, 관심영역: 32 mm x 19.2 mm x 19.2 mm, 매트릭스: 160 x 96 x 96; 평균 횟수 = 1), T1-가중 사진을 입수하였다. 가돌리늄-보강된 MRI 변화는 혈액-뇌-장벽 파괴를 의미한다. 용적 분석을 메이오 클리닉의 바이오메디칼 이미징 리소스에 의해 개발된 분석 소프트웨어를 사용해 수행하였다.Images were acquired to assess central nervous system (CNS) vascular permeability using a
마우스 뇌 조직에 대한 RNA-RNA-to mouse brain tissue SeqSeq
miRNeasy 마이크로 키트 (Qiagen, Gaithersburg, MD, USA)를 사용해 RNA를 단리하고, RNase-Free DNase Set (Qiagen, Gaithersburg, MD, USA)를 처리하였다. 메이오 클리닉의 게놈 분석 코어에서 Illumina HTSeq 4000 (Illumina, San Diego, CA, USA)으로 RNA-seq를 수행하였다. 바이너리 베이스 콜 데이터를 Illumina bcl2fastq 소프트웨어를 사용해 fastq로 변환하였다. Trimmomatic를 사용해 어댑터 서열을 제거하고, FastQC로 정성적으로 체크하였다. 최신 인간 (GRCh38) 및 마우스 (GRCm38) 기준 게놈을 NCBI에서 내려받았다. STAR을 사용해 게놈 인덱스 파일을 생성하고, 쌍 형성된 말단 리드를 각 조건에서 게놈에 맵핑하였다. HTSeq3 l을 이용해 각 유전자에 대한 발현 수치를 구하였으며, DeSeq2로 차별적인 발현을 계산하였다. 게놈 온톨로지를 Enrichr를 사용해 분석하였다. 도 16은 전술한 단계들을 요약 개시한다. RNA 서열분석 데이터는 유전자 발현 옴니부스에서 등재 번호 GSE121591로 이용가능하다.RNA was isolated using the miRNeasy micro kit (Qiagen, Gaithersburg, MD, USA) and treated with an RNase-Free DNase Set (Qiagen, Gaithersburg, MD, USA). RNA-seq was performed with an Illumina HTSeq 4000 (Illumina, San Diego, CA, USA) at the Mayo Clinic's Genome Analysis Core. Binary base call data was converted to fastq using Illumina bcl2fastq software. Adapter sequences were removed using Trimmomatic and qualitatively checked with FastQC. The latest human (GRCh38) and mouse (GRCm38) reference genomes were downloaded from NCBI. A genomic index file was generated using STAR, and paired end reads were mapped to the genome in each condition. Expression values for each gene were calculated using HTSeq3 l, and differential expression was calculated using DeSeq2. Genomic ontology was analyzed using Enrichr. 16 summarizes the steps described above. RNA sequencing data is available from the Gene Expression Omnibus under accession number GSE121591.
통계statistics
Prism Graph Pad 및 마이크로소프트 엑셀을 사용해 데이터를 분석하였다. Prism을 사용해 히트 맵에서 높은 사이토카인 농도는 "1"로 표준화하고, 낮은 농도는 "0"으로 표준화하였다. 통계학적 검정은 도면 설명에 기술한다.Data were analyzed using Prism Graph Pad and Microsoft Excel. High cytokine concentrations were normalized to “1” and low concentrations were normalized to “0” in the heat map using Prism. Statistical tests are described in the figure description.
결과result
시험관내in vitro GM- GM- CSFCSF 중화는 단핵구의 Neutralization of monocytes 존재 하에in existence CAR-T 세포 증식을 강화하고, CAR-T 세포 작동자 기능을 손상시키지 않는다. Enhances CAR-T cell proliferation and does not impair CAR-T cell effector function.
CAR-T 세포 요법 후 GM-CSF 중화를 CRS 및 NT를 방지하기 위한 전략으로서 이용하고자 한다면, CAR-T 세포는 저해되지 않아야 한다. 이에, 본 발명의 초기 실험에서는 CAR-T 세포 작동자 기능에 대한 GM-CSF 중화 효과를 조사하고자 하였다. 이에, CART19 세포를, CD19+ALL 세포주 NALM6와 함께 또는 이의 첨가 없이, 렌질루맵 (GM-CSF 중화 항체) 또는 이소형 대조군 (IgG)의 존재 하에 공동-배양하였다. 렌질루맵은 실제 GM-CSF를 완전히 중화할 수 있었던 반면 IgG 대조군 항체는 그렇지 못하였으며 (도 6A), CAR-T 세포 항원 특이적인 증식을 저해하지 않는 것으로 (도 6B), 확인되었다. CART19 세포를 CD19+ 세포주 NALM6와 단핵구의 존재 하에 공동-배양하였을 때, 렌질루맵은 CART19와 조합하여 항원 특이적인 CART19 증식을 CART19 + 이소형 대조군 IgG와 비교해 기하급수적으로 증가시켰다 (P<0.0001, 도 6C). CAR-T 특이적인 세포독성을 조사하기 위해, CART19 또는 대조군 UTD T 세포를 루시퍼라제+ CD19+ NALM6 세포주와 함께 배양하였으며, 이소형 대조군 항체 또는 GM-CSF 중화 항체를 처리하였다 (도 1D). GM-CSF 중화 항체 처리시 CAR-T 세포의 NALM6 표적 세포 사멸 능력이 저해되지 않았다 (도 6D). 요컨대, 이들 결과는 렌질루맵이 CAR-T 세포 기능을 시험관내에서 저해하지 않으며 단핵구의 존재 하에 CART19 세포 증식을 강화함을 보여주는 것으로, GM-CSF 중화가 CAR-T 세포 매개 효과를 개선할 수 있다는 것을 시사해준다.If GM-CSF neutralization after CAR-T cell therapy is to be used as a strategy to prevent CRS and NT, CAR-T cells should not be inhibited. Therefore, in the initial experiment of the present invention, the effect of GM-CSF neutralizing on CAR-T cell effector function was investigated. Accordingly, CART19 cells were co-cultured in the presence of lenzilumab (GM-CSF neutralizing antibody) or isotype control (IgG) with or without the addition of CD19+ALL cell line NALM6. It was confirmed that lenzilumab was able to completely neutralize the actual GM-CSF whereas the IgG control antibody did not ( FIG. 6A ) and did not inhibit CAR-T cell antigen-specific proliferation ( FIG. 6B ). When CART19 cells were co-cultured with the CD19+ cell line NALM6 in the presence of monocytes, lenzilumab in combination with CART19 exponentially increased antigen-specific CART19 proliferation compared to CART19 + isotype control IgG (P<0.0001, Figure 6C). ). To investigate CAR-T specific cytotoxicity, CART19 or control UTD T cells were incubated with luciferase+CD19+NALM6 cell lines and treated with isotype control antibody or GM-CSF neutralizing antibody ( FIG. 1D ). NALM6 target cell killing ability of CAR-T cells was not inhibited upon treatment with GM-CSF neutralizing antibody ( FIG. 6D ). In summary, these results show that lenzilumab does not inhibit CAR-T cell function in vitro and enhances CART19 cell proliferation in the presence of monocytes, suggesting that GM-CSF neutralization can ameliorate CAR-T cell-mediated effects. it suggests
생체내in vivo GM- GM- CSFCSF 중화는 이종이식 모델에서 CAR-T 세포의 항-종양 활성을 강화한다. Neutralization potentiates anti-tumor activity of CAR-T cells in xenograft models.
GM-CSF 고갈이 CART19 작동자 기능을 저해하지 않는다는 것을 검증하기 위해, 이종이식 모델에서 CART19 항-종양 활성에 대한 GM-CSF 중화 효과를 렌질루맵을 이용해 조사하였다. 먼저, CART19 세포의 항-종양 활성이 GM-CSF 중화에 의해 영향을 받는지를 명확하게 조사하기 위해 고안한 재발 모델을 이용하였다. NSG 마우스에 루시퍼라제+ NALM6 세포 1x106주를 주사하고, 마우스가 매우 높은 종양 부담에 도달하기 위한 충분한 시간을 허용하여 6일 후 사진을 촬영하였다. 마우스를 무작위 분류하여 CART19 또는 UTD 세포를 1회 주사하고, 이소형 대조군 항체 또는 렌질루맵을 10일간 주사하였다 (도 7A). CART19 주사 후 8일에 수집한 혈청에 대한 GM-CSF 분석에서는, 렌질루맵이 CART19 요법에서 GM-CSF를 성공적으로 중화하는 것으로 밝혀졌다 (도 7B). CART19 주사 후 1주일 경과 시점의 생발광 사진에서, CART19는 렌질루맵과 조합하여 종양 부담이 높은 재발 모델에서 백혈병을 효과적으로 제어하고, 대조군 UTD 세포에 비해 더 유의한 것으로, 확인되었다 (도 7C). CART19의 처리는, 렌질루맵과 조합하여, GM-CSF 수준을 중화함에도 불구하고, CART19과 대조군 항체와 비슷하게, 강력한 항-종양 활성을 발휘하였으며, 전체 생존율을 개선시키는 것으로 나타났으며, 이는 GM-CSF가 CAR-T 세포 활성을 생체내에서 손상시키지 않는다는 것을 의미한다 (도 8). 이차로, 더 적절한 이종 모델인, 원발성 ALL 환자 유래 이종이식 모델에서, 인간 PBMC의 존재 하에 이들 실험을 수행하였다. 마우스를 부설판 화학요법으로 컨디셔닝화한 후, 수 주간 꼬리 정맥을 통해 연속 채혈하여 생착을 모니터링하였으며, 혈중 CD19+ 모세포가 ≥ 1 ㎕이 되면, 마우스를 무작위 할당하여, CART19 또는 UTD 처리를 PBMC와 조합하여 총 10일간 CART19 주사 당일에 시작하여 렌질루맵 + 항-마우스 GM-CSF 중화 항체 또는 이소형 대조군 IgG 항체와 함께 투여하였다 (도 7D). 이러한 원발성 ALL 이종이식 모델에서, GM-CSF 중화는 CART19 요법과 조합하여, CART19 투여 후 35일보다 장기간 동안 CART19 + 이소형 대조군과 비교해 백혈병 질환을 제어하는 유의한 개선을 나타내었다 (도 7E). 이는, GM-CSF 중화가 CART19 세포 요법 후 재발을 줄이고 지속적인 완전 반응을 높이는데 역할을 할 수 있음을, 시사해준다.To verify that GM-CSF depletion does not inhibit CART19 effector function, the neutralizing effect of GM-CSF on CART19 anti-tumor activity in a xenograft model was investigated using lenzilumab. First, we used a relapse model designed to clearly investigate whether the anti-tumor activity of CART19 cells is affected by GM-CSF neutralization. NSG mice were injected with 1x10 6 weeks of luciferase+NALM6 cells and pictures were taken 6 days later, allowing sufficient time for the mice to reach a very high tumor burden. Mice were randomized and injected with one injection of CART19 or UTD cells, followed by an injection of isotype control antibody or lenzilumab for 10 days ( FIG. 7A ). GM-CSF analysis of sera collected 8 days after CART19 injection revealed that lenzilumab successfully neutralized GM-CSF in CART19 therapy ( FIG. 7B ). In bioluminescence photographs at one week after CART19 injection, it was confirmed that CART19 effectively controlled leukemia in a relapse model with high tumor burden in combination with lenzilumab and was more significant compared to control UTD cells ( FIG. 7C ). Treatment of CART19, in combination with lenzilumab, exerted potent anti-tumor activity, similar to CART19 and the control antibody, despite neutralizing GM-CSF levels, and was shown to improve overall survival, which This means that CSF does not impair CAR-T cell activity in vivo ( FIG. 8 ). Second, these experiments were performed in the presence of human PBMC in a more relevant xenograft model, a primary ALL patient-derived xenograft model. After conditioning mice with busulfan chemotherapy, engraftment was monitored by serial bleeds via tail vein for several weeks, and when blood CD19+ blast cells reached ≥ 1 μl, mice were randomly assigned to combine CART19 or UTD treatment with PBMCs. and administered together with lenzilumab + anti-mouse GM-CSF neutralizing antibody or isotype control IgG antibody, starting on the day of CART19 injection for a total of 10 days ( FIG. 7D ). In this primary ALL xenograft model, GM-CSF neutralization, in combination with CART19 therapy, showed significant improvement in controlling leukemia disease compared to CART19 + isotype controls for longer than 35 days after CART19 administration ( FIG. 7E ). This suggests that GM-CSF neutralization may play a role in reducing relapse and enhancing sustained complete response after CART19 cell therapy.
GM-GM- CSFCSF CRISPRCRISPR 넉아웃knockout CAR-T 세포는 주요 사이토카인의 수준과 마찬가지로 GM-CSF의 발현을 감소시키고, 항-종양 활성을 강화한다. CAR-T cells reduce the expression of GM-CSF as well as the levels of key cytokines and potentiate anti-tumor activity.
CAR-T 세포에서 중요한 GM-CSF의 임의의 역할을 확실히 배제하기 위해, CAR-T 세포 구축에 고 효율성인 것으로 보고되고 CRISPR 렌티바이러스 백본에 클로닝된 gRNA를 이용해 GM-CSF 유전자를 파괴하였다. 이 gRNA를 이용해, CART19 세포에서 약 60%의 넉아웃 효율이 달성되었다 (도 9). CAR-T 세포를 CD19+ 세포주 NALM6로 자극하였을 때, GM-CSFk /o CAR-T 세포는 야생형 GM-CSF 유전자 좌를 가진 CART19 ("야생형 CART19 세포")와 비교해 GM-CSF를 통계학적으로 유의하게 적게 생산하였다. CAR-T 세포에서 GM-CSF 넉아웃시, IFN-γ, IL-2 또는 CAR-T 세포 항원 특이적인 탈과립화 (CD107a) 등의 기타 주요 T 세포 사이토카인의 생산은 손상되지 않았지만 (도 l0A), GM-CSF의 발현은 감소되었다 (도 l0B). GM-CSFk /o CAR-T 세포가 계속 정상적인 기능을 발휘하는지를 검증하기 위해, (도 7A에 기술된 바와 같이) 종양 부담이 높은 재발성 ALL 이종이식 모델에서 생체내 효율을 조사하였다. 이러한 이종이식 모델에서, 야생형 CART19 대신 GM-CSFk /o CART19을 이용한 경우, CART19 처리 후 7일째에 인간 GM-CSF의 혈청내 수준이 현저하게 감소하였다 (도 10B). 생발광 이미지 데이터는, GM-CSFk /o CART19 세포가 이 모델에서 CART19와 비교해 강화된 백혈병 제어성을 나타냄을, 시사해준다 (도 11). 중요하게도, GM-CSFk /o CART19 세포는 야생형 CART19 세포와 비교해 전체 생존율을 유의하게 개선하였다 (도 10C). GM-CSF 이외에는, 인간 (도 l0D) 또는 대조군 (도 10E) 사이토카인에서는 통계학적으로 유의한 변화가 검출되지 않았다. 요컨대, 이들 결과는 도 6 및 7의 결과를 검증해주었으며, GM-CSF 고갈이 CAR-T 효능 기능에 중요한 사이토카인은 손상시키지 않는다는 것을 보여준다. 아울러, 도 10의 결과는, GM-CSFk/o CART가 CAR-T 제조시 변형으로서 GM-CSF 대조군을 "빌트 인"하기 위한 치료학적 옵션일 수 있음을 의미한다.To definitively rule out any role of important GM-CSF in CAR-T cells, the GM-CSF gene was disrupted using gRNA, which has been reported to be highly efficient in CAR-T cell construction and cloned into the CRISPR lentiviral backbone. With this gRNA, a knockout efficiency of about 60% was achieved in CART19 cells ( FIG. 9 ). When CAR-T cells were stimulated with the CD19+ cell line NALM6, GM-CSF k /o CAR-T cells were statistically significant for GM-CSF compared to CART19 with the wild-type GM-CSF locus (“wild-type CART19 cells”). produced very little. Upon GM-CSF knockout in CAR-T cells, production of other key T cell cytokines such as IFN-γ, IL-2 or CAR-T cell antigen-specific degranulation (CD107a) was not impaired ( FIG. 10A ). , the expression of GM-CSF was reduced ( FIG. 10B ). To validate whether GM-CSF k /o CAR-T cells continue to function normally, in vivo efficiency was investigated in a recurrent ALL xenograft model with high tumor burden (as described in FIG. 7A ). In this xenograft model, when GM-CSF k /o CART19 was used instead of wild-type CART19, the serum level of human GM-CSF was significantly reduced 7 days after CART19 treatment ( FIG. 10B ). Bioluminescence image data suggest that GM-CSF k /o CART19 cells exhibit enhanced leukemia control compared to CART19 in this model ( FIG. 11 ). Importantly, GM-CSF k /o CART19 cells significantly improved overall viability compared to wild-type CART19 cells ( FIG. 10C ). Except for GM-CSF, no statistically significant changes were detected in human ( FIG. 10D ) or control ( FIG. 10E ) cytokines. In summary, these results validated the results of Figures 6 and 7 and show that GM-CSF depletion does not impair cytokines important for CAR-T efficacious function. In addition, the results of FIG. 10 suggest that GM-CSFk/o CART may be a therapeutic option for "built-in" the GM-CSF control as a modification in CAR-T preparation.
신경독성 및 사이토카인 방출 증후군에 대한 환자 유래 이종이식 모델Patient-derived xenograft model for neurotoxicity and cytokine release syndrome
이 모델에서, 컨디셔닝화된 NSG 마우스에 일차 ALL 모세포를 생착시키고, 질환 부담이 고 수준에 도달할 때까지 수주간 생착을 모니터링하였다 (도 12A). 말초혈에서 CD19+ 모세포 수준이 ≥10/㎕에 도달하면, 마우스를 무작위 할당하여 지정된 바와 같이 여러가지 처리를 투여하였다 (도 12A). (대조군 IgG 항체 또는 GM-CSF 중화 항체와 함께) CART19 처리시, 질환이 성공적으로 해소되었다 (도 12B). CART19 처리 후 4-6일 이내에, 마우스에서 운동 장애, 구부러진 신체 및 점진적인 체중 감소; CRS 및 NT에 상응하는 증상들이 나타나기 시작하였다. 이는, CAR-T 세포 요법 후 인간 CRS에서 관찰되는 바와 마찬가지로, CART10 주사 후 4-11일에 혈청내 주요 사이토카인의 상승과 연관되어 있었다 (인간 GM-CSF, TNF-a, IFN-y, IL-10, IL-12, IL-13, IL-2, IL-3, IP-10, MDC, MCP-1, MIP-la, MIP-1, 및 마우스 IL-6, GM-CSF, IL-4, IL-9, IP-10, MCP-1 및 MIG). CART19가 처리된 이들 마우스에서는, 또한, 뇌-장벽 파괴 및 잠재적으로 뇌 부종을 의미하는, 비정상적인 T1 강화가 관찰되는 뇌 MRI 분석 (도 12D) 및 인간 CART19 세포의 침윤이 관찰되는 뇌에 대한 유세포 측정 분석 (도 12E)에서 확인된 바와 같이, NT가 발생하였다. 아울러, 이러한 NT 징후가 나타난 마우스로부터 회수한 뇌 단편을 RNA-seq 분석한 바, T 세포 수용체, 사이토카인 수용체, T 세포 면역 활성화, T 세포 이동 및 T 세포와 골수 세포의 분화를 조절하는 유전자들의 유의한 상향 조절이 확인되었다 (표 1).In this model, conditioned NSG mice were engrafted with primary ALL blasts and monitored for several weeks until disease burden reached high levels ( FIG. 12A ). When CD19+ blast levels in peripheral blood reached ≧10/μL, mice were randomly assigned to receive various treatments as indicated ( FIG. 12A ). Upon CART19 treatment (in combination with control IgG antibody or GM-CSF neutralizing antibody), the disease resolved successfully ( FIG. 12B ). Within 4-6 days after CART19 treatment, ataxia, crooked body and gradual weight loss in mice; Symptoms corresponding to CRS and NT began to appear. This was associated with elevations of major cytokines in serum at 4-11 days post CART10 injection (human GM-CSF, TNF-a, IFN-y, IL), as observed in human CRS following CAR-T cell therapy. -10, IL-12, IL-13, IL-2, IL-3, IP-10, MDC, MCP-1, MIP-la, MIP-1, and mouse IL-6, GM-CSF, IL-4 , IL-9, IP-10, MCP-1 and MIG). In these CART19-treated mice, also brain MRI analysis ( FIG. 12D ) where abnormal T1 enrichment was observed, indicative of brain-barrier disruption and potentially brain edema, and flow cytometry of the brain where infiltration of human CART19 cells was observed. As confirmed in the analysis ( FIG. 12E ), NTs occurred. In addition, as a result of RNA-seq analysis of brain fragments recovered from mice exhibiting these NT signs, genes regulating T cell receptor, cytokine receptor, T cell immune activation, T cell migration, and differentiation of T cells and bone marrow cells were identified. Significant upregulation was confirmed ( Table 1 ).
표 1. CART19 세포 처리 후 환자 유래 이종이식 모델로부터 입수한 뇌에서 변형된 표준 경로들. Table 1. Modified standard pathways in the brain obtained from a patient-derived xenograft model after CART19 cell treatment.
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07
생체내in vivo GM- GM- CSFCSF 중화는 이종이식 모델에서 Neutralization in the xenograft model CART19CART19 요법 후 사이토카인 방출 증후군 및 신경독성을 개선한다. Improves cytokine release syndrome and neurotoxicity after therapy.
도 4A에 나타낸 NT 및 CRS에 대한 이종이식 환자 유래 모델을 이용해, CART19 독성에 대한 GM-CSF 중화 효과를 조사하였다. 마우스 GM-CSF에 의한 효과를 배제하기 위해, 마우스에, GM-CSF 항체 요법 (10 mg/kg 렌질루맵 및 10 mg/kg 항-마우스 GM-CSF 중화 항체) 또는 이소형 대조군 항체의 10일간의 투여와 조합하여, CART19 세포를 투여하였다. GM-CSF 중화 항체 요법은 CART19 요법 후 CRS로 인한 체중 감소를 방지하였다 (도 13A). CART19 세포 요법 후 11일째에 사이토카인을 분석한 결과, 인간 GM-CSF가 항체에 의해 중화되었다 (도 13B). 또한, GM-CSF 중화로 수종의 인간 (IP-10, IL-3, IL-2, IL-1Ra, IL-12p40, VEGF, GM-CSF) (도 5C) 및 마우스 (MIG, MCP-1, KC, IP-10) (도 13D) 사이토카인이 현저하게 감소하였다. 다른 세포 유형들 중에서도 단핵구에 의해 인터페론 γ-유발성 단백질 (IP-10, CXCL1O)이 생산되었으며, 이것은 단핵구, 대식세포 및 T 세포 등의 다수의 세포 타입들에서 화학주성인자로서 작용하였다. IL-3은 골수성 선조세포 분화에 역할을 담당하고 있다. IL-2는 주요 T 세포 사이토카인이다. 인터루킨-1 수용체 길항제 (IL-1Ra)는 IL-1을 저해한다. (IL-1은 대식세포에 의해 생산되며, 주요 염증성 사이토카인 계열에 속함). IL-12p40은 다른 세포 유형들 중에서도 대식세포에 의해 생산되는 IL-12의 서브타입으로, Th1 분화를 촉진할 수 있다. 혈관 내피 성장인자 (VEGF)는 혈관 형성을 촉진한다. γ 인터페론에 의해 유도되는 모노카인 (MIG, CXCL9)은 T 세포의 화학주성인자이다. 단핵구 화학주성인자 단백질 1 (MCP-1, CCL2)은 단핵구, T 세포 및 수지상 세포를 유인한다. KC (CXCL1)는 다른 세포 유형들 중에서도 대식세포에 의해 생산되며, 호중구와 같은 골수 세포를 유인한다. GM-CSF 중화 후 인간 및 마우스 사이토카인 수종이 감소되는 경향이 관찰되었다. 이는, GM-CSF가 CRS 및 NT를 야기하는 케스케이드에서 주요한 수종의 사이토카인의 하류 활성에 작용한다는 것을, 시사해준다. Using the xenograft patient-derived model for NT and CRS shown in FIG. 4A , the neutralizing effect of GM-CSF on CART19 toxicity was investigated. To rule out effects by mouse GM-CSF, mice were treated with GM-CSF antibody therapy (10 mg/kg lenzilumab and 10 mg/kg anti-mouse GM-CSF neutralizing antibody) or an isotype control antibody for 10 days. In combination with administration, CART19 cells were administered. GM-CSF neutralizing antibody therapy prevented weight loss due to CRS after CART19 therapy ( FIG. 13A ). As a result of cytokine analysis on day 11 after CART19 cell therapy, human GM-CSF was neutralized by the antibody ( FIG. 13B ). In addition, GM-CSF neutralization resulted in several human (IP-10, IL-3, IL-2, IL-1Ra, IL-12p40, VEGF, GM-CSF) ( FIG. 5C ) and mice (MIG, MCP-1, KC, IP-10) ( FIG. 13D ) cytokines were significantly reduced. Interferon γ-inducing protein (IP-10, CXCL10) was produced by monocytes, among other cell types, which acted as a chemoattractant in a number of cell types including monocytes, macrophages and T cells. IL-3 plays a role in myeloid progenitor cell differentiation. IL-2 is a major T cell cytokine. Interleukin-1 receptor antagonists (IL-1Ra) inhibit IL-1. (IL-1 is produced by macrophages and belongs to the family of major inflammatory cytokines). IL-12p40, a subtype of IL-12 produced by macrophages, among other cell types, can promote Th1 differentiation. Vascular endothelial growth factor (VEGF) promotes blood vessel formation. Monokines (MIG, CXCL9) induced by γ-interferon are T-cell chemotactic factors. Monocyte chemoattractant protein 1 (MCP-1, CCL2) attracts monocytes, T cells and dendritic cells. KC (CXCL1) is produced by macrophages, among other cell types, and attracts myeloid cells such as neutrophils. A tendency to decrease human and mouse cytokine dropsy was observed after GM-CSF neutralization. This suggests that GM-CSF acts on the downstream activity of several major cytokines in the cascade leading to CRS and NT.
CAR19 처리 후 5일째 뇌 MRI에서, GM-CSF 중화는, 뇌 염증, 혈액-뇌 장벽 파괴 및 잠재적으로 부종을, CART19 + 대조군 항체와 비교해, T1 강화를 감소시키는 것으로, 확인되었다. (렌질루맵 및 항-마우스 GM-CSF 항체를 이용한) GM-CSF 중화 후 MRI 이미지는 처리 전 베이스라인 스캔과 비슷하였으며, 이는 GM-CSF 중화가 CART19 요법과 관련된 NT를 소거하는데 효과적으로 유용하다는 것을 시사해준다 (도 14A, 14B). 환자-유래 이종이식 모델에서 인간 ALL 모세포 및 인간 CART19을 이용하여, CART19 이후 GM-CSF 중화로, 신경-염증이, CART19 + 이소형 대조군과 비교해, 59%까지 감소하였다 (도 14B). 이는 유의할만한 발견이며, CART19에 의해 유발되는 NT를 효과적으로 무력화시킬 수 있음을 최초로 생체내에서 입증해준다. 인간 CD3 T 세포는, 유세포 측정으로 분석한 결과, CART19 요법 후 뇌에 존재하였지만, GM-CSF 중화시 뇌 CD3 T 세포는 감소하는 경향이 관찰되었다 (도 14C). 마지막으로, CAR-T 세포 요법시 GM-CSF 중화 처리된 마우스의 뇌에서 이소형 대조군과 비교해 CD11b+ 브라이트 대식세포가 감소하는 경향이 CAR-T 요법 중에 관찰되었으며 (도 14D), 이는 GM-CSF 중화가 뇌에서 대식세포 감소를 돕는다는 것을 시사해준다.Brain MRI at
실시예Example 3-A 3-A
CART19CART19 세포에서 GM- GM- in cells CSFCSF 유전자 KO (GM- Gene KO (GM- CSFCSF kk /o/o CART19CART19 ) 및 ) and CAR19CAR19 T 유래 GM-CSF hGM-CSF 중화 항체 (렌질루맵)를 이용한 조합 요법 Combination therapy with T-derived GM-CSF hGM-CSF neutralizing antibody (lenzilumab)
렌질루맵 (예, 10 mg/kg 또는 최대 30 mg/kg 또는 1,800 mg 고정 투여)을 GM-CSFk/o CART19 세포와 조합하여 개체에 투여하였다. GM-CSFk /o CAR-T 세포는 CAR-T 세포가 종양 세포에 접촉/결합시 GM-CSF 방출을 제어하는데 기여한다. 종양 부위에서 GM-CSF 방출 감소시, 염증성 골수 세포의 활성화 및 이동 저하가 나타났으며, 전신 측정시 MCP-1, IL-6, IP10, KC, MIP-1a, MIP-1b, MIG, VEGF, IL-1RA 및 IL-12p40 수준 저하가 확인되었다. 사이토카인 수준 감소는 CRS 및 NT의 발병 및 중증도를 예방하거나 또는 감소시킨다. 렌질루맵 첨가는, 모든 소스들로부터 GM-CSF를 중화시켜, 종양 미세환경으로부터 MDSC 고갈을 돕는다. 렌질루맵 투여는 2주 간격으로 반복하여, MDSC를 계속적으로 고갈시켰다. GM-CSFk /o CAR-T 세포와 렌질루맵의 조합으로, 대조군과 비교해, 병용 요법 처리 환자에서, 반응률 개선, 무진행 생존 개선 및 전체 생존율 개선이 달성되었다. 또한, 조합 요법으로 CRS 및 NT 등의 CAR-T 세포 요법과 관련된 독성 정도가 감소 (또는 소거)되었다.Renzilumab (eg, 10 mg/kg or up to 30 mg/kg or 1,800 mg fixed dose) was administered to subjects in combination with GM-CSF k/o CART19 cells. GM-CSF k /o CAR-T cells contribute to controlling GM-CSF release upon contact/binding of CAR-T cells to tumor cells. When the release of GM-CSF from the tumor site was decreased, activation and migration of inflammatory myeloid cells was decreased, and when measured systemically, MCP-1, IL-6, IP10, KC, MIP-1a, MIP-1b, MIG, VEGF, A decrease in IL-1RA and IL-12p40 levels was confirmed. Reducing cytokine levels prevents or reduces the incidence and severity of CRS and NT. Addition of lenzilumab aids in depletion of MDSCs from the tumor microenvironment by neutralizing GM-CSF from all sources. Renzilumab administration was repeated every 2 weeks to continuously deplete MDSCs. Combination of GM-CSF k /o CAR-T cells with lenzilumab resulted in improved response rate, improved progression-free survival and improved overall survival in patients treated with combination therapy compared to controls. In addition, the combination therapy reduced (or eliminated) the degree of toxicity associated with CAR-T cell therapies such as CRS and NT.
실시예Example 3-B 3-B
CART19CART19 세포에서 GM- GM- in cells CSFCSF 유전자 KO (GM- Gene KO (GM- CSFCSF kk /o/o CART19CART19 ) 및 ) and CAR19CAR19 T 유래 GM- T-derived GM- CSFCSF hGM-CSF 중화 항체 (렌질루맵)을 이용한 조합 요법 Combination therapy with hGM-CSF neutralizing antibody (lenzilumab)
렌질루맵 (/600-1800 mg)을 GM-CSFk /o CART19 세포와 조합하여 개체에 투여하였다.Renzilumab (/600-1800 mg) was administered to subjects in combination with GM-CSF k /o CART19 cells.
요법을 실시하기 전에 비-호지킨 림프종 암 환자를 미리 컨디셔닝화하였다. 환자에게 항-hGM-CSF 항체 (600-1800 mg)를 I.V.로 투여한 다음 형질도입된 자가 CD19CAR-T 세포 (GM-CSFKO) 2x106주를 투여하였다. 처리 후 특정 시점에 효과, 예를 들어 안전성, 혈액 화학특성, 신경학적 검사, 질환 상태를 평가하였다. 처리는 암이 더 이상 검출되지 않거나 또는 암 부하의 유의한 감소가 관찰되지 않을 때까지 매달 반복 실시하였다.Non-Hodgkin's lymphoma cancer patients were pre-conditioned prior to therapy. The patient was administered an anti-hGM-CSF antibody (600-1800 mg) IV followed by 2x10 6 weeks of transduced autologous CD19CAR-T cells (GM-CSF KO ). Efficacy, eg safety, blood chemistry, neurological examination, disease status, was assessed at specific time points after treatment. Treatment was repeated monthly until no more cancer was detected or no significant decrease in cancer burden was observed.
실시예Example 4 4
재조합 항-Recombinant anti- hGMhGM -- CSFCSF 항체, antibody, 렌질루맵은Renzilumap is CNS에서 골수 세포 침윤을 Bone marrow cell infiltration in the CNS 감소시킨다reduce
CD14+ 세포는, 도 17A에 나타낸 바와 같이, 3기 이상의 신경독성을 나타내는 인간 환자들에서 CNS 세포 집단의 더 높은 비율을 차지하고 있다. 인간 GM-CSF에 결합하여 중화하는 재조합 항-hGM-CSF 항체 (렌질루맵)를 CART10 요법으로 처리된 마우스에 투여하였을 경우, CART19 요법만 처리된 마우스 및 무처리 마우스와 비교해, 도 17B에 나타낸 바와 같이, CD14+ 세포 및 CD11b+ 세포에 의한 CNS 침윤 감소가 확인되었다. 원발성 ALL 마우스 모델은 NT 실험에서 후술한 바와 같이 이용하였다.CD14+ cells account for a higher proportion of the CNS cell population in human patients with
CRS/NT에 대한 원발성 환자 유래 ALL 이종이식 모델Primary Patient-derived ALL Xenograft Model for CRS/NT
상기 실험과 마찬가지로, 마우스에 부설판을 30 mg/kg으로 IP 주사하였다. 다음날, 재발성 난치성 ALL 환자의 말초혈로부터 유래된 일차 모세포 1-2x106주를 주사하였다. (실시예 2에 기술된 바와 같이) 4-6주간 마우스에서 생착을 모니터링하였으며, CD19+ 세포가 높은 수준 (≥10/㎕)에 도달하면, CART19 세포 2-5x106주를 투여하고, 개별 실험의 내용에 기술된 바와 같이 총 10일간 항체 요법을 개시하였다. 마우스는 웰빙의 척도로서 체중을 매일 측정하였다. 마우스의 뇌 MRI를 CART 주사 후 5-6일째에 촬영하였으며, CART 주사 후 4-11일에 꼬리 정맥을 통해 채혈하였다. 뇌 MRI 이미지를 Azalyze로 분석하였다.As in the above experiment, mice were IP-injected with busulfan at 30 mg/kg. The next day, 1-2x10 6 weeks of primary blast cells derived from peripheral blood of patients with relapsed refractory ALL were injected. Engraftment was monitored in mice for 4-6 weeks (as described in Example 2 ), and when CD19+ cells reached high levels (≧10/μL), 2-5×10 6 weeks of CART19 cells were administered, and Antibody therapy was initiated for a total of 10 days as described in the text. Mice were weighed daily as a measure of well-being. Brain MRI of mice was taken 5-6 days after CART injection, and blood was collected through tail vein on 4-11 days after CART injection. Brain MRI images were analyzed with Azalyze.
실시예Example 5 5
T 세포에서 GM-GM- in T cells CSFCSF 유전자를 genes 넉아웃하는knocking out 유전자 편집 기법 gene editing techniques
다양한 암을 치료하기 위한 차세대 키메라 항원 수용체 (CAR) T 세포를 개발하는데 유전자 편집 기법을 통합하기 위한 몇가지 전략들이 다양한 그룹들에 의해 연구 중에 있다. 중증 독성 (사이토카인 방출 증후군 및 신경독성)은 CAR T 세포 요법과 관련있으며, 환자의 경과가 좋지 않을 수 있다. 독성 과정에서 주요 개시물질은 CAR-T 세포 유래의 GM-CSF인 것으로 보인다.Several strategies are being investigated by various groups to incorporate gene editing techniques in developing next-generation chimeric antigen receptor (CAR) T cells to treat a variety of cancers. Severe toxicity (cytokine release syndrome and neurotoxicity) is associated with CAR T cell therapy and the patient's course may be poor. The main initiator in the toxic process appears to be GM-CSF from CAR-T cells.
(예, 조작된 뉴클레아제를 이용한) 유전자-편집을 이용해, T 세포에서 GM-CSF 유전자 및/또는 GM-CSF 유전자 발현에 필수적인 유전자/코딩 단백질을 KO 시킬 수 있다. 이러한 게놈 편집에 이용가능한 뉴클레아제로는, 비-제한적으로, CRISPR-부속 (Cas) 뉴클레아제, 징크-핑거 뉴클레아제 (ZFN), 전사 활성인자-유사 작동자 (TALE) 뉴클레아제 및 호밍 엔도뉴클레아제 (HE) (메가뉴클레아제로도 알려짐)를 포함한다.Gene-editing (eg, using engineered nucleases) can be used to KO the GM-CSF gene and/or the gene/coding protein essential for GM-CSF gene expression in T cells. Nucleases available for such genome editing include, but are not limited to, CRISPR-attached (Cas) nucleases, zinc-finger nucleases (ZFNs), transcriptional activator-like effector (TALE) nucleases and homing endonuclease (HE) (also known as meganuclease).
GM-GM- CSF에to CSF 대해 about 징크zinc -- 핑거finger 뉴클레아제 이용 Use of nucleases
CAR-T 세포에서 GM-CSF 유전자는 징크 핑거 뉴클레아제 (ZFN) 기술을 이용해 불활성화할 수 있다. DNA 서열 특이적인 뉴클레아제는 GM-CSF 유전자를 자르고, DNA 이중 가닥 절단 복구에서 유전자의 불활성화가 발생한다. 서열 특이적인 뉴클레아제는 서열 특이적인 DNA 결합 도메인 (징크 핑거)을 Fok1 엔도뉴클레아제 도메인과 조합하여 구축한다. 표적화된 뉴클레아제는 다이머로 작용하며, 2종의 서로 다른 DNA 인지 도메인을 채택해 부위 특이적인 절단을 제공한다. Fok 1 엔도뉴클레아제의 조작으로 호모다이머가 아닌 헤테로다이머가 형성된다. 즉, 절대 (obligate) 헤테로다이머 Fok1-EL 변이체는 더 높은 수준의 특이성을 제공한다.In CAR-T cells, the GM-CSF gene can be inactivated using zinc finger nuclease (ZFN) technology. DNA sequence-specific nucleases cleave the GM-CSF gene, resulting in gene inactivation in DNA double-strand break repair. Sequence-specific nucleases are constructed by combining sequence-specific DNA binding domains (zinc fingers) with Fok1 endonuclease domains. Targeted nucleases act as dimers and employ two different DNA recognition domains to provide site-specific cleavage. Manipulation of
ZFN 기술을 이용한 유전자 KO 접근법에 대한 현재까지의 임상 경험은 제한적이다. 그러나, ZFN 기술을 사용해 CCR5 수용체를 넉아웃시키고 T 세포를 HIV 환자에 다시 도입하는 소규모 안전성 실험에서, 변형된 T 세포는, 항-레트로바이러스 약물 요법을 중단하였을 때, 비-변형된 경우와 비교해, 현저한 생존 이점을 나타내었다.Clinical experience to date on genetic KO approaches using ZFN technology is limited. However, in a small safety trial using ZFN technology to knock out the CCR5 receptor and reintroduce T cells into HIV patients, modified T cells, when anti-retroviral drug therapy was discontinued, compared to unmodified cases. , showed a significant survival advantage.
이중 대립유전자 파괴가 달성되었을 때 최상의 효과가 관찰되었다. 이는 유전자 파괴율이 가장 높은 KO 기술이 가장 효과적일 가능성이 있음을 시사해준다 (Singh 2017, Tebas 2014). 일부 인간 세포 유형들에서, 이중 대립유전자 표적화 효율은 발현 및 발프로산 처리에 비해 RAD51에 의해 증가된다 (Takayama 2017).The best effect was observed when double allele disruption was achieved. This suggests that the KO technique with the highest gene disruption rate is likely to be the most effective (Singh 2017, Tebas 2014). In some human cell types, biallelic targeting efficiency is increased by RAD51 compared to expression and valproic acid treatment (Takayama 2017).
인간 GM-CSF 유전자의 엑손 1-4는 선택된 표적 영역 내에서 쌍을 형성하는 ZFN으로 표적화할 수 있다. DNA 서열에서 번역 개시 코돈에 근접하게 표적화하는 잠재적인 이점은, 유전자 넉아웃이 여전히 합성되는 단백질의 큰 단편을 합성하지 못하게 한다는 것이다. 이러한 단백질 단편은 원치 않는 생물학적 활성을 가질 수 있다.Exons 1-4 of the human GM-CSF gene can be targeted with ZFNs that form a pair within a selected target region. A potential advantage of targeting close to the translation initiation codon in a DNA sequence is that gene knockout prevents synthesis of large fragments of the protein that are still being synthesized. Such protein fragments may have unwanted biological activity.
특이적인 표적 서열에서 잠재적인 징크 핑거 뉴클레아제 (ZFN) 부위를 식별하기 위해 다양한 도구들을 이용할 수 있다. 이러한 도구들에 대한 예는 http://bindr.gdcb.iastate.edu/ZiFiT/에서 찾아볼 수 있다. 이러한 방식으로 식별되는 ZFN 쌍을 발현시키기 위한 (GM-CSF 유전자 KO를 위해 사용되는) 벡터를, GM-CSF를 발현하는 인간 세포에서 조사하고, 각 쌍에 대한 유전자 파괴 효과를 세포 풀에서 GM-CSF 생산 변화에 의해 측정한다. 최대 GM-CSF 수준 감소를 나타내는 ZFN 쌍을 인간 CAR-T 세포에서 조사하기 위해 선택한다.A variety of tools are available to identify potential zinc finger nuclease (ZFN) sites in specific target sequences. Examples of these tools can be found at http://bindr.gdcb.iastate.edu/ZiFiT/. Vectors (used for GM-CSF gene KO) for expressing the ZFN pairs identified in this way were investigated in human cells expressing GM-CSF, and the gene disruptive effect for each pair was examined in the cell pool. Measured by changes in CSF production. ZFN pairs that exhibit a maximal reduction in GM-CSF levels are selected for investigation in human CAR-T cells.
예를 들어, 자가 T-세포에 GM-CSF 특이적 ZFN 쌍을 코딩하는 복제 결함성 재조합 Ad5 바이러스 벡터를 생체외 형질도입하여, GM-CSF 유전자에 변형을 유발할 수 있다. 벡터는 벡터에 의해 코딩된 유전자의 일시적인 발현만 지원한다. 2개의 ZFN은 GM-CSF 유전자의 돌연변이 유발을 위해 선택 영역 (엑손 1,2, 3 또는 4 내)에서 특이적으로 발견되는 복합 bp 서열에 결합한다. GM-CSF 특이적인 ZFN의 발현은 세포 DNA에서 이중 가닥의 절단을 유도하며, 이는 세포 기전에 의해 복구되면서 형질도입된 세포에 무작위 서열 삽입 또는 결손을 유발한다. 이러한 삽입 및 결손은 GM-CSF 코딩 서열을 파괴하여, 프레임 이동 돌연변이 및 단백질 발현의 종결을 발생시킨다.For example, autologous T-cells can be transduced ex vivo with a replication-defective recombinant Ad5 viral vector encoding a GM-CSF-specific ZFN pair to induce modifications in the GM-CSF gene. A vector supports only transient expression of the gene encoded by the vector. The two ZFNs bind to a complex bp sequence found specifically in the selection region (within
T 세포 제조/환자-특이적인 샘플T cell preparation/patient-specific samples
연구 개체들을 대상으로 10 L에서 백혈구 성분 채집술을 수행하여 백혈구 >109개를 수집하였다. 백혈구 성분 채집술 산물은, 역류 원심 세정 (counterflow centrifugal elutriation)을 통해 단핵구를 고갈시키고, CD8+ T-세포를 자기적으로 고갈시켜, CD4+ 세포를 농화하였으며, 이러한 방법 2종 모두 일회용 폐쇄 시스템 세트를 사용한다. 수득된 농화된 CD4+ T-세포는 항-CD3/항-CD28 mAb 코팅된 상자성 비드로 활성화하고, CAR T를 코딩하는 벡터 및 ZFN을 코딩하는 벡터를 형질도입하였다. 그런 다음, 세포를 폐쇄 시스템에서 증폭 및 배양하였다. 관류 조건에서 추가적으로 증폭시키기 위해 T-세포를 WAVE 생물반응기로 옮긴 후 계속 증폭시켰다. 배양 기간이 끝나면, 자기 비드로 세포를 고갈시키고, 세척, 농축 및 냉동 보존하였다.Leukocyte apheresis was performed in 10 L of study subjects to collect >10 9 leukocytes. The leukocyte apheresis product depleted monocytes via counterflow centrifugal elutriation and magnetically depleted CD8+ T-cells to enrich for CD4+ cells, both of these methods using a disposable closure system set. do. The resulting enriched CD4+ T-cells were activated with anti-CD3/anti-CD28 mAb coated paramagnetic beads and transduced with a vector encoding CAR T and a vector encoding ZFN. The cells were then expanded and cultured in a closed system. For further amplification under perfusion conditions, T-cells were transferred to the WAVE bioreactor and continued to be amplified. At the end of the incubation period, cells were depleted with magnetic beads, washed, concentrated and cryopreserved.
또한, 일차 T 세포는 ZFN의 이중 대립유전자 표적 효율을 높이기 위해 다른 물질, 예를 들어 발프로산으로 처리할 수 있다.In addition, primary T cells can be treated with other substances, such as valproic acid, to increase the biallelic targeting efficiency of ZFNs.
추정의 표적 서열putative target sequence
엑손 1
ATG TGG CTG CAG AGC CTG CTG CTC TCG GGC ATG TGG CTG CAG AGC CTG CTG CTC TCG GGC
TAC ACC GAC GTC TCG GAC GAC GAG AGC CCG TAC ACC GAC GTC TCG GAC GAC GAG AGC CCG
CTC GCC CAG CCC CAG CAC GCA GCC CTC GCC CAG CCC CAG CAC GCA GCC
GAG CGG GTC GGG GTC GTG CGT CGG GAG CGG GTC GGG GTC GTG CGT CGG
엑손 2
AAT GAA ACA GTA GAA GTC ATC TCA GAA ATG AAT GAA ACA GTA GAA GTC ATC TCA GAA ATG
TTA CTT TGT CAT CTT CAG TAG AGT CTT TAC TTA CTT TGT CAT CTT CAG TAG AGT CTT TAC
GAA GTC ATC TCA GAA ATG TTT GAC GAA GTC ATC TCA GAA ATG TTT GAC
CTT CAG TAG AGT CTT TAC AAA CTG CTT CAG TAG AGT CTT TAC AAA CTG
설계 엑손 3
GAG CCG A CC TGC CTA CAG ACC CGC CTG GAG GAG CCG A CC TGC CTA CAG ACC CGC CTG GAG
CTC GGC TGG ACG GAT GTC TGG GCG GAC CTC CTC GGC TGG ACG GAT GTC TGG GCG GAC CTC
GCC TAC AGA CCCGCCT GGA GCT GTA GCC TAC AGA CCCGCCT GGA GCT GTA
CGG ATG TCT GGGCGGA CCT CGA CAT CGG ATG TCT GGGCGGA CCT CGA CAT
엑손 4
GAA ACT TCC TGT GCA ACC CAG ATT ATC ACC GAA ACT TCC TGT GCA ACC CAG ATT ATC ACC
CTT TGA AGG ACA CGT TGG GTC TAA TAG TGG CTT TGA AGG ACA CGT TGG GTC TAA TAG TGG
TGC AAC CCA GAT TATC ACC TTT GAA TGC AAC CCA GAT TATC ACC TTT GAA
ACG TTG GGT CTA ATAG TGG AAA CTT ACG TTG GGT CTA ATAG TGG AAA CTT
TALENTALEN
T 세포에서 GM-CSF 유전자는 활성인자-유사 작동자 뉴클레아제 (TALENS)를 이용해 불활성화할 수 있다. TALEN은 서열 특이적인 DNA 결합 도메인에 융합된 Fok1 뉴클레아제 도메인을 포함한다는 점에서 ZFN과 비슷하다. 표적화된 뉴클레아제는 이후 DNA에 이중 가닥 절단을 형성하며, 오류-경향성 (error-prone) 복구로 돌연변이된 표적 유전자가 생성된다. TALEN은 DNA 결합성 TALE (전사 활성인자-유사 작동자) 반복 도메인을 결합 부위의 개별 염기에 사용하는 간단한 단백질-DNA 코드를 이용해 쉽게 설계할 수 있다. TALEN의 견고성은 게놈 편집이 신뢰할 수 있고 손쉬운 과정이라는 것을 의미한다 (Reyon D., et al., 2012 Nat Biotechnol. 2012 May;30(5):460-5. doi: 10.1038/nbt.2170, 이 문헌은 그 전체가 본원에 원용에 의해 포함됨).In T cells, the GM-CSF gene can be inactivated using activator-like effector nucleases (TALENS). TALENs are similar to ZFNs in that they contain a Fok1 nuclease domain fused to a sequence specific DNA binding domain. The targeted nuclease then forms a double-stranded break in the DNA, and error-prone repair produces a mutated target gene. TALENs can be easily designed using a simple protein-DNA code that uses DNA binding TALE (transcriptional activator-like effector) repeat domains for individual bases of the binding site. The robustness of TALEN means that genome editing is a reliable and facile process (Reyon D., et al., 2012 Nat Biotechnol. 2012 May;30(5):460-5. doi: 10.1038/nbt.2170, this The document is incorporated herein by reference in its entirety).
예를 들어, 인간 GM-CSF 유전자의 엑손 1 내의 일부 TALE 표적 서열은 다음과 같다:For example, some TALE target sequences within
1. TGGCTGCAGAGCCTGCTG CTCTTGGGCACTGTGG CCTGCAGCATCTCTGCA 1. TGGCTGCAGAGCCTGCTG CTCTTGGGCACTGTGG CCTGCAGCATCTCTGCA
2. TTGGGCACTGTGGCCTGC AGCATCTCTGCACCCG CCCGCTCGCCCAGCCCCA 2. TTGGGCACTGTGGCCCTGC AGCATCTCTGCACCCG CCCGCTCGCCCAGCCCCA
인간 GM-CSF 유전자의 엑손 4에서 TALE 타겟 서열의 예:Example of TALE target sequence in
TGTGCAACCCAGATTATC ACCTTTGAAAGTTTCA AAGAGAACCTGAAGGA TGTGCAACCCAGATTATC ACCTTTGAAAGTTTCA AAGAGAACCTGAAGGA
TCCTGTGCAACCCAGATT ATCACCTTTGAAAGTT TCAAAGAGAACCTGAA TCCTGTGCAACCCAGATT ATCACCTTTGAAAGTT TCAAAGAGAACCTGAA
3. TTATCACCTTTGAAAG TTTCAAAGAGAACCTGA AGGACTTTCTGCTTGTCA 3. TTATCACCTTTGAAAG TTTCAAAGAGAACCTGA AGGACTTTCTGCTTGTCA
일차 T 세포에서 in primary T cells CRISPRCRISPR CasCas -9 매개 GM--9 each GM- CSFCSF 유전자의 KO. KO of genes.
CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats), Cas-9 시스템은 Cas9, RNA-가이드 뉴클레아제 및 세포 내인성 기전에 의해 복구되는 부위-특이적인 DNA 절단을 쉽게 형성하는 짧은 가이드 RNA (gRNA)로 구성된다. 일차 인간 T 세포에 Cas9/gRNA RNP 전달시, 매우 효율적인 표적 유전자 변형이 이루어진다. GM-CSF 유전자를 넉아웃하는 CRISPR/Cas9 매개 방법은 상세한 프로토콜에 의해 기술되어 있다. Oh, S. A., Seki, A., & Rutz, S. (2018) Current Protocols in Immunology, 124, e69. doi: 10.1002/cpim.69, 및 Seki and Rutz, J Exp. Med. 2018 Vol. 215 No. 3 985-997을 참조한다 (이들 문헌 각각은 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함됨).CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats), the Cas-9 system, consists of Cas9, RNA-guided nucleases, and short guide RNAs (gRNAs) that readily form site-specific DNA breaks that are repaired by cellular endogenous mechanisms. . Upon delivery of Cas9/gRNA RNPs to primary human T cells, highly efficient target gene modification is achieved. A CRISPR/Cas9 mediated method to knockout the GM-CSF gene is described by a detailed protocol. Oh, SA, Seki, A., & Rutz, S. (2018) Current Protocols in Immunology , 124, e69. doi: 10.1002/cpim.69, and Seki and Rutz, J Exp. Med . 2018 Vol. 215 No. 3 985-997 (each of which is incorporated herein by reference in its entirety).
유전자 KO에 의한 GM-CSF 불활성화는 종양 이종이식된 CAR T 처리 마우스에서 사이토카인 방출 증후군 및 신경독성을 줄이고, 항-종양 활성을 개선하는 것으로 발표된 바 있다 (Sterner RM et al., 2018 Blood 2018:blood-2018-10-881722; doi: https://doi.org/10.1182/blood-2018-10-881722, 이 문헌은 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함됨).It has been reported that GM-CSF inactivation by gene KO reduces cytokine release syndrome and neurotoxicity, and improves anti-tumor activity in tumor xenografted CAR T-treated mice (Sterner RM et al., 2018 Blood) 2018:blood-2018-10-881722; doi: https://doi.org/10.1182/blood-2018-10-881722, which is incorporated herein by reference in its entirety).
엑손 1 또는 2 또는 3 또는 4를
모든 샘플들에서 효과적인 유전자 활성을 보장하기 위해, GM-CSF 유전자 내 서로 다른 3가지 서열을 표적화하는 복수의, 예를 들어 3가지 Cas9 구조체를 이용할 수 있다. (이는 다른 유전자 편집 방법과 비교해 CRISPR로 쉽게 수행됨).To ensure effective gene activity in all samples, multiple, eg, three, Cas9 constructs targeting three different sequences in the GM-CSF gene can be used. (This is easily done with CRISPR compared to other gene editing methods).
Cas9를 이용한 높은 빈도의 이중 대립유전자 KO가 발표되어 있다 (Zhang, Y., et al. Methods. 2014 September; 69(2): 171-178. doi:10.1016/j.ymeth.2014.05.003, 이는 그 전체가 원용에 의해 본 명세서에 포함됨). 이러한 높은 빈도의 이중 대립유전자 KO는 잠재적인 이점을 제공한다.A high frequency biallelic KO with Cas9 has been published (Zhang, Y., et al. Methods . 2014 September; 69(2): 171-178. doi:10.1016/j.ymeth.2014.05.003, which incorporated herein by reference in its entirety). This high frequency of biallelic KOs offers a potential advantage.
CAR T 세포에서 GM-GM- in CAR T cells CSFCSF KO를 위한 기타 유전자 Other genes for KO 침묵화silence 기법 technique
유전자 침묵화에 이용가능한 다른 방법들은 당해 기술 분야의 당업자들에게 잘 알려져 있으며, 비-제한적으로 메가뉴클레아제로도 알려져 있는 호밍 엔도뉴클레아제 (HE), RNA 간섭 (RNAi), 짧은 간섭 RNA (siRNA), DNA-특이적인 RNA 간섭 (ddRNAi)을 포함할 수 있다.Other methods available for gene silencing are well known to those skilled in the art and include, but are not limited to, homing endonuclease (HE), RNA interference (RNAi), short interfering RNA (also known as meganuclease) ( siRNA), and DNA-specific RNA interference (ddRNAi).
CAR T 세포에서 GM-GM- in CAR T cells CSFCSF 유전자 KO와 비-CAR T 유래 GM- Gene KO and non-CAR T-derived GM- CSF에to CSF 대한 중화 항체의 조합. Combination of neutralizing antibodies against
환자에서 GM-CSF를 모두 제거/중화하기 위해, 항-GM-CSF 항체, 항-수용체 항체 또는 가용성 수용체-Fc 융합체를, CAR-T 세포에서 GM-CSF 유전자 KO와 조합하여, 사용하여야 한다. 투여되는 CAR-T 세포는, 비-제한적으로, GM-CSFk /o CAR-T 세포를 포함한다. 일 구현예에서, 투여되는 GM-CSFk/o CAR-T 세포는 GM-CSFk /o CART19이다.To clear/neutralize all GM-CSF in a patient, anti-GM-CSF antibody, anti-receptor antibody or soluble receptor-Fc fusion should be used in combination with GM-CSF gene KO in CAR-T cells. CAR-T cells administered include, but are not limited to, GM-CSF k /o CAR-T cells. In one embodiment, the GM-CSF k/o CAR-T cell administered is GM-CSF k /o CART19.
이러한 조합 요법에서는, 비-제한적인 예로, 렌질루맵 등의 항-GM-CSF 중화 항체를 투여한다. 렌질루맵은 신생의, 고 친화성의, 재조합 인간, 항-hGM-CSF 중화 항체이다. 인간을 제외한 영장류 실험에서, 이 항체는 6주간 심지어 >100mg/kg/wk의 고 용량에서도 반복 투여시 안전한 것으로, 입증되어 있다. 이 항체는, 반복 투여시 (중증 천식 환자에게 24주간 400 mg/투여로 7회 투여)에도 안전하다. 이 항체는 암 환자에서 GM-CSF KO CAR-T 세포 요법과 조합 사용해, 인간 GM-CSF의 완전한 중화를 제공할 수 있다. 암 환자에게 항-hGM-CSF 항체 (600-1800 mg)를 I.V.로 투여한 후, CAR T 세포 (GM-CSFKO) 세포 2x106주를 투여하였다. 처리 후 특정 시점에, 효과, 예를 들어, 안전성, 혈액 화학특성, 신경 검사, 질환 상태를 조사하였다. 처리는 매달 또는 3달 간격으로 반복할 수 있으며, 질환 관해 및 무진행 생존 개선이 달성될 수 있다.In such combination therapy, an anti-GM-CSF neutralizing antibody such as, but not limited to, lenzilumab is administered. Renzilumab is a novel, high affinity, recombinant human, anti-hGM-CSF neutralizing antibody. In non-human primate studies, this antibody has been demonstrated to be safe upon repeated dosing even at high doses >100 mg/kg/wk for 6 weeks. This antibody is safe even with repeated administration (administered 7 times at 400 mg/dose for 24 weeks to severe asthma patients). This antibody can be used in combination with GM-CSF KO CAR-T cell therapy in cancer patients to provide complete neutralization of human GM-CSF. After IV administration of anti-hGM-CSF antibody (600-1800 mg) to cancer patients, 2x10 6 weeks of CAR T cells (GM-CSF KO ) cells were administered. At specific time points after treatment, effects such as safety, blood chemistry, neurological tests, disease status were investigated. Treatment can be repeated monthly or at 3-month intervals, and disease remission and progression-free survival improvement can be achieved.
또한, GM-CSF는 (Minter, RR, et al. 2012 DOI:10.1111/j.1476-5381.2012.02173.x에 기술된 바와 같이) 항-인간 GM-CSF 수용체 α (Rα) 항체를 사용해 중화될 수 있다. 암 환자에게 항-hGM-CSF 수용체 항체 (70-700 mg)를 I.V.로 투여한 다음 CAR T 세포 (GM-CSFKO) 2x106주를 투여한다. 처리 후 특정 시점에, 효과, 예를 들어, 안전성, 혈액 화학특성, 신경 검사, 질환 상태를 조사한다. 처리시 질환 관해 및 무진행 생존 개선이 달성된다. 처리는 암이 검출가능하지 않거나 또는 현저한 암 부하 감소가 관찰되지 않을 때까지 매달 반복 실시할 수 있다.In addition, GM-CSF can be neutralized using anti-human GM-CSF receptor α (Rα) antibodies (as described in Minter, RR, et al. 2012 DOI:10.1111/j.1476-5381.2012.02173.x). can Cancer patients are administered IV anti-hGM-CSF receptor antibody (70-700 mg) followed by 2x10 6 weeks of CAR T cells (GM-CSF KO). At specific time points after treatment, effects such as safety, blood chemistry, neurological tests, disease status are investigated. Improvement in disease remission and progression-free survival is achieved upon treatment. Treatment may be repeated monthly until no cancer is detectable or no significant reduction in cancer burden is observed.
기타 etc 구현예implementation
본 발명은 상세한 설명을 들어 설명되지만, 전술한 설명은 예시하기 위한 것일 뿐 청구항의 범위에 의해 정의되는 본 발명의 범위를 제한하는 것은 아니다. 그외 측면, 이점 및 변형도 첨부된 청구항의 범위에 포함된다.While the present invention has been described with reference to the detailed description, the foregoing description is for illustrative purposes only and does not limit the scope of the invention as defined by the scope of the claims. Other aspects, advantages and modifications are also included within the scope of the appended claims.
<110> HUMANIGEN, INC. MAYO FOUNDATION FOR MEDICAL EDUCATION AND RESEARCH <120> MATERIALS AND METHODS FOR TREATING CANCER <130> P-588784-PC1 <140> PCT/US19/59275 <141> 2019-10-31 <150> 62/753,485 <151> 2018-10-31 <160> 26 <170> PatentIn version 3.5 <210> 1 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 1 gacctgccta cagacccgcc 20 <210> 2 <211> 1458 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor targeting CD19 (CAR19) <400> 2 atggccttac cagtgaccgc cttgctcctg ccgctggcct tgctgctcca cgccgccagg 60 ccggacatcc agatgacaca gactacatcc tccctgtctg cctctctggg agacagagtc 120 accatcagtt gcagggcaag tcaggacatt agtaaatatt taaattggta tcagcagaaa 180 ccagatggaa ctgttaaact cctgatctac catacatcaa gattacactc aggagtccca 240 tcaaggttca gtggcagtgg gtctggaaca gattattctc tcaccattag caacctggag 300 caagaagata ttgccactta cttttgccaa cagggtaata cgcttccgta cacgttcgga 360 ggggggacca agctggagat cacaggtggc ggtggctcgg gcggtggtgg gtcgggtggc 420 ggcggatctg aggtgaaact gcaggagtca ggacctggcc tggtggcgcc ctcacagagc 480 ctgtccgtca catgcactgt ctcaggggtc tcattacccg actatggtgt aagctggatt 540 cgccagcctc cacgaaaggg tctggagtgg ctgggagtaa tatggggtag tgaaaccaca 600 tactataatt cagctctcaa atccagactg accatcatca aggacaactc caagagccaa 660 gttttcttaa aaatgaacag tctgcaaact gatgacacag ccatttacta ctgtgccaaa 720 cattattact acggtggtag ctatgctatg gactactggg gccaaggaac ctcagtcacc 780 gtctcctcaa ccacgacgcc agcgccgcga ccaccaacac cggcgcccac catcgcgtcg 840 cagcccctgt ccctgcgccc agaggcgtgc cggccagcgg cggggggcgc agtgcacacg 900 agggggctgg acttcgcctg tgatatctac atctgggcgc ccttggccgg gacttgtggg 960 gtccttctcc tgtcactggt tatcaccctt tactgcaaac ggggcagaaa gaaactcctg 1020 tatatattca aacaaccatt tatgagacca gtacaaacta ctcaagagga agatggctgt 1080 agctgccgat ttccagaaga agaagaagga ggatgtgaac tgagagtgaa gttcagcagg 1140 agcgcagacg cccccgcgta caagcagggc cagaaccagc tctataacga gctcaatcta 1200 ggacgaagag aggagtacga tgttttggac aagagacgtg gccgggaccc tgagatgggg 1260 ggaaagccga gaaggaagaa ccctcaggaa ggcctgtaca atgaactgca gaaagataag 1320 atggcggagg cctacagtga gattgggatg aaaggcgagc gccggagggg caaggggcac 1380 gatggccttt accagggtct cagtacagcc accaaggaca cctacgacgc ccttcacatg 1440 caggccctgc cccctcgc 1458 <210> 3 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 3 tcaggagacg ccgggcctcc 20 <210> 4 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 4 cagcagcagt gtctctactc 20 <210> 5 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 5 ctcagaaatg tttgacctcc 20 <210> 6 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 6 ggccggtctc actcctggac 20 <210> 7 <211> 23 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a CSF2 gene nucleic acid <400> 7 gacctgccta cagacccgcc tgg 23 <210> 8 <211> 19 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> CSF2 nucleic acid having a deletion caused by a CRISPR/Cas system <400> 8 gacctgccta cagaccgcc 19 <210> 9 <211> 21 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> CSF2 nucleic acid having an insertion caused by a CRISPR/Cas system <400> 9 gacctgccta cagaccccgc c 21 <210> 10 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 10 gcagtgctgc ttgtagtggc 20 <210> 11 <211> 26 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a CSF2 gene nucleic acid <400> 11 ccgacctgcc tacagacccg cctgga 26 <210> 12 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> synthetic primer <400> 12 tgactacaga gaggcacaga 20 <210> 13 <211> 21 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> synthetic primer <400> 13 tcacctctga cctcattaac c 21 <210> 14 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 1 putative ZNF targeting sequence <400> 14 atgtggctgc agagcctgct gctctcgggc ctcgcccagc cccagcacgc agcc 54 <210> 15 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 1 complementary strand of putative ZNF targeting sequence <400> 15 tacaccgacg tctcggacga cgagagcccg gagcgggtcg gggtcgtgcg tcgg 54 <210> 16 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 2 putative ZNF targeting sequence <400> 16 aatgaaacag tagaagtcat ctcagaaatg gaagtcatct cagaaatgtt tgac 54 <210> 17 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 2 complementary strand of putative ZNF targeting sequence <400> 17 ttactttgtc atcttcagta gagtctttac cttcagtaga gtctttacaa actg 54 <210> 18 <211> 55 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> design Exon 3 human GM-CSF <400> 18 gagccgacct gcctacagac ccgcctggag gcctacagac ccgcctggag ctgta 55 <210> 19 <211> 55 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> GM-CSF Exon 3 complementary strand <400> 19 ctcggctgga cggatgtctg ggcggacctc cggatgtctg ggcggacctc gacat 55 <210> 20 <211> 55 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> Exon 4 <400> 20 gaaacttcct gtgcaaccca gattatcacc tgcaacccag attatcacct ttgaa 55 <210> 21 <211> 55 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> Exon 4 complementary strand <400> 21 ctttgaagga cacgttgggt ctaatagtgg acgttgggtc taatagtgga aactt 55 <210> 22 <211> 51 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> GM-CSF Exon 1 <400> 22 tggctgcaga gcctgctgct cttgggcact gtggcctgca gcatctctgc a 51 <210> 23 <211> 52 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> GM-CSF Exon 1 <400> 23 ttgggcactg tggcctgcag catctctgca cccgcccgct cgcccagccc ca 52 <210> 24 <211> 50 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> GM-CSF Exon 4 <400> 24 tgtgcaaccc agattatcac ctttgaaagt ttcaaagaga acctgaagga 50 <210> 25 <211> 50 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> GM-CSF Exon 4 <400> 25 tcctgtgcaa cccagattat cacctttgaa agtttcaaag agaacctgaa 50 <210> 26 <211> 51 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> GM-CSF Exon 4 <400> 26 ttatcacctt tgaaagtttc aaagagaacc tgaaggactt tctgcttgtc a 51 <110> HUMANIGEN, INC. MAYO FOUNDATION FOR MEDICAL EDUCATION AND RESEARCH <120> MATERIALS AND METHODS FOR TREATING CANCER <130> P-588784-PC1 <140> PCT/US19/59275 <141> 2019-10-31 <150> 62/753,485 <151> 2018-10-31 <160> 26 <170> PatentIn version 3.5 <210> 1 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 1 gacctgccta cagacccgcc 20 <210> 2 <211> 1458 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> nucleic acid encoding a chimeric antigen receptor targeting CD19 (CAR19) <400> 2 atggccttac cagtgaccgc cttgctcctg ccgctggcct tgctgctcca cgccgccagg 60 ccggacatcc agatgacaca gactacatcc tccctgtctg cctctctggg agacagagtc 120 accatcagtt gcagggcaag tcaggacatt agtaaatatt taaattggta tcagcagaaa 180 ccagatggaa ctgttaaact cctgatctac catacatcaa gattacactc aggagtccca 240 tcaaggttca gtggcagtgg gtctggaaca gattattctc tcaccattag caacctggag 300 caagaagata ttgccactta cttttgccaa cagggtaata cgcttccgta cacgttcgga 360 ggggggacca agctggagat cacaggtggc ggtggctcgg gcggtggtgg gtcgggtggc 420 ggcggatctg aggtgaaact gcaggagtca ggacctggcc tggtggcgcc ctcacagagc 480 ctgtccgtca catgcactgt ctcaggggtc tcattacccg actatggtgt aagctggatt 540 cgccagcctc cacgaaaggg tctggagtgg ctgggagtaa tatggggtag tgaaaccaca 600 tactataatt cagctctcaa atccagactg accatcatca aggacaactc caagagccaa 660 gttttcttaa aaatgaacag tctgcaaact gatgacacag ccatttacta ctgtgccaaa 720 cattattact acggtggtag ctatgctatg gactactggg gccaaggaac ctcagtcacc 780 gtctcctcaa ccacgacgcc agcgccgcga ccaccaacac cggcgcccac catcgcgtcg 840 cagcccctgt ccctgcgccc agaggcgtgc cggccagcgg cggggggcgc agtgcacacg 900 agggggctgg acttcgcctg tgatatctac atctgggcgc ccttggccgg gacttgtggg 960 gtccttctcc tgtcactggt tatcaccctt tactgcaaac ggggcagaaa gaaactcctg 1020 tatatattca aacaaccatt tatgagacca gtacaaacta ctcaagagga agatggctgt 1080 agctgccgat ttccagaaga agaagaagga ggatgtgaac tgagagtgaa gttcagcagg 1140 agcgcagacg cccccgcgta caagcagggc cagaaccagc tctataacga gctcaatcta 1200 ggacgaagag aggagtacga tgttttggac aagagacgtg gccgggaccc tgagatgggg 1260 ggaaagccga gaaggaagaa ccctcaggaa ggcctgtaca atgaactgca gaaagataag 1320 atggcggagg cctacagtga gattgggatg aaaggcgagc gccggagggg caaggggcac 1380 gatggccttt accagggtct cagtacagcc accaaggaca cctacgacgc ccttcacatg 1440 caggccctgc cccctcgc 1458 <210> 3 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 3 tcaggagacg ccgggcctcc 20 <210> 4 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 4 cagcagcagt gtctctactc 20 <210> 5 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 5 ctcagaaatg tttgacctcc 20 <210> 6 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 6 ggccggtctc actcctggac 20 <210> 7 <211> 23 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a CSF2 gene nucleic acid <400> 7 gacctgccta cagacccgcc tgg 23 <210> 8 <211> 19 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> CSF2 nucleic acid having a deletion caused by a CRISPR/Cas system <400> 8 gacctgccta cagaccgcc 19 <210> 9 <211> 21 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> CSF2 nucleic acid having an insertion caused by a CRISPR/Cas system <400> 9 gacctgccta cagaccccgc c 21 <210> 10 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a GM-CSF nucleic acid <400> 10 gcagtgctgc ttgtagtggc 20 <210> 11 <211> 26 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> guideRNA targeting a CSF2 gene nucleic acid <400> 11 ccgacctgcc tacagacccg cctgga 26 <210> 12 <211> 20 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> synthetic primer <400> 12 tgactacaga gaggcacaga 20 <210> 13 <211> 21 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> synthetic primer <400> 13 tcacctctga cctcattaac c 21 <210> 14 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 1 putative ZNF targeting sequence <400> 14 atgtggctgc agagcctgct gctctcgggc ctcgcccagc cccagcacgc agcc 54 <210> 15 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 1 complementary strand of putative ZNF targeting sequence <400> 15 tacaccgacg tctcggacga cgagagcccg gagcgggtcg gggtcgtgcg tcgg 54 <210> 16 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 2 putative ZNF targeting sequence <400> 16 aatgaaacag tagaagtcat ctcagaaatg gaagtcatct cagaaatgtt tgac 54 <210> 17 <211> 54 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> human GM-CSF EXON 2 complementary strand of putative ZNF targeting sequence <400> 17 ttactttgtc atcttcagta gagtctttac cttcagtaga gtctttacaa actg 54 <210> 18 <211> 55 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> design Exon 3 human GM-CSF <400> 18 gagccgacct gcctacagac ccgcctggag gcctacagac ccgcctggag ctgta 55 <210> 19 <211> 55 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> <223> GM-CSF Exon 3 complementary strand <400> 19 ctcggctgga cggatgtctg ggcggacctc cggatgtctg ggcggacctc gacat 55 <210> 20 <211> 55 <212> DNA <213> Artificial Sequence <220> 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Claims (38)
GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM-CSF k/o CAR-T 세포)을 포함하는 CAR-T 세포를 개체에 투여하는 단계를 포함하며,
CAR-T 세포의 투여가 면역요법-관련 독성을 낮추거나 또는 방지하는, 방법.A method of enhancing the anti-tumor efficacy of immunotherapy in a subject, comprising:
Comprising administering to the subject CAR-T cells comprising GM-CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or gene knockout ( GM-CSF k/o CAR-T cells),
A method, wherein administration of CAR-T cells lowers or prevents immunotherapy-related toxicity.
개체에 항-hGM-CSF 항체를 투여하는 단계를 더 포함하고,
상기 항-hGM-CSF 항체가 인간 GM-CSF에 결합해 중화하는 재조합 항-hGM-CSF 항체인, 방법.According to claim 1,
further comprising administering an anti-hGM-CSF antibody to the subject;
The method of claim 1, wherein the anti-hGM-CSF antibody is a recombinant anti-hGM-CSF antibody that binds to and neutralizes human GM-CSF.
개체에게 항-hGM-CSF 항체를 투여하는 단계를 포함하는, 방법.3. The method of claim 2,
A method comprising administering to the subject an anti-hGM-CSF antibody.
(i) GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 유전자 넉아웃 (GM-CSF k/o CAR-T 세포)을 포함하는 CAR-T 세포, 또는 (ii) CAR-T 세포 및 항-hGM-CSF 항체의 투여가, 개체의 중추 신경계 (CNS)로의 CD14+ 골수 세포 이동을 감소시키거나 또는 방지하고,
개체의 CNS에서의 고 수준의 CD14+ 골수 세포가 신경독성의 지표인, 방법.According to claim 1,
(i) GM- CSF gene inactivation, GM- CSF gene knockdown or CAR-T cells, including gene knockout (GM-CSF k / o CAR -T cell), or (ii) CAR-T cell and anti- administration of the hGM-CSF antibody reduces or prevents CD14+ bone marrow cell migration into the central nervous system (CNS) of the individual;
A method, wherein high levels of CD14+ bone marrow cells in the subject's CNS are indicative of neurotoxicity.
항-hGM-CSF 항체가 투여된 개체의 객관적 반응률이 항-hGM-CSF 항체의 비-투여 개체와 비교해 개선되는, 방법.3. The method of claim 2,
The method of claim 1, wherein the objective response rate of the subject administered the anti-hGM-CSF antibody is improved as compared to the subject not administered the anti-hGM-CSF antibody.
상기 객관적 반응률이 완전 반응률 또는 부분 반응률인, 방법.6. The method of claim 5,
wherein the objective response rate is a complete response rate or a partial response rate.
개체의 무진행 반응률 및/또는 생존율이 항-hGM-CSF 항체의 비-투여 개체와 비교해 개선되는, 방법.4. The method of claim 3,
The method of claim 1, wherein the progression-free response rate and/or survival rate of the subject is improved as compared to a subject not receiving the anti-hGM-CSF antibody.
상기 생존율이 개체의 전체 생존율인, 방법.8. The method of claim 7,
wherein the survival rate is the overall survival rate of the subject.
상기 항-hGM-CSF 항체는 GM- CSF 유전자 불활성화, GM- CSF 유전자 넉다운 또는 GM-CSF k/o CAR-T 세포를 포함하는 CAR-T 세포의 투여 전, 투여 중 또는 투여 후에 개체에 투여되는, 방법.4. The method of claim 3,
Wherein the -hGM-CSF antibody is administered to GM- CSF gene inactivation, gene knockdown GM- CSF or GM-CSF k / o before administration, administration object during or after administration of a CAR-T cells, including the CAR-T cells How to become.
상기 면역요법이 키메라 항원 수용체-발현성 T 세포 (CAR T-세포)의 투여를 포함하는, 방법.According to claim 1,
wherein said immunotherapy comprises administration of chimeric antigen receptor-expressing T cells (CAR T-cells).
상기 CAR-T 세포가 CART19 세포인, 방법.11. The method of claim 10,
The method of claim 1, wherein the CAR-T cells are CART19 cells.
상기 면역요법이 T-세포 수용체 (TCR) 변형된 T-세포, 종양-침윤성 림프구 (TIL), 키메라 항원 수용체 (CAR)-변형된 자연 살상 세포 또는 수지상 세포 또는 이들의 임의 조합의 투여로 이루어진 군으로부터 선택되는 입양 세포 전달을 포함하는, 방법.According to claim 1,
wherein said immunotherapy comprises administration of T-cell receptor (TCR) modified T-cells, tumor-infiltrating lymphocytes (TIL), chimeric antigen receptor (CAR)-modified natural killer cells or dendritic cells, or any combination thereof A method comprising adoptive cell transfer selected from
상기 면역요법이 단일클론 항체, 사이토카인, 암 백신, T 세포 관련 이중 특이성 항체 (T cell engaging bispecific antibody) 또는 이들의 임의 조합의 투여를 포함하는, 방법.According to claim 1,
wherein the immunotherapy comprises administration of a monoclonal antibody, a cytokine, a cancer vaccine, a T cell engaging bispecific antibody, or any combination thereof.
상기 개체가 암에 걸린, 방법.According to claim 1,
The method of claim 1, wherein the subject has cancer.
상기 암이 림프종 또는 백혈병인, 방법.15. The method of claim 14,
wherein the cancer is lymphoma or leukemia.
상기 림프종이 미만성 거대 B 세포 림프종 (DLBCL)인, 방법.16. The method of claim 15,
The method of claim 1, wherein the lymphoma is diffuse large B-cell lymphoma (DLBCL).
상기 백혈병이 급성 림프모구성 백혈병 (ALL)인, 방법.16. The method of claim 15,
wherein the leukemia is acute lymphoblastic leukemia (ALL).
상기 개체에게 항-hGM-CSF 항체를 투여하는 단계를 더 포함하는, 방법.19. The method of claim 18,
The method further comprising administering to the subject an anti-hGM-CSF antibody.
상기 non-GM-CSF 사이토카인이 IP-10, IL-1a, IL-1b, IL-2, IL-3, IL-4, IL-5, IL-6, IL-1Ra, IL-9, IL-10, VEGF, TNF-a, FGF-2, IFN-γ, IL-12p40, IL-12p70, sCD40L, KC, MDC, MCP-1, MIP-1a, MIP-1b 또는 이들의 조합인, 방법.19. The method of claim 18,
The non-GM-CSF cytokine is IP-10, IL-1a, IL-1b, IL-2, IL-3, IL-4, IL-5, IL-6, IL-1Ra, IL-9, IL -10, VEGF, TNF-a, FGF-2, IFN-γ, IL-12p40, IL-12p70, sCD40L, KC, MDC, MCP-1, MIP-1a, MIP-1b, or a combination thereof.
핵산 절단 효소로서 엔도뉴클레아제를 더 포함하는, 방법.22. The method of claim 21,
The method further comprising an endonuclease as a nucleic acid cleaving enzyme.
상기 엔도뉴클레아제가 Fok1 제한 효소 또는 flap 엔도뉴클레아제 1 (FEN-1)인, 방법.23. The method of claim 22,
The method of claim 1, wherein the endonuclease is a Fok1 restriction enzyme or flap endonuclease 1 (FEN-1).
상기 엔도뉴클레아제가 Cas9 CRISPR 관련 단백질 9 (Cas9)인, 방법.23. The method of claim 22,
The method of claim 1, wherein the endonuclease is Cas9 CRISPR related protein 9 (Cas9).
CRISPR/Cas9에 의한 GM- CSF 유전자 불활성화가 엑손 1, 엑손 2, 엑손 3 또는 엑손 4에서 GM-CSF 유전자를 표적화 및 편집하는, 방법.22. The method of claim 21,
A method, wherein GM- CSF gene inactivation by CRISPR/Cas9 targets and edits the GM-CSF gene in exon 1, exon 2, exon 3 or exon 4.
CRISPR/Cas9을 포함하는 GM-CSF 유전자 불활성화가 엑손 3에서 GM- CSF 유전자를 표적화 및 편집하는, 방법.22. The method of claim 21,
CRISPR / Cas9 GM-CSF gene fire, how to enable the targeting and edit GM- CSF gene in exon 3 that includes.
CRISPR/Cas9을 포함하는 GM-CSF 유전자 불활성화가 엑손 1에서 GM- CSF 유전자를 표적화 및 편집하는, 방법.22. The method of claim 21,
CRISPR / Cas9 GM-CSF gene fire, how to enable the targeting and edit GM- CSF gene in exon 1 that includes.
상기 GM- CSF 유전자 불활성화가 복수의 CRISPR/Cas9 효소를 포함하고, 각각의 Cas9 효소가 엑손 1, 엑손 2, 엑손 3 또는 엑손 4에서 GM- CSF 유전자의 상이한 서열들을 표적화 및 편집하는, 방법.23. The method of claim 22,
The method of claim 1, wherein the GM- CSF gene inactivation comprises a plurality of CRISPR/Cas9 enzymes, each Cas9 enzyme targeting and editing different sequences of the GM- CSF gene in exon 1, exon 2, exon 3 or exon 4.
상기 GM- CSF 유전자 불활성화가 GM- CSF 유전자의 이중 대립유전자 CRISPR/Cas9 표적화 및 넉아웃/불활성화를 포함하는, 방법.23. The method of claim 22,
The GM- CSF gene inactivation is GM- CSF A method comprising biallelic CRISPR/Cas9 targeting and knockout/inactivation of a gene.
이중 대립유전자 넉아웃/불활성화를 강화하기 위해 일차 T 세포를 발프로산으로 처리하는 단계를 더 포함하는, 방법.30. The method of claim 29,
and treating the primary T cells with valproic acid to enhance biallelic knockout/inactivation.
상기 표적화 게놈 편집이 징크 핑거 (ZnF) 단백질을 포함하는, 방법.22. The method of claim 21,
wherein the targeted genome editing comprises a zinc finger (ZnF) protein.
상기 표적화 게놈 편집이 전사 활성인자-유사 작동자 뉴클레아제 (TALENS)를 포함하는, 방법.22. The method of claim 21,
wherein said targeted genome editing comprises a transcriptional activator-like effector nuclease (TALENS).
상기 표적화 게놈 편집이 호밍 엔도뉴클레아제를 포함하고, 상기 호밍 엔도뉴클레아제가 ARC 뉴클레아제 (ARCUS) 또는 메가뉴클레아제인, 방법.22. The method of claim 21,
wherein the targeted genome editing comprises a homing endonuclease, and wherein the homing endonuclease is an ARC nuclease (ARCUS) or a meganuclease.
상기 표적화 게놈 편집이 flap 엔도뉴클레아제 (FEN-1)를 포함하는, 방법.22. The method of claim 21,
wherein the targeted genome editing comprises flap endonuclease (FEN-1).
상기 세포가 CAR T 세포인, 방법.22. The method of claim 21,
The method of claim 1, wherein the cell is a CAR T cell.
상기 CAR T 세포가 CD19 CAR-T 세포인, 방법. 22. The method of claim 21,
The method of claim 1, wherein the CAR T cells are CD19 CAR-T cells.
상기 CAR T 세포가 BCMA CAR-T 세포인, 방법.22. The method of claim 21,
The method of claim 1, wherein the CAR T cell is a BCMA CAR-T cell.
상기 GM-CSF 유전자 침묵화가 RNA 간섭 (RNAi), 짧은 간섭 RNS (siRNA) 및 DNA-특이적인 RNA 간섭 (ddRNAi)으로 이루어진 군으로부터 선택되는, 방법.22. The method of claim 21,
wherein said GM-CSF gene silencing is selected from the group consisting of RNA interference (RNAi), short interfering RNS (siRNA) and DNA-specific RNA interference (ddRNAi).
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