JPH05501497A - Transesterification of phospholipids - Google Patents
Transesterification of phospholipidsInfo
- Publication number
- JPH05501497A JPH05501497A JP2513236A JP51323690A JPH05501497A JP H05501497 A JPH05501497 A JP H05501497A JP 2513236 A JP2513236 A JP 2513236A JP 51323690 A JP51323690 A JP 51323690A JP H05501497 A JPH05501497 A JP H05501497A
- Authority
- JP
- Japan
- Prior art keywords
- acid
- lipase
- phospholipids
- enzyme
- ester
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Pending
Links
Classifications
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
- C12P7/00—Preparation of oxygen-containing organic compounds
- C12P7/64—Fats; Fatty oils; Ester-type waxes; Higher fatty acids, i.e. having at least seven carbon atoms in an unbroken chain bound to a carboxyl group; Oxidised oils or fats
- C12P7/6436—Fatty acid esters
- C12P7/6445—Glycerides
- C12P7/6481—Phosphoglycerides
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N11/00—Carrier-bound or immobilised enzymes; Carrier-bound or immobilised microbial cells; Preparation thereof
- C12N11/02—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier
- C12N11/08—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer
- C12N11/089—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer obtained otherwise than by reactions only involving carbon-to-carbon unsaturated bonds
- C12N11/091—Phenol resins; Amino resins
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N11/00—Carrier-bound or immobilised enzymes; Carrier-bound or immobilised microbial cells; Preparation thereof
- C12N11/02—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier
- C12N11/08—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer
- C12N11/082—Enzymes or microbial cells immobilised on or in an organic carrier the carrier being a synthetic polymer obtained by reactions only involving carbon-to-carbon unsaturated bonds
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N9/00—Enzymes; Proenzymes; Compositions thereof; Processes for preparing, activating, inhibiting, separating or purifying enzymes
- C12N9/14—Hydrolases (3)
- C12N9/16—Hydrolases (3) acting on ester bonds (3.1)
- C12N9/18—Carboxylic ester hydrolases (3.1.1)
- C12N9/20—Triglyceride splitting, e.g. by means of lipase
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
- C12P13/00—Preparation of nitrogen-containing organic compounds
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
- C12P9/00—Preparation of organic compounds containing a metal or atom other than H, N, C, O, S or halogen
Abstract
(57)【要約】本公報は電子出願前の出願データであるため要約のデータは記録されません。 (57) [Summary] This bulletin contains application data before electronic filing, so abstract data is not recorded.
Description
【発明の詳細な説明】 リン脂質のエステル交換 技術分野 本発明は、酵素的エステル交換を用い、リン脂質中のアシル基を遊離脂肪酸エス テル又は遊離脂肪酸で交換する方法に関する。[Detailed description of the invention] Transesterification of phospholipids Technical field The present invention uses enzymatic transesterification to convert acyl groups in phospholipids into free fatty acid esters. The present invention relates to a method of replacing fatty acids with fatty acids or free fatty acids.
前景技術 リン脂質(グリセロリン脂質)、例えばホスファチジルコリンは、2個の脂肪ア シル基でエステル化されたグリセロールと1個のホスフェートもしくはエステル 化ホスフェート基もしくは栄養上の価値を改善するためリン脂質中のアシル基を 交換することが望ましい。foreground technology Phospholipids (glycerophospholipids), such as phosphatidylcholine, are composed of two fatty acids. Glycerol esterified with a syl group and one phosphate or ester conversion of phosphate groups or acyl groups in phospholipids to improve their nutritional value. Replacement is recommended.
特開昭63−185.391は、リン脂質および脂肪酸(もしくはエステル)を 適当な酵素で24〜48時間処理し脂肪酸の10〜20%交換を得るプロセスを 開示する。プロセスにおいて、セライト化の如き担体の使用が提案されている。JP-A No. 63-185.391 discloses that phospholipids and fatty acids (or esters) The process involves treatment with appropriate enzymes for 24-48 hours to obtain 10-20% exchange of fatty acids. Disclose. In the process, the use of carriers such as celitization has been proposed.
本発明の目的は、反応後容易に分離できかつ再使用でき更に固定床反応器に対し 有用である触媒を用い短時間でリン脂質中に所望の脂肪酸の高程度の導入を達成 できるようなリン脂質に対する改良された酵素的エステル交換プロセスを提供す ることにある。The object of the present invention is to be able to be easily separated and reused after the reaction, and to be suitable for fixed bed reactors. Achieving a high degree of incorporation of desired fatty acids into phospholipids in a short time using useful catalysts provides an improved enzymatic transesterification process for phospholipids that There are many things.
発明の開示 固定化された酵素を用いて得られることを見出した。従って、本発明は、酵素的 エステル交換を用い遊離的エステル又は遊離脂肪酸でリン脂質中のアシル基を交 換するプロセスを提供し、このプロセスにおいて酵素は粒状マクロポーラス担体 上に固定されていることを特徴とする。Disclosure of invention It has been found that this can be obtained using an immobilized enzyme. Therefore, the present invention provides enzymatic Transesterification is used to exchange acyl groups in phospholipids with free esters or free fatty acids. In this process, the enzyme is transferred to a particulate macroporous carrier. It is characterized by being fixed at the top.
四足火 本発明で用いられる酵素は、粒状マクロポーラス担体上固定されている。酵素は 単に担体上に吸着されていてもよく、又は当業者に公知のグルタルアルデヒド又 は他の架橋剤を用いた架橋により担体に結合している。quadruped fire The enzyme used in the present invention is immobilized on a granular macroporous carrier. The enzyme is It may be simply adsorbed onto a carrier, or glutaraldehyde or is bound to the carrier by crosslinking using another crosslinking agent.
好ましい担体の型は例えばアクリル、ポリスチレン又はフェノール−ホルムアル デヒド型の弱塩基性アニオン交換樹脂である。商業製品の例は、レバチット(L ewatit) (登録商標)E1999/85 (バイエル製品、西ドイツ) およびシュオライドDuolite(登録商標) B S −568(ローム アンド ハース)である。Preferred carrier types are e.g. acrylic, polystyrene or phenol-formal. It is a dehyde type weakly basic anion exchange resin. An example of a commercial product is Revachit (L ewatit) (registered trademark) E1999/85 (Bayer product, West Germany) and Shuolide Duolite (registered trademark) BS-568 (ROHM and Haas).
他の好ましい担体のタイプは、例えばフェノールホルムアルデヒド型、アクリル 型又はポリプレン型の吸着剤(非イオン)担体である。商業製品の例は、レバチ ット(Lewatit)2001/85 (アクリル、バイエル製品)およびア キュレル(Accurel) E P −100(ポリプロピレン、アクゾの製 品)である。Other preferred carrier types are e.g. phenol formaldehyde type, acrylic adsorbent (non-ionic) carrier of type or polyprene type. An example of a commercial product is Revati Lewatit 2001/85 (acrylic, Bayer product) and Accurel E P-100 (polypropylene, manufactured by Akzo) product).
他の好ましい固定化方法は、無機の支持物質を用いる方法であり、更に酵素は好 ましくは吸着又は共有結合により支持体に結合される。このような支持物質およ び固定化技術は、K、モスバッハ(補習) : Methoras in En zymology、 44’Immobilized Enzymes J ( アカデミツクプレス、1976 )に記載されている。Other preferred immobilization methods are those using inorganic support materials, and the enzyme is preferably Preferably, it is bound to the support by adsorption or covalent bonding. Such support materials and and immobilization techniques are described by K. Mosbach (supplementary study): Methoras in En zymology, 44'Immobilized Enzymes J ( Academic Press, 1976).
好ましい無機支持物質は、マクロポーラスシリカもしくはシリケート担体、例え ばBiocatalyst 5upports SC4BCIE/1987年6 月に記載されているプレス チミカル社販売のマクロポーラスシリカであり、こ こにおいて粒子の90%以上は粒径100〜1000 p mの範囲にあり、こ こにおいて粒子の径の80%以上は酵素法の直径の5〜45倍の直径を示す。Preferred inorganic support materials include macroporous silica or silicate supports, e.g. Biocatalyst 5upports SC4BCIE/6/1987 This is macroporous silica sold by Press Chimical Co., Ltd., which is listed in In this case, more than 90% of the particles have a particle size in the range of 100 to 1000 pm, and this In this case, 80% or more of the particle diameters are 5 to 45 times the diameter of the enzymatic method.
リン脂質のエステル交換に有用な固定化酵素は触媒1g(乾燥重量)当たり20 .000〜200.000 L Uで吸着される(LU1リパーゼ単では米国特 許4.810.414に記載されている)M案 使用すべき酵素は、動物、植物もしくは微生物起源のリパーゼである。経済的理 由に対し、微生物産生リパーゼ、例えば細菌もしくは菌類リパーゼが好ましい。The immobilized enzyme useful for transesterification of phospholipids is 20 per gram (dry weight) of catalyst. .. 000 to 200.000 L U adsorbed (LU1 lipase alone has a US special 4.810.414) Plan M The enzymes to be used are lipases of animal, vegetable or microbial origin. economic theory In contrast, microorganism-produced lipases, such as bacterial or fungal lipases, are preferred.
適当な酵素の幾つかの例は次の起源開示のリパーゼであるニーリゾムコール(R hizomucor (ムコール(Mucor) とも称す)、特にR,マイヘ イ(miehri) (M、m1ehei)自長の位置特異性リパーゼ、リボザ イム(Lipozyme) (登録商標)としてノボノルディスクa / sか ら商業的に入手可能。Some examples of suitable enzymes include Neelizomucor (R), a lipase of the following origin disclosure: hizomucor (also called Mucor), especially R, Maihe miehri (M, m1ehei) free-length regiospecific lipase, Riboza Novo Nordisk A/S as Lipozyme (registered trademark) commercially available.
−フミコラ(Humicola) 、特にH,ラヌギノサ(サーモマイセス ラ ヌギノサス(Thermosyces lanuginosusとも称す)由来 の位置特異性リパーゼ、米国特許4,810,414 、ヨーロッパ特許305 .216参照。- Humicola, especially H, Lanuginosa (Thermomyces la) Originated from Thermosyces lanuginosus (also called Thermosyces lanuginosus) regiospecific lipase, US Patent 4,810,414, European Patent 305 .. See 216.
−カンジダ ムゴサ(Candidd rugoe@ン(C,シリンドラセア( C、Cylindraceae)とも称す)由来の位置非特異的リパーゼ、該リ パーゼはリパーゼOF(多糖産業(株)として入手可能。- Candida mugosa (C, Cylindracea) C., Cylindraceae); Pase is available as Lipase OF (Polysaccharide Sangyo Co., Ltd.).
−プソイドモナス セパシア(Pseudosoas cepacia)由来の 位置非特異性リパーゼ(W 089101032)。- derived from Pseudomonas cepacia Regiononspecific lipase (W 089101032).
他の酵素は、参考のため記載された特開昭63−185.391第6欄〜7欄に 記載された酵素である。Other enzymes are listed in columns 6 to 7 of JP-A-63-185-391, which are listed for reference. The enzyme described.
1三皇五粂作 反応系における水の量は、制御されるべきである。何故なら、一定の水分活性が 固定化酵素に対しては要求されるが、余りに高い水分含量はリン脂質の余りに多 くの好ましくない加水分解を引きおこすからである。しかし、以下の内容は注目 されるべきである。すなわち、所望の脂肪酸を含有する、期待した高価値のリン 脂質はエステル交換プロセス中に高程度の加水分解を許容するであろう。1 Sanko Gokumesaku The amount of water in the reaction system should be controlled. This is because a certain water activity As required for immobilized enzymes, too high a water content will result in too much phospholipid content. This is because it causes many undesirable hydrolysis. However, please note the following It should be. That is, the expected high value phosphorus containing the desired fatty acids. Lipids will tolerate a high degree of hydrolysis during the transesterification process.
好ましくは、反応系中の水の量は、固定化リパーゼの乾燥の5〜15%又は全反 応系の0.5〜1.5%、好ましくは0.1〜1.0%に想到すべきである。驚 くべきことに、このような低水分含量が十分であることが見出された。Preferably, the amount of water in the reaction system is 5-15% of the dryness of the immobilized lipase or 0.5-1.5%, preferably 0.1-1.0% of the reaction system should be reached. Surprise Surprisingly, it has been found that such a low water content is sufficient.
バッチ系において、固定化酵素は好ましくは5〜15重量%までに反応前に水和 されるであろう。連続カラム系において、水は前記の如く触媒を水和することに より、更に基質中に幾分かの水を溶解せしめることにより導入できる。In batch systems, the immobilized enzyme is preferably hydrated to 5-15% by weight before the reaction. will be done. In a continuous column system, water serves to hydrate the catalyst as described above. It can also be introduced by dissolving some water in the matrix.
エステル交換プロセスは、リン脂質並びに脂肪酸もしくは脂肪間エステルの双方 が流動態中で混和する、例えば酵素触媒を又活性化せしめるようなヘキサン、ヘ プタン、石油エーテル、又は塩素化炭化水素中に溶解するような条件下で行なわ れるべきであろう。別に、リン脂質は脂肪酸又は脂肪酸エステル中に直接溶解さ れるであろう。The transesterification process processes both phospholipids and fatty acids or interfat esters. be mixed in the flow state, e.g. hexane, which also activates the enzyme catalyst. under conditions such as dissolution in butane, petroleum ether, or chlorinated hydrocarbons. It should be. Alternatively, phospholipids can be dissolved directly in fatty acids or fatty acid esters. It will be.
プロセス温度は、固定化酵素の熱的安定性を考慮して選ばれるべきである。 の 場合、20〜60°Cが適当であろう。The process temperature should be chosen taking into account the thermal stability of the immobilized enzyme. of In this case, a temperature of 20 to 60°C would be appropriate.
極めて熱安定化の酵素に対しては80°C程度の温度を用いることができる。Temperatures as high as 80°C can be used for highly thermostable enzymes.
プロセスは、バッチ反応として行うことができ、ここで成分は反応時間中種やか に撹拌される。反応後、反応産物は単にデカント法又は濾過法により固定化酵素 から分離される。The process can be carried out as a batch reaction, where the components are mixed at different temperatures during the reaction time. is stirred. After the reaction, the reaction product is simply decanted or filtered to remove the immobilized enzyme. separated from
反応混合物中の固定化酵素の量は、典型的には1〜10%w / wであり、反 応時間は一般的には0.5〜72時間、好ましくは0.5〜24時間である。The amount of immobilized enzyme in the reaction mixture is typically 1-10% w/w, The reaction time is generally 0.5 to 72 hours, preferably 0.5 to 24 hours.
別に、プロセスは基質混合物(もし使用するなら更に溶剤)を固定化酵素の固定 床カラムに導入せしめることにより連続脂肪酸を酸化から保護するたことが必須 である。これは、窒素、ヘリウムもくしはアルゴンのような適当な非酸化性ガス でおおった状態で反応を行うことによって達成できる。Separately, the process involves immobilizing the substrate mixture (plus solvent if used) to immobilize the enzyme. It is essential to protect continuous fatty acids from oxidation by introducing them into bed columns. It is. This is a suitable non-oxidizing gas such as nitrogen, helium or argon. This can be achieved by carrying out the reaction while covered with
エヱli 本発明のプロセスは、脂肪アシルエステル基を有する所望種類のリン脂質に適用 することができる。このような天然リン脂質の例は、ホスファチジル セリン、 ホスファチジルグリセロール、ホスファチジル イノシトール、ホスファチジル エタノールアミン、およびジホスファジルグリセロールである。ホスフェート 基に対しエステル化される種々のヒドロキシ化合物を有する合成リン脂質も又処 理され得る。Elili The process of the invention can be applied to any desired type of phospholipid with fatty acyl ester groups. can do. Examples of such natural phospholipids are phosphatidyl serine, Phosphatidylglycerol, phosphatidyl inositol, phosphatidyl Ethanolamine and diphosphatylglycerol. Phosphate Synthetic phospholipids with various hydroxy compounds esterified to the groups are also treated. can be managed.
れるベ アシル 本発明方法は、所望の脂肪酸をリン脂質に導入するために用いることができる。Be Asil The method of the invention can be used to introduce desired fatty acids into phospholipids.
特に興味ある脂肪酸の幾つかの例は次の如くであるニ ー長鎖(C,〜C2□)多不飽和脂肪酸、例えばリルン酸、アラキドン酸、α− リルン酸、エイコサペンクエン酸、ドコサヘキサエン酸、又はγ−リルン酸であ る。これらは、リン脂質の生理学又は栄養学上の価値を改善するため導入される 。Some examples of fatty acids of particular interest are: -Long chain (C, ~C2□) polyunsaturated fatty acids, such as lilunic acid, arachidonic acid, α- lylunic acid, eicosapene citric acid, docosahexaenoic acid, or γ-lylunic acid. Ru. These are introduced to improve the physiological or nutritional value of phospholipids. .
一中鎖(C,〜C,z)又は長鎖(C+□〜C1,)飽和脂肪酸。Single chain (C,~C,z) or long chain (C+□~C1,) saturated fatty acids.
これらは、リン脂質の乳化性の改質、生理学的価値の改質又は酸化安定性の改善 のため導入される。These include modifying the emulsifying properties of phospholipids, modifying their physiological value, or improving their oxidative stability. Introduced for.
はエスール 本発明によれば、リン脂質に導入されるべきアシル基は遊離的又はそのエステル として与えられる。エステルは、特に短鎖(C1〜C3)アルキルエステル、特 にメチルエステル又はエチルエステルである。別に、エステルはトリグリセリド 、特に天然トリグリセリドである。is Essur According to the invention, the acyl group to be introduced into the phospholipid is free or its ester. given as. Esters are especially short chain (C1-C3) alkyl esters, especially methyl ester or ethyl ester. Separately, esters are triglycerides , especially natural triglycerides.
実施例 次の固定化リパーゼが実施例中に使用のため調製された:形質転換アスペルギル スオリゼ(Aspergillus oryzae)を培養することによって得 られたりシムコール マイヘイ(Rhizomucor n+1ehei)を、 マクロポーラスシリカ担体(ブース6、グレースケミカルズ社の製品)上に固定 化された。吸着は、触媒1g(乾燥重量)当たり166.560 L Uであっ た。Example The following immobilized lipase was prepared for use in the examples: transformed Aspergillus Obtained by culturing Aspergillus oryzae Rhizomucor n+1ehei Fixed on a macroporous silica carrier (Booth 6, product of Grace Chemicals) was made into The adsorption was 166.560 LU per gram of catalyst (dry weight). Ta.
カンジダ シリンドラセア(Candida cylindracea) (リ パーゼ6F、多糖産業)をアキュレルEP−100上に固定させた。吸着は触媒 1g(乾燥重量)当たり34,200LUであった。Candida cylindracea (Candida cylindracea) Pase 6F (Polysaccharide Sangyo) was immobilized on Accurel EP-100. Adsorption is a catalyst It was 34,200 LU per 1 g (dry weight).
例1 リン脂質として、ルーカスバイエル社製の商品エピクロン200を用いた。これ は最小95%のフオスファチジルコリン、最大4%のりゾーフオスファチジルコ リンおよび湿分並びに最大3%のオイル含量を含有する分別大豆レシチンである 。5.5gのエピクロン200を、12.0 gのデカン酸および90m1の石 油エーテル(沸点80〜100℃)と混合した。Example 1 As the phospholipid, Epiclon 200 manufactured by Lucas Bayer was used. this contains a minimum of 95% phosphatidylcholine and a maximum of 4% phosphatidylcholine. Fractionated soy lecithin containing phosphorus and moisture and up to 3% oil content . 5.5 g of Epicron 200, 12.0 g of decanoic acid and 90 ml of stone Mixed with oil ether (boiling point 80-100°C).
この混合物中でフォスファチジルコリンに対するデカン酸のモル比は約10対l である。The molar ratio of decanoic acid to phosphatidylcholine in this mixture is approximately 10 to l. It is.
乾燥重量125■に相当する固定化R,マイヘイ(R。Immobilized R, Maihei (R.
n+1ehei) リパーゼおよび固定化H,ラヌギノサ(lanuginos a)リパーゼの各々を秤量してバイアルに入れた。リパーゼをRマイヘイリパー ゼ(R,僧1ehei) リパーゼに対し1o%W/Wの水分含量までおよびH ,ラヌギノサ(H、Ianuginosa)リパーゼに対し11.3%w / wの水分含量まで室温で一夜加湿させた。n+1ehei) Lipase and immobilized H, lanuginos a) Each of the lipases was weighed into a vial. R Myhei Lipase Lipase Ze (R, Mon 1ehei) Up to 1o% W/W water content and H , 11.3% w/ for H. Ianuginosa lipase Humidified overnight at room temperature to a moisture content of w.
1.5mlの上記混合物を固定化リパーゼに添加した。次いで40℃で24時間 穏かに撹拌した。次いで基質を酵素触媒から分離した。1.5 ml of the above mixture was added to the immobilized lipase. Then at 40℃ for 24 hours Stir gently. The substrate was then separated from the enzyme catalyst.
基準として、1.5mlの基質を40″Cで24時間リパーゼなしで撹拌した。As a reference, 1.5 ml of substrate was stirred at 40''C for 24 hours without lipase.
ファスファチジルコリン中の脂肪酸の組成は、次の如く分析した:フォスファチ ジルコリンを脂肪酸から分解し次いで溶剤としてC)ICh : C1hOH: H2O(65: 25 : 4、v / v / vを用いシリカゲル60プ レート(メルク製品5721 )を有する薄層クロマトグラフィー法により脂肪 酸から分離した。溶出後、プレートを乾燥し、次いでヨード薫気によりバンドを 可視化した。フォスファチジルコリンに対応するバンドを引きさいて剥離した。The composition of fatty acids in phosphatidylcholine was analyzed as follows: Zircholine is decomposed from fatty acid and then used as a solvent C) ICh: C1hOH: Silica gel 60 plate using H2O (65:25:4, v/v/v) fat by thin layer chromatography method with Separated from acid. After elution, the plate was dried and the bands were removed using iodine fumes. Visualized. The band corresponding to phosphatidylcholine was peeled off.
剥離中のフォスフブチジルコリン中のエステル化された脂肪酸をメチル化し次い で脂肪アシルメチルエステルをガスクロマトグラフィー法で測定しかつ定量化し た。The esterified fatty acids in the phosphbutidylcholine during exfoliation are then methylated. Fatty acyl methyl esters were measured and quantified by gas chromatography. Ta.
結果は次の如くであった: 基準サンプル中のフォスファチジルコリンはデカン酸を含有しなかった。The results were as follows: The phosphatidylcholine in the reference sample did not contain decanoic acid.
R,マイヘイ(miehei)で処理したフォスファチジルコリンは、脂肪酸全 量の67%(W/W)Iでデカン酸を含有していた。The phosphatidylcholine treated with R. miehei is completely free of fatty acids. It contained decanoic acid in an amount of 67% (W/W) I.
H,ラヌギノサ(lanuginosa) リパーゼで処理したフォスファチジ ルコリンは、脂肪酸全量の43%(w/w)Iでデサン酸を含有していた。H, lanuginosa phosphatidium treated with lipase Lucorin contained desanoic acid at 43% (w/w) I of the total fatty acids.
両方の酵素触媒化実験に於て、反応基質中の約半分のフォスファチジルコリンは 、反応中に加水分解されていた(薄層クロマトグラフィー法から推定される)■ −又 例1と同様に行うが、12.0gのラウリン酸の代りに15.9gのミリスチン 酸を用いた。フォスファチジルコリンに対するミリスチン酸のモル比は約10対 1である。In both enzyme-catalyzed experiments, approximately half of the phosphatidylcholine in the reaction substrate was , was hydrolyzed during the reaction (estimated from thin layer chromatography method)■ -Also Proceed as in Example 1, but instead of 12.0 g of lauric acid, 15.9 g of myristic acid Acid was used. The molar ratio of myristic acid to phosphatidylcholine is approximately 10: It is 1.
R,マイヘイ(n+1ehei) リパーゼで処理したフォスファチジルコリン は、脂肪酸含量の73%(W/W)および56%(w / w )量でそれぞれ ミリスチン酸を含有した。R, Maihei (n+1ehei) Phosphatidylcholine treated with lipase are 73% (w/w) and 56% (w/w) of the fatty acid content, respectively. Contains myristic acid.
例1に記載した如(、酵素触媒化実験における約半分のフォスファチジルコリン は加水分解したものと推定した。As described in Example 1 (approximately half of the phosphatidylcholine in enzyme catalyzed experiments) was presumed to have been hydrolyzed.
前記基質および前記の如く同量のリパーゼ(LUで測定)を用いたエステルな種 に対して可溶性R,マイヘイ(miehei)リパーゼを用いる場合、本質中に 特開昭63−185.391に記載の如く、すなわち10%の水との反応混合物 中心で、本発明者等は24時間後、当初存在していたフォスファチジルコリンの 半分よりも著しくより多い量が加水分解され更に残りのフォスファチジルコリン がわずが38%(W/W)のミリスチン酸を含有していることを観察した。これ は、特開昭63−185、391に比較して本発明による改善を実証するもので ある。ester species using the substrate and the same amount of lipase (measured in LU) as described above. When using soluble R, miehei lipase, in essence As described in JP-A-63-185.391, i.e. reaction mixture with 10% water At the center, we found that after 24 hours, the amount of phosphatidylcholine initially present Significantly more than half of the amount is hydrolyzed and the remaining phosphatidylcholine was observed to contain 38% (W/W) myristic acid. this This demonstrates the improvement achieved by the present invention compared to JP-A-63-185, 391. be.
廿B 5.5gのエピクロン200を、14.0 gのラウリン酸および90m1の石 油エーテル(沸点80〜100°C)と混合した。廿B 5.5g Epicron 200, 14.0g lauric acid and 90ml stone Mixed with oil ether (boiling point 80-100°C).
この混合物において、フォスファチジルコリンに対するラウリン酸のモル比は約 10対1であった。In this mixture, the molar ratio of lauric acid to phosphatidylcholine is approximately The ratio was 10 to 1.
乾燥重量125■に相当する固定化R,マイヘイ(miehei)、H,ラヌギ ノサ(lanuginosa)およびC,シリドラセア(Cylindrace a)リパーゼの各々を秤量しバイアルに入れた。Immobilized R, miehei, H, Ranugi equivalent to a dry weight of 125 ■ lanuginosa and C, Cylindracea a) Each of the lipases was weighed into a vial.
R,マイヘイリパーゼおよびC,シリンドラセアリパーゼに対し10%w / wおよびH,ラヌギノサリバーゼに対しIl、3%w / wの水分含量まで、 リパーゼを室温で一夜加湿させた。10% w/ for R, Mayhei lipase and C, Cylindracea lipase w and H, Il for lanuginosalivase, up to a water content of 3% w/w; The lipase was allowed to humidify overnight at room temperature.
次いで例1における如く反応および分析を行った。The reaction and analysis were then carried out as in Example 1.
結果は次の如くであった。: 参考サンプル中のフォスファチジルコリンは、脂肪酸の全量の1.6%(W / W )の量でラウリン酸を有していた。The results were as follows. : Phosphatidylcholine in the reference sample was 1.6% (W/ It had lauric acid in an amount of W).
R,マイヘイ、C,シリンドラセア、又はH,ラヌギノサリパーゼで処理したフ オスファチジルコリンは、脂肪酸全量の51%(w/w)、30%(w/w) 、および40%(W/W)の量でそれぞれラウリン酸を含有していた。R, Mayhei, C, Cylindracea, or H, lanuginolipase-treated Osphatidylcholine accounts for 51% (w/w) and 30% (w/w) of the total amount of fatty acids. , and lauric acid in amounts of 40% (W/W), respectively.
例1における如く、酵素触媒化実験における約半分のフオスファチジルコリンは 、加水分解されたものと推定した。As in Example 1, about half of the phosphatidylcholine in enzyme catalyzed experiments is , it was assumed that it had been hydrolyzed.
例4 R,マイヘイリパーゼおよび次の基質を用い先の実施例と同様に行う二 0、1833 gのエビクロン 2000.6433gのα−リルン酸 3mlの石油エーテル(沸点80〜100°C)この基質において、フォスファ チジルコリンのα−リルン酸に対するモル比は約10対1である。Example 4 Two reactions were carried out as in the previous example using R, Mayhei lipase and the following substrates: 0.1833g of Ebicuron 2000.6433g of α-lylunic acid In this substrate, 3 ml of petroleum ether (boiling point 80-100°C) The molar ratio of tidylcholine to alpha-lylunic acid is approximately 10:1.
α−リルン酸の過剰酸化を避けるため、反応をアルゴンのおおいのもとで行った 。The reaction was carried out under an argon blanket to avoid over-oxidation of α-lylunic acid. .
結果は次の通りであった: 参考サンプルにおけるフォスファチジルコリンは、実質的にはラウリン酸は含有 していなかった。The results were as follows: Phosphatidylcholine in the reference sample does not substantially contain lauric acid. I hadn't.
R,マイヘイ又はH,ラヌギノサで処理したフォスファチジルコリンは、それぞ れ脂肪酸全量の53%(W/W)および43%(W / W )量でラウリン酸 を含有していた。Phosphatidylcholine treated with R, Mayhei or H, Lanuginosa, respectively. Lauric acid at 53% (W/W) and 43% (W/W) of the total amount of fatty acids. It contained.
先の例におけると同様に、酵素触媒化実験におけるフォスファチジルコリンの約 半分は加水分解されたものと推定した。As in the previous example, the approx. It was estimated that half of it was hydrolyzed.
例6 1n+1の石油エーテル(沸点80〜100°C)当たり、50■のラウリン酸 および10■のフォスファチジルエタノールアミン(リビノドブロダクツ社製、 等級1)を有する基質を調製した。Example 6 50 ■ lauric acid per 1n+1 petroleum ether (boiling point 80-100°C) and 10■ phosphatidylethanolamine (manufactured by Ribinodo Products, Inc., A substrate with grade 1) was prepared.
125■の乾燥重量に相当する固定化R,マイヘイリパーゼを秤量してバイアル に入れた。リパーゼを5%(W/W)の水分含量まで一夜加湿した。1.5ml の上記基質をリパーゼに添加し、次いで40°Cで12時間穏やかに撹拌した。Weigh the immobilized R, Mayhei lipase equivalent to a dry weight of 125 μm and place it in a vial. I put it in. The lipase was humidified overnight to a moisture content of 5% (W/W). 1.5ml of the above substrate was added to the lipase and then gently stirred at 40°C for 12 hours.
反応生成物の分析は先の実施例におけると同様に行った。Analysis of the reaction products was performed as in the previous example.
結果は次の通りであった: 参考サンプル中のフォスファチジルエタノールアミンは、実質的にラウリン酸( 0,5%(W/W)未満)を含有していなかった。The results were as follows: The phosphatidylethanolamine in the reference sample was substantially lauric acid ( 0.5% (W/W)).
リパーゼで処理したフォスファチジルエタノールアミンは、脂肪酸全量の40% (W/W)の量でラウリン酸を含有していた。Phosphatidylethanolamine treated with lipase accounts for 40% of the total amount of fatty acids. It contained lauric acid in an amount of (W/W).
薄層クロマトグラフィーから、反応基質中のフォスファチジルエタノールアミン の約半分が反応中に加水分解されたものと推定した。Phosphatidylethanolamine in the reaction substrate from thin layer chromatography It was estimated that about half of the amount was hydrolyzed during the reaction.
例7 フオスフアチジルエタノールアミンの代りにフォスファチジルグリセロール(リ ピノドプロダクツ社製、等級1)およびわずか30分の反応時間を用い、例5と 同様に行った。Example 7 Phosphatidylglycerol (replacement of phosphatidylethanolamine) Example 5, using Pinodo Products, grade 1) and a reaction time of only 30 minutes. I did the same.
結果は次の通りであった: 参考例におけるフォスファチジルコリンは、実質的にラウリン酸(0,5%(% )未満)を含有していなかった。The results were as follows: The phosphatidylcholine in the reference example was substantially lauric acid (0.5% (% )).
リパーゼで処理したフォスファチジルグリセロールは、脂肪酸全量の22%(W /W)の量でラウリン酸を含有していた。Phosphatidylglycerol treated with lipase is 22% (W) of the total amount of fatty acids. /W) in an amount of lauric acid.
酵素処理した反応生成物に関しての薄層クロマトグラフィーによれば、わずか小 量のりゾフォスファチジルグリセロールが観察された。しかし、未同定化合物の 新しいバンドが観察された。この化合物は、フォスファチジルグリセロールにお ける遊離のヒドロキシ基に対するラウリン酸のエステル化により生成されたもの であろう。未同定化合物の脂肪酸組成を分析し、39%(W/W)のラウリン酸 を含有することが見出された。Thin layer chromatography of the enzyme-treated reaction product revealed that only a small A large amount of sophosphatidylglycerol was observed. However, unidentified compounds A new band was observed. This compound is associated with phosphatidylglycerol. produced by esterification of lauric acid to free hydroxyl groups in Will. The fatty acid composition of the unidentified compound was analyzed, and 39% (W/W) of lauric acid was found to contain.
補正書の翻訳文提出書 (特許法第184条の8) 平成4年2月28日Submission of translation of written amendment (Article 184-8 of the Patent Law) February 28, 1992
Claims (19)
Applications Claiming Priority (2)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DK426089A DK426089D0 (en) | 1989-08-30 | 1989-08-30 | TRANSFER OF PHOSPHOLIPIDS |
DK4260/89 | 1989-08-30 |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
JPH05501497A true JPH05501497A (en) | 1993-03-25 |
Family
ID=8131839
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
JP2513236A Pending JPH05501497A (en) | 1989-08-30 | 1990-08-29 | Transesterification of phospholipids |
Country Status (4)
Country | Link |
---|---|
EP (1) | EP0489853A1 (en) |
JP (1) | JPH05501497A (en) |
DK (1) | DK426089D0 (en) |
WO (1) | WO1991003564A1 (en) |
Families Citing this family (4)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
US5445955A (en) * | 1992-05-25 | 1995-08-29 | The Nisshin Oil Mills, Ltd. | Immobilization of lipase on a polymer carrier containing epoxy and tertiary amino groups |
US5989599A (en) * | 1995-04-24 | 1999-11-23 | Nestec S.A. | Process for the interesterification of phospholipids |
IL158553A0 (en) * | 2003-10-22 | 2004-05-12 | Enzymotec Ltd | Method for preparing phosphatidylserine containing omega-3 acid moieties |
WO2006054183A2 (en) * | 2004-11-17 | 2006-05-26 | Natural Asa | Enzymatically synthesized marine phospholipids |
Family Cites Families (4)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DK402583D0 (en) * | 1983-09-05 | 1983-09-05 | Novo Industri As | PROCEDURE FOR THE MANUFACTURING OF AN IMMOBILIZED LIPASE PREPARATION AND APPLICATION |
JPS63105686A (en) * | 1986-10-24 | 1988-05-10 | Nippon Oil & Fats Co Ltd | Ester interchange method for phosphatidyl choline |
JP2630770B2 (en) * | 1987-01-27 | 1997-07-16 | 昭和産業株式会社 | Modification of phospholipids |
MY103640A (en) * | 1987-12-09 | 1993-08-28 | Kao Corp | Immobilized enzyme and esterification and interesterification therewith |
-
1989
- 1989-08-30 DK DK426089A patent/DK426089D0/en not_active Application Discontinuation
-
1990
- 1990-08-29 JP JP2513236A patent/JPH05501497A/en active Pending
- 1990-08-29 EP EP90914141A patent/EP0489853A1/en not_active Withdrawn
- 1990-08-29 WO PCT/DK1990/000223 patent/WO1991003564A1/en not_active Application Discontinuation
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
WO1991003564A1 (en) | 1991-03-21 |
EP0489853A1 (en) | 1992-06-17 |
DK426089D0 (en) | 1989-08-30 |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
CA1210409A (en) | Rearrangement process | |
US6605452B1 (en) | Fatty acid polyol ester-coated lipase complex immobilized on insoluble matrix | |
EP0320132B1 (en) | Immobilized enzyme and esterification and interesterification therewith | |
Cho et al. | Immobilization of lipase for effective interesterification of fats and oils in organic solvent | |
KR100774281B1 (en) | Surfactant-lipase complex immobilized on insoluble matrix | |
US5445955A (en) | Immobilization of lipase on a polymer carrier containing epoxy and tertiary amino groups | |
JPH08511159A (en) | Immobilized lipase | |
JPH05501497A (en) | Transesterification of phospholipids | |
WO1989006278A1 (en) | Immobilized lipase | |
JP3509124B2 (en) | Method for transesterification of fats and oils using immobilized lipase | |
JP2657887B2 (en) | Preparation method of immobilized enzyme | |
WO1991003565A1 (en) | Hydrolysis of phospholipids using immobilized lipase | |
US6284501B1 (en) | Interesterification of phospholipids | |
JP3734972B2 (en) | Method for preparing immobilized enzyme | |
JPS63214184A (en) | Immobilized enzyme and production thereof | |
JP2676470B2 (en) | Immobilized lipase, method for producing the same, and method for transesterifying oils and fats using the lipase | |
JP3037349B2 (en) | Enzyme-immobilizing carrier and method for producing immobilized enzyme | |
Khasanov et al. | State of fungal lipases of Rhizopus microsporus, Penicillium sp. and Oospora lactis in border layers water—solid phase and factors affecting catalytic properties of Enzymes | |
JPH0349684A (en) | Preparation of immobilized lipase agent | |
JP3720205B2 (en) | Method for producing partial glyceride | |
WO2003040091A2 (en) | Fat splitting process | |
AU773466B2 (en) | Surfactant-lipase complex immobilized on insoluble matrix | |
JPH06327486A (en) | Method for transesterification using immobilized enzyme | |
JPH0471491A (en) | Carrier for immobilizing enzyme and production of immobilized enzyme | |
JPH04258291A (en) | Immobilized enzyme and its production |