【発明の詳細な説明】
発現されたタンパク質の検出および精製のための
コイルドコイルヘテロダイマー法および組成物
本出願は、1995年10月6日に出願された米国特許出願第08/540,397号(本明細
書中に参考として援用される)に基づく優先権を主張する。
発明の分野
本発明は、αヘリックスコイルドコイルヘテロダイマーを形成し得るペプチド
の対の、対のペプチドの一方を含む融合タンパク質の精製および検出のための使
用に関する。
参考文献
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発明の背景
生物工学の主要な商業的適用の1つは、タンパク質の組換え発現である。エポ
エチンα、G-CSF、ソマトトロピン(somatotropic)、インスリン、tPA、ウロキナ
ーゼおよびプロウロキナーゼ、種々のインターフェロン、EPO、ならびに特質酵
素(specialty enzyme)を含むいくつかの組換えタンパク質は、良く確立された
商業的市場を有する(バイオプロセス工学)。
あるタンパク質を組換え生産するには、3つの一般的な技術的ハードルが存在
する。タンパク質のコード配列が得られなければならず、そして遺伝子が適切な
発現ベクター中にクローン化されなければならない;活性な形態においてタンパ
ク質を発現するため、そして好ましくは分泌するために適した宿主細胞および培
養条件が見出されなければならない;そして発現されたタンパク質が、所望の最
終産物(例えば、薬学的使用に適した産物)を産生するために単離され、そして
ある場合には酵素的に処理されなければならない。
高レベルのタンパク質発現および分泌に有利な条件を見い出すという目的のた
めに、所定の発現系について、発現、発現のレベル、および発現されたタンパク
質の局在化をモニターし得ることが望ましい。理想的には、このようなモニタリ
ングは、発現されたタンパク質を修飾することなしに行われ得、そしてインサイ
チュ形態、および種々のインビトロ形態(例えば、ドットブロットまたはウエス
タンブロット分析)で行われ得る。
発現されたタンパク質を単離する目的のためには、タンパク質を1工程アフィ
ニティー精製に適する様にする形態で、タンパク質を生成することが望ましい。
この目的のために以前から提案されているアプローチは、タンパク質を小さいペ
プチド抗原セグメントとタンデムに発現することである。次いで、発現されたタ
ンパク質を、抗原に対して特異的な抗体を有する支持マトリックスへのその特異
的結合に基づいて精製する。大規模産生のためには、このアプローチは、産生さ
れたタンパク質の量と釣り合う抗体の量を必要とし、これは、タンパク質産生の
費用を大きく増し得る。固体支持体から結合したタンパク質を放出させるために
抗原競合が必要であることもまた、精製工程の費用を増し得る。
発明の要旨
本発明は、選択された宿主細胞におけるベクターの複製を可能にする複製セグ
メントから構成される発現ベクター、および発現カセットを含む。カセットは、
5'-3'方向に、宿主細胞において機能的なプロモーターおよびコードセグメント
を含む。このコードセグメントは、次いで、異種DNAコード部位、および相補的
な第二のヘテロダイマー-サブユニットペプチドとαヘリックスコイルドコイル
ヘテロダイマーを形成し得る第一のヘテロダイマー-サブユニットペプチドをコ
ードするDNA領域を含む。さらに、このコードセグメントは、コード部位とDNA領
域との間に配置され、DNA領域とインフレームである切断配列であって、化学的
または酵素的切断のための標的を提供するアミノ酸配列をコードする切断部位を
含み得る。このコードセグメントは、そのコード部位かまたはプロモーターに隣
接するDNA領域のいずれかとともに配向され得る。
好ましい実施態様において、(第一および第二のヘテロダイマー-サブユニッ
トペプチドの)一方は、gabcdefの形態を有する少なくとも2つのヘプタドアミ
ノ酸反復配列を含み、ここで各アミノ酸反復配列の位置aおよびdが、ロイシン、
イソロイシン、およびバリンからなる群より選択され、そして各アミノ酸反復配
列の位置eおよびgが、アスパラギン酸およびグルタミン酸からなる群より選択さ
れる。(第一および第二のヘテロダイマー-サブユニットペプチドの)他方は、g
'a'b'c'd'e'f'の形態を有する少なくとも2つのヘプタドアミノ酸反復配列を含
み、ここで各アミノ酸反復配列の位置a'およびd'が、ロイシン、イソロイシン、
およびバリンからなる群より選択され、そして各アミノ酸反復配列の位置eおよ
びgが、リジン、アルギニン、およびヒスチジンからなる群より選択される。こ
の好ましい実施態様において、相補的ヘプタドにおける対応するd/a'およびa/d'
対の各々が、残基の一方がバリンであり、そして他方の残基がロイシンおよびイ
ソロイシンからなる群より選択される残基からなる。
クローニング部位は、好ましくはマルチクローニング部位(MCS)(ここで異
種DNAコード領域が挿入され得る)を含む。このような異種DNAコード領域は、代
表的には、選択された目的のポリペプチドをコードする。選択されたポリペプチ
ドをコードするDNAは、代表的にはクローニング部位で挿入され、その結果それ
は第一のヘテロダイマー-サブユニットペプチドをコードするDNA領域(これは配
列番号2および配列番号4により表される配列である)におけるコード配列とイ
ンフレームで発現される。
関連する局面において、本発明は、宿主細胞における異種タンパク質の発現に
適した発現ベクター(例えば、上記のベクター)における使用のためのコードセ
グメントを含む。セグメントは、異種DNAコード部位、および上記のように相補
的なヘテロダイマー-サブユニットペプチドとαヘリックスコイルドコイルヘテ
ロダイマーを形成し得るヘテロダイマー-サブユニットペプチドをコードするDNA
領域を含む。さらに、このセグメントは、コード部位とDNA領域との間で、化学
的または酵素的切断のための標的を含むアミノ酸配列をコードする切断配列を、
DNA領域とインフレームで含み得る。コード部位は、DNA領域の5'または3'のいず
れかに位置し得る。クローニング部位およびコード配列は、発現ベクターに関し
て上記した実施態様を含む。
上記のコードセグメントによってコードされるか、またはこのようなコードセ
グメントを含む発現ベクター(例えば、上記の発現ベクター)によって産生され
る融合タンパク質もまた本発明に含まれる。融合タンパク質は、機能的活性を有
するポリペプチド(すなわち、選択された目的のポリペプチド)、およびペプチ
ドのN末端またはC末端に結合した上記の型のヘテロダイマー-サブユニットペ
プチド(すなわち、本明細書中で記載されるEコイル、0993、Kコイル、または
0994ペプチドのようなコイルペプチド)から構成される。
発現された融合タンパク質の存在を検出するための試薬もまた本発明に含まれ
る。試薬は、融合タンパク質においてヘテロダイマー-サブユニットペプチド(
第一のコイルペプチド)とαヘリックスコイルドコイルヘテロダイマーを形成し
得る第二のヘテロダイマー-サブユニットペプチド(第二のコイルペプチド)か
ら構成される。試薬は、ヘテロダイマー-サブユニットペプチドを含む融合タン
パク質(例えば、上記のような)の発現を、融合タンパク質に含まれるヘテロダ
イマー-サブユニットペプチドと検出試薬との間でヘテロダイマーまたはヘテ
ロダイマー複合体を形成し、そしてヘテロダイマーの形成の存在を検出すること
によって検出するために有用である。
選択されたポリペプチドの発現を検出するためのキットは、ヘテロダイマー-
サブユニットペプチドを含む融合タンパク質を発現するための上記のコードセグ
メントを含む発現ベクター、および上記の検出試薬を含む。
なお別の局面において、本発明は、選択されたポリペプチドの精製のためのア
フィニティーマトリックス組成物を含む。組成物は、固体支持体、およびこの支
持体に結合した上記の型のヘテロダイマー-サブユニットペプチド(コイルペプ
チド(例えば、配列番号4または配列番号27))を含む。組成物は、以下に記載
のように、選択された発現されたポリペプチドを精製するための方法において有
用である。
本発明はまた、選択された発現されたポリペプチドの精製方法を含む。この方
法は、(i)適切な宿主細胞発現系(例えば、E.coliまたは酵母発現系)におい
て、選択されたポリペプチドを第一のヘテロダイマーサブユニット(例えば、配
列番号2または配列番号26)とタンデムに含む融合タンパク質を発現する工程、
(ii)宿主細胞発現系から、前記融合タンパク質を含有する懸濁物を得る工程、
および(iii)この懸濁物を上記のアフィニティーマトリックス組成物に通す工
程を含む。次いで、アフィニティーマトリックスは、融合タンパク質がαヘリッ
クスコイルドコイルヘテロダイマーを介してアフィニティーマトリックスに結合
したままで洗浄される。この洗浄工程は、いずれかの順序で、(a)約5.5と約8.
0との間のpHを有し、そして約0.1Mと約1Mとの間の塩(例えば、塩化ナトリウ
ム、塩化カリウム、酢酸ナトリウム、塩化アンモニウム、酢酸アンモニウム、過
塩素酸ナトリウム、過塩素酸カリウム、リン酸ナトリウム、およびリン酸カリウ
ム)を含有する溶液で、アフィニティーマトリックスを洗浄する工程を包含する
塩洗浄工程、ならびに(b)約5.5と8.0との間のpHを有し、そして約50%と約100
%との間の有機溶媒(例えば、メタノール、エタノール、イソプロパノール、テ
トラヒドロフラン、トリフルオロエタノール、およびアセトニトリル)を含有す
る溶液で、アフィニティーマトリックスを洗浄する工程を包含する有機洗浄工程
を含む。洗浄後、選択されたポリペプチドは、溶出または酵素的切断のいずれ
かによってマトリックスから放出される。好ましくは、溶出溶液は、約3.0また
はそれより低いかあるいは約10.0またはそれより高いpHを有する。例示的な溶出
溶液は、約20%と約80%との間の有機溶媒を含む。
精製された形態で発現されたタンパク質を得るためのキットは、上記の型のヘ
テロダイマー-サブユニットペプチドを有する融合タンパク質を発現するための
上記の発現系、および組成物における固体支持体への発現された融合タンパク質
のアフィニティー結合のための、上記の型のアフィニティーマトリックス組成物
を含む。
本発明のこれらおよび他の目的ならびに特徴は、以下の発明の詳細な説明が添
付の図面とともに読まれると、より完全に理解される。
図面の簡単な説明
図1A、1B、1C、1D、1E、および1Fは、本発明の方法によるアフィニティー精製
のためのスキームを示す。
図2は、αヘリックスヘテロダイマー立体配置におけるペプチド0993(配列番
号26)および0994(配列番号27)のヘリックス輪(helical wheel)表示を示す
。
図3A、3B、3C、3D、および3Eは、平行な立体配置にある2つのヘテロダイマー
-サブユニットペプチドの隣接するヘプタドの模式図を示し、ホモダイマー対ヘ
テロダイマーにおける位置eおよびgにある荷電した残基の安定化/不安定化効果
を比較している。図3Aは、ヘプタドの位置eおよびgにある反対に荷電した残基に
よって安定化されたホモダイマーを示す。図3Bは、ヘプタドの位置eおよびgにあ
る反対に荷電した残基によって不安定化されたヘテロダイマーを示す。図3Cは、
ヘプタドの位置eおよびgにある正に荷電した残基によって不安定化されたホモダ
イマーを示す。図3Dは、ヘプタドの位置eおよびgにある同様に荷電した残基によ
って安定化されたヘテロダイマーを示す。図3Eは、ヘプタドの位置eおよびgにあ
る負に荷電した残基によって不安定化されたホモダイマーを示す。
図4A、4B、および4Cは、コイルドコイルヘテロダイマーを形成するように設計
されたペプチド内の、位置eおよびgにおいて正または負いずれかの電荷を有する
ヘプタドのいくつかの可能な分布の模式図を示す。図4Aは、交互に正および負に
荷電した連続したヘプタドを有するヘテロダイマー-サブユニットペプチドから
構成されるヘテロダイマーの模式図を示す。図4Bは、ヘテロダイマー-サブユニ
ットペプチド(このうちの一方は、優勢に正に荷電したヘプタドを有し、そして
他方は優勢に負に荷電したヘプタドを有する)から構成されるヘテロダイマーの
模式図を示す。図4Cは、ヘテロダイマー-サブユニットペプチド(このうちの一
方は、全て正に荷電したヘプタドを有し、そして他方は全て負に荷電したヘプタ
ドを有する)から構成されるヘテロダイマーの模式図を示す。
図5A、5B、5C、5D、5E、5F、および5Gは、ヘテロダイマー-サブユニットペプ
チドをコードするDNAフラグメントの合成の模式図を示す。図5Hは、プラスミドp
RLD-Eのマップを示す。
図6Aは、マルチクローニング部位(MCS)で挿入されたDNAフラグメントによっ
てコードされる選択されたタンパク質のN末端にヘテロダイマー-サブユニット
ペプチドを有する融合タンパク質を発現するために有用な発現ベクター発現カセ
ットを示す。
図6Bは、マルチクローニング部位(MCS)で挿入されたDNAフラグメントによっ
てコードされる選択されたタンパク質のC末端にヘテロダイマー-サブユニット
ペプチドを有する融合タンパク質を発現するために有用な発現ベクター発現カセ
ットを示す。
図7Aは、ペプチド0993(配列番号26)の逆相(RP)-HPLCクロマトグラムを示
す。
図7Bは、本発明の選択的二量体化アフィニティーカラムの注入素通り画分のRP
-HPLCクロマトグラムを示す。
図8は、図7Bに記載されるアフィニティーカラムの60%アセトニトリル洗浄画
分のRP-HPLCクロマトグラムを示す。
図9は、図8に記載されるアフィニティーカラムの次のGndHCl溶出画分のRP-H
PLCクロマトグラムを示す。
図10は、本発明のアフィニティーマトリックスの特異性を試験するために用い
られる3つの試験荷電ペプチド(配列番号28、配列番号29、および配列番号30)
の混合物のクロマトグラムを示す。
図11は、図10に示される試験ペプチドがロードされた、アフィニティーカラム
の0.2M KCl洗浄画分のクロマトグラムを示す。
図12は、試験ペプチドがロードされたアフィニティーカラムの0.5M KCl洗浄画
分のクロマトグラムを示す。
図13は、図12に記載のアフィニティーカラムの1.0M KCl洗浄画分のクロマトグ
ラムを示す。
図14は、図13に記載のカラムの次の1.0M KCl洗浄のクロマトグラムを示す。
図15は、図14に記載のカラムの次の5.0M GndHCl/50mM K2PO4を示す。
図16Aは、クーマシーブルーで染色されたPAK(128-144)/Eコイル融合タンパク
質のSDS-PAGEゲルを示す。
図16Bは、コイルKレポーターまたはモノクローナル抗体PK99Hのいずれかでプ
ローブされたPAK(128-114)/Eコイル融合タンパク質のウエスタンブロットおよ
びリガンドブロットを示す。
図17は、ロード試料および本発明のアフィニティーカラムから溶出された画分
の一連のRP-HPLCクロマトグラムを示し、ここでロード画分は、組換え発現され
たEコイルペプチドを含む粗ペリプラズム抽出物であった。
図18は、本発明に従って作製されたアフィニティーカラムでの粗からの組換え
発現されたPak-繊毛-Eコイルペプチドの精製の一連のRP-HPLCクロマトグラムを
示す。
図19は、本発明に従って形成されたレポーター分子を用いるELISAアッセイを
示す。
発明の詳細な説明
I.定義
他に示さなければ、以下の用語は以下の意味を有する。
用語「ペプチド」は、アミノ酸に基づくポリアミド鎖を表す。この鎖は、2ア
ミノ酸から約100アミノ酸までのいずれの長さにも変化し得る。
用語「ポリペプチド」は、少なくとも2アミノ酸を含むアミノ酸に基づくポリ
アミド鎖を表す。
「宿主において機能的なプロモーター」は、選択された宿主におけるベクター
での隣接する3'下流コード配列の転写の促進をもたらす、発現ベクター中のDNA
配列を意味する。
発現ベクター中の「コードセグメント」は、ポリペプチドをコードするDNAの
セグメントをいう。
「異種DNAコード部位」は、(i)発現ベクター中の単数もしくは複数の制限部位
(例えば、マルチクローニング部位)であって、この中に、選択された異種タン
パク質をコードするDNAが挿入され得る部位、または(ii)コードするDNAそれ自体
をいう。
「ヘテロダイマー-サブユニットペプチド」は、選択された条件下でコイルドコ
イルヘテロダイマーを形成し得る、2つの相補的なペプチドサブユニットの1つ
をいう。さらに、用語「ヘテロダイマーポリペプチド」または「ヘテロダイマー
ポリペプチド複合体」は、2つの結合した、同一でないポリペプチド鎖をいう。
他に示さない限り、ペプチドおよびポリペプチドの配列は、アミノ末端からカ
ルボキシ末端への順番で与えられる。本明細書中で同定されるすべてのアミノ酸
残基は、他に特定しなければ、天然、すなわちL型である。標準的なペプチドの
命名法と一致して、アミノ酸残基の略語は、当該分野で通常用いられる、標準的
な3文字および/または1文字コードである。
「誘導体化」ポリペプチドサブユニットの文脈において、用語「誘導体化」は
、サブユニットを形成する1つ以上のアミノ酸残基に共有結合している1つ以上
の機能的部分またはレポーター部分を有するポリペプチドサブユニットをいうと
理解される。ここで、この部分は、(i)ポリペプチドサブユニット合成の前もし
くは後のいずれかで、サブユニットにおける1つ以上のアミノ酸残基に結合され
得るか、または(ii)例えば、サブユニットのN末端でペプチドサブユニットの伸
長を形成し得る。さらに、機能的部分またはレポーター部分は、ポリペプチドサ
ブユニットに、直接、またはリンカーもしくはスペーサー(例えば、ポリグリシ
ンスペーサー)を通して結合され得る。
用語「良性培地」は、本明細書中で使用される場合、代表的には、約6と約8
との間のpH、および約50mMと約500mMとの間の塩濃度を有する、生理学的に適合
性の水溶液を記載する。好ましくは、塩濃度は、約100mMと約200mMとの間である
。
例示的な良性培地は、緩衝液Aと称され、以下の組成を有する:50mMリン酸カリ
ウム、100mM KCl、pH7。同等に有効な良性培地は、例えば、リン酸ナトリウム
でリン酸カリウムを、および/またはNaClでKClを置換することにより作製され
得る。
II.ヘテロダイマー-サブユニットペプチドの一般的な外観
相補的なヘテロダイマー-サブユニットペプチドは、2つの同一でないペプチ
ド鎖であって、代表的には、約21〜約70残基の長さであり、2本鎖のαヘリック
スヘテロダイマーコイルドコイルへのそれらの形成に適合性なアミノ酸配列を有
している。これらは、本明細書中では、一般に、HSP1(ヘテロダイマー-サブユ
ニットペプチド1)、およびHSP2(ヘテロダイマー-サブユニットペプチド2)
と表される。ペプチドはαヘリックスコイルを形成し得るので、これらはまた、
本明細書中では「コイルペプチド」ともいわれる。
良性の水性培地では、単離されたヘテロダイマー-サブユニットペプチドは、
代表的にはランダムコイルである。HSP1およびHSP2をαヘリックスコイルドコイ
ルヘテロダイマーの形成に有利な条件下で一緒に混合する場合、これらは相互作
用して2本鎖のαヘリックスコイルドコイルヘテロダイマー複合体(HSP1〜HSP2
と表される)を形成する。
αヘリックスコイルドコイルコンホメーションのペプチドは、特徴的な様式で
互いに相互作用する。この様式は、それぞれのペプチドの一次配列により決定さ
れる。αヘリックスの三次構造は、一次配列における7アミノ酸残基がαヘリッ
クスの約2回転分に対応するようである。従って、αヘリックスコンホメーショ
ンを生じる一次アミノ酸配列は、それぞれ、7アミノ酸残基の単位(ヘプタドと
呼ぶ)に分け得る。ヘテロダイマー-サブユニットペプチドは、一連の、タンデ
ムなヘプタドから構成される。ヘプタドの配列が特定のヘテロダイマー-サブユ
ニットペプチドにおいて反復される場合、このヘプタドは、「ヘプタド反復」ま
たは単に「反復」といわれ得る。
以下に詳述するように、それぞれのヘプタドにおける規定された位置での特定
のタイプのアミノ酸残基は、2本鎖αヘリックスコイルドコイルヘテロダイマー
構造または複合体を安定化するように作用する。
HSP1およびHSP2はまた、ポリペプチドのαヘリックスまたはコイルドコイルの
性質を安定化するように(ヘリックス内またはヘリックス間のいずれかで)反応
し得る残基を含み得る。
III.ヘテロダイマー-サブユニットペプチドの特徴
相補的なヘテロダイマー-サブユニットペプチド(HSP1およびHSP2)は、代表
的には、同様のサイズであり、それぞれ一般に、約21〜約70残基長(3〜10ヘプ
タド)の範囲である。
ペプチドは、当業者に公知の種々の方法(化学的方法および組換え方法を含む
)により合成され得る。例えば、ABIモデル430Aペプチド合成機は、以前にHodge
sら,(1988)により、および実施例1に記載されたように、従来のt-Boc化学で使
用され得る。あるいは、ペプチドは、例えば、実施例5および6に詳述されるよ
うに、ペプチドをコードする発現ベクターを用いて適切な宿主細胞系において発
現され得る。
合成に続いて、ペプチドは、当業者に公知の任意の多くの方法により、例えば
実施例1に詳述されるように、逆相高速液体クロマトグラフィー(RPC)および
「SYNCHROPAK」RP-Pカラムを用いて精製され得る。
ペプチドの組成および純度は、実施例1に詳述されるように、いくつかの方法
(Beckmanモデル6300アミノ酸分析機でのアミノ酸組成質量分析および「BIOION-
20」Nordicでの飛行時間型質量分光法を用いる分子量分析を含む)により確認し
得る。
A.コイルドコイルヘテロダイマー形成
HSP1およびHSP2の二量体化は、それぞれのペプチドの一次アミノ酸配列におけ
る保存されたアミノ酸残基の反復ヘプタドモチーフの存在により生じる。それぞ
れのヘプタドにおける個々の位置は、図2に示されるように、HSP1については文
字a〜gにより、そしてHSP2についてはa'〜g'により表される。HSP2の位置(
例えば、a'、g')は、以下のヘテロダイマー-サブユニットペプチドまたは
コイルペプチドにおけるヘプタド位置の一般的議論において、しばしば(')の記
号なしに言及される。
適切なアミノ酸配列を有する反復ヘプタドモチーフは、以下の第D部に表され
る、許容できる条件下で、HSP1およびHSP2ポリペプチドを、ヘテロダイマーのα
ヘリックスコイルドコイル構造にアセンブリされるように導く。個々のαヘリッ
クスペプチドは、それぞれのヘプタドの位置aおよびdとして規定される、それ
らのそれぞれの疎水性面にそって相互に接触する。
HSP1およびHSP2は、平行または逆平行のいずれかの立体配置で、ヘテロダイマ
ーコイルドコイルヘリックス(コイルドコイルヘテロダイマー)にアセンブリさ
れ得る。平行な立体配置では、2つのヘテロダイマー-サブユニットペプチドヘ
リックスは、これらが同じ方向(アミノ末端からカルボキシル末端へ)を有する
ように並べられる。逆平行の立体配置では、ヘリックスは、1つのヘリックスの
アミノ末端が、他のヘリックスのカルボキシル末端に並べられるように、および
逆もまた同じであるように配置される。
2つの相互作用するαヘリックスの位置a〜gの相対的な方向の図を、図2に
示す。この図は、平行な立体配置に配置された2つの例示的なヘテロダイマー-
サブユニットペプチド、0993(E;配列番号26)および0994(K;配列番号27)
、の最初の2回転(1つのヘプタド)の真方向の模式図を示す。
本明細書中に示されるガイダンスに従って設計されたヘテロダイマー-サブユ
ニットペプチドは、代表的には、逆平行方向に対して平行方向のアセンブルへの
わずかな優先を示す。しかし、一般に、2つのヘテロダイマー-サブユニットペ
プチドがαヘリックスコイルドコイルを形成する方向(平行対逆平行)は、ヘテ
ロダイマー-サブユニットペプチドへ結合した部分を一緒に支えるそれらの能力
には、特に関連しない。
図2では、アミノ酸は、丸で囲まれ、そして1文字コードにより示される。そ
して、連続するアミノ酸位置は、番号付けされ、そしてN末端からC末端への方
向を示す矢印のついた直線でつながれる。2つのヘリックスの間の相互作用は、
矢印で示される。ヘリックス間の幅広の矢印は、隣接するヘリックスの位置aと
位置dとの間の疎水性相互作用を示す。隣接するヘリックスのe位とg位と
の間のイオン性相互作用は、ヘリックスの結合の上および下の曲がった矢印で示
される。
B.コイルドコイルヘテロダイマー安定性における疎水性相互作用
ヘリックス間の疎水性相互作用は、ヘテロダイマー-サブユニットペプチドの
位置aおよびdの疎水性残基に起因する。これらの位置の残基は、ヘリックスを
接触した状態に維持するのに有効であり、ロイシン、イソロイシン、バリン、フ
ェニルアラニン、メチオニン、トリプトファン、チロシン、アラニン、および上
記の任意のものの誘導体を含む。アラニン、システイン、セリン、トレオニン、
アスパラギン、およびグルタミンを含む他の残基もまた、いくつかのヘプタドで
は、他が疎水性残基で占められる限りは位置aまたはdを占有し得る。
位置aおよびdを占めるための特定の残基の適切な選択は、本発明の重要な局
面である。疎水性相互作用が強すぎる場合、同様の電荷の残基がe位およびg位
に存在してホモダイマー形成を防害する場合でさえも、有意な割合のヘリックス
がpH7で、ホモダイマーとして形成される(以下の第C部を参照のこと)。一方
、位置aおよびdの残基は、疎水性相互作用が弱すぎるように選択される場合(
例えば、両方の位置でAla)、ヘリックスはコイルドコイルダイマーを全く形成
し得ない。好ましくは、位置aおよびdでの残基対は、pH7で≧95%ヘテロダイ
マー形成;より好ましくは≧99%ヘテロダイマー形成を促進するように選択され
る。ホモダイマー形成に対するヘテロダイマー形成の程度は、例えば、実施例3
に記載されるように測定され得る。
本発明を支持して行われた実験結果は、両方のコイルペプチドのすべてのヘプ
タドのすべての位置aおよびdが、Ile、Leu、またはそれらの任意の組合せによ
り占められる場合、たとえ本明細書中に詳述されるヘテロダイマーを安定化する
ために設計されたe位およびg位が荷電残基を含んでいたとしても、疎水性相互
作用は、ホモダイマーならびにヘテロダイマーを安定化するために充分に強力で
あることを示す。さらに、このようなホモダイマーは、ほんの3つのヘプタドを
含むコイルペプチド間で形成される。本発明の重要な局面によれば、このような
ホモダイマーの形成は、最小化されるか、または実際的な目的のために排除
されるべきである。実質的な割合のホモダイマーの存在は、本発明の実施を困難
に、または不可能にする。なぜなら、異なる成分溶液におけるコイルペプチド(
すなわち、選択されたタンパク質とコイルペプチドとの融合物を含有する懸濁液
中のコイルペプチド、または固体マトリックスを誘導体化するために用いられる
べき懸濁物中のコイルペプチド)は、成分溶液がそれらの意図される目的に用い
られ得るよりも前に自己アセンブルするからである。
いくつかのストラテジーが、位置aと位置dとの残基の間の疎水性相互作用の
強さを、相互作用はタンパク質精製手順の間中ヘテロダイマーを維持するために
充分に強いが、しかしこれらはホモダイマーを安定化するほど強くないという点
まで調整または設定するために用いられ得る。好ましいストラテジーは、すべて
のヘプタドが位置dにLeuを、そして位置aにValを有するコイルペプチドか、ま
たはすべてのヘプタドが位置dにIleを、そして位置aにValを有するコイルペプ
チドを使用することである。別のストラテジーは、すべてのヘプタドが位置aに
Leuを、そして位置dにValを有するコイルペプチドか、またはすべてのヘプタド
が位置aにIleを、そして位置dにValを有するコイルペプチドを使用することで
ある。これらのストラテジーの改変を、例示的なヘテロダイマー-サブユニット
ペプチドEコイル(配列番号2)およびKコイル(配列番号4)、ならびにペプ
チド0993(配列番号26)および0994(配列番号27)の設計において用いた。なお
別のストラテジーは、それぞれのコイルペプチドにおけるすべての位置aおよび
dを占めるが、1つをIleおよびLeuで占め、そしてそれぞれのコイルペプチドの
残りの位置aおよびdには不安定化残基(例えば、AlaまたはAsn)を用いること
である。この残りの位置は、好ましくはいずれかの末端よりもそれぞれのコイル
ペプチドの中心に近い。
C.コイルドコイルヘテロダイマー安定性におけるイオン相互作用
αヘリックスのダイマーコイルドコイルコンホメーションは、図3において示
されるように、隣接するヘリックスのe位の残基とg位の残基との間のイオン相
互作用により安定化され得る。他の要素は同等であって、ダイマーのそれぞれの
ヘリックスが正に荷電した残基を1つの位置(例えば、e)に、そして負に荷
電した残基を他の位置(例えば、g)に有する場合、ホモダイマー形成は有利で
ある(図3A:図3Bのヘテロダイマーと比較して)。しかし、それぞれのヘリック
スが同様に荷電した残基を両方の位置に有する場合、ホモダイマーを形成する(
図3C、3E)のではなく、2つの反対に荷電したヘリックスが結合してヘテロダイ
マーになる傾向がある(図3D)。
溶液中でのポリペプチド(例えば、HSP1およびHSP2)のコンホメーションは、
その溶液のCDスペクトルから決定され得る。これらのデータは、個々のペプチド
自身のコンホメーションに関する情報(ランダムコイル対αヘリックス)、なら
びに例えば、HSP1およびHSP2のホモダイマー複合体に対するヘテロダイマー複合
体の相対量に関する情報を提供する。実施例2は、CDスペクトルの1つの測定方
法を詳述する。実施例3は、CDスペクトル測定をどのように用いて溶液中のペプ
チドのコンホメーションを評価し得るのかを詳述する。
図2に示す図では、2つのヘリックス間のイオン相互作用は、HSP1(0993;配
列番号26)のe位およびg位の負に荷電した(Glu)残基と、HSP2(0994;配列
番号27)のe位およびg位の正に荷電した(Lys)残基とから生じる。
負に荷電した残基は、アスパラギン酸、グルタミン酸、またはそれらの誘導体
であり得る。正に荷電した残基は、リジン、アルギニン、ヒスチジン、またはそ
れらの誘導体であり得る。
D.コイルドコイル形成に有利な条件
反復ヘプタドから構成され、そして上記の第A部〜第C部に表されるガイダン
スに従って設計されたヘテロダイマー-サブユニットペプチドは、上記の第I部
に定義した良性培地においてコイルドコイルヘテロダイマーを容易に形成する。
αヘリックスコイルドコイルヘテロダイマー形成の程度は、例えば、実施例3に
おいて記載したような、CDスペクトルから決定され得る。
コイルドコイルヘテロダイマーは、良性培地について与えたpHおよび塩の範囲
外の条件下で形成し得るが、ヘテロダイマー対ホモダイマーのいくらかの分子相
互作用および相対的な安定性は、上記に詳述した特性とは異なり得る。例えば、
ヘテロダイマーを安定化する傾向のある、e位とg位との間のイオン相互作用
は、例えば、酸性pHでのGlu側鎖のプロトン付加、または例えば、塩基性pHでのL
ys側鎖の脱プロトン化により低pH値または高pH値で破壊され得る。
しかし、コイルドコイルヘテロダイマー形成に対する上記の低pH値および高pH
値の効果は、塩濃度を増大させることにより克服され得る。塩濃度を増大させる
ことにより、安定化しているイオン相互作用を中和し得るか、または脱安定化し
ているイオン的反発を抑制し得る。特定の塩は、イオン相互作用を中和すること
において、より大きな効力を有する。例えば、1M以上の濃度のClO4-アニオン
が、最大のαヘリックス構造(実施例2において詳述されるように行われるCD測
定により決定される場合)を誘導するためには充分であり得るが、同じ効果のた
めには、3M以上の濃度のCl-イオンが必要とされ得る。低pHおよび高pHでのコ
イルドコイル形成への高塩の効果はまた、ヘリックス間のイオン引力がヘリック
ス形成に必須ではなく、むしろ、コイルドコイルがヘテロダイマーとして形成さ
れるか、ホモダイマーとして形成されるかという傾向における1要因であること
を示す。
E.ヘテロダイマー-サブユニットペプチドにおけるヘプタド変化
上記の第A部、第B部、および第C部は、ヘテロダイマー-サブユニットペプ
チドのヘプタドにおける特定の位置で、どのアミノ酸残基が含まれ得るが、そし
てどのアミノ酸残基が好ましいかについてのガイドラインを示す。このペプチド
は、代表的には、良性培地においてαヘリックスコイルドコイル構造を形成する
ペプチドをもたらす。この部は、上記の第A部〜第C部に示されるガイドライン
に従う配列を有するヘプタドを、どのようにしてヘテロダイマー-サブユニット
ペプチド内に配置し得るかのいくつかの例を記載する。
本発明のヘテロダイマー-サブユニットペプチドは、それぞれ、3以上の複数
のヘプタドを含み得る。これらのヘプタドのそれぞれの配列は、すべて同じであ
ってもよいし、これらは異なっていても良い。さらに、内部反復の配列は、例え
ば、反復がアミノ酸カップリング残基(例えば、システイン)を含むか否かに依
存して相互に異なり得る。このようなカップリング残基は、例えば、ヘテロダイ
マー-サブユニットペプチドを樹脂支持マトリックスまたは別のポリペプチドに
つなぎ留めるために使用され得る。
αヘリックスコイルドコイルヘテロダイマー対の2つのヘテロダイマー-サブ
ユニットペプチド間の顕著な相互作用は、それぞれのペプチドにおける隣接する
「相補的な」ヘプタドの間に存在するので、ヘテロダイマー-サブユニットペプ
チド内のヘプタドの一次配列は、それぞれのヘプタド内の残基が第2のヘテロダ
イマー-サブユニットペプチドの相補的なヘプタドにおける残基と有利に相互作
用する限り変化し得る。
次いで、隣接するヘプタドは、例えば、ヘテロダイマー-サブユニットペプチ
ド上の正味電荷が、ポリペプチドがαヘリックスヘテロダイマーコイルドコイル
を形成する能力に影響を与えないで改変され得るように、配列において変化し得
る。この関係を図4に示す。この図は、CPダイマー対の3つの例を示す。それぞ
れのヘテロダイマー-サブユニットペプチドは、5つのヘプタドを有する。それ
ぞれのヘプタドにおける+または−の記号は、それぞれ2つの電荷を示す(1つ
はe位で、そして1つはg位で)。隣接する相補的なヘプタドは、反対の電荷を
有することに留意されたい。この例の目的のために、それぞれのヘプタドにおけ
るe位およびg位以外の位置は、合計0の正味荷電であると仮定される。図4Aに
おいてダイマーを形成するHSP1およびHSP2は、それぞれ、1つの正に荷電したヘ
プタドおよび1つの負に荷電したヘプタドの過剰により、それぞれ、+2および
−2の正味電荷を有することが認識され得る。同様に、図4BにおいてHSP1および
HSP2は、それぞれ+6および−6の正味荷電を有し、そして図4CにおけるHSP1お
よびHSP2は、それぞれ+10および−10の正味荷電を有する。このスキームについ
ての他の改変ももちろん、本発明の精神から逸脱することなく可能である。
G.ヘテロダイマー-サブユニットペプチドへカップリングする部分
カップリング残基(例えば、アミノ酸カップリング残基)は、その後のペプチ
ドの使用を容易にするために、一方および両方のコイルペプチドに取り込まれ得
る。カップリング残基は、ペプチドの中心領域および/または一端もしくは両端
に取り込まれ得る。カップリング残基が中心領域において存在する場合、この残
基は代表的には1つ以上のヘプタドのb位、c位、および/またはf位に、好
ましくはf位に取り込まれる。これらの位置は、コイルドコイルヘテロダイマー
の外側の面に沿って位置する。一端または両端のカップリング残基は、代表的に
は、末端残基にカップリングする。
好ましいカップリング基は、システイン残基のチオール基である。これは、標
準的な方法により容易に改変され得る。実施例4は、コイルペプチド中に存在す
るシステインのチオール残基をどのように使用してこれらの位置の他のペプチド
に結合させるかを詳述する。
他の有用なカップリング基は、メチオニンのチオエステル基、ヒスチジンのイ
ミダゾール基、アルギニンのグアニジル基、チロシンのフェノール基、およびト
リプトファンのインドリル基を含む。これらのカップリング基は、当業者に公知
の反応条件を用いて、実施例4に詳述されるのと同様の様式で誘導体化され得る
。
H.例示的なコイルペプチド
Eコイル(配列番号2)およびKコイル(配列番号4)ヘテロダイマー-サブ
ユニットペプチドならびに0993(配列番号26)および0994(配列番号27)は、例
示的なHSP1およびHSP2ヘテロダイマー-サブユニットペプチドである。両方のペ
プチドは、それらの位置aにVal残基を、そしてそれらの位置dにLeu残基を含み
、コイルドコイルヘテロダイマーを安定化するために有効であるが、しかしホモ
ダイマー間の静電的反発を克服するに充分なほど強力ではない疎水性相互作用を
確実にする。
0993ヘプタドのe位およびg位はGlu残基を含むが、一方0994ヘプタドのe位
およびg位はLys残基を含む。0993および0994の相補的なヘプタド内の対応する
位置の反対の電荷は、上記に記載され、そして図3A〜Eおよび図4に例示される
ように、αヘリックスコイルドコイルヘテロダイマーを安定化する。
同様の様式で、e位およびg位の荷電基は、ホモダイマーの形成を防害し、そ
してこれを不安定化させる。本発明のある局面によれば、この不安定化は、位置
aと位置dとの適切に選択された残基間に存在する疎水性相互作用を克服するた
めに充分強く、これは、ヘテロダイマーおよびホモダイマーの両方の形成を助け
る。
上記のように、αヘリックスコイルドコイルヘテロダイマー対における2つの
ヘテロダイマー-サブユニットペプチド間の顕著な相互作用は、それぞれのペプ
チドの隣接する相補的なヘプタド間である。本発明の好ましい実施態様において
、このような相補的なヘプタドにおけるそれぞれの対応するd/a'およびa/d'対は
、残基の一方がバリンであり、そして他方がロイシンおよびイソロイシンからな
る群より選択される残基からなる。この関係は、図2において理解され得る。こ
こで、d/a'対はLeu(位置d)およびVal(a'位)からなり、そしてa/d'対はVal
(位置a)およびLeu(位置d)からなる。
IV.融合タンパク質精製のためにヘテロダイマー-サブユニットペプチドを用い るタンパク質発現ベクター
本発明は、コイルペプチドとタンデムに発現される選択されたポリペプチドと
(すなわち、ヘテロダイマー-サブユニットペプチド)の融合タンパク質の発現
のために有用な発現ベクターを含む。次いで、発現融合物のコイルペプチド部分
は、アフィニティーマトリックスを用いて(下記のように)、タンパク質を精製
するため、またはインサイチュ(例えば、細胞における蛍光検出)もしくはタン
パク質検出システム(例えば、酵素結合免疫吸着アッセイ(ELISA)および/ま
たはドットブロット、スロットブロット、もしくはウエスタンブロット)のいず
れかでタンパク質を検出するために用いられ得る。融合タンパク質は、検出試薬
(これは、例えば、融合物中のコイルペプチドに相補的なレポーター標識コイル
ペプチドを包含する)を用いて検出される。
発現プラスミドまたはベクター中へ選択された配列をクローニングする方法は
、当業者に公知である(例えば、Maniatisら,1982; Ausubelら,1988)。次い
で、このようなプラスミドまたはベクターは、適切な宿主細胞(例えば、細菌ま
たは酵母)中へ形質転換され得、そして細胞は誘導されて組換えポリペプチドを
産生する。発現系に依存して、細胞が誘導される培地または細胞自体は、組換え
ポリペプチドを含有する懸濁液を作製するために用いられ、次いでこのポリペプ
チドは、本発明の方法を用いて精製され得る。
例示のために、実施例5は、2セットの相補的なオーバーラッピングオリゴヌ
クレオチドを用いるEコイル遺伝子の組換え構築物を詳述する。それぞれのセッ
トにおけるオリゴヌクレオチドを、アニールし、適切な制限酵素を用いて消化し
てそれぞれの二本鎖フラグメント(ds)の一端に粘着末端を生じて(図5Cおよび
5F)、そして2つのdsフラグメントをT4 DNAリガーゼを用いて連結して177塩基
対の単一のdsフラグメントを生成した(図5G)。177bpフラグメントを、精製し
、そしてEcoRIおよびBamHIで消化してプラスミドベクター中へのクローニングに
適切な166bpのフラグメントを生じた。
例示的なプラスミド発現ベクターpRLDの構築を、実施例6に記載する。発現ベ
クターpASK40(Skerraら,1991)のポリリンカー部位を、pHIL-S1およびPIC9(I
nvitrogen,San Diego,CA)のポリリンカーに対応するように変化させることに
より、pRLDを構築した。この改変を、消化してリーディングフレームをシフトさ
せ、そしてpASK40のクローニング部位をPichia pastorisベクターのものとより
一致させるように設計した。次いで、Eコイル遺伝子をコードする配列を、pRLD
中にクローン化してE.coliのEコイルベクターpRLD-Eを生じた(図5H)。
発現ベクターは、選択された宿主細胞中でのベクターの自律複製を可能にする
複製セグメントおよび発現カセットを含み得る。カセットは、5'-3'の方向で、
宿主細胞において機能的なプロモーターおよびコードセグメントを含み、これは
、以下に詳細に記載される。ベクターはまた、さらなるエレメント(例えば、細
胞におけるベクターの維持を確実にする選択マーカーをコードする配列)、プロ
モーターの下流の適切に配置されたリボゾーム結合部位、およびカセットの3'末
端の転写終結(TT)配列を含み得る。
発現ベクター中に好適に含まれるエレメントは、ベクターが用いられる特定の
発現系に依存する。例えば、代表的にE.coli発現ベクター中に存在するエレメン
トは、(i)細胞におけるベクターの維持を確実にする選択マーカーをコードする
配列(例えば、アンピシリン耐性遺伝子)、(ii)誘導されるとベクター中にクロ
ーン化された選択された遺伝子から大量のmRNAを産生し得る、制御可能な転写プ
ロモーター、(iii)翻訳制御配列(例えば、適切に配置されたリボゾーム結合部
位およびイニシエーターATG)、および(iv)ベクター内で正確な方向での選択さ
れた遺伝子の挿入を簡略化する、ポリリンカーまたはマルチクローニング部位
(MCS)を含む。
E.coli発現ベクターでの使用のために適切な誘導性プロモーターの例は、誘導
されるとプロモーターに作動可能に連結された遺伝子から大量のmRNAを産生し得
る、Iac、trp、およびtacを含む。E.coli発現ベクターでの使用のために適切な
他のプロモーターは、高度に効率的なファージT7遺伝子10プロモーター(これは
、T7 RNAポリメラーゼを使用する)および強力なバクテリオファージpLプロモー
ター(Ausubelら,1988)を含む。
組換えポリペプチドまたは融合タンパク質は、代表的には、組換えポリペプチ
ドまたは融合タンパク質をコードする発現プラスミドで適切なE.coli発現株(
例えば、JM83)を形質転換することにより発現される。適切な形質転換方法の例
としては、熱ショック処理(Yanisch-Perronら、1985)およびエレクトロポレー
ションが挙げられる。次いで、形質転換された細胞は、代表的には、選択寒天プ
レート(例えば、カルベニシリン(100μg/ml)を補充したLBプレート)上にプ
レートされ、そして適切な組換えDNAを含む細胞は、制限消化分析およびその後
のミニプレップしたプラスミドDNAのDNA配列決定により確認される。
選択された、適切なDNAを有するE.coliクローン細胞は、代表的には、適切な
密度(例えば、0.5のA550)まで増殖される(例えば、25℃で、振とうしながら
、100μg/μlのカルベニシリンを含有するLB培地中で)。誘導(例えば、IPTGで
の)を必要とするプラスミドを使用する場合、細胞は、適切な誘導薬剤の添加に
より誘導される。
発現されたタンパク質を含有する懸濁液は、当該分野に公知の方法(例えば、
改変浸透圧ショック処理(Ausubelら、1988))を用いて得られ得る。E.coli中
で大量に発現されたタンパク質は時々不溶性凝集物(封入体)中に沈澱するが、
そのようなタンパク質は、例えば当業者に公知の変性剤中での可溶化を使用して
回収され得る(Ausubelら、1988)。
他のタイプの宿主細胞発現システムが、本発明の実施において用いられ得る。
例えば、酵母(例えば、Pichia pastoris)は、非常に高い発現レベル、使用の
容易さおよびいくらかの翻訳後修飾を含む、多数の利点を提供する。酵母発現ベ
クターは酵母スフェロプラストを形質転換するために使用され得、そして形質転
換された細胞は組換えポリペプチドを生産するために使用され得る。酵母発現ベ
クターでの使用に適切な、例示的な誘導性プロモーターは、上記のAOXプロモー
ター、ならびにGAL1、GAL4、GAL7およびGAL10プロモーターである。実施例7は
、本発明の実施における酵母発現ベクターの使用を記載する。Eコイル遺伝子を
含むDNAフラグメントをPCR増幅し、そしてプラスミドpIC9(Invitrogen,San Di
ego,CA)中にクローン化して、Pichia Eコイルベクターp9CEを生成させた。確
認した酵母プラスミドをPichia pastoris中に形質転換し、そして酵母細胞を選
択し、誘導し、そして実施例7に記載のように処理して、組換えタンパク質を含
有する培養上清を生成させた。
本発明の発現カセットまたはコードセグメントはまた、バキュロウイルス系を
使用して融合タンパク質を発現させるために使用され得る。ここで、発現される
べきタンパク質の遺伝子が、高度に発現される必須でない遺伝子の代わりに昆虫
ウイルス中に挿入される。外来タンパク質は、培養昆虫細胞中で組換えウイルス
を増殖させることにより生産される(Ausubelら、1988)。このようなベクター
は、代表的には、ベクターが相同組換えを介して宿主細胞のゲノム中に組み込ま
れることを可能にする組換え配列を含む。これらのベクターにおいて使用される
特異的プロモーターは、一般に、切り出される必須でない遺伝子の同一性(iden
tity)に依存する。例示的なプロモーターとしては、ポリヘドリンプロモーター
(通常は、AcMNPVポリヘドリン遺伝子の発現を駆動するために使用される)およ
びp10プロモーターが挙げられる(Ausubelら、1988)。
哺乳動物細胞もまた、本発明の発現カセットまたはコードセグメントを用いる
ベクターのための宿主細胞として使用され得る。2つの例示的な哺乳動物系は、
それぞれCOS細胞株およびCHO細胞株を用いる。COS系において、発現されるべき
遺伝子を含むベクターは、COS細胞中に一過性にトランスフェクトされ、この細
胞はSV40ラージT抗原を構成的に産生する。COS細胞について使用されるベクタ
ーは、代表的には、SV40複製起点を含み、その結果ベクターがCOS細胞中にトラ
ンスフェクトされると、それらは複製し、それにより発現されるタンパク質の量
を増幅する。
CHO細胞は、本発明の発現カセットまたはコードセグメントを用い、そしてジ
ヒドロ葉酸レダクターゼまたはグルタミンシンセターゼ遺伝子(その産物が薬剤
耐性を与える)のいずれかを有するベクターで安定にトランスフェクトされ得る
。増加した数の構築物を有する細胞株は、漸増薬剤濃度(例えば、メトトレキセ
ート)中で増殖する細胞株を選択することにより得られる。一旦選択されると、
これらの株は、永続的な試薬である(これは、凍結保存され得、そして所望され
るときはいつでもタンパク質を生産するために使用され得る)。
コードセグメント
コードセグメントは、異種DNAコード部位(相補的な第2のヘテロダイマーサ
ブユニットペプチドと、αヘリックスコイルドコイルヘテロダイマーを形成し得
る第1のヘテロダイマーサブユニットペプチドをコードするDNA領域)を含み、
そしてコード部位とDNA領域との間に切断配列が配置される。切断配列は、DNA領
域とインフレームであり、そして化学的または酵素的な切断のための標的を提供
するアミノ酸配列をコードする。好ましくは、切断配列が、コイルペプチドのそ
の融合パートナー(選択される目的のポリペプチド)からの除去を容易にするた
めに本発明のコードセグメント中に含まれる。しかし、コイルペプチドを融合タ
ンパク質から除去することが所望されない適用においては、切断配列は必要では
ないことが理解される。この点で、本発明は、異種DNAコード部位および、相補
的な第2のヘテロダイマーサブユニットペプチドと、αヘリックスコイルドコイ
ルヘテロダイマーを形成し得る第1のヘテロダイマーサブユニットペプチドをコ
ードするDNA領域のみを含むコードセグメントを意図する。
一般的な実施態様において、コード部位は、マルチクローニング部位(MCS)
(ポリリンカーまたはポリリンカー部位ともいわれる)である。MCSは、代表的
には、発現されるべき選択されるポリヌクレオチドをコードセグメントまたはコ
ードセグメントを含むベクター中にクローン化するために有用な、多数の制限酵
素部位を含む。適切なポリリンカーの例は、事実上すべての市販クローニングベ
クター(例えば、Stratagene,La Jolla,CAまたはInvitrogen,San Diego,CA
からのベクター)中に見出され得る。
他の実施態様において、コード部位は、目的のタンパク質をコードする遺伝子
を含む。このような遺伝子の生成および本発明の発現ベクター中への組み込みは
、それぞれ実施例9および10に記載される。実施例9において、PAK繊毛抗原を
コードする遺伝子が、合成的に産生された相補的オリゴヌクレオチドをアニール
し、そしてdsフラグメントをpRLDEベクター中の適切な制限部位中にクローン化
することにより生成される。実施例10において、GFPをコードするcDNAが、pRLDE
中にクローン化される。本発明の方法を使用して精製され得る例示的タンパク質
としては、エポエチンα、G-CSF、ソマトトロピン(somatotropic)、インスリ
ン、tPA、ウロキナーゼおよびプロウロキナーゼ、種々のインターフェロン、EP
O、ならびに種々の特性の酵素が挙げられる。
コードセグメントは、DNA領域の5'または3'のいずれかに配向されたコード部
位を含み得る。これら2つの可能性は、本発明の発現カセットの図解を示す図6A
および6Bに示される。カセットは、選択される宿主細胞系において機能的なプロ
モーターを含み、そして、上記のように、プロモーター領域の3'末端にコードセ
グメントが配置される。図6Aおよび6Bにおいて、異種DNAコード部位は「cDNA」
として表され、そして第1のヘテロダイマーサブユニットペプチドをコードする
DNA領域は「コイルDNA」として表される。図6Aは、DNA領域の3'末端に配向され
たコード部位を示し、一方図6Bは、DNA領域の5'末端に配向されたコード部位を
示す。
希切断(rare-cutting)プロテアーゼのための標的を構成する切断部位は、当
該分野で公知である(Ausubelら、1988)。このようなプロテアーゼとしては、
第Xa因子(NagaiおよびThogersen,1984,1987)トロンビン(SmithおよびJohns
on,1988;Gearingら、1989)、エンテロキナーゼ(Dykesら、1988;LaVallieら
、1993)、レニン(Haffeyら、1987)ならびにコラゲナーゼ(GerminoおよびBas
tia,1984)が挙げられる。第Xa因子およびエンテロキナーゼは特に有用である
。なぜなら、これらはそのそれぞれの認識配列のカルボキシ末端側で切断し、そ
の真のアミノ末端を含む融合パートナーの放出を可能にするからである。エンテ
ロキナーゼ、第Xa因子、およびトロンビンのための認識部位は、それぞれ配列番
号21,配列番号23、および配列番号25として、本明細書中に提供される。
上記の、エレメントの2つの異なる整列を有するコードセグメントを提供する
ための主な理由は、ペプチド(例えば、コイルペプチド)と選択される目的のポ
リペプチドとの融合が、時々目的のポリペプチドの所望の活性または特徴を変化
させることである。2つの異なる融合体を生成させることにより(その一方は、
コイルペプチドをN末端に有し、そしてその他方はコイルペプチドを選択される
目的のポリペプチドのC末端に有する)、選択される目的のポリペプチドの所望
の特性または特徴を顕著には変化させない融合体を得る可能性が増加される。
例示的な、第1のヘテロダイマーサブユニットペプチドをコードするDNA領域
のためコード配列は、配列番号2、配列番号4、配列番号26、および配列番号27
により表される配列である。図6Aにおいて示される場合(ここで、DNA領域は、
コード部位の上流である)、DNA領域は、代表的には、その第1のコドンとして
開始ATGコドンを含むことが認識される。図6Bにおいて示されるような場合(こ
こで、DNA領域は、コード部位の下流である)、開始ATGコドンは、代表的には、
コード部位に挿入された目的のポリペプチドをコードするDNAにより提供される
。
本発明のコードセグメントは、好ましくは、上記の、エレメントの2つの整列
の各々について、3つの配置で提供される。3つの形態は、コード部位と切断部
位との間に異なる長さのヌクレオチドスペーサーを有することにより、互いに異
なる。スペーサーは、DNA領域および切断部位のリーディングフレームに関して
3つすべてのリーディングフレームでコード部位を有するコードセグメントを提
供するように含まれる。この方法において、適切なコードセグメントが、DNA領
域および切断部位とインフレームで、MCSに存在する制限部位と適合性の末端を
有する任意のDNAフラグメントを発現するように、当業者により選択され得る。
V.融合タンパク質精製のためにヘテロダイマーサブユニットペプチドを用いる アフィニティーマトリックス組成物
本発明はまた、第1のヘテロダイマーサブユニットペプチドとの縦列で発現さ
れる選択されるポリペプチドを含む融合タンパク質のようなポリペプチドを精製
するために有用なアフィニティーマトリックス組成物を含む。マトリックスは、
それに付着されている、ヘテロダイマーサブユニットペプチド(これは、融合タ
ンパク質の一部として発現される、別の相補的ヘテロダイマーサブユニットペプ
チドとαヘリックスコイルドコイルを形成し得る)を有する固体支持体を含む。
マトリックスの親和性特性は、相補的ヘテロダイマーサブユニットペプチドの選
択的二量体化に基づく。
精製のための選択的二量体化プロセスは、図1A〜1Fに模式的に示される。
図1Aは、固相マトリックス32およびヘテロダイマーサブユニットペプチド34か
らなる選択的二量体化マトリックス30を示す。必要に応じて、マトリックス32は
、スペーシング基36を介してペプチド34に結合される。このような基の存在は、
カラムで精製されるべきタンパク質が大きいかまたは立体的にかさばったタンパ
ク質である場合に、特に有利であり得る。
固相マトリックス32は、当該分野で公知の任意の多数の適切な材料により形成
され得る。好ましくは、固相材料は、クロマトグラフィーカラム中でパックされ
たマトリックスを形成し得る、アミノプロピル誘導体化ガラス粒子のような球状
粒子からなる;しかし、固相は、連続的表面あるいは非球状粒子またはビーズに
より形成され得る。ペプチドの固相への結合のために使用される方法は、マトリ
ックスのタイプ、スペーシング基のタイプ(存在するのであれば)、および所望
のペプチド結合に基づいて、当業者により容易に決定される。
融合タンパク質は、まず、当該分野で公知の方法(例えば、Ausubelら)を使
用して宿主細胞発現系から融合タンパク質を含有する懸濁液を得ることにより精
製される。この懸濁液は、代表的には、所望の融合タンパク質に加えて、他のタ
ンパク質のような不純物を含有する不純な溶液である。
図1Bを参照すると、このような融合タンパク質の、他のタンパク質を含有す
る不純な溶液からの精製については、懸濁液がアフィニティーマトリックス組成
物に通される際に、アフィニティーマトリックス30は、選択されるポリペプチド
40、および固定化されたヘテロダイマーサブユニットペプチド34に相補的なヘテ
ロダイマーサブユニットペプチド42を含む融合タンパク質38に結合することが理
解され得る。カラム上のヘテロダイマーサブユニットペプチドと特異的には相互
作用しない不純物44のような、溶液の非結合成分もまた示される。これらの不純
物は、カラムの十分な洗浄によりカラム環境(column milieu)から除去される
。
例示的な洗浄条件としては、約5.5と約8.0との間(例えば、6.0)のpHを有し
、
そして約0.1 Mと約1Mとの間(例えば、0.5 M)の塩(例えば、NaCl)を含有す
る溶液を用いる塩洗浄工程、および約5.5と8.0との間(例えば、6.0)のpHを有
し、そして約50%と約100%との間(例えば、75%)の適切な有機溶媒(例えば
、アセトニトリル)を含有する溶液を用いる有機洗浄工程が挙げられる。適切な
塩としては、塩化ナトリウム(NaCl)、塩化カリウム(KCl)、酢酸ナトリウム
(NaOAc)、塩化アンモニウム(NH4Cl)、酢酸アンモニウム(NH4OAc)、過塩素
酸ナトリウム(NaOClO4)、過塩素酸カリウム(KOClO4)、リン酸ナトリウム(N
a2HPO4)、およびリン酸カリウム(K2HPO4)が挙げられる。適切な有機溶媒とし
ては、メタノール(MeOH)、エタノール(EtOH)、イソプロパノール、テトラヒ
ドロフラン(THF)、トリフルオロエタノール(TFE)、およびアセトニトリルが
挙げられる。
塩洗浄および有機洗浄が実施される順序は重要ではないが、有機洗浄を最初に
行なう場合、塩洗浄の開始前にカラムを水性溶液(例えば、水)で十分にリンス
して、可能な限り多くの残存有機溶媒を除去するべきである。この理由のため、
塩洗浄を最初に行い、続いて有機洗浄を行い、続いて最終水性リンスを行い、そ
の後所望のタンパク質をカラムから溶出させることが一般に好ましい。
図1Cは、洗浄工程後のカラムマトリックスの図解を示す。図1Bに示される
不純物は今やカラム環境には存在しない。融合タンパク質38は今や固定化された
ヘテロダイマー-サブユニットペプチド34と相補的サブユニット42(これは、融
合タンパク質38の一部を形成する)との間の相互作用を介してカラムに結合され
ている。
図1Dおよび1E〜Fは、選択されたタンパク質40をカラムから溶出する別の
手段(すなわち、選択されたポリペプチドをマトリックスから放出するための手
段)を示す。図1Eは、融合ポリペプチド38がカラムから、コイルドコイルヘテ
ロダイマーのサブユニット間の相互作用を破壊する緩衝液(例えば、高度にイオ
ン性の緩衝液)を用いて洗浄することにより溶出されるスキームを示す。示され
るように、融合タンパク質38は、このような緩衝液との接触によりカラムから取
り出されている。以下に詳細に記載するように、適切なイオン性緩衝液は、0.5
M塩化グアニジウムである。あるいは、融合タンパク質は、約3.0未満のpHを有し
、
そして約20%と約80%との間(例えば、50%)の適切な有機溶媒(例えば、アセ
トニトリル)を含有する溶液を用いて溶出することにより取り出され得る。この
ような溶出溶液の低いpHは、負に荷電した残基(例えば、Glu)のプロトン付加
を生じ、ヘテロダイマーを安定化するイオン性相互作用を破壊する。別の実施態
様において、融合タンパク質は、約10.0より高いpHを有し、そして約20%と約80
%との間(例えば、50%)の適切な有機溶媒(例えば、アセトニトリル)を含有
する溶液を用いて溶出される。このような溶出溶液の高いpHは、正に荷電した残
基(例えば、Lys)の中和を生じ、ヘテロダイマーを安定化するイオン性相互作
用を破壊する。
精製プロセス完了させるために、選択されたポリペプチド40は、酵素的切断の
ようなペプチド切断反応により、相補的ヘテロダイマーサブユニットペプチド42
から切断され得る(図1F)。
別法として、選択されたポリペプチド40は、酵素的切断のようなインサイチュ
での切断により、カラムから直接取り出される。図1Dに例示するように、切断
後、ポリペプチドは、相補的サブユニット部分42(これは、コイルドコイルヘテ
ロダイマーとしてカラムマトリックスヘテロダイマーサブユニットペプチド34に
結合したままである)および選択されたタンパク質またはポリペプチド40に分け
られる。
上記から、本発明の選択的二量体化方法が、タンパク質、特に、本発明による
αヘリックスコイルドコイルを形成し得るヘテロダイマーサブユニットペプチド
を含む融合タンパク質を精製するための有用でありそして効率的な手段であるこ
とが理解される。
実施例8および12は、コイルペプチドを含むポリペプチドの精製のために設計
されたアフィニティーマトリックスの調製および使用を記載し、これは、相補的
ヘテロダイマーサブユニットペプチドの1つをマトリックスへ付着させるための
例示的なカップリングプロトコル、誘導体化されたマトリックスを使用するアフ
ィニティーカラムの調製、相補的ヘテロダイマーサブユニットペプチドおよび/
またはこのようなカラムを通した、選択されたタンパク質との融合体のようなペ
プチドとともに種々の混入物を含有する懸濁液の分析、ならびに選択されたペプ
チドおよび/または融合体のカラムからの取り出しを含む。
実施例11は、上記の方法を使用して精製されたタンパク質のウエスタンブロッ
ト分析およびリガンドブロット分析の結果を記載する。図16Aは、Kコイルアフ
ィニティーカラムを使用して精製されたPAK(128-144)/Eコイルの相対的純度を
示す、クーマシーブルーで染色されたゲルの画像を示す。実施例に記載のように
、ゲルはブロットされ、そしてウエスタンブロット分析およびリガンドブロット
分析に供された。図16Bに示される結果は、本発明の方法が、組換え融合タンパ
ク質またはポリペプチドを有効に精製するために首尾よく使用され得ることを示
す。
VI.ヘテロダイマーサブユニットペプチドを用いる検出試薬
本発明は、発現されるタンパク質、特に、本発明に適合するαヘリックスサブ
ユニットを形成し得るヘテロダイマーサブユニットペプチドを有する融合タンパ
ク質を検出するための試薬の合成および使用を含む。試薬は、融合タンパク質の
発現の検出、ELISA適用、ラジオイムノアッセイなどを含むがこれらに限定され
ない多数の研究および臨床適用において使用され得る。検出試薬はまた、選択さ
れたポリペプチドの発現を検出するためのキットの部分を形成し得る。ここで、
キットは、本発明によるαヘリックスコイルドコイルヘテロダイマーを形成し得
るヘテロダイマーサブユニットペプチドをコードするDNA領域を含む発現ベクタ
ーもまた含む。
1つの形態において、検出試薬は、(i)本明細書に記載の方法に従って設計お
よび形成されるヘテロダイマーサブユニットペプチド、および(ii)レポーター分
子を含む。レポーター分子は、ヘテロダイマーサブユニットペプチドにカップリ
ングされ得(例えば、ヘテロダイマーサブユニットペプチドの外向きに面してい
るヘプタド位(例えば、f位)で、システイン残基のようなアミノ酸カップリン
グ残基にカップリングされる)、あるいはそれは、例えば、コイルペプチドと縦
列で合成され得る(例えば、実施例10に記載のように)。
あるいは、レポーター分子は、例えば放射性アミノ酸として、ヘテロダイマー
サブユニット中に取り込まれ得る。放射性アミノ酸は、多数の供給源から市販さ
れており、そして当該分野で周知の方法に従って、化学的または生物学的な合成
の間にヘテロダイマーサブユニットペプチド中に導入され得る。
レポーター分子は、放射性基、蛍光タグ、酵素などを含むがこれらに限定され
ない、当該分野で周知の多数のレポーター分子から選択され得る。酵素マーカー
の使用およびそれらを生物学的検出系に取り込ませる方法は、当該分野で公知で
ある(例えば、一般的な方法については、Ausubelら、(1988)を参照のこと;具
体的な例示的なレポーター酵素については、例えば、以下を参照のこと:ルシフ
ェラーゼ(Brasierら、1989; GouldおよびSubramani,1988)、クロラムフェニ
コールアセチルトランスフェラーゼ(CAT; Gormanら、1982)、βガラクトシダ
ーゼ(Anら、1982))。好ましくは、レポーター分子は、ヘテロダイマー形成を
干渉しない、ヘテロダイマーサブユニットペプチド中のカップリング位置に付着
される。1つの好ましい位置は、サブユニットの位置fである。
実施例13は、本発明に従ってヘテロダイマーサブユニットペプチドレポーター
分子を形成するための詳細を提供する。図19は、本発明に従って発現されるタン
パク質の存在を検出するために使用される特定の実施態様における固相(ELISA
)アッセイにおけるレポーター分子を示す。
1つの代表的な実施態様において、レポーター分子は、ヘテロダイマーサブユ
ニット融合タンパク質(例えば、実施例9に記載のPAK繊毛抗原/Eコイル融合
タンパク質)の存在を定量的に検出するために使用されるELISA検出系において
用いられる。
図19は、17アミノ酸のPseudomonas aeruginosa株PAK繊毛由来ペプチドから形
成される融合タンパク質を検出するためのELISA検出系の模式図を示す。図を参
照して、プレート50のような固相は、当該分野で公知の標準的な方法に従って、
PAK繊毛ペプチド特異的抗体PK99H 52のような捕獲分子でコートされる。融合タ
ンパク質54を含有するサンプルは、プレートと、タンパク質の抗体52への結合を
促進する条件下で接触させられる。示されるように、融合タンパク質54は、ヘテ
ロダイマーサブユニットペプチド56およびPAK繊毛ペプチド58からなる。非結合
タンパク質を除去するためのプレートの洗浄後、検出試薬60(これは、レポータ
ー分子64に付着された相補的ヘテロダイマーサブユニットペプチド62からなる)
がプレートに添加され、そして相補的ヘテロダイマーサブユニットペプチド56と
62との間のコイルドコイルヘテロダイマー複合体の形成を促進する条件下で反応
させられる。プレートのさらなる洗浄の後、レポーター分子の検出が、プレート
に結合している融合タンパク質54の量を定量するために使用される。
レポーター分子を使用する本発明の他の実施態様は、上記に提供される記載か
ら明らかである。例えば、試薬は、ゲル中またはブロット上の相補的ヘテロダイ
マーサブユニットペプチド含有融合タンパク質の存在を検出するために使用され
得;同様に、試薬は、当該分野で公知の方法に従って、プラークによりまたは細
胞発現系において融合タンパク質の発現を検出するために使用され得る。
以下の実施例は、本発明を例証するが、いかにしても本発明を限定することを
意図しない。
材料および方法
A.略号
実施例において使用する略号は、t-BOC、第3ブトキシカルボニル;DCM、ジク
ロロメタン;DIEA、ジイソプロピルエチルアミン;DCC、ジシクロヘキシルカル
ボジイミド(dicyclohexylcarbodimide);DMF、N,N-ジメチルホルムアミド;Gn
d、グアニジウム;HF、フッ化水素;DCU、ジシクロヘキシルウレア;BSA、ウシ
血清アルブミンである。
B.緩衝液
リン酸緩衝化生理食塩水(PBS)
10×ストック溶液、1リットル:
80 g NaCl
2 g KCl
11.5 g Na2HPO4・7H2O
2gKH2PO4
作業溶液、pH 7.3:
137 mM NaCl
2.7 mM KCl
4.3 mM NaHPO4・7H2O
1.4 mM KH2PO4
C.株およびプラスミド
New England Biolabs,Beverly,MAから得たE.coli発現株JM83(Yanisch-Per
ronら、1985)を、原核生物発現系を例証する実験における宿主細胞として使用
した。細胞を100μg/mlのカルベニシリンを補充したLuriaブロス(LB)培地(Mi
ller,1972)中で培養した。真核生物系のためのプラスミドをE.coli Top10F'
株(Grantら、1990)中で増殖およびクローン化し、そしてPichia pastoris GSl
15株(Creggら、1985)中で発現させた。この両方を、Invitrogen(San Diego,
CA)から購入した。
プラスミドpASK40(Skerraら、1991)を、E.coli発現のためのプラスミド構
築のために使用した。酵母発現プラスミドpIC-9(Invitrogen)を、酵母発現の
ためのプラスミド構築のために使用した。
D.酵素およびオリゴヌクレオチド
制限酵素およびDNA修飾酵素を、GIBCO BRL(Gaithersburg,MD)から購入した
。デオキシリボヌクレオチドを、自動DNA合成機Model 380A(Perkin-Elmer Appl
ied Biosystems Division,Foster City,CA)で調製した。プラスミドDNAの単
離および慣例的な操作を、標準的な手順(Sambrookら、1989;Ausubelら、1988
)に従って実施した。クローン化プラスミド構築物のジデオキシ配列決定(Maxa
mおよびGilbert,1977)を、ビオチン化プライマーおよび化学ルミネセンス検出
(Amersham,Arlington Heights,IL)を用いる改変ポリメラーゼ連鎖反応(PCR
)サイクル配列決定プロトコル(Craxton,1991)を使用して実施した。
E.SDS-PAGE
ドデシル硫酸ナトリウム−ポリアクリルアミドゲル電気泳動(SDS-PAGE)を、
15%アクリルアミドゲルを用いて、ミニゲル装置(「MINI-PROTEIN II」Dual Sl
ab Cell,Bio-Rad Laboratories,Hercules,CA)中で、Laemmliら(1973)に記
載のように実施した。ゲルを、クーマシーブルー(R-250,Bio-Rad)で染色した
。
F.ウエスタンブロット
SDS-PAGEゲル上のタンパク質を、Towbinら(1979)のプロトコルを使用して、
Mini Trans-Blot Electrophoretic Transfer Cell(Bio-Rad Laboratories)を
用いて、ニトロセルロースメンブレンにトランスファーした。トランスファーは
、代表的には、30分後、300 mAの定電流下で(Model 200/2.0 Power supply,Bi
oRad)完了した。
メンブレン上の過剰の結合部位を、50 mMトリス-ヒドロキシ-メチルアミノメ
タン(Tris)HCl(pH 7.5)、150 mM NaCl、0.05%(v/v)「NONIDET-P40」、0.
25%(w/v)ゼラチンおよび3%(w/v)BSAからなるブロッキング溶液との、室
温での、1時間の、100 rpmに設定したインキュベーターシェーカー(model G25
Gyroshaker,New Brunswick Scientific,New Jersey,USA)中でのブロットの
インキュベーションによりブロックした。メンブレンを、2回、室温で、0.1%
「TWEEN-20」および0.05%(w/v)BSAを含有する10 mM Tris-HCl緩衝液(pH 7.5
)(TTBS)を用いて洗浄した。
G.リガンドブロット
SDS-PAGEゲル上で分離されたタンパク質を、上記のようにニトロセルロースメ
ンブレンにトランスファーした。メンブレン上のタンパク質を、メンブレンを1
時間、6MグアニジンHClを含有するPBS-ED緩衝液(20 mMリン酸カリウム(pH 7
.9)、200 mM KCl、1mM EDTA、1mM DTT)中に浸すことにより変性させた。タ
ンパク質をメンブレンのPBS-ED中での4回の1:1段階希釈により徐々に再生し
、そして新鮮なPBS-ED緩衝液中で洗浄して残存グアニジンHClをなしにした。メ
ンブレンを、0.05%(v/v)Nonidet-P40、0.25%(w/v)ゼラチンおよび3%(w
/v)BSAを含有するPBS-EDブロッキング緩衝液中で、室温で、1時間、インキュ
ベーターシェーカー中で1時間ブロックした。ブロットを1回PBS-EDを用いてリ
ンスした。
実施例1
化学合成、精製および分析
ペプチドを、固相ペプチド合成により、ベンズヒドリルアミン-ヒドロクロリ
ド樹脂を使用して、Applied Biosystems(Foster City,CA)ペプチド合成機Mod
el 430Aで、以前に記載のように(Hodgesら、1988)、従来のN−t−ブチルオ
キシカルボニル(t-Boc)化学反応を用いて、化学合成した。ペプチドを、樹脂
から、10%アニソールおよび2%1,2-エタンジチオールを含有するフッ化水素酸
(HF;20 ml/g樹脂)との1時間−5℃〜0℃での反応により、樹脂から切り離
した。
粗還元ペプチドを、逆相高性能液体クロマトグラフィー(RPC)および「SYNCH
ROPAK」RP-P半調製用C18カラム(内径250×10 mm、粒径6.5μm、孔サイズ300Å
;SynChrom,Lafayette,IN)により、0.5%B/分および2ml/分の直線AB勾配
を用いて精製した。ここで、溶媒Aは水中0.05%トリフルオロ酢酸(TFA)であ
り、そして溶媒Bはアセトニトリル中0.05%TFAであった。
アミノ酸組成および質量分析は、設計した配列と一致した。アミノ酸分析につ
いては、精製ペプチドを0.1%フェノールを含有する6N HCl中で、100℃で24時
間、または160℃で1時間で排気した密閉チューブ中で加水分解した。アミノ酸
分析をBeckman model 6300アミノ酸分析機(Beckman,San Ramon,CA)で実施し
た。還元ペプチドの正確な一次イオン分子量を、BIOION-20 Nordic(Uppsala,S
weden)で、プラズマ脱着飛行時間型質量分析計により確認した。
実施例2
円二色性測定
円二色性(CD)スペクトルを、20℃で、Jasco DP-500Nデータプロセッサー、
およびキュベットの温度の制御のためのLauda(model RMS)水浴(Brinkmann In
struments,Rexdale,Ontario,Canada)を装備したJasco J-500C分光偏光計(J
asco,Easton,MD)で記録した。定常的なN2フラッシュを用いた。装置を、再結
晶d-10-(+)-しょうのうスルホン酸水溶液を用いて290 nmで日常的に較正した。
200 nmにおけるモル楕円率を、平均残基モル楕円率([θ]220deg・cm2・dmol- 1
)として報告し、そして以下の式から算出する:
[θ]=[θ]obs×mrw/10×1×c
[θ]obsは、度で測定した楕円率であり、mrwは、平均残基分子量(アミノ酸残基
数で割ったペプチドの分子量)であり、cは、ミリリットル当たりのグラムでの
ペプチド濃度であり、そして1はセンチメートルでのセルの光路長である。CDス
ペクトルは、250〜190 nmで0.1 nm間隔でデータを収集することにより得た4回
のスキャンの平均であった。
ペプチド濃度を、アミノ酸分析により測定した。pHを室温で測定した。
実施例3
ヘテロダイマー対ホモダイマー形成
ペプチド0993(配列番号26)および0994(配列番号27)を、実施例1に記載の
ように合成した。第1のヘテロダイマーサブユニットペプチド0993(配列番号26
)および第2のヘテロダイマーサブユニットペプチド0994(配列番号27)の異な
る比率のペプチド混合物のCDスペクトルを、実施例2に記載のように測定して、
ヘテロダイマー対ホモダイマー形成の程度を決定した。
ペプチドを0.1 M KClおよび50 mMリン酸カリウム緩衝液(20℃においてpH 7)
(反応緩衝液)を含有する溶液中に懸濁した。総ペプチド濃度(0993および0994
濃度の合計)は20μMであった。
データは、ペプチドの比率が0:100から50:50に変化するにつれて、ペプチ
ド混合物のコンホメーションがランダムコイル構造からαヘリックス構造に変化
したことを示す。0993および0994ペプチドの等モル混合物は、220および208 nm
において二極小を示し、220 nmにおける平均残基楕円率は-31,760 deg・cm2・dm
ol-1であり、これは約100%のαヘリックス構造に対応し(Hodgesら、1990)、
このことは、ホモ鎖(homo-stranded)コイルドコイルを不安定化するヘリック
ス間イオン性反発がヘテロ鎖(hetero-stranded)コイルドコイルの形成のため
の推進力を提供することを示唆する。
これらの結果は、ペプチド0993および0994の混合物が、ヘテロ鎖コイルドコイ
ルを形成することを示す。
実施例4
チオール基のアルキル化によるヘテロダイマー骨格へのペプチドの結合
ペプチドスルフヒドリル(sulphydryl)基への結合を、雰囲気温度で、50 mMN
H4OAcおよび8M尿素(pH 8)中で実施した。ブロモアセチル化またはヨードア
セチル化ペプチドを緩衝液(0.987μM、2ml)中に溶解し、そしてペプチド0994
(配列番号27)を、0.165μMの最終濃度まで(2ml)添加した。反応混合物は明
澄なままであり、そしてこれを雰囲気温度で22時間反応させ、この時点でこれを
TFAの慎重な添加により酸性にし(pH 2)そして凍結乾燥した。
A.結合体の精製および同定
反応混合物(2ml)を、Synchropak RP-8セミプレップカラム(250mm×10 mm
I.D.;Synchrom Inc.,Lafayette,IN)に直接かけた。結合体は、勾配溶出(30
分にわたって2%B/分、溶媒A:0.05%TFA/H2O;溶媒B:0.05%TFA/アセトニ
トリル)を使用して未反応ペプチドから容易に分離された。単離した結合体を凍
結乾燥し、そしてHPLCグレード水(200μl)中に再溶解し、これを次いでさらな
る精製のためにMono-S強カチオン交換カラム(Pharmacia,Uppsala,Sweden)に
かけた。この精製工程の間に用いた勾配は、1%B/分勾配(溶媒A:5mM NaH2
PO4/20%アセトニトリル(pH 5)、溶媒B:5mM NaH2PO4/20%アセトニトリル
、1M NaCl (pH 5))であった。次いで、単離した結合体を、逆相カラムおよ
び標準的な2%B勾配(上記を参照のこと)を使用して脱塩した。このようにし
て、純粋な結合体が得られ、これは質量分析により所望の産物であることが示さ
れた(MW計算値: 7432.0、実測値、7432.4)。
実施例5
組換えコイル遺伝子合成
Eコイル遺伝子を以下のように合成した。DNA配列を、高度に発現されるPichi
a pastoris遺伝子に基づくコドンバイアス(Koutzら、1989)を使用して、デノ
ボに設計されたコイルタンパク質配列の逆翻訳(back translation)から構築し
た。過剰な制限部位の作製を回避するために、4つの重複するオリゴヌクレオチ
ドを合成し、そして7M尿素を含有する12%ポリアクリルアミドゲルでの電気溶
出により精製した。コイルDNAフラグメントを、図5Aから5Gに示すように、E
. coli DNAポリメラーゼIのクレノウフラグメントを使用して合成した。
オリゴヌクレオチド1(配列番号6)および2(配列番号7)を、それらの相
補的配列により一緒にアニールさせ、そして残りの相補鎖を、図5Aおよび5B
に示すようにクレノウフラグメントにより合成した。同一のプロトコルをオリゴ
ヌクレオチド3(配列番号8)および4(配列番号9)について実施した(図5
Dおよび5E)。
次いで、2本鎖フラグメントを、制限酵素Alw21 Iで消化して、各フラグメン
トの一方の末端に付着末端を作製し(図5Cおよび5F)、そして2つのフラグ
メントを、T4 DNAリガーゼで連結して、177塩基対の2本鎖フラグメント(図5
G)を生成させた。フラグメントを切り出し、ゲルスライスから電気溶出し、そ
してEcoR1およびBamH1で同時に消化して、プラスミドベクター中へのクローン化
に適切な166 bpフラグメントを生成させた。
実施例6
E .coliにおけるコイル構築物の発現
発現ベクターpASK40をそのポリクローニング部位において改変して、プラスミ
ドpRLDを生成させた。pASK40をEcoR1で消化し、そして得られた5'突出末端をMun
g-Bean Nucleaseで平滑化した。次いで、平滑化プラスミドをHindIIIで消化し、
そしてオリゴヌクレオチド5(配列番号10)および6(配列番号11)をアニール
することにより形成された合成43 bpアニール化デオキシリボヌクレオチドフラ
グメントと再連結した。この改変(これは、2本鎖DNA配列決定により確認した
)を、リーディングフレームをシフトさせ、そしてpASK40のクローニング部位を
Pichia pastorisベクターのクローニング部位とより一致するように設計した。
合成Eコイル遺伝子を上記のようにEcoR1およびBamH1で二重消化し、そしてEc
oR1およびBglIIで消化したpRLD中に強制クローン化して、E.coli Eコイルベク
ターpRLD-Eを生成させた(図5H)。連結したプラスミドをE.coli発現株JM83中
に熱ショック処理(Yanisch-Perronら、1985)により形質転換し、そしてカルベ
ニシリン(100μg/ml)を補充した選択LBプレート上にプレートした。コイル遺
伝子の挿入を、制限消化分析およびその後の成功した形質転換体のミニプレップ
プラスミドDNAのDNA配列決定により確認した。
pRLD-Eを有するE.coli細胞を、25℃で、振とうしながら、100μg/μlのカル
ベニシリンを含有するLB培地中で、0.5のA550まで増殖させた。発現を、イソプ
ロピルチオガラクトシド(IPTG)を1mMの最終濃度まで添加し、そして3時間25
℃で振とうしながらインキュベートすることにより誘導した。
発現されたタンパク質を、改変浸透圧ショック処理(Ausubelら、1988)によ
り得た。細胞を4000×gで10分間室温で採集し、そして5mM EDTAおよび20%スク
ロースを含有する100 mM Tris-Cl(pH 8.0)(TES緩衝液)中に湿重量1グラム
当たり80 mlで再懸濁した。細胞を200 rpmで室温で10分間振とうした。次いで、
懸濁液を再度遠心分離し、そしてペレットを5mM氷冷MgSO4中に再懸濁した(湿
重量1グラム当たり80 ml)。これを氷上で30分間振とうし、その後8000×gで4
℃で10分間遠心分離した。ペリプラズム画分を構成する上清を、以下の実施例8
に記載のように、コイルアフィニティーカラムを使用してさらに精製した。
実施例7
酵母におけるコイル構築物の発現
上記のEコイル遺伝子をポリメラーゼ連鎖反応(PCR;Saikiら、1988;Mullis
、1987;Mullisら、1987)のためのテンプレートとして使用して、5’EcoR1部位
および3’NotI部位を有するEコイル遺伝子を生成させた。合成Ecopri(配列番
号12)およびNotpri(配列番号13)オリゴヌクレオチドを、50℃のアニーリング
温度で30サイクル、プライマーとして使用した。
PCR増幅産物をプラスミドpIC9(Invitrogen,San Diego,CA)(これは、培地
中への分泌のためのα接合因子リーダー配列を含んだ)中にクローン化して、Pi
chia Eコイルベクターp9CEを生成させた。成功して連結されたプラスミドをE.
coliクローニング株TOP10F'中に形質転換し、そしてLB/カルベニシリン(100μg
/ml)プレート上にプレートした。プラスミドDNAを選択したコロニーから調製し
、そして制限酵素での消化により正確なインサートサイズについてチェックし、
そしてDNA配列分析により確認した。
確認した酵母プラスミドを、記載のように(Creggら、1985)Pichia pastoris
GS115株中に形質転換した。GS115を、YPD(1%ペプトン、2%酵母エキス、2
%デキストロース)培地(Romanosら、1991)中で、30℃で、振とうしながら0.2
5のA600まで培養し、そして遠心分離により回収した。細胞ペレットにdH2Oおよ
び1Mソルビトール水溶液、続いて25 mM EDTAおよび100 mMジチオスレイトール
を含有する1Mソルビトール水溶液(SED緩衝液)、ならびに再度1Mソルビト
ールでの一連の洗浄を行った。最終的なペレットを10 mMクエン酸ナトリウム緩
衝液(pH 5.8)および1mM EDTAを含有する1Mソルビトール水溶液(SCE緩衝液
)中に再懸濁し、そして0.3 mg/mlの最終濃度でザイモリエース(zymolase)で
処理した。
スフェロプラスト化を30℃で実施し、そして種々の時点でとったアリコートを
5%SDSで処理し、そしてその800 nmにおける吸光度をチェックすることにより
モニターした。70%のスフェロプラスト化において、細胞を遠心分離により回収
し、そして1Mソルビトール水溶液で洗浄し、10 mM Tris-HCl(pH 7.5)および
10 mM CaCl2を含有する1Mソルビトール水溶液(CaS緩衝液)中での洗浄を続け
た。スフェロプラストをCaS中に再懸濁し、そしてDNA形質転換のためにすぐに使
用した。
形質転換のための調製において、10μgのプラスミドp9CE DNAを制限酵素BglII
で消化して、2つの直鎖状フラグメントを生成させ、0.7%アガロースゲルでの
電気泳動により確認した。新たに調製したスフェロプラストを、消化したDNAと1
0分間室温でインキュベートした。10 mM CaCl2および10 mM Tris-HCl(pH 7.5)
を含む20%PEG(PEG/CaT)の新鮮な溶液を添加し、そしてインキュベーションを
さらに10分間継続した。
細胞を750×gで室温で回収し、そして上清を吸引した。ペレットをSOS培地
(1Mソルビトール、0.3×YPD培地、10 mM CaCl2)中に再懸濁し、そして細胞
を20分間回復させ、その後1Mソルビトール水溶液を添加し、そして選択RDBプ
レート(1Mソルビトール、1%デキストロース、1.34%イーストナイトロジェ
ンベース、4×10〜5%ビオチンおよび0.005%アミノ酸(ヒスチジンを除く)
)上にプレーティングした。組換えしたクローンをヒスチジンの非存在下におけ
る増殖により同定し、そして染色体AOX1遺伝子の置換を、選択最少メタノール培
地(1.34%イーストナイトロジェンベース、4×10〜5%ビオチン、0.5%メタ
ノール)上での増殖により区別した。線状化プラスミドフラグメントの成功した
組み込みを経たクローンを、ベクター特異的プライマー(配列番号14、配列番号
15)を使用するPCRスクリーニング(Clareら、1991)により同定した。
メタノール感受性表現型(MetS)を示す組換え酵母クローンをBMGY培地(ペプ
トン、酵母エキス、イーストナイトロジェンベース、ビオチン、グリセロール)
中で1.0のA600まで培養した。次に炭素源およびエネルギー源をメタノール(BMM
Y培地)に変更して、AOX1プロモーターを使用する誘導を可能にした(Ellisら、
1985)。72時間の誘導の後、培養上清を4000×gでの遠心分離により回収し、そ
して、以下の実施例8に記載のコイルアフィニティー精製のための調製において
、0.2μmフィルターを通して濾過した。
実施例8
選択的二量体化アフィニティーマトリックスアフィニティーカラムでの
タンパク質の精製
この節は、コイルペプチドを含有するポリペプチドの精製のために設計したア
フィニティーマトリックスの調製および使用を記載する。アフィニティー精製手
順は、固相上に固定化されたヘテロダイマーサブユニットペプチドの、相補的ヘ
テロダイマーサブユニットを含むタンパク質またはペプチドへの選択的二量体化
に基づく。特に、精製のために選択されるポリペプチドは、固定化されたペプチ
ドに相補的なヘテロダイマーサブユニットペプチドを含むように設計および合成
された融合ペプチドである。
一般に、選択的二量体化アフィニティーマトリックスを調製するためには、相
補的ペプチドサブユニットの対の一方を、当該分野で公知の方法に従って直鎖状
ペプチドとして合成し、精製し、次いでペプチド中に存在する残基の1つを介し
て固体マトリックスに結合させる。好ましくは、システイン残基がペプチドの結
合のために利用可能である。
以下の節は、それにヘテロダイマーサブユニットペプチドが結合されたアフィ
ニティーマトリックスの調製を記載する。相補的ヘテロダイマーサブユニットペ
プチドのアフィニティーマトリックスへの結合および相補的サブユニットのカラ
ムからの溶出のために使用される条件もまた以下に詳述する。
A.選択的二量体化アフィニティーマトリックスの調製
1.ペプチドの調製。相補的ペプチドを上記のように設計して、安定なαヘ
リックスコイルドコイルヘテロダイマーを形成した。固相への結合のために、ペ
プチドサブユニットの一方を、スペーシング基を含み(配列番号27におけるC末
端5アミノ酸として示される)、そしてマトリックスへの化学的カップリングの
便利さのためにC末端システインアミドを有するように合成した。
以下の相補的ペプチド対を、設計し、そして以下のように調製した:
配列番号26(ペプチド0993):
Ac-EVSALEKEVSALEKEVSALEKEVSALEKEVSALEK-アミド
配列番号27(ペプチド0994):
Ac-KVSALKEKVSALKEKVSALKEKVSALKEKVSALKEGGGnLC-アミド
gabcdefgabcdefgabcdefgabcdefgabcdef
ペプチドを、標準的t-BOC化学反応を使用して、固相ペプチド合成機(430A Ap
plied Biosystems Inc.;Foster City,CA)で合成した。ペプチドを、フッ化水
素酸での処理により合成樹脂から切り離した。各ペプチドの精製を、逆相高性能
液体クロマトグラフィー(RP-HPLC)を使用して実施した。
2.ペプチドのアフィニティーマトリックスへのカップリング。制御孔(cont
rol pore)アミノプロピルガラス樹脂(220 mg(22μmol);Sigma、G-4643、平
均孔:500オングストローム、200〜400メッシュ、アミン含量110 umol/gガラ
ス)を、各々5.0 mlのDMF、DCMおよびDMFで2回洗浄した。樹脂を5.0 mlのDIEA/
DCM溶液(5%v/v)で5.0分間中和し、次いで排水した。
次に樹脂を、DCC/DCM溶液中に溶解したブロモ酢酸の溶液中で25分間撹拌した
。DCC/DCM溶液は、138 mg(1.0 mmol)のブロモ酢酸(Aldrich Fine Chemicals
Catalog♯25.935-7)を、2.0 mlの0.5 M DCC/DCM溶液中に溶解し、15分間撹拌し
、そして不溶性DCUを除去するために濾過することにより調製した。樹脂を再度
排水し、そして5.0 mlのDCM、DMF、MeOH、DCMで各3回洗浄した。次いで、得ら
れた活性化ガラス樹脂を乾燥した。
ペプチド0994(配列番号27;26 mg、6.15 μmol)を3.0 mlの100 mM NH4HCO3
溶液(pH 8.0)中に溶解した。この溶液を、活性化ガラス樹脂ビーズに添加した
。ペプチド樹脂溶液を1.5時間撹拌し、その後樹脂を排水し、そして5.0 mlのH2O
で洗浄した。
残りの未反応ブロモアセチル基を、100 mM NH4HCO3中のβメルカプトエタノー
ルの1%v/v溶液を5.0 ml添加することによりキャップし、そして樹脂混合物を3
0分間撹拌した。次いで、樹脂を排水し、そしてH2O、DMF、およびメタノールで
5回洗浄し、次いで貯蔵のために風乾した。カップリングを定性的ニンヒドリン
試験により確認した。
B.アフィニティーカラムの調製
RP-HPLCガードカラム(5mm×20mm)に、調製した二量体化クロマトグラフィ
ー樹脂をドライパックした。次いで、カラムを、10分間、0.2 ml/分の流速で、
以下の溶液で洗浄した:H2O、50%アセトニトリル−H2O、50 mMリン酸カリウム
(pH 7.8)中5.0 M GndHCl、およびH2O。この十分な洗浄を、カラムからいかな
る非特異的、非共有結合ペプチドをも除去するために実施した。
C.選択的二量体化アフィニティーマトリックスでのヘテロダイマーサブユニ ットのクロマトグラフィー
上記パートBに詳細に記載したように調製したアフィニティーカラムを、100
%H2O中で0.2 ml/分の流速で平衡化した。50μlのペプチド0993のサンプル(配
列番号26;10 mMリン酸緩衝液(pH 6.5)中1mg/ml)を注入し、そして溶出され
た画分をRP-HPLCによる分析のために採集した。RP-HPLCを、H2O中0.05%TFAで平
衡化したC-8 Zorbax分析用カラムで実施し、そして1ml/分の流速で、2%/分溶
液B(0.05%TFAアセトニトリル)の勾配を用いて溶出し、そして210 nmで検出
した。サンプルのアフィニティーカラムへの注入後、カラムを60%アセトニトリ
ル/H2Oの溶液で5.0分間洗浄し、そして洗浄工程の間の溶出液をRP-HPLCでの分
析のために採集した。その後ペプチドを、アフィニティーカラムから、50 mMリ
ン酸カリウム(pH 7.8)中の5.0 M GndHClの溶液、および続く数容量のH2Oを用
いて溶出した。
図7Aは、RP-HPLCカラムから約25分で溶出するペプチド0993のクロマトグラ
ムを示す。
図7Bは、上記パートCに記載の選択的二量体化アフィニティーカラムへペプ
チド0993を注入した後に、上記の条件下でRP-HPLCにより分析した注入素通り画
分のクロマトグラムを示す。25分におけるピークの非存在は、実質的にすべての
ロードしたペプチドがカラムに結合したことを示す。
図8は、アフィニティーカラムの60%アセトニトリル洗浄画分のクロマトグラ
ムを示す。ペプチド0993位置におけるマイナーなペプチドピークのみの存在は、
ペプチドが洗浄手順により溶出されなかったことを示す。
図9は、GndHCl溶出画分のクロマトグラムを示す。約25分で溶出する主要なピ
ークはペプチド0993であり、これは0.5 M GndHClがこの画分を溶出するために有
効であることを示す。
D.選択的二量体化アフィニティーカラムからの非特異的ペプチドの除去のため の条件
研究を、アフィニティーカラムから荷電ペプチドの非特異的結合を除去するた
めの条件を決定するために、本発明の支持において実施した。以下のペプチドを
試験混合物において用いた。
ペプチド試験混合物:
ペプチド 配列 pH6.0における正味の電荷
配列番号28
(アクチン1〜28) Ac-DEDETTALVADNGSGLUKAGFAGADAPR-アミド -4
配列番号29
(陰イオン交換標準品)Ac-EYAAEAAEGLE-アミド -4
配列番号30
(TnI 104〜115) Ac-GKFKRPPLRRVR-アミド +6
非特異的結合について試験するために、アフィニティーカラムを10mMのリン酸
緩衝液(pH6.5)中で、流速0.2ml/分で平衡化した。
100μlのペプチド試験混合物のサンプル(10mMリン酸緩衝液(pH6.5)中1mg/ml
アクチン1-28、1mg/ml陰イオン交換std.、2mg/ml TnI 104-115)を注入し、そ
して注入の間、溶出液をRP-HPLCでの分析のために回収した。図10は、アフィニ
ティーカラムにロードする前にRP-HPLCカラムに流した、ペプチド混合物のクロ
マトグラムを示す。このカラムを流すための条件は、上記パートDにおいて詳細
に記載した条件と同一であった。混合物中の3つの上記で言及したペプチドを示
す3つの主要なピークが図に示されている。
次いで、アフィニティーカラムを0.2M KCl/10mMリン酸の溶液で5.0分間洗浄し
、そして洗浄工程の間、溶出液をRP-HPLCでの分析のために回収した。図11は、
溶出画分のクロマトグラムを示す。約12分で溶出される単一の主要ピークは、正
味の正に(+6)荷電しているTnI 104〜115ペプチド(配列番号28)がカラムに
より保持されず、一方、負に荷電しているタンパク質の両方は保持されたことを
示す。
次いで、アフィニティーカラムを0.5M KCl/10mMリン酸溶液で5.0分間洗浄し、
洗浄工程の間、溶出液をRP-HPLCでの分析のために回収した。図12は、ペプチド
混合物の任意の成分に対応する位置で溶出する検出可能なペプチドのピークを示
さない。
次いで、アフィニティーカラムを1.0M KCl/10mMリン酸の溶液で5.0分間洗浄し
、そして洗浄工程の間、溶出液をRP-HPLCでの分析のために回収した。図13に示
す
クロマトグラムは、陰イオン交換標準ペプチド(配列番号29)およびアクチン1
〜28ペプチド(配列番号30)の両方がこの工程によって溶出されたことを示す。
続く洗浄を、(a)1.0M KCl、および(b)50mM K2PO4(pH7.8)中の5.0 M GndHClの
溶液を用いて、実施した。これらの画分を、RP-HPLC分析のために上記のように
回収した。図14および図15は、これらの条件下で、さらなる試験ペプチドが、カ
ラムから溶出されなかったことを示す。
E.組換え体PAKピリン/Eコイルペプチドの精製
この節は、組換え体PAKピリン/Eコイル融合タンパク質の精製を記載する。
融合タンパク質は、実施例9に詳細に記載するように産生した。
1.ペプチドアフィニティーマトリックスの調製。1g(110μmol)のアミ
ノプロピルコントロール細孔ガラス樹脂(Sigma,Cat♯G-4643)を15.0mlのDMF、DC
MおよびDMFを用いて2回洗浄した。樹脂を、15.0mlの5%v/v DIEA/DCM溶液で5
分間中和し、次いで排出した。2mlの0.5Mジシクロヘキシルカルボジイミド/D
CM溶液を、138mg(1.0mmol)の0.5Mジシクロヘキシルカルボジイミド/DCM溶液に
添加し、そして混合物を15分間撹拌した。
次いで、混合物を濾過し、そして廬液に調製したガラス樹脂ビーズを加えた。
混合物の最終的な容積を、ジクロロメタンで20mlにした。混合物を25分間撹拌し
、次いで排出した。樹脂を15.0mlのDCM、メタノール、およびDCMを用いて3回洗
浄し、次いで乾燥させた。定性的なニンヒドリン試験を、カップリングを確認す
るために行った。100mg(23.7μmol)のペプチド0994を、30.0mlの100mM NH4HCO3(
pH 8.0)に溶解し、次いでガラス樹脂ビーズを加えた。ペプチド樹脂溶液を30分
間撹拌した。その後、樹脂を排出し、そして5.0mlのH2Oで洗浄した。残存する未
反応のブロモアセチル基を、100mM NH4HCO3(pH8.0)中の1%v/vβ-メルカプトエ
タノール溶液20.0mlを樹脂に加えることによってキャップし、そして混合物を15
分間撹拌した。次いで、樹脂を排出し、そしてH2O、0.1% TFA、H2O、エタノール
、アセトンで5回洗浄し、次いで保存のため乾燥させた。少量の樹脂をアミノ酸
分析および理論的な許容量決定のために取り出した。
2.アフィニティーカラムの調製。2つのカラムをアフィニティー精製のた
めに調製した、i)ステンレススチールRP-HPLCガードカラム(5mm×20mm)および
ii)ステンレススチールRP-HPLCカラム(10mm×200mm)。各々のカラムを、調製
した二量体化クロマトグラフィー樹脂で上部までドライパックした。パッキング
の後、各々のカラムを、流速0.5ml/分で以下の溶液を用いて洗浄した。H2O、50m
Mリン酸カリウム溶液(pH7.0)中の5.0M GndHCl、0.1%TFAを含む50%アセトニト
リル/H2O、およびH2O。
3.組換えペプチドの精製。カラムを最初、10mMのリン酸緩衝液(pH6.0)で
調節した。濾過したペリプラズム画分または全細胞抽出物を、流速0.2〜0.5ml/
分でロードした。ロード後、カラムを、5.0ml(小さなカラム)または20ml(大
きなカラム)の10mMリン酸緩衝液(pH6.0)中の0.5M KCl、続いて10mMリン酸緩衝
液(pH6.0)中の80%アセトニトリル(v/v)で洗浄した。結合しているペプチドの最
終的な溶出を、0.1%TFAを含む50%アセトニトリル/H2O(v/v/v)の洗浄を用いて
行った。
溶出画分中の組換えタンパク質の存在を、RP-HPLC(ZorbaxC-8分析カラム(10m
m×250mm))によって、Bが0%〜60%までの1.0%B/分の直線AB勾配を用いて
流速1.0ml/分で評価した。ここで、溶媒Aは、水中の0.05%のトリフルオロ酢酸
(TFA)であり、そして溶媒Bは、アセトニトリル中の0.05%TFAであった。全実施
時間は60.0分であった。
図17は、ロード画分が組換え発現されたEコイルペプチドを含む粗ペリプラズ
ム抽出物であった場合の、ロードしたサンプルおよびアフィニティーカラムから
溶出された画分のRP-HPLCクロマトグラムを示す。HPLCランを、以下のように示
す:a.溶出前;b.粗ペリプラズム抽出物、c.ペリプラズム抽出物のブレー
クスルー(break-through);d.0.5M KCl洗浄;e.80%アセトニトリル洗浄
;f.第1の溶出洗浄;g.第2の溶出洗浄;h.ブレークスルーの再通過およ
び続く洗浄後の第1の溶出洗浄。
図18は、粗ペリプラズム抽出物由来の組換え発現されたPAK-繊毛-Eコイルペ
プチドの精製のRP-HPLCクロマトグラムを示す。全てのHPLCランを、上記のよう
に行った。HPLCランを以下のように示す: a.溶出前;b.粗ペリプラズム抽
出物、c.ペリプラズム抽出物のブレークスルー;d.0.5M KCl洗浄;e.80
%アセトニトリル洗浄;f.第1の溶出洗浄;g.第2の溶出洗浄。
実施例9
PAK 繊毛抗原/Eコイル融合体
PAK繊毛の17アミノ酸繊毛上皮結合ドメイン(配列番号5)(128〜144;Leeら、
1994)をコードする2つの相補的なオリゴヌクレオチド(オリゴヌクレオチド配
列番号16および配列番号17)を合成した。等モル比のオリゴヌクレオチドを滅菌
水に溶解し、一緒に混合し、80℃に5分間熱し、そしてゆっくり室温まで冷やす
ことによりアニールさせた。アニールしたオリゴヌクレオチドを4%アガロース
ゲルで電気泳動し、そして54bpのフラグメントを切り出し、そして改変凍結圧縮
(freeze-squeeze)法によってゲルスライスから溶出した(Sambrookら、1989)。簡
潔に記載すると、切り出したバンドをスピンフィルターカラム(BioRad.Richmond
.CA)へ入れて、そして液体窒素に5分間置いた。次いで、フィルターをエッペン
ドルフチューブへ入れ、そして微量遠心分離機で最高スピードで(約14,000rpm
)回転させた。
エタノール沈殿後、溶出物をT4ポリヌクレオチドキナーゼで、37℃で30分間処
理し、そして65℃で15分間酵素を不活化させた。次いで、リン酸化フラグメント
を、シュリンプアルカリホスファターゼ処理したEcoR1消化pRLDE中へクローン化
し、そしてE.coli JM83株へ形質転換して、LB/カルベニシリンプレート上でpRLD
E-PAKクローンを生じさせた。
インサートの方向および配列を、制限分析およびミニプレップDNAプラスミド
の配列決定によって確認した。PAK/Eコイル融合タンパク質の発現および精製を
、Eコイルタンパク質について以前に記載したように行った。
実施例10
グリーン蛍光タンパク質/Eコイル融合体
グリーン蛍光タンパク質(GFP)cDNAクローン(Prasherら、1992)を、ClonTech(P
alo Alto、CA)から購入した。GFP特異的PCRプライマー(オリゴヌクレオチド配列
番号18および配列番号19)を隣接するEcoR1制限部位を有して構築し、そしてGFP
遺伝子のPCRを、標準的な条件下で行った(Saikiら、1988)。PCR産物を1%アガ
ロースゲルで泳動し、そして700bpの増幅産物を切り出して上記のようにゲルか
ら溶出した。
プラスミドpRLDE-GFPは、溶出したDNAフラグメントをEcoR1で消化し、そして
シュリンプアルカリホスファターゼ処理したEcoR1消化pRLD-E中へDNAを連結する
ことにより構築した。次いで、pRLDE-GFPをE.coli TOP 10F'株へ形質転換した。
遺伝子の方向を、LB/CA/IPTG形質転換プレート(100μg/μlカルベニシリン、0.8
mMIPTG)上での蛍光コロニーの直接検出によって決定した。遺伝子の配列を、制
限分析および配列決定によって確かめた。タンパク質の発現および精製を、以前
に記載したように行った。
実施例11
PAK/ Eコイル融合体のウエスタンブロットおよびリガンドブロット分析
発現したEコイルでタグしたPAK17マーペプチドを含む、E.coli JM83細胞から
の粗ペリプラズム調製物、およびKコイルアフィニティーカラムによって精製し
たPAK17/Eコイルを、電源装置モデル1420A(BioRad Laboratories)を用いて200
Vの定電圧で、SDS-PAGEによって分画した。図16Aは、クーマシーブルーで染色
したゲルのイメージを示す。レーンは以下のとおりである:レーン1:粗PAK(12
8-144)/Eコイルペリプラズム調製物;レーン2:Kコイルアフィニティーカラ
ムにより精製したPAK(128-144)/Eコイル;レーン3:レインボーマーカー(2〜
45 kDa)。
ゲルを、ブロットし、そして上記記載のようにウエスタンブロットに供した。
Pseudomonas aeruginosaK株繊毛(PAK繊毛)に対して惹起されたモノクローナル
抗体PK99Hを、TTBSで希釈し(1:500)、そして穏やかに振盪しながら室温で1時間
ブロットとともにインキュベートした。次いでブロットをTTBSで3回洗浄し、そ
してTTBSで1:10,000に希釈したヤギ抗マウスIgG(H+L)-アルカリホスファター
ゼ結合体(Jackson Laboratories)を、上記のようにブロットとともにインキュベ
ートした。
ブロットをTTBSで3回洗浄し、Tris緩衝化生理食塩水での最終洗浄を続けた。
抗体結合を、アルカリホスファターゼ基質(100mM NaClおよび5mM MgCl2を含有
する100mM Tris-HCl(pH9.5)に溶解したニトロブルーテトラゾリウムクロリド
および5−ブロモ−4クロロ−3−インドリルホスフェートを含む)を加えるこ
とによって可視化した。発色を、ニトロセルロースストリップを脱イオン水でリ
ンスすることにより停止した。
リガンドブロットを、ビオチン標識した(bt)Kコイルの、プローブとして作用
する能力を評価するために行った。図16Aに示すゲルを上記のようにブロットし
、そしてビオチン標識したKコイル(1mg/ml)をPBS-EDブロッティング緩衝液で
1:500に希釈し、そして室温で1時間ゆっくり撹拌しながらブロットと共にイ
ンキュベートした。メンブレンを3回(1洗浄あたり10分間)洗浄した。
ストレプトアビジン−アルカリホスファターゼ結合体(Jackson ImmunoResear
ch Laboratory)をPBS-EDブロッキング緩衝液で希釈し(1:2500;vol/vol)、
そして室温で1時間ゆっくり撹拌しながらブロットと共にインキュベートした。
ブロットをPBS-EDで3回洗浄し、基質緩衝液(100mM Tris-HCl(pH9.5),100mM NaC
lおよび5mM MgCl2)での最終洗浄を続けた。Kコイル結合を、基質緩衝液中のニ
トロブルーテトラゾリウムクロリドおよび5−ブロモ−4−クロロ−3−インド
リルホスフェート(NBT/BCIP)を加えることにより可視化した。発色を、ニトロセ
ルロースストリップを脱イオン水でリンスすることによって停止した。
ウエスタンブロットおよびリガンドブロット分析の結果を図16Bに示す。レー
ン2〜3および8〜9は、リガンドブロット技術を使用してプローブした。一方
、レーン5〜6および11〜12は、ウエスタンブロット技術を使用してプローブし
た。レーン1、4、7および10はサイズマーカー(レインボーマーカー;2〜45
kDa)を含んだ;レーン2:粗PAK(128-144)/Eコイルペリプラズム調製物に結
合するbt Kコイル;レーン3:Kコイルアフィニティーカラムによって精製し
たPAK(128-144)/Eコイルに結合するbt Kコイル;レーン5:粗PAK(128-144)/
Eコイルペリプラズム調製物に結合するモノクローナル抗体、PK99H;レーン6
:Kコ
イルアフィニティーカラムによって精製したPAK(128-144)/Eコイルに結合する
モノクローナル抗体、PK99H;レーン8:Kコイルアフィニティーカラムによっ
て精製したEコイルに結合するbt Kコイル;レーン9:PAK繊毛に結合するBt-K
コイル;レーン11:Kコイルアフィニティーカラムによって精製したEコイルに
結合するモノクローナル抗体、PK99H;レーン12:PAK繊毛に結合する正常マウス
IgG。
実施例12
Kコイルアフィニティーカラムを使用するPAK/Eコイル融合体の単離
A.アイソトープ(15N)標識
組換え発現プラスミド(pRLDE-PAK)を有するE.coli JM83株のシングルコロニー
を、100μg/mlカルベニシリン(Sigma)を含む5mlのLB培地に接種し、そして37℃
で1晩増殖させた。一晩培養物(2ml)を200mlのミニ培地(0.6% NaH2PO4、0.
3% K2HPO4、0.05% NaCl、4mM MgSO4、2μM FeSO4、0.1%15NH4Cl(Cambridge
Isotope Laboratories,Woburn,MA)および1%D−グルコース(pH7.2))に、継
代接種した。一旦OD600が0.8〜1.0に達すると、インディユーサーであるIPTGを
、1mMの最終濃度に培養物に加えた。培養物を37℃でさらに6時間増殖させそし
て更なる精製に供した。
B.E.coli ペリプラズム調製物の調製
誘導した遺伝子発現培養物を遠心分離(4000×g、10分間)によって回収した
。ペレットを100mlのTES緩衝液(100mM Tris、10mM EDTAおよび20%スクロースを
含む)に再懸濁し、そして室温で10分間穏やかに撹拌しながらインキュベートし
た。細胞を遠心分離(7000×g、10分間)によって回収し、そして5mM MgSO4に再
懸濁した。懸濁液をアイスクールバスで30分間撹拌しながらインキュベートした
。ペリプラズムタンパク質を含んだ上清を遠心分離(5、000×g、10分間)によっ
て回収し、そして-20℃で貯蔵するかまたは凍結乾燥した。
C.PAK/ Eコイルの精製のためのHPLCアフィニティーカラム
凍結乾燥した発現粗ペリプラズム調製物を、20mlの10mMリン酸緩衝液(pH6)に
溶解した。溶解サンプル(5ml)を、カラムを10mMリン酸緩衝液(pH6.0)で洗浄お
よび平衡化した後、Kコイルペプチドと結合させたアフィニティーカラムにロー
ドした。
HPLCの一定の流速は0.2ml/分であった。カラムを、サンプルをロードした後25
分間、リン酸緩衝液中の0.5M KCl(pH6)5mlを注入することによって洗浄した。
0.5M KCl洗浄後25分間、10mMリン酸緩衝液(pH6.5)中の80%アセトニトリル5ml
を注入した。PAK/Eコイル融合体を、0.1%TFAを含むddH2O中の50%アセトニト
リル5mlで溶出した。溶出サンプルの同定を、逆相クロマトグラフィーおよび質
量分析を使用して確認した。
実施例13
検出試薬
この節は、本発明に適合する相補的なペプチドとαヘリックスコイルドコイル
ヘテロダイマーを形成し得るヘテロダイマーサブユニットペプチドを有する融合
タンパク質を検出するための試薬の合成および使用を記載する。
A.ヨウ素化試薬
ヘテロダイマーサブユニットペプチドを、上記のように形成した。次いで、ペ
プチドを当該分野で公知の標準的な手順に従ってヨウ素化した。好ましくは、ヨ
ウ素化のために設計されるヘテロダイマーサブユニットペプチドはチロシン残基
を含む:しかしヨウ素化はまた、例えばBolton-Hunter試薬(これは、優先的に
リジン残基に結合する)の使用によって達成され得る。例えば、サブユニット反
復単位の位置fを占めるリジンが、そのように誘導体化され得る。Bolton-Hunte
r試薬を含むキットは市販されている(例えば、ICN,Costa Mesa,CA)。
別のヨウ素化方法は[IODOGEN」法である。ここで、2mCiのキャリアー非含有Na1 25
I、75μlの0.5Mリン酸緩衝液(pH7.4)および20μlの1μg/μlペプチドを、10
μgの「IODOGEN」でコートしたポリプロピレンテストチューブに加える。チュー
ブを8分間撹拌し、そして溶液を、細孔サイズ300Åの10×0.46 cm C-8逆相カラ
ム(Brownlee Labs.Santa Clara、CA)を通してHPLCによってクロマトグラフした
。サンプル物質を、0.1%トリフルオロ酢酸から0.1%トリフルオロ酢酸中の60%
アセトニトリルへの勾配を用いて溶出した。活性放射ヨウ素化ペプチドの主要ピ
ークを、画分のγ検出によって検出し、そして本発明の方法におけるレポーター
分子として使用する。
B.酵素結合試薬
酵素結合試薬を当該分野で周知の方法に従って作製し得る。1つのそのような
方法において、アルカリホスファターゼまたはルシフェラーゼのような所望のレ
ポーター酵素に対する遺伝子を、ヘテロダイマーサブユニットに対する遺伝子に
融合させ、そして発現した融合タンパク質を上記の方法に従って、相補的なヘテ
ロダイマーサブユニットペプチドアフィニティーカラム上でのアフィニティーク
ロマトグラフィーによって精製した。
別の方法において、ヘテロダイマーサブユニットペプチドをレポーター酵素に
化学的に結合させる。例えば、西洋ワサビペルオキシダーゼ(HRP)は、ペプチド
サブユニット中に存在する(好ましくはコイルペプチドのfヘプタド位置に配置
される)システイン残基にジスルフィド結合を介して結合され得る。1つの方法
において、HRP(6mg/ml 0.1Mリン酸ナトリウム緩衝液(pH 7))を、0.5〜1時
間、30℃で0.3〜0.7mgの架橋試薬(N−スクシンイミジル4−(N−マレイミド
メチル)シクロヘキサン−1−カルボキシレート(SMCC)またはN,N−ジメチル
ホルムアミドに溶解したN−スクシンイミジル6−マレイミドヘキサノエート(S
MH)(10%溶液)とインキュベートする。反応させたHRPを、Sephadex G-25(0.1M
リン酸塩(pH 6)で平衡化された;Pharmacia,Piscataway,NJ)のゲル濾過によって
単離する。反応性のHRPを、還元システイン含有ヘテロダイマーサブユニットと
カップリングするために、2つの成分を、1:1のモル比、および2mMEDTAを含
む0.1Mリン酸ナトリウム緩衝液(pH 6)中最終濃度0.01〜0.15mMで、4℃で20時
間または30℃で1時間混合した。結合産物は「ULTROGEL」AcA 44(Pharmacia Bio
tech,Piscataway,NJ)で精製され得る。
HRP-結合体ヘテロダイマーサブユニットペプチドは、それが基質としての4−
アミノアンチピリジンと反応され、510nmでの吸光度の増加が測定される場合、
レポーター分子として作用する。
本発明は、特定の方法および実施態様に関して記載されたが、種々の改変およ
び変化が本発明から逸脱することなしになされ得ることが理解される。
DETAILED DESCRIPTION OF THE INVENTION
For detection and purification of expressed proteins
Coiled-coil heterodimer method and composition
This application is related to US patent application Ser. No. 08 / 540,397, filed Oct. 6, 1995
Priority, which is incorporated herein by reference).
Field of the invention
The present invention relates to a peptide capable of forming an α-helix coiled-coil heterodimer
Use for purification and detection of fusion proteins containing one of the paired peptides.
About.
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Background of the Invention
One of the major commercial applications of biotechnology is the recombinant expression of proteins. Epo
Etin α, G-CSF, somatotropin, insulin, tPA, urokina
And pro-urokinase, various interferons, EPO, and specialty enzymes
Several recombinant proteins, including specialty enzymes, are well established
Has a commercial market (bioprocess engineering).
There are three general technical hurdles to recombinantly produce a protein
I do. The coding sequence of the protein must be available and the gene
Must be cloned into an expression vector;
Suitable host cells and media for expressing and, preferably, secreting the protein.
Nutrient conditions must be found; and the expressed protein must be
Isolated to produce a final product (eg, a product suitable for pharmaceutical use), and
In some cases it must be treated enzymatically.
The purpose was to find favorable conditions for high levels of protein expression and secretion.
For a given expression system, the expression, level of expression, and expressed protein
It would be desirable to be able to monitor quality localization. Ideally, such a monitor
Can be performed without modifying the expressed protein, and
Ju forms, and various in vitro forms (eg, dot blot or waste cloth)
Tan blot analysis).
For the purpose of isolating the expressed protein, the protein is
It is desirable to produce the protein in a form that is suitable for affinity purification.
Previously proposed approaches for this purpose have reduced proteins to small
It is expressed in tandem with the peptide antigen segment. Then, the expressed tag
The protein to its specificity on a support matrix with antibodies specific for the antigen
Purification based on specific binding. For large-scale production, this approach is
Requires an amount of antibody that is proportional to the amount of protein produced,
Costs can be greatly increased. To release bound proteins from a solid support
The need for antigen competition can also increase the cost of the purification process.
Summary of the Invention
The present invention relates to a replication seg that enables the replication of a vector in a selected host cell.
And an expression cassette comprising an expression cassette. The cassette is
Promoter and coding segment functional in host cell in 5'-3 'direction
including. This coding segment is then replaced by the heterologous DNA coding site, and the complementary
Second heterodimer-subunit peptide and α-helical coiled coil
A first heterodimer-subunit peptide capable of forming a heterodimer
DNA region to be loaded. In addition, this coding segment contains the coding region and the DNA region.
Region, a cleavage sequence that is in-frame with the DNA region,
Alternatively, a cleavage site encoding an amino acid sequence that provides a target for enzymatic cleavage
May be included. This coding segment is located next to the coding site or promoter.
It can be oriented with any of the flanking DNA regions.
In a preferred embodiment, the (first and second heterodimer-subunits)
One of at least two heptadiamides having the form of gabcdef
A non-acidic repeat sequence, wherein positions a and d of each amino acid repeat are leucine,
Selected from the group consisting of isoleucine and valine, and
Row positions e and g are selected from the group consisting of aspartic acid and glutamic acid.
It is. The other (of the first and second heterodimer-subunit peptides) is g
It contains at least two heptad amino acid repeats in the form of 'a'b'c'd'e'f'.
Where the positions a ′ and d ′ of each amino acid repeat are leucine, isoleucine,
And valine, and positions e and
And g are selected from the group consisting of lysine, arginine, and histidine. This
In a preferred embodiment, the corresponding d / a ′ and a / d ′ in the complementary heptad
In each of the pairs, one of the residues is valine and the other residue is leucine and
It consists of residues selected from the group consisting of soleucine.
The cloning site is preferably a multiple cloning site (MCS) (where different
(A species DNA coding region may be inserted). Such heterologous DNA coding regions are
Typically, it encodes a selected polypeptide of interest. Selected Polypeptide
The DNA encoding the code is typically inserted at the cloning site, resulting in
Is the DNA region encoding the first heterodimer-subunit peptide (this
(The sequences represented by SEQ ID NO: 2 and SEQ ID NO: 4).
Expressed in frame.
In a related aspect, the invention relates to expression of a heterologous protein in a host cell.
Codesets for use in suitable expression vectors (eg, the vectors described above)
Including mentament. The segments are heterologous DNA coding sites and complementary as described above
Heterodimer-Subunit Peptide and α-Helix Coiled Coil
DNA encoding a heterodimer-subunit peptide capable of forming rhodimers
Including the region. In addition, this segment, between the coding site and the DNA region,
A cleavage sequence encoding an amino acid sequence containing a target for selective or enzymatic cleavage,
It can be included in frame with the DNA region. The coding site is either 5 'or 3' of the DNA region
It can be located in somewhere. Cloning sites and coding sequences are
Including the embodiments described above.
Coded by the above code segment or such code segment
Produced by an expression vector containing the fragment (for example, the expression vector described above).
Also included in the invention are fusion proteins. Fusion proteins have functional activity
Polypeptide (ie, the selected polypeptide of interest), and the pepti
Heterodimer-subunit pairs of the above type attached to the N-terminus or C-terminus of the
The peptide (ie, the E coil, 0993, K coil, or
0994 peptide).
Reagents for detecting the presence of the expressed fusion protein are also included in the invention.
You. Reagents are used for the heterodimer-subunit peptide (
Α-helix coiled-coil heterodimer with the first coil peptide)
Obtained second heterodimer-subunit peptide (second coil peptide)
It is composed of The reagent was a fusion protein containing a heterodimer-subunit peptide.
Expression of the protein (eg, as described above) may be determined by the
Heterodimer or heterodimer between the immer-subunit peptide and the detection reagent
Forming a rhodimer complex and detecting the presence of heterodimer formation
Useful for detecting by
A kit for detecting the expression of a selected polypeptide is a heterodimer-
Code seg described above for expressing fusion proteins containing subunit peptides
And the detection reagent described above.
In yet another aspect, the invention provides an method for purifying a selected polypeptide.
An affinity matrix composition. The composition comprises a solid support and this support.
Heterodimer-subunit peptides of the type described above (coil peptide
(E.g., SEQ ID NO: 4 or SEQ ID NO: 27). The composition is described below
As described in the method for purifying the selected expressed polypeptide.
It is for.
The invention also includes a method of purifying the selected expressed polypeptide. This one
The method comprises the steps of (i) running in a suitable host cell expression system (eg, an E. coli or yeast expression system).
The selected polypeptide is then converted to a first heterodimer subunit (eg,
Expressing the fusion protein comprising tandem with SEQ ID NO: 2 or SEQ ID NO: 26),
(Ii) obtaining a suspension containing the fusion protein from a host cell expression system;
And (iii) passing the suspension through the affinity matrix composition described above.
Including the process. Next, the affinity matrix is used to determine whether the fusion protein is α-helical.
Binding to the affinity matrix via a coiled-coil heterodimer
Washed as is. This washing step can be performed in any order, with (a) about 5.5 and about 8.
A pH between about 0.1 M and about 1 M (eg, sodium chloride).
, Potassium chloride, sodium acetate, ammonium chloride, ammonium acetate,
Sodium chlorate, potassium perchlorate, sodium phosphate, and potassium phosphate
Washing the affinity matrix with a solution containing
A salt washing step, and (b) having a pH between about 5.5 and 8.0, and about 50% and about 100
% Organic solvents (eg, methanol, ethanol, isopropanol,
(Trahydrofuran, trifluoroethanol, and acetonitrile)
Organic washing step including a step of washing the affinity matrix with a solution
including. After washing, the selected polypeptide is either eluted or enzymatically cleaved.
Depending on the release from the matrix. Preferably, the elution solution is about 3.0 or
Has a pH lower or about 10.0 or higher. Exemplary elution
The solution contains between about 20% and about 80% of the organic solvent.
Kits for obtaining the protein expressed in purified form are available in the types described above.
For expressing a fusion protein having a telodimer-subunit peptide
Expression systems described above and fusion proteins expressed to solid supports in compositions
Affinity matrix composition of the above type for affinity binding of
including.
These and other objects and features of the invention are set forth in the following detailed description of the invention.
It is more fully understood when read in conjunction with the accompanying drawings.
BRIEF DESCRIPTION OF THE FIGURES
FIGS. 1A, 1B, 1C, 1D, 1E, and 1F show affinity purification by the method of the present invention.
Is shown below.
Figure 2 shows peptide 0993 in the α-helix heterodimer configuration (SEQ ID NO:
No. 26) and 0994 (SEQ ID NO: 27) are shown as helical wheel representations
.
3A, 3B, 3C, 3D, and 3E show two heterodimers in a parallel configuration
-Schematic representation of adjacent heptads of subunit peptides, showing homodimer vs.
Stabilizing / destabilizing effects of charged residues at positions e and g in telodimers
Are compared. FIG.3A shows oppositely charged residues at positions e and g of the heptad.
Thus, a stabilized homodimer is shown. FIG.3B shows the position of the heptad at positions e and g.
2 shows a heterodimer destabilized by oppositely charged residues. FIG.
Homoda destabilized by positively charged residues at positions e and g of the heptad
Indicates an immer. FIG.3D shows similar charged residues at positions e and g of the heptad.
Shows a stabilized heterodimer. FIG.3E shows the position of the heptad at positions e and g.
1 shows a homodimer destabilized by negatively charged residues.
Figures 4A, 4B, and 4C are designed to form coiled-coil heterodimers
Has a positive or negative charge at positions e and g in the peptide
FIG. 3 shows a schematic diagram of some possible distributions of heptad. FIG. 4A shows alternating positive and negative
From Heterodimer-Subunit Peptides with Consecutive Charged Heptads
1 shows a schematic diagram of the heterodimer thus constituted. Figure 4B shows the heterodimer-subunit
Peptide (one of which has a predominantly positively charged heptad, and
The other has a predominantly negatively charged heptad)
FIG. FIG. 4C shows the heterodimer-subunit peptide (one of them).
One has an all positively charged heptad and the other an all negatively charged heptad
FIG. 1 shows a schematic diagram of a heterodimer composed of
5A, 5B, 5C, 5D, 5E, 5F, and 5G show heterodimer-subunit peptides.
1 shows a schematic diagram of the synthesis of a DNA fragment encoding a tide. FIG.5H shows plasmid p
3 shows a map of RLD-E.
FIG. 6A shows the DNA fragment inserted at the multiple cloning site (MCS).
N-terminal heterodimer-subunit of selected proteins encoded by
Expression vector expression cassette useful for expressing a fusion protein having a peptide
To indicate
FIG. 6B shows the DNA fragment inserted at the multiple cloning site (MCS).
Heterodimer-subunit at the C-terminus of selected proteins encoded by
Expression vector expression cassette useful for expressing a fusion protein having a peptide
To indicate
FIG. 7A shows a reverse phase (RP) -HPLC chromatogram of peptide 0993 (SEQ ID NO: 26).
You.
FIG.7B shows the RP of the flow-through fraction of the selective dimerization affinity column of the present invention.
-Shows the HPLC chromatogram.
FIG. 8 shows a 60% acetonitrile wash of the affinity column described in FIG. 7B.
2 shows an RP-HPLC chromatogram of the present invention.
FIG. 9 shows RP-H of the next GndHCl eluted fraction of the affinity column described in FIG.
3 shows a PLC chromatogram.
FIG. 10 is used to test the specificity of the affinity matrix of the present invention.
Three test charged peptides (SEQ ID NO: 28, SEQ ID NO: 29, and SEQ ID NO: 30)
2 shows a chromatogram of a mixture of
FIG. 11 shows an affinity column loaded with the test peptide shown in FIG.
2 shows the chromatogram of the 0.2 M KCl washed fraction of FIG.
Figure 12 shows a 0.5 M KCl wash of the affinity column loaded with the test peptide.
2 shows the chromatogram of the minutes.
FIG. 13 shows the chromatogram of the 1.0 M KCl washed fraction of the affinity column shown in FIG.
Show ram.
FIG. 14 shows a chromatogram of the next 1.0 M KCl wash of the column described in FIG.
FIG. 15 shows the next 5.0 M GndHCl / 50 mM K following the column described in FIG.TwoPOFourIs shown.
FIG. 16A shows PAK (128-144) / Ecoil fusion protein stained with Coomassie Blue.
1 shows a quality SDS-PAGE gel.
FIG. 16B shows a plate with either the coil K reporter or the monoclonal antibody PK99H.
Western blot analysis of the lobed PAK (128-114) / Ecoil fusion protein
2 shows ligand and ligand blots.
FIG. 17 shows the load sample and the fraction eluted from the affinity column of the present invention.
Shows a series of RP-HPLC chromatograms, where the load fraction was recombinantly expressed.
Was a crude periplasmic extract containing the E-coil peptide.
FIG. 18 shows a recombinant from crude on an affinity column made according to the invention.
A series of RP-HPLC chromatograms of the purified Pak-cili-E coil peptide expressed
Show.
FIG. 19 shows an ELISA assay using a reporter molecule formed according to the present invention.
Show.
Detailed description of the invention
I.Definition
Unless otherwise indicated, the following terms have the following meanings.
The term “peptide” refers to a polyamide chain based on amino acids. This chain is
It can vary in length from amino acids to about 100 amino acids.
The term “polypeptide” refers to a polypeptide based on amino acids that includes at least two amino acids.
Represents an amide chain.
"Promoter functional in host" refers to the vector in the selected host
DNA in an expression vector, which results in enhanced transcription of the adjacent 3 'downstream coding sequence in E. coli
Means an array.
The "coding segment" in the expression vector is a DNA coding for the polypeptide.
Refers to a segment.
"Heterologous DNA coding site" refers to (i) one or more restriction sites in the expression vector.
(Eg, a multiple cloning site) in which the selected heterologous protein
A site into which DNA encoding the protein can be inserted, or (ii) the encoding DNA itself
Say.
"Heterodimer-subunit peptide"
One of two complementary peptide subunits capable of forming an yl heterodimer
Say. Further, the term “heterodimer polypeptide” or “heterodimer
"Polypeptide complex" refers to two linked, non-identical polypeptide chains.
Unless otherwise indicated, the sequences of peptides and polypeptides are
Given in order to the ruboxi end. All amino acids identified herein
Residues are natural, ie, L-shaped, unless otherwise specified. Of standard peptide
Consistent with the nomenclature, the abbreviations for amino acid residues use standard, commonly used in the art.
A three-letter and / or one-letter code.
In the context of a "derivatized" polypeptide subunit, the term "derivatization"
One or more covalently linked to one or more amino acid residues forming a subunit
Polypeptide subunit having a functional or reporter portion of
Understood. Here, this part is used before (i) synthesis of the polypeptide subunit.
Or later, linked to one or more amino acid residues in the subunit
Or (ii) extending the peptide subunit, for example, at the N-terminus of the subunit.
May form a length. In addition, the functional or reporter moiety may
Subunit directly or with a linker or spacer (eg, polyglycyl
Spacers).
The term “benign medium”, as used herein, is typically about 6 and about 8
Physiologically compatible, with a pH between and a salt concentration between about 50 mM and about 500 mM
Aqueous aqueous solutions are described. Preferably, the salt concentration is between about 100 mM and about 200 mM
.
An exemplary benign medium, called Buffer A, has the following composition: 50 mM potassium phosphate
Um, 100 mM KCl, pH 7. An equally effective benign medium is, for example, sodium phosphate
By replacing potassium phosphate with and / or KCl with NaCl.
obtain.
II.General appearance of heterodimer-subunit peptides
The complementary heterodimer-subunit peptide has two non-identical peptides.
Chain, typically about 21 to about 70 residues in length, and a double-stranded alpha helical
Have amino acid sequences compatible with their formation into heterodimeric coiled coils
doing. These are generally referred to herein as HSP1 (heterodimer-subunits).
Knit peptide 1) and HSP2 (heterodimer-subunit peptide 2)
It is expressed as Since peptides can form α-helical coils, they also
In this specification, it is also called "coil peptide".
In a benign aqueous medium, the isolated heterodimer-subunit peptide
Typically, it is a random coil. HSP1 and HSP2 are replaced by α-helix coiled coils
When they are mixed together under conditions that favor the formation of
Using a double-stranded α-helix coiled-coil heterodimer complex (HSP1-HSP2
).
The peptides in the α-helical coiled-coil conformation
Interact with each other. This mode is determined by the primary sequence of each peptide.
It is. The tertiary structure of the α-helix consists of seven amino acid residues in the primary sequence.
It seems to correspond to about two revolutions of the box. Therefore, α helix conformation
The primary amino acid sequences that give rise to amino acids are each in units of 7 amino acid residues (heptad and
Call). Heterodimer-subunit peptides are a series of tandem
It consists of a simple heptad. Heptad sequence is a specific heterodimer-subunit
When repeated in a knit peptide, this heptad can be referred to as a “heptad repeat”.
Or simply "repeat".
Identification at defined locations in each heptad as detailed below
Is a double-stranded α-helix coiled-coil heterodimer
Acts to stabilize the structure or complex.
HSP1 and HSP2 also bind to the α-helix or coiled-coil
Reaction to stabilize properties (either within or between helices)
May be included.
III.Characteristics of heterodimer-subunit peptide
Complementary heterodimer-subunit peptides (HSP1 and HSP2) are representative
Typically, they are similar in size, each generally being about 21 to about 70 residues long (3 to 10 heptads).
Tado) range.
Peptides can be prepared by various methods known to those of skill in the art, including chemical and recombinant methods.
). For example, the ABI model 430A peptide synthesizer was previously
s et al. (1988) and as described in Example 1 in conventional t-Boc chemistry.
Can be used. Alternatively, the peptides can be used, for example, as detailed in Examples 5 and 6.
As described above, expression in an appropriate host cell system using an expression vector encoding the peptide.
Can be revealed.
Subsequent to synthesis, the peptide may be prepared by any of a number of methods known to those of skill in the art, for example,
As detailed in Example 1, reverse phase high performance liquid chromatography (RPC) and
It can be purified using a "SYNCHROPAK" RP-P column.
The composition and purity of the peptide can be determined by several methods, as detailed in Example 1.
(Amino acid composition mass spectrometry using a Beckman model 6300 amino acid analyzer and “BIOION-
20 ”including molecular weight analysis using time-of-flight mass spectrometry at Nordic)
obtain.
A.Coiled-coil heterodimer formation
HSP1 and HSP2 dimerization occurs in the primary amino acid sequence of each peptide.
Caused by the presence of repeated heptad motifs of conserved amino acid residues. Each
The individual positions in these heptads are, for HSP1, as shown in FIG.
Represented by the letters ag and for HSP2 by a'-g '. HSP2 location (
For example, a ', g') are the following heterodimer-subunit peptides or
In the general discussion of heptad positions in coiled peptides, the (')
Mentioned without issue.
Repeated heptad motifs with the appropriate amino acid sequence are represented in Part D below.
Under acceptable conditions, the HSP1 and HSP2 polypeptides are converted to the heterodimeric α
Guided to be assembled into a helix coiled coil structure. Individual α helicopter
The peptides are defined as positions a and d of the respective heptad, where
They contact each other along their respective hydrophobic surfaces.
HSP1 and HSP2 are heterodimeric in either parallel or antiparallel configurations.
-Assembled into a coiled coil helix (coiled coil heterodimer)
Can be In a parallel configuration, the two heterodimer-subunit peptides
Ricks, they have the same orientation (from amino terminus to carboxyl terminus)
Are arranged as follows. In an antiparallel configuration, the helix is one helix
The amino terminus is aligned with the carboxyl terminus of the other helix, and
The converse is also arranged to be the same.
A diagram of the relative directions of the positions ag of the two interacting α-helices is shown in FIG.
Show. This figure shows two exemplary heterodimers arranged in a parallel configuration-
Subunit peptides, 0993 (E; SEQ ID NO: 26) and 0994 (K; SEQ ID NO: 27)
, A true direction schematic of the first two revolutions (one heptad) of FIG.
Heterodimer-subunits designed in accordance with the guidance provided herein
The knit peptide is typically assembled into an assembly parallel to the anti-parallel direction.
Indicates a slight preference. However, in general, two heterodimer-subunit pairs
The direction in which the peptide forms the α-helical coiled coil (parallel versus antiparallel)
Rhodimer-their ability to support together the moieties bound to the subunit peptide
Is not particularly relevant.
In FIG. 2, amino acids are circled and indicated by the one-letter code. So
Thus, consecutive amino acid positions are numbered and from N-terminal to C-terminal
They are connected by a straight line with an arrow indicating the direction. The interaction between the two helices is
Indicated by arrows. The wide arrow between the helices indicates the position a of the adjacent helix.
9 shows a hydrophobic interaction with position d. E and g positions of adjacent helices
Interactions between the helix are indicated by curved arrows above and below the helix bond
Is done.
B.Hydrophobic interactions in coiled-coil heterodimer stability
The hydrophobic interaction between the helices is caused by the heterodimer-subunit peptide
Due to the hydrophobic residues at positions a and d. Residues at these positions link the helix
It is effective in maintaining contact with leucine, isoleucine, valine,
Enylalanine, methionine, tryptophan, tyrosine, alanine, and
And derivatives of any of the foregoing. Alanine, cysteine, serine, threonine,
Other residues including asparagine and glutamine are also found in some heptads.
May occupy position a or d as long as the others are occupied by hydrophobic residues.
Proper selection of particular residues to occupy positions a and d is an important part of the invention.
Plane. If the hydrophobic interaction is too strong, then similarly charged residues will be in the e and g positions.
A significant proportion of helices, even when present in
Are formed as homodimers at pH 7 (see Part C below). on the other hand
, The residues at positions a and d are selected such that the hydrophobic interaction is too weak (
For example, Ala at both positions, the helix forms a coiled-coil dimer at all
I can't. Preferably, the residue pair at positions a and d is ≧ 95%
More preferably ≧ 99% selected to promote heterodimer formation
You. The degree of heterodimer formation relative to homodimer formation was determined, for example, in Example 3.
Can be measured as described in
Experimental results performed in support of the present invention show that all heptads of both coil peptides
All positions a and d of the tado are due to Ile, Leu, or any combination thereof.
Stabilizes the heterodimer, even if detailed herein
Even if the e- and g-positions designed to contain charged residues
The effect is strong enough to stabilize homodimers and heterodimers.
Indicates that there is. In addition, such homodimers have only three heptads.
Formed between the containing coil peptides. According to an important aspect of the present invention, such a
Homodimer formation is minimized or eliminated for practical purposes
It should be. The presence of a substantial proportion of homodimers makes it difficult to practice the invention
Or impossible. Because the coil peptide (
That is, a suspension containing a fusion of the selected protein and the coil peptide
Used to derivatize coiled peptides in, or solid matrices
Coil peptide in suspension to be used), the component solutions are used for their intended purpose.
Because it assembles itself before it can be done.
Several strategies have been developed for the hydrophobic interaction between residues at positions a and d.
Strength, interaction is important to maintain heterodimers throughout the protein purification procedure
Strong enough, but they are not strong enough to stabilize homodimers
Can be used to adjust or set up. The preferred strategy is all
Is a coil peptide with Leu at position d and Val at position a, or
Or all heptads have Ile at position d and Val at position a.
The use of tide. Another strategy is to have all heptads in position a
Leu and a coiled peptide with Val at position d or all heptads
By using a coil peptide having Ile at position a and Val at position d.
is there. Modifications of these strategies are described in the exemplary heterodimer-subunit
Peptide E coil (SEQ ID NO: 2) and K coil (SEQ ID NO: 4), and peptides
Used in the design of Tide 0993 (SEQ ID NO: 26) and 0994 (SEQ ID NO: 27). Note that
Another strategy is to use all positions a and
d, one of which is occupied by Ile and Leu, and
Use destabilizing residues (eg Ala or Asn) for remaining positions a and d
It is. This remaining position is preferably for each coil rather than either end
Close to the center of the peptide.
C.Ionic interactions in coiled-coil heterodimer stability
The α-helix dimer coiled coil conformation is shown in FIG.
Ionic phase between the residues at position e and g of the adjacent helix, as
It can be stabilized by interaction. The other elements are equivalent and each of the dimers
The helix loads positively charged residues at one position (eg, e) and negatively
When having charged residues at other positions (eg, g), homodimer formation is advantageous.
Yes (FIG. 3A: in comparison to the heterodimer in FIG. 3B). But each herrick
Form homodimers if they have similarly charged residues at both positions (
Instead of Figs. 3C and 3E), two oppositely charged helices combine to form a heterodimer.
(Figure 3D).
The conformation of polypeptides (eg, HSP1 and HSP2) in solution is
It can be determined from the CD spectrum of the solution. These data are for individual peptides
Information about your conformation (random coil versus α helix),
For example, a heterodimer complex to a homodimer complex of HSP1 and HSP2
Provides information about the relative mass of the body. Example 2 is one method of measuring a CD spectrum.
The method will be described in detail. Example 3 describes how to use CD spectroscopy to measure
Whether the conformation of the tide can be evaluated will be described in detail.
In the diagram shown in FIG. 2, the ionic interaction between the two helices is HSP1 (0993; arrangement).
Negatively charged (Glu) residues at positions e and g of SEQ ID NO: 26) and HSP2 (0994; sequence
No. 27) and positively charged (Lys) residues at positions e and g.
The negatively charged residue may be aspartic acid, glutamic acid, or a derivative thereof.
Can be Positively charged residues can be lysine, arginine, histidine, or
These derivatives may be used.
D.Advantageous conditions for coiled coil formation
Guidan composed of repeating heptads and represented in Parts A-C above
Heterodimer-subunit peptides designed according to the procedures described in Part I above
Easily forms a coiled-coil heterodimer in a benign medium as defined in
The degree of α-helix coiled-coil heterodimer formation is, for example, as described in Example 3.
Can be determined from the CD spectrum, as described above.
Coiled-coil heterodimers are available at pH and salt ranges given for benign media.
Some molecular phases of heterodimers versus homodimers may form under external conditions
Interactions and relative stability may differ from the properties detailed above. For example,
Ionic interactions between the e and g positions that tend to stabilize heterodimers
Can be, for example, protonation of the Glu side chain at acidic pH, or L at, for example, basic pH.
Deprotonation of the ys side chain can be destroyed at low or high pH values.
However, the above low and high pH values for coiled-coil heterodimer formation
The effect of the value can be overcome by increasing the salt concentration. Increase salt concentration
Can neutralize or destabilize stabilizing ionic interactions
Ionic repulsion can be suppressed. Certain salts may neutralize ionic interactions
Has greater efficacy. For example, ClO with a concentration of 1M or moreFour-Anion
Is the largest α-helix structure (CD measurement performed as detailed in Example 2).
May be sufficient to induce
In order to achieve this, Cl-Ions may be required. At low and high pH
The effect of high salt on ildocoil formation is also due to the helical ionic attraction between helices.
It is not essential for the formation of the coil, but rather the coiled coil is formed as a heterodimer.
Is a factor in the tendency to be formed as a homodimer
Is shown.
E. FIG.Heptad changes in heterodimer-subunit peptides
Part A, Part B and Part C above are the heterodimer-subunit peptides.
At a particular position in the heptad of a peptide, any amino acid residue may be included, but not
Guidelines for which amino acid residues are preferred. This peptide
Typically forms an α-helical coiled-coil structure in a benign medium
Resulting in the peptide. This part is based on the guidelines shown in Part A to Part C above.
Heptads having a sequence according to how the heterodimer-subunit
Some examples of how they can be placed within the peptide are described.
The heterodimer-subunit peptide of the present invention has three or more
Of heptads. The sequences of each of these heptads are all identical.
Or they may be different. In addition, the sequence of the internal repeat
Depends on whether the repeat contains an amino acid coupling residue (eg, cysteine).
Can differ from each other. Such coupling residues are, for example, heterodimers
Mer-subunit peptide to resin support matrix or another polypeptide
Can be used to tether.
Two Heterodimers-Sub of α-helical Coiled Coil Heterodimer Pair
Significant interactions between unit peptides are adjacent in each peptide
The heterodimer-subunit peptide exists between the "complementary" heptads.
The primary sequence of the heptad in the peptide is such that the residue in each heptad is the second heterodyne.
Advantageously interacts with residues in the complementary heptad of the immer-subunit peptide
It can change as long as you use it.
The adjacent heptad is then, for example, a heterodimer-subunit peptide.
The net charge on the polypeptide is the α-helix heterodimer coiled coil
In the sequence so that it can be modified without affecting the ability to form
You. This relationship is shown in FIG. This figure shows three examples of CP dimer pairs. Each
Each heterodimer-subunit peptide has five heptads. It
A + or-sign in each heptad indicates two charges (one
Is in position e and one is in position g). Adjacent complementary heptads carry opposite charges
Note that it has. For the purposes of this example, each heptad
Positions other than the e and g positions are assumed to have a total net charge of zero. In FIG. 4A
HSP1 and HSP2, which form a dimer in
The excess of peptad and one negatively charged heptad resulted in +2 and
It can be recognized that it has a net charge of -2. Similarly, in FIG. 4B, HSP1 and
HSP2 has a net charge of +6 and -6, respectively, and HSP1 and FIG.
And HSP2 have a net charge of +10 and -10, respectively. About this scheme
All other modifications are, of course, possible without departing from the spirit of the invention.
G. FIG.Heterodimer-a moiety that couples to a subunit peptide
Coupling residues (eg, amino acid coupling residues) can be
Can be incorporated into one and both coiled peptides to facilitate use of the peptide.
You. Coupling residues are located in the central region of the peptide and / or at one or both ends
Can be taken into account. If a coupling residue is present in the central region, this residue
The group is typically located at the b, c, and / or f positions of one or more heptads.
Preferably, it is taken into the f-th position. These positions are used for coiled-coil heterodimers.
Located along the outer surface of the The coupling residue at one or both ends is typically
Couples to the terminal residue.
Preferred coupling groups are thiol groups of cysteine residues. This is
It can be easily modified by standard methods. Example 4 presents in the coil peptide
How to use the cysteine thiol residue in other peptides at these positions
It will be described in detail how to combine.
Other useful coupling groups are the thioester group of methionine and the histidine group.
Midazole groups, arginine guanidyl groups, tyrosine phenol groups, and
Contains the indolyl group of liptophan. These coupling groups are known to those skilled in the art.
Can be derivatized in a similar manner as detailed in Example 4 using the reaction conditions of
.
H.Exemplary coil peptide
E coil (SEQ ID NO: 2) and K coil (SEQ ID NO: 4) heterodimer-sub
Unit peptides and 0993 (SEQ ID NO: 26) and 0994 (SEQ ID NO: 27) are examples
Exemplary HSP1 and HSP2 heterodimer-subunit peptides. Both pairs
The peptides contain a Val residue at their position a and a Leu residue at their position d.
Is effective for stabilizing coiled-coil heterodimers, but homologous
Hydrophobic interactions that are not strong enough to overcome electrostatic repulsion between dimers
to be certain.
The e- and g-positions of the 0993 heptad contain a Glu residue, while the e-position of the 0994 heptad
And the g-position contains a Lys residue. The corresponding in the complementary heptad of 0993 and 0994
The charge opposite the position is described above and is illustrated in FIGS. 3A-E and FIG.
Thus, the α-helical coiled-coil heterodimer is stabilized.
In a similar manner, the charged groups at positions e and g prevent the formation of homodimers and
And destabilize it. According to one aspect of the invention, this destabilization is
To overcome the hydrophobic interaction that exists between properly selected residues at a and position d
Strong enough to help form both heterodimers and homodimers.
You.
As described above, two α-helical coiled-coil heterodimer pairs
The prominent interaction between the heterodimer-subunit peptide is significant for each peptide.
Between adjacent complementary heptads of the tide. In a preferred embodiment of the invention
, Each corresponding d / a ′ and a / d ′ pair in such a complementary heptad is
One of the residues is valine and the other is from leucine and isoleucine.
Consisting of residues selected from the group consisting of This relationship can be seen in FIG. This
Here, the d / a ′ pair consists of Leu (position d) and Val (a ′ position), and the a / d ′ pair is Val
(Position a) and Leu (position d).
IV.Using heterodimer-subunit peptides for purification of fusion proteins Protein expression vector
The present invention relates to a coil peptide and a selected polypeptide expressed in tandem.
Expression of fusion proteins (ie, heterodimer-subunit peptides)
And expression vectors useful for Then, the coil peptide portion of the expression fusion
Purifies proteins using an affinity matrix (as described below)
Or in situ (eg, fluorescence detection in cells) or tan
Protein detection systems (eg, enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and / or
Or dot blot, slot blot, or western blot)
It can be used to detect proteins. The fusion protein is a detection reagent
(This may be, for example, a reporter-labeled coil that is complementary to the coil peptide in the fusion.
(Including peptides).
How to clone a selected sequence into an expression plasmid or vector
(Eg, Maniatis et al., 1982; Ausubel et al., 1988). Next
Such plasmids or vectors are then used in suitable host cells (eg, bacteria or
Or yeast) and cells are induced to produce the recombinant polypeptide.
Produce. Depending on the expression system, the medium from which the cells are derived or the cells themselves may be recombinant
This polypeptide is used to make a suspension containing the polypeptide, and then
Tides can be purified using the methods of the present invention.
For illustration, Example 5 describes two sets of complementary overlapping oligonucleotides.
A recombinant construct of the E coil gene using nucleotides is described in detail. Each session
Anneal the oligonucleotides in the digest and digest with the appropriate restriction enzymes.
To generate a sticky end at one end of each double-stranded fragment (ds) (FIG. 5C and
5F) and ligate the two ds fragments using T4 DNA ligase to 177 bases
A pair of single ds fragments was generated (FIG. 5G). The 177 bp fragment was purified
, And digested with EcoRI and BamHI for cloning into plasmid vectors
The appropriate 166 bp fragment was generated.
The construction of an exemplary plasmid expression vector pRLD is described in Example 6. Expression
The polylinker site of vector pASK40 (Skerra et al., 1991) was modified with pHIL-S1 and PIC9 (I
nvitrogen, San Diego, CA)
Thus, pRLD was constructed. This modification can be digested to shift the reading frame.
And clone the pASK40 cloning site more than that of the Pichia pastoris vector.
Designed to match. Next, the sequence encoding the E coil gene was replaced with pRLD
Into the E. coli E coil vector pRLD-E (FIG. 5H).
Expression vectors allow autonomous replication of the vector in a selected host cell
It may include a replication segment and an expression cassette. The cassette is in the 5'-3 'direction,
Contains a promoter and coding segment functional in the host cell,
, Described in detail below. Vectors can also contain additional elements (eg,
Sequence encoding a selectable marker that ensures the maintenance of the vector in the cell)
Properly located ribosome binding site downstream of the motor, and the 3 'end of the cassette
It may include an end transcription termination (TT) sequence.
Elements suitably included in the expression vector are specific to the vector used.
Depends on the expression system. For example, an element typically present in an E. coli expression vector
Encodes a selectable marker that ensures (i) the maintenance of the vector in the cell
Sequence (eg, ampicillin resistance gene), (ii)
Controllable transcription factor that can produce large amounts of mRNA from the selected gene
(Iii) a translation control sequence (eg, an appropriately located ribosome binding site)
Position and initiator ATG), and (iv) selection in the correct orientation in the vector.
Polylinker or multiple cloning site to simplify insertion of inserted genes
(MCS).
Examples of inducible promoters suitable for use in E. coli expression vectors include inducible promoters.
Can produce large amounts of mRNA from a gene operably linked to a promoter.
And Iac, trp, and tac. Suitable for use in E.coli expression vectors
Other promoters are the highly efficient phage T7 gene 10 promoter (this is
, Using T7 RNA polymerase) and the powerful bacteriophage pL promoter
(Ausubel et al., 1988).
The recombinant polypeptide or fusion protein is typically a recombinant polypeptide.
The appropriate E. coli in the expression plasmid encoding the coli expression strain (
For example, it is expressed by transforming JM83). Examples of suitable transformation methods
Heat shock treatment (Yanisch-Perron et al., 1985) and electroporation
Option. The transformed cells are then typically plated on selective agar plates.
Plate (eg, an LB plate supplemented with carbenicillin (100 μg / ml)).
Cells containing the appropriate recombinant DNA are subjected to restriction digest analysis and subsequent
Confirmed by DNA sequencing of the miniprep plasmid DNA.
E. coli with the appropriate DNA selected E. coli cloned cells are typically
Density (for example, 0.5 A550(Eg, at 25 ° C, with shaking)
LB medium containing 100 μg / μl carbenicillin). Induction (eg with IPTG
If using a plasmid that requires a
Derived from
Suspensions containing the expressed protein can be prepared by methods known in the art (eg,
Modified osmotic shock treatment (Ausubel et al., 1988)). E. in coli
Proteins that are expressed in large quantities in are sometimes precipitated in insoluble aggregates (inclusion bodies),
Such proteins can be prepared, for example, using solubilization in denaturing agents known to those of skill in the art.
Can be recovered (Ausubel et al., 1988).
Other types of host cell expression systems can be used in the practice of the present invention.
For example, yeast (eg, Pichia pastoris) has very high expression levels,
It offers a number of advantages, including ease and some post-translational modifications. Yeast expression vector
Vector can be used to transform yeast spheroplasts, and
The transformed cells can be used to produce a recombinant polypeptide. Yeast expression vector
Exemplary inducible promoters suitable for use in vector
And GAL1, GAL4, GAL7 and GAL10 promoters. Example 7
Describes the use of yeast expression vectors in the practice of the present invention. E coil gene
The containing DNA fragment was PCR amplified and plasmid pIC9 (Invitrogen, San Di
ego, CA) to generate the Pichia E coil vector p9CE. Sure
Transform the identified yeast plasmid into Pichia pastoris and select yeast cells.
Selected, induced and treated as described in Example 7 to contain the recombinant protein.
The resulting culture supernatant was generated.
The expression cassette or coding segment of the present invention may also be used for baculovirus systems.
Can be used to express the fusion protein. Where is expressed
Genes for proteins to be replaced with insects instead of highly expressed non-essential genes
Inserted into the virus. The foreign protein is a recombinant virus in cultured insect cells.
(Ausubel et al., 1988). Vector like this
The vector typically integrates into the host cell genome via homologous recombination
Recombination sequences that allow the Used in these vectors
The specific promoter is generally the identity of the non-essential gene that is excised (iden
tity). Exemplary promoters include the polyhedrin promoter
(Usually used to drive expression of the AcMNPV polyhedrin gene) and
And p10 promoter (Ausubel et al., 1988).
Mammalian cells also use the expression cassettes or coding segments of the present invention.
It can be used as a host cell for a vector. Two exemplary mammalian systems are:
A COS cell line and a CHO cell line are used, respectively. Should be expressed in COS systems
The vector containing the gene is transiently transfected into COS cells and
The vesicles produce SV40 large T antigen constitutively. Vectors used for COS cells
The vector typically contains the SV40 origin of replication, so that the vector is transfected into COS cells.
When transfected, they replicate and the amount of protein expressed thereby
To amplify.
CHO cells use the expression cassettes or coding segments of the present invention and
Hydrofolate reductase or glutamine synthetase gene (the product of which
(Which confer resistance) can be stably transfected with the vector
. Cell lines with an increased number of constructs are used for increasing drug concentrations (eg, methotrexe
) In the cell line. Once selected,
These strains are permanent reagents (which can be cryopreserved and
Can be used to produce proteins whenever possible).
Code segment
The coding segment comprises a heterologous DNA coding site (complementary second heterodimer
Can form α-helical coiled-coil heterodimer with buunit peptide
A DNA region encoding a first heterodimeric subunit peptide)
Then, a cleavage sequence is placed between the coding site and the DNA region. The cleavage sequence is the DNA region
Region and in-frame, providing a target for chemical or enzymatic cleavage
Encodes an amino acid sequence that Preferably, the cleavage sequence is that of the coil peptide.
To facilitate its removal from its fusion partner (the selected polypeptide of interest)
Included in the code segment of the present invention. However, the fusion peptide
In applications where removal from the protein is not desired, the cleavage sequence may not be necessary.
It is understood that there is no. In this regard, the present invention provides for heterologous DNA coding sites and complementary
A second heterodimeric subunit peptide and an α-helical coiled coil
A first heterodimer subunit peptide capable of forming
A coding segment containing only the DNA region to be loaded is intended.
In a general embodiment, the coding site is a multiple cloning site (MCS)
(Also called polylinker or polylinker site). MCS is a representative
Contains the selected polynucleotide to be expressed in the coding segment or
Numerous restriction enzymes useful for cloning into vectors containing
Including elementary sites. Examples of suitable polylinkers include virtually any commercial cloning vector.
(Eg, Stratagene, La Jolla, CA or Invitrogen, San Diego, CA
From the vector).
In another embodiment, the coding site is a gene encoding the protein of interest.
including. The generation of such a gene and its integration into the expression vector of the present invention
Are described in Examples 9 and 10, respectively. In Example 9, the PAK ciliary antigen was
The encoding gene anneals the synthetically produced complementary oligonucleotide
And clone the ds fragment into the appropriate restriction sites in the pRLDE vector
Generated. In Example 10, the cDNA encoding GFP was pRLDE
Cloned in. Exemplary proteins that can be purified using the method of the invention
As epoetin alfa, G-CSF, somatotropin,
, TPA, urokinase and prourokinase, various interferons, EP
O, as well as enzymes of various properties.
A coding segment is a coding region oriented either 5 'or 3' to a DNA region.
May include positions. These two possibilities are illustrated in FIG. 6A, which shows a diagram of the expression cassette of the invention.
And shown in 6B. The cassette is functionally functional in the chosen host cell system.
Motor and, as described above, a coding sequence at the 3 'end of the promoter region.
Is placed. 6A and 6B, the heterologous DNA coding site is "cDNA"
And encodes the first heterodimer subunit peptide
The DNA region is represented as "coiled DNA". FIG.6A is oriented at the 3 ′ end of the DNA region.
Figure 6B shows the coding site oriented at the 5 'end of the DNA region.
Show.
The cleavage sites that make up the target for rare-cutting proteases are
Known in the art (Ausubel et al., 1988). Such proteases include:
Factor Xa (Nagai and Thogersen, 1984, 1987) Thrombin (Smith and Johns
on, 1988; Gearing et al., 1989), enterokinase (Dykes et al., 1988; LaVallie et al.).
1993), renin (Haffey et al., 1987) and collagenase (Germino and Bas).
tia, 1984). Factor Xa and enterokinase are particularly useful
. Because they cut at the carboxy terminus of their respective recognition sequences,
Because it allows release of the fusion partner containing the true amino terminus of Ente
The recognition sites for rokinase, factor Xa, and thrombin are
No. 21, SEQ ID NO: 23, and SEQ ID NO: 25 are provided herein.
Providing a code segment having two different alignments of elements as described above
The main reason for this is that the peptide (eg, coil peptide)
Fusion with a polypeptide sometimes changes the desired activity or characteristics of the polypeptide of interest
It is to make it. By generating two different fusions (one of which is
Having the coil peptide at the N-terminus, and the other is selected for the coil peptide
At the C-terminus of the polypeptide of interest), the desired
The likelihood of obtaining a fusion that does not significantly alter the properties or characteristics of is increased.
Exemplary, DNA region encoding a first heterodimeric subunit peptide
The coding sequences for SEQ ID NO: 2, SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 26, and SEQ ID NO: 27
Is an array represented by As shown in FIG. 6A (where the DNA region is
Upstream of the coding site), the DNA region is typically as its first codon
It is recognized that it contains an initiation ATG codon. The case as shown in FIG.
Here, the DNA region is downstream of the coding site), and the start ATG codon is typically
Provided by DNA encoding the polypeptide of interest inserted into the coding site
.
The code segment of the present invention preferably comprises two alignments of elements as described above.
Are provided in three arrangements. The three forms are the code part and the cut part
Have different lengths of nucleotide spacers between
Become. The spacer is used for the reading frame of the DNA region and the cleavage site.
Provide code segments with coding sites in all three reading frames
Included to provide. In this way, the appropriate coding segment is
Regions and cleavage sites in-frame to match ends compatible with restriction sites present in MCS.
It can be selected by those skilled in the art to express any DNA fragment having.
V.Using heterodimeric subunit peptides for purification of fusion proteins Affinity matrix composition
The present invention also provides a tandem expression with a first heterodimer subunit peptide.
Purify a polypeptide, such as a fusion protein, containing the selected polypeptide
An affinity matrix composition that is useful for The matrix is
The heterodimeric subunit peptide attached to it (this is the fusion tag
Another complementary heterodimeric subunit pep expressed as part of the protein
And a solid support having the ability to form an α-helical coiled coil).
The affinity properties of the matrix depend on the selection of the complementary heterodimer subunit peptide.
Based on alternative dimerization.
The selective dimerization process for purification is schematically illustrated in FIGS.
FIG. 1A shows solid phase matrix 32 and heterodimer subunit peptide 34.
1 shows a selective dimerization matrix 30 of FIG. If necessary, matrix 32
, Is attached to peptide 34 via spacing group 36. The presence of such a group is
Large or sterically bulky proteins to be purified on the column
It can be particularly advantageous if it is a solid.
Solid phase matrix 32 is formed from any of a number of suitable materials known in the art.
Can be done. Preferably, the solid phase material is packed in a chromatography column
Spherical, such as aminopropyl-derivatized glass particles, which can form a deformed matrix
Consisting of particles; however, the solid phase may be a continuous surface or non-spherical particles or beads.
Can be formed. The method used for binding the peptide to the solid phase is
Type, spacing group type (if present), and desired
Can be easily determined by those skilled in the art based on the peptide bond of
The fusion protein is first prepared using methods known in the art (eg, Ausubel et al.).
To obtain a suspension containing the fusion protein from the host cell expression system.
Made. This suspension is typically used to prepare other fusion proteins in addition to the desired fusion protein.
It is an impure solution containing impurities such as proteins.
Referring to FIG. 1B, such a fusion protein contains other proteins.
For purification from impure solutions, the suspension must have an affinity matrix composition.
When passed through an object, the affinity matrix 30
40, and a host complementary to the immobilized heterodimeric subunit peptide 34.
It is logical to bind to fusion protein 38 containing rhodimer subunit peptide 42.
Can be understood. Specifically interacts with the heterodimeric subunit peptide on the column
Unbound components of the solution, such as non-working impurities 44, are also shown. These impure
Debris is removed from the column environment by sufficient washing of the column
.
Exemplary wash conditions include a pH between about 5.5 and about 8.0 (eg, 6.0).
,
And between about 0.1 M and about 1 M (eg, 0.5 M) of a salt (eg, NaCl).
A salt washing step using an aqueous solution and a pH between about 5.5 and 8.0 (eg, 6.0).
And between about 50% and about 100% (eg, 75%) of a suitable organic solvent (eg,
, Acetonitrile) using an organic washing step. Appropriate
Salts include sodium chloride (NaCl), potassium chloride (KCl), sodium acetate
(NaOAc), ammonium chloride (NHFourCl), ammonium acetate (NHFourOAc), perchlorine
Sodium salt (NaOClOFour), Potassium perchlorate (KOClO)Four), Sodium phosphate (N
aTwoHPOFour), And potassium phosphate (KTwoHPOFour). A suitable organic solvent
Are methanol (MeOH), ethanol (EtOH), isopropanol,
Drofuran (THF), trifluoroethanol (TFE), and acetonitrile
No.
The order in which the salt wash and the organic wash are performed is not important, but the organic wash first.
If so, rinse the column thoroughly with an aqueous solution (eg, water) before beginning the salt wash.
Thus, as much residual organic solvent as possible should be removed. For this reason,
A salt wash is performed first, followed by an organic wash, followed by a final aqueous rinse, and
Afterwards it is generally preferred to elute the desired protein from the column.
FIG. 1C shows an illustration of the column matrix after the washing step. Shown in FIG. 1B
Impurities are no longer present in the column environment. Fusion protein 38 is now immobilized
Heterodimer-subunit peptide 34 and complementary subunit 42 (this
Is bound to the column via an interaction between
ing.
1D and 1E-F show another example of eluting selected proteins 40 from a column.
Means (ie, a means for releasing the selected polypeptide from the matrix)
Stage). FIG. 1E shows that the fusion polypeptide 38 is removed from the column by coiled coil heating.
Buffers that disrupt the interactions between the rhodimer subunits (eg,
2 shows a scheme eluted by washing with an aqueous buffer. Shown
As such, fusion protein 38 is removed from the column by contact with such a buffer.
Has been taken out. As described in detail below, a suitable ionic buffer is 0.5
M is guanidium chloride. Alternatively, the fusion protein has a pH of less than about 3.0
,
And between about 20% and about 80% (eg, 50%) of a suitable organic solvent (eg,
Tonitrile) can be removed by elution with a solution containing this
The low pH of such an elution solution can result in the protonation of negatively charged residues (eg, Glu).
And disrupt ionic interactions that stabilize the heterodimer. Another embodiment
In another embodiment, the fusion protein has a pH greater than about 10.0 and has a pH of about 20% and about 80%.
% (Eg, 50%) of a suitable organic solvent (eg, acetonitrile)
Is eluted using a solution of The high pH of such elution solutions can lead to a positively charged residue.
Ionic interactions that cause neutralization of groups (eg, Lys) and stabilize heterodimers
For destroy.
To complete the purification process, the selected polypeptide 40 is subjected to enzymatic cleavage.
By such a peptide cleavage reaction, the complementary heterodimer subunit peptide 42
(FIG. 1F).
Alternatively, the selected polypeptide 40 can be prepared in situ, such as by enzymatic cleavage.
Is directly removed from the column. Cutting as illustrated in FIG. 1D
Later, the polypeptide is ligated to the complementary subunit portion 42 (which is a coiled coil
Column dimer as heterodimer subunit peptide 34
Remain bound) and split into selected proteins or polypeptides 40
Can be
From the above, it can be seen that the selective dimerization method of the present invention can
Heterodimer subunit peptide capable of forming α-helical coiled coil
Is a useful and efficient means for purifying fusion proteins containing
Is understood.
Examples 8 and 12 are designed for purification of polypeptides including coiled peptides
Describes the preparation and use of a modified affinity matrix, which comprises
For attaching one of the heterodimeric subunit peptides to a matrix
Exemplary Coupling Protocol, Application Using Derivatized Matrices
Preparation of the affinity column, complementary heterodimer subunit peptide and / or
Or through such a column as a fusion with the selected protein.
Analysis of suspensions containing various contaminants along with peptides, as well as selected peptides
Removal of the tide and / or fusion from the column.
Example 11 describes the Western blot of a protein purified using the method described above.
The results of the analysis and ligand blot analysis are described. FIG. 16A shows a K coil
The relative purity of the PAK (128-144) / E coil purified using the
Shown is an image of a gel stained with Coomassie blue, as shown. As described in the examples
The gel was blotted, and Western blot analysis and ligand blot
Provided for analysis. The results shown in FIG. 16B show that the method of the present invention
Can be successfully used to effectively purify proteins or polypeptides.
You.
VI.Detection reagent using heterodimeric subunit peptide
The present invention relates to the expressed proteins, in particular the α-helix sub
Fusion protein having a heterodimeric subunit peptide capable of forming a unit
Involves the synthesis and use of reagents to detect proteins. The reagent is a fusion protein
Including but not limited to expression detection, ELISA applications, radioimmunoassays, etc.
Not used in numerous research and clinical applications. The detection reagent is also selected
May form part of a kit for detecting the expression of a given polypeptide. here,
The kit may form an α-helical coiled-coil heterodimer according to the present invention.
Expression vector containing a DNA region encoding a heterodimeric subunit peptide
Also included.
In one aspect, the detection reagent is (i) designed and designed according to the methods described herein.
And the formed heterodimeric subunit peptide, and (ii) a reporter component
Including children. The reporter molecule couples to the heterodimer subunit peptide.
(E.g., facing outward of the heterodimeric subunit peptide).
At the heptad position (eg, position f), an amino acid coupling such as a cysteine residue
To the coil peptide)
Can be synthesized in a row (eg, as described in Example 10).
Alternatively, the reporter molecule can be a heterodimer, for example, as a radioactive amino acid.
Can be incorporated into subunits. Radioactive amino acids are commercially available from a number of sources.
Chemical and biological synthesis according to methods well known in the art.
During the heterodimeric subunit peptide.
Reporter molecules include but are not limited to radioactive groups, fluorescent tags, enzymes, etc.
May be selected from a number of reporter molecules well known in the art. Enzyme marker
The use of and methods of incorporating them into biological detection systems are known in the art.
(Eg, see Ausubel et al., (1988) for general methods;
For illustrative exemplary reporter enzymes, see, eg, Lucif
Chelase (Brasier et al., 1989; Gould and Subramani, 1988), chlorampheni
Call acetyltransferase (CAT; Gorman et al., 1982), β-galactosida
(An et al., 1982). Preferably, the reporter molecule is capable of forming a heterodimer.
Non-interfering, attached to the coupling position in the heterodimeric subunit peptide
Is done. One preferred position is position f of the subunit.
Example 13 describes a heterodimeric subunit peptide reporter according to the invention.
Provides details for forming the molecule. FIG. 19 shows a protein expressed according to the present invention.
In certain embodiments used to detect the presence of protein, the solid phase (ELISA
2) shows the reporter molecule in the assay.
In one exemplary embodiment, the reporter molecule is a heterodimer subunit.
Knit fusion protein (eg, PAK cilia antigen / E coil fusion described in Example 9)
ELISA) used to quantitatively detect the presence of
Used.
FIG. 19 shows a 17 amino acid Pseudomonas aeruginosa strain formed from a peptide derived from PAK cilia.
FIG. 1 shows a schematic diagram of an ELISA detection system for detecting a fusion protein to be formed. See figure
In contrast, a solid phase, such as plate 50, can be prepared according to standard methods known in the art.
Coated with a capture molecule such as PAK ciliary peptide specific antibody PK99H52. Fusion
The sample containing protein 54 binds to the plate and binds the protein to antibody 52.
Contacted under promoting conditions. As shown, fusion protein 54 is
It consists of rhodimer subunit peptide 56 and PAK cilia peptide 58. Unbound
After washing the plate to remove proteins, detection reagent 60 (this is a reporter
-Comprising the complementary heterodimeric subunit peptide 62 attached to the molecule 64)
Is added to the plate and with the complementary heterodimer subunit peptide 56
Reaction under conditions promoting the formation of a coiled-coil heterodimer complex between 62 and 62
Let me do. After further washing of the plate, detection of the reporter molecule is
Used to quantify the amount of fusion protein 54 that is bound to.
Other embodiments of the invention using reporter molecules are described in the description provided above.
It is clear. For example, the reagents can be used in complementary
Used to detect the presence of a fusion protein containing a mer subunit peptide
Similarly; the reagents can be obtained by plaque or by plating according to methods
Can be used to detect expression of the fusion protein in a vesicle expression system.
The following examples illustrate the invention but do not limit it in any way.
Not intended.
Materials and methods
A.Abbreviation
The abbreviations used in the examples are t-BOC, tert-butoxycarbonyl; DCM,
Chloromethane; DIEA, diisopropylethylamine; DCC, dicyclohexylcar
Bodiimide (dicyclohexylcarbodimide); DMF, N, N-dimethylformamide; Gn
d, guanidium; HF, hydrogen fluoride; DCU, dicyclohexylurea; BSA, bovine
Serum albumin.
B.Buffer
Phosphate buffered saline (PBS)
10x stock solution, 1 liter:
80 g NaCl
2 g KCl
11.5 g NaTwoHPOFour・ 7HTwoO
2g KHTwoPOFour
Working solution, pH 7.3:
137 mM NaCl
2.7 mM KCl
4.3 mM NaHPOFour・ 7HTwoO
1.4 mM KHTwoPOFour
C.Strains and plasmids
E. coli obtained from New England Biolabs, Beverly, MA. coli expression strain JM83 (Yanisch-Per
ron et al., 1985) as host cells in experiments illustrating prokaryotic expression systems.
did. Cells were harvested from Luria broth (LB) medium (MiMi) supplemented with 100 μg / ml carbenicillin.
ller, 1972). Plasmids for eukaryotic systems were coli Top10F '
Grown and cloned in a strain (Grant et al., 1990) and Pichia pastoris GSl
It was expressed in 15 strains (Cregg et al., 1985). Both of these are from Invitrogen (San Diego,
CA).
Plasmid pASK40 (Skerra et al., 1991) was transformed into E. coli. Plasmid construction for E. coli expression
Used for construction. The yeast expression plasmid pIC-9 (Invitrogen) was used for yeast expression.
Used for plasmid construction.
D.Enzymes and oligonucleotides
Restriction enzymes and DNA modifying enzymes were purchased from GIBCO BRL (Gaithersburg, MD)
. Deoxyribonucleotides were transferred to an automated DNA synthesizer Model 380A (Perkin-Elmer Appl.
ied Biosystems Division, Foster City, CA). Plasmid DNA
Separation and routine procedures were performed using standard procedures (Sambrook et al., 1989; Ausubel et al., 1988).
). Dideoxy sequencing of cloned plasmid constructs (Maxa
m and Gilbert, 1977) with biotinylated primers and chemiluminescence detection.
(Amersham, Arlington Heights, IL) using modified polymerase chain reaction (PCR
) Performed using the cycle sequencing protocol (Craxton, 1991).
E. FIG.SDS-PAGE
Sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE)
Using a 15% acrylamide gel, a mini gel device (“MINI-PROTEIN II” Dual Sl
ab Cell, Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA) in Laemmli et al. (1973).
Performed as described. The gel was stained with Coomassie Blue (R-250, Bio-Rad)
.
F.Western blot
Proteins on SDS-PAGE gels were analyzed using the protocol of Towbin et al. (1979)
Mini Trans-Blot Electrophoretic Transfer Cell (Bio-Rad Laboratories)
And transferred to a nitrocellulose membrane. Transfer is
After 30 minutes, typically, under a constant current of 300 mA (Model 200 / 2.0 Power supply, Bi
oRad) Completed.
Excess binding sites on the membrane are removed using 50 mM Tris-hydroxy-methylamino
Tan (Tris) HCl (pH 7.5), 150 mM NaCl, 0.05% (v / v) "NONIDET-P40", 0.1%
A chamber with a blocking solution consisting of 25% (w / v) gelatin and 3% (w / v) BSA
Incubator shaker set at 100 rpm for 1 hour at room temperature (model G25
Gyroshaker, New Brunswick Scientific, New Jersey, USA).
Blocked by incubation. 0.1% membrane at room temperature twice
10 mM Tris-HCl buffer (pH 7.5) containing "TWEEN-20" and 0.05% (w / v) BSA
) (TTBS).
G. FIG.Ligand blot
The proteins separated on the SDS-PAGE gel are transferred to a nitrocellulose medium as described above.
Transferred to Memblen. Protein on the membrane, 1 membrane
Time, PBS-ED buffer containing 6 M guanidine HCl (20 mM potassium phosphate (pH 7
.9), denatured by immersion in 200 mM KCl, 1 mM EDTA, 1 mM DTT). Ta
The protein was slowly regenerated by four 1: 1 serial dilutions of the membrane in PBS-ED.
And washed in fresh PBS-ED buffer to remove residual guanidine HCl. Me
Membrane was added to 0.05% (v / v) Nonidet-P40, 0.25% (w / v) gelatin and 3% (w / v).
/ v) Incubate for 1 hour at room temperature in PBS-ED blocking buffer containing BSA.
Blocked in beta shaker for 1 hour. Blot once with PBS-ED
Sensation.
Example 1
Chemical synthesis, purification and analysis
The peptide was synthesized by solid-phase peptide synthesis using benzhydrylamine-hydrochloride.
Biosystems (Foster City, CA) Peptide Synthesizer Mod
el 430A, as described previously (Hodges et al., 1988).
It was chemically synthesized using xycarbonyl (t-Boc) chemistry. Peptide, resin
Hydrofluoric acid containing 10% anisole and 2% 1,2-ethanedithiol
(HF; 20 ml / g resin) for 1 hour at -5 ° C to 0 ° C.
did.
The crude reduced peptide was subjected to reverse phase high performance liquid chromatography (RPC) and SYNCH
ROPAK ”RP-P semi-preparation C18Column (inner diameter 250 × 10 mm, particle size 6.5 μm, pore size 300 mm)
; Synchrom, Lafayette, IN) 0.5% B / min and 2 ml / min linear AB gradient
Purified using Here, the solvent A is 0.05% trifluoroacetic acid (TFA) in water.
And solvent B was 0.05% TFA in acetonitrile.
Amino acid composition and mass spectrometry were consistent with the designed sequence. Amino acid analysis
The purified peptide was incubated in 6N HCl containing 0.1% phenol at 100 ° C. for 24 hours.
The hydrolysis was carried out in a sealed tube evacuated for one hour at 160 ° C. or at 160 ° C. amino acid
Analysis was performed on a Beckman model 6300 amino acid analyzer (Beckman, San Ramon, CA).
Was. The exact primary ionic molecular weight of the reduced peptide was determined using the BIOION-20 Nordic (Uppsala, S
Weden) was confirmed by a plasma desorption time-of-flight mass spectrometer.
Example 2
Circular dichroism measurement
Circular dichroism (CD) spectra at 20 ° C, Jasco DP-500N data processor,
(Model RMS) water bath (Brinkmann In) for temperature control of cuvettes and cuvettes
Jasco J-500C spectropolarimeter equipped with instruments, Rexdale, Ontario, Canada
asco, Easton, MD). Stationary NTwoFlash was used. Reconnect equipment
Calibration was routinely performed at 290 nm using an aqueous solution of crystalline d-10-(+)-camphor sulfonic acid.
The molar ellipticity at 200 nm is calculated as the average residue molar ellipticity ([θ]220degcmTwo・ Dmol- 1
) And is calculated from the following formula:
[θ] = [θ]obs× mrw / 10 × 1 × c
[θ]obsIs the ellipticity measured in degrees, and mrw is the average residue molecular weight (amino acid residue
Molecular weight of peptide divided by number), and c is in grams per milliliter
Peptide concentration and 1 is the optical path length of the cell in centimeters. CDs
The spectra were obtained by collecting data at 250 nm to 190 nm at 0.1 nm intervals.
Was the average of the scans.
Peptide concentration was determined by amino acid analysis. pH was measured at room temperature.
Example 3
Heterodimer versus homodimer formation
Peptides 0993 (SEQ ID NO: 26) and 0994 (SEQ ID NO: 27) were synthesized as described in Example 1.
Were synthesized as follows. The first heterodimer subunit peptide 0993 (SEQ ID NO: 26
) And a second heterodimeric subunit peptide 0994 (SEQ ID NO: 27)
The CD spectrum of the peptide mixture at different ratios was measured as described in Example 2,
The extent of heterodimer versus homodimer formation was determined.
Peptide was diluted with 0.1 M KCl and 50 mM potassium phosphate buffer (pH 7 at 20 ° C)
(Reaction buffer). Total peptide concentration (0993 and 0994
The sum of the concentrations was 20 μM.
The data show that as the peptide ratio changes from 0: 100 to 50:50, the peptide
Conformation changes from random coil structure to α-helix structure
Indicates that you have done. An equimolar mixture of the 0993 and 0994 peptides is 220 and 208 nm
At 220 nm, the average residue ellipticity at 220 nm is -31,760 degTwo・ Dm
ol-1Which corresponds to about 100% of the α-helix structure (Hodges et al., 1990),
This is because of the helical destabilization of homo-stranded coiled coils.
Interionic ionic repulsion causes the formation of hetero-stranded coiled coils
To provide the impetus for.
These results indicate that the mixture of peptides 0993 and 0994
To form a file.
Example 4
Attachment of peptide to heterodimer backbone by alkylation of thiol group
Binding to peptide sulphydryl groups was performed at ambient temperature at 50 mM N
HFourPerformed in OAc and 8M urea (pH 8). Bromoacetylation or iodoa
The ceylated peptide was dissolved in buffer (0.987 μM, 2 ml) and peptide 0994
(SEQ ID NO: 27) was added (2 ml) to a final concentration of 0.165 μM. The reaction mixture is light
It remains clear and is allowed to react at ambient temperature for 22 hours, at which point
Acidified (pH 2) by careful addition of TFA and lyophilized.
A.Conjugate purification and identification
The reaction mixture (2 ml) was applied to a Synchropak RP-8 semiprep column (250 mm × 10 mm).
I.D .; Synchrom Inc., Lafayette, IN). The conjugate was eluted by gradient elution (30
2% B / min over min, solvent A: 0.05% TFA / HTwoO; solvent B: 0.05% TFA / acetoni
Was easily separated from unreacted peptide using Freeze the isolated conjugate
Dry and redissolve in HPLC grade water (200 μl), which is then
Mono-S strong cation exchange column (Pharmacia, Uppsala, Sweden)
I took it. The gradient used during this purification step was a 1% B / min gradient (solvent A: 5 mM NaHTwo
POFour/ 20% acetonitrile (pH 5), solvent B: 5 mM NaHTwoPOFour/ 20% acetonitrile
, 1M NaCl (pH 5)). The isolated conjugate is then applied to a reverse phase column and
And desalted using a standard 2% B gradient (see above). Like this
Yielded a pure conjugate, which was shown by mass spectrometry to be the desired product.
(MW calculated: 7432.0, found, 7432.4).
Example 5
Recombinant coil gene synthesis
The E coil gene was synthesized as follows. Highly expressed Pichi DNA sequence
a codon bias based on the a pastoris gene (Koutz et al., 1989)
Constructed from the back translation of the coil protein sequence designed
Was. To avoid creating excessive restriction sites, four overlapping oligonucleotides
And electrolysis on a 12% polyacrylamide gel containing 7M urea
Purified by evacuation. The coiled DNA fragment was transformed into E as shown in FIGS. 5A to 5G.
E. coli DNA polymerase I was synthesized using the Klenow fragment.
Oligonucleotides 1 (SEQ ID NO: 6) and 2 (SEQ ID NO: 7)
Annealed together with the complementary sequences, and the remaining complementary strands were compared to FIGS. 5A and 5B.
As shown in the above, synthesis was carried out using Klenow fragment. Use the same protocol for oligo
Performed on nucleotides 3 (SEQ ID NO: 8) and 4 (SEQ ID NO: 9) (FIG. 5).
D and 5E).
Next, the double-stranded fragment was digested with the restriction enzyme Alw21 I, and each fragment was digested.
A sticky end was created at one end of the template (FIGS. 5C and 5F) and two flags
Fragments were ligated with T4 DNA ligase to form a 177 base pair double-stranded fragment (FIG. 5).
G). The fragments are cut out, electroeluted from the gel slice, and
Digested simultaneously with EcoR1 and BamH1 and cloned into a plasmid vector
Generated the appropriate 166 bp fragment.
Example 6
E . Expression of coil constructs in E. coli
The expression vector pASK40 was modified at its polycloning site to
De pRLD was generated. pASK40 was digested with EcoR1 and the resulting 5 ′ overhang was
Smoothed with g-Bean Nuclease. The blunted plasmid was then digested with HindIII,
And annealing oligonucleotides 5 (SEQ ID NO: 10) and 6 (SEQ ID NO: 11)
Synthetic 43 bp annealed deoxyribonucleotide sequence
Rejoined with Gment. This modification, which was confirmed by double-stranded DNA sequencing
) To shift the reading frame and to close the cloning site of pASK40.
It was designed to more closely match the cloning site of the Pichia pastoris vector.
The synthetic E coil gene was double digested with EcoR1 and BamH1 as described above, and
Forced cloning into pRLD digested with oR1 and BglII, coli E coil vector
This resulted in the production of pRLD-E (FIG. 5H). Ligated plasmid in E. coli expression strain JM83
Were transformed by heat shock treatment (Yanisch-Perron et al., 1985) and
Plated on selective LB plates supplemented with nisin (100 μg / ml). Coil remains
Gene insertion was performed by restriction digest analysis followed by miniprep of successful transformants.
Plasmid DNA was confirmed by DNA sequencing.
E. with pRLD-E. coli cells at 25 ° C with shaking at 100 μg / μl
0.5 A in LB medium containing benicillin550Grown up to Expression is
Ropyrthiogalactoside (IPTG) is added to a final concentration of 1 mM and added for 3 hours
Induction was carried out by incubating at ℃ with shaking.
The expressed protein was subjected to modified osmotic shock treatment (Ausubel et al., 1988).
I got it. Cells are harvested at 4000 xg for 10 minutes at room temperature and 5 mM EDTA and 20% screen
1 gram wet weight in 100 mM Tris-Cl (pH 8.0) (TES buffer) containing loin
Resuspended at 80 ml per well. Cells were shaken at 200 rpm for 10 minutes at room temperature. Then
The suspension is centrifuged again and the pellet is washed with 5 mM ice-cold MgSOFourResuspended in (wet
80 ml per gram weight). Shake this on ice for 30 minutes, then 8000 xg for 4
Centrifuged at 10 ° C for 10 minutes. The supernatant constituting the periplasmic fraction was purified by the following Example 8
Further purification was performed using a coil affinity column, as described in.
Example 7
Expression of coil constructs in yeast
The above E coil gene was ligated to the polymerase chain reaction (PCR; Saiki et al., 1988; Mullis
5 'EcoR1 site using as template for Mullis et al., 1987).
And an E coil gene with a 3 'NotI site was generated. Synthetic Ecopri (sequence number
No. 12) and Notpri (SEQ ID NO: 13) oligonucleotides were annealed at 50 ° C.
30 cycles at temperature were used as primers.
The PCR amplification product was transferred to plasmid pIC9 (Invitrogen, San Diego, Calif.)
Containing the α-mating factor leader sequence for secretion into
The chia E coil vector p9CE was generated. The successfully ligated plasmid was placed into E. coli.
E. coli cloning strain TOP10F 'and transformed with LB / carbenicillin (100 μg
/ ml) on the plate. Prepare plasmid DNA from selected colonies
And check for the correct insert size by digestion with restriction enzymes,
And confirmed by DNA sequence analysis.
Identified yeast plasmids were prepared as described (Cregg et al., 1985) by Pichia pastoris.
It was transformed into GS115 strain. GS115 is converted to YPD (1% peptone, 2% yeast extract, 2%
% Dextrose) medium (Romanos et al., 1991) at 30 ° C. with shaking.
5 A600And harvested by centrifugation. DH to cell pelletTwoO and
And 1 M sorbitol in water, followed by 25 mM EDTA and 100 mM dithiothreitol
1M sorbitol aqueous solution (SED buffer solution) containing
A series of washes were performed. Release the final pellet to 10 mM sodium citrate.
Buffer solution (pH 5.8) and 1 M sorbitol aqueous solution containing 1 mM EDTA (SCE buffer solution)
) And reconstituted with zymolase at a final concentration of 0.3 mg / ml
Processed.
Spheroplasting was performed at 30 ° C. and aliquots taken at various time points were
By treating with 5% SDS and checking its absorbance at 800 nm
Monitored. Harvest cells by centrifugation at 70% spheroplasting
And washed with 1 M aqueous sorbitol, 10 mM Tris-HCl (pH 7.5) and
10 mM CaClTwoWashing in 1M sorbitol aqueous solution (CaS buffer) containing
Was. Resuspend the spheroplasts in CaS and use immediately for DNA transformation.
Used.
In preparation for transformation, 10 μg of plasmid p9CE DNA was digested with the restriction enzyme BglII.
To generate two linear fragments and run on a 0.7% agarose gel.
Confirmed by electrophoresis. Freshly prepared spheroplasts are combined with digested DNA
Incubated at room temperature for 0 minutes. 10 mM CaClTwoAnd 10 mM Tris-HCl (pH 7.5)
Add a fresh solution of 20% PEG containing PEG (PEG / CaT) and incubate
Continued for another 10 minutes.
Cells were harvested at 750 × g at room temperature and the supernatant was aspirated. Pellet the SOS medium
(1M sorbitol, 0.3 × YPD medium, 10 mM CaClTwo) And resuspend in cells
Is allowed to recover for 20 minutes, after which 1M aqueous sorbitol is added and the selective RDB plate is added.
Rate (1M sorbitol, 1% dextrose, 1.34% yeast nitrose)
Base, 4 × 10-5% biotin and 0.005% amino acid (excluding histidine)
). Place the recombined clone in the absence of histidine
Chromosomal AOX1 gene replacement by selective minimal methanol
Ground (1.34% yeast nitrogen base, 4 × 10-5% biotin, 0.5% meta
Nol). Successful linearization of plasmid fragment
The clone after integration was used as a vector-specific primer (SEQ ID NO: 14, SEQ ID NO:
15) using PCR screening (Clare et al., 1991).
A recombinant yeast clone exhibiting a methanol-sensitive phenotype (MetS) was transferred to a BMGY medium (Pep
Ton, yeast extract, yeast nitrogen base, biotin, glycerol)
1.0 A in600Cultured until Next, the carbon and energy sources were changed to methanol (BMM
Y medium) to allow induction using the AOX1 promoter (Ellis et al.,
1985). After 72 hours of induction, the culture supernatant was collected by centrifugation at 4000 xg and
And in the preparation for coil affinity purification described in Example 8 below.
, Filtered through a 0.2 μm filter.
Example 8
Selective dimerization with affinity matrix affinity column
Protein purification
This section describes an algorithm designed for the purification of polypeptides containing coiled peptides.
The preparation and use of the affinity matrix is described. Affinity refined hands
The order is the complement of the heterodimeric subunit peptide immobilized on the solid phase.
Selective dimerization to proteins or peptides containing telodimer subunits
based on. In particular, the polypeptide selected for purification may be an immobilized peptide.
Designed and synthesized to contain a heterodimeric subunit peptide complementary to the
The fusion peptide was
Generally, to prepare a selective dimerization affinity matrix, the phase
One of the pair of complementary peptide subunits is linearized according to methods known in the art.
Synthesized as a peptide, purified and then via one of the residues present in the peptide
To bind to the solid matrix. Preferably, the cysteine residue is
Available for matching.
The following sections describe the affinity to which the heterodimeric subunit peptide is attached.
The preparation of the affinity matrix is described. Complementary heterodimer subunit pair
Binding of peptide to affinity matrix and color of complementary subunit
The conditions used for elution from the system are also detailed below.
A.Preparation of selective dimerization affinity matrix
1.Preparation of peptide. Design the complementary peptide as described above to
Rix-coiled-coil heterodimers were formed. For binding to the solid phase,
One of the peptide subunits contains a spacing group (C-terminal in SEQ ID NO: 27).
Shown as the last 5 amino acids), and for chemical coupling to the matrix.
Synthesized with a C-terminal cysteinamide for convenience.
The following complementary peptide pairs were designed and prepared as follows:
SEQ ID NO: 26 (peptide 0993):
Ac-EVSALEKEVSALEKEVSALEKEVSALEKEVSALEK-Amide
SEQ ID NO: 27 (peptide 0994):
Ac-KVSALKEKVSALKEKVSALKEKVSALKEKVSALKEGGGnLC-amide
gabcdefgabcdefgabcdefgabcdefgabcdef
Peptides were synthesized on a solid phase peptide synthesizer (430A Ap) using standard t-BOC chemistry.
plied Biosystems Inc .; Foster City, CA). Peptide, fluorinated water
It was cut off from the synthetic resin by treatment with acetic acid. Purification of each peptide by reversed phase high performance
This was performed using liquid chromatography (RP-HPLC).
2.Coupling peptides to affinity matrices. Control hole (cont
rol pore) aminopropyl glass resin (220 mg (22 μmol); Sigma, G-4643, flat
Equilibrium: 500 angstroms, 200-400 mesh, amine content 110 umol / g gala
Was washed twice with 5.0 ml each of DMF, DCM and DMF. Resin to 5.0 ml DIEA /
Neutralized with DCM solution (5% v / v) for 5.0 minutes, then drained.
The resin was then stirred for 25 minutes in a solution of bromoacetic acid dissolved in a DCC / DCM solution
. The DCC / DCM solution contains 138 mg (1.0 mmol) of bromoacetic acid (Aldrich Fine Chemicals
Catalog No. 25.935-7) is dissolved in 2.0 ml of 0.5 M DCC / DCM solution and stirred for 15 minutes.
And prepared by filtration to remove insoluble DCU. Resin again
Drained and washed three times each with 5.0 ml of DCM, DMF, MeOH, DCM. Then get
The activated glass resin obtained was dried.
Peptide 0994 (SEQ ID NO: 27; 26 mg, 6.15 μmol) was added to 3.0 ml of 100 mM NH 3FourHCOThree
Dissolved in solution (pH 8.0). This solution was added to the activated glass resin beads
. The peptide resin solution was stirred for 1.5 hours, after which the resin was drained and 5.0 ml of HTwoO
And washed.
The remaining unreacted bromoacetyl groups areFourHCOThreeΒ-mercaptoethanol
Cap by adding 5.0 ml of a 1% v / v solution of
Stirred for 0 minutes. The resin is then drained and HTwoWith O, DMF, and methanol
Washed 5 times and then air dried for storage. Qualitative ninhydrin coupling
Confirmed by test.
B.Preparation of affinity column
Prepared dimerization chromatography on RP-HPLC guard column (5mm x 20mm)
-Resin was dry-packed. The column was then pumped at a flow rate of 0.2 ml / min for 10 minutes.
Washed with the following solution: HTwoO, 50% acetonitrile-HTwoO, 50 mM potassium phosphate
(PH 7.8) 5.0 M GndHCl and HTwoO. This sufficient washing should be
Performed to remove non-specific, non-covalently bound peptides as well.
C.Heterodimer subunits with selective dimerization affinity matrices Chromatography
Affinity columns prepared as described in detail in Part B above
% HTwoEquilibrated in O at a flow rate of 0.2 ml / min. 50 μl sample of peptide 0993 (distribution
Column no. 26; 1 mg / ml in 10 mM phosphate buffer, pH 6.5) and eluted
The fractions collected were collected for analysis by RP-HPLC. RP-HPLC, HTwoFlat with 0.05% TFA in O
Performed on an equilibrated C-8 Zorbax analytical column and dissolved at 2% / min at a flow rate of 1 ml / min.
Elute with a gradient of liquid B (0.05% TFA acetonitrile) and detect at 210 nm
did. After injection of the sample into the affinity column, the column is
Le / HTwoWash with a solution of O for 5.0 minutes and elute the eluate during the washing step by RP-HPLC.
Collected for analysis. The peptide was then removed from the affinity column by 50 mM
Solution of 5.0 M GndHCl in potassium phosphate (pH 7.8), followed by several volumes of HTwoUse O
And eluted.
FIG. 7A shows the chromatogram of peptide 0993 eluted from the RP-HPLC column in about 25 minutes.
Show the system.
FIG. 7B shows the peptide coupled to the selective dimerization affinity column described in Part C above.
After injection of tide 0993, the injection flow-through analyzed by RP-HPLC under the above conditions
2 shows the chromatogram of the minutes. The absence of a peak at 25 minutes indicates that virtually all
Indicates that the loaded peptide was bound to the column.
FIG. 8 shows the chromatogram of the 60% acetonitrile washed fraction of the affinity column.
Show the system. The presence of only the minor peptide peak at peptide 0993 position
Indicates that the peptide was not eluted by the washing procedure.
FIG. 9 shows a chromatogram of the GndHCl eluted fraction. Major peak eluting in about 25 minutes
The peak is peptide 0993, which is required for 0.5 M GndHCl to elute this fraction.
It is effective.
D.For the removal of non-specific peptides from a selective dimerization affinity column Condition
Studies were performed to remove nonspecific binding of charged peptides from the affinity column.
In order to determine the conditions for this, we have carried out in support of the present invention. The following peptide
Used in test mixtures.
Peptide test mixture:
Peptide sequence Net charge at pH 6.0
SEQ ID NO: 28
(Actin 1-28) Ac-DEDETTALVADNGSGLUKAGFAGADAPR-amide-4
SEQ ID NO: 29
(Anion exchange standard product) Ac-EYAAEAAEGLE-amide-4
SEQ ID NO: 30
(TnI 104-115) Ac-GKFKRPPLRRVR-amide +6
To test for non-specific binding, apply the affinity column to 10 mM phosphate
Equilibration was performed in a buffer solution (pH 6.5) at a flow rate of 0.2 ml / min.
100 μl sample of peptide test mixture (1 mg / ml in 10 mM phosphate buffer, pH 6.5)
Actin 1-28, 1 mg / ml anion exchange std., 2 mg / ml TnI 104-115)
During the injection, the eluate was collected for analysis by RP-HPLC. Figure 10 shows the Affinity
Chromatography of the peptide mixture that was run on the RP-HPLC column before loading on the tea column.
3 shows a mattogram. The conditions for flowing this column are detailed in Part D above.
The conditions were the same as those described in (1). Shows the three above-mentioned peptides in the mixture
Three major peaks are shown in the figure.
Next, the affinity column was washed with a solution of 0.2 M KCl / 10 mM phosphoric acid for 5.0 minutes.
And during the washing step, the eluate was collected for analysis by RP-HPLC. FIG.
The chromatogram of the eluted fraction is shown. A single major peak eluted at about 12 minutes is positive
A (+6) positively charged TnI 104-115 peptide (SEQ ID NO: 28) is loaded on the column.
Less retained, while both negatively charged proteins were retained.
Show.
Next, the affinity column was washed with a 0.5 M KCl / 10 mM phosphoric acid solution for 5.0 minutes,
During the washing step, the eluate was collected for analysis by RP-HPLC. Figure 12 shows the peptide
Shows detectable peptide peaks eluting at positions corresponding to any component of the mixture
Not.
Next, the affinity column was washed with a solution of 1.0 M KCl / 10 mM phosphoric acid for 5.0 minutes.
And during the washing step, the eluate was collected for analysis by RP-HPLC. Shown in FIG.
You
The chromatogram shows the anion exchange standard peptide (SEQ ID NO: 29) and actin 1
This shows that both ~ 28 peptide (SEQ ID NO: 30) were eluted by this step.
Subsequent washes were performed with (a) 1.0 M KCl, and (b) 50 mM KCl.TwoPOFour5.0M GndHCl in (pH7.8)
Performed using the solution. These fractions were used for RP-HPLC analysis as described above.
Collected. Figures 14 and 15 show that under these conditions, additional test peptide
It was not eluted from the ram.
E. FIG.Purification of recombinant PAK pilin / E coil peptide
This section describes the purification of a recombinant PAK pilin / Ecoil fusion protein.
The fusion protein was produced as described in detail in Example 9.
1.Preparation of a peptide affinity matrix.1 g (110 μmol) of amino
Nopropyl control pore glass resin (Sigma, Cat♯G-4643) in 15.0 ml DMF, DC
Washed twice with M and DMF. Resin was washed with 15.0 ml of 5% v / v DIEA / DCM solution
Neutralized for minutes and then drained. 2 ml of 0.5 M dicyclohexylcarbodiimide / D
The CM solution was added to 138 mg (1.0 mmol) of a 0.5 M dicyclohexylcarbodiimide / DCM solution.
Was added and the mixture was stirred for 15 minutes.
The mixture was then filtered, and the prepared glass resin beads were added to the solution.
The final volume of the mixture was made up to 20 ml with dichloromethane. Stir the mixture for 25 minutes
And then discharged. Wash resin 3 times with 15.0 ml DCM, methanol and DCM
And then dried. Qualitative ninhydrin test to confirm coupling
Went for. 100 mg (23.7 μmol) of peptide 0994, 30.0 ml of 100 mM NHFourHCOThree(
pH 8.0) and then added glass resin beads. 30 minutes of peptide resin solution
While stirring. The resin is then drained and 5.0 ml of HTwoWashed with O. Unremaining
The bromoacetyl group in the reaction was replaced with 100 mM NHFourHCOThree1% v / v β-mercaptoe in pH 8.0
Cap by adding 20.0 ml of the ethanol solution to the resin, and mix the mixture for 15 minutes.
Stirred for minutes. The resin is then drained and HTwoO, 0.1% TFA, HTwoO, ethanol
, Washed 5 times with acetone and then dried for storage. Amino acids
Removed for analysis and theoretical tolerance determination.
2.Preparation of affinity column.Two columns for affinity purification
I) Stainless steel RP-HPLC guard column (5mm x 20mm) and
ii) Stainless steel RP-HPLC column (10 mm x 200 mm). Prepare each column
Dry-packed to the top with the obtained dimerization chromatography resin. packing
After that, each column was washed with the following solution at a flow rate of 0.5 ml / min. HTwoO, 50m
5.0 M GndHCl in M potassium phosphate solution (pH 7.0), 50% acetonitrile containing 0.1% TFA
Lil / HTwoO, and HTwoO.
3.Purification of recombinant peptides. The column is first treated with 10 mM phosphate buffer (pH 6.0).
Adjusted. Filter the periplasmic fraction or whole cell extract at a flow rate of 0.2-0.5 ml /
Loaded in minutes. After loading, replace the column with 5.0 ml (small column) or 20 ml (large
Column) 0.5 M KCl in 10 mM phosphate buffer (pH 6.0), followed by 10 mM phosphate buffer
Washed with 80% acetonitrile (v / v) in liquid (pH 6.0). Of the bound peptide
Final elution was performed with 50% acetonitrile / H with 0.1% TFA.TwoWith O (v / v / v) wash
went.
The presence of the recombinant protein in the eluted fraction was determined by RP-HPLC (Zorbax C-8 analytical column (10 m
m × 250 mm)) using a linear AB gradient of 1.0% B / min from 0% to 60% B
Evaluation was performed at a flow rate of 1.0 ml / min. Here, the solvent A is 0.05% trifluoroacetic acid in water.
(TFA) and solvent B was 0.05% TFA in acetonitrile. All implementation
The time was 60.0 minutes.
FIG. 17 shows a crude periplasm containing a load fraction containing recombinantly expressed E-coil peptide.
From the loaded sample and the affinity column
3 shows an RP-HPLC chromatogram of the eluted fraction. The HPLC run is shown as follows
A: a. Before elution; b. Crude periplasmic extract, c. Periplasmic extract bray
Break-through; d. 0.5M KCl wash; e. 80% acetonitrile wash
F. First elution wash; g. A second elution wash; h. Breakthrough re-pass and
First elution wash after subsequent wash.
FIG. 18 shows recombinantly expressed PAK-cili-E coilope derived from crude periplasmic extract.
Figure 4 shows an RP-HPLC chromatogram of the purification of the peptide. All HPLC runs were performed as described above.
I went to. The HPLC runs are shown as follows: a. Before elution; b. Coarse periplasmic extraction
Birth, c. Breakthrough of periplasmic extract; d. 0.5M KCl wash; e. 80
% Acetonitrile wash; f. First elution wash; g. Second elution wash.
Example 9
PAK Ciliary antigen / E coil fusion
17 amino acid ciliated epithelial binding domain of PAK cilia (SEQ ID NO: 5) (128-144; Lee et al.,
1994) encoding two complementary oligonucleotides (oligonucleotide sequences).
SEQ ID NO: 16 and SEQ ID NO: 17) were synthesized. Sterilize equimolar ratio of oligonucleotide
Dissolve in water, mix together, heat to 80 ° C. for 5 minutes and slowly cool to room temperature
This was annealed. 4% agarose annealed oligonucleotide
Gel electrophoresis and excise 54 bp fragment and modified freeze compression
It was eluted from gel slices by the freeze-squeeze method (Sambrook et al., 1989). Simple
To put it simply, the excised band was applied to a spin filter column (BioRad.Richmond
.CA) and placed in liquid nitrogen for 5 minutes. Then, eppen the filter
Into a dorf tube and in a microcentrifuge at maximum speed (about 14,000 rpm
) Rotated.
After ethanol precipitation, the eluate was treated with T4 polynucleotide kinase at 37 ° C for 30 minutes.
And inactivated the enzyme at 65 ° C. for 15 minutes. Then the phosphorylated fragment
Was cloned into shrimp alkaline phosphatase treated EcoR1 digested pRLDE
And transformed into E. coli strain JM83, pRLD on LB / Carbenicillin plates.
An E-PAK clone was generated.
Insert orientation and sequence, restriction analysis and miniprep DNA plasmid
Was confirmed by sequencing. Expression and purification of PAK / E coil fusion protein
, E coil proteins as described previously.
Example 10
TheLean fluorescent protein / E coil fusion
A green fluorescent protein (GFP) cDNA clone (Prasher et al., 1992) was cloned from ClonTech (P
alo Alto, CA). GFP-specific PCR primers (oligonucleotide sequence
No. 18 and SEQ ID No. 19) were constructed with flanking EcoR1 restriction sites and GFP
Gene PCR was performed under standard conditions (Saiki et al., 1988). 1% agar for PCR product
Run on a roth gel and excise the 700 bp amplification product and run on a gel as described above.
Eluted.
Plasmid pRLDE-GFP digests the eluted DNA fragment with EcoR1, and
Ligate DNA into shrimp alkaline phosphatase treated EcoR1 digested pRLD-E
It was built by doing. Next, pRLDE-GFP was transformed into the E. coli TOP 10F 'strain.
Orient the gene in an LB / CA / IPTG transformation plate (100 μg / μl carbenicillin, 0.8
Determined by direct detection of fluorescent colonies on (mM IPTG). Gene sequence
Confirmed by restriction analysis and sequencing. Protein expression and purification
Performed as described in.
Example 11
PAK / Western and ligand blot analysis of E-coil fusions
From E. coli JM83 cells containing expressed Ecoil-tagged PAK17 mer peptide
Crude periplasmic preparation and purified by K-coil affinity column
The PAK17 / E coil was transferred to a power supply model 1420A (BioRad Laboratories) for 200 minutes.
Fractionation was performed by SDS-PAGE at a constant voltage of V. Figure 16A, stained with Coomassie blue
The image of the gel is shown. Lanes are as follows: Lane 1: Crude PAK (12
8-144) / Ecoil periplasm preparation; lane 2: K coil affinity color
Lane 3: Rainbow marker (2-
45 kDa).
The gel was blotted and subjected to Western blot as described above.
Monoclonal elicited against Pseudomonas aeruginosa K strain cilia (PAK cilia)
Antibody PK99H was diluted with TTBS (1: 500) and 1 hour at room temperature with gentle shaking
Incubated with blot. The blot is then washed three times with TTBS and
Goat anti-mouse IgG (H + L) -alkaline phosphater diluted 1: 10,000 with TTBS
Conjugate (Jackson Laboratories) was incubated with the blot as described above.
I did it.
The blot was washed three times with TTBS, followed by a final wash with Tris-buffered saline.
Antibody binding was performed using alkaline phosphatase substrate (100 mM NaCl and 5 mM MgClTwoContains
Nitro blue tetrazolium chloride dissolved in 100 mM Tris-HCl (pH 9.5)
And 5-bromo-4 chloro-3-indolyl phosphate).
And visualized by: For color development, remove the nitrocellulose strip with deionized water.
Stopped.
Ligand blots act as probes for biotin-labeled (bt) K coils
Performed to evaluate ability to do. The gel shown in FIG. 16A was blotted as described above.
And biotin-labeled K coil (1 mg / ml) with PBS-ED blotting buffer
1: 500 and mix with blot with gentle agitation at room temperature for 1 hour.
Incubated. The membrane was washed three times (10 minutes per wash).
Streptavidin-alkaline phosphatase conjugate (Jackson ImmunoResear
ch Laboratory) with PBS-ED blocking buffer (1: 2500; vol / vol)
Then incubated with the blot for 1 hour at room temperature with gentle agitation.
The blot was washed three times with PBS-ED, and the substrate buffer (100 mM Tris-HCl (pH 9.5), 100 mM NaC
l and 5 mM MgClTwo). K-coil binding is performed by
Toroblue tetrazolium chloride and 5-bromo-4-chloro-3-indo
Visualization was performed by adding ril phosphate (NBT / BCIP). Color development, Nitrose
The lulose strip was stopped by rinsing with deionized water.
The results of Western blot and ligand blot analysis are shown in FIG. 16B. Leh
Two to three and eight to nine were probed using the ligand blot technique. on the other hand
, Lanes 5-6 and 11-12 were probed using Western blot technology.
Was. Lanes 1, 4, 7, and 10 are size markers (rainbow markers; 2-45)
lane 2: coupled to crude PAK (128-144) / Ecoil periplasm preparation
Lane 3: purified by K-coil affinity column
Lane 5: Crude PAK (128-144) / bt K coil bound to PAK (128-144) / E coil
Lane 99: Monoclonal antibody, PK99H, binding to Ecoil periplasm preparation
: K
Binds to PAK (128-144) / E coil purified by Ilaffinity column
Monoclonal antibody, PK99H; Lane 8: K-coil affinity column
Bt K coil binding to purified E coil; lane 9: Bt-K binding to PAK cilia
Coil; Lane 11: E coil purified by K coil affinity column
Monoclonal antibody that binds, PK99H; Lane 12: Normal mouse that binds to PAK cilia
IgG.
Example 12
Isolation of PAK / E coil fusion using K coil affinity column
A.Isotope (15 N) labeling
Single colony of E. coli JM83 strain with recombinant expression plasmid (pRLDE-PAK)
Was inoculated into 5 ml of LB medium containing 100 μg / ml carbenicillin (Sigma) and incubated at 37 ° C.
And grown overnight. Overnight culture (2 ml) was transferred to 200 ml of mini medium (0.6% NaHTwoPOFour, 0.
3% KTwoHPOFour, 0.05% NaCl, 4 mM MgSOFour, 2μM FeSOFour, 0.1%FifteenNHFourCl (Cambridge
Isotope Laboratories, Woburn, MA) and 1% D-glucose (pH 7.2).
I was inoculated. Once OD600Reaches 0.8-1.0, the IPTG
Was added to the culture to a final concentration of 1 mM. The culture was grown for an additional 6 hours at 37 ° C.
For further purification.
B.E.coli Preparation of periplasm preparation
The induced gene expression culture was collected by centrifugation (4000 × g, 10 minutes)
. Pellet the pellet with 100 ml of TES buffer (100 mM Tris, 10 mM EDTA and 20% sucrose).
And incubate for 10 minutes at room temperature with gentle agitation.
Was. Cells are harvested by centrifugation (7000 × g, 10 minutes) and 5 mM MgSO 4FourAgain
Suspended. The suspension was incubated in an ice-cool bath for 30 minutes with stirring
. Centrifuge the supernatant containing the periplasmic protein (5,000 xg, 10 minutes).
Collected and stored at -20 ° C or lyophilized.
C.PAK / HPLC affinity column for purification of E coil
Lyophilized expressed crude periplasmic preparation was added to 20 ml of 10 mM phosphate buffer (pH 6).
Dissolved. Wash the lysed sample (5 ml) with 10 mM phosphate buffer (pH 6.0).
After equilibration, equilibrate the affinity column with the K-coil peptide.
I did it.
The constant flow rate for HPLC was 0.2 ml / min. Remove the column after loading the sample.
Washed by injecting 5 ml of 0.5 M KCl in phosphate buffer (pH 6) for 5 minutes.
5 ml of 80% acetonitrile in 10 mM phosphate buffer (pH 6.5) for 25 minutes after washing with 0.5 M KCl
Was injected. The PAK / E coil fusion was transformed with ddH containing 0.1% TFATwo50% acetonitrile in O
Eluted with 5 ml of ril. Identification of eluted samples is determined by reversed-phase chromatography and quality
Confirmed using quantitative analysis.
Example 13
Detection reagent
This section describes the complementary peptides and α-helical coiled coils that are compatible with the present invention.
Fusions with heterodimeric subunit peptides capable of forming heterodimers
Describes the synthesis and use of reagents for detecting proteins.
A.Iodination reagent
Heterodimer subunit peptides were formed as described above. Then,
The peptide was iodinated according to standard procedures known in the art. Preferably, yo
Heterodimer subunit peptides designed for iodination are tyrosine residues
However, iodination also includes, for example, the Bolton-Hunter reagent (which is preferentially
Lysine residues). For example, the subunit anti
Lysine occupying position f of the repeat unit can be so derivatized. Bolton-Hunte
Kits containing the reagents are commercially available (eg, ICN, Costa Mesa, CA).
Another iodination method is the [IODOGEN] method. Here, 2 mCi of carrier-free Na1 twenty five
I, 75 μl of 0.5 M phosphate buffer (pH 7.4) and 20 μl of 1 μg / μl peptide
Add to μg “IODOGEN” coated polypropylene test tubes. Chu
The solution was stirred for 8 minutes and the solution was washed with a 10 x 0.46 cm C-8 reverse phase
Chromatography (Brownlee Labs. Santa Clara, CA) by HPLC.
. Sample material is reduced from 0.1% trifluoroacetic acid to 60% in 0.1% trifluoroacetic acid.
Elution was performed with a gradient to acetonitrile. Primary radiation-active iodinated peptide
Is detected by gamma detection of the fraction and the reporter in the method of the invention.
Used as a molecule.
B.Enzyme binding reagent
Enzyme binding reagents can be made according to methods well known in the art. One such
In the method, a desired protein such as alkaline phosphatase or luciferase
The gene for the porter enzyme is changed to the gene for the heterodimer subunit
The fused and expressed fusion protein is complemented with a complementary protein according to the method described above.
Affinity on rhodimer subunit peptide affinity column
Purified by chromatography.
In another method, a heterodimeric subunit peptide is converted to a reporter enzyme.
Chemically bond. For example, horseradish peroxidase (HRP) is a peptide
Present in the subunit (preferably located at the f heptad position of the coil peptide
Cysteine residues) via a disulfide bond. One way
In the above, HRP (6 mg / ml 0.1 M sodium phosphate buffer (pH 7)) was added for 0.5 to 1 hour.
Of the crosslinking reagent (N-succinimidyl 4- (N-maleimide) at 30 ° C.
Methyl) cyclohexane-1-carboxylate (SMCC) or N, N-dimethyl
N-succinimidyl 6-maleimidohexanoate (S) dissolved in formamide
MH) (10% solution). The reacted HRP was mixed with Sephadex G-25 (0.1M
Equilibrated with phosphate (pH 6); by gel filtration of Pharmacia, Piscataway, NJ)
Isolate. Reactive HRP with reduced cysteine containing heterodimer subunit
For coupling, the two components were mixed in a 1: 1 molar ratio and containing 2 mM EDTA.
In a 0.1M sodium phosphate buffer (pH 6) at a final concentration of 0.01 to 0.15mM at 4 ° C for 20 hours
Or for 1 hour at 30 ° C. The binding product is “ULTROGEL” AcA 44 (Pharmacia Bio
tech, Piscataway, NJ).
The HRP-conjugated heterodimer subunit peptide has 4-
When reacted with aminoantipyridine and the increase in absorbance at 510 nm is measured,
Acts as a reporter molecule.
Although the invention has been described with respect to particular methods and embodiments, various modifications and adaptations may be made.
It is understood that changes and modifications can be made without departing from the invention.
─────────────────────────────────────────────────────
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(51)Int.Cl.6 識別記号 FI
C12N 1/21 C12N 1/21
C12P 21/02 C12P 21/02
//(C12P 21/02
C12R 1:19)
(72)発明者 ユ,レイ
アメリカ合衆国 カリフォルニア 92037,
ラホヤ,ビア アリカント 3141−エイ
(72)発明者 バウティスタ,デイジー
カナダ国 ティー6ジー 2シー5 アル
バータ,エドモントン,112ティーエイチ
ストリート エヌ.ダブリュー.1ビー
−9105
(72)発明者 ホッジズ,ロバート エス.
カナダ国 ティー5ジー 2ビー2 アル
バータ,エドモントン,サスカッチェワン
ドライブ 9045
(72)発明者 トリペット,ブライアン
カナダ国 ティー6エイチ 5ビー5 ア
ルバータ,エドモントン,ミックナー パ
ーク 304−2
(72)発明者 カチア,ポール ジェイ.
カナダ国 ティー6ジー 0エス4 アル
バータ,エドモントン,81エスティー ス
トリート 11040
(72)発明者 アービン,ランドール ティー.
カナダ国 ティー8ジー 1シー1 アル
バータ,シャーウッド パーク,チェルシ
ー メイナー 9──────────────────────────────────────────────────続 き Continued on the front page (51) Int.Cl. 6 Identification symbol FI C12N 1/21 C12N 1/21 C12P 21/02 C12P 21/02 // (C12P 21/02 C12R 1:19) (72) Invention Yu, Ray United States of America California 92037, La Jolla, Via Alicant 3141-A (72) Inventor Bautista, Daisy Canada T6G 2S5 Alberta, Edmonton, 112T Street NH. Wu. 1B-9105 (72) Inventor Hodges, Robert S. Canada T5G 2B2 Alberta, Edmonton, Saskatchewan Drive 9045 (72) Inventor Trippet, Brian Canada T6H 5B5A Alberta, Edmonton, Mickner Park 304-2 (72) Inventor Katya, Paul Jay. Canada Tee 6G 0S4 Alberta, Edmonton, 81 Este Treat 11040 (72) Inventor Irvine, Randall T. Canada Country Tea 8 G 1 Sea 1 Alberta, Sherwood Park, Chelsea Mayner 9